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João Pessoa – PB
2009
FÁBIO HENRIQUE TENÓRIO DE SOUZA
João Pessoa – PB
2009
S729e Souza, Fábio Henrique Tenório de.
Estudo fitoquímico e farmacobotânico de Richardia
brasiliensis Gomes (Rubiaceae) / Fábio Henrique Tenório de
Souza - João Pessoa, 2009.
194f. : il.
Orientadora: Celidarque da Silva Dias
Co-orientadores: Maria de Fátima Agra, Emídio
Vasconcelos Leitão Cunha
Dissertação (Mestrado) – UFPB/CCS/LTF
1. Produtos Naturais. 2. Richardia brasiliensis Gomes
(Rubiaceae) – ervanço. 3. Plantas Medicinais. 4.Fitoquímica.
5. Farmacobotânica.
COMISSÃO EXAMINADORA
____________________________________________
Profa. Dra. Celidarque da Silva Dias
PhD em Farmacoquímica de Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos
Laboratório de Tecnologia Farmacêutica – Centro de Ciências da Saúde
Universidade Federal da Paraíba – Campus I
(Orientadora)
____________________________________________
Profa. Dra. Micheline de Azevedo Lima
PhD em Farmacoquímica de Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos
Departamento de Engenharia e Meio Ambiente – Centro de Ciências Aplicadas e Educação
Universidade Federal da Paraíba – Campus IV
(Examinadora Externa)
____________________________________________
Prof. Dr. Josean Fechine Tavares
PhD em Farmacoquímica de Produtos Naturais e Sintéticos Bioativos
Laboratório de Tecnologia Farmacêutica – Centro de Ciências da Saúde
Universidade Federal da Paraíba – Campus I
(Examinador Interno)
A Natureza das Coisas
Composição: Accioly Neto
Se avexe não...
Amanhã pode acontecer tudo
Inclusive nada.
Se avexe não...
A lagarta rasteja
Até o dia em que cria asas.
Se avexe não...
Que a burrinha da felicidade
Nunca se atrasa.
Se avexe não...
Amanhã ela pára
Na porta da tua casa.
Se avexe não...
Toda caminhada começa
No primeiro passo.
A natureza não tem pressa
Segue seu compasso,
Inexoravelmente chega lá...
Se avexe não...
Observe quem vai
Subindo a ladeira,
Seja princesa, seja lavadeira...
Pra ir mais alto
Vai ter que suar.
Dedico este trabalho a família Tenório-
Souza, em especial aos meus pais,
Cícero Mariano de Souza e Maria
Aparecida Tenório de Souza por todo o
afeto, apoio, motivação e, principalmente,
pelo amor e carinho incondicionais.
AGRADECIMENTOS
À titio Tenorinho, que mesmo ausente sei que onde estiver estará torcendo
pelo meu sucesso. Obrigado por me levar aos locais de provas quando eu ainda era
vestibulando; por esperar eu terminar as provas mesmo contra a minha vontade;
pela preocupação e dedicação. Eu nunca vou esquecer dos seus gestos tão simples
e ao mesmo tempo tão generosos. Até um dia!!!!!!
A Aquele que eu nem sei ao certo quem é, mas que com certeza foi e é
responsável para que tudo isto fosse real no dia de hoje, a quem eu devo a vida e o
privilégio de conhecer todas estas pessoas.
Figura 27. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 50 MHz) de Rb-1 ................. 95
Figura 32. Espectro de RMN 1H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2 .......................... 101
Figura 37. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-2 ............... 105
Figura 38. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-2 na região de 134,0 – 174,0 ppm ........................................... 106
Figura 39. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-2 na região de 93,0 – 133,0 ppm ............................................. 106
Figura 40. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-2 na região de 31,0 – 62,0 ppm ............................................... 107
Figura 41. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-2 na região de 10,0 – 30,0 ppm ............................................... 107
Figura 42. Espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 ....................... 108
Figura 43. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2
na região de (4,5 – 10,5 ppm) x (90,0 – 125,0 ppm) ...................... 109
Figura 44. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2
na região de (3,2 – 5,0 ppm) x (48,0 – 63,0 ppm) .......................... 109
Figura 45. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2
na região de (0,5 – 4,5 ppm) x (10,0 – 42,0 ppm) .......................... 110
Figura 46. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2
na região de (0,6 – 2,0 ppm) x (13,0 – 27,0 ppm) .......................... 110
Figura 47. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2
na região de (0,8 – 2,6 ppm) x (27,0 – 42,0 ppm) .......................... 111
Figura 48. Espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 .................................. 112
Figura 51. Espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 ........................ 114
Figura 52. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2
na região de (1,0 – 10,0 ppm) x (110,0 – 173,0 ppm) .................... 114
Figura 53. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2
na região de (1,5 – 5,0 ppm) x (130,0 – 156,0 ppm) ...................... 115
Figura 54. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2
na região de (0,1 – 4,5 ppm) x (15,0 – 60,0 ppm) .......................... 115
Figura 55. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2
na região de (1,0 – 4,5 ppm) x (106,0 – 176,0 ppm) ...................... 116
Figura 56. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2
na região de (0,1 – 4,5 ppm) x (10,0 – 60,0 ppm) .......................... 116
Figura 57. Espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 ................................ 118
Figura 64. Espectro de RMN 1H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-3 .......................... 126
Figura 68. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-3 ............... 128
Figura 69. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-3 na região de 104,0 – 164,0 ppm ........................................... 129
Figura 70. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-3 na região de 16,0 – 59,0 ppm ............................................... 129
Figura 71. Espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-3 ....................... 130
Figura 72. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-3
na região de (5,0 – 7,8 ppm) x (70,0 – 150,0 ppm) ........................ 131
Figura 73. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-3
na região de (0,0 – 4,3 ppm) x (0,0 – 70,0 ppm) ............................ 131
Figura 74. Espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-3 .................................. 132
Figura 76. Espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-3 ........................ 134
Figura 77. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-3
na região de (1,5 – 4,5 ppm) x (105,0 – 160,0 ppm) ...................... 135
Figura 78. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-3
na região de (1,4 – 2,1 ppm) x (10,0 – 37,0 ppm) .......................... 135
Figura 79. Espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-3 ................................ 136
Figura 84. Espectro de RMN 1H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-4 .......................... 141
Figura 86. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-4 ............... 142
Figura 87. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-4 na região de 104,0 – 164,0 ppm ........................................... 143
Figura 88. Espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-4 ....................... 143
Figura 89. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-4
na região de (5,4 – 8,0 ppm) x (107,0 – 145,0 ppm) ...................... 144
Figura 90. Espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-4 .................................. 144
Figura 91. Espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4 ........................ 147
Figura 92. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4
na região de (5,4 – 8,3 ppm) x (105,0 – 160,0 ppm) ...................... 147
Figura 93. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4
na região de (6,7 – 7,0 ppm) x (140,5 – 146,0 ppm) ..................... 148
Figura 94. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4
na região de (1,0 – 7,5 ppm) x (25,0 – 85,0 ppm) .......................... 148
Figura 95. Espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-4 ................................ 149
Figura 96. Correlações observadas nos espectros HMBC e NOESY para
Rb-4 ............................................................................................... 149
Figura 98. Espectro de RMN 1H (CDCl3, 200 MHz) de Rb-5 .......................... 152
Figura 100. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 50 MHz) de Rb-5 ................. 153
Figura 104. Espectro de RMN 1H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-6 .......................... 157
Figura 107. Espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-6 ............... 159
Figura 108. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-6 na região de 84,0 – 166,0 ppm ............................................. 159
Figura 109. Expansão do espectro de RMN 13C - APT (CDCl3, 125 MHz) de
Rb-6 na região de 10,0 – 70,0 ppm ............................................... 160
Figura 110. Espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-6 ....................... 161
Figura 111. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-6
na região de (3,4 – 6,0 ppm) x (58,0 – 116,0 ppm) ........................ 161
Figura 112. Espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-6 .................................. 162
Figura 114. Espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-6 ........................ 164
Figura 115. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-6
na região de (2,4 – 8,8 ppm) x (104,0 – 165,0 ppm) ...................... 164
Figura 116. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-6
na região de (0,8 – 6,5 ppm) x (10,0 – 92,0 ppm) .......................... 165
Figura 117. Espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-6 ................................ 165
Figura 124. Espectro de RMN 13C - APT (CD3OD, 50 MHz) de Rb-7 ............... 172
Figura 126. Espectro de RMN 1H (CD3OD, 200 MHz) de Rb-7 ........................ 173
RESUMO
ABSTRACT
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E FÓRMULAS
LISTA DE ESQUEMAS
LISTA DE FIGURAS
LISTA DE QUADROS
LISTA DE TABELAS
1. INTRODUÇÃO ............................................................................................. 32
1.1. Produtos Naturais: importância científica validação ................................... 32
2. OBJETIVOS .................................................................................................. 36
2.1. Objetivo geral ............................................................................................. 36
2.2. Objetivos específicos .................................................................................. 36
3. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA .................................................................... 38
3.1. Considerações sobre a família Rubiaceae Jussieu .................................... 38
3.2. Considerações sobre o gênero Richardia Linnaeus ................................... 44
3.3. Considerações sobre Richardia brasiliensis Gomes .................................. 48
3.4. Considerações químicas, biológicas e farmacológicas sobre as classes
de constituintes químicos isolados de Richardia brasiliensis Gomes e seus
aspectos biossintéticos ...................................................................................... 53
3.4.1. Derivados porfirínicos .............................................................................. 53
a) Propriedades farmacológicas dos derivados porfirínicos ................... 54
b) Aspectos biossintéticos dos derivados porfirínicos ............................ 55
3.4.2. Cumarinas ............................................................................................... 56
a) Propriedades farmacológicas das cumarinas ..................................... 57
b) Aspectos biossintéticos das cumarinas .............................................. 58
3.4.3. Flavonóides ............................................................................................. 59
a) Papel biológico e propriedades farmacológicas dos flavonóides ....... 61
b) Aspectos biossintéticos dos flavonóides ............................................ 62
4. DESCRIÇÃO METODOLÓGICA .................................................................. 66
4.1. Estudo farmacobotânico de Richardia brasiliensis Gomes ........................ 66
4.1.1. Coleta e identificação do material botânico ............................................. 66
4.1.2. Estudo morfológico das folhas, caule, raízes, inflorescência,
infrutescência e sementes de Richardia brasiliensis Gomes ............................ 66
4.1.3. Estudo anatômico das folhas, caules e raízes de Richardia brasiliensis
Gomes ............................................................................................................... 67
4.2. Estudo fitoquímico de Richardia brasiliensis Gomes ................................. 68
4.2.1. Obtenção e particionamento do extrato etanólico bruto (EEB) ............... 68
4.2.2. Isolamento e purificação dos constituintes químicos .............................. 70
a) Processamento cromatográfico da fase hexânica .............................. 71
b) Processamento cromatográfico da fase clorofórmica ........................ 72
c) Processamento cromatográfico da fase acetato de etila .................... 75
4.2.3. Caracterização estrutural dos constituintes químicos isolados ............... 75
a) Espectroscopia de Infravermelho (IV) ................................................ 75
b) Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) .............. 76
c) Espectrometria de Massas (EM) ........................................................ 77
d) Rotação óptica e ponto de fusão ........................................................ 77
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................... 79
5.1. Farmacobotânica de Richardia brasiliensis Gomes ................................... 79
5.1.1. Nome aceito e sinônimos de acordo com Lewis e Oliver (1974) ............ 79
5.1.2. Morfodiagnose macroscópica .................................................................. 79
5.1.3. Morfodiagnose microscópica ................................................................... 81
5.2. Fitoquímica de Richardia brasiliensis Gomes ............................................ 91
5.2.1. Determinação estrutural de Rb-1 ............................................................ 92
5.2.2. Determinação estrutural de Rb-2 ............................................................ 98
5.2.3. Determinação estrutural de Rb-3 ............................................................ 123
5.2.4. Determinação estrutural de Rb-4 ............................................................ 139
5.2.5. Determinação estrutural de Rb-5 ............................................................ 151
5.2.6. Determinação estrutural de Rb-6 ............................................................ 155
5.2.7. Determinação estrutural de Rb-7 ............................................................ 170
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS E PERSPECTIVAS ........................................ 178
REFERÊNCIAS ................................................................................................. 180
INTRODUÇÃO
Estudo Fitoquímico e Farmacobotânico de Richardia brasiliensis Gomes (RUBIACEAE)
32
1. INTRODUÇÃO
evidências para indicação de uso na atenção básica à saúde (BRASIL, 2009). Então,
a normatização do mercado de produtos derivados de plantas medicinais, a cargo do
MS, a instauração de Fóruns de debates e a elaboração de leis que assegurem o
acesso aos conhecimentos tradicionais, são demonstrações de que há uma
preocupação governamental na prospecção ética da biodiversidade do país
(FUNARI; FERRO, 2005).
