Diag Trans Cortex Adrenasl (UFRGS,)
Diag Trans Cortex Adrenasl (UFRGS,)
Diag Trans Cortex Adrenasl (UFRGS,)
CÓRTEX ADRENAL* 1
Introdução
Como em outras áreas da medicina veterinária, a endocrinologia clínica tem
experimentado importantes avanços no conhecimento da fisiologia, fisiopatologia e o
diagnóstico das doenças que acometem os animais domésticos. A presente revisão espera
oferecer informações atuais das provas endócrinas más relevantes de una maneira concisa e
prática, sobre a determinação de alterações patológicas que acometem o córtex adrenal.
1.1 Hiperadrenocorticismo
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a secreção de CRH, nem de ACTH. O efeito de feedback negativo sobre o eixo hipotalâmico-
hipofisário-adrenal desaparece, permanecendo elevada a secreção de ACTH. Secreções
episódicas de ACTH e cortisol fazem com que os ocorram flutuações nas concentrações
plasmáticas que às vezes podem estar dentro dos valores de referência para a maioria dos
laboratórios, quando são utilizadas provas diagnosticas de confirmação e classificação da
doença. (NELSON, COUTO 2006) (Figura 1).
De acordo com Nelson e Couto (2006) e Birchard e Sherding (2003) os tumores adrenais
(TA) representam 15-20% dos casos de hiperadrenocorticismo espontâneo em cães e 20- 25%
em felinos. Estes tumores são autônomos e completamente funcionais ração pela qual secretam
altas quantidades de cortisol provocando supressão hipotalámico-hipofisária, redução nos pulsos
de CRH, e a sua vez de ACTH, gerando atrofia da glândula adrenal contralateral e de todas as
células da glândula que aloja o tumor. Está atrofia pode ser identificada por ultra-sonografia
abdominal. Outro aspecto a ter presente neste tipo de neoplasias é a resposta manifestada ao
administrar ACTH exógeno, pois aparentemente estes tumores mantêm receptores para este
hormônio; mas quando a manipulação farmacológica do eixo hipotalámico-hipofisário é
realizada com dexametasona eles não apresentam resposta nenhuma. Para Birchard e Sherding
(2003) cerca de 50% dos tumores adrenocorticais são benignos (Figura 2).
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Figura 2. Eixo hipofisário-adrenocortical em cães com hiperadrenocorticismo por tumores
no córtex adrenal. Imagem capturada na internet em 13 Nov. 2008. Disponível na Internet
www.fcav.unesp.br/aulus/Desordens%20das%20Adrenais%20slides.PDF
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Figura 3: Eixo hipofisário-adrenocortical em caes com HAC iatroênico. Imagem capturada
na internet em 13 Nov. 2008. Disponível na Internet
www.fcav.unesp.br/aulus/Desordens%20das%20Adrenais%20slides
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direita e tromboembolismo pulmonar. No exame de ultrassonografia o tamanho e forma das
adrenais poderão ser analisados (NELSON, COUTO, 2006).
No perfil bioquímico, várias alterações são encontradas tanto em cães como em felinos,
mas alterações clínico-patológicas clássicas observadas em cães, são raras em gatos. Entre as
alterações mais comuns se encontra o aumento na fosfatase alacalina. Aproximadamente 85%
dos cães com hiperadrenocorticismo apresentam atividades entre 150 UI/L e 1000 U/L. Embora,
não se pode considerar como um achado patognomônico, pois outros distúrbios como diabete
mellitus, hepatopatias primárias, pancreatite, insuficiência cardíaca congestiva e neoplasias
também podem produzir aumentos em esta enzima (NELSON, COUTO, 2006). A atividade
sérica de fosfatase alcalina, composta primariamente da isoenzima induzida por esteróides, pode
estar elevada em até 85% dos cães acometidos por hiperadrenocorticismo (BIRCHARD;
SHERDING, 2003). Em gatos são achados comuns a hipercolesterolemia e a atividade da
alanina aminotransferase (ALT) elevada (BIRCHARD; SHERDING, 2003). Nos gatos, a
concentração de fosfatase alcalina não aumenta pela ausência na atividade da isoenzima da FA
induzida por esteróides e a sua meia-vida relativamente curta nesta espécie.
