Contenido Manual

CURSO TEORICO-PRACTICO: “ESTANDARIZACIÓN DEL ANALISIS BASICO DE SEMEN EN LOS LABORATORIOS CLÍNICOS”
ACTUALIZACIÓN DEL MANUAL DE LA OMS-2010.
PRODUCCIÓN DEL EYACULADO

Los espermatozoides se producen en dos etapas dentro del testículo, este proceso dura
aproximadamente 60 días y se compone de dos etapas:
o Espermatogénesis
o Espermiogénesis
La Espermatogénesis: es la producción de las espermatides a partir de las células madres y se

lleva en el epitelio de los tubos seminíferos del testículo, en sus bordes interiores las células de sertoli
nutren las células embrionarias germinales que se dividen y se dirigen al centro del túbulo que se
convierten en espermatides.
La Espermogénesis: Consiste en una modificación morfológica de la espermátida en

espermatozoide, con formación del acrosoma y del flagelo.
Así se diferencian las partes del espermatozoide en;
 Cabeza, la cual contiene el núcleo (AND) culminada con el acrosoma.

 Pieza media, la cual contiene las mitocondrias que le dan energía.
 Cola, la cual va a dar movimiento al espermatozoide.
En los testículos los espermatozoides no tienen movimiento y no tienen capacidad fecundante.

Cuando termina su diferenciación los espermatozoides son evacuados por los tubos seminíferos
hacia la cabeza del epidídimo donde son concentrados, en la pieza media del epidídimo son pre-
capacitados y en la cola del epidídimo son almacenados.
En el momento de la eyaculación la concentración de espermatozoides que se encuentra en la cola

del epidídimo es expulsada por el conducto deferente pasando por los conductos eyaculadores hasta
la uretra prostática, añadiéndose la secreción prostática e inmediatamente se contraen las vesículas
seminales dando como resultado el Eyaculado.
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El volumen del eyaculado está compuesto de:
 5% de espermatozoides del epidídimo.

 20% de las secreciones prostáticas.
 70% de las secreciones de la vesícula seminal.
 5% de las secreciones de la uretra.
Por consiguiente la primera fracción contendrá la mayor concentración de espermatozoides.
FUNDAMENTO
El análisis de semen es subjetivo por naturaleza y se ha demostrado que la variabilidad de la prueba

es debida a que: los técnicos encargados del análisis y a la falta de estandarización de esta prueba.
La calidad del eyaculado depende de la naturaleza del espermatozoide (la movilidad, vitalidad,
concentración, morfología) y el volumen (Fluidos seminales) son importante para la función del
espermatozoide. Esto para saber si la calidad de espermatozoides es la adecuada para lograr la
fertilización.
La calidad del eyaculado también va a depender de la forma en que se obtenga, el lugar (Zavos y
Goodpasture, 1989), la actividad sexual (Cooper et al., 1993), la edad del paciente (Ng et al., 2004),
el tamaño del testículo (Holstein et al., 2003), estaciones del año y los días de abstinencia sexual
(Cooper et al., 1993) (Tyler et al., 1982a).
Es imposible caracterizar la calidad del semen de un hombre de la evaluación de una sola

muestra de semen. Es útil examinar dos o tres muestras para obtener datos de referencia (Polonia
y al., 1985; Berman et al., 1996; Carlsen et al., 2004; Castilla et al., 2006; Keel, 2006).
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RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA DE SEMEN
HOJA DE INSTRUCCIONES PARA LA RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA DE SEMEN POR

MASTURBACIÓN
1. Informar al paciente lo siguiente:

a. Aseadas las manos y el pene ó acudir bañado.
b. 2 a 7 días de abstinencia sexual (no >7 no < 2 días).
c. Eyacular dentro de un recipiente de plástico de boca ancha y tapa hermética
estéril, el cual deberá estar tibio para reducir a un mínimo el riesgo de choque por frío
(20°C-37°C).
2. Obtenerse por masturbación en la intimidad de una sala especial para obtención de

muestras próxima al laboratorio de andrología.
3.1. En caso de que el paciente lo solicite, la recolección de la muestra podrá realizarse en
su domicilio siempre y cuando cumpla con lo establecido a continuación.
a. No utilizar preservativos para recolectar la muestra, ya que puede dañar la viabilidad de los
espermatozoides. Cuando por alguna circunstancia no fuera posible obtener la muestra por
masturbación, informar al paciente que existen preservativos especiales para este fin.
b. Informar al paciente que el coitus interruptus no es una medida aceptable de recolección de la

muestra, ya que puede perderse la primera porción del eyaculado, la cual suele contener la mayor
concentración de espermatozoides, además de existir contaminación celular y bacteriológica de la
muestra y que el pH ácido del líquido vaginal ejercerá una influencia adversa sobre la motilidad de
los espermatozoides.
c. Informar al paciente que deberá traer la muestra al laboratorio de andrología antes de transcurrida
una hora de la recolección.
d. Proteger la muestra de temperaturas extremas (mantener a una temperatura mayor a 20ºC y
menor a 37ºC) durante el traslado al laboratorio.
e. Transportar el frasco en posición vertical con la tapa hacia arriba.
3. Rotular el recipiente con el nombre del paciente, nombre de la esposa (muestra

homologa), fecha y hora de recolección, muestra completa, días de abstinencia sexual,
nombre del médico y procedimiento a seguir.
.
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Nota 1.- Muestras Incompletas deben rechazarse ya que el análisis de este espécimen no reflejara
el total del eyaculado.
Nota 2.-Muestras que tengan más de una hora de recolectadas serán rechazadas y se reprogramara
otro día el análisis de semen.
Nota 3.-Muestras que sean recolectadas con un Condón especial para ello deben anotarse en el
reporte de Laboratorio.
Nota 4.-Las muestras que se le realice un espermocultivo no debe pasar más de tres horas para
procesarlo.
RECOLECCIÓN DEL SEMEN EN CONDÓN:
-Una muestra puede ser recolectada en un condón durante las relaciones sexuales sólo en
circunstancias excepcionales, tales como la incapacidad demostrada para producir una
muestra por masturbación.
-Utilizar condones que no sean tóxicos, sólo los condones especiales diseñados para la recolección
del semen debe ser utilizados.
- Una terminada la eyaculación del semen, el paciente debe amarrar el condón e inmediatamente
llevar la muestra laboratorio.
-El paciente debe anotar la hora en que se recolecto la muestra y entregar la muestra al
el laboratorio dentro de la siguiente hora.
-Durante el transporte al laboratorio, la muestra debe mantenerse entre 20 °C y 37 ° C.
-En el reporte de laboratorio se debe anotar que la muestra fue recolectada por medio de un condón
por relaciones sexuales.
Nota: los condones de látex comerciales no deben ser utilizados para la recolección del semen, ya
que contienen sustancias que interfieren negativamente con la movilidad de los espermatozoides
(Jones et al., 1986).
Comentario 1: El coitus interruptus no es un medio confiable de recolección del semen,

porque la primera parte del eyaculado, que contiene el mayor número de espermatozoides, se
pueden perder. Por otra parte, puede haber contaminación celular y bacteriológica de la muestra, y
el bajo pH del líquido vaginal puede afectar negativamente la movilidad
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MANEJO ADECUADO DE LAS MUESTRAS DE SEMEN:
Durante el análisis de semen, manipular la muestra con las medidas de seguridad según las nomas
vigentes, para la organización y funcionamiento de los laboratorios clínicos.
Se recomienda dar a conocer al personal de laboratorio las normas de seguridad sobre el manejo y
desecho de las muestras, por tratarse de productos biológicos contaminantes.
A continuación se detallan las principales normas que deben seguirse estrictamente:
-Se debe manipular la muestra de semen como si estuviera contaminada.

-Evitar el contacto de las muestras con heridas cutáneas así como instrumentos cortantes infectados
con semen.
-Utilizar guantes desechables cuando se manejen muestras de semen frescas o congeladas.
-Utilizar material desechable.
-Utilizar aparatos mecánicos para el pipeteo de líquidos biológicos, pipetear con la boca está
prohibido.
-Todos los desechos deberán recolectarse en un recipiente especial que posteriormente se desecha
como material infectante.
-Desinfectar todas las superficies de trabajo expuestas a contaminarse.
-El personal debe lavarse las manos con jabón desinfectante y agua caliente, luego de quitarse los
guantes.
-En caso de contaminación lavar inmediatamente con solución desinfectante.
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El Análisis de Semen se debe realizar en el siguiente orden:
Primeros 5 minutos:
-Colocar la muestra recién colectada en una incubadora a 37C.
Entre 30 y 60 minutos:
-Evaluar la licuefacción y apariencia del semen.
-Medir el volumen del semen.
- Medición de pH del semen (si es necesario).
-Preparar una alícuota para evaluar la movilidad espermática.
-La evaluación de la vitalidad espermática (si el porcentaje de células móviles es baja).
-Hacer frotis de semen para evaluar la morfología de los espermatozoides.
-Hacer diluciones de semen para evaluar la concentración de esperma.
-Evaluar el número de espermatozoides.
Dentro de las 3 horas:

-El envío de muestras al laboratorio de microbiología (si es necesario).
Después de 4 horas:
-Fijación, tinción y la evaluación de frotis para la morfología de los espermatozoides.
Más tarde ó el mismo día (o en un día posterior si las muestras se congelan):

