Eliminacion de Pseudomonas en El Agua de Mesa

AGRADECIMIENTOS
Me gustaría dar las gracias…
A mis padres por el esfuerzo y trabajo que han realizado y están realizando para
ofrecerme todas las oportunidades que disfruto. Gracias por vuestro apoyo, ánimo y
paciencia. También a mi familia y sobre todo a Tania por apoyarme en todo momento
y estar siempre a mi lado.
A Rosa por su ayuda y darme la oportunidad de hacer este trabajo de

investigación.
A mis compañeros de laboratorio por ayudarme siempre que lo he necesitado.
Gracias a todos.
ELIMINACIÓN DE PSEUDOMONA AERUGINOSA EN AGUAS
NATURALES MEDIANTE TÉCNICAS DE OXIDACIÓN AVANZADA
BASADAS EN OZONO
RESUMEN
La posible exposición de las personas a los agentes biológicos, como bacterias

patógenas, es uno de los principales factores de riesgo que están asociados al uso del
agua. Entre las principales bacterias patógenas causantes de enfermedades de origen
hídrico, se encuentran Enterococcus sp., Escherichia coli y P.aeruginosa todos ellos
considerados indicadores de contaminación fecal aunque P.aeruginosa es el indicador
de uso menos extendido y objetivo de este estudio de investigación.
Los tratamientos de desinfección más comunes, para la eliminación de

contaminantes microbiológicos presentes en el agua, son la cloración y la ozonización
directa. Sin embargo, los inconvenientes que presentan estos tratamientos, hacen que
se estudien otras vías de desinfección como los procesos de oxidación avanzada. En
este proyecto, se estudia la desinfección y eliminación de P.aeruginosa mediante
procesos de oxidación avanzada basados en ozono.
El objetivo de este proyecto de investigación es el estudio de la desinfección y

eliminación de P.aeruginosa mediante POAs basados en ozono. Dichos procesos son la
combinación de ozono y peróxido de hidrógeno (O3/H2O2), la combinación de ozono y
dióxido de titanio (O3/TiO2), y la combinación de ozono con peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio (O3/H2O2/TiO2). Se estudia el efecto del tiempo de tratamiento y tipo
de agente desinfectante. Además, mediante un estudio de las cinéticas de inactivación
bacteriana se evalúa la eficiencia de los tratamientos de desinfección aplicados en este
trabajo y se comparan los resultados con los obtenidos en el grupo de investigación,
Calidad y Tratamiento de Aguas de la Universidad de Zaragoza, en procesos de
potabilización de aguas naturales.
La adición de peróxido de hidrógeno al ozono mejora los resultados de

inactivación respecto al tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio y
peróxido de hidrógeno. Sin embargo, la combinación ozono con peróxido de hidrógeno
y dióxido de titanio supone una mejora sobre el tratamiento de ozono combinado con
dióxido de titanio tanto desde el punto de vista de inactivación como desde el punto de
vista de dosis de ozono.
Por otra parte, el uso de modelos de inactivación, puede predecir fielmente el

ritmo de mortandad de las poblaciones bacterianas de P.aeruginosa a la largo de un
proceso de desinfección.
Índice general
Índice General
Índice de Anexos ...…………………………………………………………………….…………………....III
Índice de figuras-Memoria....................................................................................................... V
Índice de figuras-Anexos ........................................................................................................ VI
Índice de tablas- Memoria ....................................................................................................... IX
Índice de tablas- Anexos.......................................................................................................... XI
Capítulo 1. Introducción y objetivos........................................................................................ 1
Capítulo 2. Contaminación microbiológica del agua ............................................................ 3
Capítulo 3. Desinfección del agua............................................................................................ 5
3.1. Desinfección convencional ................................................................................ 5

3.1.1. Cloro y derivados ...................................................................................... 5
3.1.2. Ozono .......................................................................................................... 5
3.2. Desinfección basada en POAs .......................................................................... 6
Capítulo 4. Procedimiento experimental ................................................................................ 8
4.1. Metodología analítica......................................................................................... 8

4.1.1. Análisis físico-químico ............................................................................. 8
4.1.2. Análisis microbiológico P.aeruginosa ..................................................... 8
4.2. Muestras............................................................................................................. 11
4.3. Descripción de experimentos. Materiales y reactivos ................................. 11
4.3.1. Ozono ........................................................................................................ 11
4.3.2. Dióxido de titanio.................................................................................... 12
4.3.3. Peróxido de hidrógeno ........................................................................... 12
4.4. Condiciones de operación de los ensayos propuestos ................................ 12
4.5. Modelos cinéticos de inactivación microbiana. Ajuste de datos
experimentales e índices de error ........................................................................ 13
4.5.1. Modelos cinéticos .................................................................................... 13
4.5.2. Ajuste de datos experimentales e índices de error ............................. 14
4.6. Tratamiento de los datos ................................................................................. 15
Capítulo 5. Resultados ............................................................................................................. 16
5.1. Resultados inactivación P.aeruginosa ............................................................. 16

5.1.1. Ozonización ............................................................................................. 16
5.1.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2) ................ 19
5.1.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2) .......................... 22
5.1.4. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio
(O3/H2O2/TiO2) ................................................................................................... 24
5.2. Modelización cinética ...................................................................................... 29
I
Índice general
5.2.1. Ozonización ............................................................................................. 30

(O3/H2O2/TiO2) ................................................................................................... 32
5.3. Análisis de los modelos cinéticos ................................................................... 33
5.3.1. Ozonización ............................................................................................. 33
(O3/H2O2/TiO2) ................................................................................................... 38
5.4 Estudio económico ............................................................................................ 39
Capítulo 6. Conclusiones ......................................................................................................... 40
Capítulo 7. Bibliografía ............................................................................................................ 42
II
Índice de Anexos
Índice de Anexos
ANEXO I. Normas de calidad microbiológica en aguas .................................................... 49
ANEXO II. Terminología microbiológica ............................................................................. 51
II.1. Bacterias ............................................................................................................ 51

II.2. Protozoos .......................................................................................................... 52
II.3. Virus .................................................................................................................. 53
II.4. Indicadores microbiológicos de contaminación fecal ................................. 53
II.4.1. Escherichia coli .......................................................................................... 54
II.4.2. Clostridium perfringes .............................................................................. 55
II.4.3. Enterococcus sp. ........................................................................................ 55
II.4.4. Pseudomona aeruginosa ............................................................................ 55
ANEXO III. Técnicas convencionales y procesos de oxidación avanzada ....................... 58
III.1. Desinfección convencional con ozono ......................................................... 61

III.2. Procesos de oxidación avanzada .................................................................. 63
III.2.1. Clasificación de los procesos de oxidación avanzada ...................... 63
III.2.2. POAs utilizados ..................................................................................... 64
ANEXO IV. Desarrollo de la metodología analítica físico-química .................................. 68
IV.1. Turbidez........................................................................................................... 68
IV.2. Conductividad ................................................................................................ 68
IV.3. pH ..................................................................................................................... 68
IV.4. Sólidos en Suspensión Totales (S.S.T) ......................................................... 68
IV.5. Peróxido de Hidrógeno ................................................................................. 68
ANEXO V. Metodología microbiológica............................................................................... 70
V.1. Fortificación de muestras con Pseudomona aeruginosa ................................ 70

V.2. Análisis de Pseudomona aeruginosa ................................................................ 70
ANEXO VI. Tratamientos basados en Ozono ...................................................................... 75
VI.1. Descripción detallada de la instalación de ozonización ........................... 75

VI.2. Calibración del ozonizador ........................................................................... 76
IV.2.1. Método Iodométrico ............................................................................. 76
IV.2.2. Recta de calibrado ................................................................................. 77
ANEXO VII. Modelos cinéticos de inactivación microbiana ............................................. 79
VII.1. Descripción de modelos ............................................................................... 79

VII.1.1. Modelo de Chick-Watson (1908) ........................................................ 79
VII.1.2. Modelo de Hom (1972) ........................................................................ 81
III
Índice de Anexos
VII.1.3. Modelo de bifásico de Pruitt y kamau (1993) ................................... 82

VII.1.4. Modelo de Mafart (2002) ..................................................................... 82
VII.1.5. Modelo de Gereard .............................................................................. 83
VII.2. Ajuste datos experimentales e índices de error ........................................ 83
ANEXO VIII. Estudio económico …………………………………………………………..86
ANEXO XI. Resultados............................................................................................................ 89
IX.1. Resultados Físico-químicos ........................................................................ 89

IX.2. Resultados de inactivación ......................................................................... 89
IX.2.1. Ozonización ........................................................................................... 89
IX.2.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2) .............. 92
IX.2.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2). ....................... 94
IX.2.4. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio
(O3/H2O2/TiO2). ................................................................................................... 96
IX.3. Cinéticas de inactivación............................................................................. 97
IX.3.1. Ozonización ........................................................................................... 97
IX.3.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2) .............. 99
IX.3.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2) ...................... 102
(O3/H2O2/TiO2) ................................................................................................. 104
IV
Índice de figuras- Memoria
Índice de figuras-Memoria
Figura 1. Apariencia de las colonias de P.aeruginosa en el agar de selectivo Centrimide . Método
de siembra superficie. .............................................................................................................. 9
Figura 2. Descripción de la instalación de ozonización. ......................................................................... 11
Figura 3. Curvas de supervivencia microbiana posibles (Fuente: Gyürék and Finch, 1998). ........... 13
Figura 4. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. N0 ≈ 7,2·108 UFC·100mL-

1. .................................................................................................................................................. 17
Figura 5. Comparativa en la inactivación de Enterococcus sp. (N0 ≈ 3,2·108 UFC· 100 mL-1), C.
perfringens (N0 ≈ 2,7·106 UFC· 100 mL-1) y E.coli (N0 ≈ 3,5·108 UFC· 100 mL-1) con la
obtenida para P.aeruginosa (N0 ≈ 7,2·108 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de
ozonización. .............................................................................................................................. 18
Figura 6. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de peroxona sobre la muestra de agua
fortificada con P.aeruginosa. N0 = 2,37·109 UFC·100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM. ...................... 20
obtenida para P.aeruginosa (N0 ≈ 2,37·109 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno. ............................................................................... 21
Figura 8. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con TiO2 sobre la
muestra agua fortificada. N0 = 2,1·109 UFC· 100 mL-1. [TiO2]= 1 g·L-1. ............................... 23
obtenida para P.aeruginosa (N0 ≈ 2,1·109 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozono
combinado con dióxido de titanio.......................................................................................... 24
Figura 10. Inactivación de P.aeruginosa. en el tratamiento O3/H2O2/TiO2 sobre la muestra de agua
fortificada. N0= 1,72·109 UFC·100mL-1. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1. ............................ 25
Figura 11. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O 3 (), O3/H2O2 (), O3/TiO2
(), H2O2/TiO2/O3 (). N0 ≈ 109 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM. [TiO2]=1 g L-1.............. 26
Figura 12. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O3 (), O3/H2O2 ()...................... 27
Figura 13. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O3/TiO2 (), H2O2/TiO2/O3 ()..... 27
Figura 14. Comparativa en la inactivación de Enterococcus sp. (N0 ≈ 7,5·107 UFC· 100 mL-1) y
E.coli (N0 ≈ 4,35·108 UFC· 100 mL-1) con la obtenida para P.aeruginosa (N0 ≈ 1,72·109
UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozono combinado con peróxido de hidrógeno
y dióxido de titanio. ................................................................................................................. 28
V
Índice de figuras- Anexos
Índice de figuras-Anexos
Figura A- I. Diagrama simplificado de la envoltura celular de bacterias grampositivas y
gramnegativas ........................................................................................................................... 52
Figura A- II. Técnica de aislamiento en superficie por agotamiento. ...................................................... 70
Figura A- III. Aspecto de colonias de P.aeruginosa en el agar centrimide ............................................ 71
Figura A- IV. Esquema del método de diluciones decimales seriadas. ............................................... 72
Figura A- V. Aspecto de las colonias de P.aeruginosa en las placas de Petri después de utilizar el
método de diluciones decimales seriadas de una muestra de agua y su posterior
análisis por el método de siembra en superficie. ................................................................ 72
Figura A- VI. Método de filtración por membrana (Millipore). ............................................................. 74
Figura A- VII. Aspecto de colonias de P.aeruginosa. Método de filtración de membrana. ................ 74
Figura A- VIII. Esquema de generación de ozono mediante descarga eléctrica. ................................ 75
Figura A- IX. Descripción de la instalación de ozonización. ................................................................. 76
Figura A- X. Curva de calibrado del ozonizador para un caudal de 50 L·h -1. Potencia de
ozonización 1,5 W y presión de oxígeno 1 bar. .................................................................... 78
Figura A- XI. Curvas de supervivencia microbiana posibles (Fuente: Gyürék and Finch, 1998)........ 80
Figura A- XII. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozonización
N0 (C.Perfringens) ≈ 106 UFC· 100 mL-1, N0 (Enterococcus sp.) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. ................................. 91
Figura A- XIII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozonización.
N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. ............................................ 91
Figura A- XIV. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno . N0 (C.Perfringens) ≈ 106 UFC· 100 mL-1
N0 (Enterococcus sp.) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04mM. ............................................................ 93
Figura A- XV. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozono combinado con
peróxido de hidrógeno. N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1.
[H2O2]=0,04mM. ........................................................................................................................ 93
Figura A- XVI. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozono
combinado con dióxido de titanio . N0 (C.Perfringens) ≈ 107 UFC· 100 mL-1,
N0 (Enterococcus sp.) ≈ 107 UFC· 100 mL-1. [TiO2]=1 g·L-1. ................................................................. 95
Figura A- XVII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozonización.
N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [TiO2]=1 g·L-1. ................... 95
Figura A- XVIII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozono combinado
con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio. N0 (Enterococcus sp.) ≈ 107 UFC· 100 mL-1,
VI
N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1
g·L-1. ............................................................................................................................................ 97
Figura A- XIX. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. ..................................................................... 97
Figura A- XX. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente
y los valores estimados por el modelo de Hom aplicados en la inactivación de
Figura A- XXI. Representación de la correlación entre los valores observados
experimentalmente y los valores estimados por el modelo de Mafart aplicados en la
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. ......................................... 98
Figura A- XXII. Representación de la correlación entre los valores observados
experimentalmente y los valores estimados por el modelo Bifásico aplicados en la
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. ......................................... 99
Figura A- XXIII. Representación de la correlación entre los valores observados
experimentalmente y los valores estimados por el modelo de Geereard aplicados en
la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. ..................................... 99
Figura A- XXIV. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno. .......... 100
Figura A- XXV. Representación de la correlación entre los valores observados
experimentalmente y los valores estimados por el modelo de Hom aplicados en la
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento con peroxona. ............................................ 100
Figura A- XXVI. Representación de la correlación entre los valores observados
Figura A- XXVII. Representación de la correlación entre los valores observados
Figura A- XXVIII. Representación de la correlación entre los valores observados
la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento con peroxona. ........................................ 102
Figura A- XXIX. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio. ................... 102
Figura A- XXX. Representación de la correlación entre los valores observados
VII
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de
titanio. ........................................................................................................................................ 103
Figura A- XXXI. Representación de la correlación entre los valores observados
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de
titanio. ........................................................................................................................................ 103
Figura A- XXXII. Representación de la correlación entre los valores observados
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento ozono combinado con dióxido de
titanio. ........................................................................................................................................ 104
Figura A- XXXIII. Representación de la correlación entre los valores observados
la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de
titanio. ........................................................................................................................................ 104
Figura A- XXXIV. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio. .................................................................................................................... 105
Figura A- XXXV. Representación de la correlación entre los valores observados
inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de
hidrógeno y dióxido de titanio. .............................................................................................. 105
Figura A- XXXVI. Representación de la correlación entre los valores observados
Figura A- XXXVII. Representación de la correlación entre los valores observados
Figura A- XXXVIII. Representación de la correlación entre los valores observados
la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido
de hidrógeno y dióxido de titanio. ......................................................................................... 107
VIII
Índice de tablas- Memoria
Tabla 1. Instrumentación, metodología, rango de medida y error de cada uno de los
instrumentos para la caracterización físico-química de las muestras. (Eaton et al.,
2005) ........................................................................................................................................... 8
Tabla 2. Equipos de laboratorio utilizados en los análisis microbiológicos. ....................................... 9
Tabla 3. Condiciones de operación de los tratamientos estudiados. .................................................... 13
Tabla 4. Modelos cinéticos de estudio aplicados. .................................................................................... 14
Tabla 5. Resultados físico-químicos en el tratamiento de ozonización sobre la muestra de agua
fortificada con P.aeruginosa. .................................................................................................... 16
Tabla 6. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del
tiempo. ....................................................................................................................................... 16
Tabla 7. Resumen de las condiciones en los tratamientos para la eliminación de P.aeruginosa,
Enterococcus sp., células vegetativas de C. perfringens y E.coli............................................. 19
Tabla 8. Resultados físico-químicos en el tratamiento de peroxona sobre la muestra de agua
Tabla 9. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e
inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo. .............................................................. 20
Tabla 10. Resultados fisco-químicos en el tratamiento de O3 combinado con TiO2 sobre el agua
Tabla 11. Condiciones del tratamiento de O3 combinado con TiO2 e inactivación de P.aeruginosa
a lo largo del tiempo. [TiO2]= 1 g L-1. ..................................................................................... 22
Tabla 12. Resultados físico-químicos en el tratamiento de O3/H2O2/TiO2 sobre la muestra agua
fortificada con P.aeruginosa. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1. .............................................. 24
Tabla 13. Condiciones del tratamiento de O3 combinado con TiO2 y H2O2 sobre la muestra agua
fortificada con P.aeruginosa. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1. .............................................. 25
Tabla 14. Resumen de los resultados obtenidos en los tratamientos de desinfección estudiados
para P.aeruginosa en comparación con E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens. ............... 29
Tabla 15. Parámetros cinéticos de los modelos matemáticos aplicados sobre la inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de peroxona. ......................................................................... 31
IX
P.aeruginosa en el tratamiento de O3/TiO2. ............................................................................ 31
Tabla 18. Parámetros cinéticos del modelo de Hom, modelo bifásico y modelo de Mafart
aplicados sobre la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de O3/TiO2/H2O2. ...... 32
Tabla 19. Comparación de los parámetros cinéticos de los modelos matemáticos aplicados sobre
la inactivación de P.aeruginosa con los obtenidos en el grupo de investigación para
E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens en el tratamiento de ozonización. ........................ 33
E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens en el tratamiento con peroxona. .......................... 35
E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens en el tratamiento de O3/TiO2. ............................... 36
E.coli, Enterococcus sp. en el tratamiento de O3/H2O2/TiO2. ................................................ 38
X
Índice de tablas- Anexos
Índice de tablas- Anexos
Tabla A- I. Subproductos de desinfección del cloro y el ozono. (Rivera et al.,2010) ........................... 61
Tabla A- II. Principales características físicas del ozono. ....................................................................... 62
Tabla A- III. Potenciales estándar de oxidación. ..................................................................................... 63
Tabla A- IV. Composición del agar Centrimide. ..................................................................................... 71
Tabla A-V. Tabla resumen de los resultados físico-químicos en los tratamientos estudiados
sobre las muestras de agua fortificadas con P.aeruginosa.................................................... 89
Tabla A-VI. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo largo
del tiempo .................................................................................................................................. 90
Tabla A- VII. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo
largo del tiempo. ....................................................................................................................... 90
Tabla A- VIII. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e
Tabla A- IX. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e
Tabla A- X. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio e
Tabla A- XI. Condiciones del tratamiento ozono combinado con dióxido de titanio e
Tabla A- XII. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo. ........................... 96
Tabla A- XIII. Condiciones del tratamiento ozono combinado con peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo. ........................... 96
XI
MEMORIA
Capítulo 1. Introducción y objetivos
Capítulo 1. Introducción y objetivos

El agua, además de ser el sustento de la vida en nuestro planeta es el compuesto
químico más abundante en la biosfera. Sin embargo, se estima que la cantidad total de
agua en nuestro planeta es de unos 1190 mil billones de m3 pero menos del 3% se
encuentra como agua dulce y la mayor parte de esta se encuentra almacenada en forma
de hielo en los cascos polares y glaciares, mientras que el resto se encuentra como agua
subterránea o superficial. Por lo tanto se puede considerar que las cantidades de agua
dulce son finitas (Marín, 2003).
En todo tipo de aguas los agentes biológicos son uno de los contaminantes más
importantes. Las bacterias patógenas son un agente biológico que producen un gran
riesgo para el hombre, ya que son la causa de enfermedades de origen hídrico. Por lo que
es necesario el control microbiológico del agua para evitar que puedan desembocar en
epidemias. En este trabajo se analiza la Pseudomona aeruginosa que se considera como
indicador de contaminación fecal, aunque de uso menos extendido que E.coli o
Enterococcus sp.
La cloración, técnica convencional utilizada en la desinfección de aguas, resulta

eficaz y económicamente rentable, aunque en presencia de materia orgánica produce
trihalometanos, compuestos cancerígenos para el hombre (Black & Veatch Corporation,
2010). Ante la creciente necesidad de encontrar alternativas económica y
medioambientalmente sostenibles, así como de evitar los inconvenientes de las técnicas
convencionales, se están investigando y desarrollando nuevos métodos de tratamiento
del agua, como son los procesos de oxidación avanzada (POAs). Estos procesos se basan
en la generación de especies reactivas de oxigeno (ROS), entre los que destaca el radical
hidroxilo por su elevado poder oxidante, tan solo superado por el del flúor (Parsons,
2014). Los POAs más utilizados incluyen la ozonización a elevado pH, el sistema
peroxona, la irradiación ultravioleta, la fotocatálisis y el proceso Fenton.
De los estudios publicados hasta la fecha sobre desinfección mediante POAs en

agua, la mayoría se centran en la inactivación de Escherichia coli, una bacteria gram-
negativa comúnmente utilizada como indicador de contaminación fecal (Rincón y
Pulgarín, 2003; Cho et al., 2004; Diao et al., 2004; Spuhler et al., 2010;…). En el presente
trabajo de investigación se ha seleccionado P.aeruginosa como bacteria de estudio, a pesar
de ser un indicador de contaminación fecal de uso menos extendido, se obtienen
aislamientos de esta bacteria del al 2 y el 8% de las heces de personas sanas (Hardalo,
1997). Esta bacteria es capaz de utilizar una enorme variedad de compuestos orgánicos
como sustrato para crecer, capacidad que le permite colonizar nichos en los que son
escasos los nutrientes que otros organismos pueden asimilar.
El objetivo principal del trabajo es el estudio de tratamientos de oxidación

avanzada basados en el ozono como técnica de desinfección y eliminación del indicador
bacteriano de contaminación fecal Pseudomona aeruginosa, presente en las aguas naturales.
Dicho objetivo se basa en los siguientes objetivos complementarios:
1
Eliminación de Pseudomona aeruginosa en aguas naturales mediante técnicas de oxidación avanzada basadas en ozono
1. Estudio de POAs en la desinfección y eliminación de P.aeruginosa basados en

ozono (O3), combinación de ozono y peróxido de hidrógeno (O3/H2O2),
combinación de ozono y dióxido de titanio (O3/TiO2), y la combinación de
ozono con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio (O3/H2O2/TiO2).
2. Estudio y aplicación de modelos matemáticos primarios sobre los resultados de
la inactivación de P.aeruginosa obtenidos en los distintos procesos de
desinfección.
3. Estudio de la influencia del tratamiento en función del germen patógeno a
partir de los resultados obtenidos en el grupo de investigación, Calidad y
Tratamiento de Aguas de la Universidad de Zaragoza.
2
Capítulo 2. Contaminación microbiológica del agua
Capítulo 2. Contaminación microbiológica del agua
Gérmenes patógenos de transmisión hídrica