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eutiroideo” (FERGUSON, PETERSON, 1992). Também vão se manifestar outras alterações
como distúrbios reprodutivos, porque as concentrações elevadas de glicocorticóides suprimem a
secreção de todos os hormônios produzidos no hipotálamo.
Segundo Taylor e Hyllier (1999) nos eqüinos os tumores adrenais são quase
desconhecidos como causa de hiperadrenocorticismo, motivo pelo qual nesta espécie as técnicas
diagnósticas estão encaminhadas a demonstrar a presença de um adenoma na pituitária. Nos
cavalos a suspeita de hiperadrenocorticismo esta baseada na apresentação de sinais clínicos e
nas provas de funcionamento adrenal; no entanto o diagnóstico definitivo somente é possível no
exame post-mortem quando se confirma a presença de adenoma na pituitária acompanhado de
hipertrofia adrenocortical. O diagnóstico confirmatório nas três espécies se realiza através das
provas endócrinas de funcionamento do córtex adrenal.
Os testes para avaliar a função adrenal podem ser realizados medindo o nível de cortisol
em soro e urina. As provas diagnósticas para o estabelecimento do diagnóstico de
hiperadrenocorticismo incluem os seguintes testes: estimulação com ACTH, supressão com
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dexametasona em baixas doses (SDBD) e a combinação dos testes de supressão com
dexametasona e de estimulação com ACTH (NELSON, COUTO, 2006). O teste de estimulação
com ACTH e o de supressão com dexametasona são comumente utilizados para o diagnóstico
de hiperadrenocorticismo e para determinar o melhor tratamento assim como ter com mais
precisão o prognóstico. Nos eqüinos a confirmação do adenoma pituitário esta baseada na prova
de resposta de liberação da TSH e a supressão com dexametasona; testes utilizados em
pequenos animais como a estimulação com ACTH tornam inviável seu uso em animais de
produção, devido a manipulação da amostra e a grande variabilidade entre laboratórios.
Birchard e Sherding (2003) descrevem este teste como o mais freqüentemente utilizado,
ele avalia a “espessura” relativa do córtex adrenal, e constitui o melhor teste para diferenciar o
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hiperadrenocorticismo espontâneo do iatrogênico. Segundo Nelson, Couto (2006) e Ettinger e
Feldman (2004) esta prova identifica o distúrbio, mas não distingue se o hiperadrenocorticismo
espontâneo é de origem adrenal ou hipofisária, identificando aproximadamente 60% dos cães
com hiperadrenocorticismo por tumores adrenais, 85% dos casos de origem hipofisária e 70%
dos casos em gatos. Segundo Norman et al., (1999) e Syme et al., (2001) (apud Boary e Aste,
2003) muitos dos cães com hiperadrenocorticismo espontâneo por tumores adrenais podem
apresentar um resultado normal frente ao teste de estimulação com ACTH, devido ao
incremento em 17-hidroxiprogesterona e outros hormônios sexuais. Em estes atípicos casos os
tumores adrenais estimulam a produção de hormônios que provavelmente inibem a produção de
cortisol pela zona fascicular do córtex adrenal. Outros hormônios esteroidais além do cortisol
(17-hidroxiprogesterona ou progesterona) podem ser mensurados nos casos em que a
concentração de cortisol está normal e o hiperadrenocorticismo ainda é uma suspeita de
diagnóstico. Esses hormônios podem estar elevados tanto no hiperadrenocorticismo hipófise-
dependente quanto em tumores adrenais
Protocolo:
1. Coleta de sangue.
2. Administrar 0,25 mg de ACTH sintético/ cão IM ou 2,2 UI /kg no cão (ACTH sintético:
Cortrosyn, Organon Pharmaceuticals), 125 µg no gato de cosintropina (ACTH sintético ou
suíno) e 1 mg no eqüino.