O interesse pelas plantas medicinais e pelos produtos naturais aumenta ao
considerarmos a problemática para os tratamentos atuais de várias patologias. As
drogas ansiolíticas, por exemplo, podem apresentar risco de dependência e
síndrome de abstinência, retardo para início do efeito ou ainda efetividade duvidosa
(ANDREATINI et al., 2001). Os analgésicos e anti-inflamatórios, por sua vez, podem
produzir ulceração gástrica, intolerância gastrintestinal, bloqueio da agregação
plaquetária e reações de hipersensibilidade, além de outras complicações quando
do uso prolongado com glicocorticóides ou analgésicos opióides (GYLMAN, 1996).
Considerando isso, há a necessidade de investigação e pesquisa de novas drogas
que possam diminuir tais efeitos colaterais e tratar de modo efetivo e seguro estas
desordens, seja com o extrato bruto ou com os compostos isolados da imensa flora
brasileira.
As recentes investigações etnobotânicas da flora nordestina têm demonstrado
o constante uso de plantas medicinais, inclusive por usuários de serviços públicos
de áreas urbanas (AMORIM et al., 2003; SILVA; ANDRADE, 2005). A maior
facilidade na coleta e comercialização de plantas cultiváveis em áreas urbanas,
entretanto, tem contribuído para o uso de plantas medicinais sem respaldo científico,
resultando em automedicação e elevação tanto do risco à saúde quanto dos custos
operacionais dos serviços de saúde pública (OLIVEIRA, 2006).
Para uma planta ser considerada medicinal no Brasil, faz-se necessário uma
resposta positiva a ensaios que comprovem a propriedade terapêutica que lhe é
atribuída, bem como, o seu grau de toxicidade nas doses compatíveis com seu
emprego medicinal, observados em estudos farmacológicos pré-clínicos com
avaliação da toxicidade, seguido de ensaio clínico (LORENZI; MATOS, 2008).
No processo de embasamento científico de uma medicina alternativa, a
química de produtos naturais se destaca ao permitir o conhecimento estrutural dos
metabólitos secundários responsáveis pelos efeitos farmacológicos das plantas
medicinais (SOUZA; SILVA, 2006). Em suas inúmeras atribuições, engloba o
OBJETIVOS
2. OBJETIVOS
FUNDAMENTAÇÃO
TEÓRICA
3. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
a b c d e
Figura 1. Comparação do número de espécies apresentadas por algumas famílias do Reino Vegetal:
(a) Asteraceae, (b) Orchidaceae, (c) Leguminosae, (d) Rubiaceae e (e) Graminae.
http://www.tropicos.org/NameSpecimens.aspx?nameid=42000315
Figura 2. Distribuição geográfica da família Rubiaceae no mundo, representada nas áreas em verde.
http://www.botanical.com/botanical/mgmh/i/ipecac07-l.jpg
a b
Figura 3. Principais representantes da família Rubiaceae: (a) Coffea arabica L. e (b) Psychotria
ipecacuanha (Brot.) Stokes.
N
N+
HO -
N O OH
H
O H
HO O H
HO
H3CO
OH
O
H N
COOCH 3
Quinidina
Croceaina A
(Alcalóide quinolínico)
(Alcalóide indólico)
(POLLITO; TOMAZELLO-FILHO, 2008)
(NARINE; MAXWELL, 2008)
O
O OCH 3
O O OH
O HO O
N
HO
Protopina OH
O OH
(Alcalóide isoquinolínico) O
(SENER; ERGUN, 2008) OH O O
H3C
HO
O
H 3 CO O HO
OH
H Isorametina-3-O-rutinosídeo
(Flavonóide)
(PINTO et al., 2008b)
O
H
OH OH
OH
O
(+)-Genipina
(Iridóide) OCH 3
(JUMA; MAJINDA, 2008)
HO
O O
OCH3
H3CO
OH
5,15-O-dimetilmorindol
(Antraquinona)
HO
(KAMIYA et al., 2005)
Ácido m-metoxi-p-hidroxi-benzóico
(Derivado benzenóide)
(TOMAZ et al., 2008; PINTO et al., 2008b)
O
O O
COOH
Psoraleno
(Cumarina) COOH
(BENEVIDES et al., 2007) O
HO O
OH
HO
Ácido-3-O-β-D-quinovopiranosídeo-cinchólico
(Saponina triterpênica)
O (HAMERSKI et al., 2005)
HO O
H
O
H OH
O
HO
Isoprincepina OH
OH (Lignóide) OH
(KAMIYA et al., 2004)
O
OH O
OH
(+)-3-oxo-thermarol
O
H (Terpeno)
(CARVALHO et al., 2006)
H H OH OH
HO
HO
Diidrocucurbitacina F
NH N
(Cucurbitacina)
(OLMEDO et al., 2007)
CH3 N HN
O H3 C
H
N H
O
H
H 3COOC
C20H 39
O O
N-(4-metilfenil) benzenopropanamida
(Amida) Feofitina a
(BANDYOPADHYAY et al., 2007) (Feofitina)
(TOMAZ et al., 2008)
Figura 5. Distribuição geográfica do gênero Richardia no mundo, representada nas áreas em verde.
NH N
N HN
H3 C
β-Sitosterol
HO (Esteróide)
H (TOMAZ et al., 2008)
H
O
H 3COOC
C20H 39
O O Feofitina a
(Feofitina)
(TOMAZ et al., 2008)
H3CO Estigmasterol
OH
HO (Esteróide)
(TOMAZ et al., 2008)
HO
Ácido m-metoxi-p-hidroxi-benzóico HO O
(Derivado benzenóide)
(TOMAZ et al., 2008; PINTO et al., 2008) COOH
OH
Ácido mirítico
(Ácido graxo)
(MONGRAND et al., 2005)
N Ácido o-hidroxi-benzóico
(Derivado benzenóide)
(TOMAZ et al., 2008)
H OCH 3
H3CO N
OCH3
OCH 3 HOOC
Emetina
(Alcalóide isoquinolínico) Ácido linoléico
(AYYANAR; IGNACIMUTHU; 2005) (Ácido graxo)
(MONGRAND et al., 2005)
COOH
Ácido palmítico
(Ácido graxo) Ácido oléico
(MONGRAND et al., 2005) (Ácido graxo)
(MONGRAND et al., 2005)
Figura 6. Substâncias isoladas de espécies pertecentes ao gênero Richardia L.: Richardia grandiflora
(Cham. & Schltdl.) Steud. e Richardia scabra L.
Reino Plantae
Filo Angiospermae
Classe Magnoliophyta
Ordem Gentianales
Família Rubiaceae
Subfamília Rubioideae
Tribo Spermacoceae
Gênero Richardia
http://www.tropicos.org/SpecimenDistribution.aspx?nameid=27909028
Figura 7. Distribuição geográfica da espécie Richardia brasiliensis Gomes no mundo, representada
nas áreas em verde.
http://www.natres.psu.ac.th/
Figura 8. Prancha ilustrativa mostrando Richardia brasiliensis Gomes e seus detalhes anatômicos.
verrucosum, e que esta atividade foi mais pronunciada para o extrato etanólico que
para o extrato aquoso. Pinto e colaboradores (2008a) também verificaram
significante atividade antioxidante para o extrato e as fases deste vegetal, sendo
mais pronunciada para a fase acetato de etila; e os estudos in vitro realizados por
Chungsamarnyart e colaboradores (2007) mostraram que o extrato etanólico bruto
não possuía atividade antiviral para FMDV (do inglês, Foot and Mouth Disease
Virus).
Sob o ponto de vista fitoquímico, Richardia brasiliensis apresentou em
estudos anteriores constituintes pertencentes a diferentes classes de metabólitos
(Figura 9, pág. 52): ácidos fenólicos (ácido m-metoxi-p-hidroxi-benzóico e ácido p-
hidroxi-benzóico), cumarinas (escopoletina), triterpenos (ácido oleanólico, ácido
ursólico e 3β-hidroxiurs-11-en-28,13β-olide), esteróides (β-sitosterol e β-sitosterol
glicosilado) e flavonóides (isorametina 3-O-rutinosídeo) (PINTO et al., 2008b;
PINTO, 2008; ADOLPHO et al., 2008). Porém, triagens fitoquímicas preliminares
demonstraram que, além dessas classes de metabólitos, Richardia brasiliensis
também continha taninos, alcalóides, saponinas, glicosídeos cardiotônicos
(EDEOGA et al., 2005; ADEKUNLE, 2000) e antraquinonas (ADEKUNLE, 2000).
Interessante foi a triagem fitoquímica feita por Adekule (2000) e Pinto (2008) onde
eles verificaram a ausência de alcalóides, contrapondo os experimentos de Edeoga
e colaboradores (2005), o que leva acreditar na possibilidade de variação sazional.
HO
O
HO HO O
HO
β-Sitosterol OH β-Sitosterol glicosilado
(Esteróide) (Esteróide)
(ADOLPHO et al., 2008) (ADOLPHO et al., 2008)
H3CO
O
HO O O
COOH
OH Escopoletina
(Cumarina)
H
(PINTO et al., 2008b)
HO
HO
H Ácido p-hidroxi-benzóico
(Derivado benzenóide)
Ácido ursólico (PINTO et al., 2008b)
O
(Triterpeno)
(ADOLPHO et al., 2008) H3CO
OH
HO
OH
HO O
HO
OH
O C O OH
O O
OH O O
H3C
HO
O
HO HO
OH
3-β-hidroxiurs-11-en-28,13-β-olide Isorametina-3-O-rutinosídeo
(Triterpeno) (Flavonóide)
(PINTO, 2008) (PINTO et al., 2008b)
Esqueleto porfirínico
A formação das clorofilas envolve duas vias biossintéticas (Figura 10, pág.
56): a via do ácido mevalônico (MVA) ou a via do metileritritol-fosfato (MEP) para a
biossíntese da cadeia fitílica e a via C5 ou a via Shemin para síntese do clorofilídeo
(CHIKARAISHI et al., 2005).
O principal precursor das porfirinas é 5-aminolevulinato (ALA). Este se origina
a partir da glicina e succinil-CoA em uma única etapa, catalisada pelo ALA-sintetase
(via Shemin) ou a partir do glutamato em um processo que envolve três etapas (via
C5): a ativação do glutamato através da ligação ao tRNAGlu; a redução de glutamil-
tRNAGlu para glutamato-1-semialdeído com a liberação de tRNAGlu; e, por fim, a
transaminação do glutamato-1-semialdeído em ALA. Os passos subsequentes na
síntese do tetrapirrol incluem (1) a formação do porfobilinogênio monopirrólico a
partir de duas moléculas de ALA; (2) formação de hidroximetilbilano, um tetrapirrol
linear, a partir de quatro moléculas de porfobilinogênio; (3) fechamento do anel; e (4)
reações de modificação das cadeias laterais que vão converter o uroporfirinogênio III
em protoporfirina IX. A partir daí segue-se as etapas de inserção de magnésio
(catalisada pela Mg-quelase) e outras reações que cuminam com a formação do
clorofilídeo a (WOLFHART, 1997).
O último passo da biossíntese de clorofila consiste em uma reação de
esterificação que exige substratos de duas vias, o clorofilídeo a, da via das
porfirinas, e o fitildifosfato, da via dos isoprenóides e é catalisada pela clorofila
sintase (WOLFHART, 1997).
A clorofila b é sintetizada a partir da clorofila a por meio de uma oxidação do
grupo metila para um grupo aldeído (TANAKA et al., 1998), reação catalisada pela
enzima clorofila a oxigenase (XU et al., 2001).
As clorofilas podem ser modificadas para a sua versão desmetalizada
chamada feofitina, onde o íon metálico Mg2+ da clorofila é substituído por dois
átomos de hidrogênio. Este fenômeno é conhecido como feofitinização e se dá por
uma reação de hidrólise ácida (GONZÁLEZ et al., 2006; SOARES, 2006).
Posteriormente, a feofitina é hidrolisada na porção éster (remoção da cadeia fitil) por
3.4.2. Cumarinas
Esqueleto cumarínico
Preniltransferase Preniltransferase
HO O O HO O O HO O O
Dimetilsuberosina Umbelliferona
Epoxidação
Ostenol
O
Epoxidação
HO O O
Marmesina sintase
HO O O
HO
HO O
O O O O O O
Marmesina Columbianetina
sintase ?
Psoraleno sintase
O O O O O O
O O O O O O
Psoraleno Xantiletina HO OH
Columbianetina
Angelicina
sintase ?
