Ferhoum Fatiha

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Université M’HAMED BOUGARA Boumerdès.
Faculté Des Sciences de L’Ingénieur

Département Technologie Alimentaire
Laboratoire de Recherche de Technologie Alimentaire
MEMOIRE DE MAGISTER
Option : Technologie Alimentaire
Thème:
Analyses physico chimiques de la propolis locale selon les étages

bioclimatiques et les deux races d’abeille locales (Apis mellifica
intermissa et Apis mellifica sahariensis)
Présenté par : Melle FERHOUM Fatiha

Soutenu devant le jury composé de :
Mr BENAMARA Salem Pr UMBB Président

Mr HOCINE Smaïn Pr UMMTO Examinateur
Mr BERKANI Mohamed-Laid MC/ A ENSA Examinateur
Mr HACHEMI Messaoud Pr UMBB Promoteur
Mr MOHAMMEDI Arezki MC/ A UMBB Co- Promoteur
Année universitaire 2009-2010

Résumé
La présente étude porte sur la caractérisation physico-chimique de la propolis locale,

cette fameuse matière est très précieuse à cause de ses propriétés thérapeutiques qui sont liées
directement à sa composition.
Dans un souci de valorisation de ce produit et afin de lui attribuer une carte d’identité
propre à lui, nous avons voulu apporter notre modeste contribution en analysant 14
échantillons de propolis récoltés dans différentes régions bioclimatiques du pays (Montagne,
Plaine et Steppe) et deux races d’abeilles (Apis mellifica intermissa et Apis mellifica
sahariensis). La caractérisation physico-chimique et biochimique des différents échantillons
de propolis, ainsi que l’évaluation de leurs activités anti-oxydantes constituent un point de
départ pour cette action.
Par cette caractérisation, que nous estimons un outil indispensable à la constitution
d’une base de données sur la propolis locale, les utilisateurs pourront bénéficier d’un support
réel qui facilite leurs taches.
L’étude expérimentale révèle une variation significative entre les échantillons
analysés : Humidité + Matières volatiles (1,26 – 3,89 % de MB) ; le taux de cendre (1,58 –
5,32 % MB) essentiellement composé de (K, Na, Zn et Fe) ; la valeur de pH et de l’acidité
affirme que la propolis est de nature acide ; l’étude de la composition montre que la propolis
est riche en composés phénoliques (polyphénols et flavonoïdes) par contre pauvre en acide
ascorbique (vitamine C), sucres et protéines. Enfin le rendement d’extraction des composés de
la propolis est conditionné par la matrice de solvant et le temps de contact.
En comparant les résultats de nos analyses selon les régions, on constate que le groupe
saharien montre une meilleure activité antioxydante. Cela ne permet pas de dire que c’est
l’abeille saharienne qui est en cause mais beaucoup plus la région.
Mots clés
Propolis Algérienne, Apis mellifica intermissa, Apis mellifica sahariensis, Etages
bioclimatiques, Caractérisation, Valorisation, optimisation de l’extraction, Polyphénols,
Flavonoïdes.
Abstract
The aim of this study is the physicochemical characterization of the Algerian propolis,
this famous product which is very valuable because of its therapeutic properties directly
related to its composition.
This work is a modest contribution to ensure recovery of this product and to assign it
an identity card. Fourteen samples of local propolis, were analyzed, giving a special attention
to bioclimatic collecting regions (mountains, plains and steppe) and two races of bees (Apis
mellifica intermissa and Apis mellifica sahariensis). The physico-chemical, biochemical
properties and evaluation of antioxidant activities were assessed.
With this characterization, we hope make an essential tool for the creation of a
database on local propolis for all users.
The experimental study revealed significant differences between analyzed samples:
Moisture +Volatile matter were about (1.26 to 3.89% of MB), the rate of ash was between
(1.58 and 5.32% MB). Mainly mineral composition (K , Na, Zn and Fe), pH and titrable
acidity confirm that propolis is an acidic nature, the analysis shows that samples were rich in
phenolic compounds (polyphenols and flavonoids) , but very poor in ascorbic acid (vitamin
C), sugars and proteins. Finally, we show that the extraction yield was conditioned by solvent
matrix and contact time.
By comparing the results of our analysis by regions, we noted that the group Saharian
shows a better antioxidant activity. This does not allow to say that the bee Apis mellifera
sahariensis is involved but much more is the region.
Keywords
Algerian Propolis, Apis mellifica intermissa Apis mellifica sahariensis, Bioclimatic regions,
characterization, valorization, optimization of the extraction yield, polyphenols, flavonoids.
‫ﻣﻠﺨﺺ‪.‬‬
‫ﻳﺘﻤﻴﺰ اﻟﻌﻜﺒﺮ)‪ (Propolis‬ﺑﺨﺼﺎﺋﺼﻪ اﻟﻌﻼﺟﻴﺔ اﻟﻔﻌﺎﻟﺔ و اﻟﺘﻲ ﻟﻬﺎ ﻋﻼﻗﺔ ﻣﺒﺎﺷﺮة ﻣﻊ ﻣﻜﻮﻧﺎﺗﻪ اﻟﻜﻴﻤﻴﺎﺋﻴﺔ اﻟﻤﺘﻌﺪدة‪.‬‬
‫ﻟﻔﺤﺺ اﻟﺨﺼﺎﺋﺺ اﻟﻔﻴﺰﻳﻮآﻴﻤﻴﺎﺋﻴﺔ ﻟﻠﻌﻜﺒﺮ اﻟﻤﺤﻠﻲ ﻟﻨﻮﻋﻴﻦ ﻣﻦ اﻟﻨﺤﻞ )‪ Apis mellifica intermissa‬و‬
‫‪ (Apis mellifica Sahariensis‬و ﺗﻘﻴﻴﻤﻪ ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺘﺤﻠﻴﻞ ‪ 14‬ﻋﻴﻨﺔ ﺟﻤﻌﺖ ﻣﻦ ‪ 3‬ﻣﻨﺎﻃﻖ ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ ﻣﻨﺎﺧﻴﺎ )اﻟﺠﺒﺎل‪،‬‬
‫اﻟﺴﻬﻮل‪ ،‬اﻟﻬﻀﺎب( و ذﻟﻚ ﺑﺪراﺳﺔ اﻟﺨﺼﺎﺋﺺ اﻟﻔﻴﺰﻳﻮآﻴﻤﻴﺎﺋﻴﺔ و اﻟﺒﻴﻮآﻴﻤﻴﺎﺋﻴﺔ اﺿﺎﻓﺔ اﻟﻰ ﺗﻘﻴﻴﻢ اﻟﻨﺸﺎط اﻟﻤﻀﺎد ﻟﻼآﺴﺪة‬
‫اﻋﺘﻤﺎدا ﻋﻠﻰ هﺪﻩ اﻟﺨﺼﺎﺋﺺ ﻳﻤﻜﻨﻨﺎ ﺑﻨﺎء ﻗﺎﻋﺪة ﺑﻴﺎﻧﺎت ﻟﻠﻌﻜﺒﺮ اﻟﻤﺤﻠﻲ ﻣﻦ ﺷﺎﻧﻬﺎ ﺗﺴﻬﻴﻞ اﻟﻤﻬﺎم ﻟﻠﻤﺴﺘﺨﺪﻣﻴﻦ‪.‬‬
‫اﺛﺒﺘﺖ ﻧﺘﺎﺋﺞ اﻟﺪراﺳﺔ اﻟﺘﻄﺒﻴﻘﻴﺔ هﺪﻩ اﻟﻌﻴﻨﺎت ﺗﻔﺎوﺗﺎ آﺒﻴﺮا ﻣﻦ ﺣﻴﺚ اﻟﻜﻢ و اﻟﻨﻮع ‪ .‬اد ﺑﻠﻐﺖ ﻧﺴﺒﺔ اﻟﺮﻃﻮﺑﺔ و اﻟﻤﻮاد‬
‫اﻟﻤﺘﻄﺎﻳﺮة )‪ (1,26 – 3,89 % de MB‬ﻧﺴﺒﺔ اﻟﺮﻣﺎد اﻟﻤﺘﻜﻮﻧﺔ اﺳﺎﺳﺎ ﻣﻦ)‪ (K, Na, Zn, Fe‬ﺑﻠﻐﺖ )‪(1,58 – 5,32 % MB‬‬
‫‪.‬اﻟﻌﻴﻨﺎت اﻟﻤﺪروﺳﺔ ﻟﻠﻌﻜﺒﺮ ذات ﻃﺎﺑﻊ ﺣﺎﻣﻀﻲ ﺑﺎﻟﻨﻈﺮ اﻟﻰ ال‪ pH‬اﻟﻤﻨﺨﻔﺾ و درﺟﺔ اﻟﺤﻤﻮﺿﺔ اﻟﻌﺎﻟﻴﺔ ‪.‬‬
‫ﺑﻴﻨﺖ دراﺳﺔ ﻣﻜﻮﻧﺎت اﻟﻌﻜﺒﺮ اﻧﻪ ﻏﻨﻲ ﺑﺎﻟﻔﻴﻨﻮﻻت و اﻟﻔﻼﻓﻮﻧﻮﻳﺪات و ﻓﻘﻴﺮ ﻣﻦ ﺣﻴﺚ اﻟﺒﺮوﺗﻴﻨﺎت اﻟﺴﻜﺮﻳﺎت و‬
‫ﻓﻴﺘﺎﻣﻴﻦ ‪.‬‬
‫ﻣﺮدود اﺳﺘﺨﻼص ﻣﻜﻮﻧﺎت اﻟﻌﻜﺒﺮ ﻳﺨﻀﻊ ﻟﻨﻮﻋﻴﺔ اﻟﻤﺪﻳﺐ اﻟﻤﺴﺘﻌﻤﻞ وآﺪا زﻣﻦ اﻟﺘﻔﻜﻴﻚ‪.‬‬
‫ﺑﻤﻘﺎرﻧﺔ ﻧﺘﺎﺋﺞ ﺗﺤﺎﻟﻴﻠﻨﺎ ﺣﺴﺐ اﻟﻤﻨﺎﻃﻖ‪ ،‬ﻧﻼﺣﻆ أن اﻟﻤﻨﻄﻘﺔ اﻟﺼﺤﺮاوﻳﺔ ﺑﻴﻨﺖ أﻓﻀﻞ ﻧﺸﺎط ﻣﻀﺎد ﻟﻸآﺴﺪة ‪ ،‬ذاﻟﻚ‬
‫ﻻ ﻳﻌﻨﻲ أن اﻟﺴﺒﺐ ﻳﻌﻮد إﻟﻰ ﻧﻮع اﻟﻨﺤﻞ ﺑﻞ ﺑﺴﺒﺐ اﻟﻤﻨﻄﻘﺔ‪٠‬‬
‫اﻟﻜﻠﻤﺎت اﻟﺪاﻟﺔ‬
‫اﻟﻌﻜﺒﺮ‪, Apis mellifica intermissa, Apis mellifica Sahariensis,‬اﺳﺘﻐﻼل ‪,‬اﻟﺨﺼﺎﺋﺺ اﻟﻔﻴﺰﻳﻮآﻴﻤﻴﺎﺋﻴﺔ‬
‫‪,‬اﻻﺳﺘﺨﻼص اﻻﻣﺜﻞ‪ ،‬اﻟﻤﻨﺎﻃﻖ اﻟﻤﺨﺘﻠﻔﺔ ﻣﻨﺎﺧﻴﺎ‪ ،‬اﻟﻔﻴﻨﻮﻻت و اﻟﻔﻼﻓﻮﻧﻮﻳﺪات‬
REMERCIEMENTS
Nous remercions le Dieu tout puissant de nous avoir donné le savoir et la

faculté de pouvoir poursuivre nos études et de choisir un métier aussi noble.
Je remercie particulièrement Mr. HACHEMI. M. mon promoteur, professeur à

l’UMBB, pour l’intérêt qu’il a accordé au sujet proposé, ses conseils et ses
encouragements, m’avoir facilité les procédures administratives durant la réalisation
de mon projet.
Je tiens à remercier aussi, Mr. MOHAMMEDI A. mon Co-promoteur, Maître

de conférence, à l’UMBB, pour sa fourniture des échantillons de propolis étudiés, ses
conseils, ses discussions enrichissantes, ses orientations et ses encouragements.
Je remercie Mr BENAMARA S., Professeur à l’UMBB, pour l'honneur qu'il

ma fait en présidant mon jury, pour son aide précieuse et ses orientations.
J'exprime ma reconnaissance à Mr HOCINE S., professeur à l'université de

Tizi-Ouzou d’avoir honorer ce travail en acceptant de l'examiner.
Je remercie Mr BERKANI Mohamed-Laid, Maître de conférences à l’Institut

National Agronomique, d’avoir honoré ce travail en acceptant de l’examiner.
A Melle HADERBACHE L. Chargée de cours à l’université de Boumerdes

(UMBB) j’exprime ma profond gratitude pour sa spontanéité, ses encouragements, sa
disponibilité lors de quelques analyses, et, tout ce qu’elle a fait pour me facilité
l’avancement de mon travail.
J’adresse également mes sincères remerciements à Mr MEDDAHI, pour son

aide Lors de la réalisation de plan de mélange.
Je remercie Mme GOUGAM H., Chargée de cours à l’UMBB, pour ses

conseils, orientations et ses encouragements.
Je tien à remercier l’ensemble des apiculteurs qui m’ont fourni quelques

échantillons de propolis.
Mes remerciements vont également à tous ceux qui ont contribué à la

réalisation de ce travail en particulier, Hidous K. (LRTA) et les laborantins(es) du
DTA.
Je tiens à remercier également tous (tes) mes camarades, et surtout les post-
Graduants technologie alimentaires, promotion 2007.
Dédicace
A ma mère et mon père ;

À mes frères ;
À ma sœur ;
À mes belles sœurs ;
À toute ma famille et
À mes amis (es)….
…bien faible témoignage d’affection.
Liste des tableaux
Partie bibliographique
Chapitre I : Généralités sur la propolis
Tableau I-1 : La source botanique de la propolis selon les différentes régions …………. 7
Tableau I-2 : Comparaison entre la composition de Peuplier (Populus nigra) et celle de
la propolis………………………………………………………………………………….. 9
TableauI-3 : La concentration minimale d’inhibition de la propolis de Grèce sur certains
germes (MIC : mg /ml)………………………………………………………….................. 16
Chapitre II : Caractéristiques physico chimiques de la propolis
Tableau II-1: composition moyenne de la propolis……………………………………... 21

Tableau II-2 : La composition des différentes propolis en polyphénols………………… 22
Tableau II-3: Les flavonoïdes identifiés dans la propolis……………………………….. 26
Tableau II-4 : Quantité des flavonoïdes des propolis de diverses régions………………. 27
Tableau II-5 : les acides aliphatiques détectes dans la propolis…………………………. 29
Tableau II-6 : Influence de la race d’abeille sur la composition en acide aliphatique de la
propolis…………………………………………………………………………………. 30
Tableau II-7 : l’acide benzoïques et ces dérivés………………………………………… 31
Tableau II-8 : les composés benzaldéhydiques………………………………………….. 31
Tableau II-9 : la composition en acide aromatique selon la race d’abeille……………… 33
Tableau II-10 : la composition de la propolis en Esters aromatiques…………………… 33
Tableau II-11 : les sucres et les sucres alcooliques de la propolis………………………. 34
Tableau II-12 : l’influence de la région géographique sur la composition en sucre de la
propolis………………………………………………………………………………........ 34
Tableau II-13 : Composition minérale de quelques échantillons de propolis de
l’Argentine………………………………………………………………………………… 35
Tableau II 14 : Pourcentages des composés de la propolis algérienne…………………. 36
Partie expérimentale
Chapitre III : matériel et méthodes
Tableau III-1 : les échantillons de la propolis…………………………………………… 38

Tableau III-2: Préparation des dilutions de l’acide gallique pour la réalisation de la
courbe standard des polyphénols totaux…………………………………………………... 47
Tableau III-3 : Préparation de la courbe d’étalonnage des flavonoïdes…………………. 49
Tableau III-4 : proportion des différents solvants dans les mixtes………………………. 55
Chapitre IV : Résultats et discussion
Tableau IV-1 : les pertes pendant le séchage et le pourcentage de la matière sèche des
échantillons de propolis…………………………………………………………………… 58
Tableau IV-2 : Taux des cendres et de la matière organique de la propolis…………….. 60
Tableau IV-3 : comparaison de taux des cendres entre les trois groupes………………... 61
Tableau IV-4: Masse volumique des différents échantillons de propolis……………….. 62
Tableau IV-5 : comparaison de la masse volumique entre les trois groupes…………….. 62
Tableau IV-6: le point de fusion des différents échantillons de propolis………………... 63
Tableau IV-7 : comparaison de point de fusion entre les trois groupes…………………. 63
Tableau IV-8: comparaison du pH entre les trois groupes………………………………. 64
Tableau IV-9: Acidité des différents échantillons de propolis…………………………... 65
Tableau IV-10 : comparaison du pourcentage d’acidité titrable entre les trois groupes… 65
Tableau IV-11 : les différentes valeurs de EC50 pour le pouvoir réducteur……………… 70
Tableau IV-12 : Valeurs d’EC50 des différents échantillons de propolis analysés……… 73
Tableau IV-13 : Teneur en polyphénols des différents échantillons de propolis………… 76
Tableau IV-14: la teneur en flavonoïdes des différents échantillons de propolis………... 81
Tableau IV-15: Influence de la région sur la teneur en flavonoïdes de la propolis
d’abeille……………………………………………………………………………………. 83
Tableau IV-16: Corrélation entre la teneur en flavonoïdes et l’activité antioxydante…… 85
Tableau IV-17 : Teneur de l’acide ascorbique des différents échantillons de propolis….. 86
Tableau IV-18: Corrélation entre la teneur en acide ascorbique et l’activité antioxydante 87
Tableau IV-19 : Teneur en sucres totaux et réducteurs des différents échantillons de
propolis…………………………………………………………………………………… 88
Tableau IV-20 : Comparaison du la teneur moyenne (g Glucose /100g propolis) en
sucres réducteurs entre les trois groupes…………………………………………………... 88
Tableau IV-21 : Comparaison du la teneur (g Glucose /100g propolis) en sucres totaux
entre les trois groupes……………………………………………………………………... 89
Tableau IV-22 : Teneur en protéines solubles des différents échantillons de propolis…... 90
Tableau IV-23 : comparaison de la teneur en protéines (g/100gde propolis) entre les
trois groupes……………………………………………………………………………….. 91
Tableau IV-24: Concentrations en polyphénols dans les extraits de propolis en fonction
de la composition des mixes de solvants utilisés………………………………………….. 96
Tableau IV-25 : la matrice de Cheffé…………………………………………………….. 98
Tableau IV-26 : les coefficients du modèle mathématique………………………………. 99
Tableau IV-27: les réponses calculées à partir du modèle……………………………….. 100
Tableau IV-28 : Les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis du groupe montagne par les différents solvants………………………………… 104
Tableau IV-29: les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis de la plaine par les différents solvants : Adsorbant gel de silice………………. 105
Tableau IV-30: les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis de la plaine par les différents solvants…………………………………………… 106
Tableau IV-31 : Teneur moyenne des métaux analysés………………………………….. 111
Tableau N° IV-32 : Variables et individus utilisés……………………………………….. 113
Tableau N° IV-33 : Représentation des données………………………………………... 114
Tableau N° IV-34 : Résultats des paramètres descriptifs………………………………… 114
Tableau N° IV-35 : Matrice de corrélation globale………………………………………. 115
Tableau N° IV-36 : Valeurs propres……………………………………………………… 116
Tableau N° IV-37 : Corrélation entre les variables et les axes principaux……………….. 118
Liste des figures
Chapitre I : Généralités sur la propolis

Figure.I-1 : propolis brut provenant de la montagne Algérienne………………………... 4
Figure.I-2 : Plante de Mahang(Macaranga Tanarius)……………………………………. 8
Fig. I.3 : Plantes origines de la propolis algérienne (région montagne : Yakouren)……... 10
Figure.I-3 : Raclage de la propolis sur les cadres de la ruche…………………………… 13
Figure.I-4 : Les abeilles réduisent le trou de vol avec de la propolis……………………. 14
Chapitre II : Caractéristiques physico chimique de la propolis
Figure. II-1 : structure chimique commune des flavonoïdes…………………………….. 23