Los principales microrganismos que existen en las aguas naturales y en las aguas
residuales son las bacterias, hongos, algas, protozoos, gusanos, rotíferos, crustáceos y
virus.
El número y desarrollo de bacterias y microrganismos depende de parámetros tales

como pH, temperatura, materia orgánica incorporada y existencia de oxígeno. Todos los
microrganismos requieren de un ambiente húmedo para su crecimiento.
Una clasificación básica es si el organismo requiere o no de una fuente externa de

materia orgánica. (Tebbutt, 1999). Se puede distinguir dentro de este grupo los
organismos autótrofos y los heterótrofos:
- Los organismos autótrofos son capaces de sintetizar sus requerimientos orgánicos a

partir de materia inorgánica y pueden crecer independientemente de las sustancias
orgánicas externas. Emplean dos métodos para poder alcanzar dicho fin, la fotosíntesis
y la quimiosíntesis.
- Los organismos heterótrofos requieren una fuente externa de materia orgánica, se
pueden distinguir tres tipos principales: los saprófobos, los fagótrofos y parátrofos.
Los saprófogos obtienen la materia orgánica soluble directamente del ambiente
circundante o por la digestión extracelular de compuestos insolubles. Los fagótrofos,
también llamados holozoicas, utilizan partículas orgánicas sólidas. Los parátrofos
obtienen la materia orgánica a partir de los tejidos de otros organismos, por lo que se
denominan parásitos.
Los organismos difieren además en sus requerimientos de oxígeno: los aerobios que
requieren de la presencia de oxígeno libre, mientras que los anaerobios existen en
ausencia del mismo. Las formas facultativas viven por lo general en ambiente con
oxígeno, pero pueden vivir en ambientes sin él si las circunstancias lo requieren. En lo
referente a la temperatura existen tres tipos principales de organismos: los sicrofílicos,
que viven a una temperatura cercana a los 0oC; los mesofílicos, que viven a temperaturas
comprendidas entre los 15oC y 40oC; y los termofílicos, que viven a temperaturas de 50oC
a 70oC. En la práctica se pueden encontrar organismos que viven en condiciones de
temperatura de 0oC a 70oC.
Los microrganismos son aquellos organismos de dimensiones microscópicas para

poder ser vistos a simple vista. Dentro de este grupo se encuentran un gran número de
organismos acuáticos. Los organismos superiores se identifican como plantas o animales.
La aplicación de tal diferenciación para identificar a los microrganismo es difícil debido a
las estructuras simples de sus células y se ha convenido denominar los protistas, los
cuales se dividen a su vez en procariotas y eucariotas. Los procariotas, son estructuras
celulares simples y pequeñas (<5µm) con núcleo rudimentario y un cromosoma. Su
3
reproducción es por fisión1 binaria. Los eucariotas, son células más grandes (>20µm) con
una estructura más compleja y que contienen varios cromosomas. Su reproducción puede
ser asexual o sexual y tienen ciclos de vida muy complejos. En esta clasificación se
incluyen los hongos, la mayoría de las algas y los protozoos.
Existe un grupo adicional de microrganismos, los virus, que no se pueden clasificar

en ninguno de las dos clases anteriores y, por esta razón se consideran por separado.
Se puede por tanto distinguir tres grupos de microrganismos diferentes que se

pueden transmitir a través del agua de abastecimiento: virus, bacterias y protozoos.
Dicha transmisión se realiza por la vía fecal-oral y se tiene lugar por la contaminación,
tanto directa como indirecta, de los recursos de agua por las aguas residuales o en
ocasiones por desechos de animales.
Las características microbiológicas del agua vienen regidas por la población de

microorganismos acuáticos que alberga y que afectan de un modo muy importante a su
calidad. Algunos de estos microorganismos pueden dañar de forma más o menos grave
la salud humana, tanto por sí mismos como mediante la producción de toxinas durante
su ciclo vital, dando lugar a las denominadas enfermedades de transmisión hídrica. La
forma más peligrosa de contaminación de agua es la que se produce, a través de la
transmisión fecal-oral, mediante la cual un microorganismo patógeno eliminado en las
heces humanas o de animales contamina el medio acuático y luego es ingerido. Los
microorganismos más numerosos que pueden albergar las diferentes masas de agua
existentes en nuestro planeta se pueden clasificar en bacterias, protozoos y virus
(Guimaraes et al., 2001; Tortor, 1993).
Pseudomona aeruginosa
El grupo de Pseudomonas se incluye dentro del grupo general de microorganismos
quimioheterótrofos aeróbicos gram-negativos. Se trata de bacilos flagelados, y
actualmente se conocen 30 especies distintas de este grupo.
La P.aeruginosa es un organismos oxidasa positivo, que no forma esporas ni se

encapsula y produce un pigmento azul verdoso característico denominado piocianina2.
En el tracto intestinal, tanto humano como animal, es uno de los microorganismos

más comunes además de ser uno de los más estudiados (ANEXO II). En 1895, Smith
sugirió una prueba para este microorganismo como índice de contaminación fecal,
estableciendo que su presencia en agua indica contaminación reciente. Hay
investigaciones que apoyan su uso sólo como indicador de origen exclusivamente
bacteriano (Moriñigo et al., 1990; Casteel et al., 2000).
Fisión: Forma de reproducción asexual que consiste en la división de una célula u organismo en dos
1
o más partes.
2 Pioncianina: Pigmento azul o verde azulado que puede ser extraído de P.aeruginosa con cloroformo.
4
Capítulo 3.Desinfección del agua
Capítulo 3. Desinfección del agua

La desinfección del agua puede realizarse de diversas formas, la más antigua se
basa en los mecanismos de desinfección naturales del agua. El agua que se filtra a
través del suelo y las rocas, llega a los acuíferos subterráneos, está libre de
microrganismos. Las aguas de manantial están libres de microrganismos patógenos.
Sin embargo, si el agua subterránea está a poca profundidad o si el terreno cercano está
muy cargado de desechos humanos y animales, la capacidad de filtración del suelo no
resulta suficiente originando la contaminación de los manantiales. (Spiro, 2004)
La definición formal de desinfección del agua se refiere a la destrucción de los

organismos causantes de enfermedades o patógenos presentes en ella. Los principales
organismos son bacterias, virus y protozoos (Arboleda, 2000).
La efectividad de un proceso de desinfección se mide por el porcentaje de

organismos muertos dentro de un tiempo, una temperatura y un pH fijados. La
resistencia de estos microrganismos varía según sus características morfológicas.
Los sistemas más adecuados para la prevención de la contaminación de las aguas

por microrganismos es mantener los suministros de agua alejados de vertidos de aguas
residuales y la aplicación de procesos de desinfección. Los desinfectantes más
habituales son el ozono, el dióxido de cloro y el cloro, siendo de todos ellos el cloro el
más común.
3.1. Desinfección convencional
3.1.1. Cloro y derivados

La desinfección con cloro se ha utilizado desde finales del siglo XIX para proteger
los sistemas de abastecimiento y sigue utilizándose en nuestros días con el mismo fin.
El cloro se puede aplicar en forma de cloro gas, hipoclorito sódico e hipoclorito cálcico.
El hipoclorito sódico, comúnmente conocido como lejía, se disocia muy bien en el agua
formando ácido hipocloroso según la [Ecuación 1]. El ácido hipocloroso, a su vez, se
disocia en ión hipoclorito conforme a la [Ecuación 2].
NaClO + H2O  HClO + Cl- + Na+ + H+ [1]
HClO  ClO- + H+ [2]
Si hay presencia de amoniaco en las aguas que se van a clorar, se formarán

cloraminas. Las cloraminas también tienen acción desinfectante, aunque inferior al
cloro. En el ANEXO III se presenta, de forma desarrollada, la desinfección
convencional utilizando cloro y derivados.
3.1.2. Ozono
A principios del siglo XX se empezó a utilizar el ozono como desinfectante del
agua del río Vesubio, en Niza. A lo largo de este siglo se extiende su uso no sólo a
5
tratamientos de potabilización de aguas, sino también en tratamientos de regeneración,

desinfección de equipos e instalaciones y aplicaciones en el sector farmacéutico,
alimentario y hospitalario (Etron Ecology, 2001; Guzel-Seydim et al., 2004).
El ozono es un gas de tonalidad azul muy inestable que se descompone

rápidamente produciendo oxígeno y que presenta un olor característico. Es un
desinfectante muy eficiente y un potente oxidante. Actúa sobre todo tipo de bacterias,
virus y protozoos y se estima que su eficacia de inactivación microbiana es alrededor
de 3.000 veces superior a la del cloro. Su potencial de oxidación es 2,07 V y es diez
veces más soluble en agua que el oxígeno.
Se genera “in situ” mediante un equipo denominado ozonizador a partir de aire

u oxígeno, introduciéndose en el agua a través de difusores porosos, hidroinyectores o
torres de contacto.
En el ANEXO III se presenta, de forma desarrollada, la desinfección convencional

utilizando ozono.
3.2. Desinfección basada en POAs
Los procesos de oxidación avanzada agrupan a un conjunto de procesos capaces

de generar especies reactivas de oxígeno. Dichas especies transitorias dentro de las que
se encuentran los radicales hidroxilo (·OH) poseen un alto poder oxidante y un ataque
poco selectivo, capaces de mineralizar o formar compuestos intermedios más
biodegradables que los iniciales e inactivar gérmenes. (Glaze, 1987)
Dentro de los POAs basados en ozono se encuentran los siguientes procesos:
Ozonización a alto pH
El ozono, en medio acuoso y bajo condiciones de pH elevado es capaz de generar

especies reactivas de oxígeno a través de lo que se conoce como “reacciones por vía
indirecta” (Hoigné y Bader, 1977; Lanao, 2012). Estas reacciones se traducen en la
producción de radicales libres hidroxilo por descomposición del ozono (Hoigné y Bader,
1983; Lanao, 2012).
El mecanismo de ataque de los radicales OH sobre los microorganismos se

traduce en una oxidación de los componentes estructurales de la pared y membrana
celular, similar a como actúa el ozono (Maness et al., 1999; Huang et al., 2000; Lanao,
2012). Los radicales (·OH) pueden ser más nocivos sobre los componentes de la
superficie celular que el ozono ya que su potencial de oxidación (2,70 V) es superior al
del ozono molecular (2,07 V) y pueden reaccionar no selectivamente con los
componentes de la estructura externa de la célula, que en ocasiones se resisten a la
acción del ozono (Cho y Yoon, 2006).
Sistema peroxona (O3/H2O2)
6
Capítulo 3.Desinfección del agua
El peróxido de hidrogeno es el oxidante más comúnmente utilizado en

combinación con el ozono. Su combinación se denomina sistema peroxona. La
formación de radicales hidroxilo se ve favorecido por el peróxido de hidrógeno, ya que
es un iniciador del mecanismo radicalario del ozono (Glaze et al., 1987; Staehelin y
Hoigné, 1982).
La efectividad microbicida de la peroxona depende en gran medida de varios

factores, entre los que destacan la relación H2O2/O3, la dosis de ozono aplicada, la
concentración de ozono residual, el tiempo de contacto, la calidad del agua y el tipo de
microorganismo estudiado (Wolfe, 1989).
En el ANEXO III se presenta, de forma desarrollada, la desinfección basada en el

sistema peroxona.
Ozonización catalítica (O3/TiO2)
Los catalizadores metálicos favorecen el mecanismo radicalario del ozono. Se

utilizan óxidos de metales de transición en fase sólida que muestran una alta actividad
catalítica (MnO2, TiO2, Al2O3) (Gracia et al., 1999; Oppenländer, 2003). Entre ellos, el
dióxido de titanio presenta la ventaja de no producir disolución de titanio en el agua
ozonizada, ya que con un pH mayor que 6, el titanio que se disuelve está por debajo
del límite de detección (Paillard et al., 1991).
Las propiedades químicas de los catalizadores se deben a la existencia de centros

activos en su superficie. En el caso concreto del dióxido de titanio, contiene sitios
ácidos de Lewis. En medio acuoso, este catalizador es capaz de intercambiar cationes o
aniones, generándose una carga positiva o negativa en su superficie, en función del pH
de la disolución (Rincón y Pulgarin, 2004; Miguel, 2010).
El proceso de ozonización catalítica requiere menos dosificación de ozono y se ve

menos afectado por atrapadores o “scavengers” de radicales presentes de manera
natural en el agua, como los hidrogenocarbonatos. (Lanao, 2012).
En el ANEXO III se presenta, de forma desarrollada, la desinfección basada en la

ozonización catalítica.
7
Capítulo 4. Procedimiento experimental
4.1. Metodología analítica
4.1.1. Análisis físico-químico

La Tabla 1 muestra la metodología normalizada de análisis de los parámetros físico-
químicos utilizados en la caracterización de las muestras analizadas durante los
tratamientos estudiados, así como la instrumentación relacionada, el rango de medida y
el error de dicha instrumentación.
Tabla 1. Instrumentación, metodología, rango de medida y error de cada uno de los instrumentos
para la caracterización físico-química de las muestras. (Eaton et al., 2005)
Rango Método
Parámetro Instrumento Marca Modelo Error
medida Normalizado
Método
pH 2 a 16  0,02
pH-metro Crison GLP 21 estándar1
Temperatura -20 a 150 °C  0,3 °C
4500- HB
0,01 a 19.999  0,5 μs Norma UNE
Conductividad Conductímetro Crison Basic 30
μs cm-1 cm-1 27888:1994
00 a 50 NTU Norma ISO

Turbidez Turbidímetro Hanna LP 2000 0,2 NTU
50 a 103 NTU 7027: 1999
2540D
Sólidos en Hach
Espectrofotómetro DR 2800 ± 0,1 mg L-1 Standard
suspensión Lange
methods
Espectro-
Thermos- Heλios
Absorbancia fotómetro -3 a 6 A ± 0,005 A ------------
pectronic α
UV/Visible
Peróxido de Test indicador de
Mercko 0,5 a 25
hidrógeno peróxidos (tiras Merck ------------ ------------
quant® mg L-1
residual reactivas)
Microq 0,05 a 4,00 ± 0,1

Ozono residual Test colorimétrico Merck ------------
uant® mg L-1 mg L-1
En el ANEXO IV se desarrolla la metodología analítica y la instrumentación

utilizada en este trabajo.
4.1.2. Análisis microbiológico P.aeruginosa

La bacteria oportunista para animales y plantas objeto de estudio en el presente
trabajo de investigación es P.aeruginosa.
8
Procedimiento normalizado
El cultivo y recuento de esta bacteria se realiza siguiendo el procedimiento descrito

en la Norma Europea EN ISO 16266:2008, que se adopta a la Norma Internacional ISO
16266:2006.
Equipos de laboratorio
Los equipos utilizados en el análisis microbiológico de P.aeruginosa se muestran en

la Tabla 2.
Tabla 2. Equipos de laboratorio utilizados en los análisis microbiológicos.
Instrumento Marca Modelo Función
Estufas de cultivo J.P. Selecta INCUDIGIT 36 L Cultivo bacteriológico.
Mantenimiento de ágares en
Baño termostático J.P. Selecta PRECISTEM 20 L
estado líquido.
Autoclave J.P. Selecta 437-P Esterilización del material.
Rampa de filtración Millipore Sistema Microfil Análisis microbiológico.
Mechero bunsen ------------ ------------ Crear condiciones de esterilidad.
Velp
Agitador Vortex ZX3 Mezcla de soluciones en tubos.
Scientifica
Medios de cultivo
El medio que se utiliza para el crecimiento microbiano de P.aeruginosa es el agar

Centrimide. Las colonias de P.aeruginosa adquieren un color azul verdoso en este tipo de
agar. La composición y preparación de este medio de cultivo se detalla en el ANEXO V.
Figura 1. Apariencia de las colonias de P.aeruginosa en el agar de selectivo Centrimide . Método

Métodos normalizados de siembra
de siembra superficie.
9
Se utiliza el método de siembra superficie (Standard Methods 9215.C [Clesceri et al.,

2005]) y el método de filtración por membrana (Norma Europea EN ISO 16266-2008) para
el cultivo de P.aeruginosa. El método de siembra superficie se utiliza cuando la población
bacteriana es mayor, mientras que el método de filtración por membrana se utiliza
cuando la población no es muy elevada. Para poder analizar volúmenes de muestra que
permitan un recuento adecuado de colonias de P.aeruginosa por el método de siembra
superficie se recurre a las diluciones decimales seriadas. En el ANEXO V se describen los
métodos de siembra superficie, filtración por membrana y el método de las diluciones
decimales seriadas.
Incubación
Las placas de Petri se invierten y se introducen en la estufa de incubación durante

(44 ± 4) horas a una temperatura de (36 ± 2) oC según establece la norma (UNE EN ISO
16266-2006).
Recuento e inactivación
Transcurrido el tiempo de incubación, se procede al recuento de las placas de Petri.

Para facilitar la labor del recuento se utiliza un contador de colonias (Interscience Scan
100) provisto de una luz que retroilumina la placa y permite una mejor visualización de
las colonias y de esta forma poderse contar con más exactitud.
El recuento en placa se basa en la suposición de que cada bacteria crece y se divide

para producir una sola colonia. Esto no siempre es cierto porque las bacterias con
frecuencia crecen unidas en cadena o agrupadas. Por consiguiente, a menudo una colonia
no se produce como resultado de una única bacteria. Para reflejar esta realidad los
recuentos en placa se indican como unidades formadoras de colonias (UFC) (Tortora et al.,
2007). Los datos de cada experimento realizado se expresan en UFC·100 mL-1.
Es importante que el número de colonias que aparecen en las placas no sea

demasiado grande, pues algunas colonias se pueden fusionar dando estimaciones
erróneas. También se debe evitar que el número de colonias sea demasiado bajo para que
el cálculo sea estadísticamente significativo. Cuando no se detecta ningún
microorganismo en la placa sembrada, el valor que se toma es 1 UFC·100 mL-1 para
permitir el cálculo posterior con logaritmos (Madigan et al., 2003). Para obtener el número
apropiado de colonias se diluye la muestra, tal y como se explica en el ANEXO V.
Tras seleccionar las placas con crecimiento adecuado, el recuento bacteriano se

obtiene aplicando la [Ecuación 3], donde Fd es el factor de dilución, es decir, la inversa de
la dilución seleccionada.
UFC UFC
  100 mL  Fd [3]
100 mL mL muestra filtrado
10
4.2. Muestras
Las muestras utilizadas proceden de las aguas superficiales del canal imperial de
Aragón. El canal imperial canaliza las aguas a partir de una derivación del río Ebro a la
altura del término municipal de Fontellas (Navarra), y abastece a varios municipios que
se encuentran a ambos lados del canal antes de llegar a Zaragoza.
La toma de muestras se lleva a cabo en Rosales del Canal antes de la captación de la

potabilizadora de Casablanca, instalación que abastece de agua potable a la ciudad de
Zaragoza. Se utilizan garrafas de 5 litros que han sido tratadas con hipoclorito sódico y
una vez en el laboratorio se procede a la conservación de las muestras a -20 oC hasta su
utilización.
Para poder estudiar la influencia de los tratamientos de desinfección objeto de

estudio se debe aumentar de manera artificial la concentración bacteriana originaria
presente en el agua natural, partiendo así de una muestra fortificada. Para obtener dichas
muestras fortificadas, se debe en primer lugar esterilizar las botellas de vidrio de Pyrex
de 1L y todo aquel material que va estar en contacto con el agua natural para eliminar las
bacterias presentes. Posteriormente, a partir de cultivos puros de P. aeruginosas que se
encuentran en el laboratorio y tras la preparación de suspensiones bacterianas
concentradas se añaden a las muestras de agua natural (Lanao, 2012). Las concentraciones
iniciales de P. aeruginosa de la muestras fortificadas objeto de estudio van desde 108
UFC·100mL-1 hasta 1,72·109 UFC·100mL-1.
4.3. Descripción de experimentos. Materiales y reactivos
4.3.1. Ozono
El ozono se genera “in situ” en el laboratorio mediante un ozonizador Fischer
modelo 500. El equipo consta de dos electrodos entre los que se establece un alto voltaje y
por los que fluye una corriente de oxígeno puro. En la descarga eléctrica que se produce,
se genera oxígeno atómico que al combinarse con el molecular produce una molécula de
ozono.
En la Figura 2 se muestra un esquema de la instalación de ozonización y en el

ANEXO VI se describe la instalación de ozonización.
Figura 2. Descripción de la instalación de ozonización.
11
4.3.2. Dióxido de titanio

El TiO2 utilizado en los tratamientos de ozonización es el comercial Degussa P25. La
concentración que se utiliza en los tratamientos en los que interviene es de 1g·L-1.
4.3.3. Peróxido de hidrógeno

El peróxido de hidrógeno comercial utilizado en los experimentos es de la marca
Carlo Erba con una concentración del 30% (v/v). La concentración que se utiliza en los
tratamientos en los que interviene es de 4,55·10-3 mLH2O2·L-1muestra.
4.4. Condiciones de operación de los ensayos propuestos
El caudal de oxígeno seleccionado para los ensayos es 50 L·h-1 y la dosis de ozono

generada con este caudal de oxígeno es de 894 mgO3·h-1.
El volumen de la muestra a tratar es 0,750 L y los ensayos se realizan a temperatura

ambiente (23 °C).
En los tratamientos de ozono combinado con peróxido de hidrógeno (peroxona) y

de ozono combinado con dióxido de titanio, las dosis de H2O2 y TiO2 aplicadas son de
0,04 mM (1,365 mgH2O2·L-1) y 1 g·L-1, respectivamente.
El reactor utilizado para los distintos tratamientos es un reactor de vidrio de Pyrex

con forma cilíndrica y una capacidad de 1L. Cada reactivo se adiciona directamente al
reactor de vidrio instantes antes de comenzar la dosificación de ozono. Para evitar que el
TiO2 se deposite en el fondo del reactor a lo largo del experimento, se introduce un imán
magnético en el reactor.
Cada experimento realizado corresponde con un tiempo de muestreo hasta un

máximo de 15 minutos con el fin minimizar el error que se produce al tomar volúmenes
de muestra. De cada experimento se toman muestras con el fin de evaluar la efectividad
de los tratamientos sobre la población bacteriana a tratar. El ozono residual en las
muestras tomadas se neutraliza con tiosulfato sódico 1N para evitar que estas dosis
residuales sigan ejerciendo su efecto bactericida sobre las poblaciones supervivientes. Del
mismo modo en los tratamientos en los que interviene el peróxido de hidrogeno se utiliza
catalasa3 con una concentración de 0,1g·L-1 para descomponerlo.
Cada tratamiento consta de 7 ensayos, cada ensayo corresponde a un tiempo y se

realizan por duplicado.
En la Tabla 3 se muestran los experimentos realizados así como las condiciones de

operación.
3 Catalasa: Enzima oxidante que descompone el peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno atómico.
12
Tabla 3. Condiciones de operación de los tratamientos estudiados.
Desinfección
POAs basados en O3
convencional
Tratamientos Ozonización O3/H2O2 O3/TiO2 O3/H2O2/TiO2
Numero de
14 14 14 14
experimentos
Intervalos de
0,4-1-5-8-11-15 0,4-1-5-8-11-15 0,4-1-5-8-11-15 0,4-1-5-8-11-15
tiempo
Concentración 4,55·10-3 4,55·10-3
- -
de H2O2 mLH O ·L-1muestra
2 2 mLH O ·L-1muestra
2 2
Concentración
- - 1gTiO ·L-1 muestra
2 1g TiO ·L-1muestra
2
de TiO2
4.5. Modelos cinéticos de inactivación microbiana. Ajuste de
datos experimentales e índices de error
4.5.1. Modelos cinéticos