O O O O O O
Angelicina Seselina
3.4.3. Flavonóides
3' 8 8
O O
9 9
2' 4' 7 2 7 2
B A C A C
8 3 6' 3
O 5' 6 6
9 2 1' 10 5' 10
7
6' 5 4 1' 5 4
A C B
1'
6 3 2' 4'
10 2' 6'
5 4 3'
B
3' 5'
4'
PEP CO2H
CO2H CO2H
P O - HOP H
PO O O
PO H +
H NAD
OH
HO HO OH
HO O H OH
OH
D-eritrose-4-fosfato DAHP
CO2H CO 2H
OH CO 2H OH CO2H
ATP
CO2H CO 2H
CO2H H EPSF H
H H
PO CO 2H sintase - HOP
PO O CO2H PO O CO2H
PO OH OP OH
PEP OH
OH EPSF
Ácido
chiquímico 3-fosfato
- HOP
CO 2H O CO2H
CO 2H O
NH2 CO 2H
H C
O O
- CO2, H2O
O CO2H
OH OH OH
H
Ácido Ácido
Tirosina Ácido
fenilpirúvico corísmico
prefênico
CO 2H CO2H
NH2
PAL
Fenilalanina Ácido
cinâmico
Figura 12. Representação esquemática da biossíntese dos flavonóides segundo Dewick (1997)
(primeira etapa – rota do ácido chiquímico).
OH
O OH
O SCoA
O
3x + CoAS O
CoAS O
O
O O
Malonil-CoA p-cumaroil-CoA
Reação de Claisen
Chalcona sintase
OH OH OH
HO O HO O HO OH
R R
OH O OH O OH O
O2
2-oxiglutarase
OH OH OH
HO O HO O HO O
R R R
O2 NADPH OH
OH OH
2-oxiglutarase
OH O OH O OH OH
O
NADPH
OH OH OH
OH
HO O HO O HO O
R R R
OH - 2 H2O OH OH
OH OH OH OH
R = H, pelargonidina R = H, afzalequina
R = OH, cianidina R = OH, (+) catequina
(Antocianidinas) (Catequinas)
Figura 13. Representação esquemática da biossíntese dos flavonóides segundo Dewick (1997)
(segunda etapa – rota do acetato polimalonato).
DESCRIÇÃO
METODOLÓGICA
4. DESCRIÇÃO METODOLÓGICA
Secções transversais (Figura 14, pág. 67) foram realizadas na lâmina foliar
(região da nervura principal, mesofilo e bordo) e no pecíolo de folhas adultas
provenientes do quarto ou quinto nó, nos caules obtidos a partir de cinco centímetros
do ápice dos ramos, e em raízes principal e lateral de pequeno calibre. As secções
foram feitas com lâmina cortante, à mão livre, tendo como suporte a medula do
pecíolo de Cecropia sp. (imbaúba), seguindo-se metodologia usual.
Figura 14. Ilustrações demonstrando os cortes transversais feitos em caule e/ou raiz (esquerda) e
folhas (direita).
O material botânico coletado (30,0 kg), contendo todas as partes da planta, foi
desidratado em estufa com ar circulante à temperatura média de 45,0 ºC durante 72
horas e reduzido a pó com auxílio de moinho mecânico, obtendo-se 3,8 kg, o que
corresponde a 12,7 % do material coletado. Posteriormente, os constituintes
químicos do pó da planta foram extraídos com etanol (EtOH) a 95 % em recipiente
de aço inoxidável sob maceração por 72 horas, sendo este processo repetido por
quatro vezes, obtendo-se o extrato etanólico (Esquema 1, pág. 69).
A solução extrativa resultante foi concentrada em evaporador rotativo sob
pressão reduzida a 50,0 ºC, sendo obtido 353,0 g de extrato etanólico bruto (EEB),
com rendimento de 9,3 % em relação ao peso seco da planta. Parte deste extrato
(300,0 g) foi dissolvido em uma solução de MeOH:H2O (3:7 v/v) e homogeneizado
sob agitação mecânica por 60 minutos, obtendo-se uma solução hidroalcoólica que
foi particionada separadamente e consecutivamente com 3000 mL de hexano, 1500
mL de clorofórmio (CHCl3), 1500 mL de acetato de etila (AcOEt) e 1500 mL de n-
butanol (n-BuOH), em ampola de separação (Esquema 1, pág. 69).
As soluções obtidas no processo de partição foram tratadas com sulfato de
sódio anidro para secagem, submetidos à filtração sob pressão reduzida e
concentradas em evaporador rotativo à temperatura média de 50,0 ºC obtendo-se
quatro fases: 56,1 g de fase hexânica, 29,4 g de fase CHCl3, 10,9 g de fase AcOEt e
37,2 g de fase n-BuOH (Esquema 1, pág. 69).
Solução Hidroalcoólica
- Partição em ampola de
Fase Hexânica (56,1 g)
separação com CHCl3
(três vezes de 500 mL).
- Partição em ampola de
Fase Clorofórmica (29,4 g)
separação com AcOEt
(três vezes de 500 mL).
- CCDA
- CCDA.
11 grupos
- CCDA
A fração 65-74 foi submetida a uma CCDP utilizando Hex:AcOEt (95:5 v/v)
como eluente, obtendo-se cinco subfrações. A subfração (65-74).3 revelou-se como
uma única mancha fluorescente após CCDA e foi codificada como Rb-3 (Esquema
3, pág. 74).
Uma CCDP da fração 75-86 usando Hex:AcOEt (93:7 v/v) como sistema de
eluição resultou em três subfrações. As subfrações (75-86).1 e (75-86).3
apresentaram significativo grau de pureza quando analisadas por CCDA e
receberam os códigos Rb-4 e Rb-5, respectivamente (Esquema 3, pág. 74).
A fração 87-100 foi recromatografada em coluna utilizando as mesmas
condições anteriormente descritas para a fase CHCl3, obtendo-se 77 subfrações de
10,0 mL cada. Após análise das cromatoplacas impregnadas com vapores de iodo,
essas foram reunidas em 13 grupos de acordo com os Rf. A subfração (87-100).4 foi
purificada em CCDP utilizando Hex:AcOEt (85:15 v/v) como eluente e codificada
como Rb-6. Todas as quantidades obtidas das substâncias encontram-se expressas
no Esquema 3 (pág. 74)
- CCDP;
- Hex:AcOEt (95:5 v/v); - CC (sílica gel 60);
- CCDA. - Hex.; Hex:CHCl3; CHCl3;
CHCl3:MeOH
(em gradiente crescente
de polaridade)
- CCDA.
(65-74).1 (65-74).2 (65-74).3 (65-74).4
13 grupos
- CCDA.
(87-100).4
Rb-3 (2,9 mg)
- CCDP;
- Hex:AcOEt
- CCDP; (85:15 v/v);
- Hex:AcOEt - CCDA.
(93:7 v/v)
Rb-6 (9,4 mg)
(75-86).1 (75-86).3
(75-86).2
- CCDA. - CCDA.
- CC (Sephadex LH-20);
- CHCl3:MeOH (1:1 v/v);
- CCDA.
1 13
Os espectros de RMN de H e C, que informa sobre os diferentes
hidrogênios e carbonos da molécula, respectivamente (SILVERSTEIN et al., 2007;
PAVIA et al., 2001), foram obtidos em espectrômetros VARIAN-NMR-SYSTEM 500
MHz e VARIAN-NMR-SYSTEM 200 MHz, ambos do Núcleo de Caracterização e
Análise (NUCAL) da UFPB. As amostras para análise foram preparadas
dissolvendo-se pequena quantidade das mesmas em solventes deuterados da
marca Cambridge Isotope Laboratories: clorofórmio (CDCl3) e metanol (CD3OD)
deuterados.
Os deslocamentos químicos (δ) em partes por milhão (ppm) e as constantes
de acoplamento (J) em Hz foram referenciados para RMN de 1H pelos sinais
característicos dos hidrogênios pertencentes às frações não deuteradas dos
solventes: CHCl3 (7,24 ppm) e CH3OH (3,30 ppm). Para os espectros de RMN de
13
C, os deslocamentos químicos foram referenciados pelos sinais dos carbonos dos
solventes deuterados: CDCl3 (77,0 ppm) e CD3OD (49,0 ppm).
1
As multiplicidades dos deslocamentos químicos de RMN de H foram
indicadas segundo as convenções: s (simpleto), sl (simpleto largo), d (dupleto), dd
(duplo dupleto), t (tripleto), tq (tripletos de quintetos), q (quarteto) e m (multipleto).
13
Os espectros de RMN de C foram obtidos pela técnica APT com a seguinte
conveção: os sinais de carbonos não-hidrogenados (C) e metilênicos (CH2) acima da
linha base e sinais de carbonos metínicos (CH) e metílicos (CH3) abaixo da linha
base.
Os espectros de RMN também foram otimizados para as técnicas
bidimensionais: HMQC, espectro de correlação heteronuclear, que permite fazer
uma correlação entre hidrogênios e seus respectivos carbonos; HMBC que permite
fazer uma correlação entre hidrogênios e carbonos a duas (2J) e três (3J) ligações;
COSY, estabelece as correlacões entre hidrogênios que são responsáveis, entre si,
pelo desdobramento do sinal, e assim discernir a multiplicidade dos sinais
observados no espectro de RMN 1H; e NOESY, técnica homonuclear que mostra
correlações espaciais dos hidrogênios da molécula (KAISER, 2000).
c) Espectrometria de Massas
RESULTADOS E
DISCUSSÃO
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Erva, (10-) 20-35 (-50) cm de altura (Figura 15A, pág. 81). Caule e ramos
eretos, algumas vezes rastejantes, cilíndricos, ramificações do tipo monopodial,
verdes com estrias longitudinais rubiginosas, tomentosos, tricomas simples, longos
(3,0 mm compr.), hialinos, pilosos por toda extensão do órgão, estípulas
interpeciolares (Figura 15D, pág. 81).
Folhas com disposição oposta cruzada no caule, simples, subsésseis, lâmina
concolor (verde-claro), limbo íntegro, margem inteira, contorno elíptico a oval, base
simétrica e atenuada, ápice agudo, nervação peninérvea, consistência
membranácea na face adaxial e tomentosa na face abaxial, pubescente; pecíolo
lateral, reto, curto (0,6 – 1,0 cm compr.), canaletado em secção transversal,
superfície tomentosa e coloração verde a rubiginoso (Figura 15H, pág. 81).
B 1 cm
frt
ov
A C 1 mm
pet
tri
bra
sep
D 3 mm
E
pec
1 mm
F 3 mm
G H 1 cm
1 cm
Figura 15. Richardia brasiliensis Gomes (Tenório-Souza 01). (A) Visão geral da espécie em seu
hábitat mostrando a inflorescência; (B) Infrutescência sorose; (C) Frutículo inteiro e em secção
transversal; ovário tricarpelar-trilocular, evidenciando os óvulos; (D) Caule com tricomas; (E) Flor
evidenciando cálice, corola, estames e gineceu; (F) Raízes principal e lateral; (G) Semente inteira e
em secção trasnversal e longitudinal; (H) Folhas em vista abaxial e adaxial, respectivamente.
Legenda: brácteas (bra); frutículo (frt); ovário (ov); pecíolo (pec); pétalas (pet); sépalas (sep);
tricomas (tri).
A epiderme da lâmina foliar, em vista frontal (Figura 16, pág. 83), é constituída
por células epidérmicas que variam de alongadas a globosas, possuindo paredes
anticlinais delgadas com contorno poligonal reto na face adaxial e ondulado na face
abaxial, semelhantemente ao de Palicourea longepedunculata (PEREIRA et al.,
2003).
Os estômatos são do tipo paracítico com distribuição anfiestomática. A
presença de folhas anfiestomática em espécies invasoras é muito comum, como
observado por Procópio e colaboradores (2003). Essa característica pode
representar um aumento na taxa fotossintética, já que as trocas gasosas podem ser
realizadas pelas duas faces da folha, desta forma, quanto maior a área estomática
útil, maior a possibilidade de adaptação da espécie ao ambiente (MOOT et al.,
1982). Estômatos paracíticos também foram descritos por Alves e colaboradores
(2004) em seu estudo com Rudgea viburnoides (Rubiaceae), confirmando ser este o
tipo mais comum de estômatos observado para espécies da família Rubiaceae já
registrado por Metcalfe e Chalke (1950).
Apresenta tricomas tectores simples com paredes finamente espessadas e
superfície externa lisa. Este tipo de tricoma também foi observado por Salatino e
colaboradores (1986) para Tocoyena formosa e por Nascimento e colaboradores
(1996) para Bathysa stipulata e são similares aos “hairs sclereids” de Metcalfe e
Chalk (1950. A função dos tricomas tectores depende do órgão onde estes se
encontram, de sua morfologia, de sua densidade e até mesmo de sua orientação,
isto é, do ângulo de inclinação. Eles podem servir como uma barreira mecânica
contra temperaturas extremas, alta intensidade luminosa, perda excessiva de água,
entre outros fatores (WERKER, 2000). Assim, a presença de tricomas em Richardia
brasiliensis Gomes é uma característica que evidencia a adaptabilidade desta
espécie a ambientes hostis pois reduzem a perda de água na transpiração e
mantém a assimilação de gás carbônico por manter a atmosfera saturada em vapor
de água em torno da folha (FAHN; CUTTER, 1992).