-Evaluar los marcadores de las glándulas accesorias (si es necesario).
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ANÁLISIS MACROSCOPICO DEL SEMEN
El examen macroscópico del semen comprende el grado de licuefacción, el análisis del volumen del
eyaculado, la viscosidad, la apariencia y el pH.
-LICUEFACCIÓN
Inmediatamente después de la eyaculación en el recipiente de recogida, el semen es normalmente

un masa semisólida coagulada.
-La muestra total generalmente se licua dentro de 15 minutos a temperatura ambiente, aunque rara
vez puede tardar hasta 60 minutos o más.
-Si la muestra de semen no se licua dentro de los 60 minutos, esto deberá anotarse en los
comentarios del reporte.
-Las muestras de semen recogidas en el hogar o preservativos, generalmente se licuan en el tiempo
de transcurso al laboratorio.
-Las muestras de semen licuadas completamente pueden contener gránulos gelatinosos (cuerpos
gelatinosos) los cuales no se licuan y no parecen tener significado clínico.
-La presencia de filamentos de moco, sin embargo, pueden interferir con el análisis de semen.
Nota 1.- Fosfato de espermina y fosfatasa acida son las enzimas principales que intervienen en la
licuefacción.
Nota 2.-.Cuando la licuefacción no se realiza se puede romper con pipeteos mecánicos, medios de
cultivo (Dulbecco´s, solución salina etc.…) o con enzimas proteolíticas (Bromelain)
Nota 3.- Estas manipulaciones pueden afectar la bioquímica del plasma seminal, la motilidad y la
morfología de los espermatozoides, por lo que es necesario registrar su utilización.
-LICUEFACCIÓN TARDÍA
De vez en cuando las muestras no pueden licuarse, lo que hace difícil la evaluación del semen. En
estos casos, el tratamiento adicional, la digestión enzimática o mezcla mecánica puede ser
necesario.
1. Algunas muestras pueden ser inducidas a licuarse mediante la adición de un volumen igual de
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medio fisiológico (por ejemplo, solución salina de tampón fosfato de Dulbecco), seguido por pipeteo
repetido.
2. Falta de homogeneidad se puede reducir utilizando una jeringa del numero 18 y una aguja con un
diámetro interior de 0.84 mm. Se pasa el semen suavemente a través de la jeringa de 6 a 10 veces.
3. El uso de bromelina, enzima proteolítica, puede ayudar a la licuefacción.
Preparación de la bromelina
1.- Preparar 10 UI / ml en solución salina bromelina de tampón fosfato de Dulbecco. Dentro de 15-
20 minutos.
2.-Diluir el semen 1 + 1 (1:2) con 1/ ml. de bromelina
3.-Mezclar con una punta de la pipeta, y se incuba a 37 °C durante 10 minutos.
4.-Mezclar la muestra antes del su análisis.
Comentario: Estos tratamientos pueden afectar la bioquímica del plasma seminal, motilidad de los
espermatozoides y los espermatozoides, morfología, y su uso debe ser registrado. La dilución de 1
+ 1 (1:2) de semen con bromelina deben tenerse en cuenta al calcular la concentración
espermática.
-VOLUMEN
El volumen del eyaculado es aportado principalmente por las vesículas seminales y la próstata, con
una pequeña cantidad de las glándulas bulbouretrales y epidídimo. La medición precisa del volumen
es fundamental en cualquier evaluación de semen, porque permite que el número total de
espermatozoides y las células redondas en el eyaculado sean calculados.
El volumen se mide pesando la muestra en el recipiente en el cual se colecta el semen. La evaluación
se debe realizar de la siguiente manera:
1.-Recolectar la muestra de semen en un frasco recolector limpio y pre-pesado.

2.-Pesar el frasco con el semen.
3.- Restar el peso del recipiente.
4.-Calcular el volumen del peso de la muestra, suponiendo que la densidad de esperma a 1 g / ml
(Auger et al., 1995). (Densidad del semen varía entre 1,043 y 1,102 g / ml (Huggins et al., 1942;
Brasil et al., 2004a; Cooper et al., 2007).)
Nota: Los frascos pueden tener pesos distintos, por lo que cada frasco debe ser previamente pesado.
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El peso del frasco se debe tener antes de que se le dé al paciente. Use un marcador permanente
para etiquetar el frasco. Si se utiliza una etiqueta, para registrar el peso, debe ser instalada antes de
que el frasco se pese.
Nota: La evaluación del volumen en jeringas, tubos o probetas, no es recomendable, porque no

todas las muestras se evaluarán completamente y el volumen por lo tanto, será subestimado. El
volumen perdido puede ser de entre 0,3 y 0,9 ml (Brasil et al., 2004a; Iwamoto et al., 2006; Cooper
et al., 2007).
Nota 1.- Bajos volúmenes; obstrucción del conducto eyaculatorio, ausencia bilateral congénita de los
vasos deferentes o pobre desarrollo de las vesículas seminales.
Nota 2.- preguntar al paciente si no se perdió una parte del eyaculado.
VALOR DE REFERENCIA
> 1.5 ML.
-VISCOSIDAD
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-La viscosidad de la muestra licuada (a menudo denominada consistencia) puede interferir con la
determinación de la motilidad y la concentración de espermatozoides y con las pruebas para la
detención de anticuerpos unidos a la superficie de los espermatozoides.
-La valoración de la viscosidad se realiza con pipeta Pasteur aspirando la muestra, permitiendo la
libre caída de la muestra y observando la longitud del filamento, clasificándose de la siguiente
manera:
-Normal: gotas pequeñas, bien definidas, goteando libremente con cierta consistencia.
-Aumentada: no forma gotas, presenta filancia (filamento mayor a 2 cm).
Nota 1.- La viscosidad puede interferir con la determinación de la movilidad, concentración y

detención de anticuerpos antiespermatozoides y medición de marcadores bioquímicos.
-APARIENCIA
La apariencia se refiere al color del fluido seminal.

Una muestra normal tiene una apariencia homogénea gris opalescente. Puede aparecer menos
opaca cuando la concentración de espermatozoides es muy baja, marrón cuando contiene glóbulos
rojos o amarillentos en el caso de un paciente con ictericia (muchas proteínas) o que consume
algunas vitaminas o drogas.
-La valoración de la apariencia se realiza observando la muestra.

-Muestras con color muy claro, color marrón o amarillos verdosos son muestras anormales.
-EL pH
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El pH del semen refleja el balance entre los valores del pH de las diferentes secreciones de las
glándulas accesorias, principalmente lo alcalino de las secreciones de la vesícula seminal y lo acido
de la próstata.
El pH normal del semen recién eyaculado debe ser mayor a 7.2; Con el transcurso del tiempo el pH
del semen se alcaliniza, es por eso que es preferible medirlo inmediatamente después de la
licuefacción (si sucede en los primeros 30 minutos), pero si sucede hasta la hora el pH es cambiado
por la pérdida de CO2.
Cuando existe inflamación aguda de las glándulas sexuales (prostatitis, vesiculitis, epididimitis) el pH
es superior a 8.0, mientras que en las afectaciones crónicas y en la oclusión de los conductos
eyaculadores el pH seminal es inferior a 7.0.
La evaluación del pH se realiza de la siguiente manera:
1.-Tomar una alícuota de 10 microlitros de semen y colocarla en la tira de pH para valorar el rango
(acido o básico).
2.-Comparar el color de la tira inmediatamente (no más de 30 segundos.) con el control que viene en
la caja del papel de valoración.
Nota 1.- Para muestras viscosas, el pH de pequeñas alícuotas de semen pueden ser medidos
usando un metro de pH para medir soluciones viscosas (Haugen y Grotmol, 1998).
Nota 2.- El valor de pH es menor a 7.0 en muestras de semen con bajos volúmenes y concentración
espermática, que puede ser obstrucción de los conductos eyaculatorios o ausencia congénita
bilateral de los conductos deferentes (de la Taille et al., 1998; 2000; Daudin et al., 2000; von
Eckardstein), o las vesículas seminales tienen un pobre desarrollo.
VALOR DE REFERENCIA pH
Un valor de pH mínimo de muestras de semen es 7.2 de acuerdo a consenso.
ANALISIS MICROSCOPICO INICIAL DEL SEMEN

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El examen microscópico del semen comprende la valoración de la movilidad, vitalidad, concentración

y morfología espermática.
Se recomienda un microscopio de contraste de fases con un aumento de 10X a 100X. La valoración

del análisis microscópico puede ser realizada en un aumento de 20X o 40X.
El análisis inicial nos proporciona:
 Formación de moco;
 Agregación o Aglutinación;
 La presencia de otro tipos celulares ejemplo: células epiteliales, “células redondas”
(leucocitos y células inmaduras) cabezas y colas sueltas.
 La movilidad;
 La determinación de la dilución para la concentración espermática.
Representación de las muestras de semen.
Analizar siempre por duplicado las alícuotas para la valoración de movilidad, vitalidad, concentración
y morfología. Las muestras de semen siempre se deben homogenizar antes de tomar la alícuota para
que sea representativa. Cuando la diferencia de ambos conteos no varía mucho los valores son
aceptados. De acuerdo al promedio de los conteos es determinado el número de espermatozoides
por la distribución de Poisson y por el porcentaje de distribución binomial.
Distribución de Poisson (número de espermatozoides/leucocitos)

Distribución Binomial (% motilidad, % morfología, % vitalidad)
Nota 1.- Cuando la viscosidad esta aumentada y no se puede tomar una alícuota, es aconsejable
aspirar 10 veces con una pipeta de plástico con un diámetro de 1.5 mm, evitando hacer burbujas.
Nunca utilizar vortex, ya que puede sufrir algún daño el espermatozoide.
- MOVILIDAD
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-El proceso eyaculatorio normal viene precedido de la excitación sexual y la erección peneana. El
semen es eyaculado en el fondo del saco vaginal posterior cerca del orificio cervical externo y el
espermatozoide debe viajar desde la vagina hasta el tracto reproductivo superior.
-Los espermatozoides tienen que tener movilidad para migrar hacia el moco cervical en el tracto
genital femenino, ellos penetran el cumulus oophorus y rodean al ovocito. Si el espermatozoide no
tiene movimiento, no podrá realizar esta función.
-La motilidad espermática constituye uno de los parámetros fundamentales para valorar la calidad
del eyaculado esto depende de factores intrínsecos (estructura del flagelo, actividad enzimática de
la dineina) como factores extrínsecos (composición bioquímica del medio extracelular en el que se
encuentra el espermatozoide, plasma seminal, moco cervical o un medio de cultivo celular.
ANALISIS DE LA MOVILIDAD
Procedimiento:
- Homogenizar la muestra con una pipeta de plástico evitando hacer burbujas.