Figure. II-2 : La formation de la structure quinone……………………………………… 24
Figure. II-3 : la structure des flavonoïdes identifiés par HPLC/SM dans la propolis…… 28
Figure. II-4: la structure de l’acide benzoïque et ces dérivés……………………………. 31
Figure. II-5 : la structure des composées benzaldéhydiques…………………………….. 31
Figure. II-6 : Structures chimiques des principaux acides cinnamiques………………… 32
Chapitre III : matériel et méthodes
Figure.III-1: Propolis de Yakouren 2008………………………………………………. 37
Figure.III-2: Propolis Saharienne dégradée……………………………………………... 37
Figure.III-3: propolis de Mitidja 2007………………………………………………….. 37
Figure.III-4: propolis Saharienne (Ain Seffra) 2007……………………………………. 37
Figure.III-5 : Cartes géographique montrant les stations de récolte…………………………….. 39
Figure.III-6 : diagramme de détermination de pouvoir réducteur de la propolis………... 44
Figure.III-7: réduction du radical libre DPPH en DPPH2……………………………… 45
Figure.III-8: Etapes de test DPPH………………………………………………………. 45
Figure.III-9: Principales étapes d’extraction des polyphenols…………………………. 46
Figure.III-10: organigramme représentant le dosage des polyphénols totaux………… 48
Figure.III-11: Organigramme représentant le dosage des flavonoïdes dans l’extrait de
propolis…………………………………………………………………………………… 49
Figure. III-12 : Complexation des sucres réducteurs en présence de réactif de DNS…... 50
Chapitre IV : Résultats et discussion
Figure. IV-1 : Valeur de pH des différents échantillons de propolis…………………….. 64
Figure. IV-2. Corrélation entre le pH et l’acidité titrable………………………………... 66
Figure. IV-3 : Variation du pouvoir réducteur en fonction de la concentration de
propolis de la région bioclimatique de la montagne……………………………………... 67
propolis des échantillons du groupe plaine…………………………………………….... 68
propolis des échantillons du groupe steppe……………………………………………… 68
Figure. IV-6: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région plaine………………….. 71
Figure. IV-7: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région Montagne……………... 71
Figure.IV-8: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région steppe………………….. 72
Figure.IV.9.a : Corrélation entre le pouvoir antiradicalaire et le pouvoir réducteur
(région plaine)…………………………………………………………………………….. 74
Figure.IV-9.b : Corrélation entre le pouvoir antiradicalaire et le pouvoir réducteur
(région montagne)………………………………………………………………………… 74
Figure.IV-9.c : Corrélation entre le pouvoir antiradicalaire et le pouvoir réducteur
(Steppe)…………………………………………………………………………………… 75
Figure. IV-10 : Comparaison de la teneur en polyphénols totaux entre les trois groupes.. 77
Fig. IV-11.a : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir réducteur
(Région Montagne)……………………………………………………………………….. 78
Figure.IV-11.b : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir
réducteur(Région Plaine)………………………………………………………………… 78
Figure. IV-11.c : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir
réducteur(Steppe)………………………………………………………………………… 79
Figure. IV-12.a : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir anti-
radicalaire (Région Plaine)………………………………………………………………. 89
Figure. IV-12.b : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir anti-
radicalaire (Région Montagne)…………………………………………………………... 89
Figure. IV-12.c : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir anti-
radicalaire (Steppe)……………………………………………………………………….. 80
Figure. IV-13 : Réaction du Chlorure d’aluminium et les Flavonoïdes………………… 81
Figure. IV-14 : Comparaison de la teneur en Flavonoïdes entre les trois groupes………. 82
Figure. IV-15.a : Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux.
(Région Montagneuse)……………………………………………………………………. 84
Figure. IV-15.b : Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux.
(Région plaine)…………………………………………………………………………… 84
Figure. IV-15.c: Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux.
(Steppe)…………………………………………………………………………………… 84
Figure. N° IV-16 : Comparaison de la teneur en acide ascorbique entre les trois groupes
(Montagne, plaine et la Steppe)…………………………………………………………... 87
Figure. IV-17 : Taux de l’azote total…………………………………………………….. 91
Figure. IV-18 : le taux d’extraction à froid avec des différents solvants………………… 92
Figure. IV-19 : le taux d’extraction a chaud……………………………………………... 92
Figure. IV-20 : Influence de temps sur le taux d’extraction……………………………... 94
Figure. IV-21. Evolution du rendement d’extraction à travers le temps…………………. 95
Figure. IV-22: Concentration en polyphénols en fonction des différentes mixtes de
solvant…………………………………………………………………………………….. 96
Figure. IV-23 Graphique de surface de mélange de concentration en polyphénols……... 97
Figure. IV-24 : Graphique de conteur de mélange de concentration en polyphénols…… 97
Figure. IV-33 : Représentation graphique des valeurs prédites en fonction des valeurs
mesurées ………………………………………………………………………………….. 101
Figure. IV-25 : Chromatogrammes des extraits éthanolique de propolis (phase mobile :
Ether de pétrole et acétate éthylique)……………………………………………………... 106
Figure. IV-26 : RMN, L’extraction à chaud dans l’Ethanol (70 %), la propolis
Saharienne………………………………………………………………………………… 107
Figure. IV-27 : RMN, L’extraction par macération dans l’Ethanol (70%), la propolis
Saharienne ………………………………………………………………………………... 107
Figure. IV-28 : RMN, Extraction par le Méthanol, propolis montagneuse (Yakouren
2006)……………………………………………………………………………………… 108
Figure. IV-29 : RMN, Extraction par l’Ethanol (70%), propolis montagneuse.
(Yakouren 2006)………………………………………………………………………….. 108
Figure. IV-30 : RMN, l’extraction Ethanolique de la propolis de Yakouren 2007……... 109
Figure.IV-31 : Graphique du cercle des corrélations des variables……………………… 119
Figure.IV-32 : Représentation des individus sur le plan D1 et D2………………………. 120
SOMMAIRE
Sommaire
Introduction générale………………………….……………………………………… 01
Chapitre I
Généralités sur la propolis
Introduction……………………………………………………………………………. 03
I.1- Définition et Etymologie…………………………………………………………… 03
I.2- Histoire de la propolis ……………………………………………………………… 04
I.3- provenance de la propolis…………………………………………………………...... 06
Théorie de l’origine interne……………………………………………………………… 06
Théorie de l’origine mixte………………………………………………………………… 06
I.4- la récolte de la propolis……………………………………………………………… 11
I.4-1. La récolte de la propolis par les abeilles…………………………………………… 11
I.4-1.1. Les procédés de récolte………………………………………………………....... 11
I.4-1. 2. Les conditions de récolte………………………………………………………… 12
 L’âge de l’abeille……………………………………………………………… 12
 La race………………………………………………………………………… 12
 La saison……………………………………………………………………. 12
 Le climat (dont la température)……………………………………………….. 12
 La géographie…………………………………………………………………. 12
I.4-2. La récolte de la propolis par l’apiculteur…………………………………………… 13
I.5- Utilisation de la propolis……………………………………………………………. 13
I.5- 1. Utilisation de la propolis par les abeilles………………………………………… 13
I.5-2. Utilisation de la propolis par l’homme…………………………………………… 13
I.5- 2. 1.Cosmétique……………………………………………………………………… 14
I.5- 2. 2. Médecine………………………………………………………………………… 14
I.5- 2. 3. Technologiealimentaire………………………………………………………… 14
I.6- Propriétés Pharmacologiques ………………………………………………………… 15
I.6-1. Propriétés anti-infectieuse ………………………………………………………... 15
I.6-1. 1. Activité antibactérienne………………………………………………………...... 15
I.6-1. 2. Activité antifongique……………………………………………………………... 16
I.6-1. 3. Activité antivirale………………………………………………………………… 17
I.6-2. Propriétés anti-oxydante et anti-radicalaire………………………………………… 17
I.6-3. Propriétés anticancéreuses………………………………………………………...... 17
I.6- 4. Propriétés anti-inflammatoires…………………………………………………...... 17
I.6- 5. Propriétés digestives……………………………………………………………... 17
I.6- 6. Autres propriétés…………………………………………………………………… 18
Chapitre II
Caractères physico chimiques de la propolis
Introduction……………………………………………………………………………….. 19
II-1. Propriétés physiques de la propolis………………………………………………... 19
II-1.1. Caractéristiques organoleptiques………………………………………………….. 19
II-1.1.1.Couleur…………………………………………………………………………... 19
II-1.1. 2. Saveur…………………………………………………………………………... 19
II-1.1. 3. Odeur…………………………………………………………………………... 19
II-1. 2. Consistance……………………………………………………………………… 20
II-1. 3. solubilité………………………………………………………………………….. 20
II-1. 4. Densité…………………………………………………………………………... 20
II-2. Composition de la propolis brute ................................................................................. 20
II-3. Composition de la propolis purifiée ............................................................................ 21
II-3.1 : Flavonoïdes……………………………………………………………………...... 23
a- Flavanols et Flavones…………………………………………………………………... 25
b- Chalcones et dihydrochalcones………………………………………………………… 25
c- Flavonone………………………………………………………………………………. 25
II- 3. 2 :Acides aliphatiques……………………………………………………………….. 29
II- 3.3. Les acides aromatiques…………………………………………………………… 30
a- Dérivés de l’acide benzoïque…………………………………………………………... 30
b- Dérivés de benzaldéhydiques………………………………………………………….. 31
c- Dérivés de l’acide cinnamique………………………………………………………… 32
II- 3.4 : Esters aromatiques……………………………………………………………… 33
II- 3.5: Sucres de la propolis………………………………………………………………. 34
II- 3.6 : Eléments minéraux de la propolis........................................................................... 35
II- 3.7 : Vitamines…………………………………………………………………………. 35
II- 3.8 : Autres composés chimiques……………………………………………………… 35
a- Les hydrocarbures aliphatiques………………………………………………………… 36
b- Les Sesquiterpènes…………………………………………………………………….. 36
II-4 : Composition de la propolis Algérienne……………………………………………... 36
Chapitre III
Matériel et méthodes
III -1.Présentation de la matière première………………………………………………... 37

III-2. Les méthodes d’analyse …………………………………………………………..... 39
III-2.1. Les méthodes physiques ........................................................................................... 39
III-2.1.1. Détermination de taux des pertes pendants le séchage…………………………. 39
III-2. 1.2. Détermination de la teneur en cendres……………………………………….. 40
III-2. 1.3. La masse volumique…………………………………………………………… 41
III-2. 1.4. Le point de fusion……………………………………………………………… 41
III-3. Méthodes d’analyses chimiques…………………………………………………...... 42
III-3.1. Détermination du pH……………………………………………………………… 42
III-3.2. Détermination de l’acidité titrable………………………………………………… 43
III-4. Evaluation de l’activité antioxydante ………………………………………………. 43
III-4.1. Détermination de pouvoir réducteur de propolis…………………………………. 43
III-4.2. Activité anti-radicalaire………...…………………………………………………. 45
III-5. Quantification de quelques composés principaux de la propolis………………….. 46
III -5.1. dosage des polyphénols de la propolis…………………………………………... 46
 Extraction des polyphénols……………………………………………………….. 46
 Détermination de la teneur en polyphenols totaux………………………………... 47
III -5. 2. Détermination de la teneur en flavonoïdes……………………………………... 49
III -5. 3. Détermination de la teneur en acide ascorbique des extrais éthanoliques de la
propolis ……………………................................................................................................ 50
III -5. 4. Détermination de la teneur en sucres…………………………………………… 50
III -5. 4. 1. Détermination de la teneur en sucres réducteurs……………………………. 50
III -5. 4.2. Dosage des sucres totaux…………………………………………………….. 51
III -5. 6. Dosage des protéines…………………………………………………………… 52
III -5. 6.1. Détermination de la teneur azote totale (Méthode de Kjeldahl)……………... 52
III -5. 6. 2. Dosage des protéines solubles……………………………………………….. 52
 Extraction des protéines soluble de la propolis brute …………………………….. 52
 Quantification des protéines solubles…………………………………………….. 53
III -6. Extraction des composées de la propolis………………………………………….. 53
III -6. 1. Détermination de taux d’extraction par différents solvants……………………. 53
 Extraction à froid (macération)……………………………………………………. 54

 Extraction à chaud……………………………………………………………… .. 54
III -6. 2. Etude de l’influence de temps sur le rendement d’extraction…………………... 54
III -6. 3. Optimisation de l’extraction des principes actifs de la propolis par combinaison
de mélange de solvants……………………………………………………………………. 54
III -7. Analyse de la composition de l’extrait de propolis……………………………….. 55
III -7. 1. Analyse de la composition chimique de l’extrait éthanolique de la propolis par
chromatographie sur couche mince (CCM).......................................................................... 55
III -7..2. Caractérisation des extraits de propolis par RMN……………………………… 56
III -7..3. Détermination de la teneur en éléments minéraux ……………………………… 56
III.8. Etude statistique …………………………………………………………………….. 57
Chapitre IV
Résultats et discussion
IV-1. Les résultats des analyses physiques ……………………………………………… 58

IV-1. 1. Pertes pendant le séchage……………………………………………………….. 58
IV-1. 2. Taux de cendres…………………………………………………………………. 60
IV-1. 3. Masse volumique de la propolis brute ………………………………………….. 61
IV-1. 4. Point de fusion…………………………………………………………………... 63
IV-2. Résultats d’analyses chimiques…………………………………………………... 64
IV-2. 1. Détermination de pH de la propolis…………………………………………….. 64
IV-2. 2. Détermination de l’acidité titrable de la propolis brute………………………... 65
 Corrélation entre le pH et le pourcentage de l’acidité…………………………….. 66
IV-3. Résultats de l’évaluation de l’activité anti-oxydante ………………………………. 67
IV-3. 1. Pouvoir réducteur………………………………………………………………... 67
IV-3. 2. Activité anti-radicalaire au radical DPPH………………………………………. 71
 Corrélation entre le pouvoir antiradicalaire et le pouvoir réducteur………………. 74
IV-4. Quantification de quelques composés principaux de la propolis…………………… 75
IV-4. 1. Teneur en polyphénols et flavonoïdes……………………………………………. 75
IV-4. 1.1. La teneur en polyphénols …………………………………………………… 76
 Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir réducteur………... 78
 Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir anti-
radicalaire…………………………………………………………………………. 97
IV-4. 1. 2. La teneur en flavonoïdes……………………………………………………… 81
 Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux…………… 84
 Corrélation entre la teneur en flavonoïdes et les activités antioxydantes de la
propolis …………………………………………………………………………… 85
IV-4. 2. Dosage de la vitamine C………………………………………………………. 85
 Corrélation entre le teneur en acide ascorbique et les activités antioxidantes de la

propolis…………………………………….……………………………………… 87
IV-4. 3. Détermination de la teneur en sucres……………………………………………. 88
IV-4. 4. Teneur en protéine soluble……………………………………………………….. 90
IV-4. 5. Taux de l’azote total……………………………………………………………... 91
IV-5. Extraction des composées de la propolis………………………………………….. 92
IV-5. 1. Etude de taux d’extraction par des différents solvants…………………………. 92
IV-5. 1.1. L’extraction à froid…………………………………………………………… 92
IV-5. 1. 2. L’extraction à chaud…………………………………………………………. 92
IV-5. 2. L’influence du temps de contacte sur le taux d’extraction……………………... 94
IV-5. 3. Optimisation de l’extraction des principes actifs de la propolis par combinaison
de mélange de solvants …………………………………………………………………. 95
IV-6. Résultats d’analyse de la composition de l’extrait de propolis……………………. 102
IV-6. 1. Analyse de la composition chimique de l’extrait éthanolique de la propolis par
chromatographie sur couche mince (CCM)……………………………………………….. 102
IV-6. 2. Résultats de la caractérisation des extraits de propolis par la résonance
magnétique et nucléaire (R M N)…………………………………………………………. 107
IV-6. 3. Composition de la propolis en Métaux ………………………………………... 111
IV-7. Etude de la composante principale…………………………………………………. 113
IV-7. 1. Présentation des données………………………………………………………… 113
IV-7. 2. Analyse de la composante principale (ACP) globale…………………………….. 115
IV-7. 3. Analyse ACP proprement dite…………………………………………………. 116
IV-7. 3.1. Détermination des valeurs propres……………………………………………... 116
IV-7. 3.2. Qualité de la représentation des variables……………………………………… 117
IV-7. 3.3. Etude des liaisons entre les variables…………………………………………... 119
IV-7. 3.4. Représentation des individus dans les nouveaux axes…………………………. 120
Conclusion………………………………………………………………………………... 121
PARTIE
BIBLIOGRAPHIQUE
INTRODUCTION
GENERALE
Introduction générale
A l’époque d’Aristote, la propolis était appelée les larmes des arbres [1]. En effet,
c’est une substance naturelle résineuse collectée par les abeilles soit sur des bourgeons
d’arbres tels que le peuplier, le chêne, l’aulne, etc, soit sur des conifères, amalgamée à une
sécrétion salivaire des abeilles [2;3;4;5]. Elle a une odeur balsamique et une couleur variable
selon ses origines végétales, elle varie du jaune clair au brun très foncé presque noir. [2].
Généralement, elle est constituée de 40 % à 50 % de résine de baume (composée de

flavonoïdes et d’acides phénoliques ou de leurs esters), 20 à 30 % de cire (mélange de cire
vert d’origine végétale et de cire d’abeille), 5 à 10 % d’huiles essentiels, 5 % de pollen et 5 %
de matières diverses (organiques et minérales) [1 ; 2 ; 6 ; 7 ; 8 ; 9]. Le fractionnement de la
propolis pour l’identification de ses composées est très difficile à cause de sa nature complexe
[10]. On peut la séparer en deux fractions, suivant sa solubilité (partie balsamique) ou pas
dans l’éthanol.
Ce produit de la ruche est très précieux en raison de ses propriétés antioxydantes [11 ;
12 ; 13 ; 14], antibactériennes [3 ; 11 ; 14 ; 15], antivirales [3 ; 11], anticancers [11] et
thérapeutiques liées a sa composition en polyphénols et flavonoïdes. A cet effet, la propolis
est extensivement utilisée dans l’industrie alimentaire, la médecine, la cosmétologie et en
médecine vétérinaire. [2].
Cette étude est réalisée afin de pouvoir identifier les caractéristiques physico
chimiques de la propolis Algérienne, et d’exploiter ses vertus. Elle a été motivée par :
- La volonté de valoriser un sous produit de la ruche ;
- La nécessité d’analyser un produit local, et d’établir sa carte d’identité en déterminant ses
caractéristiques physico chimiques;
- Avoir une connaissance des éléments chimiques présent dans la propolis Algérienne, afin
d’améliorer sont utilisation ;
- La mise à la disposition des populations d’un produit naturel, présentant une activité
thérapeutique inestimable ;
- déterminer l’influence de la région pédoclimatique, ainsi que la race d’abeille sur la
composition de la propolis.
1
Notre document sera donc composé de quatre chapitres, initié par une recherche
bibliographique sur un abrégé de l’histoire et l’étymologie de la propolis d’abeille, ainsi que
son utilisation au cours des siècles et ses activités biologiques. Le deuxième chapitre élucide
la composition complexe de la propolis, la classification de ses composés, ainsi que les
résultats de la composition chimique des différents travaux qui ont été réalisés dans ce sens.
La partie pratique est subdivisée en deux chapitres, le premier (3ème chapitre) présente les
méthodes et les techniques utilisées pour la réalisation de ce travail à savoir :
 Les analyses physico-chimiques des différents échantillons de propolis;
 Evaluation de son activité antioxydante par la détermination du pouvoir
réducteur ainsi que l’estimation au moyenne de DPPH de la capacité des
extraits éthanolique de la propolis à piéger les radicaux libre ;
 Quantification de quelques familles de ses principaux composés tels que les
polyphénols, les flavonoïdes, des sucres et des protéines ;
 Etude des taux d’extraction par différents solvants organiques : essai de
l’optimisation et modélisation de l’extraction en utilisant un mélange de
solvants ;
 Analyse de la composition chimique des extraits de propolis par la résonance
magnétique et nucléaire (RMN de proton), et par chromatographie sur couche
mince (CCM) ;
 Détermination du profil en minéraux par la spectrométrie d’absorption
atomique des différents échantillons de propolis.
Enfin, le quatrième chapitre discute les résultats obtenus dans cette étude.
2
CHAPITRE I :

Chapitre I Généralités sur la propolis
Chapitre I
Introduction
La propolis est certainement un produit à ne pas négliger vu son importance comme

matière première qui croît de jour en jour surtout dans le domaine de la médecine. Des fois, la
question reste à poser : peut-on trouver dans la nature un produit plus extraordinaire que la
propolis? Elle assure la protection du bourgeon de l’arbre, puis protection de la ruche, et enfin
protection de l’homme.
Les abeilles spécialisées récoltent des substances résineuses, sur les bourgeons de
certains arbres [16]. Elles les mélangent avec les secrétions de leurs propres glandes, de la cire
et de pollen, et utilisent ce produit qu’on appelle "la propolis" au colmatage de fissures et au
lissage de surfaces rugueuses à l’intérieur de la ruche. C’est donc une sorte de mastic
particulièrement collant et robuste [17 ; 18].
La récupération de ce produit est relativement facile, il suffit de gratter les cadres ou
des grilles spéciales placées dans la ruche [19].
La propolis joue un rôle important dans la médecine par ses innombrables vertus dont
on peut citer ses effets bactéricides (contre un grand nombre de bactéries différentes, en
particulier contre les agents pathogènes tels que les Bacillus cereus, Bacillus subtilis,
staphylococcus aureus et Echerichia faecalis [19 ; 20 ; 21 ; 22 ; 23 ; 24], Antiinflamatoires
[25], fongicides [3], antivirals [26] (surtout contre le virus de l’herpès) et cytotoxiques [27 ;
28].
I.1. Définition et Etymologie
La propolis, qu’on appelle aussi la colle d’abeille est le nom générique de la substance
résineuse recueillie par les abeilles à partir de plantes variées telles que les peupliers,
bouleaux, saules, conifères, etc [1; 7; 29].
Les abeilles l’utilisent à l’entrée de leurs ruche pour en protéger l’accès, c’est ce qui
indique son étymologie Grecque « Pro » signifiant devant ou défense, et « Polis » signifiant
la cité [30]. Une autre étymologie Latine a également été avancée venant de l’adverbe « Pro »
qui veut dire dans le but et le verbe « Polis » qui signifie enduire [31].
3
Donc, en résumé, nous pouvons affirmer que la propolis est une substance visqueuse
et fortement adhésive qui couvre les bourgeons et la résine des conifères (Fig. I-1), récolté
par l’abeille et amalgamée peut être à une sécrétion salivaire de ces dernières [18]. Elle est
employée par les abeilles pour sceller les trous et protéger l’entrée contre les intrus. Elles se
servent aussi de cette substance pour momifier les petits rongeurs morts à l’intérieur de la
ruche. Comme elles n’ont pas la force de les transporter à l’extérieur, elles les embaument
pour éviter leur putréfaction [32].
Tous les apiculteurs connaissent cette matière résineuse. Dés que l’on ouvre une ruche,
on en a aussitôt plein les doigts, et il est bien difficile de se débarrasser de cette substance
gommeuse [32].
Fig. I-1 : propolis brute provenant de la montagne

Algérienne.
I.2. Histoire de la propolis

La propolis est anciennement beaucoup moins connue que le miel, ses propriétés
médicinales étaient déjà mises à profil vraisemblablement plusieurs millénaires avant notre
ère. Plus tard, les Perses, les Grec, les Romains et même les Incas l’ont utilisé [17].
Au cours du 1er siècle avant J. C., le célèbre savant Latin Varron en fait état dans ses
travaux ainsi que le poète Virgil dans ses écrits. A Rome, la propolis était très recherchée où
elle se vendait plus cher que le miel. Chaque légionnaire Romain en possédait une petite
quantité sur lui au moment des compagnes militaire [1 ; 17].
4
Puis au 2ème siècle, c’est au tour du médecin Galien d’en faire mention dans ses
traités. Au XIe siècle, le philosophe et médecin Iranien Abu Ali Iben Sina connu sous le nom
d’Avicenne note à son propos « la propolis a la qualité de faire éliminer les pointes de flèches
et les épines, nettoie facilement et amollit fortement » [1].
Connues des Incas chez lesquels elle était utilisée dans le cadre des infections fébriles,
elle est retrouvée également dans les livres de médecine de Géorgie à partir du 12ème siècle.
En France, ce n’est qu’au début de 18ème siècle que le terme de propolis apparaît dans
les écrits d’Amboise (chirurgien d’Henri II, de François 1er, de Charles IX ainsi que d’Henri
III). A la fin du 19 ème siècle, on trouve quelques traces de son usage dans les traitements des
plaies, mais c’est surtout à l’occasion de la guerre de Boers en Afrique du Sud qu’elle connaît
son apogée d’utilisation grâce à ses propriétés désinfectantes et cicatrisantes [1; 17].
A la fin de 21ème siècle, un important marché de la propolis existe en Russie et en
Allemagne, c’était un remède populaire qui prétendait soigner tous les maux. On l’employait
surtout en usage externe comme anti-infectieux, cicatrisant, adoucissant et anti-inflammatoire
sous forme d’onguent d’emplâtre, de lotion et de fumigation [1].
Lors de la dernière guerre mondiale, la propolis a été expérimentée dans des cliniques
Soviétiques.
Les applications de ce fameux produit sont de même très intéressantes dans la
médecine vétérinaire empirique pour le traitement des hémorragies et des plaies de toute
nature.
Son utilisation donc, sans avoir été permanente, s’est maintenue au fil des siècles et est
à nouveau redécouverte de façon relativement récente par de nombreux chercheurs qui
s’attachent et s’efforcent progressivement, depuis quelques années, d’expérimenter
scientifiquement l’ensemble des données empirique de ce produit.
5
I.3. Provenance de la propolis

Depuis les temps les plus anciens, les apiculteurs se sont aperçus que les abeilles
récoltaient la résine des bourgeons de divers arbres et en particulier celle du peuplier.
Cette ancienne hypothèse de l’origine externe de la propolis à été remise en question
au début de siècle, et certains spécialistes estiment pour leur part que certaines variétés de
propolis sont d’origine interne ou mixte [1].
 Théorie de l’origine interne : Selon KUSTENMACHER, la propolis est un résidu
issu de la première phase de digestion du pollen dans un petit organe situé entre le
jabot et l’intestin moyen appelé le gésier à pollen. La propolis serait ensuite régurgitée
par l’abeille. La présence d’enveloppe de grains de pollen et de soie d’abeilles
appuyait cette théorie.
Cependant des grandes divergences de composition chimique entre le pollen et la
propolis rendent cette hypothèse peu vraisemblable.
 Théorie de l’origine mixte : Dans les années trente, PHILIP [1], affirme qu’il existait
deux types de propolis. La véritable propolis est élaborée à partir du pollen dans le
proventricule. Il lui attribua le rôle principal qui consiste à vernir l’intérieur des
alvéoles avant la ponte de la reine. La propolis provenant des arbres est utilisée a des
fins moins importantes telles que le rétrécissement du trou de vol ou l’embaumement
de prédateurs.
On pense actuellement que la propolis trouvée dans la ruche est en grande partie,
constituée par les résines recueillies sur les bourgeons de certains arbres, il s’agit de
Peuplier surtout et aussi de Châtaigniers, Marronniers d’Inde, Sapins, etc [33].
 L’origine botanique de la propolis
La propolis est un complexe d’une série de substances résineuses gommeuses. Elle est
recueillie principalement par les abeilles à partir de plantes, arbres, de bourgeons
d’arbres [28; 33].
Il est bien connu qu’en Europe et dans les régions au climat tempéré. Les abeilles
récoltent ses précieuses substances sur les bourgeons de Peupliers, les Bouleaux, les
Aulnes, les Marronniers d’Inde, les Frênes, les Saules, les Epicéas et les Chênes,
etc.[7]. Dans les autres régions, il existe d’autres plantes à part celles citées avant telles
que la Macaranga Tanarius (Fig. I-2) en Okinawa [33]. La provenance de la propolis
dépend de la région, de la flore botanique qui se situe à proximité immédiate des
ruches et aussi aux préférences de l’abeille (Tableau I-1) [28].
6
Tableau I-1 : La source botanique de la propolis selon les différentes régions.