Em secção transversal (Figura 17, pág. 84), a epiderme é unisseriada,
formada por células tabulares com formato e tamanho irregulares, no entanto, a
maioria apresenta contorno retangular alongado no sentido periclinal com paredes
periclinais e anticlinais convexas e delgadas. A cutícula que recobre as células
epidérmicas assume um aspecto liso que acompanha o contorno das células, sendo
levemente mais espessa na face adaxial. As células estomáticas encontram-se no
mesmo nível das células epidérmicas e apresentam câmara subestomática
conspícua.
tts
est
250 µm 50 µm
A B
tts
est
250 µm 50 µm
C D
Figura 16. Epiderme em vista frontal de Richardia brasiliensis Gomes (Tenório-Souza 01). (A) Face
adaxial com tricoma tector simples; (B) Detalhe da face adaxial, células epidérmicas com parede
anticlinal reta e estômatos anisocítico e anomocítico; (C) Face abaxial com tricoma tector simples; (D)
Detalhe da face abaxial, células epidérmicas com parede anticlinal ondulada e estômatos anisocítico
e anomocítico. Legendas: estômato (est); tricoma tector simples (tts).
ead
pp
pp
pe
250 µm 50 µm
A B
pp
fv
pe
ev
pe
cs
eab
50 µm 50 µm
C D
est
Figura 17. Lâmina foliar em secção transversal de Richardia brasiliensis Gomes (Tenório-Souza 01).
(A) Mesofilo heterogêneo bifacial; (B) Detalhe do parênquima paliçádico e da epiderme da face
adaxial; (C) Detalhe do parênquima lacunoso e da epiderme da face abaxial evidenciando estômato,
câmara subestomática e feixe vascular; (D) Bordo foliar. Legendas: câmara subestomática (cs);
epiderme da face abaxial (eab); epiderme da face adaxial (ead); estômato (est); elemento de vaso
(ev); feixe vascular (fv); parênquima esponjoso (pe); parênquima paliçádico (pp).
composto por células globosas de tamanhos variáveis, menores nos estratos mais
internos e na face adaxial, e idioblastos contendo área cristalina.
O sistema vascular (Figura 18D, pág. 85) é formado por um único feixe em
forma de arco do tipo colateral aberto. O floema está organizado em cordões bem
evidentes separados entre si por uma fileira de células parenquimáticas. O xilema é
formado por elementos de vaso, dispostos em fileiras radiais, separadas por uma ou
duas fileiras de células parenquimáticas.
pf
fv
pf
tts
eab 50 µm
125 µm
A B
ead psc
xi
pf cb fl
fv
pf
50 µm
C 50 µm D
Figura 18. Nervura principal da lâmina foliar em secção transversal de Richardia brasiliensis Gomes
(Tenório-Souza 01). (A) Visão geral da nervura principal, região mediana; (B) Detalhe da face abaxial
evidenciando a epiderme e o parênquima fundamental adjacente; (C) Detalhe da face adaxial
evidenciando a epiderme e o parênquima fundamental adjacente; (D) Detalhe do feixe vascular
colateral aberto. Legedas: câmbio (cb); epiderme da face abaxial (eab); epiderme da face adaxial
(ead); floema (fl); feixe vascular (fv); parênquima fundamental (pf); parênquima do sistema de
condução (psc); tricoma tector simples (tts); xilema (xi).
pf
pf
fv
eab
500 µm 50 µm
A B
pf
fl
xi
cb
fl xi
pf
50 µm cb 50 µm
C D
Figura 19. Pecíolo, em secção transversal, de Richardia brasiliensis Gomes (Tenório-Souza 01). (A)
Visão geral, na região proximal, mostrando os cinco feixes vasculares; (B) Detalhe da epiderme da
face abaxial e do parênquima fundamental; (C) Detalhe do feixe vascular central, em arco; (D)
Detalhe de um feixe vascular circular. Legendas: câmbio (cb); epiderme da face abaxial (eab); floema
(fl); feixe vascular (fv); parênquima fundamental (pf); xilema (xi).
sr
tts
sc
sc
me
sv
sv
me
A 500 µm B 250 µm
pc
ep
est cs fl
end
es
pc
cb
xi
50 µm 50 µm
C D
xi
pm
id
E 50 µm F 50 µm
E pm F
Figura 20. Caule, em secção transversal, de Richardia brasiliensis Gomes (Tenório-Souza 01). (A-B)
Visão geral de caule em estrutura secundária; (C) Detalhe do sistema de revestimento e cortical
evidenciando estômato, estrutura secretora e parênquima cortical; (D-E) Detalhe do sistema vascular
e do endoderma; (D) Detalhe da região medular mostrando idioblastos com drusas e areia cristalina.
Legendas: câmbio (cb); câmara subestomática (cs); endoderme (end); epiderme (ep); estrutura
secretora (es); estômato (est); floema (fl); idioblastos (id); medula (me); parênquima cortical (pc);
parênquima medular (pm); sistema cortical (sc); sistema de revestimento (sr); sistema vascular (sv);
tricoma tector simples (tts); xilema (xi).
sr
su
sc
fg
fd
sv
125 µm xi 50 µm
A B
sr sr
sc
sc
sv
sv
C 500 µm D 250 µm
su
xi
id
pc
fl
50 µm
E 50 µm
F
29 32 71
28 31
21 22 3 5 7
26 21 4 6 81
24 25 8 82
18 20
23 2
12
1 NH N 9
17
11 27
13 10
19 20
16
1 9
14 19 11
2 N HN
10 8 15
β-sitosterol 1
18 12
18
7
(Esteróide) 16
15 121
3 5 H 14 13
17
HO
4 6 29 HO 151 131
28
171
172
O O
21 22 O 152
26 173 153
24 25 C 20 H39
18 O CH 3
20
12
23 O O
1 1
11
17
27
15 -hidroxi-(15 -S)-porfirinolactona a
13
19
16 (Derivado porfirínico)
1 9
14
2
10 8 15 Estigmasterol
3'
(Esteróide) OH
5
7 2' 4
3 5 4' HO 6 10
HO 3
4 6
8
HO 9 O 5'
2 1' 2
7
7 6'
9
3
O O O
8
6
10
4 OH 6'
2' Norbraylina
5 4'
(Cumarina)
OH O Canferol 5'
3'
(Flavonóide)
5 4 OCH 3
H3CO 6 10
3 4
5
H 3CO 6 10 5 4
2 3 H3CO
7 6 10
3
9 2
HO O O 7
8
9 2
O O 7
O
1' Cedrelopsina 8
O
9
O O
2' 8
(Cumarina) 2' 3' Cumarieletefina Braylina
2'
3' 6' (Cumarina) 6' 4' (Cumarina)
4'
5' 3'
4'
5' 5'
-1
Figura 23. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-1.
5.331
5.306
5.188
5.147
5.112
5.072
5.035
4.994
4.959
4.918
3.567
3.546
3.539
3.514
3.485
3.461
3.441
3.431
3.410
0.977
0.800
0.787
0.772
0.667
0.649
1000
500
0
1.00
0.99
1.00
1.83
2.24
1.17
1.51
2.32
7.56
1.05
5.11
1.88
2.60
3.47
3.79
0.84
2.94
600
5.331
5.306
5.188
5.147
5.112
5.072
5.035
4.994
4.959
4.918
3.567
3.546
3.539
3.514
3.485
3.461
3.441
3.431
3.410
500
400
300
200
100
0
1.00
0.99
1.00
5.00 4.50 4.00 3.50
ppm (f1)
1
Figura 25. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 200 MHz) de Rb-1 na região de 3,4 – 5,5 ppm.
2.254
2.231
2.200
2.191
2.011
1.993
1.968
1.950
1.931
1.916
1.851
1.838
1.789
1.767
1.691
1.504
1.484
1.444
1.406
1.384
1.334
1.215
1.194
1.158
1.134
1.007
0.977
0.906
0.874
0.800
0.787
0.772
0.667
0.649 1000
500
0
1.83
2.24
1.17
1.51
2.32
7.56
1.05
5.11
1.88
4.67
2.60
3.47
3.79
0.84
2.94
No espectro de RMN 13C - APT (50 MHz, CDCl3) e nas expansões (Figura 27,
28 e 29, pág. 95 e 96), sinais intensos e outros duplicados permitiram afirmar que
Rb-1 tratava-se de uma mistura de duas substâncias, ambas apresentando o
mesmo esqueleto carbônico: núcleo esteroidal do tipo estigmasteno (C29) (KOJIMA
et al., 1990).
51.21
50.10
45.79
42.28
42.21
40.48
39.74
39.65
39.03
38.80
37.22
36.48
36.12
35.85
100000
50000
-50000
56.83
56.73
56.07
56.02
55.95
55.91
51.21
50.10
45.79
42.28
42.21
40.48
39.74
39.65
39.03
38.80
37.22
36.48
36.12
35.85
100000
50000
-50000
32.39
31.86
31.57
30.55
30.24
29.11
28.90
28.22
26.03
25.38
24.33
24.27
23.03
21.19
21.05
20.50
20.18
19.80
19.37
19.00
18.95
18.75
18.67
18.23
17.56
12.23
12.02
11.95
11.83
100000
50000
-50000
Sinal em δC 71,7 (Figura 27, pág. 95) referente a dois carbonos (2C)
oximetínico em C-3; sinais para carbonos sp2 metínico em δC 121,7 (2C) e não
hidrogenado em δC 140,7 (2C) compatíveis com dupla ligação localizada em C-5 e
C-6; outros em δC 138,3 (1C) e 129,2 (1C) para carbonos sp2 metínico condizente
com dupla ligação em C-22 e C-23; bem como, os demais dados espectrais (Tabela
1, pág. 98) permitiram identificar Rb-1 como sendo uma mistura de β-sitosterol e
estigmasterol (Figura 30, pág. 97). Esta afirmação está fundamentada em
comparações dos dados espectrais de Rb-1 observados em RMN de 1H e 13
C com
os dados apresentados por Tomaz (2008) para as mesmas substâncias (Tabela 1,
pág. 98).
Tabela 1. Deslocamentos químicos e tipos de sinais para os átomos de carbono e hidrogênio de Rb-
1 13
1, verificados nos espectros de RMN H e C (200 e 50 MHz, respectivamente) em CDCl3, bem
como, os deslocamentos químicos dos carbonos (δC*) citados por Tomaz (2008) para as mesmas
substâncias.
β-sitosterol Estigmasterol
δC δC* δH δC δC* δH
1 37,2 37,2 - 37,2 37,2 -
2 31,6 31,4 - 31,6 31,4 -
3 71,7 71,7 3,49 (m, 1H) 71,7 71,7 3,49 (m, 1H)
4 42,2 42,1 - 42,2 42,1 -
5 140,7 140,7 - 140,7 140,7 -
6 121,7 121,6 5,32 (d, J = 5,0 Hz, 1H) 121,7 121,6 5,32 (d, J = 5,0 Hz, 1H)
7 31,9 31,9 - 31,9 31,9 -
8 31,9 31,8 - 31,9 31,8 -
9 50,1 50,1 - 50,1 50,1 -
10 36,5 36,4 - 36,5 36,4 -
11 21,1 21,0 - 21,1 21,0 -
12 39,7 39,7 - 39,6 39,6 -
13 42,2 42,2 - 42,2 42,2 -
14 56,7 56,7 - 56,8 56,8 -
15 24,2 24,3 - 24,3 24,3 -
16 28,2 28,2 - 28,9 28,9 -
17 56,0 56,0 - 55,9 55,9 -
18 11,8 11,8 0,65 (s, 3H) 11,9 11,9 0,67 (s, 3H)
19 19,4 19,3 0,98 (s, 3H) 19,4 19,3 0,98 (s, 3H)
20 36,1 36,1 - 40,5 40,5 -
21 18,8 18,7 - 21,2 21,2 -
22 33,9 34,0 - 138,3 138,3 -
23 26,0 26,0 - 129,2 129,2 -
24 45,8 45,7 - 51,2 51,2 -
25 29,1 29,0 - 32,4 29,0 -
26 19,8 19,8 0,89 (d, J = 6,4 Hz, 3H) 20,1 20,1 0,89 (d, J = 6,4 Hz, 3H)
27 19,0 19,0 0,79 (d, J = 5,6 Hz, 3H) 18,9 18,9 0,79 (d, J = 5,6 Hz, 3H)
28 23,0 23,0 - 25,3 25,4 -
29 12,0 12,0 - 12,2 12,2 -
Legenda: (s) simpleto; (d) dupleto; (m) multipleto.
A substância Rb-2 foi obtida como um sólido amorfo escuro com massa de
11,4 mg (correspondendo a 0,114 % em relação à massa da fase hexânica)
apresentando ponto de fusão de 171,0 – 172,8 °C e f luorescência à luz ultravioleta
que indica a presença de grupo cromóforo na estrutura química da molécula.