-Tomar una alícuota de 10 microlitros de semen por duplicado.
-Colocar la alícuota en un portaobjeto (previamente limpio con alcohol al 70%).
Nota 2.- Contar a T ambiente o 37ºC en cámaras con una profundidad de ~20 µm, para permitir el
movimiento libre.
La profundidad (D,µm) es el volumen (V, µl=mm³) dividido por el área (A, mm²)
Nota 3.- Contar 2 x 200 espermatozoides (si es posible) en al menos 5 campos diferentes.
Nota 4.-Usar un ocular reticulado para limitar el área examinada evitando los límites del cubreobjetos.
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-Valorar la movilidad de los espermatozoides con el objetivo de 40X con el microscopio de contraste
de fases, tomando los campos del centro (cuadricula) y contando como mínimo 200
espermatozoides.
a) Selección sistemática de los campos dentro de la cuadricula para el conteo de la movilidad

espermática... b) Limites de 5mm dentro de la alícuota que no se debe contar.
Nota 5.- Cuando existe variación notable en el número de espermatozoides entre diferentes campos,
significa que la muestra no es homogénea y que el semen debe ser nuevamente homogenizada.
-La motilidad se clasifica en porcentaje de acuerdo a la Quinta edición de la Organización Mundial

de la Salud:
-Movilidad Progresiva (PR): Espermatozoide con movimiento activo; lineal o en círculos grandes
independientemente de la velocidad.
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-Movilidad no Progresiva (NP): Movimientos “in situ”: Movimientos en el mismo lugar (sin
desplazamiento).nado en círculos pequeños, la fuerza del flagelo no puede desplazar a la cabeza
del espermatozoide o cuando solo el flagelo se observa.
-Inmóviles (IM): sin movimiento.
Conteo total de espermatozoides= 200 por duplicado
Ejemplo:
PR=80/200 X 100= 40%

NP=30/200 X 100= 15%
IM=90/200 X 100= 45%
Nota 6.- Cuando la concentración espermática es alta contar solo una fila de la cuadricula, si la
concentración es baja contar toda la cuadricula.
Nota 7.- Contar primero los espermatozoides PR, después los espermatozoides NP y finalmente los
espermatozoide IM. Cuando se tiene mucha experiencia se puede contar las tres categorías al mismo
tiempo de todas las áreas de la cuadricula.
 Calcular el promedio de los porcentajes y las diferencias de los dos conteos de los grados de
movilidad (PR, NP e IM).
 Determinar si es aceptable las diferencias de acuerdo a la tabla 1 (muestra la máxima

diferencia entre los dos porcentajes que ocurre en un 95% de la muestra de un error de
muestreo).
 Si la diferencia entre los dos porcentajes es aceptable, reportar el promedio del porcentaje
del grado de movilidad (PR, NP e IM). Si la diferencia es muy alta, repetir una nueva
preparación de alícuotas y el conteo.
Nota 8.- Contar solo los espermatozoides intactos (completos) para la movilidad y concentración;
cabezas y colas sueltas no se cuentan.
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Tabla 1.- Intervalos de confianza del 95% aproximadamente para las diferencias entre dos
porcentajes determinados de conteos por duplicado de 200 (400 espermatozoides totales
contados) 0 400 espermatozoides. Aplicable para movilidad, vitalidad y morfología.
PORCENTAJE DIFERENCIA PORCENTAJE DIFERENCIA

ACEPTABLE ACEPTABLE
0 1 66-76 9
1 2 77-83 8
2 3 84-88 7
3-4 4 89-92 6
5-7 5 93-95 5
8-11 6 96-97 4
12-16 7 98 3
17-23 8 99 2
24-34 9 100 1
35-65 10
Basado en el intervalo de confianza del 95% aproximadamente.
Nota 9.- Cuando al barrido de la placa no se observan espermatozoides (Azoospermia), la muestra

debe ser centrifugada a 1800 rpm durante 15 minutos para confirmar en el paquete celular la
ausencia de espermatozoides
Si el paciente tuviera una eyaculación retrógrada revisar la orina post-eyaculado.
EJEMPLOS DE MOVILIDAD
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EJEMPLO 1
CONTEO 1 CONTEO 2
PR= 30% PR= 50%

NP= 5% NP= 15%
IM= 65% IM= 35%
La categoría más común son los inmóviles, con un promedio de 40% y una diferencia de 20%.
De acuerdo a la tabla 1; el promedio del 40% tiene una diferencia del 10%. Esta diferencia
excede el criterio de la tabla 1. Los resultados son descartados y se vuelve a realizar nuevas
alícuotas.
EJEMPLO 2
CONTEO 1 CONTEO 2
PR= 37% PR= 28%

NP= 3% NP= 6%
IM= 60% IM= 66%
La categoría más común son los inmóviles, con un promedio de 63% y una diferencia de 6%.
De acuerdo a la tabla 1; el promedio del 63% tiene una diferencia del 10%. Esta diferencia está
dentro del criterio de la tabla 1. Los resultados son aceptados y se reportan los promedios:
PR= 33%, NP= 4%, IM= 63%
AGLUTINACIÓN ESPERMÁTICA
-La aglutinación es la adherencia entre espermatozoides móviles. La presencia de aglutinación de

más del 10% sugiere la existencia de una causa inmunológica de la fertilidad (anticuerpos anti-
espermáticos).
-Aglutinación específica: consiste en la unión de cabeza-cabeza, cola-cola, pieza intermedia-cola de
2 o más espermatozoides móviles. Fig. 8-a.
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-La aglutinación es evaluada en porcentaje en el momento de determinar la movilidad de los

espermatozoides en un objetivo de 40X.
Los grados de aglutinación van de 1-4 y el sitio de unión va del tipo A-E, esto puede ser reportado.
La aglutinación se debe de evaluar de la siguiente manera:

.
- Grado 1: aislado, <10 espermatozoides aglutinados, muchos espermatozoides libres.
- Grado 2: moderado, 10-50 espermatozoides aglutinados, espermatozoides libres.
-Grado 3: Grande, aglutinaciones de > 50 espermatozoides, algunos espermatozoides libres.
-Grado 4: Grueso, todos los espermatozoides aglutinados y aglutinaciones interconectadas.
Tipo de unión.
 Tipo “A” cabeza-cabeza.
 Tipo “B” cola-cola (cabezas son vistas libres y moviendo la aglutinación libremente.
 Tipo “C” cola con punta de las colas.
 Tipo “D” compuesta (cabeza-cabeza y colas-colas).
 Tipo “E” Segmentada (cabezas y colas enredadas).
Las aglutinaciones pueden presentarse del cualquier grado con diferentes tipos de unión. (Rose et
al. 1976).fig 2.3.
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VALORES DE REFERENCIA
<10% AGLUTINACION
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AGREGACIÓN ESPERMÁTICA
La agregación inespecífica es la unión de espermatozoides inmóviles a otros o espermatozoides
móviles a filamentos de moco, células que no son espermatozoides o detritus. Fig. 8-b.
Figura 8-a. Aglutinación específica. b. Agregación Inespecífica.40X.
Realizar las anotaciones pertinentes en el reporte de Análisis de semen según criterios de la

Organización Mundial de la Salud
-VITALIDAD
La vitalidad espermática nos muestra la integridad de la membrana de las células y puede ser
determinada por la presencia de colorantes o por la capacidad osmoreguladora de los
espermatozoides en un medio hipo – osmótico. Es importante para muestras que tienen la movilidad
progresiva por debajo del 40%.
Esto nos permite diferenciar a los espermatozoides inmóviles pero vivos de los que están muertos.
La vitalidad espermática se debe realizar tan pronto como sea posible después de la licuefacción,
preferentemente antes de los 30 minutos para prevenir defectos dañinos de deshidratación por
cambios en la temperatura.
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Prueba de Vitalidad con Eosina amarillenta

Esta prueba es simple y rápida.
Preparación del Colorante.

 NaCl, 0.9% (w/v): disolver 0.9g de NaCl en 100 mL de agua bidestilada.
 Eosina Y, 0.5% (w/v): disolver 0.5g de eosina Y (índice de color, 45380) en 100 mL de 0.9%
NaCl.
Realización de la prueba.
-Se realiza con la prueba de Eosina amarillenta al 5%.
-Homogenizar la muestra de semen 3 veces con la pipeta Pasteur evitando hacer burbujas.
-Tomar 5 microlitros de muestra de semen y 5 microlitros de eosina amarillenta y colocar en un
portaobjeto.
-Se mezcla la muestra con la punta de la micropipeta.
-Se coloca un cubreobjetos de 22X22 milímetros.
-Se deja pasar 30 segundos para que se estabilice la muestra.
-Valorar la vitalidad en un objetivo de 40x en el microscopio de contraste de fases, contando los
campos del centro
Fig.3; contar 200 espermatozoides como mínimo; espermatozoides teñidos con rojo se cuenta como
muertos y los no teñidos como vivos. El conteo se realiza por duplicado. Fig.4.
A (VIVO)
B (MUERTO)
Fig. 1.- Representación de los espermatozoides vivos (A) y los espermatozoides muertos (B)
con el colorante Eosina amarillenta, en un objetivo de 40X.
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EJEMPLOS DE VITALIDAD
EJEMPLO 1
CONTEO 1 CONTEO 2
VIVOS= 52% VIVOS= 50%

MUERTOS= 48% MUERTOS= 50%
Nota 1.- El porcentaje de vitalidad debe ser mayor o igual al porcentaje de movilidad total, cuando
sucede lo contrario se deben verificar ambas mediciones.
 Calcular el promedio de los porcentajes y las diferencias de los dos conteos de vitalidad.
 Determinar si es aceptable las diferencias de acuerdo a la tabla 1 (muestra la máxima

diferencia entre los dos porcentajes que ocurre en un 95% de la muestra de un error de
muestreo).
 Si la diferencia entre los dos porcentajes es aceptable, reportar el promedio del porcentaje de
vitalidad. Si la diferencia es muy alta, repetir una nueva preparación de alícuotas y el conteo.
Comentario 1: Es clínicamente importante saber si los espermatozoides son inmóviles vivos o

muertos. Los resultados de Vitalidad deben evaluarse junto con los resultados de la motilidad de la
misma muestra de semen.
Comentario 2: La presencia de proporciones grandes de espermatozoides vivos pero inmóviles
nos indican defectos estructurales en el flagelo (Chemes y Rawe, 2003); un alto porcentaje de las
células inmóviles y no viables (necrozoospermia) puede indicar patologías en el epidídimo (Wilton
et al., 1988; Correa-Pérez et al., 2004).
22
CONCENTRACIÓN ESPERMÁTICA
La concentración espermática por eyaculado es relacionada con el tiempo de embarazo (Slama et

al., 2002) con las tazas de embarazos (WHO, 1996; Zinaman et al., 2000) y con factores que
predicen la concepción (Bonde et al., 1998).
El número total de espermatozoides en el eyaculado es calculado por la concentración de

espermatozoides y es medida durante la evaluación del semen.
Para eyaculaciones normales, cuando el tracto masculino no es obstructivo y los días de abstinencia
sexual son cortos, el número total de espermatozoides en el eyaculado es correlacionado con el
volumen testicular (handelsman et al., 1984; WHO, 1987; behre et al., 2000); Andersen et al., 2000)
y esto es medido por la capacidad del testículo de producir espermatozoides. (MacLeod y Wang,
1979) y el tracto masculino.
El recuento espermático se realiza en la cámara de Neubauer (hemocitometro).
Descripción de la cámara de Neubauer (Hemocitometro).