La microbiología predictiva es una parte esencial de la microbiología que pretende
conocer la respuesta de las poblaciones microbianas frente a diversas condiciones
ambientales o tratamientos. Las curvas de inactivación microbiana presentan una de las
formas que se presentan en la Figura 3.
Figura 3. Curvas de supervivencia microbiana posibles (Fuente: Gyürék and Finch, 1998).
Los distintos modelos de inactivación bacteriana son modelos matemáticos

primarios que estudian la mortandad de las poblaciones bacterianas a lo largo de un
proceso de desinfección. Se utiliza la modelización cinética con la finalidad de simplificar
e idealizar fenómenos complejos (Lee y Nam, 2002), obteniendose expresiones
matemáticas que faciliten el diseño de un sistema de desinfección.
13
La Tabla 4 recoge los modelos matemáticos propuestos para describir las gráficas
de inactivación obtenidas en el presente trabajo de investigación. La selección de estos
modelos se realiza en base al principio de parsimonia según el cual los modelos han de
ser tan simples como sea posible, es decir, con el menor número de parámetros posible
(Gómez, 2005). La bondad del ajuste puede mejorar en gran medida añadiendo más
parámetros al modelo; sin embargo, en ocasiones, aumentar mucho el número de
parámetros puede llevar a que las predicciones no tengan sentido. En el ANEXO VII se
desarrollan los modelos matemáticos con más detalle.
Tabla 4. Modelos cinéticos de estudio aplicados.
Modelo Coeficientes
Ecuación integrada Referencias
cinético cinéticos
Nt Hom,
Modelo Log  k  C n  t m   K ap·t m Kap, n, m
de Hom N0 1972
 
Pruitt y
 Log P·e k1·t  1  P ·e
Nt k ·t
Modelo Log P,k1,k2 Kamau,
bifásico N0
1993
  
Modelo Nt t Mafart et
Log  ,p
de N0   al., 2002
Mafart
 ek max  SI 
Modelo Nt  ( N 0  N res )  e k max t   k max  SI
  N res
 k max t  Geeraerd
de  1  (e  1)  e  Kmax, SI
et al.,2000
Geeraerd
4.5.2. Ajuste de datos experimentales e índices de error

Para obtener los coeficientes cinéticos de cada modelo descritos anteriormente, es
necesario ajustar los valores experimentales a las correspondientes ecuaciones mediante
técnicas de regresión no lineal. Los parámetros de los modelos se ajustan a ecuaciones
mediante algoritmos interactivos basados en el método de los mínimos cuadrados
(Pernistky et al., 1995; Cho et al., 2003). En la actualidad, muchos programas informáticos
estadísticos permiten realizar estos ajustes. Entre ellos, en este trabajo experimental se
utiliza la herramienta Solver y la herramienta de GInaFiT del programa Microsoft Excel
(Geeraerd and Van Impe Inactivation Model Fitting Tool).
Para evaluar la calidad de los ajustes de los modelos a los datos experimentales
obtenidos se utilizan dos índices: el coeficiente de determinación (R2) expresado en la
[Ecuación 4] y el error cuadrático medio (ECM) determinado en la [Ecuación 5]. También
se utiliza con este propósito la representación gráfica de los valores estimados frente a los
obtenidos experimentalmente que se encuentra en el ANEXO IX.
14
  ~y
i 1
i  y 2
R2  [ 4]
 y
i 1
i  y 2
 ( ~y
i 1
i  y) 2
ECM  [ 5]
n
Para comparar modelos diferentes se representan gráficamente los valores

observados frente a los valores estimados. Si el modelo se ajusta perfectamente a los
datos, los puntos se encuentran distribuidos a lo largo de la línea de equivalencia. La
bondad del modelo será mayor cuanto más próximos estén los puntos a dicha línea
(Gómez, 2005).
4.6. Tratamiento de los datos
Los experimentos que se realizan en este trabajo de investigación se llevan a cabo

por duplicado. Se debe tener en cuenta que se trabaja con técnicas de desinfección
basadas en ozono y por tanto, dependen de la concentración de ozono consumida por la
muestra, no han podido contar con réplicas.
Se seleccionan las placas que albergan un intervalo de colonias entre 20 y 200 en el

método de siembra en superficie, mientras que en el método de filtración por membrana
se selección las placas que poseen un intervalo de colonias entre 30 y 300 (Clesceri et al.,
2005). Por debajo de ese límite inferior, el error es elevado y hay peligro de dar resultados
ajenos a la realidad. Por encima del límite superior, las colonias presentan problemas de
fusión.
Los resultados de inactivación bacteriana que se obtienen en los diferentes ensayos

se expresan a partir de la media [Ecuación 6]. En las gráficas con barras de error se
representa la media de los diferentes ensayos más menos su desviación estándar
[Ecuación 7].
N
X i
X  i 1
[6]
Nr
 X  X
Nr
2
i
S i 1
[7]
Nr 1
15
Capítulo 5. Resultados
5.1. Resultados inactivación P.aeruginosa
5.1.1. Ozonización
En la Tabla 5 se muestran los resultados obtenidos del análisis de los parámetros
físico-químicos en las muestras de agua fortificadas con P.aeruginosa antes y después del
tratamiento de ozonización.
Tabla 5. Resultados físico-químicos en el tratamiento de ozonización sobre la muestra de agua

fortificada con P.aeruginosa.
Condiciones Fisico-Químicas
Conductividad Turbidez
pH S.S.T (mg·L-1)
(µS·cm-1)(20oC) (U.N.T)
Iniciales 7,83 544 5,49 9
Finales 8,38 699 32,5 22
Se observan como el pH varía ligeramente respecto al valor inicial, mientras que

los valores finales de conductividad, turbidez y sólidos en suspensión aumentan
ligeramente respecto a los valores iniciales.
En la Tabla 6 se muestra el recuento de colonias, las reducciones logarítmicas de

P.aeruginosa y el O3 consumido, expresado en mgO3·L-1 para cada tiempo de muestreo.
Esta cantidad de ozono consumido por la muestra se calcula por la diferenecia entre el
ozono introducido y el ozono en exceso, tal y como se detalla en el ANEXO IX.
Las reducciones logarítmicas describen el nivel de rendimiento que un tratamiento

deberá lograr para cumplir los requisitos exigidos para ese tratamiento. Una reducción de
1 unidad logarítmica equivale al 90%, 2 unidades logarítmicas al 99% y así
sucesivamente. Es decir, un reducción de 4 unidades logarítmicas, o 99,99%, es mucho
mayor que una reducción de 1 unidad logarítmica.
Se observa una caída inicial brusca de las poblaciones, seguida de un periodo de

inactivación más lento que finaliza con una reducción bacteriana de aproximadamente
6,5 unidades logarítmicas.
Tabla 6. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del

tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Log(Nt/N0) 0 -2,16 -2,68 -4,04 -5,51 -5,93 -6,41
mg O3·L-1 consumido 0 1,13 4,87 14,31 27,48 69,89 104,57
16
La Figura 4 muestra los resultados gráficos del tratamiento de ozonización en el

que se representa la inactivación de P.aeruginosa en función del ozono (mgO3·L-1)
consumido por la muestra, así como la desviación estándar de los datos obtenidos en los
experimentos realizados. La mayor desviación obtenida en este tratamiento corresponde
a un valor de ± 0,57 unidades.
Figura 4. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. N0 ≈ 7,2·108 UFC·100mL-1.
Para alcanzar 4 unidades logarítmicas de inactivación (o una reducción del 99,99%)

la dosis de ozono necesaria es de 13,7 mg O3 L-1. La Agencia de Protección Ambiental de
los Estados Unidos recomienda una reducción de 1 logaritmo para el control de la
bacterias (USEPA, 2004), sin embargo, la elección de tomar como referencia 4 unidades
logarítmicas de inactivación está relacionada con ciertos resultados de la investigación
desarrollada dentro del grupo de investigación (Lanao, 2012).
El ozono en las muestras, además de reaccionar con las bacterias, oxida los sólidos
en suspensión y los compuestos orgánicos e inorgánicos que el agua normalmente
contiene. La materia orgánica que se encuentra en el medio reduce las cinéticas de
inactivación de P.aeruginosa al competir con las bacterias sobre las especies oxidantes
generadas durante el tratamiento de desinfección (Ireland, 1993). La formación de
agregados de microorganismos entre sí y con el material particulado puede afectar a la
eficiencia del tratamiento fortaleciéndose frente al ataque del desinfectante (Lanao, 2012).
Si se establece como referencia una dosis de 3 mg·L-1 de ozono, dosis utilizada

habitualmente en ETAPs en España (Mosteo et al., 2009), la eliminación logarítmica
alcanzada de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización es de 2,4 unidades
logarítmicas, valor inferior al establecido como necesario para inactivar P.aeruginosa.
Si se considera una desinfección total de la muestra tras los 15 minutos de

tratamiento, la ozonización consigue recuentos bacterianos finales bajos debidos
principalmente a la presencia de materia orgánica (Lanao, 2012).
La Figura 5 muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en los

tratamientos de ozonización llevados a cabo por el grupo de investigación para la
17
inactivación de Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli con los obtenidos en este Trabajo
Fin de Grado para P.aeruginosa.
perfringens (N0 ≈ 2,7·106 UFC· 100 mL-1) y E.coli (N0 ≈ 3,5·108 UFC· 100 mL-1) con la obtenida para
P.aeruginosa (N0 ≈ 7,2·108 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozonización.
La comparación de los resultados obtenidos en este tratamiento con los obtenidos

por el grupo de investigación, Calidad y Tratamiento de Aguas de la Universidad de
Zaragoza, para la eliminación de Enterococcus sp., células vegetativas de C. perfringens y
E.coli indican que para un nivel de inactivación de 4 órdenes de magnitud, la dosis de
ozono necesaria para la eliminación de P.aeruginosa es superior respecto a la dosis
requerida para la eliminación de Enterococcus sp. y células vegetativas de C. perfringens,
sin embargo es inferior a la requerida para E.coli . Las dosis requeridas para este nivel de
inactivación son aproximadamente 13,7 mg·L-1 de ozono, 18,4 mg·L-1 de ozono, 10,4 mg·L-
1 de ozono y 3,6 mg·L-1 de ozono para P.aeruginosa, E.coli, Enterococcus sp. y células
vegetativas de C. perfringens respectivamente. Si se comparan con la dosis de referencia
de 3 mg·L-1 de ozono, se observa que se produce una desinfección menor en el
tratamiento con la P.aeruginosa respecto a células vegetativas de C. perfringens, pero
superior respecto a E.coli y Enterococcus sp. Esta conclusión se sostiene con los
reducciones logarítmicas obtenidas para P.aeruginosa, E.coli, Enterococcus sp. y células
vegetativas de C. perfringens que son 2,4 unidades logarítmicas, 1 unidad logarítmica, 1,2
unidades logarítmicas y 2,8 unidades logarítmicas respectivamente.
Se debe tener en cuenta que tanto Enterococcus sp. como las células vegetativas de C.
perfringens son bacterias gram-positivas, y poseen mayor resistencia a los tratamientos
desinfectantes. La capa de peptidoglucano que poseen estas bacterias presenta
condiciones de mayor resistencia que en bacterias gram-negativas motivo por el cual no
resulta más fácil de romper. Las bacterias P.aeruginosa y E.coli son bacterias gram-
negativas y poseen una capa de peptidoglucano más débil. E.coli, Enterococcus sp. y
células vegetativas de C. perfringens son anaerobios, además E.coli, Enterococcus sp. son
18
anaerobios facultativos (pueden utilizar oxigeno diatómico si lo hay). Y P.aeruginosa es

aerobia por lo que pueden vivir y desarrollarse en presencia de oxigeno diatómico.
Se puede afirmar por tanto que la resistencia de P.aeruginosa para una misma dosis
de 3 mg·L-1 de ozono, es inferior respecto a células vegetativas de C. perfringens. Mientras
que para lograr un mismo nivel de inactivación de 4 unidades logarítmicas para la
eliminación de P.aeruginosa se requiere una dosis de ozono mayor a la requerido tanto
por Enterococcus sp. como por células vegetativas de C. perfringens . Sin embargo, se debe
tener en cuenta que las condiciones en que tienen lugar dichos tratamientos no son las
misma, tanto el volumen tratado, como el caudal de oxígeno y la dosis de ozono
generada son distintos. La Tabla 7 resume las condiciones en que tienen lugar los
distintos tratamientos.
Tabla 7. Resumen de las condiciones en los tratamientos para la eliminación de P.aeruginosa,

Enterococcus sp., células vegetativas de C. perfringens y E.coli.
Microorganismo
Células vegetativas de
Condiciones P.aeruginosa Enterococcus sp. E.coli
C. perfringens
Volumen de
0,75 1,5 1,5 0,75
muestra (L)
Caudal de O2
50 100 100 50
(L·h-1)
Potencia de
1,5 1,5 1,5 1,5
ozonización
Presión de
1 0,5 0,5 1
oxígeno
Dosis de O3
generado 897,88 578 578 846
(mgO3·h-1)
5.1.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2)

tratamiento con peroxona.
Tabla 8. Resultados físico-químicos en el tratamiento de peroxona sobre la muestra de agua

pH S.S.T (mg·L-1)
(µS·cm-1)(20oC) (U.N.T)
Iniciales 8,19 656 148 62
Finales 8,66 754 15 10
19
Se observan que, igual que el tratamiento de ozonización, el pH varía ligeramente

respecto al valor inicial, de mientras que los valores finales de conductividad, turbidez
y sólidos en suspensión aumentan significativamente respecto a los valores iniciales.

P.aeruginosa y el O3 consumido, expresado en mgO3·L-1 para cada tiempo de muestreo. Se
observa que al finalizar el tratamiento no se consigue una inactivación total de la
población inicial.
Tabla 9. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e

inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Log(Nt/N0) 0 -2,43 -2,90 -4,43 -6,37 -6,73 -7,33
mg O3·L-1 consumido 0 1,5 5,25 12,05 30,85 56,40 71,46
La Figura 6 muestra los resultados gráficos del tratamiento de O3 combinado con

H2O2 en el que se representa la inactivación de P.aeruginosa en función del ozono (mgO3·L-
1) consumido por la muestra, así como la desviación estándar de los datos obtenidos en
los experimentos realizados. Se observa que las mayores desviaciones de los datos
obtenidos en este tratamiento se encuentran entorno a ± 0,50 unidades. Se obtiene por
tanto, una desviación mayor que en el caso del ozono, sin embargo, las mayores
deviaciones corresponden a los últimos datos, no así en el caso del ozono, que la
desviación es más o menos constante en los diferentes ensayos.
Figura 6. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de peroxona sobre la muestra de agua

fortificada con P.aeruginosa. N0 = 2,37·109 UFC·100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM.
Se observa que la inactivación es mayor que en el caso de la ozonización. Se

produce una continuada reducción logarítmica hasta llegar a una desinfección cercana a
las 8 unidades logarítmicas.
El orden de inactivación fijado en el apartado 5.1 de 4 unidades logarítmicas de

inactivación se alcanza cuando la dosis de ozono es de 10,1 mg O3 L-1. Esta dosis es
20
inferior a la necesaria para alcanzar la misma desinfección en el tratamiento de

ozonización. Por lo tanto se pone de manifiesto el efecto positivo de la combinación de
ozono y peróxido en la desinfección.
Si se toma como referencia una dosis de 3 mg O3 ·L-1 la inactivación es de 2,6

unidades logarítmicas, es decir, se consigue una desinfección mayor para esta dosis
respecto al tratamiento de ozonización. La desinfección final obtenida en este
tratamiento, es muy superior en una unidad logarítmica al tratamiento basado en ozono.
Por lo tanto se pone de manifiesto el efecto positivo de la combinación de ozono y
peróxido en la desinfección.

tratamientos de ozono combinado con peróxido de hidrógeno llevados a cabo por el
grupo de investigación para la inactivación de Enterococcus sp., células vegetativas de C.
perfringens y E.coli con los obtenidos en este Trabajo Fin de Grado para P.aeruginosa.
P.aeruginosa (N0 ≈ 2,37·109 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozono combinado con peróxido
de hidrógeno.

por el grupo de investigación, Calidad y Tratamiento de Aguas de la Universidad de
Zaragoza, para la eliminación de Enterococcus sp., células vegetativas de C. perfringens y
E.coli indican que para un orden de inactivación fijado de 4 unidades logarítmicas para
P.aeruginosa se alcanza cuando la dosis de ozono es el doble de la requerida para la
inactivación de Enterococcus sp. , 4 veces mayor de la requerida para la inactivación de C.
perfringens, y la misma que la requerida para la inactivación de E.coli. Si se comparan con
la dosis de referencia de 3 mg·L-1 de ozono, se observa que se produce una desinfección
del mismo orden de magnitud en el tratamiento con la P.aeruginosa respecto a
Enterococcus sp., una desinfección menor respecto a células vegetativas de C. perfringens y
21
una desinfección mayor respecto a E.coli ya que los resultados obtenidos de inactivación
son para P.aeruginosa, Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli de 2,6 unidades logarítmicas,
2,6 unidades logarítmicas, 4,8 unidades logarítmicas y 1,2 unidad logarítmica
respectivamente. Se debe tener en cuenta, tal y como se afirma en el apartado 5.1.1, que
las condiciones en las que tienen lugar dichos tratamientos son diferentes, excepto para la
desinfección de E.coli cuyas condiciones son las mismas.
5.1.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2)

tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio.
Tabla 10. Resultados fisco-químicos en el tratamiento de O3 combinado con TiO2 sobre el agua
pH S.S.T (mg·L-1)
(µS·cm-1)(20oC) (U.N.T)
Iniciales 7,85 386 107 73
Finales 8,67 741 40,2 20
Se observa que el pH, la turbidez y los sólidos en suspensión varían del mismo
modo que en los tratamientos anteriores. El pH aumenta ligeramente su valor final
respecto del inicial, mientras que la turbidez y los sólidos en suspensión varían
significativamente sus valores finales. Sin embargo se produce una disminución de la
conductividad, hecho que en los tratamientos de ozonización y ozono combinado con
peróxido de hidrógeno no se da.

P.aeruginosa y el O3 consumido, expresado en mgO3·L-1 para cada experimento que
corresponde con un tiempo. Se observa que al finalizar el tratamiento no se consigue una
inactivación total de la población inicial.
Tabla 11. Condiciones del tratamiento de O3 combinado con TiO2 e inactivación de P.aeruginosa a
lo largo del tiempo. [TiO2]= 1 g L-1.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Log(Nt/N0) 0 -0,27 -1,78 -3,62 -4,80 -5,27 -6,49
mg O3·L-1 consumido 0 1,13 5,25 15,05 28,60 59,39 81,21

TiO2 en el que se representa la inactivación de P.aeruginosa en función del ozono (mgO3·L-
1) consumido por la muestra, así como la desviación estándar de los datos obtenidos en
22
los experimentos realizados. Se puede observar que las mayores desviaciones de los datos
obtenidos en este tratamiento se encuentran entorno a ± 0,90 unidades. Se obtiene por
tanto, una desviación mucho mayor que en los tratamientos con ozono y ozono
combinado con peróxido de hidrógeno.
Figura 8. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con TiO2 sobre la

muestra agua fortificada. N0 = 2,1·109 UFC· 100 mL-1. [TiO2]= 1 g·L-1.
Para alcanzar un nivel de inactivación de 4 unidades logarítmicas, la dosis de ozono

necesaria es 19,4 mg·L-1, dosis superior a la necesaria en los tratamientos de ozonización y
ozono combinado con peróxido de hidrógeno. Si se compara la inactivación para una
dosis de 3 mgO3·L-1 con la obtenida en los otros tratamientos se obtiene una desinfección
de 1 unidad logarítmica mientras que en los anteriores tratamientos se obtienen
desinfecciones próximas a las 3 unidades logarítmicas.

por el grupo de investigación, se observa que el orden de inactivación fijado de 4
unidades logarítmicas para la P.aeruginosa se alcanza cuando la dosis de ozono es
superior a la requerida para la inactivación de Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli,
siendo las dosis de ozono de 19,4 mgO3·L-1, 6,5 mgO3·L-1, 4,15 mgO3·L-1 y 4 mgO3·L-1 para
la P.aeruginosa, Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli respectivamente. Sin embargo al
comparar la inactivación para una dosis de referencia de 3 mgO3·L-1, se obtiene una
inactivación menor para la P.aeruginosa respecto a los Enterococcus sp., C. perfringens y
E.coli siendo sus valores de inactivación de 1 unidad logarítmica, 2,7 unidades
logarítmicas , 3,1 unidades logarítmicas y 3 unidades logarítmicas respectivamente.

tratamientos de ozono combinado con dióxido de titanio llevados a cabo por el grupo de
investigación para la inactivación de Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli con los
obtenidos en este Trabajo Fin de Grado para P.aeruginosa.
23
P.aeruginosa (N0 ≈ 2,1·109 UFC· 100 mL-1) en los tratamientos de ozono combinado con dióxido de
titanio.