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3. Coleta de sangue após 1 hora após no cão. No gato, 1 e 2 horas após ACTH suíno ou 30
minutos a 1 hora após ACTH sintético. No eqüino, 1 hora após.
Interpretação
Segundo Taylor e Hillyer (1999) a hipertrofia adrenocortical pode ser evidenciada quando
se obtêm uma resposta exagerada da concentração de cortisol após administrar ACTH. Cavalos
normais apresentarão um aumento aproximadamente de 80% da concentração de cortisol após
duas horas à administração de100 UI de ACTH sintética (Synache, Ciba). No entanto, quando a
origem do hiperadrenocorticismo é na pituitária a maioria dos cavalos apresentarão aumentos
muito superiores, também nas duas horas após administrar o ACTH. Em eqüinos uma das
manifestações clinicas do hiperadrenocorticismo é a laminite, quando está se encontra presente
a realização de este teste se torna inapropriada, pois existe o risco de exacerbar a situação ao
incrementar a concentração de glicocorticóides endógenos na circulação.
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efeito não ultrapassa às 8 horas após aplicação. Quando se trata de um tumor adrenal este resiste
o efeito da dexametasona, ele secreta cortisol de maneira autônoma, suprimindo a secreção
endógena do ACTH
Os níveis de cortisol sérico são determinados antes quatro e oito horas após uma injeção
IV de 0,01 mg/kg de dexametasona. A baixa dose de dexametasona suprime os níveis de
cortisol a menos de 1 µg/dl por um período de oito horas. O teste apresenta uma sensibilidade
de 90%, ainda que não distinga se o distúrbio é de origem hipofisária ou por tumores no córtex
adrenal. Deve ser utilizado o fosfato sódico de dexametasona ou a dexametasona em polietileno
glicol. A razão pela qual se utiliza este medicamento é porque não interfere nos
radioimunoensaios utilizados para detecção da concentração sangüínea de cortisol.
Protocolo
1. Coleta de sangue.
2. Administrar 0, 015 mg/kg IV de dexametasona no cão, no eqüino aplicar 40 µg/kg
IM de dexametasona no final da tarde ou 20 mg/kg IM.
Interpretação
Qualquer cão com hiperadrenocorticismo que exiba uma ou mais dessas três
concentrações plasmáticas de cortisol provavelmente tem hiperadrenocorticismo de origem
hipofisária, caso o animal não apresente nenhum desses valores de cortisol não há supressão. A
ausência de supressão é um resultado inespecífico, pois é compatível com o diagnóstico, mas
não informa se a origem é adrenal ou hipofisária (NELSON, COUTO, 2006).
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2.3 Combinações dos testes de supressão com dexametasona e estimulação com
ACTH
Este teste é uma triagem inicial para o diagnóstico de hiperadrenocorticismo, pois ele não
distingue a origem, não devendo ser usado para esse propósito. Espera-se que cães com
hiperadrenocorticismo não tenham resposta frente à supressão com baixa dose de dexametasona,
porém deveriam apresentar uma resposta exagerada frente à administração de ACTH. No
entanto certo numero de cães apresentam supressão após a administração de dexametasona ou
respondem normalmente à estimulação por ACTH. Por isso as concentrações plasmáticas de
cortisol após administração de dexametasona e ACTH não devem ser interpretadas em conjunto.
Quando uma parte da prova for sugestiva de hiperadrenocorticismo e a outra se mostra normal,
devem ser realizados testes adicionais, de preferência o teste de estimulação com baixa dose de
dexametasona para confirmar o diagnóstico (NELSON, COUTO, 2006).
Protocolo
1. Coleta de sangue
2. Administrar 0,1 mg/kg IV dexametasona em cães e 10 mg IM no eqüino.
4. Administrar 2,2 UI/kg de ACTH gel / 0,25 mg/cão IM sintetico, e 100 UI de ACTH
sintética (Synancthen, Ciba) intravenosa no eqüino.