 tiene 2 cámaras iguales que constan:
 Con 100 µm de profundidad cada cámara y cuenta con 9 cuadriculas; cada cuadrícula tiene
100 nl, cuatro de estas cuadriculas (1, 3, 7 y 9) contienen 4 líneas de 4 cuadros que tienen
6.25 nl; 2 cuadros (2 y 8) contienen 4 líneas de 5 cuadros de 5nl; dos cuadriculas (4 y 6)
contienen 5 filas de 4 cuadros de 5 nl; y la central cuadricula (5) contiene 5 filas de 5 cuadros
de 4 nl, Fig. 4.
 Cada cuadro de los 25 cuadros centrales (5) es subdividido en 16 cuadros pequeños. La
cuadricula 1,2, 3,7,8 y 9 tiene 4 filas de 25 nl por fila, las cuadriculas 4,5 y 6 tienen 5 filas con
20 nl por fila. Fig. 4.
23
Concentración espermática: cámara Neubauer Improved
Cámara de 100 µl de profundidad Rejilla central Cada cuadrado grande

9 rejillas de 100nl 25 cuadrados grandes de 4nl 16 cuadrados pequeños de 250pl
Fig. 4 Representación de la Cámara Neubauer (Hemocitometro).
Preparación de la Solución de conteo.

 Preparar 5 gramos de Bicarbonato de Sodio (NaHCO3) + 0.025 gramos de azul de Tripano y
1 mililitro de Formaldehido (36-40%).
 Disolverlo en 100 mililitros de agua destilada y filtrar en papel Watman (no. 1).
 Almacenar a 4°C
Preparación de la dilución de la cámara Neubauer (Hemocitometro).
1. Homogenizar la muestra de semen 3 veces con una pipeta Pasteur evitando hacer
burbujas.
2. Tomar una alícuota de 10 microlitros de semen y observar bajo el microscopio con el
objetivo de 40 X (4nl). o 20X (16 nl).
24
-Nota 1.- El HPF (poder de apertura del campo para ver 100 espermatozoides) es
equivalente aproximadamente a 16 nl (20X) o 4 nl (40X).
3. Se realiza un conteo de tres campos al azar tomando en cuenta el número total de

espermatozoides observados por campo y se obtiene la media.
4. Con base al número de espermatozoides observados por campo realizar las
diluciones para hacer el recuento espermático en la cámara de Neubauer de acuerdo
a la tabla 1.
25
Número de Número de Dilución Semen Diluyente Cámara Numero Área de

espermatozoides espermatozoides (Semen + (µL) (µL) de cuadro conteo
contados por contados por Diluyente) que debe
campo con el campo con el ser
objetivo de 40X objetivo de 20X tomado
en cuenta
>101 >404 1:20(1+19) 50 950 Neubauer 5,4,6 Fila de
cuadriculas
(20 nl)
16-100 64-400 1:5 (1+4) 50 200 Neubauer 5,4,6 Fila de
cuadriculas
(20 nl)
2-15 8-60 1:2 (1+1) 50 50 Neubauer 5,4,6 Cuadro
completo
(100 nl)
<2 <8 1:2 (1+1) 50 50 Neubauer los 9 Todo el
(toda la cuadros Hemocitometro
cámara) completos (900 nl)
Tabla 1. Diluciones de semen para el conteo de concentración y numero de cuadros que

se debe contar en la Cámara de Neubauer de acuerdo a la Organización Mundial de la Salud
Quinta Edición.
5. Se prepara una dilución por duplicado.

Las diluciones se realizan empleando una cantidad de semen y una de diluyente para
inmovilizar a los espermatozoides dentro de un tubo de fondo redondo de 5 mililitros.
6. La dilución por duplicado se homogeniza perfectamente con una pipeta Pasteur.
Nota 2.- si se utiliza Vortex no más de 10 segundos.
7. Se toman 10 microlitros de la dilución por duplicado y se coloca en cada una de las

cámaras del Hemocitometro (dilución 1: cámara A, dilución 2: cámara B). Evitar
burbujas en la preparación, si fuera necesario repetir una nueva preparación.
26
8. Se deja reposar 4 minutos en ambiente húmedo a 37°C hasta que se estabilice la

muestra.
9. Conteo en el Hemocitometro (Cámara Neubauer).contar minimo 200 espermatozoides
por duplicado (cámara A y cámara B).
10. Con un objetivo de 20X observar la preparación.
11. Dependiendo de la dilución (Tabla 1 *** numero de filas de cuadriculas a contar ,
cuadros completos o todo la cámara del Hemocitometro) y al número de
espermatozoides contados se determina la concentración espermática.Fig.4b.
Concentración espermática: cámara Neubauer Improved

dilución 1+1 (1:2),
C=(N/2)x (1/900)x2 espermatozoides/nl
C= (N/1800) espermatozoides/nl.
C=(N/1.8uL)2 esperma/nl <2 <8
Cámara de 100 µl de profundidad Rejilla central Cada cuadrado grande Sensibilidad

9 rejillas de 100nl 25 cuadrados grandes de 4nl 16 cuadrados pequeños de 250pl 56,000/ ml
Si se observan < 25
espermatozoides, state:
20 nl “< 56,000 /ml” o “< 2,000 /ml”
20 nl
dilucion 1+4 (1:5),

C=(N/n)x(1/20)x5 espermatozoides por nl 0.25 esperma/nl=250/uL=250000/ml
C= (N/n)x(1/4) espermatozoide/nl ( o 106x ml de
semen).
dilucion 1+19 (1:20),

C=(N/n)x(1/20)x20 espermatozoides por nl
C= (N/n)x espermatozoide/nl ( o 106x ml de semen).
dilución 1+1 (1:2),
dilucion 1+50 (1:49), C=(N/n)x (1/100)x2 espermatozoides/nl
C=(N/n)x(1/20)x50 espermatozoides por nl C= (N/n)x (1/50) espermatozoides/nl.
C= (N/n)x2.5 espermatozoide/nl ( o 106x mL de
semen).
Fig4b. Representación del numero de cuadros a contar dependiendo de la

dilución realizada.
27
12. Se hace la sumatoria de los dos conteos y su diferencia.

Ejemplo:
Con una dilución 1+19 (1:20).
Conteo 1: 98 espermatozoides; 15 filas de cuadriculas (cuadros 5,4 y 6)
Conteo 2: 114 espermatozoides; 15 filas de cuadriculas (cuadros 5,4 y 6)
(98+114)= 212 en 30 filas: diferencia (114-98) =16
13. De acuerdo a la sumatoria de los dos conteos se observa en la tabla 2 la diferencia

máxima de los dos conteos.
14. Interpretación y reporte de resultados.
15. La concentración espermática se expresa en millones/mililitro.
16. Calcular la concentración total por eyaculado. (Concentración x el volumen del
eyaculado= concentración total).
Tabla 2 Diferencias aceptables entre dos replicas de conteos de una suma dada.
Suma Diferencia Suma Diferencia

Aceptable * Aceptable *
144-156 24 329-346 36
157-169 25 347-366 37
170-182 26 367-385 38
183-196 27 386-406 39
197-211 28 407-426 40
212-226 29 427-448 41
227-242 30 449-470 42
243-258 31 471-492 43
259-274 32 493-515 44
275-292 33 516-538 45
293-309 34 539-562 46
310-328 35 563-587 47
*Basada sobre el 95% de intervalo de confianza.
28
Si la diferencia de los dos conteos es aceptable calcular la concentración con la siguiente fórmula:
C=(N/n) x (profundidad del área contada en nl) x factor de dilución...
Donde:
C= Concentración Espermática.
N= sumatoria de número de espermatozoides encontrados en el área de conteo por duplicado.
n= Numero de filas de cuadriculas examinadas por duplicado ( dilución 1:5, 1:20 o 1:50);
Numero de cuadros contados ( dilución 1:5); Área completa de la cámara; los 9 cuadros
(dilución 1:2).Dependiendo de la dilución realizada.
( nl ) = área contada (en el caso que se por fila de cuadriculas (1/20), en el caso que sea por
cuadro completo (1/100), o en el caso que se por toda la cámara (1/900).
Factor de dilución= se sustituye el factor de dilución que se realizo para el conteo (2,5,20 ó
50).
Ejemplo:
C=(N/n)x(1/20)x20
C=(N/n)x espermatozoide nl ( o 106x ml de semen).
(212/30)x1.00=7.07 espermatozoides/nl
(212/30)x1.00=7.07 106 espermatozoides/mL.
a. Para una dilución 1+4 (1:5), usando los cuadro 4, 5 y 6, la concentración

C=(N/n) x (1/20) x5 espermatozoides por nl= (N/n) x (1/4) espermatozoide/nl
(o 106x ml de semen).
b. Para una dilución 1+19 (1:20), usando los cuadro 4, 5 y 6, la concentración

C=(N/n) x (1/20) x20 espermatozoides por nl= (N/n) x espermatozoide/nl (o
106x ml de semen).
c. Para una dilución 1+50 (1:49), usando los cuadro 4, 5 y 6, la concentración

C=(N/n) x (1/20) x50 espermatozoides por nl= (N/n) x2.5 espermatozoide/nl (o
106x mL de semen).
Nota 3- La dilución para una medida exacta está basada en la estimación preliminar del número de
espermatozoides en el volumen de semen observado.
29
El volumen observado dependerá del área del campo del microscopio y de la profundidad de la
cámara. Fig. 5.
Volumen r = depende del

Profundidad (20 µm) diámetro
del ocular y del campo
Área ( πr²) de magnificación
Fig. 5.- Para un 40X objetivo y 10X ocular de 20 mm de abertura

El HPF (poder de apertura del campo para ver 100 espermatozoides) tiene un diámetro de 20
mm/40 = 500 µm, el radio r = 250 µm
Por tanto, r² = 62500 µm² y el área = πr² = 196,375 µm²
El volumen = área x altura = 196,375 µm² x 20 µm =4,064,962 µm³ = 4nl
Nota 4.- Para un 20X objetivo y 10X ocular de 20 mm de abertura

El HPF (poder de apertura del campo para ver 100 espermatozoides) tiene un diámetro de 20 mm/20
= 1000 µm, el radio r = 500 µm
Por tanto, r² = 25000 µm² y el área = πr² = 785500 µm²
El volumen = área x altura = 16,259 850 µm² x 20 µm =4,064,962 µm³ = 16nl
Nota 5.- La OMS´5 recomendó una dilución 1:5 = 2,500,000 por ml.
Nota 6.- El cuadrado central de la cámara Neubauer contiene 100 nl.