Genre et / ou espèces Région géographique Référence
Peuplier (Populus nigra, Populus italica, Populus Bulgarie [3 ; 33]
tremula)
Peuplier (Populus nigra) Albanie [33]
Peuplier (Populus suaveolens) Mongolie [3 ; 33]
Peuplier (Populus fremontii) USA (Mainland) [3]
Plumeria (Plumeria acuminata, Plumeria USA (Hawaiian [3]
acutifolia) Islands)
Peuplier (Populus euramericana) United Kingdom [3]
Bouleau (Betula sp.), Peuplier (Populus sp), Pin Hungary [3]
(Pinus sp), Prunus sp, Acacia.
Bouleaux (Betula sp), Aulnes (Alnus sp). Poland [3]
Clusia(Clusia sp), Delchampia sp Région Equatorial [3, 33]
Clusia (Clusia minor et Clusia major) Venezuela [3]
Xanthorrhoea (Xanthorrhoea sp) Australie [29]
Peuplier (Populus sp), Bouleaux (Betula sp), La Zone tempérée Du [29]
Orme (Ulmus sp) et les Conifères. Nord
Romarin des champs (Baccharis dracunculifolia), Brésil [24; 34;35;36]
Peuplier (Populus sp),
Peuplier (Populus sp), Eucalyptus (Eucalyptus sp) Turkie [24]
et le Châtaignier (Castanea sativa).
Bouleaux (Betula Verrucosa) Russie [34 ; 36]
Mahang (Macaranga tanarius) Okinawa [33]
Eucalyptus (Eucalyptus sp), Bouleaux (Betula sp), Uruguay [24]
peupliers (Popolus sp), Saule (Salix sp).
7
Fig.I-2 : Plante de Mahang (Macaranga

tanarius) [33].
Origine de la propolis algérienne
Selon la flore botanique disponible en Algérie, on peut déduire que notre propolis est
d’origine soit du pin (Pinus sp) (Fig. I.3.a) qui occupe les zones semi arides, le chêne (chêne
liège et chêne zeen) (Fig. I.3.b) qu’on trouve au nord-est du pays, châtaignier (Fig. I.3.c),
Cyprès (Cupressus sp)(Fig. I.3.d), casuarina, et le peuplier (Populus sp).
D’après une étude faite sur la propolis algérienne, récoltée dans quatre régions
(Tlemcen, Guelma, M’sila et Tzi-Ouzou) (Tableau N° I-2), nous pouvons conclure que : les
échantillons analysés ont comme source principale le Peuplier (Populus nigra) avec la
participation d’autres espèces. Sauf pour l’echantillon de Tizi-Ouzou, car on remarque
l’absence de Pinocembrin, Pinobanksin, Chrysin et Galangin [37].
8
Tableau N° I-2 : Comparaison entre la composition de Peuplier (Populus nigra) et celle de la

propolis [37].
Propolis standard de
Composés Tlemcen Guelma M’sila Tizi-Ouzou
peuplier nigra
Pinocembrin 4,2 – 12,4 5,9 6,9 9,5 0,2
Pinobanksin 1,7 – 6,2 3,9 3,0 3,5 0,6
Chrysin 5,9 – 12,2 7,5 6,9 1,9 0,4
Galangin 6,6 – 10,3 8,5 6,9 1,9 0,4
Pentenyl cafféate 0,7 – 7,5 4,7 2,1 1,8 0,3
Benzyl cafféate 1,7 – 5,3 4,9 1,4 1,2 1,2
Acide diterpenique / 2,0 8,6 20,1 9,1
Résine
secrétée
par le
tronc du
pin
Fig. I.3.a: pin (Pinus sp).
9
Chêne liège Chêne zeen

Fig. I.3.b : Chêne.
Résine du
sapin
Fig. I.3.e : Cyprès (Cupressus sp).
Fig. I.3.c : Châtaignier
Fig. I.3 : Quelques plantes source de la propolis en Algérie.
10
I.4. la récolte de la propolis

La récolte de la propolis s’effectue d’abord par les abeilles et ensuite par l’homme
[17].
I.4.1. La récolte de la propolis par les abeilles.

La récolte de propolis est faite par un nombre relativement restreint d'abeilles
ouvrières butineuses, qui se trouvent dans la dernière partie de leurs existences [17]. Ces
ouvrières sont certainement très spécialisées dans cette activité puisqu'elles ne semblent
pratiquement effectuer aucun autre travail au sein de la colonie, si ce n'est un travail en
relation directe avec cette récolte, à savoir le colmatage à l'intérieur de la ruche [17].
a. les procédés de récolte

La récolte de la propolis par les abeilles s’effectue suivant quatre étapes :
 A l’aide de ses antennes, l’abeille repère un morceau de propolis, puis avec ses
mandibules elle en détache un fragment en s’aidant parfois de ses pattes
antérieures ;
 Le morceau de propolis modelé par les mandibules est pris avec les pattes
antérieures ;
 Celui-ci est alors transféré aux pattes du milieu ;
 Par un mouvement rapide la propolis est finalement déposée dans la corbeille
des pattes postérieures, où elle est transportée jusqu’ à la ruche [1, 17].
Toutes ces opérations demandent du temps mais se passent avec beaucoup de dextérité
de la part de l'abeille qui n'est pas gênée du tout par la manipulation de ce matériau gluant, ce
qui laisse donc supposer qu'elle est à même de se protéger sur ce plan par une sécrétion
adaptée à la situation.
Au retour à la ruche, la butineuse de propolis est déchargée de sa récolte par d'autres

ouvrières, soit au trou de vol, soit le plus souvent à l'endroit même où la substance est utilisée.
Cette opération assez longue qui peut durer d'une à plusieurs heures [17].
11
b. Les conditions de récolte

Cette récolte ne répond pas à des règles bien définies et constantes, elle dépend de
nombreux facteurs, parmi lesquels nous pouvons dégager et analyser les plus notables [1 ;
17] :
 L’âge de l’abeille : il semble que ce soient les abeilles les plus âgées donc les plus
expérimentées qui récoltent la propolis. L’étude histologique montre que leurs
glandes cirières sont totalement atrophiées, l’âge minimal est de dix-huit jours ;
 La race : la tendance à propoliser dépend de la race d’abeille. Il est reconnu que

l’abeille grise des montagnes appelée encore Caucasienne (Apis mellifica
caucasia) et certaines autres races d'Asie Mineure (celle d'Anatolie centrale en
particulier) propolisent en général davantage que les autres, c’est le cas de l’abeille
carniolienne (Apis mellifica carnica) et l’abeille Tellienne (Apis mellifira) [38].
Mais dans de nombreux autres cas, les données d’information en ce qui concerne
ce facteur sont encore insuffisantes pour établir des comparaisons précises;
 La saison : la récolte a lieu, soit, en début de printemps, mais le plus souvent à la

fin de la miellée, ou à l’approche d’automne au moment où la colonie commence
ses préparatifs d’hivernage ;
 Le climat (dont la température): les abeilles récolteuses de propolis déploient

en général leur activité au cours des journées chaudes (température le plus souvent
supérieure à 20°C) et en outre, pendant les heures les mieux exposées, à cette
chaleur (soit entre 10 h et 15 h 30 en moyenne), ceci du fait que les substances
ramassées sont trop dures pour être exploitées en dehors de ces horaires;
 La géographie : c'est ainsi, entre autres, que les ruches situées dans les régions
boisées propolisent davantage que les ruches de plaine.
12
I.4.2. La récolte de la propolis par l’apiculteur

La propolis peut être récoltée selon des techniques diverses :
 Par raclage et grattage des cadres (fig. I-3) ou des parois de la ruche, de préférence a
une température assez basse, la propolis, alors dure et friable, se détachant mieux ;
 Par des grilles spécialement conçues à cet effet. Ce procédé donne une propolis de
meilleure qualité [1].
On élimine les déchets les plus grossiers et elle est ensuite dissoute à froid dans l’alcool
éthylique à 70 % ce qui permet l’élimination de la cire [17].
Fig. I-4 : Raclage de la propolis sur les

cadres de la ruche.
I.5. Utilisation de la propolis

I.5.1. Utilisation de la propolis par les abeilles
A l’intérieur de la ruche, la propolis sert de mastic de ciment ou de baume. Les
abeilles l’emploient pour : [32]
- Assurer une meilleure isolation thermique ;
- Obturer les fissures ;
- Réduire l’ouverture de trou de vol dans les régions à climat froid ; (Fig. I-4)
- Recouvrir les corps étrangers (souris, cétoines, frelons…..etc.) qu’elles ne peuvent pas
évacuer ;
- Réparer les rayons et renforcer les minces parois des alvéoles en l’incorporant à la
cire que l’abeille sécrète ;
- Stériliser les alvéoles avant la ponte.
13
Fig. I-5 : Les abeilles réduisent le trou de vol avec de la propolis [6].
I.5.2. Utilisation de la propolis par l’homme

La propolis est largement utilisée dans plusieurs domaines tels que :
a- Cosmétique
La propolis et ses extraits ont été largement utilisés dans la dermatologie et la
cosmétique [39]. Ses effets sur la régénération et la rénovation des tissus ont été bien étudiés.
Avec ses caractéristiques bactéricides et fongicides, elle offre de nombreux bénéfices dans
diverses applications [6].
b- Médecine
La propolis est utilisée dans divers traitements tels que :
 les problèmes cardio-vasculaires ;
 appareil respiratoire (pour diverses infections) ;
 soins dentaires ;
 les ulcères ;
 les infections des muqueuses et les lésions;
 le cancer.
Elle est utilisée aussi dans le soutien et l’amélioration du système immunitaire [6; 40].
14
c- Technologie alimentaire
Les activités anti-oxydantes, antifongiques et antibactériennes de la propolis lui offre
une place de choix dans ce domaine. Les résidus des propolis semblent avoir un effet
généralement bénéfique sur la santé humaine. Cependant, seulement très peu d’études ont été
faites sur les effets secondaires possibles sur la plus grande consommation des propolis.
D’après la littérature, certains composants identifiés dans les propolis peuvent être très
préjudiciables à la santé humaine [6].
La propolis peut être utilisée comme préservatifs en matériel d’emballage de
nourriture [41]. Elle est aussi utilisée pour la prolongation de la vie d’entreposage en
congélation des poissons [17].
I.6.Propriétés Pharmacologiques: la propolis possède un large spectre d’activité biologique.
I.6.1. Propriétés anti-infectieuse

Elle présente des propriétés antimicrobiennes (antibactériennes, anti-fongiques, anti-
parasitaires et antivirales) et probablement immunostimulantes : elle active les fibrocytes et
inhibe l’histaminosécrétion des mastocytes [19].
Le mécanisme d’action n’a pas pu être mis en évidence, il semble être multifactoriel.
a- Activité antibactérienne
Ces propriétés sont étendues et importantes sur de nombreuses souches bactériennes.
La première étude dans ce sens à été réalisé par White en 1906, cité par [1] qui montra
que l’intérieur de la colonie d’abeilles était à peu prés dépourvue de micro-organismes. Il
n’étudia pas la propolis mais il remarqua que les rayons de cire contenaient très peu de
bactéries contrairement à toutes attente, or, il se trouve que les rayons sont recouverts d’une
mince pellicule de propolis, c’est donc elle seule qui est en contact avec le milieu de culture.
La propolis est bactéricide efficace pour les germes comme Bacillus cereus, Bacillus
subtilis, Staphylococcus aureus, Streptococus oygenes, Escherchia faecalis, Escherchia coli,
Salmonilla typhimurium, Listeria innocua, Candida albicans, Candida tropicalis, Candida
krusei, et enfin Pseudomonas aeruginos [24; 42; 43; 44; 45].
On attribue cette activité au groupe de flavonoïdes en particulier la galangine qui

semble avoir un effet anti-staphylococcique très important [19], mais aussi aux acides
caféique, férulique, gallique et salicylique.
15
La propolis est souvent nommée « antibiotique naturel ». Un grand nombre d’études ont
montré les résultats suivants :
 La propolis de l’Argentine a montré un effet positif contre Staphylococcus aureus,

ainsi que sur Escherichia coli (ATCC 25922) [46; 47];
 La Salmonella Typhimurium a été inhibée par la propolis du Brésil et de la
Bulgarie [48; 49];
 la propolis de la région de la Grèce a montré un effet positif sur un nombre important
des germes (Tableau I-2) [50].
Tableau I-3 : La concentration minimale d’inhibition de la propolis de la Grèce sur certains

germes (MIC : mg /ml).
Staphylococus Staphylococus Pseudomonas Enterobacter Escherichia Candida Candida
aureus epidermidis aeruginosa cloacae coli albicans tropicalis
Nord
6,80 5,60 5,70 5,80 4,90 5,70 4,30
east
Centre
5,30 7,20 6,90 7,90 3,80 5,40 5,10
west
Nord
6,50 6,40 7,10 7,90 3,90 5,90 5,50
west
b- Activité antifongique
La propolis a une activité antifongique importante, c’est ce qui permet aux cadavres
présents dans la ruche dont les abeilles ne peuvent se débarrasser de ne pas moisir [1].
Elle a des effets antimycosiques, contre les germes appartenant au genre Candida et
contre les levures. Elle s’est montrée efficace dans l’infection à la Giardia lamblia
(oxyurose) comme la métronidazole [19].
Il existe cinq constituants de la propolis possédant une activité antifongique

significative, il s’agit du Pinobanksol-3-acétate, du Pinocembrine, de l’acide coumarique et
de l’acide caféique [1].
16
c- Activité antivirale
Il y a peu d’études qui ont été réalisée sur l’activité antivirale de la propolis [3]. Mais
la propolis provenant du Brésil s’est montrée active contre le virus de la grippe (A et B en
particulier). L’ester Phényléthylique de l’acide Caféique (CAPE) est un des plus puissants
agents anti-intégrase de VIH. La propolis est également anti-herpétique [19; 51].
I.6.2. Propriétés anti-oxydante et anti-radicalaire
Des extraits enrichis en flavonoïdes et en polyphénols issus de la propolis présentent

des propriétés anti-oxydantes très importantes par inhibition de la lipoperoxydation de l’acide
Linoléique [19; 52]. L’activité anti-radicalaire est mise en évidence vis-à-vis du radical
DPPH. C’est la fraction la plus concentrée en flavonoïdes qui réduit le mieux les radicaux
libres en protégeant les lipides et autres substances comme la vitamine C. C’est pour cette
raison qu’on recommande la prise de la propolis au même temps que l’acide ascorbique [53].
I.6.3. Propriétés anticancéreuses
Elle a un effet cytotoxique qui permet d’inhiber les cellules tumorales Hela avec une
CI50 de 7,45 g/ml. La propolis verte du Brésil fait l’objet de plusieurs recherches, au Japon
entre autres, pour ses propriétés anticancéreuses [19; 54].
I.6.4. Propriétés anti-inflammatoires
L’extrait de propolis et le CAPE qu’elle contient inhibent l’œdème induit par la

carragénine et par l’arthrite [19; 55].
La propolis, par ses flavonoïdes, retarde l’inflammation de la pulpe dentaire qu’elle

protège en la chapotant et simule la réparation de la dentine. Cet effet est utilisé dans
l’inflammation de la gencive [3].
I.6.5. Propriétés digestives
Elle est inhibitrice des spasmes des voies digestives. Elle protège l’estomac contre des
lésions induites par l’éthanol. L’extrait de propolis agirait en inhibant la lipoxygénase et
protège la muqueuse gastrique du stress oxydatif.
L’ester phényléthylique du CAPE de la propolis atténue les symptômes de la colite

induite par le peptodoglycane-polysaccharide bactérien en inhibant les NF-KappaB produites
dans les macrophages, réduisant ainsi la production de cytokines pro-inflammatoires [19].
17
I.6.6. Autres propriétés
Beaucoup d’autres propriétés biologiques et pharmacologiques des propolis ont été

décrites par divers auteurs, y compris la régénération des tissus, l’activité hepatoprotoctive,
action immunomodulatrice, etc [3].
18
CHAPITRE II :
Caractéristiques physico-
chimiques de la propolis
Chapitre II Caractéristiques physico-chimiques de la propolis
Chapitre II
Caractéristiques physico-chimiques de la propolis
Introduction
La caractérisation physico-chimique de la propolis est très importante pour
l’obtention d’un produit de qualité standardisé, tel que le réclame le marché.
La variété des sources de propolis a, bien évidement, une influence sur sa composition.
Plus de 150 constituants ont déjà été mis en évidence et identifiés, sans compter les
substances insolubles dans les solvants organiques. Cette liste de noms et de formules est
cependant encore très incomplète [1].
La propolis est récoltée sur une grande variété d’arbres et d’arbustes. Chaque région et
chaque colonie, semble avoir ses propres sources de résine préférées. Ce qui explique la
grande variation de la couleur et de l’odeur de la propolis ainsi que sa composition [6].
Une étude Cubaine suggère que la résine récoltée est partiellement métabolisée par
l’abeille, en ajoutant sa salive pendant qu’elle la transporte à la ruche [6]. Une autre étude
confirme que l’abeille modifiait la propolis par le Glucodiase, Enzyme sécrété par les glandes
hypopharygiennes aux cours de la collecte. Cette modification enzymatique provoque
l’hydrolyse des composés phénoliques tels que les flavonoïdes hétérosides qui seront
transformés en flavonoïdes aglycones et en sucres [5].
II.1. Propriétés physiques de la propolis

II.1. 1. Caractéristiques organoleptiques
La propolis est une substance résineuse, d’aspect hétérogène qui présente les
caractères suivants :
 Couleur : Elle varie selon sa provenance, allant de jaune clair au brun très
foncé, presque noire en passant par toutes les gammes des bruns (brun jaune,
brun vert et brun rouge).
 Saveur : Elle est souvent amère et âcre.
 Odeur : Elle a une odeur variable suivant son origine, en général, arôme
agréable douceâtre, mélangé à celui de miel, de la cire et d’autres produits
(cannelle, vanille,etc…) [2].
19
II.1.2.Consistance
La propolis est une substance de consistance variable suivant la température :
- A 15 °C elle est dure et friable ;
- A 30 °C elle est molle et malléable. Entre 30 °C et 60 °C elle est
coulante et gluante.
Le point de fusion est variable, il se situe vers 60 à 70 °C en moyenne mais peut

atteindre 100 °C et plus [6].
II.1.3. Solubilité
La propolis d’abeille est soluble de façon partielle dans l’Alcool, l’Acétone, l’Ether,
le chloroforme, le benzène, le trichloréthylène…etc. seul un mélange adéquat de différents
solvants permet de dissoudre la quasi-totalité de ses composants.
La partie insoluble est constituée de tissus végétaux, de grains de pollen, de débris de cuticule
et de soie d’abeille …etc [1].
II.1.4. Densité
Elle est de l’ordre de 1,2 en moyenne.
II.2. Composition de la propolis brute

Elle est variable selon l’origine botanique [56; 57; 58] (La variété des sources de
propolis a bien évidemment une influence sur sa composition), elle dépend du type des
plantes accessible aux abeilles [6]. La race d’abeille influence également cette composition,
d’après les résultats qui ont été trouvés par une analyse chromatographique associée à une
spectrométrie de masse (CG/MS) [43], il a été trouvé une certaine différence de composition
de la propolis récoltée par trois races d’abeilles (Apis mellifera anatolica, Apis mellifera
carnica et Apis mellifera caucasica).
Généralement, elle est constituée de 40 à 50 % de résine, de baume composé de
flavonoïdes et d’acides phénoliques ou de leurs esters, 20 à 30 % de cire (mélange de cire
verte d’origine végétale et de cire d’abeille), 5 à 10 % d’huiles essentiels, 5 % de pollen et 5
% de matières diverses (organiques et minérales) [2; 6;7].
La liste des principales classes des composés chimiques de la propolis est illustrée
dans le tableau suivant :
20
Tableau N° II-1: composition moyenne de la propolis.
Composition en ordre Composants par groupes Références

Résines 45 – 55% - [59]
Flavonoïdes - [60]
, acides phénoliques et leurs esters - [61]
Cire et acides gras 2O -30 %
- [62]
La cire d’abeille et des plantes
Huiles essentielles 10 %
- [2]
Produits volatiles
Pollen 5%
Protéines (6 acides aminés libres > - [63]
1%) arginine et proline jusqu’à
46% du totale
Autres composés et 5%
minéraux 14 traces de minéraux, silice, fer et
- [59]
zinc sont les plus communs.il y a
- [64]
aussi : Au, Ag, Cs, Hg, La, Sb ;
Acide Benzoïque et ses esters,
vitamines, sucres, Cétones,
Lactones, ……..etc
II.3. Composition de la propolis purifiée

Selon la littérature, on a pu identifier jusqu'à 150 constituants différents qui font de la
propolis une véritable usine de produits chimiques [3; 13].
L’inventaire complet de ses substances serait fastidieux. Citons toutefois, plus de
quarante flavonoïdes (flavones, flavonoles, et flavanones), des acides aromatiques, des
esters aromatiques, terpanoïdes, acides aliphatique, autres matières organiques et
minérales et de nombreuses vitamines (dont la vitamine A et les vitamines du group B.
[2].
Les composés phénoliques (appelés aussi polyphénols) semblent les plus dominants
dans la composition de la propolis, en plus ce sont les principaux composés responsables
des activités biologiques de la propolis tels que l’activité antibactérienne [65], antivirale
[66; 67], et antioxydante [13].
Les polyphénols naturels sont des métabolites secondaires, ce qui signifie qu’ils
n’exercent pas de fonction directe au niveau des activités fondamentales de l’organisme
végétal, comme la croissance ou la reproduction. Ce sont des composés organiques
possédant un ou plusieurs noyaux aromatiques, auxquels sont directement liés un ou
21
plusieurs groupements hydroxyles libres ou engagés dans une fonction ester, éther ou
hétéroside [68].
La composition en polyphénols de la propolis diffère d’une région à une autre et d’une
race à l’autre comme il est illustré dans le tableau N°II-2.
Tableau N° II-2 : La composition des différentes propolis en polyphénols.
Provenance Polyphénols (mg équivalent de Références

l’acide gallique /g de propolis)
Santiago : - San martin 80 – 131 [69]
- Banda 115 -253
-Capital 86 – 209
- Figurau 71 - 130
Chine : - Yuman 64,7 ± 1,5 [70]