(O3/H2O2/TiO2)
tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio.
Tabla 12. Resultados físico-químicos en el tratamiento de O3/H2O2/TiO2 sobre la muestra agua

fortificada con P.aeruginosa. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1.
pH S.S.T (mg·L-1)
(µS·cm-1)(20oC) (U.N.T)
Iniciales 7,83 766 76 71
Finales 8,38 842 63 53
Se observa que el pH, la conductividad, la turbidez y los sólidos en suspensión

varían del mismo modo que en los tratamientos de ozonización y ozono combinado con
peróxido de hidrógeno. El pH aumenta ligeramente su valor final respecto del inicial,
mientras que la conductividad, turbidez y los sólidos en suspensión varían
significativamente sus valores finales.
La presencia de peróxido de hidrógeno tras este tratamiento es prácticamente nula

ya que se neutraliza, de igual forma que en el apartado 5.1.2, con catalasa.
24

P.aeruginosa y el O3 consumido, expresado en mgO3·L-1 para cada tiempo de muestreo. Se
observa que al finalizar el tratamiento no se consigue una inactivación total de la
población inicial.
Tabla 13. Condiciones del tratamiento de O3 combinado con TiO2 y H2O2 sobre la muestra agua
fortificada con P.aeruginosa. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Log(Nt/N0) 0 -1,15 -3,66 -4,95 -5,84 -6,73 -6,86
mg O3·L-1 consumido 0 1,51 6,32 16,08 34,93 56,78 76,67

H2O2 y TiO2 en el que se representa la inactivación de P.aeruginosa en función del ozono
(mgO3·L-1) consumido por la muestra, así como la desviación estándar de los datos
obtenidos en los experimentos realizados. Se puede observar que las mayores
desviaciones de los datos obtenidos en este tratamiento se encuentran entorno a ± 0,95
unidades. Se obtiene por tanto, en este tratamiento, la mayor desviación por lo que se
puede afirmar que este ensayo posee un error mayor.
Figura 10. Inactivación de P.aeruginosa. en el tratamiento O3/H2O2/TiO2 sobre la muestra de agua

fortificada. N0= 1,72·109 UFC·100mL-1. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1.
Se observa que para una inactivación de referencia de 4 unidades logarítmicas la

dosis de ozono necesaria es 8,8 mgO3·L-1. Esta dosis de ozono es inferior a la que se
obtiene para la misma inactivación en los tratamientos de ozonización, ozono combinado
con peróxido de hidrógeno y ozono combinado con dióxido de titanio. Si se toma como
referencia una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 la inactivación que se obtiene es de 1,9
unidades logarítmicas. Esta inactivación es inferior a la que se obtiene en el tratamiento
de ozonización y ozono combinado con peróxido de hidrógeno, pero superior a la que se
obtiene en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio.
25
Esta combinación supone una mejora sobre el tratamiento de ozono combinado con
dióxido de titanio tanto desde el punto de vista de inactivación como desde el punto de
vista de dosis de ozono, pero no supone una mejora sobre el tratamiento de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno. Además, se debe destacar que los resultados de
inactivación final que se obtienen en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de
hidrógeno son más altos que en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de
hidrógeno y dióxido de titanio.
Si comparamos la dosis de ozono necesaria en este tratamiento para una

inactivación de 4 unidades logarítmicas respecto al tratamiento de ozono combinado con
peróxido de hidrógeno se obtiene conclusiones semejantes a las obtenidas por Dña.
Munia Lanao ya que en ambos casos la dosis de ozono requerida es superior en el
tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.Además, no existe mejora en este tratamiento respecto al tratamiento de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno ya que para una dosis de 3 mgO3·L-1 es superior la
inactivación lograda el tratamiento de combinación O3/H2O2 que en el tratamiento de
combinación de O3/H2O2/TiO2, siendo las inactivaciones obtenidas de 1,9 unidades
logarítmicas y 2,6 unidades logarítmicas para la combinación de O3/H2O2/TiO2 y la
combinación de O3/H2O2 respectivamente.

tratamientos de ozonización, ozono combinado con peróxido de hidrógeno, ozono
combinado con dióxido de titanio y combinación de ozono con dióxido de titanio y
peróxido de hidrógeno.
Figura 11. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O3 (), O3/H2O2 (), O3/TiO2 (),
H2O2/TiO2/O3 (). N0 ≈ 109 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM. [TiO2]=1 g L-1.
La Figura 12 muestra los una comparación gráfica de los valores obtenidos en los
tratamientos de ozono y ozono combinado con peróxido de hidrógeno para una
inactivación de 4 unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1.
26
Figura 12. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O3 (), O3/H2O2 ().
N0 ≈ 109 UFC·100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM.

tratamientos de ozono combinado con dióxido de titanio y ozono combinado con dióxido
de titanio y peróxido de hidrógeno para una inactivación de 4 unidades logarítmicas y
una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1.
Figura 13. Inactivación de P.aeruginosa tras los tratamiento con O3/TiO2 (), H2O2/TiO2/O3 ().
N0 ≈ 109 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM. [TiO2]=1 g L-1.
Mediante la comparación de los resultados obtenidos en este tratamiento con los

obtenidos por el grupo de investigación se llega a la conclusión que el orden de
inactivación fijado de 4 unidades logarítmicas para la P.aeruginosa se alcanza cuando la
dosis de ozono es menor que requerida para la inactivación de Enterococcus sp. y E.coli,
27
siendo dichas dosis de 8,8 mgO3·L-1, 15 mgO3·L-1 y 10,1 mgO3·L-1 para P.aeruginosa E.coli y
Enterococcus sp. respectivamente. Si se compara la inactivación para una dosis de
referencia de 3 mgO3·L-1, se obtiene una inactivación menor para P.aeruginosa respecto a
Enterococcus sp. y E.coli, siendo sus valores de activación de 1,8 para P.aeruginosa y 2,2
unidades logarítmicas tanto para E.coli como para Enterococcus sp.

tratamientos de ozono combinado con dióxido de titanio llevados a cabo por el grupo de
investigación para la inactivación de Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli con los
obtenidos en este Trabajo Fin de Grado para P.aeruginosa.
Figura 14. Comparativa en la inactivación de Enterococcus sp. (N0 ≈ 7,5·107 UFC· 100 mL-1) y E.coli
(N0 ≈ 4,35·108 UFC· 100 mL-1) con la obtenida para P.aeruginosa (N0 ≈ 1,72·109 UFC· 100 mL-1) en los
tratamientos de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio.
En la Tabla 14 se muestran un resumen de los resultados, utilizando como

indicadores de la desinfección 4 unidades logarítmicas de inactivación y 3 mgO3·L-1.
Además se incluyen los resultados obtenidos en estudios previos para Enterococcus sp.,
células vegetativas de C. perfringens y E.coli (Lanao, 2012; Esteban, 2013).
28
Tabla 14. Resumen de los resultados obtenidos en los tratamientos de desinfección estudiados para
P.aeruginosa en comparación con E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens.
Dosis de Ozono necesario

Inactivación para una
para la inactivación de 4
Tratamiento Microorganismo dosis de 3 mgO3·L-1
unidades logarítmicas
(unidades logarítmicas)
(mgO3·L-1)
P.aeruginosa 13,7 2,4
E.coli 18,4 1
Ozonización
Enterococcus sp. 10,4 1,2
C. perfringens 3,6 2,8
E.coli 10 1,2
O3/H2O2
C. perfringens 2,5 4,8
P.aeruginosa 19,4 1
E.coli 3,7 3,1

O3/TiO2
C. perfringens 6,5 3
O3/H2O2/TiO2 E.coli 14,2 2,4
En el ANEXO IX se compara gráficamente los mgO3·L-1 obtenidos para una

desinfección de referencia de 4 unidades logarítmicas, y la inactivación conseguida para
una dosis de 3 mgO3·L-1. Se compara los resultados obtenidos para P.aeruginosa con los
obtenidos en estudios previos en el grupo de investigación para Enterococcus sp., células
vegetativas de C. perfringens y E.coli (Lanao, 2012; Esteban, 2013).
5.2. Modelización cinética
Los datos experimentales de las curvas de inactivación de P.aeruginosa obtenidos

durante los tratamientos de ozonización, peroxona, ozono combinado con dióxido de
titanio y ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio O3/H2O2/TiO2,
se analizan a través de 4 modelos matemáticos, el modelo de Hom, el modelo bifásico, el
modelo de Mafart y modelo de Geereard.
29
5.2.1. Ozonización
Las Tablas 15, 16, 17 y 18 recogen los valores de los parámetros cinéticos obtenidos
tras aplicar los modelos matemáticos seleccionados sobre las curvas de inactivación de la
P.aeruginosa durante los tratamientos de ozonización, peroxona, ozono combinado con
dióxido de titanio y ozono combinado con dióxido de titanio y peróxido de hidrógeno,
respectivamente.
P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización.
Modelo de Hom
kap (min-1 · mg L-1) m ECM R2
P.aeruginosa
2,9 0,33 0,5029 0,99
Modelo bifásico
f k1 (min-1 ) k2 (min-1 ) ECM R2

P.aeruginosa
0,9982 12,96 0,63 0,4719 0,9796
Modelo de Mafart
p δ (min) ECM R2
P.aeruginosa
0,33 0,05 0,2730 0,99
Modelo de Geereard
SI kmax (min-1 ) ECM R2
P.aeruginosa
-7,40 0,80 0,1975 0,9964
Se obtienen valores de los índices de ajuste, error cuadrático medio y coeficiente de

correlación bastante aceptables por las siguientes razones. En primer lugar, los valores
del coeficiente de correlación (R2) son cercanos a 1. Y en segundo lugar, los resultados del
error cuadráticos medio (ECM) son muy cercanos a 0 a excepción de los modelos de Hom
y Bifásico.
30

P.aeruginosa en el tratamiento de peroxona.
Modelo de Hom
P.aeruginosa
3,3 0,28 0,119 0,97
Modelo bifásico

P.aeruginosa
0,999 1,55 0,28 1,055 0,92
Modelo de Mafart
p δ (min) ECM R2
P.aeruginosa
0,51 0,54 1,018 0,90
Modelo de Geereard
P.aeruginosa
-6,32 0,97 0,3299 0,99
Los valores de error cuadrático medio y coeficiente de correlación bastante buenos

ya que los valores del coeficiente de correlación (R2) son cercanos a 1. Además los
resultados del error cuadráticos medio (ECM) son muy cercanos a 0 a excepción de los
modelos de Mafart y Bifásico.

P.aeruginosa en el tratamiento de O3/TiO2.
Modelo de Hom
P.aeruginosa
2,8 0,29 0,146 0,9245
Modelo bifásico

P.aeruginosa
0,9972 4,31 0,63 0,273 0,99
Modelo de Mafart
p δ (min) ECM R2
P.aeruginosa
0,53 0,42 0,365 0,98
Modelo de Geereard
P.aeruginosa
-3,14 0,95 0,557 0,96
31
Se obtienen valores de los índices de ajuste, error cuadrático medio y coeficiente de

correlación bastante aceptables por las siguientes razones. En primer lugar, los valores
del coeficiente de correlación (R2) son cercanos a 1. Y en segundo lugar, los resultados del
error cuadráticos medio (ECM) son muy cercanos a 0 a excepción del modelo de
Geereard.

(O3/H2O2/TiO2)
Tabla 18. Parámetros cinéticos del modelo de Hom, modelo bifásico y modelo de Mafart aplicados
sobre la inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de O3/TiO2/H2O2.
Modelo de Hom
P.aeruginosa
3,1 0,31 0,518 0,961
Modelo bifásico

P.aeruginosa
1 8,64 0,45 0,341 0,992
Modelo de Mafart
p δ (min) ECM R2
P.aeruginosa
0,40 0,13 0,546 0,95
Modelo de Geereard
P.aeruginosa
0,13 9,71 0,888 0,946
Los valores de las constantes de velocidad de inactivación (kap en el modelo de

Hom y k1 y k2 en el modelo bifásico) son similares en los tratamiento de ozonización
peroxona y O3/TiO2 excepto el valor de K1 en el bifásico del tratamiento de ozonización
que muy superior. El valor del parámetro δ del modelo de Mafart es inferior en el
tratamiento de ozonización por lo que alcanzan la unidad logarítmica de inactivación en
menor tiempo.
A partir de los resultados del R2 (explicado en el apartado 4.5.2) se puede afirmar

que la precisión predictiva de la mayoría de los modelos es buena, ya que se obtienen
valores muy cercanos a 1. Sin embargo, la precisión predictiva del modelo Mafart,
excepto para el tratamiento con ozono combinado con peróxido de hidrógeno, no es
buena en comparación con los otros modelos.
Se puede afirmar a partir los valores obtenidos del ECM (explicado en el apartado
4.5.2) que los resultados predichos se asemejan a los resultados reales. Sin embargo, no se
puede afirmar que exista un perfecto acuerdo entre los valores predichos y los valores
reales en todos los modelos ya que los valores del ECM para algunos modelos son más
cercanos a 1 que a 0. Los valores del ECM del modelo Mafart y Bifásico para los
tratamientos con peroxona son un perfecto ejemplo.
32
En el ANEXO IX se muestra de manera gráfica los ajustes de los modelos aplicados

sobre la curva de inactivación de P.aeruginosa frente a los distintos tratamientos
estudiados.
Se puede afirmar que no todos los resultados observados se ajustan a los modelos
cinéticos aunque si se aproximan a éstos. Los resultados del tratamiento de ozonización
se ajustan bien con el modelo bifásico pero no con el modelo de Mafart. Del mismo modo,
en el tratamiento con peroxona, la nube de puntos que corresponde con los resultados
observados se ajusta mejor con el modelo bifásico y con el modelo Hom que con el
modelo Geereard. En el tratamiento de combinación de ozono con dióxido de titanio los
modelos cinéticos, a los que se les aproxima más los datos experimentales, son los
modelos bifásicos y Mafart. Y Finalmente, en el tratamiento de ozono combinado con
dióxido de titanio y peróxido de hidrógeno se obtiene que los resultados observados se
ajustan bien a los modelos cinéticos Hom y bifásico.
5.3. Análisis de los modelos cinéticos
En la Tablas 20, 21, 22 y 23 se comparan los parámetros obtenidos en los modelos

cinéticos para P.aeruginosa con los parámetros obtenidos en el grupo de investigación
para Enterococcus sp., C. perfringens y E.coli (Lanao, 2012; Esteban, 2013).
5.3.1. Ozonización
Tabla 19. Comparación de los parámetros cinéticos de los modelos matemáticos aplicados sobre la
inactivación de P.aeruginosa con los obtenidos en el grupo de investigación para E.coli, Enterococcus
sp. y C. perfringens en el tratamiento de ozonización.
Modelo de Hom
Microorganismo k ap (min-1·mg L-1) m ECM R2
P.aeruginosa 2,9 0,33 0,50 0,99
E.coli 3,268 0,20 0,24 0,99
Enterococcus sp. 3,001 0,26 0,69 0,94
C. perfringens 2,623 0,36 1,13 0,78
Modelo bifásico
Microorganismo f k1 (min-1 ) k2 (min-1 ) ECM R2
P.aeruginosa 0,9982 12,96 0,63 0,4719 0,98
E.coli 0,99997 8,48 0,15 0,044 0,99
Enterococcus sp. 0,999993 3,862 0,185 0,49 0,98
C. perfringens 0,99997 7,990 0,226 0,77 0,91
Modelo de Mafart
Microorganismo p δ (min) ECM R2
P.aeruginosa 0,33 0,05 0,27 0,99
E.coli 0,30 0,08 0,61 0,95
Enterococcus sp. 0,23 0,002 0,74 0,93
C. perfringens 0,36 0,07 1,14 0,78
33
Modelo de Geereard
Kmax
Microorganismo SL ECM R2
(min-1)
P.aeruginosa -7,40 0,80 0,19 0,99
C. perfringens 0,53 20,83 0,36 0,98
La constante de velocidad aparente (kap) del modelo de Hom para P.aeruginosa es

menor respecto a la obtenida para E.coli y Enterococcus sp., y mayor respecto a C.
perfringens. Lo que significa que se produce una inactivación bacteriana más rápida en la
E.coli y Enterococcus sp. respecto P.aeruginosa y más lenta en C. perfringens que en
P.aeruginosa. La constante empírica del modelo de Hom (m) es menor de 1 para todos los
microorganismos, por lo que las curvas tienen forma convexa.
En el modelo bifásico aplicado a los datos de inactivación de P.aeruginosa mediante

tratamientos basados en ozono respecto al obtenido para E.coli y Enterococcus sp. y C.
perfringens , se observa que este tratamiento es más efectivo para la eliminación de
P.aeruginosa ya que el valor de la constante k1 tiene un valor superior para este
microorganismo.
Según indica el modelo de Mafart, el tiempo necesario para reducir el primer ciclo
logarítmico decimal de la población de P.aeruginosa, E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens,
δ, es de tan solo décimas de segundo. El parámetro p indica que la forma de las curvas es
cóncava en todos los modelos ya que p es menor de la unidad.
La constante de velocidad específica de inactivación (Kmax) en el modelo de

Geereard para P.aeruginosa es mucho menor que la correspondiente para C. perfringens
por lo que la velocidad de inactivación para P.aeruginosa es más lenta que para C.
perfringens. El parámetro SL, es decir, el tiempo inicial durante el que la población de
bacterias disminuye más lentamente, de este modelo da un valor negativo para
P.aeruginosa a diferencia del valor para C. perfringens.
Los índices de error, ECM y R2, de los distintos modelos para estos
microorganismos indican que, en conjunto, existe una buena adecuación de los modelos a
los valores experimentales. Sin embargo, los modelos Hom y Mafart para C. perfringens se
adecuan peor a los valores experimentales.
34

sp. y C. perfringens en el tratamiento con peroxona.
Modelo de Hom
Microorganismo kap (min-1 · mg L-1) m ECM R2
P.aeruginosa 3,3 0,28 0,12 0,98
E.coli 4,24 0,20 0,06 0,99
Enterococcus sp. 4,321 0,21 0,58 0,96
C. perfringens 5,346 0,05 0,08 0,99
Modelo bifásico

P.aeruginosa 0,99999 1,55 0,28 1,055 0,92
E.coli 0,999973 10,10 0,53 0,089 0,99
Enterococcus sp. 0,999998 5,98 0,24 0,94 0,95
C. perfringens 0,999996 12,83 0,17 0,27 0,99
Modelo de Mafart

P.aeruginosa 0,51 0,54 1,02 0,90
E.coli 0,37 0,08 0,59 0,94
Enterococcus sp. 0,21 0,001 0,58 0,96
C. perfringens 0,07 5·10-11 0,10 0,99
Modelo de Geereard
Microorganismo SL Kmax (min-1) ECM R2
P.aeruginosa -6,32 0,97 0,33 0,99
En el modelo de Hom la constante de velocidad aparente (kap) del modelo para

P.aeruginosa es menor respecto a la obtenida para E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens.
Lo que significa que se produce una inactivación bacteriana más rápida en E.coli,
Enterococcus sp. y C. perfringens respecto P.aeruginosa. La constante empírica del modelo
de Hom (m) es menor de 1 para todos los microorganismos, por lo que las curvas tienen
forma convexa.
El valor k1 del modelo bifásico en este tratamiento, indica que este tratamiento es
más efectivo para la eliminación de E.coli y Enterococcus sp. y C. perfringens, mientras que
para la eliminación de P.aeruginosa no es tan efectivo ya que su valor es muy inferior al
obtenido para los otros microorganismos.
En el modelo de Mafart, δ, el tiempo necesario para reducir el primer ciclo

logarítmico decimal de la población de E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens es inferior
35
en comparación con P.aeruginosa. El parámetro p indica que la forma de las curvas es

cóncava en todos los modelos para los distintos microorganismos ya que p es menor de la
unidad.
A partir de los índices de error, ECM y R2, se puede afirmar que existe una buena
adecuación de los modelos a los valores experimentales. Sin embargo, los índices de error
en los modelos Hom y Mafart para P.aeruginosa, indican que no existe una buena
adecuación de los modelos a los valores experimentales.

sp. y C. perfringens en el tratamiento de O3/TiO2.
Modelo de Hom
P.aeruginosa 2,8 0,29 0,15 0,92
E.coli 4,10 0,17 0,13 0,99
Enterococcus sp. 4,072 0,22 0,58 0,95
C. perfringens 2,77 0,36 0,90 0,86
Modelo bifásico

P.aeruginosa 0,9972 4,31 0,63 0,27 0,99
E.coli 0,999914 20,32 0,50 0,15 0,99
Enterococcus sp. 0,9999991 6,04 0,19 0,94 0,94
C. perfringens 0,999995 8,78 0,25 1,05 0,96
Modelo de Mafart

P.aeruginosa 0,53 0,42 0,36 0,98
E.coli 0,17 2,22·10-4 0,13 0,99
Enterococcus sp. 0,22 0,001 0,58 0,95
C. perfringens 0,37 0,06 0,90 0,86
Modelo de Geereard

P.aeruginosa -3,14 0,95 0,56 0,96
C. perfringens 0,41 15,33 0,21 0,99

menor respecto a la obtenida para E.coli y Enterococcus sp., y mayor respecto a C.
perfringens. Lo que significa que se produce una inactivación bacteriana más rápida en la
36
E.coli y Enterococcus sp. respecto P.aeruginosa y más lenta en C. perfringens que en

P.aeruginosa. La constante empírica del modelo de Hom (m) es menor de 1 para todos los
En el modelo bifásico, aplicado a los datos de inactivación de P.aeruginosa mediante

tratamientos basados en ozono combinado con dióxido de titanio respecto al obtenido
para E.coli y Enterococcus sp. y C. perfringens , se observa que este tratamiento es menos
efectivo para la eliminación de P.aeruginosa ya que el valor de la constante k1 tiene un
valor inferior para este microorganismo.
Según indica el modelo de Mafart, el tiempo necesario para reducir el primer ciclo
logarítmico decimal de la población de P.aeruginosa, E.coli, Enterococcus sp. y C. perfringens,
δ, es de tan solo décimas de segundo. Sin embargo, a partir del valor de δ se puede
afirmar que se requiere un tiempo mayor para reducir el primer ciclo logarítmico para
P.aeruginosa que para el resto de microorganismos. El parámetro p indica que la forma de
las curvas es cóncava en todos los modelos ya que p es menor de la unidad.
La constante de velocidad específica de inactivación (Kmax) en el modelo de

Geereard para P.aeruginosa es mucho menor que la correspondiente para C. perfringens
por lo que la velocidad de inactivación para P.aeruginosa es más lenta que para C.
perfringens. El parámetro SL, es decir el tiempo inicial durante el que la población de
bacterias disminuye más lentamente, da un valor negativo para P.aeruginosa a diferencia
del valor para C. perfringens.
Los índices de error, ECM y R2, de los distintos modelos para estos
microorganismos indican que, en conjunto, existe una buena adecuación de los modelos a
los valores experimentales.
37

(O3/H2O2/TiO2)
sp. en el tratamiento de O3/H2O2/TiO2.
Modelo de Hom
P.aeruginosa 3,1 0,31 0,552 0,96
E.coli 3,27 0,20 0,085 0,99
Enterococcus sp. 3,18 0,19 0,26 0,97
Modelo bifásico

P.aeruginosa 1 8,64 0,45 0,341 0,992
E.coli 0,999901 7,51 0,26 0,07 0,99
Enterococcus sp. 0,99991 5,93 0,18 0,16 0,99
Modelo de Mafart

P.aeruginosa 0,40 0,13 0,546 0,95
E.coli 1,13 0,65 0,95 0,81
Enterococcus sp. 0,19 0,002 0,26 0,97
Modelo de Geereard

P.aeruginosa 0,13 9,71 0,13 0,946

similar para los otros dos microorganismos, sin embargo se puede afirmar su valor es
menor para P.aeruginosa que para E.coli y Enterococcus sp.,lo que significa que se produce
una inactivación bacteriana más rápida en la E.coli y Enterococcus sp. respecto P.aeruginosa.
La constante empírica del modelo de Hom (m) es menor de 1 para todos los
En el modelo bifásico, aplicado a los datos de inactivación de P.aeruginosa mediante

tratamientos basados en ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio respecto al obtenido para E.coli y Enterococcus sp., se observa que este tratamiento
es más efectivo para la eliminación de P.aeruginosa ya el valor de la constante k1 tiene un
valor superior para este microorganismo.
En el modelo de Mafart, δ, el tiempo necesario para reducir el primer ciclo

logarítmico decimal de la población de P.aeruginosa. es inferior en comparación con la de
E.coli y superior en comparación con la de Enterococcus sp. El parámetro p indica que la
38
forma de las curvas es cóncava en todos los modelos para los distintos microorganismos
ya que p es menor de la unidad.
A partir de los índices de error, ECM y R2, se puede afirmar que existe una buena
adecuación de los modelos a los valores experimentales.
5.4 Estudio económico
La Tabla 23 muestra los tiempos de tratamiento calculados para inactivar un ciclo

logarítmico decimal de P.aeruginosa y el coste asociado a cada tratamiento. En el ANEXO
VIII se presenta, de forma desarrollada, el estudio económico realizado.
Tabla 23. Coste de los tratamientos estudiados para la inactivación de 1 unidad logarítmica de
P.aeruginosa.
Ozonización O3/H2O2 O3/TiO2 O3/H2O2/TiO2

Tiempo inactivación 1
0,031 0,0199 0,45 0,36
unidad log(min)
Coste electricidad (€/m3) 0,000828 0,000532 0,0120 0,00962
Coste O3 (€/m )
3 0,00167 0,00107 0,0242 0,0194
Coste H2O2 (€/m3) ------- 0,00105 ------ 0,00105
Coste TiO2 (€/m3) ------- ------- 1,55 1,55
Coste total(€/m3) 0,00167 0,00212 1,5742 1,57045
De los resultados obtenidos se deduce que el tratamiento de ozonización y

peroxona resultan más económicos, a pesar de que el tratamiento de peroxona tiene el
coste añadido del peróxido de hidrógeno.
39
Capítulo 6. Conclusiones
A partir de los resultados de inactivación de P.aeruginosa obtenidos en los distintos
tratamientos de desinfección aplicados se concluye que:
- Se puede conseguir eliminar de las aguas P.aeruginosa de manera eficaz usando POAs
de manera alternativa a los procesos convencionales.
- Las características físico-químicas de las muestras estudiadas tras los distintos
tratamientos varían de la siguiente forma. El pH aumenta ligeramente su valor
mientras que la turbidez y los sólidos en suspensión disminuyen en menor o mayor
medida sus valores respecto a los iniciales, excepto en el tratamiento de ozonización.
La conductividad aumenta su valor en los tratamientos estudiados.
- Si se tiene en cuenta que la carga biológica de la aguas del Canal Imperial de Aragón,
antes y después de su tratamiento de potabilización puede alcanzar niveles de hasta
104 UFC·100 mL-1 (Lanao, 2012), se puede afirmar con los resultados que se han
obtenido que la inactivación bacteriana en todos los tratamientos es equivalente a
una eliminación superior del 99,99%.
- La adición al ozono de H2O2 mejora los resultados de inactivación respecto al
tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio y peróxido de hidrógeno. Sin
embargo, la combinación ozono con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio
supone una mejora sobre el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio
tanto desde el punto de vista de inactivación como desde el punto de vista de dosis
de ozono.
- Si se utiliza ozono combinado con otros elementos como desinfectante del agua, se
observa que la presencia de materia orgánica disminuye la acción bactericida del
ozono al competir las bacterias presentes en el agua con las especies reactivas
generadas. Este fenómeno se observa dado que los valores de S.S.T y Turbidez
disminuyen su valor en estos tratamientos.
- Los mejores resultados finales de inactivación de P.aeruginosa se obtiene con el
tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno. Los tratamientos de
ozonización y consiguen inactivar de manera efectiva las poblaciones de P.aeruginosa.
- Las curvas de inactivación que presenta la bacteria objeto de este estudio responde a
funciones que presentan cola y no a funciones lineales.
- En los tratamientos de ozonización y ozono combinado con peróxido de hidrógeno,
la inactivación para dosis de ozono bajas es superior al obtenido en los otros dos
tratamientos.
- De los resultados del estudio económico se deduce que los tratamientos de
ozonización y peroxona resultan más económicos, que los tratamientos de ozono
combinado con dióxido de titanio y al tratamiento de combinación de ozono con
peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio. En este último se puede destacar que el
coste a pesar del coste asociado del peróxido de hidrógeno, resulta más rentable que
el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio, siendo el dióxido de
titanio el producto que eleva más el coste de estos tratamientos.
40
Capítulo 6. Conclusiones
A partir de los resultados de la modelización cinética en la inactivación de