Ejemplo: hay 250 espermatozoides por cuadrado.
-más que suficiente para un recuento aceptable (>200).
Nota 7.- Si se realiza una dilución 1 +19(1.20) y es inadecuada, usar una dilución 1+49 (1::50).
30
Nota 8.- Para evaluaciones precisas de concentraciones bajas (<2/40X HPF: aproximadamente 0.5
X 106/mL), es recomendable contar los 9 cuadros.
Para dilución (1:20) y (1:5) contar la cuadricula 5, y cuando sea necesario contar la cuadricula 4 y 6
(fig. 4). Para diluciones (1:2) contar todas las cuadriculas que seria las 9 que comprendan 200
espermatozoides.Fig.5a.
Nota 9.- Cabezas de alfiler y colas sueltas pueden ser observadas, pero no se cuentan y son
reportadas.
Contar todos los espermatozoides que estén dentro del cuadro central
La línea media muestra el

Cuadrado relevante
Prevención del doble conteo
:Sí
: No
contado
Fig. 6.- Representación de los límites de lo bordes que se debe considerar un espermatozoide
en cada cuadro del Hemocitometro.
31
¿Qué espermatozoides se cuentan?

Se cuentan los espermatozoides sólo cuando están sobre las líneas
inferiores o izquierdas(“L”)
En la línea
izquierda
En la línea
inferior
:SI
: No
Fig. 7.- Relación de números de espermatozoides contados dentro de las líneas.
32
Ejemplo de trabajos:
1.- Con una dilución 1+19 (1:20).

Conteo por duplicado: Primer conteo 201 espermatozoides en 7 filas de cuadriculas; segundo conteo
245 espermatozoides en 7 filas de cuadriculas.
La suma de los valores (201+245)= 446 en 14 filas de cuadriculas y una diferencia (245-201) =44
De acuerdo a la tabla 2., este valor excede la diferencia (41) así que debemos realizar nuevas
diluciones.

Conteo por duplicado: Primer conteo 220 espermatozoides en 4 filas de cuadriculas; segundo
conteo 218 espermatozoides en 4 filas de cuadriculas.
De acuerdo a la tabla 2., este valor no excede la diferencia (41) así que este valor es aceptado.
La concentración de las muestras para una dilución 1+19 (1:20) es C=(N/n) x 1.0 espermatozoides
por mL; ejemplo: (438/8) x 1.0= 54.75 espermatozoides/mL o 55x106 espermatozoides/mr.
(220+218)(4+4)=438/8= 55x106x mL de semen.

Nota 12.- Para las diluciones 1+19 (1:20) y las cuadriculas 4, 5 y 6, la concentración es fácil de
calcular. El número total de espermatozoides contados dividido por el número de filas de cuadriculas
evaluadas es igual a la concentración expresada en 106x mr.

Conteo por duplicado: Primer conteo 98 espermatozoides en 15 filas de cuadriculas (cuadros 5,4 y
6); segundo conteo 114 espermatozoides en 15 filas de cuadriculas (cuadros 5,4 y 6).
C=(N/n) x (1/20) x20

C=(N/n) x espermatozoide nl (o 106x ml de semen).
(212/30)x1.00=7.07 espermatozoides/nl
(212/30)x1.00=7.07 106 espermatozoides/ml.
33

Conteo por duplicado: Primer conteo 224 espermatozoides en 8 filas de cuadriculas; segundo conteo
213 espermatozoides en 8 filas de cuadriculas.
C=(N/n) x (1/20) x5
C=(N/n) x (1/4) x espermatozoide nl (o 106x ml de semen).
(437/16)/4.=6.825 espermatozoides/nl
(437/16)/4=6.8 106 espermatozoides/mL.
Para diluciones 1+5(1:5) puede ser calculado de la siguiente forma:

((224+213)/8+8))/4= (437/16)/4027.3/4=6.8 106x ml de semen
C=(N/n) x (1/100) x factor de dilución.

Para una dilución 1+1 (1:2), la concentración C=(N/n) x (1/100) x2 espermatozoides/mL= (N/n) x
(1/50) espermatozoides/nl.
Ejemplo: El volumen del número total (n) de cuadros examinados por duplicado (100 nl son de una
cuadro), multiplicado por el factor de la dilución.
Conteo por duplicado: Primer conteo 200 espermatozoides en 2 cuadros; segundo conteo 250
espermatozoides en 2 cuadros.
La suma de los valores (200+250)= 450 en 4 cuadros y una diferencia (250-200) =50
De acuerdo a la tabla 3., este valor excede la diferencia (41) así que debemos realizar nuevas
diluciones.
34

C=(N/n) x (1/50) x nl (o 106x ml de semen).
(410/6)/50=1.37 106 espermatozoides/mL.
Para muestras con baja concentración espermática.
<2 <8
espermatozoides espermatozoides
en la media de en la media de
los tres campos los tres campos
en 40X en 20X
 Utilizar diluciones 1+1 (1:2) y examinar todos la cuadros (1 al 9) del Hemocitometro.

 Cuando las muestras se diluyen en pequeñas alícuotas, se puede utilizar el colorante
de fluorescencia.
 Se determina la diferencia de los conteos de acuerdo a la Tabla 3 (que muestra la
máxima diferencia aceptable entre dos porcentajes para un promedio determinado,
del conteo por duplicado para bajas concentraciones).
Ejemplos de Trabajos de Baja concentración espermática.

35
Cuando los 9 cuadros son evaluadas (total 1.8µL), en una dilución 1+1 (1:2); la concentración
de la muestra es:
Nota: cada cuadro tiene 100 nl x9 cuadros= 900 nl de cada cámara= 1800 nl= 1.8 µL
C=(N/1.8µL) x2 espermatozoides /µL
(260/1.8µL) x 2=288.8 espermatozoides/µL= 290 103x ml de semen
Con un error del 6% aproximadamente, de acuerdo a la Tabla 3.

La suma de los valores (10+8)= 18 en 18 cuadros; esto es menor a 25 espermatozoides, la
concentración es < 56,000/mL.
Reportar que 18 espermatozoides fueron vistos en el conteo por duplicado que es menor a la
evaluación determinada por < 56,000/mL.
Tabla 3. Diferencias aceptables entre dos replicas de conteos de una suma dada; para bajas
concentraciones. (Aplicable también para la prueba de per oxidasa).
Suma *Diferencia Suma *Diferencia Suma *Diferencia

Aceptable Aceptable Aceptable
35-40 12 144-156 24 329-346 36
41-47 13 157-169 25 347-366 37
48-54 14 170-182 26 367-385 38
55-62 15 183-196 27 386-406 39
63-70 16 197-211 28 407-426 40
71-79 17 212-226 29 427-448 41
80-89 18 227-242 30 449-470 42
90-98 19 243-258 31 471-492 43
99-109 20 259-274 32 493-515 44
110-120 21 275-292 33 516-538 45
121-131 22 293-309 34 539-562 46
132-143 23 310-328 35 563-587 47
*Basada sobre el 95% de intervalo de confianza.
36
Nota 16.- cuando no se observan espermatozoides en la réplica, reportar como ausencia de

espermatozoides.
Nota 13.- Cuando las 9 cuadros son evaluadas, el total de espermatozoides es dividido por el total
del volumen de ambas cámaras (1.8 µL) y multiplicados por el factor de dilución (2), para obtener la
concentración en espermatozoides por µL (= 0.100/mL de semen).
Nota 14.- Cuando el conteo es menor de 200 espermatozoides en cada cámara, el error puede
exceder 5%.
Cuando es menor de 400 espermatozoides en ambas cámaras el error puede ser clasificado de
acuerdo a la Tabla 3 (para bajas concentraciones).
Nota 15.- Cuando el conteo es menor a 25 espermatozoides en cada cámara, la concentración puede
ser <56,000 espermatozoides/mL; esto es un límite bajo para la muestra con un error del 20% cuando
las 9 cuadriculas son evaluadas y la dilución es 1+1 (1:2).
Reportar el número de espermatozoides observados con el comentario “Pocos espermatozoides
contados con un exacta determinación de concentración (<56,000/mL).
37
Importancia del Conteo de Suficientes espermatozoides
 Reducir errores en el muestreo, un numero critico de espermatozoides tienen que ser

contados (400 espermatozoides; de replicas de conteos de 200 aproximadamente) Tabla 4.
Total (N) Error de Total (N) Error de Total (N) Error de

Muestreo Muestreo Muestreo
(%) (%) (%)
1 100 25 20 85 10.8
2 70.7 30 18.3 90 10.5
3 57.7 35 16.9 95 10.3
4 50 40 15.8 100 10
5 44.7 45 14.9 150 8.2
6 40.8 50 14.1 200 7.1
7 37.8 55 13.5 250 6.3
8 35.4 60 12.9 300 5.8
9 33.3 65 12.4 350 5.3
10 31.6 70 12 400 5
15 25.8 75 11.5 450 4.7
20 22.4 80 11.2 500 4.5
Tabla 4.- Errores de muestreo redondeados (%) de acuerdo con el número total de
espermatozoides contados.
Nota 10.- la precisión del cálculo de número de espermatozoides va a depender del número de
espermatozoides contados.
38
ERRORES
 En la distribución de Poisson, (fig. 8) los errores estándar (SE) de el conteo (N) es la raíz
cuadrada (√/N) y el 95% de intervalo de confianza (CI) para el número de espermatozoides
por volumen de semen es aproximadamente: N±1.96 x √/N (o N± aproximadamente 2 x √/N).
Fig. 9.
 Si 100 espermatozoides son contados los SE es 10 (√100) y el 95% de CI es 18-20 (100±20).