- Hubei 224 ± 5,5
- Hainan 246 ± 4,8
- Shandoug 265 ± 3,3
- Neimongole 284 ± 4,9
- Argentine 212 ± 9,2 [71]
- Brésil 120 ± 2,5
- Bulgarie 220 ± 2,5
- Sud Afrique 99,5 ± 4,4
- Uzbekistan 147 ± 6,7
D’après les études déjà réalisées, on peut classer les composants de la propolis dans
les groupes suivants :
 Les flavonoïdes ;
 Les acides aromatiques ;
 Les acides aliphatiques ;
 Les esters aromatiques ;
 Les Sucres ;
 Les Autres composés.
22
II.3.1. Flavonoïdes
Du latin flavus, jaune, ceux sont des substances généralement colorées très répandues
chez les végétaux, ce qui confirme la théorie qui dit que la propolis est d’origine végétale
[72].
Ils constituent un groupe de plus de 6000 composés naturels qui sont quasiment
universels chez les plantes vasculaires [73 ; 74]. Ils constituent des pigments responsables de
la coloration jaune, orange et rouge de différents organes végétaux [75].
Les flavonoïdes sont des composés qui possèdent un noyau flavone C15 (C6-C3-C6)
comme le montre la figure N°II-1. Il sont composés de deux cycles benzéniques (A et B)
reliés par le biais d’un cycle pyrone (oxygène contenu au niveau d’une pyrane). [76 ; 77].
Selon le degré d’oxydation du cycle «C», l’hydroxylation du motif flavone et la nature
du substituant au niveau du carbone C3, les flavonoïdes peuvent être classés en plusieurs sous
classes : flavonols (catéchines), flavones, isoflavones, flavanes, anthocyanines et
proanthocyanidines
Fig. II-1 : structure chimique commune des flavonoïdes [72].
Les flavonoïdes de la propolis sont devenues un sujet de recherche très intéressant dans
la médecine, ils possèdent de nombreuses propriétés tels que l’activité anti-inflammatoire,
antimicrobienne, inhibitrice de quelques enzymes, antioxydante et antiallergique.
Il est connu que la plupart des effets biologiques des flavonoïdes sont reliés à leur
activité antioxydante [73]. Les flavonoïdes possèdent une structure chimique idéale qui leur
confère une capacité à piéger les radicaux libres, et ils sont considérés comme les
23
antioxydants les plus efficaces in vitro même plus que les tocophérols et l’acide ascorbique.
[78]. L’activité antioxydante des flavonoïdes peut être exercée par 3 mécanismes différents :
1- Capture directe de radicaux libres : Les flavonoïdes possèdent une structure

chimique aromatique permettant une délocalisation électronique importante, donc une
stabilisation de leurs formes radicalaires. C’est pourquoi les propriétés antioxydantes des
flavonoïdes sont souvent associées à leur potentiel anti-radicalaire [79]. De nombreuses
études soutiennent le fait que l’activité antioxydante des flavonoïdes (FL-OH) est
essentiellement liée à leur capacité de réduire les espèces réactives de l’oxygène comme
les radicaux superoxydes, hydroxyles, peroxyles, et alkoxyles par transfert d’hydrogène
selon la réaction suivante [80] :
FL-OH +R• FL-O•+RH
Le radical flavonoxy (FL-O•) peut réagir avec un autre radical pour former une
structure quinone stable [79]. (Fig. II-2).
Fig. II-2. Formation de la structure quinone [80].
2- Interaction avec les ions métalliques : Les flavonoïdes sont connus pour leur capacité à
former des complexes stables avec les ions métalliques en particulier le fer et le cuivre et sont
alors capables d’inhiber la réaction de Fenton et ainsi la production de ROS (reactive oxygen
species) [81].
3- Inhibition de divers enzymes : Les enzymes qui peuvent être inhibées par les flavonoïdes
sont la xanthine oxydase, la lipo-oxygénase, les cyclo-oxygénase, et les nitriques oxydes
24
synthase (NOS) [81]. En outre, les flavonoïdes préviennent efficacement la peroxydation

lipidique puisqu’ils peuvent réagir avec la plupart des radicaux libres susceptibles d’arracher
un hydrogène sur le groupement CH2 situé entre les deux doubles liaisons des acides gras
polyinsaturés [82]. Ils sont donc de puissants inhibiteurs de l’oxydation des LDL [83].
La plupart des flavonoïdes identifiés dans la propolis sont englobés en trois groupes :
a- Flavanols et Flavones
Les flavanols se différencient des flavones par l’existence d’un OH en position 3, le
flavanole le plus répandu dans la propolis est le Pinocembrine, par contre on a pu
identifier plus de 30 flavones dont les plus importants sont : la Chrysine, la Galangine,
le Kaempferole, l’Apiginine, l’Apiginine-7-ether methylique, l’Izalpinine, le
Kaempfiride, le Kaempferole, la Quercetine, etc [3].
b- Chalcones et dihydrochalcones
Les plus repandues sont les Pinocembrines chalcone, le 2,4,6 trihydroxy-
dihydrochalcone, la 2,4-dihydroxy-4-methoxydihydrochalcone, le pinobanksine-3-
acetate chalcone, l’Alpineni chalcone, pinostrobine chalcone, Sakuranetine
chalcone, etc [3].
c- Flavonone
Les flavanones ou dihydro-2,3-flavones dérivent des flavones par disparition de la
double liaison de l’hétérocycle central [83]. Les plus répandus dans la propolis
d’abeille sont : la Narginine, la Pinobanksine, le Pinobankcine-3-acétate, le
Pinobankcine-3-butirate, le Pinobankcine-3-hexanoate, le 3,7-dihydroxy-5-
methoxyflavanone, le 2,5-dihydroxy-7-methoxyflavanone, etc [3].
D’après les travaux réalisés sur une propolis Iranienne [13; 85] on a pu identifier
plus de dix-sept flavonoïdes qui sont résumés dans le tableau N°II-3, [13].
25
Tableau N°II-3: Les flavonoïdes identifiés dans la propolis.
Nom des flavonoïdes %TIC
- 5-Hydroxy-7-Metoxy flavanone (pinostrobine) 0.51

- 5,7- Dihydroxy flavanone (pinocembrine) 2.62
- 2,6- dihydroxy-4-méthoxydihydro chalcone 0.07
- 5,6-dihydroxy-3-acetylooxyflavanone(pinobankcine-3-acetate) isomer 1 0.17
- 5,7-Dihydroxy-3-acetyloxyflavanone(pinobanksin-3-acetate)(isomer2) 2.29
- 5,7-dihydroxy flavone (chrysine) 0.3
- 3,5,7-trihydroxy flavanone (piobankine) 0.9
- 3,5,7-trihydoxy flavone (galangine) 0.06
- 2’,4’,6’- trihydoxy chalcone (pinocembrine chlcone) 0.13
- 3,5,7,4’-tetrahydroxy flavone (Kaempferol) 0.11
- 5,7- dihydroxy flavone (chrysine) 0.69
- 5,7’dihydroxy-3-propanoyloxyflavanone (pinobankcine-3-propanoate)
- 3,5,7- trihydroxy flavone (galangine) 0.17
- 5,7-dihydroxy-3-(iso)butanoyloxyflavanone (pinobankcine-3-
isobutanoate) 0.73
- 5,7-dihdroxy-3-(iso)pentanoyloxyflavanone (pinobankine-3-
isopentanoate) 0.05
- 5,7,4’-trihdroxy flavanone(naringenine) 0.04
- 3,5,7,3’,4’- pentahdroxy flavone (quercetine) 0.07
- Quercetine methyl ether 0.13
- 3,5,7,3’,4’- pentahydroxy flavone 0.12
0.15
Remarque : TIC : caractérise la substance mais il ne permet pas de quantifier.
26
D’autres travaux ont permet de quantifier les différents flavonoïdes présents dans des
propolis des diverses régions. [70] (tableau N° II-4)
Tableau N°II-4 : Quantité des flavonoïdes des propolis de diverses régions [70].
Quantité (mg/g) d’EEP
Composé A b c d e f g
Quercetine 2,2 4,8 4,7 1,5 4,4 _ 2,5
Pinobanksin 5-methyl ether 15,0 23,8 19,7 18,8 19,5 5,9 51,0
Apiginine 12,0 18,4 13,4 14,2 17,1 _ 14,8
Kaempferole 2,3 3,4 5,0 1,4 2,1 1,0 2,5
Pinobanksine 22,5 32,1 84,8 21,4 36,1 31,4 36,5
Chrysine 68,5 138,6 120,4 66,3 127,3 11,2 77,3
Pinocembrine 68,7 58,6 94,4 86,2 54,8 69,8 75,0
Galangine 32,5 42,5 45,6 37,7 39,6 18,9 48,8
Pinobanksin 3-acetate 56,3 79,7 41,2 63,7 52.5 7,7 80,0
-: pas detecté
a: Argentine, b: Australie, c: Bulgarie, d: Chili, e: Chine, f: Afrique de sud , g:
Uruguay.
27
La figure qui suit montre la structure des flavonoïdes qui ont été détecté par la CPG /SM.
Fig. N°II-3: Structure de quelques flavonoïdes identifiés par HPLC/SM dans la propolis [85].
28
II.3.2 : Acides aliphatiques

Parmi les acides aliphatiques qui ont été identifiés et reportés dans la littérature, on peut
citer plus de vingt acides relevés dans le tableau qui suit [3, 13] :
Tableau N° II-5 : les acides aliphatiques détectés dans la propolis.

Nom des composés % TIC
Acide 2-hydropropanoique (acide lactique) 0,08

Acide 2- hydroxybutanedoïque (acide maleique) 0,31
Acide trans butan-1,4-dioique (acide fumarique) 0,01
Acide butanedioique (acide succinique) 0,29
Acide nonaoïque (acide pelargonique) 0,01
Acide decanoïque (acide caprique) 0,02
Acide dodecanoïque (acide laurique) 0,02
Acide hexadecanoïque (acide palmitique) 0,54
Acide oléique 0,86
Acide octadecanoïque (acide stéarique) 0,28
Acide 2-hydroxy acétique 0,01
Acide 2, 3-dihydroxypropanoïque (acide glycérique) 0,01
Acide tetradecanoïque (acide myristique) 0,04
Acide heptadecanoïque 0,06
Acide 11-eicasonoïque 0,11
Acide 2, 3 ,4-trihydroxy butyrique (acide tetronique) <0,01
Acide octanoïque 0,01
Acide α-linolenique 0,1
Acide hydroxy malonique 0,02
Acide linoléique -
Acide oléique -
Acide stéarique -
TIC : c’est une valeur qui caractérise chaque composé, mais elle ne permet pas de les
quantifier (CG/MS).
29
La race d’abeille peut influencer la composition en acides aliphatique de la propolis de

la même région, comme le montre le tableau N° II-6. [86] ; ces résultats ont été obtenus par
une analyse CG/SM.
Tableau N°II-6 : Influence de la race d’abeille sur la composition en acide aliphatique de la

propolis.
Nom du composé Apis mellifera Apis mellifera Apis mellifera
anatolica carnica caucasica
Acide 9-octadicanoïque + (%TIC =38,98) + (%TIC = 38,93) + (%TIC = 38,93)
Acide hexadecanoïque + (% TIC = 33,60) + (%TIC = 33,57) + (%TIC = 38,93)
Acide decanoïque - + (%TIC =14,29) -
II.3.3. Les acides aromatiques [75]

Cette catégorie se subdivise en trois groupes :
 Les dérivés de l’acide benzoïque ;
 Les dérivés de l’acide benzaldéhydique ;
 Les dérivés de l’acide cinnamique.
a- Dérivés de l’acide benzoïque :

Les acides benzoïques ont une structure générale de C6-C1 dérivant directement de
l’acide benzoïque [75; 86] (Fig. N°II-4). Les variations des structures de différents acides
benzoïques se situent dans les hydroxylations et les méthylations du noyau aromatique [76].
Ce groupe comporte les composés résumés dans le tableau N°II-7, et leur structure
illustrée dans la fig. N°II-4. [2]:
30
Tableau N° II-7 : l’acide benzoïques et ces dérivés.

R1 R2 R3
Acide benzoïque H H H
Acide 4-hydroxybenzoïque H OH H
Acide 4-méthoxy benzoïque H OCH3 H
3,4dihydroxy benzoïque (protocatéchique) OH OH H
3,4,5 trihydroxy benzoïque (acide OH OH OH
gallique) OCH3 OCH3 H
3,4 diméthoxide benzoïque
COOH
1
6 2
5 3
4
R3 R1
R2
Fig. N° II -4 : la structure de l’acide benzoïque et ces dérivés. [2]
b- Dérivés de benzaldéhydiques :
Dès 1911, K. Dietriche [2] détecta des traces de vanilline et d’iso vanilline dans la
composition de la propolis récolté dans les régions apicoles d’U.R.S.S., ces composés
sont illustrés dans le Tableau N° II-8, et la figure N° II-5 :
CHO
Tableau N°II-8 : les composés benzaldéhydiques
1
6 2
R1 R2
5 3
Vanilline OCH3 OH
4
Iso vanilline OH OCH3 R1
R2
Fig. N° II-5 : la structure de
composées benzaldéhydiques
31
c- Dérivés de l’acide cinnamique :

Les acides cinnamiques ont une structure générale de C6- C3, les plus répondus chez
les végétaux sont l’acide p-coumarique (1), caféique (2), férulique (3) et sinapique (4) [76,
87]. On rencontre au moins un d’entre ces quatre acides, dans pratiquement tous les végétaux
supérieurs.
(1) (2)
(3) (4)
Fig. N° II-6 : Structures chimiques des principaux acides cinnamiques [84, 87].
Aux acides cinnamiques il faut rattacher les coumarines, constituées également par un
élément en C6-C3, dans lequel la chaîne en C3 est sous forme d’hétérocycle oxygène ;
l’umbelliferone est un exemple de coumarine [84].
Dans ce cas aussi, la race d’abeille a une certaine influence sur la composition en acide
aromatique, le tableau N° II-9 représente la composition en acides aromatiques des propolis
récoltés par trois races d’abeille différentes dans la même région [86]:
32
Tableau N°II-9 : la composition en acide aromatique selon la race d’abeille

Apis mellifera anatolica Apis mellifera carnica Apis mellifera caucasica
Acide benzoïque Acide benzoïque Acide benzoïque
Acide ferulique Acide benzeneacetique Acide propanoïque
Acide 3,4- dimethoxy-cinnamique Acide 3-hydroxy-4-niethoxycinnamique Acide 3-hydroxy-4-methoxycinnamique
Acide 3-hydroxy-4-methoxycinnamique Acide 3,4dimethoxycinna-mique Acide 1,3-benzenedicarboxyli-que
Acide 4- pentenoïque Acide propanoique
Acide 1,3- benzene-dicarboxlique
Acide propanoïque
II.3.4. Esters aromatiques

Ce groupe englobe les catégories suivantes :
 Esters cinnamiques ;
 Esters coumariques ;
 Esters ferulates ;
 Esters caffeates ;
 Esters isoferulates ;
D’après la littérature, plusieurs travaux ont été réalisés sur la composition de

la propolis en Esters aromatiques (Tableau N° II-10.) [13; 86].
Tableau N° II-10 : la composition de la propolis en esters aromatiques.

1. Ethyl palmitate 10. 3-methyl-3-butenyl-trans caffeate
2. diethyl phthalate 11. 2-methyl-2-butenyl-trans caffeate
3. benzyl-trans-4-coumarate 12. 3-methyl-2-butenyl-trans caffeate
4. 1-phenylethyl trans caffeate 13. 2-methyl-2-butenyl-trans-4-coumarate
5. cinnamyl caffeate 14. 3-methyl-2-butenyl-trans-4-coumarate
6. 3-methyl-3-butenyl-trans ferulate 15. phenylethyl trans-4-coumarate
7. 3-methyl-2-butenyl-trans ferulate 16. ethyle linoleate
8. 3-methyl-3-butenyl-trans-iso- ferulate 17. ethyl oleate
9. 3-methyl-3-butenyl-trans ferulate 18. ethyl stearate
33
II.3.5. Sucres de la propolis

Les sucres qui ont été identifiés dans la propolis sont illustrés dans le tableau N°II-11.
[13] :
Tableau N°II-11 : les sucres et les sucres alcooliques de la propolis.

1. inositole 6. D-glucetole
2. saccharose 7. D-glucose
3. D-fructose (isomère1) 8. α-D-xylopyranose
4. D-fructose (isomère2) 9. acide gluconique
5. sorbose 10. galactose
D’après la littérature, la région géographique influence la composition en

sucres de la propolis, tableau N°II -12 [88].
Tableau N° II-12 : l’influence de la région géographique sur la composition en

sucre de la propolis.
Le pays Les composants % (g/100g)
Kenya Saccharose 0,34
glucose 0,23
fructose 0,65
Bulgarie Saccharose 0,23
glucose 0,16
fructose 0,08
Kenya Saccharose 1,15
glucose 0,75
fructose 0,95
Tanzanie Saccharose 0,04
galactose Traces
fructose 0,12
glucose 0,03
34
II.3.6. Eléments minéraux de la propolis
L’étude de la propolis montre que le taux des cendres est compris entres 1,2 à 4,5%
de poids frais de la propolis brute [2], cette dernière est l’un des produits naturels les plus
riches en éléments minéraux essentiellement le potassium et le calcium.
Le tableau N° II-13 [88] donne la teneur en éléments minéraux de quelques
échantillons de propolis provenant de l’Argentine. On remarque que la teneur en minéraux
varie d’un échantillon à un autre de la même région.
Tableau N°II-13 : Composition minérale de quelques échantillons de propolis de

l’Argentine.
San Martin Sarmiento Chimbas

Calcium (Ca) (mg/kg) 1651 42 3397
Potassium (K) (mg/kg) 473 174 1148
Fer (Fe) (mg/kg) 473 174 1192
Sodium (Na) (mg/kg) 855 368 370
Magnésium (Mg) (mg/kg) 237 395 875
Zinc (Zn) (mg/kg) 61 68 80
Manganèse (Mn) (mg/kg) 14 17 22
II.3.7. Vitamines
En général, la propolis ne constitue pas une source importante de vitamines. La
fraction vitaminique de la propolis d’abeille se caractérise par des teneurs appréciables en
vitamine de groupe B, tout particulièrement la vitamine B3 (pp) et la provitamine A qui se
transforme en vitamine A dans l’organisme.[6]
35
II.3.8. Autres composés chimiques :

Il y a plusieurs autres composés qui ont été détectés dans la composition de la propolis
dont on peut citer [13]:
1. Les hydrocarbures aliphatiques

 Heptadecane
 2-Nonadecane
 Eicosane
2. les Sesquiterpènes :
 γ-cadenine
 α –cedrol
 trans-farnesol
II-4. Composition de la propolis algérienne

D’après une étude réalisée dans quatre régions différentes du pays
(Tlemcen, Guelma, M’sila et Tizi-Ouzou), la propolis algérienne est constituée de Cinq
familles principales : les acides aliphatiques, les acides aromatiques, les esters, les
flavonoïdes et les terpènes (Tableau N°II 14).
Tableau N° II 14 : Pourcentages des composés de la propolis algérienne [37]
Famille Tlemcen Guelma M’sila Tizi-Ouzou

Acides aliphatiques 2,80 4,90 4,20 4,30
Acides aromatiques 3,70 3,60 2,70 8,80
Esters 17,20 9,00 9,80 2,60
Flavonoïdes 42,30 37,40 23,10 3,90
Terpènes 6,60 19,90 26,80 12,60
36
CHAPITRE III :
37
Chapitre III Matériel et méthodes
Chapitre III
III.1. Présentation de la matière première

Les échantillons de propolis récoltés par deux races d’abeilles (Apis mellifica
intermissa et Apis mellifica sahariensis), entre 2006 et 2009 nous ont été fournis par des
apiculteurs de différentes régions d’Algérie. Ils ont été répartis en trois groupes, le groupe
montagne (n=7), le groupe plaine (n=4), et le groupe Sahara (n=3). Le poids de la propolis
varie entre 15g et 300 g. La conservation des échantillons a été faite à froid pour certains et à
l’air libre pour d’autres.
La récolte a été effectuée par le raclage des cadres (cette méthode permet d’obtenir
une propolis de mauvaise qualité « trop d’impuretés » contrairement à la récolte en utilisant
des grilles de la propolis) [33].
Quelques échantillons analysés sont présentés dans le tableau ci-dessous:
Fig.III-1 : Propolis de Yakouren 2008. Fig.III-2 : Propolis Saharienne
Fig.III-3 : propolis de Mitidja 2007 Fig.III-4 : propolis Saharienne

(Ain Oussara) 2007
37
Choix de l’échantillon
Les échantillons ont été choisis selon des régions pédoclimatiques et des races
d’abeilles.
Le choix des échantillons se justifie par la différence de la flore botanique entre les
régions bioclimatiques.
 Présentation des échantillons de la propolis
Tableau N0 III-1 : Différents échantillons de la propolis.

Date de
Régions Race d’abeille
récolte
Yakourène Apis mellifica intermissa 2006
Yakourène Apis mellifica intermissa 2007
Yakourène (a) Apis mellifica intermissa 2008
montagne Yakourène (b) Apis mellifica intermissa 2008
Dellys Apis mellifica intermissa 2008
Bouzgen Apis mellifica intermissa 2008
Ain El hammame Apis mellifica intermissa 2008
Isser Apis mellifica intermissa 2007
Mitidja Apis mellifica intermissa 2007
plaine
Chaabet Apis mellifica intermissa 2009
Mitidja Apis mellifica intermissa 2008
Lagouat Apis mellifica sahariensis 2009
Sahara Ain Oussara Apis mellifica sahariensis 2007
Ain Oussara Apis mellifica intermissa 2008
Remarque
Les échantillons : Yakouren (b) 2008, Mitidja 2008 et la propolis de Sahara 2008
(propolis de l’abeille Apis Mellifica intermissa) ont été dégradés à cause des mauvaises
conditions de conservation (conservation à l’air libre pendant une année)
38
Tizi-Ouzou Mitidja
Boumerdes Djelfa
Laghouat
Fig.III-5 : Cartes géographique montrant les stations de récolte.
III.2. Les méthodes d’analyse

Elles se rapportent aux expériences suivantes :
1- caractérisation physique et physico chimique de la propolis ;
2- évaluation de l’activité antioxydante de la propolis ;
3- quantification de quelques composés de la propolis ;
4- étude du rendement d’extraction par des différents solvants avec différentes
méthodes ;
5- analyse de la composition de l’extrait de propolis par la RMN de proton et la
chromatographie sur couche mince ;
6- Détermination du profile en minéraux.
III.2.1. Les méthodes physiques

III.2.1.1. Détermination de taux des pertes pendants le séchage (NF T 60-305, Juin
1976)
 Principe
Le taux des pertes pendant le séchage, c'est-à-dire l’eau et les matières volatiles est
déterminé sur une partie aliquote de 1 g d’échantillon coupé en petits morceaux dans une
39
capsule en porcelaine puis séché dans une étuve réglée à une température de 103 ± 2 °C,
jusqu’à obtention d’un poids constant.
 Mode opératoire
- Sécher des capsules vides à l’étuve durant 15 mn à 103 ± 2 °C ;
- Tarer les capsules après refroidissement dans un dessiccateur ;
- Peser dans chaque capsule 1 g d’échantillon préalablement couper en petit morceaux
et les placer dans l’étuve réglée à 103 ± 2 °C pendant 3 heures ;
- Retirer les capsules de l’étuve, les placer dans le dessiccateur et après refroidissement
les peser.
- L’opération est répétée jusqu'à l’obtention d’un poids constant (en réduisant la durée
de séchage à 30 mn) pour éviter la caramélisation.
 Expression des résultats

La teneur en eau est déterminée selon la formule suivante :
Soit :
H % : Humidité + Matières volatiles.
1 M : Masse de la capsule + matière fraîche avant séchage en g.
2 M : Masse de l’ensemble après séchage en g.
P : Masse de la prise d’essai en g.
Matières sèches = 100 – H%
III.2.1.2. Détermination de la teneur en cendres (NF V 05-113, 1972)