P.aeruginosa y su comparación con los parámetros de los modelos cinéticos obtenidos en
el grupo de investigación para E.coli, Enterococcus sp. y células vegetativas de C.
perfringens se concluye que:
- Los resultados obtenidos en el laboratorio se ajustan bien a los modelos matemáticos

Hom, Mafart, Bifásico y Geereard.
- Los índices de error, ECM y R2, de los distintos modelos para estos microorganismos
indican que, en conjunto, existe una buena adecuación de los modelos a los valores
experimentales obtenidos.
- Los resultados del tratamiento de ozonización se ajustan bien con el modelo bifásico
pero no con el modelo de Mafart. Del mismo modo, en el tratamiento con peroxona,
la nube de puntos que corresponde con los resultados observados se ajusta mejor con
el modelo bifásico y con el modelo Hom que con el modelo Geereard. En el
tratamiento de combinación de ozono con dióxido de titanio los modelos cinéticos, a
los que se les aproxima más los datos experimentales, son los modelos bifásicos y
Mafart. Y Finalmente, en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio y
peróxido de hidrógeno se obtiene que los resultados observados se ajustan bien a los
modelos cinéticos Hom y bifásico.
- La sensibilidad y velocidad de inactivación de P.aeruginosa en comparación con
Enterococcus sp. y C. perfringens para los tratamientos estudiados es mayor. Sin
embargo es inferior en comparación con E.coli, ya que es, a pesar de ser
gramnegativa, igual que P.aeruginosa, una bacteria más débil.
- Se puede afirmar que las curvas de inactivación del modelo de Hom en todos los
tratamientos para los microorganismos estudiados tiene forma convexa (m<1).
Además, según este modelo, se produce una inactivación más rápida en E.coli y
Enterococcus sp. que en P.aeruginosa.
- A partir de los parámetros del modelo bifásico se puede afirmar que los tratamientos
de ozonización y combinación de O3/H2O2/TiO2 son más efectivos para la eliminación
de P.aeruginosa mientras que los otros tratamientos estudiados son más efectivos para
la eliminación de E.coli y Enterococcus sp. y C. perfringens.
- Los parámetros obtenidos en el modelo Mafart indican que para reducir el primer
ciclo logarítmico decimal se requieren décimas de segundo para los microorganismos
estudiados en la ozonización. Un mayor tiempo para P.aeruginosa en los tratamientos
de combinación de ozono con peróxido de hidrógeno y ozono con dióxido de titanio.
Y un tiempo inferior para reducir el primer ciclo logarítmico para P.aeruginosa que
para E.coli, pero superior en comparación con Enterococcus sp.
- Los parámetros del modelo de Geereard indican que la velocidad de inactivación
para P.aeruginosa es más lenta que para C. perfringens en los tratamientos de
ozonización y ozono combinado con dióxido de titanio.
41
Capítulo 7. Bibliografía
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45
ANEXOS
Anexo I. Normas de calidad microbiológica en aguas
ANEXO I. Normas de calidad microbiológica en aguas
La Ley 14/1986 General de Sanidad establece la obligación de las Administraciones

públicas sanitarias de orientar sus actuaciones prioritariamente a la promoción de la
salud y la prevención de las enfermedades. Es por ello que las actividades y productos
que, directa o indirectamente, puedan tener consecuencias negativas para la salud deben
ser sometidos a un control sanitario. En lo que respecta al uso al cual va a ir destinado un
suministro de agua, las normas de calidad microbiológica exigidas son más o menos
estrictas.
La Orden del 11 Mayo de 1988 relativa a las aguas prepotables establece la

obligatoriedad de controlar coliformes fecales y totales, estreptococos fecales y Salmonella
spp. para clasificar las aguas superficiales destinadas a la producción de agua potable en
categoría A1, A2, A3 o peor que A3. Salvo el parámetro Salmonella, que tiene asociado un
valor imperativo, el resto de parámetros microbiológicos cuentan con valores indicativos
deseables.
La Directiva 2006/7/CE relativa a la gestión de la calidad de las aguas de baño

establece obligatorio realizar el recuento de E.coli y Enterococcus sp. En función de los
resultados, el agua posee una calidad suficiente, buena o excelente.
En lo referente a la calidad exigida en las aguas aptas para peces, la Directiva

2006/44/CE no indica ningún parámetro microbiológico a controlar.
En el Real Decreto 140/2003, transposición al marco legislativo español de la

Directiva 98/83/CE, por el que se establecen los criterios sanitarios de la calidad del agua
de consumo humano, se establecen como parámetros microbiológicos de obligado
análisis E.coli, Enterococcus sp. y Clostridium perfringens (incluidos los esporos). El recuento
de colonias a 22 °C y de coliformes son sólo parámetros indicadores. En el caso de
incumplimiento de estos parámetros indicadores, la autoridad sanitaria valora la
calificación del agua como “apta o no para el consumo humano” en función del riesgo
para la salud.
Finalmente, el RD 1620/2007 establece el régimen jurídico de la reutilización de las

aguas depuradas. Los parámetros microbiológicos que se deben analizar en este tipo de
aguas, en función del uso al cual van a ir destinadas. E.coli y nemátodos (al menos los
géneros Ancylostoma, Trichuris y Ascaris) deben ser analizados para todos los usos
establecidos. El análisis de Legionella también es obligatorio para todos los usos de agua
establecidos salvo para el uso ambiental, que no contempla su control. Salmonella spp.
únicamente es contemplada en las aguas regeneradas con fines agrícolas e industriales.
Por último, controlar Taenia saginata y Taenia solium es obligatorio si el agua se destina a
regar pastos para consumo de animales productores de carne, ya que son los
hospedadores intermediaros de estos parásitos.
El RD 742/2013 de 27 de Septiembre, por el que se establecen los criterios técnico-

sanitarios de las piscinas y aguas de baño. Los parámetros microbiológicos que se deben
analizar en este tipo de aguas son E. coli, P.aeruginosa y Legionella spp.
49
Bibliografía
Directiva 2006/113/CE del Parlamento Europeo y del Consejo de 12 de diciembre de
2006 relativa a la calidad exigida a las aguas para cría de moluscos.
Directiva 2006/44/CE del Parlamento Europeo y del Consejo de 6 de septiembre de

2006 relativa a la calidad de las aguas continentales que requieren protección o mejora
para ser aptas para la vida de los peces.
Directiva 2006/7/CE del Parlamento Europeo y del Consejo de 15 de febrero de 2006

relativa a la gestión de la calidad de las aguas de baño y por la que se deroga la Directiva
76/160/CEE.
RD 1620/2007 de 7 de diciembre, por el que se establece el régimen jurídico de la

reutilización de las aguas depuradas. BOE 294 de 8 de diciembre de 2007.
Orden de 11 Mayo de 1988 sobre características básicas de calidad que deben ser
mantenidas en las corrientes de aguas superficiales cuando sean destinadas a la
producción de agua potable. BOE 124 de 24 de mayo de 1988.
50
Anexo II. Terminología microbiológica
ANEXO II. Terminología microbiológica
Las características biológicas y microbiológicas del agua vienen regidas por la

población de microorganismos acuáticos que alberga y que afectan de un modo muy
importante a su calidad. Algunos de estos microorganismos pueden dañar de forma más
o menos grave la salud humana, tanto por sí mismos como mediante la producción de
toxinas durante su ciclo vital, dando lugar a las denominadas enfermedades de
transmisión hídrica. Estas tienen una incidencia especialmente acusada en los países en
vías de desarrollo, e incluso cada vez más frecuentemente en los desarrollados. En los
países en vías de desarrollo se estima que el 80% de las enfermedades y más de un tercio
de las muertes están asociadas a la utilización y consumo de aguas contaminadas
(Guimaraes et al, 2001).
Las enfermedades de transmisión hídrica componen un grupo importante de

enfermedades que suelen aparecer en brotes epidémicos, algunos de ellos de graves
consecuencias para amplios grupos poblacionales, y cuya común particularidad es que se
transmiten a través de aguas contaminadas por distintos agentes biológicos
(microorganismos patógenos) y se manifiestan por cuadros importantes de diarreas
agudas.
La forma más peligrosa de contaminación de agua es la que se produce, a través de

la transmisión fecal-oral, mediante la cual un microorganismo patógeno eliminado en las
heces humanas o de animales contamina el medio acuático y luego es ingerido.
En términos globales se estima que las enfermedades transmitidas por el agua son
responsables de más de 2 millones de muertes anuales, en especial en niños menores de 5
años. Esto equivale a un choque de 20 aviones por día y representa un 15% de todas las
muertes en el grupo de edad mencionado (Tortor et al, 1993). Los microorganismos
patógenos se transmiten sobre todo por la ingestión del agua que los contenga, aunque
también se pueden transmitir por contacto con personas o animales infectados, o por
exposición a aerosoles ricos en estos patógenos. Por otro lado, el contenido
microbiológico de un agua puede afectar al desarrollo posterior de olores y sabores en esa
agua, incluso después de su correcta potabilización.
Los microorganismos más numerosos que pueden albergar las diferentes masas de
agua existentes en nuestro planeta se pueden clasificar en bacterias, protozoos y virus
(EPA, 1999).
II.1. Bacterias
Las bacterias son organismos unicelulares que pueden vivir como autótrofos o
como heterótrofos y aprovechar el alimento soluble. Varían en tamaño de 0,5 a 5 µm. Sus
formas también son variadas, lo que permite su identificación y clasificación. Algunas
bacterias tienen la capacidad de formar esporos como por ejemplo el Clostridium
perfringens. El esporo es un elemento de protección frente a radiaciones, desecación,
temperatura, altas presiones y frente a la entrada de sustancias químicas. El fenómeno de
51
esporulación bacteriana está codificado a nivel genético y representa una etapa inactiva
cuya durabilidad permite a la célula sobrevivir largos periodos de tiempo hasta que de
nuevo encuentra un medio idóneo que le permita activarse de nuevo.
Existen dos grupos principales en los que la mayoría de las bacterias se pueden
dividir de acuerdo a su respuesta a la tinción de Gram4. Estos dos grupos son: bacterias
grampositivas y bacterias gramnegativas. La pared de la bacterias grampositivas
consisten en una única capa homogénea, de 20 a 80 nm de grosor, de peptidoglicano
situada externamente a la membrana plasmática. En cambio, la pared de las bacterias
gramnegativas contienen una capa de peptidoglicano de 2 a 7 nm cubierta por una
membrana externa de 7 a 8 nm de grosor. Puesto que su pared de peptidoglicano es más
gruesa, las paredes de las células grampositivas son más resistentes a la presión osmótica
que las gramnegativas. En la Figura A- I se observa la diferencia en la envoltura celular
de las bacterias grampositivas y gramnegativas.
Figura A- I. Diagrama simplificado de la envoltura celular de bacterias grampositivas y

gramnegativas
II.2. Protozoos
Los protozoos son microorganismos unicelulares. La mayoría son de vida libre y

pueden encontrarse en el agua de manera natural; sin embargo, varias especies son
parásitas y viven de sus hospedadores. En condiciones difíciles se encuentran en forma
de quistes5 o huevos. Los huevos de Cryptosporidium y quistes de Giardia son los más
comunes en aguas con presencia de contaminación fecal. Ambos protozoos son muy
persistentes en el medio ambiente y muy resistentes a los tratamientos convencionales de
desinfección. (Venczel et al., 1997; EPA, 1999).
4 Tinción de Gram: procedimiento que se utiliza para diferenciar organismos en base a sus
características de tinción. La tinción de Gram divide las bacterias en dos clases: gramnegativas y
grampositivas.
5 Quiste: Formación patológica en forma de bolsa o cavidad limitada por una membrana y que
contiene algún fluido de diversa naturaleza desde normal hasta neoplásica.
52
II.3. Virus
Los virus son macromoléculas de ácido nucleico (desoxirribonucleico (DNA) o

ribonucleico (RNA)) rodeadas por una cubierta protectora proteica. Se consideran formas
vivas sólo cuando infectan a una célula y adquieren la capacidad de reproducirse,
atributo clave de los sistemas vivos. Su tamaño oscila desde 20nm a 300nm, siendo
necesaria microscopía electrónica para su visualización y estudio. Pueden atravesar filtros
que permiten la retención de bacterias e infectar a personas, animales, plantas o incluso
bacterias (bacteriófagos) (Madigan et al., 2003). Al contrario que las bacterias, los virus no
están presentes en el ser humano de manera natural. Cuando las personas enferman por
causa de un virus, generalmente se eliminan del cuerpo humano en grandes cantidades
mediante las heces.
Los virus se clasifican atendiendo al tipo de ácido nucleico que los conforma y a su
morfología, la cual responde a tres formas principales: simetría icosaedrica, helicoidal y
compleja.
Muchas especies de virus se transmiten vía aguas naturales, ríos, arroyos, lagos y
embalses. En concreto, los virus acuáticos suelen ser parásitos de organismos superiores,
de organismos o microorganismos típicamente encontrados en aguas.
A diferencia de las bacterias, los virus son siempre nocivos y provocan

enfermedades a todo organismo al que atacan. Enfermedades tan comunes como la gripe,
el catarro, el sarampión o la viruela, son debidas a virus.
II.4. Indicadores microbiológicos de contaminación fecal
La variedad de microorganismos de un agua es tan elevada que se hace

prácticamente imposible verificar mediante análisis rutinarios y rápidos la ausencia de
toda esta potencial flora microbiana de un agua de consumo humano. Por ello, se recurre
a la investigación de organismos normalmente presentes en las deyecciones humanas y
animales, que de este modo actúan de organismos indicadores de una contaminación
fecal, lo que posibilita el asegurar la eficacia de la potabilización y depuración de un
agua. La presencia de estos microorganismos (que no tienen que ser patógenos por sí
mismos) indicará la probable presencia de otros claramente patógenos.
El examen bacteriológico es un medio útil para detectar contaminaciones fecales

(potencialmente peligrosas) en un agua y garantizar o no la calidad de un agua desde el
punto de vista sanitario. Plantea los inconvenientes de indicar, en realidad, una
contaminación en el tiempo y lugar de muestras solamente, por lo que no es totalmente
determinante. En este sentido, para aguas de consumo distribuidas por redes en
deficiente estado de conservación, la contaminación bacteriológica puede indicar defectos
en la red de distribución más que en el proceso anterior de potabilización misma del agua
en la estación de tratamiento.
En relación al tipo de microorganismos a investigar, deben cumplir un número

mínimo de exigencias:
53
- Presencia siempre de una elevada cantidad de ellos en el residuo fecal humano

(o en su caso, en residuos fecales a animales domésticos).
- Facilidad en su detección utilizando métodos analíticos microbiológicos
simples y rápidos.
- Periodo de supervivencia de, al menos, el mismo que el de los organismos
claramente patógenos.
Estos requerimientos son cumplidos por las bacterias entéricas, y de ahí su
aplicación rutinaria, efectiva y universal a fin de chequear la inocuidad de un agua en
general, y de aguas de consumo público en particular.
En este sentido, indicadores típicos de polución fecal son Coliformes totales, y

especialmente fecales, así como los Estreptococos fecales, estos últimos que también pueden
acceder al medio hídrico a través de insectos o vegetales. Además, han de considerarse en
cierta medida como indicadores fecales a los Clostridium, si bien, dado que estos
microorganismos anaerobios se acumulan especialmente en los lodos y sedimentos de los
cauces de agua, su utilidad debe pasar por una toma de muestras cuidadosa que no altere
el fondo del cauce de agua muestreado. Finalmente, también cabe incluir si no como
microorganismos indicadores fecales, sí al menos por su posible incidencia en el uso del
agua por el ser humano a pseudomonas y estafilococos.
La investigación de virus entéricos y colífagos es otro indicador a tener en

consideración, especialmente si se tiene en cuenta que la potencialidad patógeno asociada
a los virus puede ser mayor que la respectiva de las bacterias.
La aceptación de una serie de microorganismos indicadores de contaminación fecal

no exime en ningún caso la investigación de otros microorganismos probables. Así, en
situaciones epidémicas extremas, el criterio de detección de unos microorganismos
habituales puede y debe acomodarse en la práctica a lo que realmente requiera el
momento. Este supone el análisis de unos parámetros microbiológicos atípicos, pero que
pueden informar más acertadamente acerca de las circunstancias concretas de una fuente
de agua especifica en una situación dada. (Marín, 2003)
II.4.1. Escherichia coli

Pertenece al grupo de los coliformes que se definen como bacterias aeróbicas o
anaeróbicas facultativas, Gram-negativas, que no crean endosporas, con forma de bacilo y
que fermentan la lactosa formando gas a las 48 horas de ser cultivadas en caldo lactosado
a 35oC. Es uno de los habitantes más comunes del tracto intestinal humano y animal, y el
más estudiado en microbiología. De hecho, la concentración de esta bacteria en las heces
de origen humano y animal es muy elevada, del orden de 109 por gramo (OMS, 1995).
Esta bacteria es una herramienta importante en la investigación biológica básica. En 1895
se propuso una prueba E.coli para determinar la potabilidad del agua de bebida (Gesche
et al., 2003).
No suele ser un organismo patógeno pero puede causar infecciones urinarias y

ciertas cepas segregan enterotoxinas que producen diarreas y en ocasiones enfermedades
muy graves transmitidas por los alimentos.
54
II.4.2. Clostridium perfringes

El género Clostridium se define como bacteria Gram-positiva, de forma bacilar y
anaerobia estricta, aunque puede resistir concentraciones más o menos fuertes de
oxígeno. Todos los Clostridium forman una espora, circular u oval, a menudo
deformante. El hecho de formar esporas es lo que les confiere una mayor resistencia ante
las condiciones adversas del medio, como la resistencia al calor y a varias sustancias
químicas. Pueden ser móviles (debido a la presencia de cilios periticos) o inmóviles.
Las enfermedades relacionadas con esta bacteria son el tétanos, el botulismo y la

gangrena gaseosa. Estas bacterias también son causa frecuente de diarrea transmitida por
los alimentos.
II.4.3. Enterococcus sp.

El género Enterococcus está formado por bacterias esféricas u ovoides (cocos), que se
encuentran aisladas, formando pares (diplococos) o cadenas cortas. Son Gram-positivos,
no formadores de esporas, catalasa negativa e inmóvil, y tienen complejos y variables
requerimientos nutricionales. Son organismos facultativos anaerobios, por lo que
sobreviven bien en ausencia de oxígeno.
Son causantes en la mayoría de los casos de infecciones endógenas, entre ellas,

infección del tracto urinario, endocarditis infecciosa, diverticulitis, meningitis,
bacteremias e infecciones intrahospitalarias asociadas a procedimientos como instalación
de catéteres vasculares, urinarios y neuroquirurgicos entre otros.
Finalmente, los resultados indican que realmente son un indicador mas estable que
E.coli y que los coliformes fecales. Además son un indicador conservador bajo
condiciones de agua salobre.
II.4.4. Pseudomona aeruginosa

Pseudomonas aeruginosa (o Pseudomona pyocyanea) es una bacteria Gram –negativa,
aeróbica, con motilidad unipolar. Es un patógeno oportunista en humanos y también en
plantas.
Como otras Pseudomonas, P. aeruginosa secreta una variedad de pigmentos como

piocianina (azul verdoso), fluoresceína (amarillo verdoso fluorescente) y piorubina (rojo
pardo).
P. aeruginosa es a menudo identificada, de modo preliminar, por su apariencia

perlada y olor a uvas in vitro. La identificación definitiva de P. aeruginosa frecuentemente
incluye, tanto identificar la producción de piocianina y fluoresceína como determinar su
habilidad de crecer a 42oC. P. aeruginosa es capaz de crecer en combustibles como
queroseno o gasóleo, ya que es un microorganismo capaz de nutrirse a partir de
hidrocarburos, causando estragos de corrosión microbiana, y creando una gelatina oscura
que a veces se identifica inadecuadamente con un alga.
Etimológicamente, “Pseudomona” significa “falsa unidad”, del griego pseudo, que

significa “falso”, y “monas”, que significa unidad simple. El nombre fue usado
55
inicialmente en la historia de la microbiología como sinónimo de gérmenes. Aeruginosa es

el nombre latino para el cardenillo6. Esto describe el pigmento azul verdoso bacteriano,
visto en los cultivos de laboratorio “de P.aeruginosa”. La biosíntesis de piocianina es
regulada por mecanismos homeostáticos7, como un biofilm8 asociada a la colonización de
P.aeruginosa en los pacientes con fibrosis quística.
Este patógeno oportunista de individuos inmunocomprometidos9 infecta el tracto

pulmonar, el urinario, tejidos, heridas, y también causa otras infecciones de la sangre
como por ejemplo sepsis10. P.aeruginosa es el causante de dermatitis, causada por
disminución del control de la calidad del agua de bebida. También se relaciona con
foliculitis de tinas de agua caliente, en especial aquellas sin un control higiénico continuo.
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Tratamiento y control de calidad de aguas. Ed Díaz de Santos, ISBN: 84-7978-590-X.la
6 Cardenillo: también conocido como verdigrís, es una pátina venenosa de color verdoso o azulado que
se forma sobre superficies de cobre o de alguna de sus aleaciones, como bronce o latón.
7 Homeostasis: proceso por el cual un organismo o un sistema mantiene constantes sus propios
parámetros independientemente de las condiciones del medio externo mediante mecanismos fisiológicos.
8 Biofilm: agregado de microorganismos con abundantes relaciones ecológicas entre ellos,

frecuentemente dispuestos en capas, embebidos en una matriz extracelular, adheridos a una superficie viva o
inerte.
9 Inmunocomprometido: los individuos inmunocomprometidos tienen defectos en sus mecanismos de

defensa naturales que resultan en un mayor riesgo de infección.
10Sepsis: Es una enfermedad en la cual el cuerpo tiene una respuesta grave a bacterias u otros
microorganismos.
56
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57
ANEXO III. Técnicas convencionales y procesos de

oxidación avanzada
La definición formal de desinfección del agua se refiere a la destrucción de los

organismos causantes de enfermedades o patógenos presentes en ella. Los principales
organismos son bacterias, virus y protozoos.
La efectividad de un proceso de desinfección se mide por el porcentaje de

organismos muertos dentro de un tiempo, una temperatura y un pH fijados. La
resistencia de estos microrganismos varía según sus características morfológicas.
El proceso de desinfección del agua no es instantáneo sino que se realiza

progresivamente, con más o menos velocidad a través del tiempo y se considera
terminado cuando el 100% (99,9%) de los organismos que se tratan de destruir han
muerto. La forma con que se realiza este proceso puede describirse matemáticamente,
considerando que se trata de una reacción de primer orden y que por tanto el número de
organismos destruidos en la unidad de tiempo es proporcional al número de organismos
remanentes en el tiempo t considerado. (Poyatos, 2010)
La eficacia de un desinfectante depende de varios factores, entre los que destacan el

tipo y concentración de los organismos a destruir, por su diferente resistencia a la acción
de los desinfectantes, las características físico-químicas y temperatura del agua.
De una forma resumida se puede decir que un desinfectante es adecuado si cumple

las siguientes condiciones:
- Capacidad para destruir los organismos presentes en un tiempo de contacto

razonable y en la gama de temperaturas habitual de las aguas naturales.
- Fácil disponibilidad del reactivo (coste razonable) y de aplicación segura y exacta.
- No comunicar al agua propiedades tóxicas o desagradables, o generar subproductos
de reacción que puedan suponer un riesgo para la salud.
- Capacidad del desinfectante para permanecer en el agua en una concentración
residual que evita posibles contaminaciones en la red de distribución.
- Disponer de técnicas de valoración rutinarias para el control de la desinfección.
Existe una gran variedad de procesos o reactivos utilizados en la desinfección de

aguas. El cloro y sus derivados es el que se adapta en mejor medida a las condiciones
anteriormente citadas aunque presenta un problema como es los subproductos de la
desinfección.
La cloración puede efectuarse mediante cloro molecular o alguno de sus productos

derivados.
58
Anexo III. Técnicas convencionales y procesos de oxidación avanzada
- Cl2: es la forma de menor coste de explotación en instalaciones de gran demanda de

producto, aunque por su toxicidad es necesario cumplir ciertos requisitos de
seguridad en su almacenamiento y dosificación.
- Hipoclorito sódico ”lejía”(NaClO), en forma líquida, e Hipoclorito cálcico (Ca(ClO)2)
en forma sólida. Se utiliza en instalaciones más pequeñas.
- Dióxido de cloro (ClO2). Este reactivo se genera in situ por reacción de cloro o ácido
clorhídrico sobre clorito sódico, y su acción desinfectante es comparable a la del cloro
molecular. Se suele utilizar en sustitución del cloro en agua que contienen fenoles,
para evitar la formación de clorofenoles, de sabor desagradable.
- Las Cloraminas, producidas en la combinación del cloro con amoniaco u otras
sustancias nitrogenadas. Son antisépticos muy estables, cuya acción es menos rápida
que la del cloro, pero que subsisten en el agua durante un tiempo más prolongado.
Los principales problemas de la cloración son los siguientes: (Osorio et al., 2010)
- Influencia de la concentración de sólidos en suspensión y turbidez en la efectividad

del proceso.
- Influencia de la concentración de compuestos nitrogenados en la eficiencia del
proceso
- Resistencia de determinados organismos a la cloración.
- Formación de subproductos de la cloración.
- Formación de cloraminas.
- Efecto negativo del cloro residual sobre cultivos.
- La necesidad de decloración11 aumenta los costes entre un 20-30%.
Además es necesario tener en cuenta los riesgos que conllevan el transporte y

almacenaje de cloro. A continuación se exponen los riesgos del manejo y manipulación de
cloro: (EPA 832-5-99-034)
- Irritación de las mucosas, tracto respiratorio y ojos.