O espectro de IV (Figura 31, pág. 99) deste composto mostrou uma banda de
absorção em 3414 cm-1 típico de deformação axial de N-H ou O-H, sugerindo a
presença de aminas e/ou hidroxilas. Absorções em 1734 e 1097 cm-1, referente a
estiramento de C=O e C-O, respectivamente, sugerem a presença de carbonila de
éster. Também foi observada uma banda de absorção em 2854 e 2926 cm-1,
característico de estiramento C-H de CH2 e CH3, que foi indicativo da presença de
cadeias alifáticas (SILVERSTEIN et al., 2007; PAVIA et al., 2001).
-1
Figura 31. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-2.
Esqueleto porfirínico
O deslocamento químico em δH 3,25 (s, 3H) (Figura 32 e 34, pág. 101 e 102)
permitiu também classificar o derivado porfirínico como do tipo a, uma vez que este
sinal corresponde aos hidrogênios do grupo metila na posição 71. A ausência de um
sinal em, aproximadamente, δH 11,00 referente ao hidrogênio do grupo aldeído em
C-71 dos derivados porfirínicos do tipo b, fortaleceu tal classificação (BUCHANAN et
al., 1996; SCHWIKKARD et al., 1998).
H 3,25 O H
CH3 H 11,00
71 71
7 7
6 81 6 81
8 82 8 82
B B
N 9 N 9
Dois simpletos largos em δH -1,09 e -1,44 (Figura 32, pág. 101), atribuídos aos
dois hidrogênios N-H pirrólicos protegidos pela corrente de anel formada quando o
composto é submetido a um campo magnético, sugeriu a ausência do íon Mg2+
central na molécula, o que indicou que o composto tratava-se de um derivado da
clorofila. Esses dados favoreceram a hipótese de que a banda de absorção em 3414
cm-1, observada no espectro de IV (Figura 31, pág. 99), correspondia ao estiramento
de N-H descartando a presença de O-H, isso em uma análise preliminar, pois esta
informação leva a pensar que Rb-2 tratava-se um derivado de clorofila hidroxilado,
como o 132-hidroxifeofitina (MATSUO et al., 1996; BUCHANAN et al., 1996;
P1 P3 P5 P9 P13 P15
Cadeia fitílica
-1.089
-1.439
9.745
9.525
8.692
7.240
3.878
3.740
3.420
3.251
3.247
1.240
0.837
0.824
0.797
0.784
0.768
0.055
200
150
100
50
0
1.00
0.90
0.85
1.09
1.00
1.63
1.00
3.21
0.77
2.31
3.36
2.30
2.47
1.48
1.73
2.71
1.73
3.39
4.59
3.55
7.41
4.01
9.97
7.93
4.00
5.87
2.26
5.93
3.07
2.58
1.69
1.38
1
Figura 32. Espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2.
6.337
6.177
9.745
9.525
8.692
8.024
8.001
7.988
7.965
7.240
6.340
6.304
6.302
6.174
6.154
6.151
300
250
200
150
100
50
0
1.00
0.90
0.85
1.09
1.00
1.63
9.50 9.00 8.50 8.00 7.50 7.00 6.50 6.00
ppm (f1)
1
Figura 33. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2 na região de 5,8 – 9,9 ppm.
5.141
5.127
5.113
4.477
4.464
4.452
4.437
4.422
4.411
4.397
4.383
4.367
4.080
4.076
4.062
4.057
3.878
3.758
3.740
3.727
3.712
3.420
3.251
100
50
0
1.00
3.21
0.77
2.31
3.36
2.30
2.47
1
Figura 34. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2 na região de 3,2 – 5,2 ppm.
2.462
2.182
2.577
2.571
2.559
2.547
2.544
2.527
2.478
2.447
2.432
2.415
2.399
2.339
2.324
2.309
2.200
2.189
2.170
2.158
2.152
2.141
2.076
2.060
2.038
2.023
2.008
1.899
1.887
1.868
1.857
1.841
1.836
1.825
1.807
100
50
0
1.40
1.94
2.61
1.63
3.52
4.23
2.60 2.50 2.40 2.30 2.20 2.10 2.00 1.90 1.8 0
ppm (f1)
1
Figura 35. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2 na região de 1,8 – 2,6 ppm.
1.684
1.714
1.699
1.588
1.574
1.560
1.535
1.511
1.498
1.485
1.471
1.458
1.292
1.240
1.221
1.196
1.186
1.180
1.174
1.164
1.113
1.101
1.082
0.999
0.991
0.984
0.975
0.960
0.864
0.857
0.850
0.837
0.824
0.797
0.784
0.768
0.755
200
150
100
50
0
3.55
7.41
4.01
9.97
7.93
4.00
5.87
2.26
5.93
3.07
2.58
1.50 1.00
ppm (f1)
1
Figura 36. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-2 na região de 0,7 – 1,7 ppm.
13
O espectro de RMN C – APT (125 MHz, CDCl3) e as expansões (Figura 37,
38, 39, 40 e 41, pág. 105, 106 e 107) apresentaram 55 sinais, entre os quais se
destacaram aqueles em δC 104,1, 99,7 e 93,9 referentes aos carbonos C-10, C-5 e
C-20 do esqueleto carbônico do núcleo porfirínico, respectivamente. Além disso,
verificou-se a presença de sinais para dois carbonos vinílicos em δC 129,0 e 122,7,
típicos dos carbonos C-31 e C-32, bem como, sinais para três metilas em δC 12,4,
12,1 e 11,3 atribuídos aos carbonos C-121, C-21 e C-71, respectivamente
(KOBAYASHI et al., 1991; SCHWIKKARD et al., 1998; TOMAZ et al., 2008).
Além dos 35 sinais atribuídos ao sistema porfirínico, foi observado a presença
de 20 sinais que corroboraram com a proposta dos espectros de RMN 1H para a
presença de cadeia fitílica em Rb-2, sendo aqueles em δC 61,5, 117,8 e 142,8
(Figura 38, 39 e 40, pág. 106 e 107) atribuídos aos carbonos C-P1, C-P2 e C-P3,
respectivamente (SCHWIKKARD et al., 1998; HUANG et al., 2007; JERZ et al.,
2007; TOMAZ et al., 2008).
Derivados porfirínicos geralmente são encontrados na natureza apresentando
o anel E do tipo ciclopentanona (ver pág. 106). Neste anel, a carbonila cetônica
encontra-se localizada em C-131 e apresenta deslocamento químico em
aproximadamente δC 190,0 – 192,0. O sinal para carbono C-132 pode variar
conforme o tipo de substituinte que possui, sendo aproximadamente δC 89,1 quando
se trata de um carbono quaternário hidroxilado ou δC 64,8 quando o mesmo é um
carbono metínico não hidroxilado (KOBAYASHI et al., 1991; MATSUO et al., 1996).
No entanto, existem pouquíssimos relatos na literatura de derivados porfirínicos com
anel E do tipo δ-lactona conjugada que, segundo alguns autores, se trata de um
produto de alomerização daqueles compostos que possuem sistema de anel
ciclopentanona (OCAMPO; REPETA, 2004; HUANG et al., 2007). Neste tipo de anel,
a carbonila cetônica foi convertida em carbonila de éster e o sinal da mesma
deslocado para frequências menores, aproximadamente δC 161,0. O carbono C-151,
outrora denominado C-132 (antes da alomerização), apresenta-se hidroxilado em
todos os relatos e o sinal aparece em torno de δC 102,2.
129.02
117.84
104.13
300
99.66
93.86
77.25
77.00
76.75
61.46
53.77
50.19
200
100
-100
13
Figura 37. Espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-2.
173.245
171.135
170.895
166.346
160.972
155.771
150.035
145.575
142.771
141.229
138.737
136.508
136.085
136.053
134.834
300
200
100
-100
13
Figura 38. Expansão do espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-2 na região de 134,0 –
174,0 ppm.
131.566
131.410
129.020
122.686
117.838
111.418
104.131
101.981
100.506
250
99.662
93.858
200
150
100
50
-50
300
61. 46
54.08
53.77
50.19
39.81
39.37
37.40
37.33
37.28
36.64
32.77
32.62
32.17
200
100
-100
300
29.70
27.96
25.01
24.77
24.42
22.69
22.60
22.23
19.72
19.64
19.58
17.53
16.28
14.09
12.40
12.06
11.27
200
100
-100
Figura 43. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 na região de (4,5 – 10,5
ppm) x (90,0 – 125,0 ppm).
Figura 44. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 na região de (3,2 – 5,0
ppm) x (48,0 – 63,0 ppm).
Figura 45. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 na região de (0,5 – 4,5
ppm) x (10,0 – 42,0 ppm).
Figura 46. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 na região de (0,6 – 2,0
ppm) x (13,0 – 27,0 ppm).
Figura 47. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-2 na região de (0,8 – 2,6
ppm) x (27,0 – 42,0 ppm).
Figura 49. Expansão do espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (0,5 – 6,0 ppm) x
(0,5 – 6,0 ppm).
Figura 50. Expansão do espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (0,6 – 3,0 ppm) x
(0,6 – 3,0 ppm).
Figura 52. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (1,0 – 10,0
ppm) x (110,0 – 173,0 ppm).
Figura 53. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (1,5 – 5,0
ppm) x (130,0 – 156,0 ppm).
Figura 54. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (0,1 – 4,5
ppm) x (15,0 – 60,0 ppm).
Figura 55. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (1,0 – 4,5
ppm) x (106,0 – 176,0 ppm).
Figura 56. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (0,1 – 4,5
ppm) x (10,0 – 60,0 ppm).
H CH 2 OH H CH 2 COOCH 3
18 17 S 151 18 17 R 151
O 131 O 131
O O
N N
H3 C H COOCH3 H3 C H OH
δH 4,05 δH 4,82
Figura 58. Expansão do espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (3,0 – 10,0 ppm) x
(3,0 – 10,0 ppm).
Figura 59. Expansão do espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-2 na região de (0,1 – 5,5 ppm) x
(0,1 – 5,5 ppm).
Os dados de RMN 1H e 13
C para os átomos do grupo fitol (Tabela 2, pág.
121) foram totalmente assinalados por análise extensiva dos espectros
bidimensionais (HMQC, COSY, HMBC e NOESY), bem como, por comparação com
os dados de Huang e colaboradores (2007) e Jerz e colaboradores (2007) para um
derivado porfirínico semelhante à Rb-2. Embora os espectros HMBC não tenham
evidenciado correlação a 3J entre os sinais em δH 4,43 (H-P1) e δC 173,2 (C-173) que
permite difinir a localização da cadeia fitílica, esta unidade foi conectada a carbonila
C-173 para forma um éster, em concordância com os dados da literatura. Quando
esta carbonila apresenta substituinte formando um ester, como no caso de Rb-2, o
13
sinal que é gerado no espectro de RMN C é aproximadamente δC 173,0; na
ausência de substituinte nessa posição observa-se um sinal para ácido carboxílico
em torno δC 176,1 para C-173 mais desprotegido (DUAN et al., 2002; MATSUO et
al., 1996).
Os espectros HMBC e NOESY também mostraram outras correlações que
auxiliaram na confirmação das atribuições feitas aos outros átomos de hidrogênio e
carbono da molécula como podem ser observados na Figura 60 (pág. 120) e na
Tabela 2 (pág. 121). A Tabela 3 (pág. 122) faz uma comparação dos dados de RMN
uni e bidimensionais apresentados por Rb-2 com os dados citados por National
(2004) para o mesmo composto.
32 71
31
3 5 7
21 4 6 81
8 82
2
HMBC NH N
1 9
NOESY
10
20
19 11
N HN
181 12
18
15 121
16
H 14 13
17
HO 151 131
P151 P111 P71 P31
H H 171
172
O O
O 152
P15 P13 P9 P5 P3 P1
17 3 153
O CH3
P11 P7
P12
O O
P16 P14 P10 P8 P6 P4 P2
Figura 60. Correlações observadas nos espectros HMBC e NOESY para Rb-2.
Tabela 2. Deslocamentos químicos, tipos de sinal e correlações para Rb-2, verificados nos espectros
1 13
de RMN H e C (500 e 125 MHz, respectivamente) uni e bidimensionais em CDCl3.