 Principe
La propolis brute coupée en petits morceaux puis calcinée à 550 °C dans un four à
moufle jusqu’à obtention d’une cendre blanchâtre de poids constant.
- Dans des capsules en porcelaine, on pèse 2 g de propolis coupée en petits morceaux ;
- On place les capsules dans un four à moufle réglé à 550 ± 15 °C pendant 5 heures jusqu’à
obtention d’une couleur grise, claire ou blanchâtre.
40
- On retire les capsules du four, on les met dans le dessiccateur pour se refroidir et puis, on
les pèse.
MO % =
Soit :
MO % : Matière organique.
M1 : Masse des capsules + prise d’essai.
M2 : Masse des capsules + cendres.
P : Masse de la prise d’essai.
La teneur en cendres (Cd) est calculée comme suit :
Cd = 100 – MO %
III.2.1.3. La masse volumique
 Principe
Préparation d’un morceau de propolis de masse déterminée.
Détermination du volume occupé par ce dernier par la mise de l’échantillon dans une
éprouvette graduée contenant de l’eau.
L’opération est répétée trois fois pour chaque échantillon.
III.2.1.4. Le point de fusion (Norme NFT60 -226, Méthode 2)

 Principe
Chaque substance chimiquement pure possède sa propre température de fusion. C’est
une des plus importantes caractéristiques physiques permettant de juger la pureté de la
substance envisagée, du même, de l’identifier.
Une matière telle que la propolis n’est pas une substance individuelle mais un mélange
de plusieurs composées dont les températures de fusion différentes. Donc, il n’existe pas de
température de fusion de la propolis mais un intervalle de température dans lequel fondent
leurs différents constituants.
41
Par convention, la température de fusion de la propolis correspond à la température du

début de sa fusion.
• Mode opératoire
- Un tube capillaire propre est introduit dans l’échantillon de la propolis fondue puis rempli
sur une hauteur de 2 cm.
- Le tube capillaire et son contenu sont refroidis à l’air libre pendant 20 mn.
- Le tube est attaché à un thermomètre de façon que la colonne de la propolis se trouve au
même niveau que le réservoir du thermomètre.
- L'ensemble est introduit dans un bêcher contenant de l'eau ayant une température inférieure
de 10 °C environ de la température de fusion présumée.
- Le bêcher est chauffé de façon que la température s'élève d'environ 0,5 °C par minute, en
surveillant le moment où la propolis commence à monter dans le tube capillaire.
- La température de fusion est déterminée.
L'essai doit être réalisé au minimum deux fois et la température de fusion représentera
la moyenne arithmétique de ces deux valeurs.
III.3. Méthodes d’analyses chimiques

III.3.1. Détermination du pH (NF V 05-108, 1970)
 Principe
Détermination en unité de pH de la différence de potentiel existant entre deux électrodes
en verre plongées dans une solution aqueuse de la propolis découpée en petits morceaux.
- Couper en petits morceaux une partie de l’échantillon de la propolis ;
- Placer le produit dans un bécher et y ajouter trois fois son volume d’eau distillée ;
- Chauffer au bain-marie pendant 30 mn en remuant de temps en temps avec une
baguette de verre ;
- filtrer ensuite le mélange obtenu et procéder à la détermination du pH en prenant soins
que l'électrode soit complètement immergée dans la solution.
42
III.3.2. Détermination de l’acidité titrable (NF V 05-101, 1974)

 Principe
Titrage de l’acidité d’une solution aqueuse de la propolis avec une solution d’hydroxyde
de sodium.
- On pèse à 0,01g près au moins 25 g de propolis coupée en petits morceaux ;
- On place l’échantillon dans une fiole conique avec 50 ml d’eau distillée chaude
récemment bouillie et refroidie, puis mélanger jusqu' à l’obtention d’un liquide
homogène ;
- On adapte un réfrigérant à reflux à la fiole conique puis, on chauffe le contenu au
bain-marie pendant 30 mn ;
- Refroidir, transvaser quantitativement le contenu de la fiole conique dans une fiole
jaugée de 250 ml et compléter jusqu’au trait de jauge avec de l’eau distillée
récemment bouillie et refroidie, bien mélanger puis filtrer ;
- On prélève à la pipette 25, 50 ou 100 ml de l’échantillon pour essai selon l’acidité
présumée, et on les verse dans un bécher sous agitation ;
- On titre avec une solution d’hydroxyde de sodium ;
- On opère rapidement jusqu’à un pH de 7, puis lentement jusqu'à un pH de 8 ± 0,2.
L’acidité titrable est exprimée selon la formule suivante :
Soit :
M : Masse, en grammes de produit prélevé.
V0 : Volume en millilitres de la prise d’essai.
V1 : Volume en millilitres de la solution d’hydroxyde de sodium à 0.1 N utilisé.
III.4. Evaluation de l’activité antioxydante

L’activité antioxydante des extraits ethanoliques de la propolis d’abeille est évaluée par
deux méthodes différentes : le pouvoir réducteur et l’activité anti-radicalaire au radical
DPPH.
43
III.4.1. Détermination de pouvoir réducteur de propolis. [89].

L’étude de pouvoir réducteur de la propolis est réalisée par la méthode décrite par Shi
et Dalal 1919 avec quelques modifications (voir la figure N° III-5).
Dans cette analyse on prépare des concentrations différentes des extraits pour
déterminer la concentration qui nous permet d’éliminer 50 % des radicaux libres (EC50).
On utilise la courbe d’étalonnage de Butyl hydroxy toluène (BHT) comme référence
pour faire la comparaison
2,5 ml de l’extrait éthanoïque
Ajouter 2,5 ml de la solution

tampon (pH =6,6)
Ajouter 2,5 ml de potassium

ferricyanure (1%)
Bien mélangé et
Incubation à 50°C pendant 20 min
Ajouter 2,5 ml de l’acide

trichloracétique (10%)
Centrifugation pendant 10 min à

5000 tour /min
On prend 5 ml de l’extrait + 5 ml
de l’eau distillée + 1 ml de
ferrichloridrique
Mesure de l’absorbance à 700nm
Fig.III-6 : Diagramme de détermination de pouvoir réducteur de la propolis [89].
44
III.4.2. Activité anti-radicalaire
 Principe
Le 1,1-diphenyl-2-picryl-hydrazyl (DPPH) est défini comme radical libre stable par
vertu de la délocalisation de l’électron disponible qui provoque la couleur violette profonde,
caractérisée par une absorption. Il réagit avec des groupements amines, les phénols, les
acides, les composés hydro-aromatiques, etc... Cette propriété est largement recommandée et
utilisé dans la pratique analytique. Quand la solution de DPPH est mélangée à celle d'une
substance qui peut donner un atome d'hydrogène ou un électron, alors ceci provoque la forme
réduite (1,1-diphenyl-2-(2, 4,6- trinitrophenyl) hydrazine (DPPH2)) avec la perte de la
couleur violette et apparition d’une couleur jaune pâle résiduelle due à la présence de
groupement picryl selon la réaction suivante. [91].
Fig. III-7 : réduction du radical libre DPPH en DPPHH [91].
La mise en évidence du pouvoir antioxydant des extraits de propolis via le test DPPH,
est effectuée par la méthode décrite dans la littérature [90].
2ml de chaque extrait (différentes concentrations)
Ajouter 1 ml DPPH (0.025 mM)
Incuber à l’abri de la lumière
Lire l’absorbance à λ=517
Fig.III-8 : Etapes de test DPPH.
45
Les absorbances ont été convertis en taux de radical-balayage de DPPH selon

l'équation:
% d’inhibition du DPPH
Tel que : AC : Absorbance du contrôle.

Ae : Absorbance de l’échantillon.
N.B : Des antioxydants de synthèse (Quercétine, BHA, et acide ascorbique) ont été préparées
pour leurs effets sur le pouvoir anti-radicalaire.
A différentes concentrations, le calcul de EC50 (equivalent concentration to give 50%
effect ) est effectué, car cette valeur nous permet d’interpréter les résultats de cette méthode.
III.5. Quantification de quelques composés principaux de la propolis

III.5.1. Dosage des polyphénols de la propolis
 Extraction des polyphénols
Il s’agit d’une extraction solide-liquide. Le principe consiste en ce que le solvant doit
franchir la barrière de l’interface solide liquide, dissoudre le principe actif à l’intérieur du
solide et l'entraîner à l'extérieur. La plus part des auteurs suggèrent que l’entrée du solvant se
fait par un mécanisme osmotique et la sortie du soluté par dialyse ou par diffusion. Le solvant
utilisé dans cette présente étude est l’éthanol (70%). Celui-ci possède l’avantage d’être plus
facilement éliminé sous vide, il donne en plus un meilleur rendement d’extraction (7 fois plus
que celui d’eau) et il évite l’extraction de la cire qui se trouve mélangée [84]. Le rendement
d’extraction en polyphénols augmente aussi avec le temps de contact [93].
La figure suivante montre le procédé d’extraction.
Macération de 5 g de propolis dans 100 ml d’Ethanol à 70% avec une

agitation pendant 24 h
Filtration Retentât
Filtrats
Concentration au rotavapor à 60 °C sous vide

Fig. III-9 : Principales étapes d’extraction des polyphenols [94].
46
 Détermination de la teneur en polyphenols totaux

 Principe
En présence de phénols, le mélange d’acide phosphotungstique (H3PW12O40) et
phosphomolibdique (H3PMo12O40) est réduit en oxydes bleus de tungstène (W8O23) et de
molybdène (Mo8O23), que l’on détermine par colorimétrie [84].
Le dosage des polyphénols totaux est réalisé par la méthode décrite dans la littérature [95, 96]
avec quelques modifications (voir fig. III-9).
A) Préparation de la gamme d’étalonnage

- Peser 200 mg d’acide gallique;
- Les dissoudre dans 100 ml d’éthanol, soit une solution (S1) avec une concentration de
2 mg/ml ;
- Diluer la solution mère comme suit :
 Prélever 5ml de la solution mère puis ajouter 5 ml d’eau distillée et l’on obtient
la dilution S/2;
 Prélever 5 ml de la solution S/2 puis rajouter 5 ml d’eau distillée et l’on obtient
la dilution S/4;
 Refaire la même procédure pour les autres dilutions.
Tableau N° III-2: Préparation des dilutions de l’acide gallique pour la réalisation de la

courbe standard des polyphénols totaux.
Dilution S S/2 S/4 S/8 S/16 S/32 S/64 S/128 S/256
Concentration (mg/ml) 2 1 0,5 0,25 0,12 0,06 0,03 0,01 0,007
 Traçage de la courbe d’étalonnage de l’acide gallique

- Prélever 0,5 ml de chaque dilution d’échantillon dans des tubes à essais ;
- Ajouter 5 ml d’eau distillée dans chaque tube ;
- Ajouter 0,5 ml de réactif de Folin-Ciocalteu’s ;
- Après 3 mn, ajouter 0,5 ml de carbonate de sodium à 10 % ;
- Laisser incuber pendant une heure à température ambiante et à l’abri de la lumière.
47
Le blanc est représenté par 5 ml d’eau distillée additionné de 0,5 ml de Folin-

Ciocalteus et 0,5 ml de carbonate de sodium à 10 %.
La lecture des absorbances est faite à 760 nm, après agitation et repos d’une heure. La
Concentration en composés phénoliques totaux est déterminée en se référant à la courbe
d’étalonnage obtenue en utilisant l’acide gallique comme standard d’étalonnage.
Le dosage des polyphénols totaux dans l’extrait éthanolique de la propolis est illustré
dans la figure suivante :
0,5 ml d’extrait de propolis
Ajouter 5 ml d’eau distillée
Bien mélanger
Ajouter 0,5 ml du reactif de folin

-ciocalteus
Laisser reposer 3 min
Ajouter 0.5ml de carbonate de

sodium (10%)
Bien mélanger
Incubation pendant une heure à la

température ambiante et à l’abri
de la lumière
Mesure de l’absorbance à 760 nm
Fig.III-10 : Organigramme représentant le dosage des polyphénols totaux [95].
La quantification des polyphénols a été faite en fonction d’une courbe d’étalonnage

linéaire (Y = a X + b) réalisée par l’extrait d’étalon « acide gallique » à différentes
concentrations dans les mêmes conditions que l’échantillon. Les résultats sont exprimés en
mg équivalent d’acide gallique par 1 g de propolis brute.
48
III.5.2. Détermination de la teneur en flavonoïdes

 Principe
L’estimation de la teneur en flavonoïdes totaux contenus dans les extraits Ethanolique de
la propolis est réalisée par la méthode décrite dans la littérature [97].
Les flavonoïdes possèdent un groupement hydroxyle (OH) libre, en position 5 qui est
susceptible de donner avec le groupement CO, un complexe coloré avec le chlorure
d’aluminium. Ils forment des complexes jaunâtres par chélation des métaux (fer et
aluminium). Ceci traduit le fait que le métal (Al) perd deux électrons pour s’unir à deux
atomes d'oxygène de la molécule phénolique agissant comme donneur d’électrons.
- Mettre 1 ml d’extrait ethanolique de la propolis dans un tube à essai ;
- Ajouter 1 ml de solution de chlorure d’aluminium à 2 % ;
- Après 10 mn, l’absorbance est lue à 430 nm.
La préparation de la courbe d’étalonnage des flavonoïdes est illustrée dans le tableau
suivant :
Tableau N° III.3 : Préparation de la courbe d’étalonnage des flavonoïdes
Dilutions S S/2 S/4 S/8 S/16 S/32 S/64
Concentration
0,4 0,2 0,1 0,05 0,025 0,0125 0,00625
(μg/ml)
La concentration des flavonoïdes contenus dans les extraits de propolis est calculée en
se référant à la courbe d’étalonnage obtenue en utilisant la quercétine comme standard.
Le dosage des flavonoïdes dans l’extrait éthanolique de la propolis est représenté dans
la figure suivante [68]:
1 mL d’extrait ethanolique de la
propolis
Ajouter 1 ml de AlCl3 (2%)
Bien mélanger
Incuber pendant 1 heure
Lecture de l’absorbance à 430 nm
Fig.III-11 : Organigramme représentant le dosage des flavonoïdes dans l’extrait de propolis.
49
La courbe d’étalonnage (Y=aX + b) obtenue avec la quercétine à différentes

concentrations pratiquée dans les mêmes conditions opératoires que les échantillons servira à
la quantification des flavonoïdes. La teneur en flavonoïdes en g par g de propolis
III.5.3. Détermination de la teneur en acide ascorbique des extrais éthanoliques de la

propolis
La quantification de la vitamine C (acide ascorbique) est réalisée par la méthode de
2,6 dichlorophénolindophénol (DIP) décrite par Klein et Rerry (1982) avec quelques
modifications [98].
 Principe
Traitement de 0,5 g de propolis brut coupée en petits morceaux avec 10 ml d’acide
oxalique (1%).
L’extrait est centrifugé à 3000 tour/min pendant 15 minutes. 1 ml de surnageant est
mélangé avec 9 ml de DIP à 0,2 mM, bien mélangé pendant 15 seconds, puis
l’absorbance est mesurée à 515nm.
La courbe d’étalonnage est réalisée en utilisant une gamme de concentration allant de
0 à 500µg.
III.5.4. Détermination de la teneur en sucres

III.5.4.1. Détermination de la teneur en sucres réducteurs
Seuls les sucres réducteurs sont mesurés par cette méthode. La fonction réductrice se
complexe sous certaines conditions avec le réactif DNS (acide di-nitro-3,5 salicylique), ce qui
se traduit par une coloration orangée. L’intensité de cette coloration est proportionnelle à la
teneur en sucres réducteurs [99].
Fig. III-12 : Complexation des sucres réducteurs en présence de réactif de DNS.
50
Une élimination des protéines (substances réductrices) pouvant interférer avec le

dosage au DNS est nécessaire sur les échantillons. Ce traitement consiste à mélanger 4 ml
d’échantillon avec 0,5 ml de ZnSO4 à 5 % et 0,5 ml de Ba(OH)2 à 0,3 N. Après un temps de
contact de 10 minutes, on élimine le précipité formé par centrifugation ou filtration.
Pour réaliser le dosage, on effectue dans un tube à essai le mélange de 1 ml de réactif de

DNS (8 g de soude, 5 g d’acide di-nitro-3,5 salicylique, 150 g de tartrate double de sodium et
de potassium, complété à 500 ml avec de l’eau et conservé à l’abri de la lumière) avec 1 ml
d’échantillon à analyser précédemment dilué de façon à se trouver dans la gamme d’étalon (0-
2 g/l équivalent glucose). Après homogénéisation du mélange, on porte le tout à 100 °C
pendant 10 minutes. A la sortie du bain-marie, le refroidissement dans un bain de glace et
l’ajout de 10 ml d’eau distillée arrête la réaction. La lecture de l’absorbance à 540 nm permet
de déterminer, à partir de la gamme étalon et en tenant compte des dilutions, la teneur en
sucres réducteurs des différents échantillons (exprimée en g/l) [100].
III.5.4.2. Dosage des sucres totaux

Les sucres totaux sont déterminés par le test au Phénol (méthode de DUBOIS et
autres, 1956)
 Principe
En présence de l’acide sulfurique concentré, les oses sont déshydratés en composés de
la famille des dérivés furfuriques. Ces produits se condensent avec le Phénol pour donner des
complexes jaune-orangé. La teneur en sucres totaux est déterminé par spectrophotométrie à
une longueur d’onde de 490 nm [101].
 Mode opératoire
Dans un tube en pyrex déposer avec précaution 1 ml de la solution à doser, 1ml de la
solution phénol (50g/l) et 5ml d’acide sulfurique. Après homogénéisation douce de mélange
réactionnel et refroidissement, la densité optique est mesurée à 490 nm.
51
III.5.5. Dosage des protéines
III.5.5.1. Détermination de la teneur azote totale (Méthode de Kjeldahl)
 Principe
Le principe de la méthode est basé sur la transformation de l’azote organique en

sulfate d’ammonium sous l’action de l’acide sulfurique en présence d’un catalyseur.
Alcalinisation des produits de la réaction puis distillation de l’ammoniac libéré et titrage.
On introduit dans un matras de minéralisation 1 g de propolis et une pincée de

catalyseur (sulfate de cuivre et de potassium), puis on ajoute 15 ml d’acide sulfurique pur ;
On applique un chauffage progressif : d’abord une attaque à froid pendant 15 mn jusqu’à
l’apparition de vapeur blanche d’anhydride sulfurique, puis le chauffage est rendu plus
énergique, attaque à chaud pendant 4 à 5 heures. Quand la solution devient limpide, elle est
refroidie et complétée à 100 ml avec de l’eau distillée. La distillation est réalisée dans un
distillateur semi automatique (VELP) où l’ajout de 20 ml de lessive de soude à 35 % dans le
matras et 25 % d’acide borique dans une fiole de 250 ml est réalisé. Le dégagement
d’ammoniac est récupéré dans une solution d’acide borique contenant l’indicateur coloré
(mélange de bleu de méthylène et rouge de méthyle). L’excès d’ammoniac est alors dosé par
l’acide sulfurique 0.05 N grâce à un titrateur automatique.
Un témoin est réalisé dans les mêmes conditions sans échantillon.
La teneur en azote total est déterminée par la formule suivante :
V
.  N  N  . 0,05 . 1,4
N (%)  V 
P
où V est le volume de la solution minéralisée (ml), V′ est le volume de la solution de soude
ajoutée (ml), N est la quantité d’acide sulfurique lue après titrage (ml) avec l’acide sulfurique
de normalité 0,05 N, N’ est le volume de l’acide sulfurique dépensé dans le titrage du témoin
(ml) et P est le poids de la prise d’essai (g).
III.5.5. 2. Dosage des protéines solubles
 Extraction des protéines soluble de la propolis brute
L’extrait de la propolis est préparé par l’incubation des morceaux de propolis

dans la solution tompon phosphate 0,1 M (PBS) pH 7,6 avec une proportion de 15 % à
(4 à 8°C) pendant 4 à 8 heures.[122]
52
Les extraits sont centrifugés à 1000 tours par minute pendant 40 minutes et on
récupère le surnageant.
 Quantification des protéines solubles
Le dosage des protéines totales solubles des extraits de propolis a été réalisé
selon la méthode préconisée par BRADFORD (1976). C’est une méthode
colorimétrique qui permet la détermination des concentrations d’une solution
protéique.
La méthode de BRADFORD est basée sur la variation de la coloration du bleu

brillant de coomassie G250 lorsqu’il se fixe aux protéines. L’intensité de la coloration
est proportionnelle à la quantité de protéine dans le milieu.
Le réactif de BRADFORD se prépare en mélangeant
1- 100 mg de bleu de coomassie ;
2- 100ml de l’acide phosphorique à 85% ;
3- 50 ml d’éthanol à 95% ;
4- q.s.p 1000 ml d’eau distillée.
Ce réactif peut être conservé pendant 1 mois à 4 °C à l’obscurité.
Pour la quantification des protéines de la propolis, on prend 10 µl de l’extrait

protéique de la propolis d’abeille avec 90 µl de la solution tampon et 5 ml de réactif de
BRADFORD, bien mélangé. Le mélange est incubé à la température ambiante pendant 10 mn
à l’abri de la lumière. On lit la D.O à 597 nm.
Une courbe d’étalonnage est tracée, on utilisant la B.S.A.( Bovin Sérum Albumine)
III. 6. Extraction des composés de la propolis
III. 6.1. Détermination de taux d’extraction par différents solvants
Principe : C’est l’étude de la capacité d’extraction des principes actifs par des différents
solvants. Dans notre cas c’est une extraction liquide solide.
Cette dernière se définit donc comme une opération de séparation d'un ou plusieurs
constituants solides ou liquides contenus dans un corps solide par solubilisation dans un
fluide. Ce fluide, appelé généralement solvant.
On utilise deux types d’extraction :
53
 Extraction à froid (macération) [120]

Cette méthode consiste à couper la propolis en petits morceaux (3à 5 mm), et à
les macérer dans le solvant d’extraction, à une température ambiante pendant une
semaine.
- On pèse 10 g dans 100 ml de solvant d’extraction ;
- La macération est conservée pendant une semaine sous agitation pour augmenter la
surface de contact entre la propolis et le solvant, et à l’abri de la lumière pour éviter
l’altération des principes actifs de la propolis ;
- On filtre le mélange, puis on élimine le solvant par rotavapor.
 Extraction à chaud
Elle est réalisée avec un soxlhet, sauf pour l’extraction avec l’eau (la température
d’évaporation de l’eau est très élevée, alors que avec soxlhet on ne doit pas dépasser 60
°C). L’extraction à chaud avec l’eau comme solvant est réalisée en mettant de la propolis
dans un ballon de 500 ml raccordé à un réfrigérant, puis chauffage pendant 5 a6 heures.
III. 6. 2. Etude de l’influence du temps sur le rendement d’extraction

Il s’agit d’une maceration de la propolis dans l’éthanol (70%) puis détermination du
rendement après un temps d’une semaine, 20 jours, un mois, deux mois et trois mois.
Expression des résultats
TE% = (Mi – Mf)/ Mi * 100
Mi : Masse initiale
Mf : Masse finale
III. 6. 3. Optimisation de l’extraction de polyphénols de la propolis par combinaison de
mélange de solvants [102]:
Cette méthode consiste à optimiser le taux d’extraction en fonction d’un mélange de
solvant.
1. Préparation des solvants mixtes
L’extraction des polyphénols à partir des trois solvants utilisés (Ethanol,
Hexane, Acétone), le logiciel du modele expérimental « Minitab 15 » utilisé, nous a
54
proposé 10 mixtures possibles (tableau III-4), lesquelles sont utilisées pour

l’extraction des polyphénols à partir de propolis.
Tableau N°III-4 : Proportion des différents solvants dans les mixtes.
mixtures Ethanol % Hexane % Acétone %