 Si 200 espermatozoides son contados la SE es 14 (√100) y el 95% de CI es 172-228
(200±28).
 Si 400 espermatozoides son contados la SE es 20 (√100) y el 95% de CI es 360-440
(400±40).
 Los errores de muestreo pueden ser expresados en porcentajes (100x (√N/N)). Tabla 4.
Nota 11.- Estos valores son solo aproximados, como el CI no son siempre simétricos alrededor de
lo estimado.
VALORES DE REFERENCIA
Concentración Espermática: 15 x 106 ml de semen (95% CI 12-16 x 106)
Concentración Espermática Total: 39x106 espermatozoide/eyaculado (95% CI 33-46 x 106)
Oligozoospermia: Concentración espermática menos al valor de referencia.
Criptozoospermia: ausencia de espermatozoides en el liquido seminal pero presencia de ellos

después de un centrifugado.
Azoospermia: Ausencia de espermatozoides en el eyaculado aun después de centrifugar la

muestra.
39
- MORFOLOGÍA
Se evalúan las muestras en placas teñidas con colorantes especiales y soluciones, que pueden
ser un tren de tinción larga (Papanicolaou) o un tren de tinción corta (Diff-Quik) (Kruger y col.,
1987) o (Shorr). Esta técnica permita distinguir la cabeza, la pieza intermedia y la cola del
espermatozoide.
Concepto de un espermatozoide normal.
Aun cuando la variabilidad de la morfología de los espermatozoides dificulta su evaluación, las

observaciones de espermatozoides seleccionados naturalmente en el tracto genital femenino (en
especial en el moco endo-cervical post-coital) (Fredricsson y Björk, 1977; Menkveld et al., 1990) y
los recuperados de la superficie de la zona pellucida (Menkveld et al., 1991; Liu y Baker, 1992a) ,
han permitido definir el aspecto de un espermatozoide normal (con potencial para fertilizar).
La aplicación de criterios estrictos para la morfología espermática, relacionadas entre el porcentaje

de formas normales y con diversos parámetros de fertilidad (Eggert-Kruse et al., 1996; Jouannet et
al., 1988; Cohetes et al., 1998; Toner et al., 1995; Menkveld et al., 2001; Van Waart et al., 2001;
Garret et al., 2003; Liu et al., 2003), de cuáles pueden ser útiles para la fertilidad.
Pocas muestras exceden el 25% de morfología normal (Menkveld et al., 2001). Estudios
de fertilización In Vitro muestras morfologías normales de 3-5% (Cohetes et al., 1998),
inseminaciones intrauterina (Van Waart et al., 2001) y en Vivo (Van der Merwe et al., 2005).
La zona pelucida selecciona subpoblaciones de morfología variables (Liu et al., 1990; Garret et al.,
1997), el porcentaje de movilidad espermática que selecciona la zona pelucida es muy bajo (8-25%)
(Liu et al., 2003).
Preparación del Frotis.

40
Este proceso para la evaluación de la morfología está asociado con:
 Cambios en las dimensiones del espermatozoide: secado. Fijado y tinción del

espermatozoide son más pequeños que en fresco (Katz et al., 1986).
 Expansión de las cabezas de espermatozoides inmaduros (Soler t al., 1986).
 Perdida de la gota citoplasmática sensible osmóticamente (Abraham-Peskir et al.,
2002; Cooper et al., 2004) grandes cantidades de residuos de gotas citoplasmáticas
son retenidas.
Un poco más de dos muestras de semen frescas presentan problemas en la tinción o el rompimiento
en el frotis; por eso es preferible realizar doble frotis de la muestra para evitar variación en la
morfología.
 Homogenizar las muestras.

 Remover una alícuota inmediatamente, no da tiempo para que los espermatozoide se
resuspendan.
 Volver a homogenizar la muestra de semen antes de realizar el duplicado de la
alícuota.
 Diferentes métodos pueden ser usados en diferentes condiciones.(puede realizarse el
frotis con el borde de un portaobjetos o con la punta de una pipeta (para muestras
lavadas).
Descripción del espermatozoide ideal de acuerdo a los criterios de la Organización Mundial

de la Salud.
-La cabeza: debe ser ovalada, con una longitud de 4-5 micras y un ancho de 2.5-3.5 micras. La
región acrosomal claramente definida con un ancho menor a 1 micras, una área del 40-70% y unido
a la cabeza de forma axial.
-La pieza intermedia: debe ser delgada, con un ancho de 1 micras y un largo de 7-8 micras.
-La cola: debe ser derecha y uniforme, más estrecha que la pieza media con un largo de 45 micras.
Fig. 4.
Descripción de los defectos de los espermatozoides.
41
- Defecto de Cabeza: Macrocéfalo, microcéfalo, acintada, piriforme, amorfa, vacuolada (> 20% del
área ocupada por vacuolas no teñidas), cabezas con área acrosomal pequeña (< 40% del área de la
cabeza) o área acrosomal grande (>70% del área de la cabeza), cabeza dobles y toda combinación
entre estos. Fig. 5 A-O.
-Defecto de Pieza Intermedia: Cuello doblado (cuello y cola forman un ángulo mayor de 90° con
respecto al eje longitudinal de la cabeza), inserción asimétrica de la pieza media de la cabeza, pieza
media gruesa o irregular, pieza delgada y toda combinación entre estos. Fig. 5 P-T.
-La presencia de la gota citoplasmica se encuentra generalmente en la pieza media, la gota
citoplasmica debe ser mayor a 1/3 del área de una cabeza normal.
-Defecto de Cola: puede ser corto, múltiple, en horquilla, roto, doblado (>90°), irregular de espesor,
enrollado y toda combinación entre estos. Fig. 5 U-Z.
Fig. 5 Representación de las diferentes anormalidades de un espermatozoide.

(A-C) variaciones en la forma normal de la cabeza. (D) Espermatozoide normal con baja incidencia de
vacuolas. (E) Cabeza normal vista en forma lateral. (F-O) Defectos de cabeza: F= microcéfalo;
G=macrocéfalo; H, I= formas en punta; J, K= piriforme; L= contrición; M= región acrosomal reducida; N=
tinción amorfa o densa; O= Vacuolado. (P) Gota citoplasmática. (Q) Inserción asimétrica de la cola. (R) cola
doble. (S) defecto de pieza media. (T) pieza media delgada debido a la ausencia de mitocondrias. (U) Cola
no insertada. (V-Z) Defectos de cola: V= Cola enrollada; W= Cola corta; X= Gota terminal en la cola; Y= cola
en forma de U; Z= cola seccionada. (AA) Forma unida.
42
Nota 1.- Es importante mencionar que en el conteo morfológico diferencial, solo se consideran las
células reconocibles como espermatozoides con su cola; las células inmaduras, hasta incluyendo el
estadio de espermatide redonda no se cuentan como espermatozoides. Las cabezas aisladas y las
cabezas de alfiler no se cuentan como espermatozoides ni se consideran en el conteo.
METODOS DE TINCION
Una vez que el frotis de semen se han secado al aire, deben ser fijados y teñidos con
resaltar los detalles de los espermatozoides.
El uso de la prueba de Papanicolaou, Shorr ó Diff- Quik es recomendable.

La cabeza se tiñe de color azul pálido en el acrosómica región y azul oscuro en la región post-
acrosómica. La pieza intermedia puede mostrar algunas manchas de color rojo y la cola se tiñe de
color azul o rojo. El exceso de residuos citoplasma, normalmente se encuentra detrás de la cabeza
y alrededor de la pieza intermedia, se tiñe de color rosa ó rojo (Papanicolaou) o naranja rojizo-(Shorr
mancha).
METODO DE TINCION TRADICIONAL
Nota 1: El xileno es un peligro para la salud y deben ser utilizados en una vitrina.
Nota 2: Los frotis deben secarse al aire durante al menos 4 horas, pero se pueden almacenar
durante un máximo de 1 semana, antes de la fijación y tinción.
Los frotis deben de dejar secarse al aire libre:
1. Sumergir los portaobjetos en 95% (v / v) de etanol durante al menos 15 minutos.
TINCION DE PAPANICOLAOU
Secuencialmente sumergir los frotis fijados en:
43
1. Etanol al 80% por 30 segundos.

3. Agua destilada por 30 segundos.
4. Hematoxilina de Harris por 4 minutos.
5. Agua destilada por 30 segundos.
6. Etanol poner 4-8 gotas.
7. Agua corriente fría de la llave por 5 minutos.
10. Etanol al 95% por lo menos 15 minutos.
11. G-6 Orange por 1 minuto.
15. EA-50 Green por 1 minuto.
17. El etanol al 95% por 30 segundos.
Dejar secar al aire libre y observar al microscopio en el objetivo de 100x con aceite de inmersión.
Tinción de la muestra con Diff- Quick (ESPERMA-FORM).
7.3.5.4.1. Procedimiento:
7.3.5.4.1.1. Rotular un portaobjetos con nombre de la paciente y No. de registro de laboratorio.
Nota 2.- los portaobjetos y cubre objetos deben ser limpiados con alcohol al 70 %.
7.3.5.4.1.2. Colocar una alícuota de 10 microlitros de semen en un portaobjetos y realizar un frotis

con un cubreobjetos. Fig. 11.
44
Nota 3.- Dependiendo de la concentración espermática tomar la alícuota:
 Alícuotas de 5-20 µL.