Interpretação
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concentração de cortisol abaixo de 30% quando comparada com o valor basal às 3 horas e um
aumento de aproximadamente o dobro da concentração basal após a administração de ACTH.
No hiperadrenocorticismo de origem hipofisária a supressão não e muito notável, mais a
resposta a ACTH é muito exagerada. No entanto, autores como Colaham (1998) e Tayllor e
Hillyer (1999) preferem realizar os teste por separado, pois a administração de ACTH pode
impedir a correta avaliação da resposta a dexametasona. Estas provas também se tornam
inviáveis nos eqüinos com laminite.
Segundo Birchard e Sherding (2003) e Nelson e Couto (2006) esta prova é utilizada para
diferenciar o hiperadrenocorticismo de origem hipofisária das neoplasias do córtex adrenal. Os
tumores alojados no córtex adrenal são autônomos e funciona independentemente da
concentração de ACTH hipofisária; conseqüentemente, independe da dose de dexametasona que
jamais vai suprimir a concentração plasmática de cortisol quando a fonte desta for um tumor
adrenal. Em quanto que nos casos de tumores hipofisários que induzem secreção de ACTH a
supressão é variável e pode depender da dose de dexametasona empregada. A administração de
dexametasona em doses cada vez mais elevada deve por fim suprimir a secreção de ACTH em
cães com hiperadrenocorticismo de origem hipofisária.
Protocolo
1. Coleta de sangue
2. Administrar 0,1 mg/kg IV dexametasona no cão, e 0,1 mg/kg IV em gatos.
3. Coleta sangue 4 e/ou 8 horas após a dexametasona em cães, e 4,6 e 8 horas após
dexametasona no gato.
Interpretação
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Se a concentração de cortisol após quatro e oito horas a administração de dexametasona
se encontra abaixo de 50% do valor inicial ou abaixo de 1,4 µg/dl é diagnóstico de
hiperadrenocorticismo hipófise-dependente. Se estiver acima ou igual a 50% do valor inicial
pode ser hipófise-dependente ou por neoplasia do córtex adrenal. Podem ser administradas
doses maiores de dexametasona (1,0 mg/kg) na tentativa de suprimir a secreção de ACTH
hipofisária em cães com hiperadrenocorticismo hipófise-dependente resistente à dexametasona.
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Protocolo
1. Coleta de sangue.
Interpretação
Eqüinos com adenoma pituitário devem apresentar aumento no nível de cortisol após 15
minutos e permanecer elevado por 90 minutos Animais normais não apresentam diferenças
significativas. Este teste apresenta uma vantagem sobre os outros, pois ele não usa corticóides
exógenos e o efeito sobre a concentração de cortisol endógeno e transitório, motivo pelo qual é
a prova de eleição nos animais com laminite, no entanto é uma prova muito custosa, e a TRH é
difícil de obter.
3. Diagnóstico diferencial
Antes do surgimento dos sinais cutâneos, o diagnóstico diferencial do
hiperadrenocorticismo é com poliúria-polidipsia, nefropatia crônica, hepatopatia crônica,
diabetes mellitus, diabetes insípido (pituitário ou renal), polidipsia psicogênica, hipertireoidismo
hipercalcemia, hipernatremia, hipocalcemia, hipoadrenocorticismo. Após o desenvolvimento da
alopecia endócrina, o diagnóstico diferencial deverá considerar o hipotireoidismo, o
hipossomatotropismo, e desequilíbrios dos hormônios sexuais.
4. Tratamento do hiperadrenocorticismo
O tratamento bem-sucedido melhora a qualidade de vida do paciente e de seu
proprietário. A escolha terapêutica pode ser com base na etiologia do hiperadrenocorticismo. As
opções cirúrgicas e clinicas devem ser discutidas com o proprietário uma vez que o retorno do
animal para o estado endócrino normal nem sempre é possível e todas as complicações devem
ser discutidas (ETTINGER, FELDMAN, 2004).