1 100 0 0
2 0 100 0
3 0 0 100
4 17 17 66
5 33 33 33
6 50 0 50
7 50 50 0
8 0 50 50
9 66 17 17
10 17 66 17
Les proportions de chaque solvant dans la mixture varient entre 0 (absence du solvant)
et 100% (la mixture est composée d’un seul solvant, et doivent satisfaire les conditions
suivantes :
0 ≤ Xi ≤ 1
La teneur en polyphénols (la réponse) est déterminée par la méthode colorimétrique

de Folin-Ciocalteu’s.
III.7. Analyse de la composition de l’extrait de propolis

III.7.1. Analyse de la composition chimique de l’extrait éthanolique de la propolis par
chromatographie sur couche mince (CCM)
 Principe
La chromatographie sur couche mince (C.C.M) essentiellement une chromatographie
liquide exécutée sur une couche de particules d’une substance polymérisée
immobilisée sur un support planaire.
55
 Méthode
Les analyses par chromatographie sur couche mince ont été effectuées avec des
plaques de silicagel, sur un support rigide en verre ; 20/20 cm.
Deux microlitres (2µl) de l’extrait éthanolique ainsi que des étalons sont déposés à des
points repères à 1,5 cm du bord inferieur de la plaque. On a employé comme éluant
trois systèmes différents : 1ier système (Hexane 20%, Chloroforme 70%, eau 10%),
2iem système (Hexane, Ethanol, 1% Acétone) et le troisième système (Ether de
pétrole/Acétate éthylique (7 :3)).
Remarque
Le dernier système est utilisé pour étudier la composition en flavonoïdes,
concernant les étalons, les temps de rétention donnés par la bibliographie ont été
utilisés [103].
Après développement dans une cuve en verre et séchage, les plaques ont été
observées sous lampe UV à 254 et 366 nm. Les couleurs des spots et les temps de
rétention ont été enregistrés.
III. 7. 2. Caractérisation des extraits de propolis par la résonance Magnétique et

Nucléaire (R M N) [104].
Le but de cette étude par la Résonance Magnétique et Nucléaire est de développer un
système de classification des composés de la propolis, capable de fournir la caractérisation
chimique des différents extraits de propolis Algérienne.
 Principe : il s’agit d’une méthode d’analyse basée sur la réponse des atomes
d’hydrogène à la stimulation d’un champ magnétique. Les atomes d’hydrogène
entament alors un mouvement de précision.
 Méthode d’analyse
Les spectres RMN du proton ont été enregistriés sur un appareil Bruker DRX-600,
fonctionnant à 250 MHz. Les extraits de propolis ont été dissous dans le
deutériochloroforme.
Les déplacements chimiques δ sont donnés en ppm.
56
III.7.3. Détermination de la teneur en éléments minéraux par spectroscopie

d’absorption atomique [105].
En absorption atomique la concentration est déduite de la mesure de l’absorption de la
lumière par les atomes de l’élément restés à l’état fondamental lorsqu’ils sont éclairés par
une source lumineuse convenable. La mesure de l’intensité est faite à une longueur d’onde
spécifique de l’élément.
 Mode opératoire (NF V 05 – 113, 1972)

Aux cendres obtenues après incinération d’une masse bien déterminée de propolis brut
est ajoutée 1 ml d’acide chlorhydrique et 10ml d’eau distillé. Après chauffage du
mélange dans un bain marie bien bouillant jusqu’ à dissolution des cendres, on
complète à 100 ml.
A partir de cette solution, nous avons effectué le dosage des éléments minéraux
suivant : le sodium, le fer, le potassium, le plombe, le zinc, le cuivre, le manganèse, le
chrome, le cobalt, le cadmium, le nickel, par spectrophotométrie d’absorption
atomique.
III.8. Etude statistique

 Toutes les expériences on été faite en triple. Les résultats ont été présenté par la
moyenne avec son écart type (n = 3) pour chaque cas les différences ont été
considérées significatifs à p0.05. L’homogénéité des échantillons est évaluée en
utilisant le coefficient d’homogénéité α.
 Pour pouvoir juger de l’homogénéité des variances, de signification des paramètres de
modèle et de sa validité, nous avons procédé aux tests suivants : test de Cochran, test
de Student et le test de Fisher.
 Pour la validation de modèle, on a utilisé le critère de coefficient de détermination.
 Analyse en composante principale pour déterminer les paramètres les plus significatifs
pour différencier entres les échantillons analysés.
57
CHAPITRE IV :
Chapitre IV Résultats et discussion
Chapitre IV
IV.1. Les résultats des analyses physiques

IV.1.1. Pertes pendant le séchage :
Les résultats de la teneur en pertes pendant le séchage (élimination d’humidité et les
matières volatiles à 105 °C) sont reportés dans le tableau N°IV-1.
Tableau N° IV-1 : les pertes pendant le séchage et le pourcentage de la matière sèche des
échantillons de propolis.
Echantillon Taux des pertes

Moy ± SD Matière sèche
pendant le
de la classe (%)
séchage (%)
Yakouren (2006) 2,30 ± 0,20 97,70
Yakouren (2007) 1,67 ±0,06 98,33
Yakouren (2008) « a » 1,26 ± 0,21 98,74
Montagne Yakouren (2008) « b » 3,17 ± 0,05 2,50 ± 0,79 96,83
Dellys 2,97 ± 0,20 97,03
Bouzgen 2,77± 0,15 97,23
Ain El hammam 3,39 ± 0,26 96,60
Isser 2,57 ± 0,3 97,43
Mitidja (2007) 1,47 ± 0,28 98,53
Plaine 2,43 ± 0,79
Mitidja (2008) 3,89 ± 0,06 96,11
Chaabet 2,31 ±0.13 97,69
Sahara (abeille 2,58 ±0,07 97,42
tellienne)
Steppe Sahara (abeille 1,47 ± 0,15 2,48 ± 0,96 98,53
saharienne)
Laghouat 3,39 ± 0,23 96,61
Nous constatons que les échantillons de propolis Algérienne sont très pauvres en eau
et matières volatiles, ce qui procure à la propolis sa structure solide, qui est en adéquation
avec la nature hydrophobe de la plupart des constituants. Les analyses des échantillons ont
révélé un taux faible de pertes pendant le séchage compris entre 1,26 à 3,89 %. Cela signifie
que la presque totalité du poids de la propolis est constituée par la matière sèche (96% à
98,53% de matière sèche).
58
Comparativement aux propolis d’Argentine (1,4 % à 6,2 %.) [2], Ces valeurs de
pertes de la propolis Algérienne sont légèrement inférieures. Les conditions de stockage ainsi
que les conditions climatiques peuvent influencer cette proportion.
La propolis de la Mitidja 2008 a présenté le taux de perte le plus élevé qui est de
l’ordre de 3,89 %, ce la peut s’expliquer par les mauvaises conditions de conservation de cet
échantillon (conservation à l’air libre), par contre un autre échantillon de la même région
bioclimatique (Mitidja) a présenté un taux de pertes de l’ordre 1,47 c'est-à-dire deux fois
moins que le premier échantillon, les autres propolis ont montré des taux moyens de l’ordre
2,57 et 2,31 respectivement pour la propolis des Isser et de Chaabet.
Dans le groupe montagne, l’échantillon de Yakouren 2008 « a », présente le taux de
perte le plus faible (1,26 %), contrairement à un autre échantillon de la même région (propolis
de Yakouren 2008 « b ») qui a présenté un taux un peu plus élevé (3,17 %). Les autres
échantillons de la région montagne de Kabylie ont présenté un taux de pertes moyen de (1,67
% ; 2,3 % ; 2,97% ; 2,77% et 3,39 %) respectivement pour la propolis de Yakouren (2007),
Yakouren (2006), Dellys, Bouzgen et la propolis d’Ain El hammam.
Pour la dernière région c’est à dire la steppe, deux échantillons de propolis ont montré
un taux de perte un peu élevé, la propolis de Laghouat ( 3,39 (écart type : 0,23%)) et la
propolis de l’abeille tellienne qui a présenté un taux de perte pendant le séchage de l’ordre de
2,58 %, cette dernière peut s’expliquer par l’absorption de l’humidité pendant le stockage
(stockage à l’air libre).
En comparant la moyenne des trois régions et en éliminant les échantillons mal
conditionnés, on peut en déduire que les trois groupes montagne, plaine et le groupe de la
propolis Saharienne présentent respectivement des taux d’humidité moyens comparables de
2,39 (écart type : 0,81%) ; 2,12 (écart type : 0,57%) et 2,43 (écart type : 1,34%), ce qui
montre que les pertes pendant le séchage ne permettent pas de faire la différence entre les
trois groupes.
59
IV.1.2. Taux de cendres
Le taux des cendres nous renseigne sur la quantité totale en sels minéraux présents
dans un échantillon de propolis, et par déduction le taux de la matière organique présent dans
le même échantillon. Les résultats obtenus son illustriez dans le tableau N° IV-2.
Tableau N° IV-2 : Taux des cendres et de la matière organique de la propolis
Taux de la
Taux des matière
Echantillon cendres (%) organique
(MO %)
Yakouren (2006) 4,21 ± 0,47 95,79
Yakouren (2007) 2,91 ± 0,14 97,09
Yakouren (2008) « a » 3,11 ± 0,15 96,89
Montagne Yakouren (2008) « b » 2,54 ± 0.14 97,46
Dellys 2,98 ± 0,16 97,02
Bouzgen 2,80 ± 0,22 97,2
Ain El hammam 5.32 ± 0,24 94,68
Isser 2,29 ± 0,16 97,71
Plaine Mitidja (2007) 2,41 ± 0,21 97,59
Mitidja (2008) 3.05 ± 0,35 96,95
Sahara (abeille saharienne) 1,58 ± 0,21 98,49
Steppe Laghouat 4,43 ±0,12 95,57
Sahara (abeille tellienne) 2,01 ± 0,21 97,99
Nous constatons que les échantillons de propolis Algérienne ont montré un taux de
cendres variant entre 1,58% et 5,32 %. Ce qui conduit à déduire que la propolis est riche en
matières organiques (plus de 94 %). Les taux de cendres obtenus sont en concordance avec
la littérature (5%) [6, 59].
L’échantillon d’Ain El’ Hammam de la région montagne de Kabylie présente le taux
de cendre le plus élevé qui est de l’ordre de 5,32 %, par contre les autres échantillons de la
même région ont présenté des valeurs moyennes de (4,21% ; 2,91% ; 3,11% ; 2,54% ; 2,8% et
2,29%) respectivement pour les échantillons de Propolis de Yakouren (2006), Yakouren
(2007), Yakouren (2008) « a », Yakouren (2008) « b », Dellys, et celle de Bouzgen.
Les échantillons de propolis de la plaine ont montré un taux de cendres plus au moins
faible par rapport aux échantillons de montagne. Ce taux est de l’ordre de 2,24% ; 2,41% et
60
3,05% respectivement pour les échantillons de Propolis des Isser ; de la Mitidja (2007) et de
la Mitidja (2008). Pour les propolis saharienne eux aussi ont montrés un taux de cendre
moyen par rapport aux autres échantillons, 1,58% ; 2,01% et 4,43% respectivement pour la
propolis saharienne de l’abeille saharienne, la propolis de Sahara de l’abeille tellienne et la
propolis de Laghouat.
Les résultats des taux des cendres d’une propolis de différentes races d’abeille dans la
même région (propolis saharienne abeille tellienne et sahariensis), ont révélé un écart moyen
de l’ordre de 0,43.
Le tableau N° IV-3 montre la comparaison entre le taux de cendre moyen de chaque
région :
Tableau N° IV-3 : Comparaison de taux des cendres entre les trois groupes.
Groupe Groupe Groupe Tous les

montagne plaine sahara échantillons
n= 7 n= 3 n= 3 n= 13
Min (%) 2,54 2,29 1,58 1,58
Max (%) 5,32 3,05 4,43 5,32
Moyenne (%) 3,20 2,35 2,67 3,05
Ecart type (%) 0,57 1,08 1,53 1,04
α (Ecart type/ 0,18 0,46 0,57 0,34
moyenne)
Les échantillons de propolis du groupe plaine ont montré un taux de cendres faible
d’une valeur de 2,35 (: 1,08) tandis que le groupe montagne présente le taux le plus élevé de
3,20 (écart type : 0,57%), le groupe de propolis Saharienne présente des valeurs
intermédiaires, c’est le groupe le plus hétérogène α = 0,57.
Les valeurs du taux de cendres de la propolis algérienne ont été supérieures
comparativement aux propolis d’Argentine (1,8% à 2,4%) [2].
IV.1.3. Masse volumique de la propolis brute
Les résultats de détermination de la masse volumique des différents échantillons

analysés sont présentés dans le tableau N° IV-4. Les résultats du calcul de la masse
volumique et de l’écart type correspondant sont exprimés en Kg/m3.
61
Tableau N°IV- 4: Masse volumique des différents échantillons de propolis.
Echantillon Masse volumique

moyenne × 103 (kg /m3)
Yakouren (2006) 1,01 ± 0,05
Yakouren (2007) 1,03 ± 0,01
Yakouren (2008) « a » 1,06 ± 0,07
Montagne Yakouren (2008) « b » 1,02± 0,09
Dellys 1,05 ± 0,06
Bouzgen 1,18 ± 0,09
Ain al hammam 1,12±0,10
Isser 1,12 ± 0,05
Mitidja (2007) 1,04 ± 0,04
Plaine
Mitidja (2008) 0,98 ± 0,09
Chaabet 1,14 ± 0,15
Sahara (abeille saharienne) 1,10 ± 0,05
Steppe Laghouat 1,07± 0,04
Sahara (abeille tellienne) 0,98± 0,02
Ces résultats varient entre 1,01 (écart type = 0,05) et 1,18 (écart type = 0,09), ce qui
signifie que la propolis est plus dense que l’eau. Mais pour les échantillons dégradés, la masse
volumique est de l’ordre de 0,98 ; cela peut s’expliquer par la non homogénéité de ces
échantillons et la perte d’une grande partie des constituants.
Les résultats illustrés dans le tableau 5, montrent qu’il n’y a pas une différence
significative entre la densité des propolis répartis par région (montagne, plaine et la sahara).
Tableau N° IV- 5 : Comparaison de la masse volumique entre les trois groupes.
Groupe montagne Groupe plaine Groupe steppe

n=7 n=4 n=3
ρ Max 1,18 1,14 1,10
ρ Min 1,01 1,04 1,08
ρ Moy 1,07 1,10 1,08
Ecart type 0,06 0,05 0,02
α (Ecart 0,06 0,04 0,02
type/moyenne)
62
IV.1.4. Point de fusion
Les résultats de détermination de point de fusion des différents échantillons analysés

sont présentés dans le tableau N° IV-4.
Tableau N° IV-6: le point de fusion des différents échantillons de propolis.
Echantillon point de fusion

Yakouren (2006) 82,0 ± 1,0
Yakouren (2007) 71,8 ± 0,8
Yakouren (2008) « a » 70,1 ±0,3
Montagne Yakouren (2008) « b » 72,3 ± 0,3
Dellys 69,1 ± 1,6
Bouzgen 67,8 ± 0,8
Ain El hammam 75,3 ± 0,6
Isser 65,8 ± 0,8
Mitidja (2007) 70,5 ± 1,3
Plaine
Mitidja (2008) 68,3 ± 1,0
Chaabet 78,6 ± 0,6
Sahara (abeille saharienne) 75,7 ± 0,6
Steppe Laghouat 76,3 ± 1,2
Sahara (abeille tellienne) 78,4 ± 0,4
Les résultats obtenus indiquent que le point de fusion des différents échantillons de la
propolis Algérienne varie entre 65,8 (écart type : 0,8) présenté par l’échantillon d’ISSER à
82,0 (écart type : 1,0) présenté par l’échantillon de Yakouren 2006.
Tableau N° IV-7 : comparaison de point de fusion entre les trois groupes.
Groupe Groupe Groupe Tous les

montagne plaine sahara échantillons
n= 7 n= 4 n= 3 n= 14
Min (°C) 67,8 65,8° 75,7 65,8
Max (°C) 82,0 78,6 78,4 82,0
Moyenne (°C) 72,6 70,8 76,8 73,0
Ecart type 4,8° 5,5 1,4 4,8
α 0,07 0,08 0,02 0,06
(SD/moyenne)
En comparant la moyenne des trois groupes (tableau N°IV-7), on constate que le

groupe steppe présente le point de fusion le plus élevé (76,8 °C). Par contre le groupe de la
plaine présente la valeur la plus faible (70,8 °C).
63
IV.2. Analyses chimiques
IV.2.1. Détermination de pH de la propolis
pH
4,8
4,6
4,4
4,2
3,8
bouzgen yakouren 2008 a yakouren 2008 b yakouren 2007

yakouren 2007 Ain el hammam Dellys Isser
Chaabet Mitidja 2007 Mitidja 2008 saharienne
Sahara (abeille noire) Lagouat
Fig. N° IV-1 : Valeur de pH des différents échantillons de propolis.
Les différents échantillons de propolis ont montré un pH variant entre 4,24 et 4,66. Ce
qui signifie que toutes les propolis sont de nature acide, cette acidité est due à sa composition
riche en acides aromatiques (dérivés de l’acide benzoïque ; dérivés de l’acide benzaldéhyde ;
dérivés de l’acide cinnamique) et acides aliphatiques.
D’après les résultats illustrés dans le tableau N° 8, on remarque que les échantillons de
propolis du groupe steppe ont montré un pH moyen le plus élevé 4,54 (écart type : 0,10),
tandis que le groupe montagne présente un pH de l’ordre de 4,45 (écart type : 0,19), le
groupe plaine présente des valeurs intermédiaires.
Tableau N° IV-8: comparaison du pH entre les trois groupes.
Groupe montagne Groupe plaine Groupe steppe

N=7 n =4 n =3
pH Max 4,66 4,44 4,64
pH Min 4,28 4,24 4,44
pH Moy 4,46 4,38 4,54
Ecart type 0,19 0,10 0,10
α (Ecart 0,04 0,02 0,02
type/moyenne)
64
IV.2.2. Détermination de l’acidité titrable de la propolis brute

L’acidité titrable nous renseigne sur la quantité en acides organiques présents dans
l’échantillon de propolis.
Les résultats de dosage de l’acidité titrable des échantillons de propolis sont présentés
dans le tableau N°IV-9.
Tableau N° IV-9: Acidité des différents échantillons de propolis.
Echantillon Acidité (%)
Yakouren (2006) 7,24 0,34

Yakouren (2007) 7,52 0,40
Yakouren (2008) « a » 7,60  0,40
Montagne Yakouren (2008) « b » 6,93  0,23
Dellys 4,73  0,61
Bouzgen 7,30  0.42
Ain El hammam 8,67  0,23
Isser 7,33  0,23
Mitidja (2007) 7,58  0,34
Plaine
Mitidja (2008) 10,67  0,23
Chaabet (2009) 7,87  0,46
Sahara (abeille tellienne) 6,27  0,46
Steppe Sahara (abeille saharienne) 6,84  0,16
Laghouat (2009) 6,53  0,46
Les résultats obtenus mettent en évidence la nature acide de la propolis. L’acidité de la

propolis étudiée varie entre 6,25% (écart type = 0,46%) et 8,67% (écart type =0,23%).
L’échantillon de Dellys à montré la valeur la plus faible de 4,73% (écart type = 0,61%). Par
contre la propolis de la Mitidja 2008 à montré la valeur la plus élevée de 10,67% (écart type
= 0,23%), ce qui peut être expliqué par la dégradation de l’échantillon ou bien la différence de
la flore botanique entre ces deux régions.
Le tableau qui suit montre la comparaison entre le pourcentage en acidité par région.
Tableau N°IV-10 : comparaison du pourcentage d’acidité titrable entre les trois groupes.
Groupe
Groupe plaine Groupe steppe
montagne
n =4 n =3
n =7
Min 4,73 7,33 6,27
Max 8,61 7,87 6,84
Moy 7,14 7,59 6,55
Ecart type 1,19 0,27 0,28
α (Ecart
0,16 0,04 0,04
type/moyenne)
65
En comparant les pourcentage de l’acidité entre les trois régions, on peut en déduire
que la région de la plaine a montré la valeur la plus élevée par rapport au deux autres groupes,
avec une valeur moyenne de 7,59 % (Ecart type : 0,27).
 Corrélation entre le pH et le pourcentage de l’acidité

L’étude de l’existence d’une corrélation entre le pH et l’acidité titrable nous donne en
effet un coefficient de corrélation linéaire de valeur élevée entre les valeurs du pH et
les pourcentages en acidité titrable de différentes régions (r = 0,94) (fig.IV-2)
L’acidité titrable est inversement proportionnelle au pH et elle est régie par
l’équation :
AT (%) = - 4,8 pH + 27,9
Elle est traduite concrètement par le fait que pour chaque unité pH en plus il y a perte
d’acidité titrable de l’ordre de 4,8% ; et ceci pour des pH inférieurs à 5,81 point
d’intersection de la droite avec l’axe des abscisses.
corrélation entre le pH et l'acidité

y = -4,8214x + 27,919
7,8
R2 = 0,9382
7,6
Acidité titrable
7,4
7,2
7
6,8
6,6
6,4
4,2 4,25 4,3 4,35 4,4 4,45
pH
Fig.IV-2. Corrélation entre le pH et l’acidité titrable.
66
IV.3. Evaluation de l’activité anti-oxydante

Plusieurs méthodes peuvent être utilisées pour estimer l’activité antioxydante.
Certaines d’entre elles reposent sur la capacité réductrice d’un composé comme un indicateur
significatif de son potentiel antioxydant, d’autres reposent sur la mesure de la capacité d’une
substance à piéger les composés radicalaires [105, 106].
Dans la présente étude, l’activité antioxydante des extraits éthanoliques de propolis
étudiées a été déterminée en utilisant deux méthodes différentes :
 La première méthode par l’estimation du pouvoir réducteur, qui mesure la
capacité des extraits à réduire les ions métalliques (fer ferrique en fer ferreux).
 La deuxième est l’évaluation du pouvoir antiradicalaire en mesurant le
°
pourcentage de neutralisation du radical DPPH par les antioxydants présents
dans les extraits éthanoliques des propolis étudiées.
Les antioxydants peuvent réagir à différentes étapes du procédé d’oxydation et ils
peuvent avoir plus d’un mécanisme d’action, il n’existe pas de test de référence in vitro pour
évaluer l’activité antioxydante d’un échantillon. Pour cela, la combinaison de différents tests
est un indicateur de la capacité antioxydante de l’échantillon à tester [107].
IV.3.1. Détermination du pouvoir réducteur