HMQC HMBC
C 2 3
COSY NOESY
δC δH J J
1 141,2 -
2 131,6 -
1 1 2
2 12,1 3,42 (s, 3H) C-2 C-1, C-3 H-20, H-3 , H-3
3 136,1 -
1 2 2 1
3 129,0 7,99 (dd, J = 11,5 e 18,0 Hz, 1H) H-3 H-5, H-3 , H-2
2
3 122,7 6,32 (dd, J = 1,5 e 18,0 Hz, 1H) 1 1
C-3 H-3 H-2
6,16 (dd, J = 1,5 e 11,5 Hz, 1H)
4 136,0 -
1 1
5 99,7 9,52 (s, 1H) C-3 H-3 , H-7
6 155,7 -
7 136,5 -
1 1
7 11,3 3,25 (s, 3H) C-7 C-6, C-8 H-5, H-8
8 145,6 -
1 2 2 1
8 19,6 3,74 (q, J = 9,0 e 15,5 Hz, 2H) C-8 , C-8 C-9, C-7 H-8 H-10, H-7
2 1 1
8 17,5 1,70 (t, J = 7,5 Hz, 3H) C-8 C-8 H-8
9 150,0 -
1 1
10 104,1 9,74 (s, 1H) C-11 C-8, C-12 H-12 , H-8
11 138,7 -
12 131,4 -
1
12 12,4 3,88 (s, 3H) C-12 C-11, C-13 H-10
13 111,4 -
1
13 160,9 -
14 145,6 -
15 134,8 -
1
15 102,0 -
2
15 170,9 -
3 2
15 54,1 3,74 (s, 3H) C-15
16 166,3 -
1
17 53,8 4,07 (dd, J = 2,0 e 9,0 Hz, 1H) H-18
1 1
17 32,2 1,87 (m, 1H) e 2,56 (m, 1H) H-17
2 2
17 31,4 2,17 (m, 1H) e 2,43 (m, 1H) H-17
3
17 173,2 -
1
18 50,2 4,44 (q, J = 6,0 e 13,5 Hz, 1H) H-18 H-20
1
18 22,2 1,58 (d, J = 7,0 Hz, 3H) C-18 C-19, C-17 H-18 H-17
19 171,1 -
1
20 93,9 8,69 (s, 1H) C-1 C-2 H-18, H-2
P1 61,5 4,43 (d, J = 7,5 Hz, 2H) H-P2
P2 117,8 5,13 (t, J = 7,0 Hz, 1H) H-P1
P3 142,8 -
1
P3 16,3 1,56 (sl, 3H) C-P3 C-P2, C-P4
P4 39,8 1,87 (m, 2H)
P5 25,0 1,29 (m, 2H)
P6 36,6 0,97 (m, 2H)
1
P7 32,8 1,29 (m, 1H) H-P7
1
P7 19,6 0,76 (d, J = 6,5 Hz, 3H) C-P7 C-P6, C-P8 H-P7
P8 37,4 1,24 (m, 2H)
P9 24,4 1,24 (m, 2H)
P10 37,3 0,97 (m, 2H)
1
P11 32,6 1,24 (m, 1H) H-P11
1
P11 19,7 0,79 (d, J = 6,5 Hz, 3H) C-P11 C-P10, C-P12 H-P11
P12 37,3 0,97 (m, 2H)
P13 24,8 1,65 (m, 2H)
P14 39,4 1,10 (m, 2H)
1
P15 27,9 1,52 (m, 1H) H-P15 , H-P16
1
P15 22,7 0,83 (d, J = 6,5 Hz, 3H) C-P15 C-P14, C-P16 H-P15
1
P16 22,6 0,83 (d, J = 6,5 Hz, 3H) C-P15 C-P14, C-P15 H-P15
1
15 -OH - 6,13 (sl, 1H)
21-NH - -1,09 (sl, 1H)
23-NH - -1,44 (sl, 1H)
1 13
Tabela 3. Dados comparativos de RMN H e C de Rb-2 em CDCl3 (500 e 125 MHz,
respectivamente) e de Porfirinolactona em CDCl3 (400 e 100 MHz, respectivamente).
Rb-2 Porfirinolactona
C
δC δH δC δH
1 141,2 - 141,5 -
2 131,6 - 131,8 -
1
2 12,1 3,42 (s, 3H) 12,3 3,44
3 136,1 - 136,3 -
1
3 129,0 7,99 (dd, J = 11,5 e 18,0 Hz, 1H) 129,2 8,02
2
3 122,7 6,32 (dd, J = 1,5 e 18,0 Hz, 1H) 123,0 6,34
6,16 (dd, J = 1,5 e 11,5 Hz, 1H) 6,17
4 136,0 - 136,3 -
5 99,7 9,52 (s, 1H) 99,9 9,55 (s)
6 155,7 - 155,6 -
7 136,5 - 136,7 -
1
7 11,3 3,25 (s, 3H) 11,5 3,28
8 145,6 - 145,8 -
1
8 19,6 3,74 (q, J = 9,0 e 15,5 Hz, 2H) 19,8 3,76
2
8 17,5 1,70 (t, J = 7,5 Hz, 3H) 17,8 1,72
9 150,0 - 149,9 -
10 104,1 9,74 (s, 1H) 104,4 9,77 (s)
11 138,7 - 139,0 -
12 131,4 - 131,7 -
1
12 12,4 3,88 (s, 3H) 12,7 3,92
13 111,4 - 111,6 -
1
13 160,9 - 161,2 -
14 145,6 - 145,8 -
15 134,8 - 135,0 -
1
15 102,0 - 102,2 -
2
15 170,9 - 171,1 -
3
15 54,1 3,74 (s, 3H) 54,4 3,76
16 166,3 - 166,5 -
17 53,8 4,07 (dd, J = 2,0 e 9,0 Hz, 1H) 53,9 4,05 e 4,96
1
17 32,2 1,87 (m, 1H) e 2,56 (m, 1H) 32,3 1,83 e 2,55
2
17 31,4 2,17 (m, 1H) e 2,43 (m, 1H) 31,5 2,46
3
17 173,2 - 173,6 -
18 50,2 4,44 (q, J = 6,0 e 13,5 Hz, 1H) 50,4 4,43
1
18 22,2 1,58 (d, J = 7,0 Hz, 3H) 22,5 1,61
19 171,1 - 171,4 -
20 93,9 8,69 (s, 1H) 94,1 8,71 (s)
P1 61,5 4,43 (d, J = 7,5 Hz, 2H) 61,8 4,42
P2 117,8 5,13 (t, J = 7,0 Hz, 1H) 119,9 5,12
P3 142,8 - 142,4 -
1
P3 16,3 1,56 (sl, 3H) 16,7 1,58
P4 39,8 1,87 (m, 2H) 40,5 ?
P5 25,0 1,29 (m, 2H) ? ?
P6 36,6 0,97 (m, 2H) ? ?
P7 32,8 1,29 (m, 1H) ? ?
1
P7 19,6 0,76 (d, J = 6,5 Hz, 3H) 20,4 0,77 (d, J = 6,9 Hz)
P8 37,4 1,24 (m, 2H) ? ?
P9 24,4 1,24 (m, 2H) ? ?
P10 37,3 0,97 (m, 2H) ? ?
P11 32,6 1,24 (m, 1H) ? ?
1
P11 19,7 0,79 (d, J = 6,5 Hz, 3H) 20,4 0,80 (d, J = 6,4 Hz)
P12 37,3 0,97 (m, 2H) ? ?
P13 24,8 1,65 (m, 2H) ? ?
P14 39,4 1,10 (m, 2H) ? 1,11
P15 27,9 1,52 (m, 1H) ? 1,49
1
P15 22,7 0,83 (d, J = 6,5 Hz, 3H) 23,4 0,84 (d, J = 6,8 Hz)
P16 22,6 0,83 (d, J = 6,5 Hz, 3H) 23,3 0,84 (d, J = 6,8 Hz)
1
15 -OH - 6,13 (sl, 1H) - 6,12 (sl, 1H)
21-NH - -1,09 (sl, 1H) - -1,11
23-NH - -1,44 (sl, 1H) - -1,49
1 1
Figura 62. Estrutura química de Rb-2: 15 -hidroxi-(15 -S)-porfirinolactona a.
O composto Rb-3 foi isolado na forma de cristais amarelos com massa de 2,9
mg (correspondendo a 0,029 % em relação à massa da fase clorofórmica).
Apresentou ponto de fusão de 136,3 – 139,3 ºC e fluorescência lilás sob UV
indicando a presença de grupo cromóforo na estrutura.
O espectro de IV (Figura 63, pág. 124) mostrou absorção em 3356 cm-1 de
estiramento de O-H que fez sugerir que a molécula possuía hidroxilas. Absorção em
-1
Figura 63. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-3.
Os espectros de RMN 1H (Figura 64, 65, 66 e 67, pág. 126 e 127) também
mostraram um tripleto de quintetos em δH 5,27 (J = 1,5 e 7,5 Hz, H-2’) para um
hidrogênio de alcenos trissubstituídos acoplando com um dupleto em δH 3,55
(J = 7,5 Hz, H-1’), característicos de hidrogênios alil metilênicos; e dois simpletos em
δH 1,66 (H-4’) e 1,83 (H-5’) para hidrogênios de duas metilas alílicas. Estes dados
permitiram propor uma unidade 3-metil-2-butenil (ou unidade prenila) para Rb-3
(MULHOLLAND et al., 2002; UM et al., 2003).
-0.020
7.563
7.544
7.240
6.701
6.245
6.226
6.176
5.284
5.269
5.255
3.916
3.560
3.545
1.829
1.661
1.234
100
50
0
1.00
0.92
1.05
1.01
3.46
2.31
3.05
3.54
10.0 5.0 0.0
pp m
1
Figura 64. Espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-3.
7.563
7.544
7.240
6.701
6.245
6.226
6.176
5.284
5.269
5.255
100
50
0
1.00
0.92
1.05
0.94
1.01
5.289
5.287
5.284
5.281
5.278
5.275
5.272
5.269
5.266
5.263
5.260
5.257
5.255
5.252
5.249
1.01
3.560
3.545
1.829
1.661
50
0
3.46
2.31
3.05
3.54
13
O espectro de RMN C – APT (125 MHz, CDCl3) e as expansões (Figura 68,
69 e 70, pág. 128 e 129) apresentaram sinais em δC 161,6 (C-2), 143,7 (C-4) e 113,1
(C-3) que reforçaram a proposta de esqueleto cumarínico para Rb-3 oferecido nos
espectro de RMN 1H (PELTER et al., 1976). A presença de unidade prenila foi
sustentada pelos deslocamentos químicos em δC 133,2 (C-3’), 120,7 (C-2’), 17,9 (C-
5’), 22,2 (C-1’) e 25,8 (C-4’) (MULHOLLAND et al., 2002; UM et al., 2003).
148.38
147.40
143.69
133.16
120.69
116.23
113.12
111.21
105.09
161.57
77.25
77.00
76.75
56.33
29.70
25.76
22.19
17.96
-0.01
1000
500
161.57
148.38
147.40
143.69
133.16
120.69
116.23
113.12
111.21
105.09
500
400
300
200
100
-100
29.70
25.76
22.19
17.96
500
400
300
200
100
-100
Figura 72. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-3 na região de (5,0 – 7,8
ppm) x (70,0 – 150,0 ppm).
Figura 73. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-3 na região de (0,0 – 4,3
ppm) x (0,0 – 70,0 ppm).
Figura 75. Expansão do espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-3 na região de (1,0 – 5,5 ppm) x
(1,0 – 5,5 ppm).
Sendo assim, foi possível sugerir seis possibilidades estruturais para Rb-3
com hidroxila, metoxila e unidade prenila inseridas em diferentes posições do anel
aromático da cumarina:
4' 4'
3' 3'
5 4 5 4 5 4
1' 6 10 1' 10 HO 6 10
6
3 3 3
2 2 2
7 7 7
9 9 1' 9
H3 CO O O HO O O O O
8 8 8
4'
OH OCH3 2' OCH3
3'
5 4 5 4
5 4 H3 CO
H3 CO 6 10 HO 10 6 10
6 3
3 3
2
2 2 7
7 7
9
1' 9 9 HO O O
O O H3 CO O O 8
8 8
1'
4' 1'
2' OH 2'
2'
3'
3'
3'
13
No espectro de RMN C – APT (Figura 68 e 70, pág. 128 e 129), o sinal em
δC 56,3 atribuído ao carbono de uma metoxila não impedida estericamente,
contrapondo-se ao sinal em aproximadamente δC 60,0 para metoxila estericamente
impedida (SILVERSTEIN et al., 2007; PAVIA et al., 2001), descartou as
possibilidades estruturais (a), (b), (c) e (e).
A literatura mostra que cumarinas com função oxigenada em C-8 apresenta
um sinal em aproximadamente δC 142,5 para o carbono C-9
(PANICHAYUPAKARANANT et al., 1995), a ausência desse substituinte desprotege
C-9 fazendo-o absorver em torno de δC 150,2 (VASCONCELOS et al., 1998). No
espectro de correlação heteronuclear HMBC de Rb-3 e as expansões (Figura 76, 77
e 78, pág. 134 e 135), uma correlação a 3J entre δH 7,55 (H-4) e o sinal em δC 148,4,
que foi atribuído a C-9, inferiu a inexistência de substituinte oxigenado em C-8,
eliminando a proposta estrutural (d) já que a mesma apresenta hidroxila em C-8.
5 4 5 4
H3 CO 6 10 H3 CO 6 10
3 3
2 2
7 7
9 9
HO O O HO O O
8 8
δC 142,5 δC 150,2
OCH3
Ainda no espectro HMBC (Figura 76, pág. 134), correlações a 3J entre δH 6,70
(H-5) e os sinais em δC 147,4 e 148,4 que permitiram atribuir estes deslocamentos
químicos aos carbonos C-7 e C-9, respectivamente; e correlações dos hidrogênios
H-1’ da unidade prenila com esses mesmos sinais para carbonos confirmaram a
unidade prenila em C-8 e reforçaram a proposta (f) para Rb-3.