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4.1 Mitotano
Este quimioterapêutico análogo do DDT (o, p´ DDD; Lysodern, Bristol Myers Oncology,
Princeton, NJ) é o medicamento de escolha no tratamento do hiperadrenocorticismo de origem
hipofisária em cães, atua inibindo a excisão da cadeia lateral do colesterol (P450) e inibe a
atividade de outras enzimas dependentes do citocromo P450, como a 11ß-hidroxilase, 18-
hidroxilase, e também de enzimas não dependentes deste citocromo, como 3ß-hidroxiesteroide
deshidrogenase. Nas doses de ataque e manutenção, este medicamento provoca a destruição
seletiva da zona fascicular e reticular do córtex adrenal, espera-se que conserve
simultaneamente parte da função glomerular, preservando assim a capacidade secretora dos
mineralocorticóides. Também pode ser empregado no tratamento dos tumores adrenais, porem
por serem mais resistentes aos efeitos adrenocorticolíticos do mitotano do que os córtices
adrenais normais ou hiperplásicos (NELSON, COUTO, 2006). O objetivo deste tratamento é
atingir um hipoadrenocorticismo subclínico onde a concentração basal de cortisol pós-ACTH
esteja dentro dos limites normais (1-5 µg/dl).
O protocolo deste tratamento requer uma fase inicial ou de indução na qual são
administradas doses diárias para produzir a remissão com a finalidade de controlar a doença,
seguida pela fase de manutenção, com a finalidade de evitar recidiva dos sinais da doença, onde
o medicamento é administrado uma a duas vezes à semana.
Antes de iniciar com a fase de indução, deve-se determinar pelo proprietário o consumo
de água do paciente, durante vários períodos de 24 horas. Cães normais bebem menos de 100 ml
de água por quilo de peso em 24 horas, enquanto que cães com polidipsia resultante de
hiperadrenocorticismo normalmente bebem mais de 100 ml/kg de peso em 24 horas (NELSON ,
COUTO, 2006). A dose inicial é de 50 mg/kg/dia, administrados duas vezes ao dia junto ao
alimento por 7 dias. Quando o cão apresenta consumo inferior a 100 ml/kg/dia ou apresenta
diabetes mellitus concomitante à dose do mitotano deve ser ajustada para 25-35 mg/kg. Alguns
autores como Birchar e Sherding (2003) sugerem a administração de um glicocorticóide como
prednisolona ou prednisona (0,25 mg/kg/dia) junto à fase de indução do mitotano para ajudar a
prevenir o desenvolvimento de efeitos secundários ao hipoadrenocorticismo, enquanto que para
Nelson e Couto (2006) a decisão de administrar glicocorticóides durante a terapia de indução é
uma alternativa pessoal do clínico, pois o hiperadrenocorticismo pode ser tratado com sucesso
simultaneamente ou não junto à administração de glicocorticóides.
Dentre os afeitos adversos estão a letargia, ataxia, fraqueza muscular, anorexia, vômito,
diarréia e hepatotoxicidade (inibidos por glicocorticóides).
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A terapia de indução deve ser acompanhada pelo clínico, para evitar o aparecimento de
efeitos adversos. O fim da fase de indução está determinado pela diminuição para 60 ml/kg/dia
de água ou pela diminuição no apetite. O controle é realizado pelo teste de estimulação comde
ACTH. A primeira avaliação deve ser feita no 7° a 10° dia após o inicio do tratamento. Cães
com resposta clínica ao tratamento devem ter o tratamento interrompido, em quanto que cães
sem resposta clinica deverão realizar os testes porem sem parar o tratamento (NELSON,
COUTO, 2006; ETTINGER, FELDMAN, 2004).
4.3 Cetoconazol
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hidroxilase e a remoção da cadeia lateral do colesterol, impedindo a sua biotransformação
bloqueando reversivelmente a esteroidogênese adrenal e gonadal. Apresenta pouca ação sobre a
produção de mineralocorticóides, e é uma alternativa razoável quando comprada ao mitotano,
sendo o tratamento de escolha em cães com peso inferior a 5 kg, onde a dose de mitotano é
difícil de adaptar (NELSON, COUTO, 2006).