- Una exposición prolongada puede provocar tos, irritación, incluso provocar un
edema pulmonar y la muerte.
- El cloro en estado gaseoso tiende a hidrolizarse en presencia de humedad, formando
ácido hidroclorhídrico, el cual irrita los ojos y la piel.
Si el oxidante utilizado en el proceso de desinfección es un derivado del cloro se
genera un problema asociado a la formación de subproductos organoclorados.
11 Decloración: proceso por el que se elimina el cloro residual después de un proceso de cloración.
59
Los THMs son derivados del metano con sustituyentes halogenados. Los más
comunes en aguas de bebida son: cloroformo (HCCl3), bromodiclometano (HCBrCl2),
dibromoclorometano (HCBr2Cl) y bromoformo (CHBr3), en este orden de importancia.
Estos productos aparecen como subproductos de las reacciones de oxidación del cloro,
que reaccionan con compuestos orgánicos precursores como los ácidos húmicos
contenidos en la fracción orgánica de las aguas brutas superficiales. Se originan tras una
compleja serie de reacciones químicas que conducen a la rotura de los anillos aromáticos
y a generar compuestos mono y dicarbonados simples con sustituyentes halogenados, en
especial, cloro, bromo y yodo.
En la formación de THMs colaboran todas las sustancias polifenólicas del agua, e

incluso algas, especialmente en aguas superficiales con un alto grado de eutrofización.
Incrementos de temperatura, pH, contenido en bromuros y yoduros, y la dosis de cloro
aplicada en el tratamiento del agua conducen a la formación de cantidades importantes
de THMs. Sin embargo otros reactivos oxidantes, como ozono, dióxido de cloro y
cloraminas generan menos THMs.
Los THMs son depresores del sistema nervioso central y pueden afectar
negativamente a las funciones hepáticas y renales. Se consideran potencialmente
cancerígenos y el consumo de aguas con alto contenido de estos compuestos se relaciona
con la aparición de episodios de cáncer hepático. A partir de enero del 2009 el RD
140/2003 reduce el límite permitido para la suma de THMs a 100µg/l.
Otros subproductos de la desinfección de cloro son los ácidos haloacéticos (HAA:

mono, di y tricloroacéticos, mono y dibromoacéticos,…), formados por reacción del cloro
con la materia orgánica presente en agua bruta, y que pueden encontrarse en mayores
proporciones que los THMs en función del pH. También se producen Haloacetonitrilos
(HAN), haloaldehídos y halocetonas que son otros subproductos minoritarios. Como
producto de la reacción del cloro con compuestos fenólicos aparecen los clorofenoles,
siendo los más comunes: 2-clorofenol, 2,4-diclorofenol y 2,4,6-triclorofenol.
En la Tabla A- I se muestran los subproductos más comunes que se pueden formar

tras los tratamientos con cloro y con ozono.
60
Tabla A- I. Subproductos de desinfección del cloro y el ozono. (Rivera et al.,2010)
DESINFECTANTE SUBPRODUCTOS DESINFECTANTE SUBPRODUCTOS
Trihalometanos (THT) Bromato
Carbón orgánico
Ácidos Haloacéticos
disuelto biodegradable
Halopicirina Aldehídos y cetonas
Cloro Halocetonas Ozono Cetoácidos
Bromoformo y
Clorofenoles
compuestos bromados
Cloruro y bromuro de
Peróxidos
cianógeno
Hidrato de cloral Epóxidos
Aldehídos de bajo peso

Nitrosaminas
molecular
III.1. Desinfección convencional con ozono
La necesidad de adecuación a la norma sobre aguas de abastecimiento para

cumplir con los límites establecidos en THMs está potenciando la utilización de oxidantes
alternativos para sustituir a los derivados del cloro, entre los que destaca el ozono. (RD
140/2003)
El ozono (O3) se utiliza en la entrada de las estaciones de tratamientos de agua

potable (ETAP´s) en la etapa de precloración y no origina THMs al lograr la oxidación
completa de la materia orgánica. El ozono es un gas de color azul, olor picante e inestable,
que debe generarse in situ durante el tratamiento.
En el tratamiento de aguas tiene unas aplicaciones similares al cloro y presenta

algunas ventajas: (Osorio et al., 2010; Von Gunten, 2003)
- No se generan subproductos organohalogenados cancerígenos al reaccionar con la

materia orgánica del agua, salvo si ésta contiene bromuros, formándose entonces
compuestos organobromados también peligrosos para la salud humana.
- Reduce y elimina los problemas de color, olor y sabor de forma más eficaz que el
cloro, especialmente los fenoles del agua, sin dejar los olores y sabores residuales
característicos del cloro y sus derivados.
- Es un oxidante eficaz en la eliminación de hierro y manganeso y en la oxidación de
materias orgánicas, con acción sobre los detergentes.
- Presenta una acción desinfectante muy eficaz, menos sensible a las variaciones de pH
y temperatura, y muy rápida, por lo que requiere periodos de contacto muy cortos.
Es más fuerte que el cloro frente a esporas y virus, y algo menor frente a bacterias
vegetativas.
61
- Su manejo es menos peligroso que el del cloro, aunque sus costes de inversión y
explotación son más elevados.
El ozono es una especie química caracterizada por ser un gas de tonalidad azul
muy inestable que se descompone rápidamente produciendo oxígeno y que presenta un
olor característico. El potencial de oxidación del ozono es de 2,07 V frente a 2,8 V del
radical hidroxilo, por lo que es un potente oxidante y un desinfectante muy eficiente. Es
diez veces más soluble en agua que el oxígeno y actúa sobre todo tipo de bacterias, virus
y protozoos y se estima que su eficacia de inactivación microbiana es alrededor de 3000
veces superior a la del cloro.
En la Tabla A- II se muestran los valores de las principales características físicas del

ozono.
Tabla A- II. Principales características físicas del ozono.
Características Valor
Peso molecular 48 g·mol-1
Temperatura de ebullición -1110C
Punto de congelación -2510C
Temperatura crítica -12,10C
Presión crítica 54,6 atm
Densidad líquido 1,572 g·L-1
Densidad gas 2,144 g·L-1
Calor de formación 34,4 kcal·mol-1
Potencial de oxidación 2,07V
La corta vida de éste tanto en estado gaseoso como en disolución acuosa no permite
su almacenamiento por lo que debe generarse in situ a partir de aire u oxígeno,
introduciéndose en él agua a través de difusores porosos, hidroinyectores o torres de
contacto (Lanao,2012).
Sin embargo la ozonización presenta una serie de problemas como son: (Gracia et
al., 1999; Hoigné, 1998)
- Uso como desinfectante primario en las etapas de preoxidación u oxidación

intermedia ya que no tiene poder residual.
- La estabilidad del ozono depende en gran medida de la matriz acuosa, especialmente
su pH y del tipo y contenido de materia orgánica del agua.
- Influencia de la concentración de sólidos en suspensión en la efectividad del proceso.
- Influencia de la concentración de materia orgánica en la resistencia de determinados
organismos.
- Formación de subproductos.
62
- Debe ser completado el tratamiento con una etapa de cloración final con la finalidad
de prevenir la contaminación microbiana y el desarrollo de biofilms. Ya que pH 8, el
pH habitual del agua natural, la vida media del ozono es inferior a una hora,
pasando rápidamente a oxígeno disuelto.
III.2. Procesos de oxidación avanzada
Los POA´s, aunque utilizan sistemas reactantes diferentes, en los que se incluyen
los procesos de degradación fotoquímica (UV/O3, UV/H2O2), fotocatálisis (TiO2/UV,
reactivos foto-Fenton) y procesos de oxidación química (O3, O3/H2O2, H2O2/Fe2+), tienen la
misma característica química, la producción de radicales hidroxilo (·OH).
Los radicales hidroxilo (·OH) son especies muy reactivas y atacan a la gran
mayoría de las moléculas orgánicas, por lo que se caracterizan por su baja selectividad.
Son especies más fuertes que otros oxidantes tradicionales como el ozono, peróxido de
hidrógeno, dióxido de cloro o cloro. Presentan por tanto un mayor potencial estándar de
oxidación como se puede ver en la Tabla A- III. (Forero et al., 2005)
Tabla A- III. Potenciales estándar de oxidación.
Especie Eo (V,250C)
F2 3,03
·OH 2,80
O atómico 2,42
O3 2,07
H2O2 1,76
MnO42- 1,67
Cl2 1,36
ClO2 1,15
III.2.1. Clasificación de los procesos de oxidación avanzada

Estos procesos se pueden clasificar en procesos homogéneos y heterogéneos. Los
procesos homogéneos se pueden llevar a cabo mediante la aplicación de energía o sin su
aporte.
Los procesos homogéneos con aporte de energía se pueden clasificar en función de

la procedencia de energía de la siguiente manera:
A. Energía procedente de la radiación ultravioleta (UV):

- Ozonización y radiación ultravioleta (O3/UV).
63
- Peróxido de hidrógeno y radiación ultravioleta (H2O2/UV).

- Ozono, peróxido de hidrógeno y radiación ultravioleta (O3/H2O2/UV).
- Foto-Fenton (Fe2+/H2O2/UV).
B. Energía procedente de ultrasonidos (US):
- Ozonización y ultrasonidos (O3/US).
- Peróxido de hidrógeno y ultrasonidos (H2O2/US).
C. Electroquímica:
- Oxidación electroquímica.
- Oxidación anódica.
- Electro-Fenton.
Los procesos homogéneos sin aporte de energía son los siguientes:
- Ozonización en medio alcalino (O3/OH-).

- Ozonización con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2) y (O3/H2O2/ OH-).
- Peróxido de hidrógeno y catalizador (H2O2/Fe2+).
Por último, los procesos heterogéneos se clasifican en:
- Ozonización catalítica (O3/Catalizador).

- Ozonización fotocatalítica (O3/TiO2/UV).
- Fotocatálisis heterogénea (H2O2/TiO2/UV).
III.2.2. POAs utilizados
Ozonización con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2)
El peróxido de hidrógeno es un ácido débil, posee la característica que en

disoluciones acuosas se disocia parcialmente en el ión hidroperóxido (HO2-). Es un
poderoso oxidante y un compuesto inestable que dismuta12, con una velocidad máxima
si se trabaja con el pH de su pKa. Dismuta según las siguientes reacciones [Ecuación I-
Ecuación III]:
H2O2  HO2- + H+ [I]
H2O2 + 2e-+ 2H+  2H2O [ II ]
H2O2 + HO2-  H2O + O2 + OH- [ III ]
Dismutación: reacción redox donde un elemento es al mismo tiempo oxidado y reducido cuando la
12
suma de sus potenciales de los correspondientes pares redox es mayor de 0.
64
Se puede producir una destrucción adicional de la carga orgánica, si se combinan

dos o más oxidantes, de tal manera que se aprovechen los efectos sinérgicos entre ellos.
La descomposición del ozono por transferencia de electrones es iniciada por el

peróxido de hidrógeno. La reacción genera radicales hidroxilo (·OH), de tal forma que se
consumen ambos reactivos a través de un complejo mecanismo en cadena [Ecuación IV-
Ecuación XI]:
H2O2  HO2- + H+ [ IV ]
HO2· H+ + O2-· [V]
HO2- + O3 HO2• + O3- [ VI ]
O·2-+ O3  O2 + O3- [ VII ]
O3- + H+  HO3 + o2 [ VIII ]
HO3 OH· + O2 [ IX ]
HO· + O3  O2 + HO2· [X]
HO2· + O3  HO· + 2O2 [ XI ]
La ecuación global del proceso es la siguiente [Ecuación XII]:
O3 + H2O2 HO· + O2 +HO2· [ XII ]
Es un tratamiento rápido que ha resultado efectivo para descomponer compuesto

organoclorados como tricloroetileno y tetracloroetileno, por lo que resulta un excelente
postratamiento en aguas sometidas a tratamientos de desinfección con cloro o dióxido de
cloro. (Regalado, 2008)
Ozonización catalítica (O3/TiO2)
Gracia (1999) establece que en la ozonización catalítica se producen dos efectos

simultáneamente. Por un lado tiene lugar una ozonización de los compuestos disueltos
mediante la acción directa del ozono molecular y el ataque indirecto de las especies
radicalarias generadas por la descomposición del ozono, y por otro se produce la
ozonización de los compuestos adsorbidos en la superficie del catalizador,
desarrollándose efectos simultáneos de ozonización y catálisis.
Logemann y Annee (1997) defienden que los fenómenos superficiales en el

catalizador durante los procesos de oxidación catalítica son importantes para que se
produzca con éxito la desinfección. Para ello, establecen tres acciones:
- En primer lugar se produce la adsorción simultánea del ozono y la materia orgánica

o los subproductos de ozonización en la superficie del catalizador.
65
- Segundo, se produce la descomposición del ozono en los puntos activos del

catalizador, generándose especies radicalarias más reactivas que el propio ozono.
Estas especies oxidan los compuestos adsorbidos.
- Tercero, los productos finales de la oxidación son desorbidos13, pues su afinidad con
el catalizador es menor.
Bibliografía
EPA 832-5-99-034. Combined sewer overflow technology fact sheet chlorine
disinfection. 1999.
Forero, J. E.; Ortiz, O. P.; Rios, F.2005. “Aplicación de procesos de oxidación

avanzada como tratamiento de fenol en aguas residuales industriales de la refinería”.
CT&F Ciencia Tecnología y Futuro, 3, 97-109.
Gracia R., Cortés S., Sarasa J., Ormad P., Ovelleiro J.L. 1999. Tratamientos
oxidativos en la potabilización del agua. La ozonización catalítica como técnica
complementaria a la cloración. Tecnología del Agua, 188, 34-44.
Hoigné J. 1998. Chemistry of aqueous ozone, and transformation of pollutants by

ozonation and advanced oxidation processes. En: The handbook of environmental
chemistry quality and treatment of drinking water. Edición Springer.

Logemann F.P. y Annee J.H.J. 1997. Water treatment with a fixed bed catalytic
ozonation process. Water Science and Technology, 35(4) 353-360.
Osorio Robles, F; Torres Rojo, J.C; Sánchez Bas, M. 2010. Tratamiento de aguas para
la eliminación de microrganismos y agentes contaminantes. Aplicación de procesos
industriales a la reutilización de aguas residuales. Métodos de desinfección de aguas
residuales. Ed Díaz de Santos, ISBN: 978-84-7978-903-9.
Poyatos García, J.A. 2010. Nuevos materiales y tecnología para el tratamiento del
agua. ETAP´s, su funcionamiento y diferentes tipos. Los procesos convencionales Ed
Universidad Internacional de Andalucía, ISBN: 978-84-7993-202-2.
RD 140/2003 de 7 de febrero, por el que se establecen los criterios sanitarios de la

calidad del agua de consumo humano. BOE 54 de 21 de febrero de 2003.
13Desorber: un gas, un líquido o una sustancia disuelta de una superficie en la que esté adsorbido
significa retirarlo de esa superficie.
66
Regalado Jardiel, M.E. 2008. Eliminación de Enterococos en aguas naturales

mediante técnicas de oxidación avanzada basadas en ozono, peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio. Proyecto Fin de Carrera. Universidad de Zaragoza.
Rivera-Utrilla, J; Sánchez-Polo, M; Méndez-Díaz, J.D. 2010. Nuevos materiales y

tecnología para el tratamiento del agua. Nuevas tecnologías en el tratamiento de aguas.
Procesos avanzados de oxidación. Ed Universidad Internacional de Andalucía, ISBN: 978-
84-7993-202-2.
Von Gunten V. 2003. Ozonation of drinking water: Part II. Disinfection and by
product formation in presence of bromide, iodide or chlorine. Water Research, 37, 1469–
1487.
67
ANEXO IV. Desarrollo de la metodología analítica físico-

química
IV.1. Turbidez
La turbidez se entiende como la reducción de la transparencia de un líquido

originada por la presencia de materias sin disolver. Se puede definir también, en términos
más específicos, como la propiedad óptica de una muestra de dispersar o absorber la luz
en lugar de transmitirla linealmente. Este parámetro se mide utilizando un turbidímetro
marca Hanna Instruments LP 200 según la norma UNE-EN ISO 7027:1999. Este
instrumento tiene un error ≤ 0.2 NTU, las unidades nefelométricas de turbidez (NTU) son
los resultados en que se expresa esta propiedad.
IV.2. Conductividad
La conductividad indica la concentración total de iones en el agua. Se define como

la expresión numérica de la capacidad del agua de transportar corriente eléctrica. Para su
determinación se utiliza un conductímetro marca Crison modelo Basic 30 con un rango
de medida de 0,01-1999 μS·cm-1 y un error ≤ 0.02 μS·cm-1, según la norma UNE-EN ISO
2788:1994. Los resultados se expresan en μS·cm-1
IV.3. pH
El pH se define como –log [H+] y da la medida del grado de acidez o alcalinidad de

un medio acuoso. Para la determinación de este parámetro se utiliza un pH-metro marca
Crison modelo GLP calibrado previamente con disoluciones tampón de pH 7,00 y 4,01. Se
utiliza el medo 4500-HB del Standard Methods (Clesceri et al., 2005).
IV.4. Sólidos en Suspensión Totales (S.S.T)
Los sólidos en suspensión totales se miden a 810nm y se determinan utilizando un

fotómetro multiparamétrico Hach Lange DR 2800 según el método 2540D del Standard
Methods (Clesceri et al., 2005)
IV.5. Peróxido de Hidrógeno
El cálculo de la concentración de peróxidos se realiza de forma semicuantitativa por

comparación colorimétrica. Se utiliza un test indicador de peróxidos marca
Merckoquant®.
68
Anexo IV. Desarrollo de la metodología analítica físico-química
Bibliografía
AWWA-WEF. ISBN 08-7553-047-8.
UNE-EN ISO 7027: Water Quality-Determination of turbidity (1999).
69
ANEXO V. Metodología microbiológica
V.1. Fortificación de muestras con Pseudomona aeruginosa
La cepa de P.aeruginosa. utilizada proviene del stock del grupo de investigación de

Calidad y Tratamiento de Aguas. Al estar ya identificada y haber sido utilizada en otros
estudios previos [Ibarz, 2008], no se considera necesario realizar ninguna prueba
bioquímica de confirmación.
La fortificación de las muestras de agua del Canal Imperial de Aragón se realiza a

partir de un vial congelado a -20 °C. Tras descongelarse, se toma un inóculo con el asa de
siembra y se realiza un aislamiento en superficie por agotamiento en agar nutritivo, tal y
como se muestra en la Figura A- II, incubándose las placas a 37 °C durante 48 horas en
aerobiosis con el fin de disponer de un cultivo bacteriano joven y abundante.
Figura A- II. Técnica de aislamiento en superficie por agotamiento.
V.2. Análisis de Pseudomona aeruginosa
Medios de cultivo
Los productos químicos que se utilizan en la preparación de los medios de cultivo

son de calidad analítica reconocida. El material de vidrio, antes de su uso, se esteriliza en
el autoclave mediante calor húmedo durante 15 minutos a una temperatura de 121 °C
para eliminar cualquier microorganismo o forma esporulada de resistencia y trabajar en
condiciones estériles.
El medio de cultivo es un ambiente artificial diseñado por el hombre para

proporcionar todos los nutrientes necesarios para el crecimiento microbiano en el
laboratorio. En función del tipo de medio, se encuentran en estado líquido, sólido o
semisólido. El medio sólido, es el que se utilizan en esta investigación, se presentan de
70
Anexo V. Metodología microbiológica
manera diversa, pero la forma más común es desecada en forma de polvo fino o granular.
Para su reconstitución, se suspende la cantidad precisa de polvo en agua destilada y se
lleva a ebullición. Posteriormente, se esteriliza durante 15 minutos a una temperatura de
121 °C en el autoclave. Tras finalizar el proceso de autoclavado, los frascos con el agar
líquido se colocan en el baño termostático a 50 °C y se mantienen hasta su utilización. Si
el medio de cultivo preparado no se utiliza inmediatamente, se guarda refrigerado y
etiquetado durante un periodo no superior a un mes.
El medio que se utiliza para el crecimiento microbiano de P.aeruginosa es el agar

Centrimide. Este es un medio selectivo que contiene centrimida y que produce piocianica
o 85. Se utiliza con frecuencia para el aislamiento de coliformes. En la Tabla A- IV se
muestra la composición del agar Centrimide y en la Figura A- III el aspecto de colonias de
P.aeruginosa en este agar.
Tabla A- IV. Composición del agar

Centrimide.
Concentración
Ingredientes
(g·L-1)
Pluripeptona 3,0
Lactosa 10,0
Mezcla de sales binarias 1,5
Cloruro de sodio 5,0
Agar 13,5
Rojo Neutro 0,03
Cristal Violeta 0,001
Figura A- III. Aspecto de colonias

de P.aeruginosa en el agar
centrimide
Diluciones decimales seriadas
El volumen de agua a filtrar depende de la concentración bacteriana de la muestra.