A localização da metoxila em C-6 e, consequentemente, a hidroxila em C-7,
como observado em (f), foi confirmada no espectro NOESY e nas expansões (Figura
79 e 80, pág. 136) que mostraram correlações espaciais entre 6,70 (H-5) e o sinal
para os hidrogênios da metoxila em δH 3,92 que só seria possível se este
substituinte estivesse inserido em C-6.
Figura 77. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-3 na região de (1,5 – 4,5
ppm) x (105,0 – 160,0 ppm).
Figura 78. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-3 na região de (1,4 – 2,1
ppm) x (10,0 – 37,0 ppm).
Figura 80. Expansão do espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-3 na região de (1,0 – 6,5 ppm) x
(1,0 – 6,5 ppm).
Figura 81. Correlações observadas nos espectros HMBC e NOESY para Rb-3.
HMQC HMBC
C 2 3
COSY NOESY
δC δH J J
2 161,6 -
3 113,1 6,24 (d, J = 9,5 Hz, 1H) H-4 H-4
4 143,7 7,55 (d, J = 9,5 Hz, 1H) C-2, C-5, C-9 H-3 H-3, H-5
5 105,1 6,70 (s, 1H) C-4, C-7, C-9 H-4, 6-CH3
6 143,7 -
7 147,4 -
8 116,2 -
9 148,4 -
10 111,2 -
1’ 22,2 3,55 (d, J = 7,5 Hz, 1H) C-8, C-2’ C-7, C-9, C-3’ H-2’, H-5’ H-4’
2’ 120,7 5,27 (tq, J = 1,5 e 7,5 Hz, 1H) H-1’, H-5’ H-5’
3’ 133,2 -
4’ 25,8 1,66 (s, 3H) C-3’ C-2’, C-5’ H-1’, H-2’ H-2’
5’ 17,9 1,83 (s, 3H) C-3’ C-2’, C-4’ H-1’
6-OCH3 56,3 3,92 (s, 3H) C-6 H-5
7-OH - 6,18 (sl, 1H)
Legenda: (s) simpleto; (sl) simpleto largo; (d) dupleto; (tq) tripleto de quintetos.
1 13
Tabela 5. Dados comparativos de RMN H e C de Rb-3 em CDCl3 (500 e 125 MHz,
respectivamente), de cedrelopsina em DMSO-d6 (potência não informada) e de isocedrelopsina em
CD3OD (300 e 75 MHz, respectivamente).
1 13
Desta forma, a análise dos espectros de IV e RMN H e C uni e
bidimensionais de Rb-3, bem como, a comparação com os dados da literatura
permitiram identificá-la como sendo uma 7-hidroxi-6-metoxi-8-prenilcumarina
(Figura 82, pág. 138), cujo nome trivial é cedrelopsina.
Rb-4 foi isolado como um sólido amorfo amarelo com massa de 4,3 mg (0,043
% em relação à massa de fase clorofórmica). Apresentou fluorescência lilás sob UV
indicando a presença de grupo cromóforo e ponto de fusão de 140,3 – 141,7 ºC.
O espectro de IV (Figura 83, pág. 139), semelhante ao de Rb-3, mostrou
absorções em 3433 e 1296 cm-1 (estiramento de O-H e C-O, respectivamente), bem
como, bandas em 1490 e 1570 cm-1 (estiramento de C=Caromáticos), que sugeriram a
presença de hidroxila fenólica. Absorção em 1716 cm-1 (estiramento de C=O) e outra
em aproximadamente 1600 cm-1 (estiramento de C=Calcenos conjugados) são
compatíveis com estruturas que apresentam carbonila de éster α,β-insaturada
(SILVERSTEIN et al., 2007; PAVIA et al., 2001).
-1
Figura 83. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-4.
Unidade 2,2-dimetilpirano
5 4
R 6 10
3
2
7
9
R O O
8
1
Figura 84. Espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-4.
1
Figura 85. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-4 na região de 5,6 – 7,6 ppm.
13
O espectro de RMN C – APT (125 MHz, CDCl3) e as expansões (Figura 86
e 87, pág. 142 e 143) apresentaram sinais em δC 161,1 (C-2), 143,7 (C-4) e 113,6
(C-3) que reforçaram a proposta de esqueleto cumarínico (PELTER et al., 1976)
para Rb-4 oferecida nos espectros de RMN 1H. Outros sinais em δC 130,6 (C-3’),
115,4 (C-4’), 78,9 (C-2’) e 28,1 (C-5’/6’) foram confirmativos de grupo 2,2-
dimetilpirano (MULHOLLAND et al., 2002; RANDRIANARIVELOJOSIA; 2005).
O espectro de correlação heteronuclear HMQC e as expansões (Figura 88 e
89, pág. 143 e 144) confirmaram as atribuições feitas a alguns átomos do esqueleto
cumarínico e do grupo 2,2-dimetilpirano ao mostrarem correlações entre os sinais
dos hidrogênios e seus respectivos carbonos.
O espectro de correlação homonuclear COSY e as expansões (Figura 90,
pág. 144) confirmou os acoplamentos observados para os hidrogênios α e β a
carbonila e para os hidrogênios H-4’ e H-3’ do grupo 2,2-dimetilpirano ao mostrar
correlações entre os sinais em δH 7,53 (H-4) e 6,24 (H-3) e entre δH 6,87 (H-4’) e
5,72 (H-3’), respectivamente.
13
Figura 86. Espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-4.
13
Figura 87. Expansão do espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-4 na região de 104,0 –
164,0 ppm.
Figura 89. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-4 na região de (5,4 – 8,0
ppm) x (107,0 – 145,0 ppm).
Sendo assim, foi possível sugerir doze possibilidades estruturais para Rb-4
com hidroxila e grupo 2,2-dimetilpirano inseridos em diferentes posições do anel
aromático da cumarina:
5' 6' 5' 6'
6'
2' 3'
2'
3' 4' 3'
O 5' O
2'
5 4 4 4
5 5
4'
10 O 4'
3 10 10
3 3
6 6 6
2 2 2
7 7
9 7
O O 9 9
8
8 O O HO O O
8
OH
OH
6'
3'
4'
5' OH OH
2'
6'
5 4 4 4' 4
O O 5 5
10 2' 6 10 6 10
3 5' 3 3' 3
6
7 2 2 2' 2
3'
9 7 9 6' 7 9
HO O O O O O O O
8 4' 8 8
5'
5 4
10
6 3
6'
4' 5 4 5 4 2
7
10 2' O 10
6 6 9
3' 3 5' 3 4' O O
8
2' 2 2
3' 3' O
6' 7 9 7 9
O 8 O O O O 2'
4' 8
5'
OH OH 6' 5'
OH
4 5 4 5 4
5 HO
10 6 10 HO 6 10
6 3 3 3
7 2 2 2
7 7
9 9 4' 9
O O O O O O O O
8 8 8
2' 2'
6' 4' 6' 4' 3' O
2'
3' 3'
5' 5'
6' 5'
13
Os dados de RMN C – APT para C-4 e C-10 do esqueleto cumarínico,
quando não existe substituinte oxigenado em C-5, são aproximadamente δC 143,8 e
OH C 102,7
C 139,4
5 4
H3CO 6 10
3
2
7
9
H3CO O O
8
C 152,0
Figura 92. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4 na região de (5,4 – 8,3
ppm) x (105,0 – 160,0 ppm).
Figura 93. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4 na região de (6,7 – 7,0
ppm) x (140,5 – 146,5 ppm).
Figura 94. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-4 na região de (1,0 – 7,5
ppm) x (25,0 – 85,0 ppm).
Figura 96. Correlações observadas nos espectros HMBC e NOESY para Rb-4.
HMQC HMBC
C 2 3
COSY NOESY
δC δH J J
2 161,1 -
3 113,6 6,24 (d, J = 9,5 Hz, 1H) C-2 C-10 H-4 H-4
4 143,7 7,53 (d, J = 9,5 Hz, 1H) C-2, C-5, C-9 H-3 H-3, H-5
5 111,2 6,84 (s, 1H) C-6 C-7, C-9 H-4
6 141,6 -
7 142,9 -
8 109,4 -
9 144,1 -
10 112,2 -
2’ 78,9 - H-1’, H-5’ H-5’
H-4’, H-5’, H-
3’ 130,6 5,72 (d, J = 10,5 Hz, 1H) C-2’ C-8 H-4’
6’
4’ 115,4 6,87 (d, J = 10,5 Hz, 1H) C-2’, C-7 H-3’ H-3’
5’ 28,1 1,50 (s, 3H) C-2’ C-3’, C-6’ H-3’
6’ 28,1 1,50 (s, 3H) C-2’ C-3’, C-5’ H-3’
Legenda: (s) simpleto; (d) dupleto.
1 13
Tabela 7. Dados comparativos de RMN H e C de Rb-4 em CDCl3 (500 e 125 MHz,
respectivamente) e de cedrecumarina A em CD3OD (300 e 100 MHz, respectivamente).
6'
3'
5' 4'
2'
5 4
O
10
3
C 6
7 2
9
HO O O
8
Rb-4 Cedrecumarina A
δC δH δC δH
2 161,1 - 162,5 -
3 113,6 6,24 (d, J = 9,5 Hz) 111,4 6,19 (d, J = 9,7 Hz)
4 143,7 7,53 (d, J = 9,5 Hz) 140,3 8,08 (d, J = 9,7 Hz)
5 111,2 6,84 (s) 117,6 -
6 141,6 - 137,8 -
7 142,9 - 150,0 -
8 109,4 - 102,6 6,63 (s)
9 144,1 - 150,4 -
10 112,2 - 107,3 -
2’ 78,9 - 76,5 -
3’ 130,6 5,72 (d, J = 10,5 Hz) 133,5 5,90 (d, J = 10,0 Hz)
4’ 115,4 6,87 (d, J = 10,5 Hz) 116,7 6,79 (d, J = 10,0 Hz)
5’ 28,1 1,50 (s) 26,3 1,43 (s)
6’ 28,1 1,50 (s) 26,3 1,43 (s)
Legenda: (s) simpleto; (d) dupleto.
1 13
Desta forma, a análise dos espectros de IV e RMN H e C uni e
bidimensionais de Rb-4, bem como, a comparação com os dados da literatura
permitiram identificá-la como sendo uma piranocumarina angular, a 6-hidroxi-7,8-
(2’,2’-dimetilpirano)cumarina, cujo nome trivial é norbraylina (Figura 97, pág. 151).
A substância Rb-5 também foi isolada como um sólido amorfo amarelo com
massa de 1,5 mg (correspondendo a 0,015 % em relação à massa da fase
clorofórmica) e apresentou fluorescência lilás sob UV.
Os espectros de RMN 1H e 13
C (200 e 50 MHz, respectivamente, CDCl3) de
Rb-5 e as expansões (Figura 98, 99, 100 e 101, pág. 152, 153 e 154) mostraram
sinais semelhantes aos de Rb-4 (Tabela 8, pág. 152) que inferiu um núcleo
dimetilpiranocumarina também para Rb-5. Em adição, um simpleto para três
hidrogênios em δH 3,95 e seu correspondente sinal para carbono em δC 56,5,
observados nos espectros de RMN 1H e 13
C, respectivamente, fizeram sugerir a
presença de metoxila não impedida estericamente e que Rb-5 tratava-se de um
derivado da substância Rb-4 metoxilado em C-6.
1 13
Tabela 8. Dados comparativos de RMN H e C de Rb-5 em CDCl3 (200 e 50 MHz,
respectivamente), Rb-4 em CDCl3 (500 e 125 MHz, respectivamente) e de braylina em CD3OD (300 e
100 MHz, respectivamente).
5 4
H3CO 6 10
3
2
7
9
O O O
8
C 2'
6' 4'
3'
5'
1
Figura 98. Espectro de RMN H (CDCl3, 200 MHz) de Rb-5.
1
Figura 99. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 200 MHz) de Rb-5 na região de 5,6 – 7,7 ppm.
13
Figura 100. Espectro de RMN C - APT (CDCl3, 50 MHz) de Rb-5.
13
Figura 101. Expansão do espectro de RMN C - APT (CDCl3, 50 MHz) de Rb-5 na região de 106,0 –
164,0 ppm.
5 4
H3CO 6 10
3
2
7
9
O O O
8
2'
6' 4'
3'
5'
Figura 102. Estrutura química de Rb-5: 6-metoxi-7,8-(2’,2’-dimetilpirano)cumarina (braylina).
A substância Rb-6 foi obtida na forma de um sólido amorfo branco com massa
de 9,4 mg (correspondendo a 0,094 % em relação à massa da fase clorofórmica),
apresentando fluorescência lilás em UV e ponto de fusão de 106,5 – 109,2 ºC.