Para Birchard e Sherding, (2003), Nelson e Couto (2006) e Ettinger e Feldman (2004) é
necessária a administração duas vezes ao dia para o tratamento dos animais a longo prazo. A
dose inicial de cetoconazol é 5 mg/kg duas vezes ao dia durante sete dias. Caso não haja
anorexia ou icterícia é possível elevar a dose para 10 mg/kg, duas vezes ao dia, durante 14 dias.
Os objetivos do tratamento são os mesmos do tratamento com mitotano, obter uma
concentração de cortisol pós-ACTH inferior a 2-5µg/dl, utilizando 10 mg/kg/duas vezes ao dia.
Quando a resposta não é a desejada, a dose poderá ser elevada para 15 mg/kg duas vezes ao dia.
Aproximadamente metade dos cães que respondem ao tratamento com cetoconazol requer 15
mg/kg duas vezes ao dia para manter o controle do hiperadrenocorticismo (NELSON, COUTO,
2006). As reações adversas são anorexia, depressão, vômito ou diarréia a dose devera ser
reduzida ou o tratamento. Para o controle deve ser realizado periodicamente a cada 3 -6 meses o
teste de estimulação com ACTH.
4.4 L-deprenil
4.5 Adrenalectomia
17
adenocarcinoma e feocromocitoma). A adrenalectomia bilateral é realizada nos casos de
hiperadrenocorticismo de origem hipofisário e nos casos de hiperplasia adenocorticais bilaterais.
4.6 Radioterapia
4.7 Trilostano
18
resposta, aumentar a dose em alíquotas de 0,25 a a,5 mg/dia. O controle do tratamento é feito
pelo teste de estimulação com ACTH.
5. Hipoadrenocorticismo
É classificado como insuficiência adrenocortical primária ou secundária. Trata-se de uma
síndrome originada pela secreção deficiente de glicocorticóides, mineralocorticóides ou ambos.
Em cães e gatos a doença espontânea e rara, mas tem sido bem identificada.
19
síntese de glicocorticóides produzindo hipocortisolemia temporária. Geralmente o
hipoadrenocorticismo iatrogênico por mitotano e cetoconazol apresenta concentrações séricas
normais de electrolitos (BIRCHARD, SHERDING, (2003).
Teste de estímulo com ACTH dosar cortisol antes e 1 hora após a administração
intravenosa de ACTH sintético (0,25 mg/kg para cães e 0,125 mg/kg para gatos). Se o cortisol
basal pós-ACTH for menor que 2 µg/dl é do primário, agora se a resposta for acima de 6 µg/dl
pós ACTH, descarta a insuficiência adrenal. Também é útil medir a concentração de eletrólitos
séricos.
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6. Referências bibliográficas
BIRCHARD, S. J.; SHERDING, R. G. Manual Saunders: Clínica de pequenos animais. 2 ed. São Paulo:
Roca, 2003.
BENCH, J., GARCIA, M.C., Enfermedades del aparato endocrino. IN: COLAHAN, P.T. Medicina y
cirugía equina. 4 ed. Buenos Aires, Argentina. Intermedica, 1998. Cap. 15, p.1605-1617.
BOARI, A., ASTE G. Diagnosis and Management of Geriatric Canine Endocrine. Veterinary Research
Communications. V. 27. P. 543–554. 2003.
DYCE, K.M., SACK, W.O., WENSING, C.J.G. As glândulas endócrinas. In: DYCE,K.M., SACK, W.O.,
WENSING, C.J.G. Tratado de anatomia veterinária. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro, RJ, 1997.
pg. 165-197.
ETTINGER, E. J.; FELDMAN, E. C.; Tratado de medicina interna veterinária. 5.ed. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2004.
FELDMAN, E. C. Hyperadrenocorticism. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C.Textbook of
veterinary internal medicine. 4. ed. Philadelphia: W. B. Saunders Co., 1995. p. 1538-1578.