Les figures N°IV-3,4,5 indiquent Variation du pouvoir réducteur en fonction de la
concentration de propolis
DO
C (mg/ml)
Fig. N°IV-3 : Variation du pouvoir réducteur en fonction de la

concentration de propolis de la région bioclimatique de la montagne.
67
C (mg/ml)
Fig. N° IV-4 : Variation du pouvoir réducteur en fonction de la

concentration de propolis des échantillons du groupe plaine.
C (mg/ml)
Fig. N°IV-5 : Variation du pouvoir réducteur en fonction de la

concentration de propolis des échantillons du groupe steppe.
68
Le pouvoir réducteur est souvent employé comme indicateur de la capacité d’un

composé à céder un électron. De nombreux auteurs considèrent la capacité réductrice d’un
composé comme un indicateur significatif de son potentiel antioxydant qui est un mécanisme
important qui examine l’action antioxydante des composés phénoliques [108].
Le test du pouvoir réducteur met en évidence la capacité d’une molécule à réduire un
oxydant en lui cédant un électron, permettant ainsi de bien apprécier l’activité antioxydante de
l’échantillon testé. Cette activité antioxydante est basée sur la réduction du Fer (III) présent
dans le complexe K3Fe (CN)6 en Fer (II) [109].
La révélation du pouvoir réducteur d’un échantillon est basée sur le virage de la
couleur jaune de ferricyanure de potassium vers une couleur bleu verdâtre dont l’intensité
dépend du pouvoir réducteur de chaque échantillon. Ce dernier dépend essentiellement de la
quantité de réducteurs présents dans le milieu testé. Ce qui se traduit par l’augmentation de
l’absorbance au fur et à mesure que cette quantité augmente, elle est estimée par la mesure de
l’absorbance de la solution à 700 nm [89].
Les résultats obtenus (fig. 3,4 et 5) montrent que le pouvoir réducteur est fonction de
la concentration de l’extrait éthanolique de la propolis. Ces résultats sont comparés entre eux
(les différentes régions) et avec celle d’un antioxydant artificiel (BHT) (voire annexe n°1).
Les concentrations des extraits varient entre 2 et 8 mg/ml.
L’analyse des résultats dévoile que le pouvoir réducteur se différencie d’une région à
une autre et d’un échantillon à un autre de la même région. On remarque aussi qu’il y a des
échantillons qui peuvent transformer totalement le Fer (III) en Fer (II), ce qui signifie que ces
extraits de la propolis contiennent suffisamment d’antioxydants pour transformer la quasi-
totalité de ferricyanates, c’est le cas des échantillons de Bouzgen, Yakouren (2008) et Mitidja
(2007) contrairement aux autres.
La propolis de Bouzgen et Yakouren (2008) ont présenté une activité réductrice plus
importante que les autres, par contre la propolis des Isser a présenté la plus faible activité
réductrice. Cette activité peut être comparée en calculant la valeur EC50 c'est-à-dire la valeur
de la concentration de propolis qui nous permet de transformer la moitié de Fe+3 en Fe+2.
D’après Les résultats d’EC50 reportés dans le (tableau N 11), l’échantillon de Bouzgen
a montré une valeur très faible de EC50 par rapport aux autres échantillons (EC50 = 1,1mg/ml)
ce qui prouve que cet échantillon à un pouvoir réducteur très élevé ce qui peut s’expliquer par
la présence importante des antioxydants naturels, c’est la même chose pour la propolis de
69
Ykouren 2007 et 2006 (EC50 = 1,2mg/ml). Pour l’échantillon des Isser, le EC50 est de
2,2mg/ml ; c’est la valeur la plus élevée c'est-à-dire la force réductrice la plus faible. Les
autres échantillons ont montré des valeurs moyennes (Propolis de Dellys : 1,85, Saharienne :
1,75mg/ml, Mitidja : 1,6mg/ml, propolis de Yakouren 2008 : 1,75mg/ml).
Tableau N° IV-11 : les différentes valeurs de EC50 pour le pouvoir réducteur.
Echantillon
EC50
Yakouren (2006) 1,2
Yakouren (2007) 1,2
Yakouren (2008) « a » 1,7
Montagne
Yakouren (2008) « b » 2,3
Dellys 1,8
Bouzgen 1,1
Isser 2,2
plaine Mitidja (2007) 1,6
Mitidja (2008) 2,2
Sahara (abeille saharienne) 1,7
Steppe Laghouat 1,2
Sahara (abeille tellienne) 1,2
En comparant nos résultats d’EC50 avec ceux de la littérature [89] (la propolis du
Portugal), on remarque un écart remarquable. Ces derniers ont un pouvoir réducteur plus
élevé que nos échantillons (EC50= 0,009 mg/ml pour la propolis de Bornes, EC50 = 0,55
mg/ml pour la propolis de Fundao). Cet écart peut être expliqué par la différence de la nature
de la flore botanique de l’Algérie et celle du Portugal (la région influe sur la composition de la
propolis [7,11] ou bien la race d’abeille est différente de la notre [24] et aussi l’âge de la
propolis.
70
IV.3.2. Détermination de l’activité anti-radicalaire au radical DPPH

Le test au DPPH (2,2 –diphényle-1-picrylhydrazyle) choisi dans cette étude est basé
sur le piégeage du radical libre stable DPPH par une molécule antiradicalaire, ce qui entraine
la décoloration de ce dernier [91].
La méthode est rapide et commode à mettre en œuvre, elle s’effectue à température

ambiante, permettant d’éliminer tout risque de dégradation thermique des molécules testées.
Ce teste consiste à mettre le radical DPPH· en présence de molécules dites

« antioxydants » afin de mesurer leur capacité à réduire ce radical. La forme réduite n’absorbe
plus à 517 nm, ce qui se traduit par une diminution de l’absorbance à cette longueur d’onde
[91].
120,00
pouvoir antiradicalaire (%)
100,00
80,00
60,00
40,00
20,00
C (mg/ml)
0,00
0 0,5 1 1,5 2 2,5
proplis de Chaabet propolis de M itidja

Propolis de Isser concentration (mg/ml)
Fig. N° IV-6: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région plaine.
120
pouvoir anti-radicalaire (%)
100
80
60
40
20
0 C (mg/ml)
0 0,5 1 1,5 2 2,5
P ropolis de Yakouren 2006 P ropolis de Bouzgen

P ropolis de Ain El Hammamle propolis de Yakouren 2008
P ropolis de Dellys
Fig. N°-IV.7: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région Montagne.
71
pouvoir anti-radicalaire de la propolis (%)

120,00
100,00
80,00
60,00
40,00
20,00
C (mg/ml)
0,00
0 0,5 1 1,5 2 2,5
propolie s aharienne
P ropolis Sahareinne Abeille noire
propolis de Lagouat
Fig. N° IV-8: Pouvoir anti-radicalaire des propolis de la région steppe.
Les résultats illustrés dans les figures N° (IV-6, IV-7 et IV-8) montre que les activités
antiradicalaires des extraits éthanoliques de la propolis sont assez important, tous les
échantillons analysés ont éliminé la totalité des radicaux libres (c'est-à-dire le pouvoir
antiradicalaire atteint 100 % à des concentration faibles allant de 0,5 à 0,7 mg /ml de propolis
brute), sauf pour l’échantillon dégradé (propolis Saharienne « abeille noire ») qui n’a pu
réduire que 40 % des radicaux libres.
On remarque aussi que le pouvoir antiradicalaire augmente avec l’augmentation de la
concentration, ce qui a été remarqué avec le pouvoir réducteur des extraits éthanoliques ainsi
que dans l’étude réalisé par [89].
Afin d’établir une comparaison entre les échantillons on a déterminé les EC50 Tableau
N° V-12. Quelques échantillons de la région Saharienne présentent une activité antiradicalaire
importante, le cas des échantillons de Laghouat et la Saharienne (Ain Oussara) (EC50 = 0,19
mg /ml). Par contre l’échantillon dégradé présente la valeur de EC50 la plus élevée (EC40 = 0,5
mg / ml) ce qui peut s’expliquer par la disparition par transformation des antioxydants aux
cours du stockage (mauvais conditionnement implique l’oxydation des antioxydants en
premier lieu).
Concernant le groupe montagne, c’est l’échantillon provenant de Dellys qui présente
le pouvoir antiradicalair le plus faible (EC50 = 0,28). Les autres échantillons présentent une
valeur moyenne (EC50 = 0,22 mg / ml).
72
Les échantillons du groupe plaine présentent des valeurs de EC50 de l’ordre 0,22 mg /
ml ; 0,30 mg /ml et 0,35 mg / ml respectivement pour Mitidja 2007, Chaabet et Isser.
Tableau N° I-12 : Valeurs d’EC50 des différents échantillons de propolis analysés.
Echantillon EC50 (mg / ml)
Yakouren (2006) 0,22

Yakouren (2008) « a » 0,22
Montagne
Bouzgen 0,22
Ain al hammame 0,22
Isser 0,35
Plaine Mitidja (2007) 0,22
Chaabet 0,30
Ain Oussara (abeille tellienne) 0,50 (- 40%)
Steppe Ain Oussara (abeille saharienne) 0,20
Laghouat 0,20
En comparant la moyenne des EC50 des trois régions et on éliminant l’échantillon mal
conditionné, on peut en déduire que la région Saharienne présente le meilleur pouvoir
antiradicalaire estimé à (EC50 = 0,20 mg / ml) suivi par le groupe montagne (EC50 = 0,23). La
région plaine présente une valeur de EC50 = 0,29 mg/ml.
L’étude réalisée Sur les extraits éthanolique de la propolis provenant du Portugal a

montré que les valeurs obtenus d’EC50 sont de l’ordre de 0,006 mg/ml et 0,025 mg /ml
respectivement pour la propolis de Bornes et Funddao [89]. Résultats, de loin, inférieurs à
ceux trouvés dans notre étude, donc la propolis du Portugal a un pouvoir antiradicalaire plus
important que nos échantillons analysés.
 Corrélation entre le pouvoir antiradicalaire et le pouvoir réducteur.

Plusieurs tests évaluant l’activité antioxydante ont été rapportés par la littérature. Les
deux tests employés dans la présente étude sont l’activité anti-radicalaire en employant le
radical libre stable DPPH, tendis que l’autre test basé sur le pouvoir réducteur des
échantillons, repose sur la réaction chimique de réduction du Fer (III) en Fer (II). Ces deux
tests se reposent sur les propriétés redox des antioxydants, en effet les antioxydants utilisent
73
deux mécanismes d’action contre les radicaux libres, qui sont respectivement les transferts
d’atomes d’hydrogène et d’électrons.
La corrélation est faite en utilisant les EC50 des échantillons analysés obtenus par le
pouvoir réducteur et celle obtenus par le pouvoir anti-radicalaire (Fig. N° IV-9, IV-10 et IV-
11).
0,4 R2 = 0,8995
R2 = 0,578
pouvoir anti-radicalaire
0,35
0,3
0,3
0,25
0,25
0,2
0,2
0,15 0,15
0,1 0,1
1 1,5 2 2,5 1 1,2 1,4 1,6 1,8 2
pouvoir réducteur pouvoir réducteur
Fig. N°IV-9. a)- région plaine Fig. N°IV-9. b)- région montagne
R2 = 0,9998
0,55
0,5
0,45
0,4
0,35
0,3
0,25
0,2
0,15
0,1
1 1,2 1,4 1,6 1,8
pouvoir réducteur
Fig. N° IV-9.c)- région Steppe

Fig. N° IV-9. Corrélation entre le pouvoir anti-radicalaire et le pouvoir réducteur des
propolis de différentes régions.
74
Les coefficients de corrélation obtenus reflètent l’existence d’une très bonne

corrélation entre l’activité anti-radicalaire et le pouvoir réducteur r = 0,95 et 0,99
respectivement pour le groupe plaine et steppe. Par contre dans la région montagne, on a
obtenus une mauvaise corrélation (r = 0,76), cela peut s’expliquer par la qualité des composés
(c'est-à-dire la nature des composés responsables de l’activité antioxydante) [110].
IV.4. Quantification de quelques composés principaux de la propolis

IV.4.1. Teneur en polyphénols et flavonoïdes
L’étude quantitative des extraits éthanoliques bruts au moyen du dosage par
spectrométrie, avait pour objectif la détermination de la teneur totale des polyphénols et des
flavonoïdes. Deux courbes d’étalonnage (figures 1 et 2, annexe I) ont été tracées, la
première réalisée avec de l’acide Gallique à différentes concentrations, l’autre avec la
Quercitine ; les mesures de densité optique ont été réalisées à 760 nm pour les polyphénols et
à 430 nm pour les flavonoïdes.
Les quantités des polyphénols et des flavonoïdes correspondantes ont été rapportées en
équivalent gramme de l’étalon utilisé et déterminées par deux équations linéaires de type :
Y=aX+b
La teneur en polyphénols et flavonoïdes se différencie d’un échantillon à un autre

selon l’origine botanique de la propolis, c'est-à-dire la région des provenances [89], comme
illustrées dans les tableaux N° IV-13 et IV-14.
75
IV.4.1.1. La teneur en polyphénols

Les résultats du dosage des polyphénols totaux dans les échantillons de propolis
analysés sont présentés dans le tableau N° IV-12. Les valeurs de la concentration et de
l’écart type correspondant sont exprimés en mg d’équivalent d’acide Gallique par gramme de
propolis brute (mg EAG / g M brute). (Annexe I)
Tableau N° IV-13 : Teneur en polyphénols des différents échantillons de propolis.
quantité de polyphénols en
Echantillon
mg/g de propolis
Yakouren (2006) 206,11 ± 4,98
Yakouren (2007) 254,30 ± 3,30
Yakouren (2008) « a » 215,00 ± 5,00
Montagne Yakouren (2008) « b » 11,53 ± 0,60
Dellys 135,67 ± 0,16
Bouzgen 310,37 ± 0,6
Ain al hammame 277,00 ± 6,50
Isser 100,57 ± 1,27
Plaine Mitidja (2007) 227,85 ± 1,69
Mitidja (2008) 35,77 ± 2,25
saharienne (abeille saharienne) 247,58 ± 3,80
Steppe Laghouat 241,26 ± 3,25
Sahara (abeille tellienne) 60,00 ± 1,20
Les teneurs en polyphénols totaux des différents échantillons de propolis présentent

des écarts significatifs, la variation passe de 11,53 (Ecart type : 0,6) mg EAG /g de propolis
brute (le cas des échantillons dégradés) à 310,37 (Ecart type : 0,16) mg EAG / g de propolis
brute (le cas des échantillons en bon état).
Compte tenu des résultats obtenus, nous remarquons que la teneur en polyphénols
totaux est différente d’un échantillon à un autre de la même région. Dans le groupe montagne,
la propolis de Bouzègen présente la valeur la plus élevée qui de 310,37 (Ecart type : 0,16) mg
EAG / g de propolis, par contre la propolis de Yakouren 2008 « b » présente la valeur la plus
faible 11,53 (Ecart type : 0,6) mg EAG / g, cela peut s’expliquer par la dégradation de
76
l’échantillon donc une diminution des polyphénols par l’action de l’oxydation. Les autres
échantillons présentent des valeurs moyennes variant entre 135,67 (Ecart type : 0,16) et
277,00 (Ecart type : 6.50) mg EAG / g de propolis.
Concernant le groupe de la plaine, on remarque aussi que l’échantillon dégradé

(Mitidja 2008) présente la valeur la plus faible avec 35,77 (Ecart type : 2,25) mg EAG / g de
propolis. Les autres échantillons présentent des valeurs moyennes comprises entre
100,57 (Ecart type : 1,27) et 227, 85 (Ecart type : 1,69) mg EAG / g respectivement pour les
échantillons des Isser et de Mitidja 2007.
Pour ce qui est de la steppe, les échantillons analysés présentent des valeurs moyennes
de l’ordre de 241,62 (Ecart type : 3,25) et 247,58 (Ecart type : 3,80) respectivement pour la
Saharienne (Ain Safra) et Laghouat, l’échantillon dégradé présente une valeur de 60,00 (Ecart
type : 1,20).
En comparant la moyenne des trois régions et en éliminant les échantillons mal

conditionnés, on peut déduire que les deux régions Montagne et steppe présentent des valeurs
moyennes comparables de 233,75 et 240,42 mg EAG / g de propolis brute, mais les
échantillons de la région steppique montrent une répartition plus homogène (Ecart type :
4,46). La plaine présente la valeur moyenne la plus faible de 161,21 mg EAG / g de propolis.
Fig. N° IV-12.
350
mg polyphénols /g de propolis
300
244,42
250 233,075
200
164,21
150
100
50
0
montagne plaine steppe
Fig. N° IV-10 : Comparaison de la teneur en polyphénols totaux

entre les trois groupes.
77
Les investigations faites sur la détermination de la teneur en polyphénols totaux de la

propolis d’abeille sont nombreuses, les résultats sont différents d’une étude à l’autre, on peut
citer quelques unes :
La teneur en polyphénols totaux de la propolis Brésilienne est de l’ordre de 232 (Ecart
type : 22.3) mg EAG/g, [49] cette valeur est en accord avec celle trouvée sur la propolis des
groupes montagne et steppe.
L’étude réalisé sur la propolis du Portugal, montre des teneurs en polyphénols totaux
qui oscillant entre 151,00 (Ecart type : 0,01) et 329,00 (Ecart type : 0,01) mg EAG /g de
propolis respectivement pour la région de Fundao et Borne [89].
Les travaux réalisés sur la propolis Iranienne [13], ont rapporté des teneurs en
composés phénoliques de l’ordre de 8,46% (Ecart type : 0,03) ; 7,11 % (Ecart type : 0,19) et
3,08% (Ecart type : 0,02) de propolis brute respectivement pour Tehran, Isfahn et Khorasan.
Ces valeurs sont inférieures à celles trouvés dans la présente étude (23 à 24 g / 100 g de
propolis brute), tandis que d’autres études ont trouvés des résultats comparables aux nôtres, et
qui varient entre 11,3 et 83 g / 100g de propolis [2].
L’étude réalisée sur la propolis de la chine indique des résultats semblables aux
résultats obtenus dans cette étude, ces valeurs en composés phénoliques oscillent entre 85
(Ecart type : 2) et 228 (Ecart type : 8) mg / g de propolis [111].
 Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir réducteur
R2 = 0,6946
350 R2 = 0,5951 250
teneur en polyphénols (mg/g)
300
200
250
200 150
150
100
100
50 50
0
0
0 0,5 1 1,5 2
0 0,5 1 1,5 2 2,5
pouvoir réducteur (EC50) pouvoir réducteur (EC50)
Fig. N° IV-11-a) : Région Montagne Fig. IN°-11-b) : Région Plaine
78
R2 = 0,7484
300
Teneur en polyphénols (mg/g)

250
200
150
100
50
0
0 0,5 1 1,5 2
pouvoir réducteur (EC 50)
Fig. N° IV-11-c) : Région Montagne
Fig. N° IV-11 : Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et

le pouvoir réducteur.
En analysant les coefficients de corrélation obtenus entre les teneurs en polyphénols et

le pouvoir réducteur de chaque région, on constate que la corrélation est très bonne entre ces
deux paramètres. La région Steppe présente un coefficient de corrélation linéaire un peu plus
élevé (R = 0,86) par rapport aux deux autres régions (R = 0,83 et R = 0,77) respectivement
pour la plaine et la région montagne.
D’après les résultats obtenus, on peut confirmer que le pouvoir réducteur est lié non
seulement à la concentration en produits phénoliques mais aussi à la nature de ces derniers.
Généralement l’augmentation du pouvoir réducteur est fortement influencée par la position
des groupement hydroxyle (position ortho ou para) [112].
 Corrélation entre la teneur en polyphénols totaux et le pouvoir anti-radicalaire
R2 = 0,5677 R2 = 0,9228
0,3 0,4
p o u v o ir a n tira d ic a la ire (E C 5 0 )
0,35
0,25
p o u v o i r a n tira d ic a la i re
0,3
0,2
0,25
0,15 0,2
0,15
0,1
0,1
0,05
0,05
0 0
0 50 100 150 200 250 300 350 0 50 100 150 200 250
Teneur en polyphénols (mg/g)de propolis Teneur en polyphénols (mg/g) de propolis
Fig. N° IV-12-a) : Région Montagne Fig. N° IV-12-c) : Région Plaine
79
R2 = 0,9992
0,6
0,5
pouvoir antiradicalaire
0,4
0,3
0,2
0,1
0
0 50 100 150 200 250 300
Teneur en polyphénols (mg/g) de propolis
Fig. N° IV-12-b) : Steppe
Fig. N° IV-12 : Corrélation entre la teneur en polyphénols et le pouvoir anti-

radicalaire.
Les résultats obtenus ont confirmé l’existence d’une bonne corrélation entre le pouvoir
anti-radicalaire et la teneur en polyphénols totaux. En effet le coefficient de corrélation
linéaire le plus élevé a été relevé pour la région Steppe (R = 0,99) suivi par la Plaine avec un
coefficient de corrélation de l’ordre de (R = 0,97) et enfin la région montagne (R = 0,75). Ces
différences entre les trois régions reviennent à la qualité des composés phénolique présents,
c'est-à-dire la nature de la flore botanique dans chaque région.
L’activité anti-radicalaire dépend de la nature des composés phénoliques disponibles,

le pouvoir anti-radicalaire des acides est classé comme suit: Acide Rosmarinique  Ester de
l’Acide cafiequeAcide caffieque  acide férrulique  BHT [113].
Une étude réalisée sur la propolis Brézilienne a rapporté des coefficients de

corrélations linéaires entre les teneurs en polyphénols et le pouvoir de neutralisation du
radicale libre DPPH moins important que ceux obtenus dans la présente étude, ces
coefficients sont de l’ordre de R =0,5 ; R = 0,67 et R = 0,95 [114].
80
IV.4.1.2. La teneur en flavonoïdes

La teneur en flavonoïdes des différents échantillons de propolis sont reporté dans le
tableau N°IV 14.
Tableau N° IV-14: la teneur en flavonoïdes des différents échantillons de propolis.
quantité de flavonoïdes en
Echantillon
mg/g de propolis
Yakouren (2006) 30,90  0,20
Yakouren (2007) 164,39  2,18
Yakouren (2008) « a » 83,45  1,20
Montagne Yakouren (2008) « b » 3,33  0,1
Dellys 48,79  0,19
Bouzgen 189,8  1,28
Ain El Hammam 193.75  2,3
Isser 15,24  2,31
Mitidja (2007) 103,48  0,28
Plaine
Mitidja (2008) 13,33  0,5
Chaabet 20,84 1,28
Sahara (abeille saharienne) 159,21  1,34
Steppe Sahara (abeille tellienne) 10,03  1,03
Laghouat 120,35  4,05
Les flavonoïdes sont une classe de composés ubiquitaires dans les plantes (ce qui
prouve que la propolis est beaucoup plus d’origine végétal) et représentent un des plus grands
groupes de produit naturels phénoliques [115]. Après l’ajout de la solution de chlorure
d’Aluminium (AlCl3), une couleur jaunâtre se forme. Cette coloration et due à la formation du
complexe entre le chlorure d’Aluminium (Fig. N° IV-13 ) et les flavonoïdes ceci se traduit par
le fait que le métal (Al) a perdu deux électrons pour s’unir à deux oxygènes de la molécules
phénolique agissant comme donneurs d’électrons [84]. La formule du complexe entre le
chlorure d’Aluminium et un composé phénolique O-hydroxycarbonylé est présentée comme
suite :
Fig. N° IV-13 : Réaction du Chlorure d’aluminium et les Flavonoïdes
81
La teneur en flavonoïdes dans les extraits éthanoliques de propolis est exprimée en

mg d’équivalent de Quercétine par g de propolis brut (mg EQ/g de propolis), représentés dans
le tableau N° IV-14.
Les quantités les plus élevées en flavonoïdes sont repérées chez les échantillons de Ain
El Hammame (193,75 mg EQ/g de propolis) suivi de celle de Bouzgen (189,8 mg EQ / g de
propolis). Les teneurs les plus faibles sont celles de Yakouren 2008 « b » (3,33 mg EQ/g de
propolis), Mitidja 2008 (13,33 mg EQ/g de propolis brute) et la propolis Saharienne dégradée
(10,03 mg EQ / g de propolis brute).les autres échantillons ont présentés des valeurs
moyennes allant de 13 à 164,39 mg EQ / g de propolis. Ces résultats sont différents d’un
échantillon à un autre de la même région, ce qui signifie que la détermination de la teneur en
flavonoïdes peut être utilisée comme un indice de provenance de la propolis.
En comparant les résultats des trois régions, avec l’élimination des échantillons
dégradés. On peut déduire que les deux régions montagne et steppe présentent des valeurs
importantes en flavonoïdes 118,51 et 139,78 mg EQ/g de propolis respectivement, par contre
la région plaine présente une valeur faible. Résultats similaires a ceux trouvés pour les
polyphénols. Fig. N° IV-14.
On analysant les écarts type de chaque région (Fig. N° IV-14) on remarque la non
homogénéité des échantillons.
250
200
mg EQ/g de propoli
150 139,78
118,51
100
46,52
50
0
Montagne Plaine Steppe
-50
Fig. N° IV-14 : Comparaison de la teneur en flavonoïdes entre les

trois groupes.
82
La teneur en flavonoïdes totale décelée chez la propolis Iranienne, est de 77,9 (Ecart
type : 0,39), 31,1 (Ecart type : 0.08) et 12,2 (Ecart type : 0,33) mg EQ / mg de propolis
respectivement pour les échantillons de Tahran, Isfahan et Khorsan. Ces résultats sont proches
des résultats obtenus dans notre étude [13].
Le travail réalisé sur l’échantillon provenant du Brésil indique une teneur en
flavonoïdes de l’ordre de 43 (Ecart type : 0,1) mg EQ / g de propolis brut [15].
La teneur en flavonoïdes totale de la propolis de Chine varie de 8,3 (Ecart type : 3,7) à
188 (Ecart type : 6,6) mg EQ / g de propolis brute [111].
L’étude réalisée par [11], confirme que la teneur en flavonoïdes dépend de la région
botanique (tableau N° IV-15), dévoilant ainsi que la quantification des flavonoïdes peut être
très utile pour différencier entre les échantillons de propolis. Résultats approuvé lors d’une
autre étude réalisée sur la propolis de la Kerrie, qui montre une teneur en flavonoïdes totale
allant de 16 – 136 mg EQ / g de propolis [112].
Tableau N° IV-15: Influence de la région sur la teneur en flavonoïdes de

la propolis d’abeille [11].
Provenance Flavonoïdes (mg EQ /g Provenance flavonoïdes (mg EQ /g
propolis) propolis)
Argentine 130 (Ecart type : 5,5) New Zealand 152 (Ecart type : 12,6)
Australie 145 (Ecart type : 6,5) Sud d’Afrique 50,8 (Ecart type : 0,8)
Brésil 51,9 (Ecart type : 2,4) Thailand 2,5 (Ecart type : 0,8)
Bulgarie 157 (Ecart type : 8,9) Ukraine 63,7 (Ecart type : 3,2)
Chilie 116 (Ecart type : 9,3) Uruguay 168 (Ecart type : 6,4)
Chine 147 (Ecart type : 9,3) USA 122 (Ecart type : 6,2)
Hongrie 176 (Ecart type : 1,7) Uzbakistan 94,2 (Ecart type : 6,8)
83
 Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux
R2 = 0,7607 R2 = 0,7281
350 250

300
teneur en polyphénols
200
250
200 150
150 100
100
50
50
0 0
0 50 100 150 200 250 0 20 40 60 80 100 120
teneur en flavonoides (mg/g) Teneur en flavonoïdes (mg/g)
Fig. N° IV-15-a) : Région Montagneuse Fig. N° IV-15-b) : Région plaine
R2 = 0,9506
300
Teneur en polyphénols (mg/g
250
200
150
100
50
0
0 50 100 150 200
Teneur en flavonoïdes (mg/g)
Fig. IN°IV-15-c) : Steppe

Fig. IN°IV-15. Corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et les polyphénols totaux.
On remarque que les échantillons de propolis du groupe « steppe » ont montré un

coefficient de corrélation linéaire de l’ordre de 0,95. Un résultat plus élevé que les deux autres
groupes qui ont présenté des coefficients de corrélations de 0,72 et 0,76 respectivement pour
le groupe de la plaine et montagne.
Des résultats inférieurs ont été constatés avec la propolis Brésilienne (r = 0 ,51). En
effet en mesurant la corrélation entre le contenue en polyphénols et les flavonoïdes, des
auteurs ont obtenus un coefficient de corrélation linéaire très faible (r = 0,45). Résultat
inférieur a celui trouvé dans la présente étude [114].
84
 Corrélation entre la teneur en flavonoïdes et les activités antioxydantes de la

propolis
L’analyse de la relation entre l’activité antioxydante et la teneur totale en flavonoïdes
contenue dans un extrait éthanolique de la propolis présente des coefficients de corrélation
linéaire moyennement positifs. Tableau N° IV-16.
Tableau N° IV-16: Corrélation entre la teneur en flavonoïdes et l’activité antioxydante.