Semelhantemente a Rb-3 e Rb-4, o espectro de IV (Figura 103, pág. 155) de
Rb-5 mostrou absorções em 1716 e 1608 cm-1 que são compatíveis com carbonila
de éster α,β-insaturada. Banda em 1300 – 1000 cm-1 de estiramento de C-O
corroborou com a proposta de função éster para a molécula, além disso, exibiu
bandas em 1585 e 1477 cm-1 sugerindo um sistema aromático (SILVERSTEIN et al.,
2007; PAVIA et al., 2001).
-1
Figura 103. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-6.
5 4
R 6 10
3
2
7
9
R O O
8
Além disso, os espectros de RMN 1H (Figura 104, 105 e 106, pág. 157 e 158)
mostraram dois duplo-dupletos em δH 3,18 (J = 7,5 e 15,0 Hz, H-3’) e 3,53 (J = 9,5 e
15,0 Hz, H-3’) característicos de hidrogênios metilênicos geminais; um tripleto em δH
5,31 (J = 9,0 Hz, H-2’) para hidrogênio oximetínico alílico; dois simpletos largos em
δH 4,96 (H-5’) e 5,11 (H-5’) compatíveis com hidrogênios de grupo vinila terminal; e
outro simpleto em δH 1,78 (H-6’) de hidrogênios metil alílico. Todos estes dados
foram consistentes com a proposta para presença de unidade 2-isopropenil-2,3-
diidrofurano para Rb-5 (CHEN et al., 2006; GAOXIONG et al., 1990; MALIKOV;
SAIDKHODZHAEV, 1998). Também apresentou dois simpletos com integral para
três hidrogênios cada em δH 3,91 e 3,96 que foram sugestivos de presença de duas
metoxilas para a molécula (SILVERSTEIN et al., 2007; PAVIA et al., 2001).
6'
O
2'
4'
5' 3'
Unidade 2-isopropenil-2,3-diidrofurano
1
Figura 104. Espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-6.
1
Figura 105. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-6 na região de 5,0 – 8,0
ppm.
1
Figura 106. Expansão do espectro de RMN H (CDCl3, 500 MHz) de Rb-6 na região de 1,5 – 4,3
ppm.
13
O espectro de RMN C – APT (125 MHz, CDCl3) e as expansões (Figura
107, 108 e 109, pág. 159 e 160) reforçaram a proposta dada pelo espectro de RMN
1
H ao mostrar sinais para esqueleto cumarínico em δC 160,8 (C-2), 111,0 (C-3) e
139,1 (C-4) (PELTER et al., 1976). Os sinais em δC 17,0 (C-6’), 33,1 (C-3’), 87,8 (C-
2’), 113,1 (C-5’) e 142,7 (C-4’) são característicos da unidade 2-isopropenil-2,3-
diidrofurano (CHEN et al., 2006) e os sinais em δC 60,1 e 61,3 foram atribuídos a
duas metoxilas impedidas estericamente (SILVERSTEIN et al., 2007; PAVIA et al.,
2001).
13
Figura 107. Espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-6.
13
Figura 108. Expansão do espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-6 na região de 84,0 –
166,0 ppm.
13
Figura 109. Expansão do espectro de RMN C - APT (CDCl3, 125 MHz) de Rb-6 na região de 10,0 –
70,0 ppm.
Figura 111. Expansão do espectro HMQC (CDCl3, 500 e 125 MHz) de Rb-6 na região de (3,4 – 6,0
ppm) x (58,0 – 116,0 ppm).
Figura 113. Expansão do espectro COSY (500 MHz, CDCl3) de Rb-6 na região de (1,6 – 5,6 ppm) x
(1,6 – 5,5 ppm).
3' 5 4 O 5 4 5 4
6'
6 10 6 10 O 6 10
3 3 3
4'
2 2 2' 2
7 7 5'
9 9 7 9
H 3CO O O H 3CO O O 3' O O
8 8 8
5 4 5 4 5 4
6' 3' H3CO H 3CO
6 10 6 10 6 10
3 3 3
4'
2' 2 2 2
7 7
5'
O 7 9 9 9
O O O O 3' O O
8 O 8 8
5' 5'
Figura 115. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-6 na região de (2,4 – 8,8
ppm) x (104,0 – 165,0 ppm).
Figura 116. Expansão do espectro HMBC (500 e 125 MHz, CDCl3) de Rb-6 na região de (0,8 – 6,5
ppm) x (10,0 – 92,0 ppm).
Figura 118. Expansão do espectro NOESY (500 MHz, CDCl3) de Rb-6 na região de (1,1 – 5,9 ppm) x
(1,4 – 5,7 ppm).
5 4
H 3CO
6 10 3
7
9 2
8 O O
O
2'
6'
4' HMBC
NOESY
5'
Figura 119. Correlações observadas nos espectros HMBC e NOESY para Rb-6.
Desta forma, a estrutura de Rb-6 foi sugerida para ser uma furanocumarina
angular com a função furano localizada nas posições C-7 e C-8 e as metoxilas em
C-5 e C-6 como visualizada em (e) e corroborada pela proposta biossintética
apresentada na Figura 120 (pág. 167).
Hidroxilação
Metilação
H3CO H3CO
H3CO
HO O O HO O O
Preniltransferase
OPP HO O O
Cedrelopsina
Escopoletina
O2
NADPH
OCH3
H3CO H3CO H3CO
H2O
O O O O O O Hidroxilação O O O
Metilação
Hedyotiscona A Rb-6
HO
1 13
Tabela 10. Dados comparativos de RMN de H e C de Rb-6 em CDCl3 (500 e 125 MHz,
respectivamente) e de hedyotiscona A em CDCl3 (400 e 100 MHz, respectivamente).
OCH3
5 4 5 4
H 3CO 6 10 H 3CO 6 10
3 3
2 2
7 7
9 9
O O O O
O 8 O 8
C
2' 2' 3'
3'
6' 6'
4' 4'
5'
5'
Rb-6 Hedyotiscona A
δC δH δC δH
2 160,8 - 161,2 -
3 111,0 6,14 (d, J = 9,5 Hz, 1H) 112,7 6,27 (d, J = 9,6 Hz, 1H)
4 139,1 7,89 (d, J = 9,5 Hz, 1H) 143,6 7,60 (d, J = 9,6 Hz, 1H)
5 147,6 - 109,4 6,78 (s, 1H)
6 127,5 - 142,4 -
7 155,9 - 152,7 -
8 112,4 - 114,8 -
9 148,3 - 146,1 -
10 106,9 - 112,5 -
2’ 87,8 5,31 (t, J = 8,5 e 17,0 Hz, 1H) 88,7 5,42 (t, J = 8,1 Hz, 1H)
3’ 33,1 3,18 (dd, J = 8,0 e 15,5 Hz, 1H) 31,8 3,21 (dd, J = 8,1 e 16,2 Hz, 1H)
3,53 (dd, J = 9,5 e 15,5 Hz, 1H) 3,54 (dd, J = 8,1 e 16,2 Hz, 1H)
4’ 142,7 - 141,9 -
5’ 113,1 4,96 (sl, 1H) 113,2 4,99 (s, 1H)
5,11 (sl, 1H) 5,13 (s, 1H)
6’ 17,0 1,78 (s, 3H) 16,9 1,79 (s, 3H)
5-CH3 60,1 3,91 (s, 3H) - -
6-CH3 61,3 3,96 (s, 3H) 56,4 3,92 (s, 3H)
Legenda: (s) simpleto; (sl) simpleto largo; (d) dupleto; (dd) duplo-dupleto; (t) tripleto.
OCH 3
5 4
H 3CO 6 10
3
2
7
9
O O
O 8
2' 3'
6'
4'
5'
A substância Rb-7 foi isolada como sólido amorfo amarelo, com massa de
61,0 mg (correspondendo a 0,122 % em relação à massa da fase acetato de etila),
ponto de fusão 256,4 – 257,5 ºC e sob luz ultravioleta apresentou fluorescência que
fez sugerir a presença de grupo cromóforo na estrutura química.
O espectro de IV (Figura 123, pág. 170) mostrou características típicas de um
composto com várias hidroxilas fenólicas não impedidas estericamente, pela
presença de uma banda larga de grande intensidade em 3419 cm-1 corroborada pela
absorção em 1176 cm-1 de estiramento de C-O fenólico. Absorções em 1658 e 1610
cm-1 indicaram a presença de carbonila cetônica conjugada e as bandas em 1570 e
1508 cm-1 revelaram a natureza aromática da substância (SILVERSTEIN et al.,
2007; PAVIA et al., 2001).
-1
Figura 123. Espectro de Infravermelho (KBr, cm ) de Rb-7.
13
O espectro de RMN C - APT (50 MHz, CD3OD) e as expansões (Figura 124
e 125, pág. 172) apresentaram 15 sinais para carbonos sp2 que são compatíveis
com a unidade C6C3C6 característica de flavonóides (ALBUQUERQUE et al., 2007).
13
O tipo de flavonóide foi determinado por análise dos dados de RMN C para
3' 3'
8 8
9 O 5' 9 O 5'
2 1' 2 1'
7 7
6' 6'
3 δC 133,5 - 140,0
3 6
6
10 δC 102,3 - 113,7 10
4 4 OH
5 5
Flavona Flavonol
δC 159,4 - 164,7
8
9 O O
2
δC 150,6 - 155,4 7
8
9 O δC 109,0 - 114,2
7 2
δC 122,0 - 126,1 6 3
10
3 2' 4
5
6
10 3'
4 1' δC 155,5 - 164,7
5 1'
6' 2'
O 6' 4'
Isoflavona Neoflavona
OR O
177.34
165.48
162.37
160.43
158.17
148.12
130.86
130.67
123.68
116.31
116.22
104.52
137.07
99.29
94.50
50.28
49.85
49.43
49.00
48.57
48.15
47.72
100000
50000
60000
177.34
165.48
162.37
160.43
158.17
148.12
137.07
130.86
130.67
123.68
116.31
116.22
104.52
99.29
94.50
50000
40000
30000
20000
10000
-10000
-20000
10000
8.089
8.045
6.923
6.878
6.398
6.388
6.183
6.173
4.879
3.316
3.308
3.300
3.292
3.284
5000
0
2.04
2.19
1.00
0.96
1
Figura 126. Espectro de RMN H (CD3OD, 200 MHz) de Rb-7.
8.089
8.045
6.923
6.878
6.388
6.183
6.173
6.398
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
2.04
2.19
1.00
0.96
8.00 7.50 7.00 6.50
ppm (f1)
1
Figura 127. Expansão do espectro de RMN H (CD3OD, 200 MHz) de Rb-7 na região de 5,2 – 7,7
ppm.
No espectro de RMN 13C (Figura 124 e 125, pág. 172), o sinal em δC 177,3 (C-
4), indicativo de carbonila quelada, inferiu a presença de hidroxila em C-5 em ligação
de hidrogênio com a carbonila em C-4, já que a ausência desta força intramolecular
protegeria a carbonila fazendo-a absorver em aproximadamente 171,0 - 173,8 ppm
(AGRAWAL, 1989):
8 8
O 9 O
9 2 2
7 7
A C A C
3 3
6 6
10 10
4 OH 4 OH
5 5
Tabela 11. Deslocamentos químicos e tipos de sinais para os átomos de carbono e hidrogênio de Rb-
1 13
7, verificados nos espectros de RMN H e C (200 e 50 MHz, respectivamente) em CD3OD, bem
como, os deslocamentos químicos dos hidrogênios (δH*) e carbonos (δC*) apresentados por Pizzolatti
(2003) para a mesma substância (600 e 150 MHz, respectivamente) em DMSO-d6.
Canferol
δC δH δC* δH*
2 148,1 - 147,1 -
3 137,1 - 136,7 -
4 177,3 - 176,6 -
5 162,4 - 162,3 -
6 99,3 6,18 (d, J = 2,0 Hz, 1H) 99,2 6,27 (d, J = 1,9 Hz, 1H)
7 165,5 - 165,1 -
8 94,5 6,39 (d, J = 2,0 Hz, 1H) 94,5 6,52 (d, J = 1,9 Hz, 1H)
9 158,2 - 157,8 -
10 104,5 - 104,2 -
1’ 123,7 - 123,4 -
2’ 130,9 8,07 (d, J = 8,8 Hz, 1H) 130,5 8,12 (d, J = 8,8 Hz, 1H)
3’ 116,3 6,90 (d, J = 8,8 Hz, 1H) 116,4 6,99 (d, J = 8,8 Hz, 1H)
4’ 160,4 - 160,0 -
5’ 116,3 6,90 (d, J = 8,8 Hz, 1H) 116,4 6,99 (d, J = 8,8 Hz, 1H)
6’ 130,9 8,07 (d, J = 8,8 Hz, 1H) 130,5 8,12 (d, J = 8,8 Hz, 1H)
CONSIDERAÇÕES FINAIS
E PERSPECTIVAS
REFERÊNCIAS
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