FERGUSON, D.C. AND PETERSON, M.E., Serum free and total iodothyronine concentrations in dogs
with spontaneous hyperadrenocorticism. American Journal of Veterinary Research, v.53,
p.1636–1640.1992.
GONZÁLEZ, F.D., SILVA, S.C. Bioquímica hormonal. In: Introdução à Bioquímica Clínica
Veterinária. Porto Alegre: Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 2003. p.137-174.
KINZER, P. P.; PETERSON, M. E. Mitotane (op’DDD) treatment of hyperadrenocorticism in dogs.
In: BONAGURA, J. D.; KIRK, R. W. (Ed.). Kirk’scurrent veterinary therapy-small animal practi ce
XII. Philadelphia: W. B. Saunders, 1995, p. 416-420.
LULICH, J. P.; OSBORNE, C. A. Canine lower urinary tract disorders. In: ETTINGER, S. J.;
FELDMAN, E. C. (Ed.). In Textbook of veterinary internal medicine, 4 ed., Philadelphia: W.
B. Saunders, 1994.
NELSON, R.W., COUTO, C.G. Distúrbios da Glândula Adrenal.In Medicina interna de pequenos
animais. 3ed. Rio de Janeiro: Mosby Elsevier, 2006. Cap 53, p.610-635.
NEIGER, R., RAMSEY, I., O’CONNOR, J., HURLEY, K.J. AND MOONEY, C.T., Trilostane treatment
of 78 dogs with pituitary-dependent hyperadrenocorticism. Veterinary Record, v.150. p. 799–
804. 2002.
PANCIERA, D.L., 1994. A retrospective study of 66 cases of canine hypothyroidism. Journal of the
American VeterinaryMedical Association, 204, 761–767.
PETERSON, M.E. Distúrbios endócrinos e metabólicos. In: BIRCHARD, S.S., SHERDING, R.G.
Clínica de pequenos animais. Roca, São Paulo, Sp, 1998, pg. 247.
PETERSON, M. E. Diagnosis of hyperadrenocorticism in dogs. Clinical Techniques in Small Animal
Practice. v. 7, n. 10, p. 2-11, 2007.
REUSCH, C.E. AND FELDMAN, E.C.,. Canine hyperadrenocorticism due to adrenocortical
neoplasia. Journal of Veterinary InternalMedicine, v5, p. 3-10. 1991
RIJNBERK, A.D., MOL, J.A. A. Adrenocortical function. In: KANEKO, J.J., HARVEY, J.W., BRUSS,
M.L. Clinical biochemistry of domestic animals. 5 ed. San Diego: Academic Press, 1997.
Cap.20, p.553-570.
RUCKSTUHL, N.S., NETT, C.S. AND REUSCH, C.E., Results of clinical examinations, laboratory
tests, and ultrasonography in dogs with pituitary-dependent hyperadrenocorticism treated with
trilostane. American Journal of Veterinary Research, v.63. p. 506–512. 2002.
SCHIMMER, B.P., PARKER, K.L. Inibidores da síntese e das ações dos hormônios adrenocorticais.
In: HARDMAN, J.G., LIMBIRD, L.E. Bases farmacológicas da terapia, 9ed, McGRAW-
Hill, México, 1996, pg. 1082.
TAYLLOR, F.G.R., HYLLER, M.H. Enfermedades endocrinas. IN ______. Técnicas diagnósticas de
medicina equina. WB Saunder Co. Ltd. Acribia. España,1999 Cap. 5. P.83-95.
21
TESHIMA, E. Clinica das doenças carenciais, endócrinas e metabólicas. Desordens das glândulas
adrenais e tiróide. Disponível na Internet
<http://www.fcav.unesp.br/aulus/Desordens%20das%20Adrenais%20slides>
Acesso:13/11/2008.
TESKE, E. Corticoesteroid-induced alkaline phosphatase isoenzyme in the diagnosis of canine
hypercorticism. Veterinary Record, v. 125, n. 1. p. 12-14.1989.
22