El volumen recomendado por el RD 140/2003 es 100 mL, pero en aguas naturales sin
tratar, el número de bacterias en este volumen puede variar desde pocas decenas hasta
cientos de millares, lo que impediría en este último caso un recuento adecuado de las
colonias. Por tanto, como no se conoce de antemano la concentración microbiológica
presente en la muestra de agua a analizar, se realizan diluciones de la muestra inicial.
A partir del agua natural (dilución 0), se toma 1 mL de la muestra con micropipeta
y se transfiere a un tubo con 9 mL de agua destilada al 0,9 % NaCl, estéril. A
continuación, se homogeneiza en un vortex, obteniéndose de esta forma la dilución 1:10
(o dilución -1). Para hacer las diluciones sucesivas, se toma 1 mL de la dilución
precedente bien homogeneizada y se lleva a un tubo con 9 mL de agua destilada al 0,9%
NaCl, todo ello en ambiente de trabajo estéril, proporcionado con un mechero Bunsen. La
Figura A- IV refleja el procedimiento de diluciones decimales seriadas de manera gráfica
(Lanao, 2012).
71
Figura A- IV. Esquema del método de diluciones decimales seriadas.
Método de siembra en superficie
Para llevar a cabo la siembra se pipetea sobre la superficie del agar dispuesto en la
placa el volumen de muestra o de dilución deseada (20–500 μL) y a continuación se
extiende de forma homogénea por toda la superficie de la placa con ayuda de un asa
Drigalsky. Ante el desconocimiento de la concentración exacta de bacterias en la muestra
de agua, se siembran varias placas con diferentes volúmenes y diluciones con el fin de
asegurar una placa adecuada para el recuento final. Este modelo de análisis se utiliza
cuando se espera una concentración de bacterias superior a 600 UFC·100 mL-1. Una vez ya
se ha extendido la muestra por el Agar uniformemente se procede a la incubación de las
placas de Petri en la estufa durante (44 ± 4) horas a una temperatura de (36 ± 2) oC según
establece la norma (UNE EN ISO 16266:2006).
Dilución 0 Dilución -1 Dilución -2
Dilución -3 Dilución -4 Dilución -5
Figura A- V. Aspecto de las colonias de P.aeruginosa en las placas de Petri después de utilizar el
método de diluciones decimales seriadas de una muestra de agua y su posterior análisis por el
método de siembra en superficie.
72
Anexo V. Metodología microbiológica
Método de filtración de membrana
Se trata de una de las herramientas más versátiles en el análisis microbiológico del

agua. El uso del método de filtración por membrana permite examinar grandes
volúmenes de aguas en los que la concentración esperada de bacterias es inferior a 600
UFC·L-1.
En primer lugar se realiza la limpieza del soporte de filtración, para ellos se flamea
el soporte con ayuda de un mechero Bunsen. A continuación, con ayuda de unas pinzas
estériles se coloca el filtro con un diámetro de poro de 0,45 μm en el soporte y se adapta el
embudo. El siguiente paso es humedecer el filtro con suero fisiológico (NaCl 0,9 %)
dejando pasar una cierta cantidad de suero a través del filtro y dejando el resto dentro del
embudo para pasar a continuación la muestra original a filtrar. Por último se coge el filtro
con las pinzas estériles y se transfiere a la placa Petri. Con el objetivo de asegurar la
obtención de placas con un número apropiado de colonias para el recuento (entre 20 y
200 UFC·L-1) se filtran varios volúmenes.
Cuando ya se ha depositado el filtro en la placa Petri se procede a incubar las placas

de Petri en la estufa durante (44 ± 4) horas a una temperatura de (36 ± 2) oC según
establece la norma (UNE EN ISO 16266-2006).
El método de filtración es un método más sensible ya que se filtra más cantidad de

muestra y se detectan mejor las bacterias.
La metodología más idónea para el aislamiento bacteriano en muestras de

agua es la “filtración por membrana” por presentar una mayor reproducibilidad,
rapidez y versatilidad en cuanto a volumen utilizado, respecto a la “técnica de
tubos múltiples” (Eaton et al., 2005).
Mediante el uso de pinzas previamente flameadas, y en presencia de una atmósfera

estéril proporcionada por un mechero Bunsen, se coloca el filtro de membrana estéril
(Millipore) de 0,45 m de poro sobre el soporte de filtración (Figura A-VI.a y Figura A-
VI.b). Una vez se haya adaptado el embudo (Figura A-VI.c), y tras humedecer el filtro con
una pequeña cantidad de agua destilada al 0,9% de NaCl estéril, se vierte la muestra
previamente homogeneizada (Figura A-VI.d). Las muestras comprendidas entre 30 y 100
mL se añaden directamente al embudo de filtración, pero para las muestras entre 1 y 30
mL, se añaden primero al embudo entre 20-30 mL de agua destilada y a continuación, la
muestra a filtrar.
Finalmente, se retira el embudo (Figura A-VI.e) y la membrana se transfiere al

fondo de una placa de Petri pequeña (45 cm Ø) (Figura A-VI.f).
73
Figura A- VI. Método de filtración por membrana (Millipore).
Figura A- VII. Aspecto de colonias de P.aeruginosa. Método de filtración de membrana.
Bibliografía
Ibarz C. 2008. Desactivación de enterococos en agua natural mediante fotocatálisis
con dióxido de titanio y radiación solar. Tesis Doctoral. Universidad de Zaragoza.
UNE-EN ISO 16266:2006. Calidad del agua. Detección y recuento de Pseudomonas

aeruginosa. Método por filtración en membrana.
AWWA-WEF. ISBN 08-7553-047-8.

74
Anexo VI. Tratamientos basados en ozono
ANEXO VI. Tratamientos basados en Ozono
VI.1. Descripción detallada de la instalación de ozonización
El ozono se genera “in situ” en el laboratorio mediante un ozonizador Fischer

modelo 500. El equipo consta de dos electrodos entre los que se establece un alto voltaje y
por los que fluye una corriente de oxígeno puro. En la descarga eléctrica que se produce,
se genera oxígeno atómico que al combinarse con el molecular produce una molécula de
ozono Figura A- VIII.
La descripción completa de la instalación de ozonización se detalla a continuación y

se completa con la Figura A- IX.
Figura A- VIII. Esquema de generación de ozono mediante descarga eléctrica.
El oxígeno se aporta desde una botella de gas comprimido conectada directamente

al ozonizador (1). La generación de ozono aumenta con el caudal de oxígeno introducido,
por lo que se regula el flujo mediante una válvula situada en el frontal del equipo. Entre
la botella de gas y el ozonizador, se coloca un lecho de sílica gel (2) que debido a sus
propiedades higroscópicas elimina la humedad de la corriente de O2 antes de entrar en el
ozonizador (3), ya que el gas de entrada siempre debe estar seco. El ozonizador se conecta
a un reactor cerrado de vidrio (4) que funciona en régimen semicontinuo, continuo
respecto al gas y discontinuo respecto al líquido. Este reactor es de vidrio Pyrex con
forma cilindrica y una capacidad de 0,750 L. El ozono gas se trasfiere a la muestra por la
parte superior del reactor a través de un difusor poroso (O 3 introducido). La transferencia del
ozono al agua produce un burbujeo que proporciona agitación a la muestra, favoreciendo
el contacto ozono-agua. El ozono introducido se mantiene se mantiene constante a lo
largo de cada experimento.
Como todo el ozono producido no llega a consumirse en la reacción, el exceso debe

destruirse (O3 no consumido). Para ello se conectan en serie al reactor dos borboteadotes (5) que
contienen una disolución de yoduro potásico al 2%. El ozono reacciona con el yoduro
reduciéndose a oxígeno y liberándose a la atmósfera. El experimento debe llevarse a cabo
en una campana de extracción ya que el ozono es un elemento tóxico.
75
Figura A- IX. Descripción de la instalación de ozonización.
El O3 consumido por la muestra se define por la [Ecuación XIII]. El ozono residual

disuelto en el agua se mide siguiendo la metodología mostrada en el apartado 4.1 del
presente proyecto.
O3 consumido= O3 introducido - (O3 no consumido + O3 residual disuelto) [ XIII ]
Para determinar la cantidad de ozono que se produce por unidad de oxígeno

introducido, se realizan una serie de ensayos con caudales variables de oxígeno y con
diferentes intervalos de tiempo, determinándose en cada caso la cantidad de ozono que
se genera. Para ello se conectan dos borboteadotes en serie directamente a la salida del
ozonizador conteniendo cada uno 250 mL de KI al 2%. Durante un tiempo fijado, se hace
pasar por el ozonizador un caudal de oxígeno de 50L. La potencia de ozonización
utilizada es 1,5 W y la presión de oxígeno aplicada es 1 bar.
VI.2. Calibración del ozonizador
IV.2.1. Método Iodométrico

La cantidad de ozono producida se calcula por el método iodométrico (Kolthoff y
Belcher, 1957). Este método consiste en tomar muestras de la disolución de KI de los
borboteadotes para cada uno de los caudales de oxígeno y de los intervalos de tiempo
utilizados y proceder a su valoración con tiosulfato sódico. Cuando el ozono reacciona
con el yoduro, el ozono se reduce a oxígeno y el yoduro se oxida a yodo (I2); la cantidad
de ozono producida corresponde estequiométricamente con la cantidad de yodo
generada en la disolución de KI [Ecuación XIV-Ecuación XVI]:
O3 + H2O + 2 e-  O2 + 2 OH- [ XIV ]
76
Anexo VI. Tratamientos basados en ozono
2I- + 2 e-  I2 [ XV ]
O3 + H2O + 2 I-  O2 + I2 + 2 OH- [ XVI ]
El procedimiento analítico consiste en la valoración del yodo formado con una

disolución de tiosulfato sódico. Se añade 1ml de HCl 1N, ya que se requiere medio ácido
para la valoración. Se comienza a valorar hasta que el color pardo rojizo que aparece
como consecuencia del I2 formado se torna amarillo pálido. En este momento se añade el
indicador de almidón, puesto que si se añadiera a la muestra inicial, en la que la cantidad
de yodo es muy superior, se formaría un complejo que impediría valorar el yodo
correctamente. Al añadir el almidón, aparece un color morado que virará a incoloro tras
haberse alcanzado el punto de equivalencia.
La cantidad de ozono generado, en mg·h-1, se calcula según la [Ecuación XVII]

donde V es el volumen del agente valorante (tiosulfato sódico) consumido, N es la
normalidad del tiosulfato, V´ es el volumen de yoduro potásico utilizado en la valoración,
t es el tiempo (en minutos) de funcionamiento del ozonizador y 24, el peso equivalente
del ozono.
mgO3 h 1  V  N  
250   60 
  24    [ XVII ]
 V'   t 
Como se trabaja con dos borboteadotes en serie, los mgO3·h-1 totales son la suma de
los mg O3·h-1 retenidos por cada borboteador.
El agente valorante, tiosulfato sódico, al no ser patrón primario, se debe

estandarizar con dicromato potásico para determinar exactamente su concentración
(Eaton et al., 2005). Para ello, se toman 80 ml de agua destilada a la que se añaden 1 mL de
HCl 1N, 1 g de KI y 10 mL de K2Cr2O7 0,1N. Esta mezcla debe permanecer 6 minutos en
oscuridad antes de ser valorada con la disolución de tiosulfato que se va a estandarizar.
Igualmente, se valora hasta que el color pardo rojizo pasa a amarillo y tras la adición del
almidón, se valora hasta la desaparición del color morado. La normalidad real del
tiosulfato sódico se calcula según la [Ecuación XVIII]. (Lanao, 2012)
1
N Na2 S2O3  [ XVIII ]
mL Na 2 S 2 O3
IV.2.2. Recta de calibrado

En la Figura A- X se representa la curva de calibrado del ozonizador para una un
caudal de 50 L·h-1. Se observa que el valor de R2 de la recta de ajuste es próximo a 1 por lo
que se utiliza la [Ecuación XIX] de la recta de calibrado para el cálculo del ozono
generado (introducido).
77
Figura A- X. Curva de calibrado del ozonizador para un caudal de 50 L·h -1. Potencia de
ozonización 1,5 W y presión de oxígeno 1 bar.
O3 generado (mgO3 )  15,015·T (min)  3,0169 [ XIX ]
Bibliografía
Kolthoff I.M y Belcher R.1957. Volumetric Analysis III. Ed New York: Interscience.

78
Anexo VII. Modelos cinéticos de inactivación microbiana
ANEXO VII. Modelos cinéticos de inactivación microbiana
VII.1. Descripción de modelos
La microbiología predictiva es una parte esencial de la microbiología que pretende

conocer la respuesta de las poblaciones microbianas frente a diversas condiciones
ambientales o tratamientos. Combina conocimientos de diferentes disciplinas
(matemáticas, microbiología, ingeniería y química) con el objetivo común de desarrollar
modelos matemáticos que describan y permitan predecir el ritmo de inactivación de los
microorganismos de una determinada población, sometidos a condiciones tecnológicas o
medioambientales determinadas (Gómez, 2005).
Dentro de los tipos modelos matemáticos existentes, este trabajo de investigación se

centra en los modelos de inactivación, modelos que estudian el ritmo de mortandad de
las poblaciones bacterianas a lo largo de un proceso. La inactivación bacteriana en aguas
ha sido bastante estudiada en la última década aplicando una gran variedad de modelos
cinéticos de desinfección. La modelización cinética nace con la finalidad de simplificar e
idealizar fenómenos complejos (Lee y Nam, 2002). Con ella se consigue obtener una
expresión matemática que facilite el diseño adecuado de un sistema de desinfección.
Durante la mayor parte del siglo XX, en los sistemas de desinfección, era práctica
habitual el empleo de un exceso de desinfectante para cumplir así con los requisitos
exigidos de calidad del agua. Sin embargo, en la actualidad, se considera que el diseño
óptimo y el funcionamiento correcto de un sistema de desinfección exigen el desarrollo
previo de modelos cinéticos que puedan ser fácilmente incorporados a las distintas
configuraciones de los reactores que se emplean en el campo del tratamiento de aguas.
Los modelos cinéticos desarrollados tratan de representar la acción de un

desinfectante y su particular modo de actuación sobre los microorganismos presentes en
el agua, bajo las condiciones particulares del sistema que se estudia.
V.1.1. Modelo de Chick-Watson (1908)

Chick (1908) formula la primera cinética de inactivación de primer orden para la
modelización de las gráficas de inactivación lineales. Con ella intenta explicar el proceso
de desinfección como si de una reacción química se tratara. Considera que este proceso es
análogo a una reacción química de primer orden en la que la velocidad de la reacción
depende de las concentraciones relativas del desinfectante y los microorganismos,
estando el desinfectante en exceso. Este modelo se expresa mediante la [Ecuación XX]
donde Nt es el número de bacterias supervivientes en el instante t, N0 es el número de
bacterias inicial (t=0) y k es la constante de velocidad de la reacción.
dN Nt
 k ·N  Ln  k  t [ XX ]
dt N0
79
En el mismo año Watson (1908) incluye una modificación al modelo de Chick,

incorporando el efecto de la concentración del desinfectante en el proceso de
desinfección. El modelo de Chick-Watson se representa por la [Ecuación XXI], donde C es
la concentración del desinfectante y n es el número de moléculas de desinfectante
necesarias para la inactivación microbiana o también descrito como coeficiente de
dilución, un factor empírico que suele considerarse la unidad. (Pernitsky et al., 1995; Li,
2004)
dN Nt
 k ·C·N  Ln  k  C n  t [ XXI ]
dt N0
Estas cinéticas sencillas asumen que todos los microorganismos de la población

presentan la misma sensibilidad al agente letal por lo que, cuando se representa su
inactivación frente al tiempo de tratamiento, bajo una intensidad constante, se obtiene
una línea recta.
Sin embargo, estos modelos lineales no permiten explicar desviaciones observadas

en muchos procesos de inactivación microbiana, como se refleja en la Figura A- XI.
Figura A- XI. Curvas de supervivencia microbiana posibles (Fuente: Gyürék and Finch, 1998).
La curva de inactivación A representa la cinética de primer orden o muerte

exponencial, en la que la velocidad de inactivación es constante e independiente del
tiempo de tratamiento. La curva B muestra un hombro inicial (shoulder) o fase “lag” en la
que una fracción de microorganismos supervivientes se mantiene constante en los
primeros instantes del tratamiento, produciéndose seguidamente un descenso lineal de
los mismos. Se atribuye a una mezcla inadecuada del desinfectante en la muestra, un
retraso en la difusión del desinfectante a los puntos de acción bacterianos o a una
resistencia inicial de los microorganismos al ataque del desinfectante. Las curvas C se
caracterizan por una fase de inactivación lineal inicial rápida seguida de una disminución
80
de las poblaciones lenta, lo que se traduce en la formación de una cola o tailing-off

(Gyürék y Finch, 1998). Al igual que en el fenómeno de los hombros, existen varias teorías
acerca de la aparición de colas. Puede ser debido a agrupaciones de microorganismos, a
la presencia de subpoblaciones con una resistencia variable al desinfectante, bien de
carácter innato o como respuesta a una adaptación al medio, o también, a que se
produzca una disminución en la concentración del desinfectante durante el tratamiento.
Finalmente, las curvas D presentan ambas desviaciones lineales, mostrando una fase
inicial de hombro seguida de una fase lineal de inactivación y finalizando con un
fenómeno de cola (curvas sigmoideas).
A partir de estas teorías se desarrollan cinéticas alternativas que permiten describir

curvas de supervivencia no lineales y que han sido aplicados por numerosos autores para
describir el comportamiento de diversos microorganismos en el campo de la desinfección
(Cho et al., 2003; Boyle et al., 2008; Gomes et al., 2009; Azzellino et al., 2011).
La Tabla 12 recoge los modelos matemáticos propuestos para describir las gráficas
de inactivación obtenidas en el presente trabajo de investigación. La selección de estos
modelos se realiza en base al principio de parsimonia según el cual los modelos han de
ser tan simples como sea posible, es decir, con el menor número de parámetros posible
(Gómez, 2005). La bondad del ajuste puede mejorar en gran medida añadiendo más
parámetros al modelo; sin embargo, en ocasiones, aumentar mucho el número de
parámetros puede llevar a que las predicciones no tengan sentido.
VI.1.2. Modelo de Hom (1972)

Hom, tras analizar los resultados de diversos experimentos de cloración sobre
sistemas algales-bacterianos y observar que respondían a cinéticas curvilíneas más que a
lineales, generalizó de manera empírica la ley de Chick-Watson mediante la [Ecuación
XXII], donde k es la constante de velocidad de inactivación de primer orden, C es la
concentración del desinfectante, n el coeficiente de dilución y m una constante empírica
del modelo (Li, 2004; Méndez et al., 2008). En el caso de que la concentración sea constante,
el modelo se simplifica integrándose esta concentración en una constante de velocidad
aparante (kap= k· Cn) dando lugar a la [Ecuación XXIII], siendo esta kap una constante de
pseudo-primer orden (min-1) (Malato et al., 2009).
Este modelo no considera que el agua tenga una demanda de desinfectante y por
tanto, que la concentración del mismo disminuya a lo largo del tratamiento (Haas y Joffe,
1994).
dN
 k  m  C n  N  t m 1
Nt
 Log  k  C n  t m [ XXII ]
dt N0
Nt
Log  k ap  t m [ XXIII ]
N0
81
El nivel de inactivación predicho por el modelo de Hom es una función no lineal de

C y t, que dependen de los parámetros del modelo n y m, respectivamente. Este modelo
puede describir las curvas A-D de la Figura 5 y se simplifica al modelo Chick-Watson
para n=1 y m=1. Cuando m es menor que la unidad, se visualiza un efecto de cola o
tailing-off.
VI.1.3. Modelo de bifásico de Pruitt y kamau (1993)

En 1993, Pruitt y Kamau establecen un modelo bifásico basado en la existencia de
dos poblaciones microbianas que presentan una sensibilidad al tratamiento diferente,
siguiendo en ambos casos una cinética de inactivación de primer orden. La expresión
matemática del modelo se define por la [Ecuación XXIV], donde P significa la fracción de
microorganismos supervivientes correspondientes a la subpoblación 1, (1-P) es la fracción
de supervivientes de la subpoblación 2, k1 representa la constante de inactivación de la
población sensible y k2 es la constante de inactivación de la población resistente.
Log
Nt
N0

 Log P·e  k1 ·t  1  P ·e
k ·t
 [ XXIV ]
VI.1.4. Modelo de Mafart (2002)

Peleg y Cole (1998) proponen el uso de distribuciones estadísticas tipo Weibull para
desarrollar modelos que incluyan tanto cinéticas convexas, con un periodo inicial sin
aparente inactivación, como cóncavas en las que no se consigue una inactivación
completa. La distribución de Weibull es una distribución de probabilidades diseñada
para describir el comportamiento de sistemas que tienen cierto grado de variabilidad.
El modelo asume que la inactivación microbiana se debe a la incapacidad de la

célula para resistir las duras condiciones impuestas por algún tipo de estrés, después de
cierto tiempo; también asume que la población es heterogénea, es decir, que cada célula
tarda un tiempo diferente en morirse. En definitiva, es un modelo que implica la
existencia de una distribución de resistencias dentro de la población microbiana. La
resistencia sigue una distribución de probabilidad de Weibull, definida por la [Ecuación
XXV].
Mafart (2002) modifica la ecuación Weibull según la [Ecuación XXVI], donde  es el

parámetro de escala y se corresponde con el tiempo necesario para reducir el primer ciclo
logarítmico decimal de la población bacteriana y p es el parámetro de forma e indica la
forma de la curva de la ecuación, ya que ésta toma formas convexas cuando n es mayor
que 1 y cóncavas cuando es menor que 1.
Este modelo se fundamenta en modelos de inactivación termal, ya utilizado para

describir perfiles de desinfección sobre diferentes tipos de microorganismos,
fotorreactores y parámetros operacionales en fotocatálisis (Boyle et al., 2008; Gomes et al.,
2009).
82
n
n 1 t
nt   
f t     e  b
[ XXV ]
bb
p
  
Nt t
Log [ XXVI ]
N0  
VI.1.5. Modelo de Gereard

Este modelo matemático se basa en diversos argumentos que describen el
comportamiento de los microorganismos cuando se presentan fenómenos de hombro,
una fase de inactivación lineal y cola, es decir, cuando describen curvas sigmoideas (Cerf,
1977; Casolari, 1988; Geeraerd et al., 2000). La incorporación de cada fenómeno se engloba
en la [Ecuación XXVII], donde Nres es la concentración de bacterias supervivientes, kmax es
la velocidad específica de inactivación y S1 es el parámetro que representa la duración del
hombro.
 e kmax ·S1 
N t  N 0  N res ·e kmaxt ·   N res [ XXVII ]
1  e 
k max S1