 > 20 millones/mL = 5 µL.
 < 20 millones/mL= 20 µL.
 Con bajas concentraciones (<2X106/mL) muestras viscosas o demasiados residuos,
puede comparar con una evaluación de asistencia computarizada de morfología.
 Con bajas concentraciones (<2X106/mL) se pueden centrifugar a 600 r.p.m por 10
minutos, remover el sobrenadante, resuspender y obtener una concentración máxima
aproximada de 50X106/mL. (en 40x si se observan máximo 40-50 espermatozoides).
-
Nota 4.- el centrifugado puede dañar la morfología espermática.
Nota 5.- Muestras viscosas puede mezclarla con medio de cultivo para romper la viscosidad o hacerle
un lavado espermático.
Morfología espermática: tinción del semen
• Estirar la gota de semen sobre un

portaobjetos
• No estirar hacia delante
El grosor de la extensión de semen dependerá de:
• volumen de la alícuota (10 µl) pequeño espermatozoides separados
• Ángulo de arrastre del portaobjetos (45º) mayor extensión más fina
• Velocidad de la extensión (~1s) más alta extensión más gruesa
Desventajas del secado al aire de la extensión de semen:

• deshidratación menor que en preparaciones húmedas
• shearing forjes expansión de las cabezas de los espermatozoides inmaduros
• osmotic insults pérdida de GOTA CITOPLASMÁTICA
retención del exceso de citoplasma residual (RESTOS
CITOPLASMATICOS)
Fig. 11. Frotis para la morfología espermática.
45
MATERIAL QUE INCLUYE EL KIT ESPERMA-FORM:

-1 Frasco con Fijador.
-1 Frasco con Colorante A.
-1 Frasco con Colorante B.
MÉTODO DE TINCIÓN:
1.- Realizar un frotis.
2.- El Frotis se deja secar e introducirlo en el fijador por 3 minutos. Posteriormente el frotis se deja
secar a temperatura ambiente.
3.-Introducir el frotis en el colorante A durante 3 minutos, posteriormente sacar el frotis y enjuagar
con con agua destilada con una pizeta. No utilizar agua de la llave. Dejar secar el frotis a temperatura
ambiente.
4.-Introducir el frotis en el colorante B durante 5 minutos, posteriormente sacar el frotis y enjuagar
con con agua destilada con una pizeta. No utilizar agua de la llave. Dejar secar el frotis a temperatura
ambiente.
5.-Observar la tinción en un objetivo de 100x en microscopio con luz clara.
Las regiones de los espermatozoides se tiñen de la siguiente manera:

-Acrosoma= Morado Claro.
-Núcleo= Morado Oscuro.
-Pieza media Y Flagelo= Verde Oscuro.
A B
Fig. 6 Representación de un espermatozoides teñido con la técnica corta de Papanicolaou. 6-
A Representación de un espermatozoide con morfología normal, 6-B Representación de
espermatozoides con morfología anormal, Objetivo 100X.
-Procedimiento para el conteo de la Morfología.
46
-Utilizar un contador de células para laboratorio que posea varias teclas: una tecla para
espermatozoides normales, otra para defectos de cabeza, una para defectos de pieza media y otra
para defectos de cola.
-Un espermatozoide con un único defecto, por ejemplo defecto de cabeza, es anotado apretando la
única tecla correspondiente, sin embargo si un espermatozoide tiene defectos de la cabeza y pieza
media, se presionan las dos teclas correspondientes simultáneamente; y si un espermatozoide tiene
un defecto de la cabeza, pieza media y flagelo se presionan las tres teclas correspondientes en forma
simultánea, de esta forman se contabilizan 3 defectos en un solo espermatozoide.
-Ejemplo: Conteo total de espermatozoides= 200

-A Normales= 10/200 X 100= 5%
-B Defecto de cabeza= 70/200 X 100= 35%
-C Defecto de Pieza Media= 30/200 X 100= 15%
-D Defecto de Cola= 90/200 X 100= 45%
Realizar las anotaciones pertinentes en el reporte de Análisis de semen según criterios de la

Organización Mundial de la Salud.
OTROS TIPOS CELULARES PRESENTES EN EL SEMEN

La presencia de células no espermáticas pueden indicar daño testicular (células germinales),
patologías de los conductos deferentes (ciliary tufts) o inflamación de las glándulas accesorias
(leucocitos).El número de células no espermática en el semen (células epiteliales, células redondas
(Leucocitos y células germinales) pueden ser ser evaluadas el hemocitometro.
La dilución utilizada para contar espermatozoide , puede ser utilizada para contar células redondas.
También puede ser evaluada con frotis con la Prueba de Peroxidasa.
Leucocitos, predominantemente los leucocitos polimorfonucleares (neutrofilos) son presentes en la
mayoría de los eyaculados (Tomlinson et al., 1993; Johanisson et al., 2000). Ellos pueden ser
diferenciados de la espermatides y espermatocitos con la tinción de Papanicolaou. La diferenciación
está basada sobre las diferentes tinciones, tamaño del núcleo y cabezas (Johanisson et al., 2000).
Fig. 7 .
El monocito exhibe una variación de su núcleo de aproximadamente 7µm para linfocitos a 15 µm

para macrófagos. Estos tamaños son solo una referencia de la degeneración y división que afecta el
tamaño del núcleo.
47
Otra técnica para cuantificar la población de Leucocitos en el semen es la Peroxidasa-positiva (Wolf,

1995; Johanisson et al., 2000).
Esta técnica utiliza un procedimiento histoquímica para identificar la enzima peroxidasa, que es
característico de los granulocitos polimorfonuleares (Fig. 7-f), pero no detecta los leucocitos activados
que han descargado sus gránulos, ni tampoco a otros tipos celulares, como los linfocitos, que no
tienen peroxidasa, para detectar a estos debemos recurrir a los métodos histoquímicos.
Tinción para Peroxidas con azul de orto toluidina
 Reactivos
 Solución saturada de NH4 Cl (250 g/L)
 Na2 EDTA, 50 g/L en tampón de fosfato (pH 6.0)
 Ortotoluidina (0.25 mg/mL)
 H2O2, 30% en agua bidestilada.
La solución de trabajo consiste en 1 mL del reactivo 1:1 mL del reactivo 2:9 mL del reactivo 3: una
gota del reactivo 4.
Esta solución puede usarse las 24 hrs después de preparada.
 Procedimiento
o Mézclese 0.1 mL de semen + 0.9 mL de la solución de trabajo.
o Agítese dos minutos.
o Déjese 20 a 30 minutos a temperatura ambiente.
o Vuelva a agitar.
o Las células de peroxidas positivas se tiñen de pardo y la peroxidasa negativas no se colorean.
o Cuente por duplicado 200 leucocitos en el Hemocitometro y saque el porcentaje de
peroxidasa positivas y negativas.
o Para una dilución 1+9 (1:10), a concentración C=(N/n)x(1/100)x10 células por nl= (N/n)x
(1x10)células/nl . Esto (N/n) es dividido por 10 para obtener la concentración de células de
peroxidasa-positiva por nl ( 106 células/ ml ).
Nota 1.- cuando se cuenta las 9 cuadriculas del Hemocitometro esto es dividido por el volumen de
ambas cámaras (1.8µL) y multiplicado por el factor de dilución (10) para obtener la concentración en
células /nL por µL.
48
Nota 2.- la ausencia de peroxidasa- positiva de la alícuota examinada no excluye al resto de la

muestra.
Ejemplo:
Conteo por duplicado: Primer conteo 204 células de peroxidasa-positiva en 5 cuadriculas; segundo
conteo 198 células de peroxidasa-positiva en 5 cuadriculas.
La suma de los valores (204+198)= 402 en 10 cuadriculas y una diferencia (204-198) =6
C=(N/n)x(1/10) células/nL
C=(N/n)x(1/4)x espermatozoide nl ( o 106x ml de semen).
(402/10)/10.=4.02 ellas/nl=4.0 106 células/mL.
o Calcule la suma y la diferencia del conteo por duplicado, determinado la diferencia si es

aceptable, Tabla 3.
-El semen contiene células diferentes de los espermatozoides como son: células epiteliales
(escamosas, cubicas y transicionales Fig. 5-a) del tracto uretral, células inmaduras (células de la
espermatogenesis Fig.7-b, c, d) provenientes del epitelio seminífero, eritrocitos y leucocitos Fig.7-e,
f. A estas células se les llama células redondas y son reportadas como numero de células por campo.
-Las bacterias (su presencia en grandes cantidades puede indicar una infección) y detritus (pequeñas
masas de citoplasma nucleado de la cabeza del espermatozoide u otro restos celulares), se reportan
como escasas (+), moderadas (++) o abundantes (+++), de acuerdo a la concentración encontrada
por campo.
-Se analizan varios campos que sean representativos de la muestra.
-En caso de observar algún microorganismo distinto a los espermatozoides registrarlo.
49
a.- Célula Epitelial b.- Espermatogonia c.- Espermatocito
d.- Espermátide e.-Neutrofilo Multinucleado f.-Neutrofilo (prueba de

(Leucocito) peroxidasa)
Figura 7.- Tipos celulares presentes en el semen. 100X, Tinción Diff-Quick.
50
CONTROL DE CALIDAD EN EL ANALISIS DE SEMEN
1.- INTRODUCCIÓN
Los laboratorios que realizan Análisis de Semen necesitan producir resultados confiables para los
diagnósticos apropiados y buenas decisiones del médico. Desde que el análisis de semen es
altamente complejo y difícil de estandarizar, el Control de Calidad (CC) es esencial para detectar y
corregir errores sistemáticos y la alta variabilidad en los resultados. Las grandes discrepancias entre
las evaluaciones de concentración y morfología espermática (Neuwinger et. al. 1990; Matson, 1995;
Cooper et. al, 1999, 2002) hacen necesaria la mejora en el CC y la estandarización.
Cada laboratorio debe implementar un programa de Aseguramiento de la Calidad, basado en los
métodos y procedimientos estandarizados para asegurar que los resultados sean exactos y
precisos.(De Jonge, 2000; Mortimer and Mortimer, 2005).
2.- ERRORES DE MEDICION

Existen dos clases de errores: los errores al azar y los errores sistemáticos.
Los errores por azar, con los que producen falta de precisión, surgen de diferencias casuales en las
lecturas o el muestreo: pueden ser evaluados a través de mediciones reiteradas por el mismo
observador y equipo.
Los errores sistemáticos (influenciados) son más insidiosos, ya que surgen de factores que alteran
el resultado en una única dirección y crean, por lo tanto, desviaciones que no pueden ser detectadas
a través de mediciones reiteradas. Los procedimientos de control de calidad son necesarios para
detectar y evaluar tanto los errores por azar, como los sistemáticos en un análisis de semen de rutina.
3.- CONTROL DE CALIDAD INTERNO