 1 ·e kmaxt 
VII.2. Ajuste datos experimentales e índices de error
Para obtener los coeficientes cinéticos de cada modelo descritos anteriormente, es

necesario ajustar los valores experimentales a las correspondientes ecuaciones mediante
técnicas de regresión no lineal. Los parámetros de los modelos se ajustan a ecuaciones
mediante algoritmos interactivos basados en el método de los mínimos cuadrados
(Pernistky et al., 1995; Cho et al., 2003). En la actualidad, muchos programas informáticos
estadísticos permiten realizar estos ajustes. Entre ellos, en este trabajo experimental se
utiliza la herramienta Solver y la herramienta de GInaFiT del programa Microsoft Excel
(Geeraerd and Van Impe Inactivation Model Fitting Tool).
Para evaluar la calidad de los ajustes de los modelos a los datos experimentales
obtenidos se utilizan dos índices: el coeficiente de determinación (R2) y el error cuadrático
medio (ECM). También se utiliza con este propósito la representación gráfica de los
valores estimados frente a los obtenidos experimentalmente.
El coeficiente de determinación, R2, se utiliza como una medida global de la calidad

del ajuste. Este coeficiente informa sobre la proporción de variabilidad total de la variable
dependiente que es explicable por el modelo. Cuanto más cercano sea el valor R 2 a 1,
mejor es la precisión predictiva del modelo, y por tanto, más concuerdan los valores
predichos con los valores observados. La ecuación del coeficiente de determinación viene
~
determinada por la [Ecuación XXVIII], donde y i son los valores estimados y es la media
de los valores reales (Gómez, 2005).
83
  ~y
i 1
i  y 2
R2 
 y
i 1
i  y 2
[ XXVIII ]
El error cuadrático medio, ECM, se define como la raíz cuadrada de la media del
cuadrado de los residuos (diferencia entre los valores observados y los valores estimados)
y viene determinado por la [Ecuación XXIX], donde n es el tamaño de la muestra. Un
valor de ECM igual a 0 indica que existe un perfecto acuerdo entre los valores predichos
y los valores reales.
 ( ~y
i 1
i  y) 2
ECM 
n [ XXIX ]
Para comparar modelos diferentes se representan gráficamente los valores

observados frente a los valores estimados. Si el modelo se ajusta perfectamente a los
datos, los puntos se encuentran distribuidos a lo largo de la línea de equivalencia. La
bondad del modelo será mayor cuanto más próximos estén los puntos a dicha línea
(Gómez, 2005).
En este proyecto de investigación se aplican modelos matemáticos primarios, en los

que se describe como varía el recuente de las poblaciones respecto al tiempo. Se aplican
ecuaciones matemáticas en los que se describe el cambio de las unidades logarítmicas de
inactivación a lo largo del tiempo y bajo unas condiciones determinadas. Se toman como
base los modelos matemáticos primarios para describir los secundarios, que describen el
comportamiento de los parámetros de los modelos primarios al modificarse las
condiciones ambientales, como por ejemplo el pH del agua. Por último, los modelos
terciarios integran los modelos primarios y secundarios para hacer predicciones en base a
diversos factores medioambientales. A partir de las ecuaciones complejas que se obtiene,
se calcula la respuesta de los microorganismos a condiciones diversas, se compara el
comportamiento de diferentes microorganismos y se determina las condiciones
adecuadas para alcanzar el grado de inactivación deseado.
Bibliografía
Azzellino A., Antonelli M., Canziani R., Malpei F., Marinetti M., Nurizzo C. 2011.
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84
Casolari A. 1988. Microbial death. Physiological models in microbiology. Ed. Boca

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Gomes A.I., Santos J.C., Vilar V.J.P., Boaventura R.A.R. 2009. Inactivation of bactéria
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85
Pruitt K.M. y Kamau D.N. 1993. Mathematical models of bacteria growth, inhibition
and death under combinated stress conditions. Journal of Industrial Microbiology, 12,
221-231.
86
Anexo VIII. Estudio económico
ANEXO VIII. Estudio económico
La elección de un tratamiento a escala real requiere de un análisis en profundidad

del coste económico. En este trabajo se realiza un breve análisis del coste de cada
tratamiento considerando tan solo los costes relativos a los agentes desinfectantes
utilizados. Para poder comparar los resultados de cada uno de los tratamientos
estudiados, se calcula el coste necesario para alcanzar una inactivación de una unidad
logarítmica, es decir, un 90% de inactivación (Valero, 2013).
Los tratamientos estudiados en este trabajo de investigación incluyen la

ozonización, ozono combinado con peróxido de hidrógeno, ozono combinado con
dióxido de titanio y combinación de ozono con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio. En el tratamiento de ozonización se considera únicamente el coste del ozono
generado. En los tratamientos en los que interviene el peróxido de hidrógeno se incluye el
coste éste, con un precio de 0’21 €/kg H2O2 al 30% p/v, según la empresa suministradora
FCM Foret Zaragoza (Lanao, 2012). Y en los tratamientos de en los que interviene el
dióxido de titanio se incluye su coste, con un precio de 1,55 €/kg TiO2. Para calcular el
coste del ozono generado se tiene en cuenta el coste de la electricidad con un valor de
0’1488 €/KWh (www.iberdrola.es) y el consumo de oxígeno, siendo el caudal de oxígeno en
el ozonizador de 50 L/h O2, con un coste de 0’025 €/kg O2 (Lucas et al., 2010). Además, se
asume que el ozonizador consume 12 Wh/g O3 producido (Lucas et al., 2010) y se tiene en
cuenta el caudal de ozono generado, 894 mg/h O3. Se estima el precio del tratamiento
para un volumen de muestra de 1 m3. El cálculo de los costes del ozono generado, del
peróxido de hidrógeno y de dióxido de titanio se detalla en las siguientes ecuaciones
[Ecuación XXX- Ecuación XXXIV] (Valero, 2013):
Coste O3 (€/m 3 )  Coste O 2 (€/m 3 )  Coste electricid ad (€/m 3 ) [ XXX ]
Tiempo(min) 1000L 50L O 2 0,0013Kg O 2 0,025€

Coste O 2 (€/m 3 )      [ XXXI ]
1L 1m 3 60min 1L O 2 1Kg O 2
Tiempo(min) 1000L 0,894g O 2 12Wh 0,1488€

Coste electricid ad (€/m 3 )      [ XXXII ]
1L 1m 3 60min 1 gO 3 1000Wh
 mgH 2 O 2  1000L 1L H 2 O 2 1,1KgH 2 O 2 0,21€H 2 O 2 [ XXXIII ]

Coste H 2 O 2 (€/m 3 )  Dosis     
 1L  1m 3
3  10 5
mg H 2 O 2 1LH 2 O 2 1Kg H 2 O 2
 gTiO 2  1000L 1Kg TiO 2 1,55€ TiO 2 [ XXXIV ]

Coste TiO 2 (€/m 3 )  Dosis    
 1L  1m
3
1000g TiO 2 1Kg TiO 2
Se utiliza el modelo de Geereard para calcular el tiempo necesario en inactivar una

unidad logarítmica en los distintos tratamientos, ya que es este modelo uno de los que se
ajusta mejor a los datos experimentalmente obtenidos.
87
Bibliografía
Lucas M.S., Peres J.A, Puma G.L. “Treatment of winery wastewater by ozone-based
oxidation processes (O3, O3/UV and O3/UV/H2O2) in a pilot-scale bubble column reactor
and process economics”. Separation and Purification Technology 72, 235-241, 2010.
Valero Lázaro, P. 2013. Inactivación de Enterococcus sp. presentes en aguas de salida

de depuradora, mediante procesos convencionales y avanzados de oxidación. Trabajo Fin
de Máster. Universidad de Zaragoza.
88
Anexo IX. Resultados
ANEXO IX. Resultados
IX.1.Resultados Físico-químicos
En la Tabla A-V. Tabla resumen de los resultados físico-químicos en los

tratamientos estudiados sobre las muestras de agua fortificadas con P.aeruginosa.se
muestran los resultados físico-químicos obtenidos en los distintos tratamientos
realizados.
Tabla A-V. Tabla resumen de los resultados físico-químicos en los tratamientos estudiados sobre
las muestras de agua fortificadas con P.aeruginosa.
pH S.S.T (mg·L-1)
(µS·cm-1)(20oC) (U.N.T)
Iniciales 7,83 544 5,49 9
Ozonización
Finales 8,38 699 32,5 22
Iniciales 8,19 656 148 62

O3/H2O2
Finales 8,66 754 15 10
Iniciales 7,85 386 107 73

O3/TiO2
Finales 8,67 741 40,2 20
Iniciales 7,83 766 76 71

O3/H2O2/TiO2
Finales 8,38 842 63 53
IX.2.Resultados de inactivación
IX.2.1. Ozonización
La Tabla A-VI muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la
muestra en el tratamiento 1 de ozonización.
89
Tabla A-VI. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo largo

del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 7,20·108 3,55·106 8,76·105 5,40·104 5,91·102 5,20·102 1,68·102
Log(Nt/N0) 0 -2,31 -2,91 -4,12 -6,09 -6,14 -6,63
mg O3
0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
introducido
mg O3 no
0 1,5 7,5 55,5 90,75 91,5 120,02
consumido
mg O3·L-1
0 1,50 4,49 16,56 26,36 70,65 102,19
consumido
La Tabla A- VII muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la

Tabla A- VII. Condiciones del tratamiento de ozonización e inactivación de P.aeruginosa a lo largo

del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 8,16·108 8,01·106 2,85·106 7,76·104 9,30·103 1,56·103 5,20·102
Log(Nt/N0) 0 -2,01 -2,46 -4,02 -4,94 -5,72 -6,19
mg O3 introducido 0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
mg O3 no consumido 0 2,25 6,75 60 88,5 93 115,26
mg O3·L-1 consumido 0 0,75 5,25 12,06 28,60 69,15 106,95
La Figura A- XII muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozonización para una inactivación de 4 unidades logarítmicas y una dosis
de ozono de 3 mgO3·L-1 en células vegetativas de C.Perfringens y Enterococcus sp.(Lanao,
2012).
90
Figura A- XII. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozonización

N0 (C.Perfringens) ≈ 106 UFC· 100 mL-1, N0 (Enterococcus sp.) ≈ 108 UFC· 100 mL-1.
La Figura A- XIII muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozonización para una inactivación de 4 unidades logarítmicas y una dosis
de ozono de 3 mgO3·L-1 en P.aeruginosa y E.coli (Esteban, 2013).
Figura A- XIII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozonización.

N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1.
91
IX.2.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2)

La Tabla A- VIII muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por
la muestra en el tratamiento 1 de ozono combinado con peróxido de hidrógeno.
Tabla A- VIII. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 7,76·108 2,30·107 1,60·107 8,10·104 4,70·101 5,05·101 2,95·101
Log(Nt/N0) 0 -1,53 -2,17 -3,92 -6,88 -7,04 -7,43
mg O3 introducido 0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
mg O3 no consumido 0 1,5 7,5 60 90 105 151,5
mg O3·L-1 consumido 0 1,50 4,50 12,06 27,10 57,15 70,71
La Tabla A- IX muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la

Tabla A- IX. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno e
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 8,60·108 4,01·105 2,00·105 1,00·104 1,14·103 3,22·102 5,00·101
Log(Nt/N0) 0 -3,33 -3,63 -4,93 -5,88 -6,43 -7,23
mg O3 introducido 0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
mg O3 no consumido 0 1,5 6 60 82,5 106,5 150
mg O3·L-1 consumido 0 1,50 5,99 12,06 34,60 55,65 72,21
La Figura A- XIV muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno para una inactivación de 4
unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 en células vegetativas de
C.Perfringens y Enterococcus sp. (Lanao, 2012).
92
Figura A- XIV. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozono

combinado con peróxido de hidrógeno . N0 (C.Perfringens) ≈ 106 UFC· 100 mL-1
N0 (Enterococcus sp.) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04mM.
La Figura A- XV muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno para una inactivación de 4
unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 en P.aeruginosa y E.coli
(Esteban, 2013).
Figura A- XV. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozono combinado con
peróxido de hidrógeno. N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1.
[H2O2]=0,04mM.
93
IX.2.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2).

La Tabla A- X muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la
muestra en el tratamiento 1 de ozono combinado con dióxido de titanio.
Tabla A- X. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio e inactivación
de P.aeruginosa a lo largo del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 1,40·109 6,60·107 1,00·108 1,51·105 2,06·104 6,60·103 3,30·102
Log(Nt/N0) 0 -0,18 -1,32 -3,57 -3,99 -4,36 -6,63
mg O3 introducido 0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
mg O3 no consumido 0 1,50 6 60 90 103,50 142,50
mg O3·L-1 consumido 0 1,50 5,99 12,06 27,10 58,65 79,71
La Tabla A- XI muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la

muestra en el tratamiento 2 de ozono combinado con dióxido de titanio.
Tabla A- XI. Condiciones del tratamiento ozono combinado con dióxido de titanio e inactivación
de P.aeruginosa a lo largo del tiempo.
Tiempo 0 0,4 1 5 8 11 15
(min)
Nt (UFC
5,60·109 4,20·107 1,20·107 1,18·105 4,70·102 1,00·102 6,00·102
100mL-1)
Log(Nt/N0) 0 -0,376751 -2,24304 -3,67631 -5,62893 -6,17609 -6,36798
mg O3
0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,14 222,21
introducido
mg O3 no
0 2,25 7,5 54 87 102 139,5
consumido
mg O3·L-1
0 0,754115 4,4981 18,0581 30,1031 60,1481 82,7081
consumido
La Figura A- XVI muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio para una inactivación de 4
unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 en células vegetativas de
C.Perfringens y Enterococcus sp. (Lanao, 2012).
94
Figura A- XVI. Inactivación de C.Perfringens y Enterococcus sp. tras el tratamiento de ozono

combinado con dióxido de titanio . N0 (C.Perfringens) ≈ 107 UFC· 100 mL-1,
N0 (Enterococcus sp.) ≈ 107 UFC· 100 mL-1. [TiO2]=1 g·L-1.
La Figura A- XVII muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio para una inactivación de 4
unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 en P.aeruginosa y E.coli
(Esteban, 2013).
Figura A- XVII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozonización.

N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [TiO2]=1 g·L-1.
95
IX.2.4. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de

titanio (O3/H2O2/TiO2).
La Tabla A- XII muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por la
muestra en el tratamiento 1 de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.
Tabla A- XII. Condiciones del tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y
dióxido de titanio e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 1,72·109 1,30·108 1,40·106 1,00·104 2,52·102 7,60·101 1,43·102
Log(Nt/N0) 0 -1,12 -2,70 -4,86 -5,78 -6,97 -7,05
mg O3
0 4,07 13,38 75,59 122,25 168,91 231,12
introducido
mg O3 no
0 2,25 7,5 58,5 88,5 105 153
consumido
mg O3·L-1
0 1,82 5,88 17,09 33,75 63,91 78,12
consumido
La Tabla A- XIII muestra los resultados de inactivación y el ozono consumido por

la muestra en el tratamiento 2 de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido
de titanio.
Tabla A- XIII. Condiciones del tratamiento ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido
de titanio e inactivación de P.aeruginosa a lo largo del tiempo.
Tiempo (min) 0 0,4 1 5 8 11 15
Nt (UFC 100mL-1) 1,38·109 9,00·107 1,04·104 1,00·104 2,00·102 6,15·101 4,75·101
Log(Nt/N0) 0 -1,19 -4,61 -5,03 -5,90 -6,48 -6,67
mg O3 introducido 0 3,00 11,99 72,06 117,10 162,15 222,21
mg O3 no consumido 0 1,8 5,25 57 81 112,5 147
mg O3·L-1 consumido 0 1,20 6,75 15,06 36,10 49,65 75,21
La Figura A- XVIII muestra una comparación gráfica de los valores obtenidos en el

tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio para
una inactivación de 4 unidades logarítmicas y una dosis de ozono de 3 mgO3·L-1 en
Enterococcus sp., P.aeruginosa y E.coli (Lanao, 2012 ;Esteban, 2013).
96
Figura A- XVIII. Inactivación de P.aeruginosa y E.coli tras el tratamiento de ozono combinado con
peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio. N0 (Enterococcus sp.) ≈ 107 UFC· 100 mL-1,
N0 (P.aeruginosa) ≈ 109 UFC· 100 mL-1, N0 (E.coli) ≈ 108 UFC· 100 mL-1. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1.
IX.3.Cinéticas de inactivación
IX.3.1. Ozonización
En la Figura A- XIX se refleja de manera gráfica los ajustes de los modelos aplicados
sobre la curva de inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización.
Figura A- XIX. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de

P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización.
En las Figuras A-XX, A-XXI, A-XXII, A-XXIII se muestra otra forma de poder
observar los ajustes de los modelos aplicados sobre los resultados que se han obtenido
97
experimentalmente mediante la representación de los valores observados de inactivación

y los estimados mediante los modelos cinéticos.
Figura A- XX. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente y

los valores estimados por el modelo de Hom aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
Figura A- XXI. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente y

los valores estimados por el modelo de Mafart aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
98
Figura A- XXII. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

y los valores estimados por el modelo Bifásico aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
Figura A- XXIII. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

y los valores estimados por el modelo de Geereard aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en
el tratamiento de ozonización.
IX.3.2. Ozono combinado con peróxido de hidrógeno (O3/H2O2)

En la Figura A- XXIV se refleja de manera gráfica los ajustes de los modelos
aplicados sobre la curva de inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno.
99
Figura A- XXIV. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de

P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno.
En las Figuras A-XXV, A-XXVI, A-XXVII y A-XXVIII se muestra otra forma de

poder observar los ajustes de los modelos aplicados sobre los resultados que se han
obtenido experimentalmente mediante la representación de los valores observados de
inactivación y los estimados mediante los modelos cinéticos obtenidos en el tratamiento
de ozono combinado con peróxido de hidrógeno.
Figura A- XXV. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

y los valores estimados por el modelo de Hom aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
100
Figura A- XXVI. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

y los valores estimados por el modelo de Mafart aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
Figura A- XXVII. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

101
Figura A- XXVIII. Representación de la correlación entre los valores observados

experimentalmente y los valores estimados por el modelo de Geereard aplicados en la inactivación
de P.aeruginosa en el tratamiento con peroxona.
IX.3.3. Ozono combinado con dióxido de titanio (O3/TiO2)

En la Figura A- XXIX se refleja de manera gráfica los ajustes de los modelos
aplicados sobre la curva de inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización
catalítica.
Figura A- XXIX. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de

P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio.
Las Figuras A-XXX, A-XXXI, A-XXXII y A-XXXIII muestran otra forma de poder
observar los ajustes de los modelos aplicados sobre los resultados que se han obtenido
experimentalmente mediante la representación de los valores observados de inactivación
y los estimados mediante los modelos cinéticos.
102
Figura A- XXX. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

Figura A- XXXI. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

y los valores estimados por el modelo de Mafart aplicados en la inactivación de P.aeruginosa en el
103
Figura A- XXXII. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

tratamiento ozono combinado con dióxido de titanio.
Figura A- XXXIII. Representación de la correlación entre los valores observados

de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con dióxido de titanio.

(O3/H2O2/TiO2)
En la Figura A- XXXIV se refleja de manera gráfica los ajustes de los modelos
aplicados sobre la curva de inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono
combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio.
104
Figura A- XXXIV. Ajuste de los cuatro modelos matemáticos a la gráfica de inactivación de

P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.
En las Figuras A-XXXV, A-XXXVI, A-XXXVII y A-XXXVIII se muestra otra forma

de poder observar los ajustes de los modelos aplicados sobre los resultados que se han
obtenido experimentalmente mediante la representación de los valores observados de
inactivación y los estimados mediante los modelos cinéticos.
Figura A- XXXV. Representación de la correlación entre los valores observados experimentalmente

tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de titanio.
105
Figura A- XXXVI. Representación de la correlación entre los valores observados

experimentalmente y los valores estimados por el modelo de Mafart aplicados en la inactivación
de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.
Figura A- XXXVII. Representación de la correlación entre los valores observados

experimentalmente y los valores estimados por el modelo Bifásico aplicados en la inactivación de
P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.
106
Figura A- XXXVIII. Representación de la correlación entre los valores observados

de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio.
Bibliografía
Esteban Finol, J. 2013. Eliminación de Escherichia coli en aguas naturales mediante
técnicas de oxidación avanzada basadas en ozono, peróxido de hidrógeno y dióxido de
titanio. Proyecto final de carrera. Universidad de Zaragoza.

107

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AGRADECIMIENTOS

Me gustaría dar las gracias…

A Rosa por su ayuda y darme la oportunidad de hacer este trabajo de

A mis compañeros de laboratorio por ayudarme siempre que lo he necesitado.

La posible exposición de las personas a los agentes biológicos, como bacterias

Los tratamientos de desinfección más comunes, para la eliminación de

El objetivo de este proyecto de investigación es el estudio de la desinfección y

La adición de peróxido de hidrógeno al ozono mejora los resultados de

Por otra parte, el uso de modelos de inactivación, puede predecir fielmente el

Índice de figuras-Anexos ........................................................................................................ VI

Índice de tablas- Memoria ....................................................................................................... IX

Índice de tablas- Anexos.......................................................................................................... XI

Capítulo 1. Introducción y objetivos........................................................................................ 1

Capítulo 2. Contaminación microbiológica del agua ............................................................ 3

Capítulo 3. Desinfección del agua............................................................................................ 5

3.1. Desinfección convencional ................................................................................ 5

Capítulo 4. Procedimiento experimental ................................................................................ 8

4.1. Metodología analítica......................................................................................... 8

Capítulo 5. Resultados ............................................................................................................. 16

5.1. Resultados inactivación P.aeruginosa ............................................................. 16

5.2.1. Ozonización ............................................................................................. 30

Capítulo 6. Conclusiones ......................................................................................................... 40

Capítulo 7. Bibliografía ............................................................................................................ 42

ANEXO I. Normas de calidad microbiológica en aguas .................................................... 49

ANEXO II. Terminología microbiológica ............................................................................. 51

II.1. Bacterias ............................................................................................................ 51

ANEXO III. Técnicas convencionales y procesos de oxidación avanzada ....................... 58

III.1. Desinfección convencional con ozono ......................................................... 61

ANEXO IV. Desarrollo de la metodología analítica físico-química .................................. 68

ANEXO V. Metodología microbiológica............................................................................... 70

V.1. Fortificación de muestras con Pseudomona aeruginosa ................................ 70

ANEXO VI. Tratamientos basados en Ozono ...................................................................... 75

VI.1. Descripción detallada de la instalación de ozonización ........................... 75

ANEXO VII. Modelos cinéticos de inactivación microbiana ............................................. 79

VII.1. Descripción de modelos ............................................................................... 79

VII.1.3. Modelo de bifásico de Pruitt y kamau (1993) ................................... 82

ANEXO VIII. Estudio económico …………………………………………………………..86

ANEXO XI. Resultados............................................................................................................ 89

IX.1. Resultados Físico-químicos ........................................................................ 89

de siembra superficie. .............................................................................................................. 9

Figura 2. Descripción de la instalación de ozonización. ......................................................................... 11

Figura 4. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozonización. N0 ≈ 7,2·108 UFC·100mL-

Figura 6. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de peroxona sobre la muestra de agua

fortificada con P.aeruginosa. N0 = 2,37·109 UFC·100 mL-1. [H2O2]=0,04 mM. ...................... 20

combinado con peróxido de hidrógeno. ............................................................................... 21

Figura 8. Inactivación de P.aeruginosa en el tratamiento de ozono combinado con TiO2 sobre la

combinado con dióxido de titanio.......................................................................................... 24

Figura 10. Inactivación de P.aeruginosa. en el tratamiento O3/H2O2/TiO2 sobre la muestra de agua

fortificada. N0= 1,72·109 UFC·100mL-1. [H2O2]=0,04mM. [TiO2]=1 g·L-1. ............................ 25

y dióxido de titanio. ................................................................................................................. 28

Figura A- II. Técnica de aislamiento en superficie por agotamiento. ...................................................... 70

Figura A- III. Aspecto de colonias de P.aeruginosa en el agar centrimide ............................................ 71

Figura A- IV. Esquema del método de diluciones decimales seriadas. ............................................... 72

método de diluciones decimales seriadas de una muestra de agua y su posterior

análisis por el método de siembra en superficie. ................................................................ 72

Figura A- VI. Método de filtración por membrana (Millipore). ............................................................. 74

Figura A- VII. Aspecto de colonias de P.aeruginosa. Método de filtración de membrana. ................ 74

Figura A- VIII. Esquema de generación de ozono mediante descarga eléctrica. ................................ 75

Figura A- IX. Descripción de la instalación de ozonización. ................................................................. 76