El estudio del error aleatorio (precisión) se realiza mediante las técnicas de control de calidad interno.
La distribución aleatoria de los espermatozoides, incluso cuando la muestra está muy bien mezclada,
es en gran parte responsable de la falta de precisión en los resultados del análisis de semen.
Se recomienda que entre 1 y 5% de las muestras de rutina se destinen para el control de calidad en
laboratorios con mucha carga de trabajo.
El control de calidad interno se da a distintos niveles:
1) A nivel intraindividual es deseable que todas las mediciones que realiza un observador las
realice por duplicado y si las diferencias superan el error de conteo, se repita la medición
comenzándose de nuevo.
51
2) A nivel de observador, cuando entra a formar parte de un equipo de trabajo, deberá ser
instruido y realizara mediciones en paralelo hasta conseguir que no existan desviaciones
sistemáticas. Mortimer (1994) propone realizar series de 30 mediciones y hacer un
seguimiento mediante graficas que muestran para cada serie la media de las diferencias con
un observador experimentado y su desviación estándar.
3) Los resultados de las muestras de control de calidad obtenidos por cada técnico son
tabulados y volcados en un grafico en función del número de la muestra(o semana). La media
y la desviación estándar de los resultados de cada muestra son computadas y graficadas
también en función del número de muestra(o semana) en gráficos de control Levy-Jennings
(X-Bar) y S, utilizados para determinar si los resultados en las muestras de control de calidad
difieren de la determinación previa o si las diferencias entre los técnicos son mayores que las
esperadas, debido únicamente a la variación aleatoria.
4.- CONTROL DE CALIDAD EXTERNO
El Control de Calidad Externo (CCE) es una parte integral del proceso de Control de calidad. El CCE
es importante para la evaluación de los efectos de la estandarización de los procedimientos. Permite
también a un grupo comparar sus resultados con los demás. También permite la evaluación y
comparación entre diferentes métodos en una escala que no es posible en el laboratorio individual.
Se recomienda que los programas de control de calidad interna y externa se complementen, que las
muestras de CCE se analicen de la misma manera que si fueran muestras de rutina, por lo que
muestras o técnicas de rutina que no puedan aplicarse a los materiales de CCE no deben ser
utilizados.
La manera de participar en los programas de CCE es mediante un miembro del personal de

laboratorio que tenga un aceptable nivel en el programa de control de calidad interno. Dicha persona
será la encargada de analizar el material del programa y sus resultados serán los remitidos
por el laboratorio.
LÍMITES DE REFERENCIA DE ACUERDO A LA ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD

QUINTA EDICION. 2010.
52
VARIABLES MACROSCOPICAS LIMITES DE REFERENCIA

Volumen 1.5 ml o más
Color Grisáceo opalescente a ligeramente
amarillento
Coagulo Presente
Licuefacción 5-60 minutos
Viscosidad Normal (filamento menor a 2 cm)
pH >7.2
VARIABLES MICROSCOPICOS LIMITES DE REFERENCIA

Concentración >15x 106 espermatozoides/mL
(95% Intervalo de confianza 12-16x106 )
Cuenta Total >39x106 espermatozoides/mL (95% Intervalo
de confianza 33-46 x106 )
Motilidad Total >40 % Categoría PR + NP
(95% Intervalo de confianza 38-42)
Motilidad Progresiva >32% Categoría PR (95% Intervalo de
confianza 31-34)
Viabilidad >58 % vivos (95% Intervalo de confianza 55-
63)
Morfología >4 % normales
(95% Intervalo de confianza 3.0-4.0)
Leucocitos <1x106 /mL
Otro Tipos celulares Valores normales
Células Inmaduras <5 /campo
Bacterias Escasas (+)
Aglutinación >10%
TERMINOLOGIA DEL SEMEN DE ACUERDO A LA ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD

QUINTA EDICIÓN. 2010.
53
TERMINOLOGIA VARIABLE
Aspermia No hay eyaculado
Hipos permia < 1.5 mL
Oligozoospermia <15X106 espermatozoides/mL
Azoospermia Ausencia de espermatozoides
Criptozoospermia Ausencia de espermatozoides en fresco

pero observados al centrifugar la muestra.
Hematospermia Presencia de eritrocitos en el eyaculado.
Astenozoospermia >32% Categoría PR (95% Intervalo de

confidencia 31-34)
Teratozoospermia <4 % de espermatozoides normales
Necrozoospermia <50 % de viabilidad
Oligoastenoteratozoospermia Perturbación de tres variables
Leucocitospermia(Piospermia) >1X106 Leucocitos/mL
Normozoospermia Eyaculado normal según los valores de

referencia
LABORATORIO FERTIMEXICO S.A. DE C.V.

______________________________________________________________
SEMINOGRAMA
FECHA: 23/09/10
54
DATOS PRELIMINARES:
NOMBRE DEL PACIENTE: XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX EDAD: 31 AÑOS NUM. LAB: XXXXX
NOMBRE DEL CONYUGE: XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX EDAD: 31 AÑOS
ABSTINENCIA SEXUAL: 5 DIAS HR. COLECCIÓN: 10:40 HRS HR. ANALISIS: 11:00 HRS.
COLECCIÓN DE LA MUESTRA: COMPLETA NOMBRE DEL MEDICO: XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
ANALISIS MACROSCOPICO
VARIABLE RESULTADO VALOR DE REFERENCIA
VOLUMEN 1.5 mL >1.5 mL.
APARIENCIA Blanco Opalescente Blanco ó Gris opalescente
VISCOSIDAD Aumentada Normal
pH 8.0 >7.2
LICUEFACCION 20 minutos <60 minutos
ANALISIS MICROSCOPICO
CONCENTRACION 54.3 mill/ml. >15 mill/mL
CONCENTRACION TOTAL 81.4 millones > 39 millones
MOVILIDAD Progresivos (PR)= 60 %
No Progresivos (NP)= 12 % Progresivos (PR)= >32%
Inmóviles (IN)= 28 %
MOVILIDAD PROGRESIVA 60 % > 32%
CANTIDAD DE
ESPERMATOZOIDES MOVILES 48.8 millones 10 millones
MORFOLOGIA Normales = 6 %
Anormales = 96 %
Defecto de Cabeza = 94 % Normales > 4 %
Defecto de Pieza Media = 19 %
Defecto de Flagelo = 6 %
Residuo Citoplasmico= 0%
VIABILIDAD 83 % >58%
AGLUTINACION Grado 1
AGREGACION Presente
OTRAS CELULAS PRESENTES EN EL SEMEN

LEUCOCITOS 0.57 mill/mL <1 mill./mL
ERITROCITOS 0 mill/mL <5 mill./mL
EPITELIALES 0 mill/mL <5 mill./mL
INMADURAS 0 mill/mL <5 mill./mL
RESIDUO Escaso Escaso
BACTERIAS Escaso Escasas
Estudio realizado en base a: World Health Organization. WHO Laboratory Manual for the Examination and processing of human
semen. Fifth Edition. Geneva: World Health Organization; 2010.
COMENTARIOS: RESULTADOS DENTRO DE LOS VALORES DE REFERENCIA.
Atentamente
Biol. Gerardo Cerezo Parra
55

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CURSO TEORICO-PRACTICO: “ESTANDARIZACIÓN DEL ANALISIS BASICO DE SEMEN EN LOS LABORATORIOS CLÍNICOS”

ACTUALIZACIÓN DEL MANUAL DE LA OMS-2010.

PRODUCCIÓN DEL EYACULADO

La Espermatogénesis: es la producción de las espermatides a partir de las células madres y se

La Espermogénesis: Consiste en una modificación morfológica de la espermátida en

Así se diferencian las partes del espermatozoide en;

 Cabeza, la cual contiene el núcleo (AND) culminada con el acrosoma.

En los testículos los espermatozoides no tienen movimiento y no tienen capacidad fecundante.

En el momento de la eyaculación la concentración de espermatozoides que se encuentra en la cola

El volumen del eyaculado está compuesto de:

 5% de espermatozoides del epidídimo.

Por consiguiente la primera fracción contendrá la mayor concentración de espermatozoides.

El análisis de semen es subjetivo por naturaleza y se ha demostrado que la variabilidad de la prueba

Es imposible caracterizar la calidad del semen de un hombre de la evaluación de una sola

RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA DE SEMEN

HOJA DE INSTRUCCIONES PARA LA RECOLECCIÓN DE LA MUESTRA DE SEMEN POR

1. Informar al paciente lo siguiente:

2. Obtenerse por masturbación en la intimidad de una sala especial para obtención de

b. Informar al paciente que el coitus interruptus no es una medida aceptable de recolección de la

3. Rotular el recipiente con el nombre del paciente, nombre de la esposa (muestra

RECOLECCIÓN DEL SEMEN EN CONDÓN:

Comentario 1: El coitus interruptus no es un medio confiable de recolección del semen,

MANEJO ADECUADO DE LAS MUESTRAS DE SEMEN:

-Se debe manipular la muestra de semen como si estuviera contaminada.

El Análisis de Semen se debe realizar en el siguiente orden:

Dentro de las 3 horas:

Más tarde ó el mismo día (o en un día posterior si las muestras se congelan):

ANÁLISIS MACROSCOPICO DEL SEMEN

Inmediatamente después de la eyaculación en el recipiente de recogida, el semen es normalmente

1.-Recolectar la muestra de semen en un frasco recolector limpio y pre-pesado.

Nota: La evaluación del volumen en jeringas, tubos o probetas, no es recomendable, porque no

-Aumentada: no forma gotas, presenta filancia (filamento mayor a 2 cm).

Nota 1.- La viscosidad puede interferir con la determinación de la movilidad, concentración y

La apariencia se refiere al color del fluido seminal.

-La valoración de la apariencia se realiza observando la muestra.

ANALISIS MICROSCOPICO INICIAL DEL SEMEN

El examen microscópico del semen comprende la valoración de la movilidad, vitalidad, concentración

Se recomienda un microscopio de contraste de fases con un aumento de 10X a 100X. La valoración

Representación de las muestras de semen.

Distribución de Poisson (número de espermatozoides/leucocitos)

- Homogenizar la muestra con una pipeta de plástico evitando hacer burbujas.

a) Selección sistemática de los campos dentro de la cuadricula para el conteo de la movilidad

-La motilidad se clasifica en porcentaje de acuerdo a la Quinta edición de la Organización Mundial

-Inmóviles (IM): sin movimiento.

Conteo total de espermatozoides= 200 por duplicado

PR=80/200 X 100= 40%

 Determinar si es aceptable las diferencias de acuerdo a la tabla 1 (muestra la máxima

PORCENTAJE DIFERENCIA PORCENTAJE DIFERENCIA

Basado en el intervalo de confianza del 95% aproximadamente.

Nota 9.- Cuando al barrido de la placa no se observan espermatozoides (Azoospermia), la muestra

PR= 30% PR= 50%

Conteo total de espermatozoides= 200 por duplicado

PR= 37% PR= 28%

-La aglutinación es la adherencia entre espermatozoides móviles. La presencia de aglutinación de

-La aglutinación es evaluada en porcentaje en el momento de determinar la movilidad de los

La aglutinación se debe de evaluar de la siguiente manera:

- Grado 2: moderado, 10-50 espermatozoides aglutinados, espermatozoides libres.

-Grado 3: Grande, aglutinaciones de > 50 espermatozoides, algunos espermatozoides libres.

Suma Diferencia Suma Diferencia Suma *Diferencia