Corrélation Région Coefficient de Coefficient de
détermination (r2) corrélation (r)
Pouvoir réducteur et Montagne 0,22 0,47
la teneur en Plaine 0,64 0,80
flavonoïdes Steppe 0,97 0,98
Pouvoir anti- Montagne 0,14 0,37
radicalaire et la Plaine 0,89 0,94
teneur en flavonoïdes Steppe 0,94 0,97
D’après les résultats illustrés dans le tableau N° 15, on constate que les deux groupes
plaines et steppe ont montré une bonne corrélation entre le pouvoir réducteur et la teneur en
flavonoïdes ( r = 0,80 et 0,98) respectivement. Ainsi que pour la corrélation entre le pouvoir
anti-radicalaire et la teneur en flavonoïdes (r = 0,94 et 0,97).
Le groupe montagneux présente un coefficient de corrélation linéaire faible (r = 0,47
et 0,37) respectivement pour (pouvoir réducteur / teneur en flavonoïdes) et (le pouvoir anti-
radicalaire / la teneur en flavonoïdes).
Une étude réalisée sur la propolis Brésilienne indique que les coefficients de
corrélation linéaire entre la concentration en flavonoïdes et le pouvoir anti-radicalaire sont de
l’ordre de 0,85 ; 0,90 et 0,63 [114].
IV.4.2. Dosage de la vitamine C
À notre connaissance, La teneur en acide ascorbique (vitamine C) de la propolis brute,

n’a pas été étudiée préalablement, alors que c’est un puissant réducteur. Il joue un rôle
important dans la régénération de la vitamine E [115]. La littérature rapporte que la vitamine
C est principalement présente dans les végétaux, ce qui conforte la théorie de l’origine de la
propolis.
Les résultats du calcul de la concentration et de l’écart type correspondant sont
exprimés en (* 10 - 3 mg/g) de propolis brute.
85
Tableau N° IV-17 : Teneur de l’acide ascorbique des différents échantillons de propolis.
Vitamine C (* 10 - 3 mg/g)
Echantillon
de propolis
Yakouren (2006) 0,38  5,21 e-05
Yakouren (2007) 0,56  7,98 e-05
Yakouren (2008) « a » 0,44  2,09 e-05
Montagne Yakouren (2008) « b » 0,39  6,28 e-05
Dellys 0,55  7,28 e-05
Bouzgen 0,57  9,67 e-05
Ain El hammam 0 ,27  7,38 e-05
Isser 0,64 4,13 e-05
Mitidja (2007) 0,45 5,26 e-05

Plaine
Mitidja (2008) 0,62  5,10 e-05
Chaabet 0,45 4,00 e-05
Sahara (abeille saharienne) 0,54  6,58 e-05
Sahara (abeille Tellienne) 0,31  4,43 e-05

Steppe
Laghouat 0,12  7,87 e-05
Les résultats obtenus varient entre 0,64 (Ecart type : 4,13E-05) mg/g de propolis brut,
la teneur la plus élevée et elle a été enregistrée par l’échantillon provenant des ISSER.
L’échantillon de Laghouat présente La valeur la plus faible 0,12* 10 - 3 (Ecart type : 7,87E-
05).
En comparant la moyenne des trois régions, on peut en déduire que les deux régions
plaine et Montagne présentent des valeurs importantes de vitamine C estimées à 0,54* 10 - 3
mg/g et 0,48* 10 - 3 mg/g de propolis brut respectivement, mais les échantillons de la région
steppe présentent la moyenne la plus faible 0,32* 10 - 3 mg/g, en plus la non homogénéité la
plus importante (α : 0,66). Fig. N° IV-24.
86
[C]* 10 - 3 mg/g
0,70
0,60 0,54
0,50
0,48
0,40
0,32
0,30
0,20
0,10
0,00
Montagne Plaine Steppe
Fig. N° IV-16 : Comparaison de la teneur en acide ascorbique

entre les trois groupes (Montagne, plaine et la Steppe).
 Corrélation entre le teneur en acide ascorbique et les activités anti-oxydantes de

la propolis
Tableau N° IV-18: Corrélation entre la teneur en acide ascorbique et l’activité antioxydante.

Corrélation Région Coefficient de Coefficient de
détermination (r2) corrélation (r)
Pouvoir réducteur et la Montagne 0,38 0,61
teneur en acide Plaine 0,88 0,94
ascorbique
Steppe 0,02 0,13
Pouvoir anti-radicalaire Montagne 0,23 0,48
et la teneur en acide Plaine 0,63 0,75
ascorbique
Steppe 0,003 0,05
En analysant la relation entre la teneur en acide ascorbique et l’activité antioxydante

des différents groupes de propolis Algérienne, on constate que les deux groupes montagne et
plaine présentent des coefficients de corrélation linéaire positifs. Par contre le groupe steppe
présente des coefficients de corrélations linéaire négatives de l’ordre (r = 0,05) pour la
corrélation entre la teneur en acide ascorbique et l’activité anti-radicalaire, (r = 0,13) pour la
corrélation entre la teneur en acides ascorbique et l’activité réductrice.
87
IV.4.3. Détermination de la teneur en sucres

Les teneurs en sucres totaux et réducteurs dans les extraits de propolis sont exprimées
en g équivalent de glucose par 100 g de propolis brut qui sont présenté dans le tableau N°IV-
19.
Tableau N° IV-19 : Teneur en sucres totaux et réducteurs des différents échantillons de
propolis.
les sucres réducteurs Les sucres totaux

Provenance (g Glucose /100g (g Glucose /100g
propolis) propolis)
Yakouren (2006) 1,75 ± 0,04 2,72 ± 0,02
Yakouren (2007) 2,06 ± 0,01 2,35 ± 0.04
Yakouren (2008) « a » 1,72 ± 0,01 3,09 ± 0,01
Montagne Yakouren (2008) « b » 1,09 ± 0,04 2,65 ± 0,06
Dellys 0,98 ± 0,05 0,49 ± 0,02
Bouzgen 0,59 ± 0,03 1,03 ± 0,05
Ain El hammame 0,58 ± 0,02 0,66 ± 0,02
Isser 0,31 ± 0,02 0,98 ± 0,01
Mitidja (2007) 2,37 ± 0,04 2.41 ± 0,03
Plaine
Mitidja (2008) 0,06 ± 0,01 0,68 ± 0,02
Chaabet (2009) 0,61 ± 0,02 0,56 ± 0,01
Sahara (abeille tillienne) 0,30 ± 0,01 3,46 ± 0,01
Steppe Sahara (abeille saharienne) 0,78 ± 0,01 2,57 ± 0,02
Lahgouat (2009) 0,32 ± 0.06 0,47 ± 0,01
 Les sucres réducteurs : La quantité la plus élevée en sucre réducteur est repérée chez
l’échantillon de Mitidja 2007 (2,37 ± 0,01). Par contre la teneur la plus faible est celle
de l’échantillon de Mitidja 2008 (0,06 ± 0,01) ce qui peut s’expliquer par la
dégradation des sucres réducteurs au cours du conditionnement.
Les teneurs moyennes en sucres totaux entre les trois régions sont illustrées dans le
tableau N° IV-20. (Les valeurs des échantillons dégradés sont exclues).
Tableau N° IV-20 : Comparaison du la teneur moyenne (g Glucose /100g propolis) en

sucres réducteurs entre les trois groupes.
Groupe Tous les

montagne échantillons
n=4 n=3
n=7 n = 14
Min 0,58 0,31 0,30 0,06
Max 2,06 2,37 0,78 2,37
Moy 1,28 1,09 0,55 1,15
Ecart type 0,64 1,11 0,32 0,76
α 0,59
0,50 1.01 0,65
(SD/moyenne)
88
D’après le tableau N° IV-20, on remarque que le groupe Montagne présente la

moyenne de sucres réducteurs la plus élevé (1,28 g E G / 100 g de propolis brut) et le
coefficient d’homogénéité le plus faible (α = 0,50).
 Les sucres totaux : La quantité la plus élevé en sucres totaux est donnée par
l’échantillon Saharienne (abeille noire) 3,46 ± 0,01 g E G /100 g de propolis brut, et
la quantité la plus faible est observée avec l’échantillon de Laghouat (0,47 ± 0,01) g E
G /100 g de propolis brute.
Tableau N° IV-21 : Comparaison du la teneur (g Glucose /100g propolis) en sucres totaux

entre les trois groupes.
Groupe Tous les

n =4 n =3
n =7 n= 14
Min 0,49 0,56 0,47 0,47
Max 2,75 2,41 2,57 2,75
Moy 1,72 0,77 1,52 1,49
Ecart type 1,13 0,29 1,48 1,05
α 0,97
0,65 0,38 0,70
(SD/moyenne)
En comparant la moyenne des trois régions et on éliminant les échantillons mal

conditionnés, on peut en déduire que le groupe Montagne présente la valeur la plus élevée
(1,72 g E G /100 g de propolis brut), résultats semblable à celui obtenu en analysant la teneur
en sucres réducteurs. Concernant l’homogénéité, c’est le groupe plaine qui présente le
coefficient le plus faible (α = 0,38).
La teneur en sucres totaux relevée pour la propolis de diverses provenances est les
suivant : Kenya (2,84 %), Bulgarie (0,47 %), Tanzanie (0,19 %), Zambie (0,32 %) et l’Inde
(0,5 %) [117].
89
IV.4.4. Teneur en protéine soluble
Les résultats de dosage des protéines solubles des échantillons de propolis analysées
sont présentés dans le tableau N° IV-22, ils varient entre 7,23 e-05 % à 2,83 e-04 %. Les
valeurs obtenues ne sont pas significatives (traces). Ces dernières sont du à la présence de
pollen dans la propolis [6].
Tableau N° V-22 : Teneur en protéines solubles des différents échantillons de propolis.
Protéine soluble (g/100gde propolis)

Echantillon
Yakouren (2007) 7,63 e-05 (Ecart type : 3,66 e-05)
Yakouren (2008) « a » 1,64 e-04 (Ecart type : 3,66 e-05)
Montagne
Dellys 7,23e-05 (Ecart type : 1,39 e-05)
Bouzgen 2,32e-04 (Ecart type : 2,69 e-05)
Ain El Hammam 2,83 e-04 (Ecart type : 4,25e-05)
Isser 1,37 e-04 (Ecart type : 1,36 e-05)

Plaine
Mitidja (2007) 2,16 e-04 (Ecart type : 3,13 e-06)
Sahara (abeille saharienne) 1,95 e-04 (Ecart type : 2,42 e-05)

Steppe
Laghouat 1,99 e-04 (Ecart type : 1,96 e-05)
À notre connaissance, la teneur en protéines soluble de la propolis brute, n’a pas été
étudiée
Le tableau tableau N° IV-23 montre la comparaison entre le pourcentage en protéines
par région.
90
Tableau N° IV-23 : comparaison de la teneur en protéines (g/100gde propolis) entre les trois
groupes.
Groupe Tous les

n =2 n =2
n =5 n= 14
Min 7,23 e-05 1,37 e-04 1,95 e-04 7,23 e-05
Max 2,83 e-04 2,16 e-04 1,99 e-04 2,83 e-04
Moy 1,65 e-04 1,76 e-04 1,97 e-04 1,75 e-04
Ecart type 0,93 e-04 0,56 e-04 0,03 e-04 0,70 e-04
α 0,01
0,56 0,32 0,40
(SD/moyenne)
On peut en déduire que la région steppe montre la valeur la plus élevée 1,97 e-04(Ecart
type : 0,03 e-04), avec un coefficient d’homogénéités le plus faible (α = 0,01). Les deux autres
régions ont été moins homogènes α = 0,32 et 0,56 respectivement pour la région plaine et la
steppe.
IV.4.4. Taux de l’azote total
2
1,8
1,6
1,4
Azote (%)
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
Ain El Yakouren Ain Laghouat Chaabet Mitidja
Hammem oussara
Fig. IV-17 : Taux de l’azote total.
Les différents échantillons de propolis analysées ont montré un taux de l’azote total
entre 0,63 et 1,59 %. Les valeurs de l’azote total englobe l’azote non protéiques et l’azoté
protéique, donc on peut en déduire que la propolis est pauvre en protéines, résultat prémuni
dans l’analyse des protéines solubles.
91
En comparant la moyenne entre les trois régions. On peut en déduire que la région plaine
montre la valeur la plus élevée (1,42 %), la steppe (0,97 %) et la montagneuse (0,70 %).
IV.5. Extraction des composés de la propolis
IV.5.1. Etude de taux d’extraction par des différents solvants
IV.5. 1. 1. L’extraction à froid
 PY 2008 : propolis de Yakouren 2008.

 PY 2007 : propolis de Yakouren 2007.
 P S : propolis Saharienne.
 P ISSER : propolis de l’ISSER.
 P MET : propolis de Mitidja 2007.
Fig. N° IV-18: le taux d’extraction à froid avec des différents solvants.
IV.5. 1. 2. L’extraction à chaud
 PY
2008 :
propolis
de
YAKOU
REN
2008
 PM:
propolis de
MITIDJA
Fig. N° IV-19 : le taux d’extraction a chaud.

92
L’extraction n’est qu’une étape de transformation de la matière première (dans notre

cas c’est la propolis) en un extrait. Toutes les étapes qui précèdent ou suivent l’extraction
doivent être maîtrisées avec précision pour un produit final de qualité optimale. Dans cet
optique, le découpage de la propolis a été réalisé de façon à pouvoir récupérer des morceaux
très fins dans le but d’optimiser l’extraction [118].
L’extrait récupéré par les différents solvants a été pesé pour déterminer le poids sec
résultant après évaporation à sec sous pression réduite. Ces extraits renferment tous les
composés qui peuvent être extraits par les différents solvants (selon l’affinité du solvant
d’extraction avec les composés extraits), ces composés peuvent être des flavonoïdes, des
composés phénoliques ou bien des lipides, etc. le rendement à été déterminé par rapport à 100
g de propolis brute. Rendue en petit morceaux, subissant une extraction soit à température
ambiante pendant une semaine (macération), soit à chaud pendant 6 à 8 heurs (par Soxhlet).
Les résultats ont été exprimés en pourcentage massique (p / p).
Le rendement d’extraction varie de 5,4 à 74,30 % pour l’extraction à froid et de 8,9 à
89,2 % pour l’extraction à chaud. Cette variation dépend du type de solvant ainsi que la
provenance de la propolis, ce qui prouve la complexité de la composition de la propolis.
Pour l’extraction à froid, le rendement est plus important avec les solvants polaires, ce
qui explique la richesse de la propolis en composés polaires. Le rendement peut être augmenté
en utilisant un mélange de solvants, c’est le cas de l’éthanol /eau à 70 % car le taux
d’extraction est de l’ordre de 64,8 à 74,30 %.
Les solvants polaires purs ont donné des taux d’extraction allant de 32,42 à 39,36 pour
l’éthanol ; 45,40 à 46,33% pour le méthanol ; 39,5 à 51,10% pour l’acétone et environ 23,45
pour le propanol.
Pour les solvants apolaires, les rendements sont très faibles, ils varient de 5,4 à 7 ; de
7,9 à 9,09 et de 18 à 18,5 respectivement pour l’eau, l’éther de pétrole et l’Hexane.
Dans le cas de l’extraction à chaud, le rendement s’est amélioré, surtout dans le cas de
l’hexane et de l’acétone. Cela est dû à la rupture des liaisons sous l’effet de la chaleur, c'est-à-
dire que notre matière est pratiquement altérée. Dans le cas de l’eau on remarque une légère
amélioration de l’ordre de 4 %.
Une étude sur l’extraction avec l’eau a indiqué des rendements de l’ordre 7,7%, 3,2%
et 9,6 % respectivement pour la propolis de Chine, du Pérou et du Brésil [119]; un taux
d’extraction de 14,3 % à 46,2 % et de 26,6 % à 75,8 % respectivement pour l’hexane et
l’éthanol 70% [2]; une autre étude a rapporté des taux d’extraction par l’éthanol et l’eau
respectivement de 35 % et 7%, [5].
93
Les résultats relevés sur la propolis Brésilienne confirment que le taux d’extraction
change d’un échantillon à un autre de la même région, ont été obtenus des taux d’extraction
allant de 40,7% à 73,9 % avec l’éthanol (70%) [120].
Touts ces résultats abondent dans le même sens que ceux trouvés par notre étude aussi
bien pour les rendements d’extraction que pour le choix des solvants les plus performants, qui
sont ici l’Ethanol (70%) et le Méthanol.
IV.5. 2. L’influence du temps de contact sur le taux d’extraction
Les résultats de l’étude de l’influence du temps sur le taux d’extraction des composés
des différents échantillons de la propolis sont présentés dans la figure N° IV-20. On constate
que le rendement d’extraction augmente avec l’augmentation du temps de contact, c'est-à-dire
le temps de séjour de la propolis dans notre solvant d’extraction (dans notre cas c’est
l’Ethanol à 70%).
76,00%
74,00%
72,00%
70,00%
68,00% proplis montagneuse
66,00% propolis de laplaine
64,00% propolis saharienne
62,00%
60,00%
58,00%
8 Jours 20 Jours 60 Jours 90 Jours
Fig. N° IV-20 : Influence du temps sur le taux d’extraction.
Le taux d’extraction varie d’un échantillon à un autre selon la région de provenance,

on constate une augmentation de 64,8 à 68,1% ; de 70,1 à 75,2% et de 65,5 à 70,3%
respectivement pour la propolis de montagne, de plaine et de steppe (le temps varie de 8 jours
à 90 jours).
C'est-à-dire qu’en 82 jours il y a eu gain de 3,3 %, de 4,1% et de 4,8% ce qui est très
faible pour prolonger inutilement l’extraction.
La représentation de l’évolution du taux d’extraction à travers le temps rend plus
lisible cette conclusion.
94
80
70
Taux d'extraction (%)

60
50 Montagne
40 Plaine
30 Steppe
20
10
0
0 20 40 60 80 100
Temps en jours
Fig. N° IV-21. Evolution du rendement d’extraction à travers

le temps.
Le taux d’extraction obtenue sur la propolis brésilienne croit avec l’augmentation du

temps de macération, mais la composition qualitative reste la même [120].
IV.5. 3. Optimisation de l’extraction des principes actifs de la propolis par combinaison

de mélange de solvants :
Dans cette partie ; il s’agit de déterminer la quantité des polyphénols existant
dans la propolis. Dans le but d’optimiser le rendement d’extraction des polyphénols, nous
avons employé différents types de mélanges de solvants à partir de l’éthanol, l’hexane et de
l’acétone.
Les concentrations obtenues en polyphénols dans l’extrait de propolis en fonction de
différents mixtes de solvants utilisés, sont reportées dans le tableau N° IV-24. Elles ont été
calculées à partir de l’équation de la courbe d’étalonnage de l’acide gallique.
95
Tableau N° IV-24: Concentrations en polyphénols dans les extraits de propolis en fonction

de la composition des mixes de solvants utilisés.
mg/g de
mixtures Ethanol % Hexane % Acétone %
propolis
1 100 0 0 229,94
2 0 100 0 16,61
3 0 0 100 125,37
4 17 17 66 101,01
5 33 33 33 118,72
6 50 0 50 124,14
7 50 50 0 98,67
8 0 50 50 40,72
9 66 17 17 280,80
10 17 66 17 97,02
Le rendement d’extraction est conditionné par la matrice du solvant.
concentration en polyphénols (mg/g)de propolis
350
300
250
200 concentration en
150 polyphénols
100
50
0
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Fig. N° IV-22: Concentration en polyphénols en fonction des différentes mixtes de

solvant.
A la lumière de ces résultats (tableau N° IV-24 et fig. IV-30), il ressort que

l’extraction des polyphénols en présence de la mixture N° 9 (66% d’éthanol, 17% d’hexane
et 17% d’acétone) donne la concentration des polyphénols la plus élevée (estimée à 280,80
mg/g de propolis), suivi de celle de la mixture N°1. Par contre, l’extraction en présence de la
mixture N° 2 (100% d’hexane) donne la concentration en polyphénols la plus faible soit
16,61mg/g. l’hexane étant un solvant apolaire d’où le faible rendement d’extraction.
96
Les mixtures 3, 5, 6, 7 donnent des bons résultats d’extractions en raison de la

proportion élevée de l’Ethanol dans les mixtures. Il apparait ainsi que le pourcentage de
l’éthanol influe notablement sur le rendement de l’extraction.
a. Estimation statistique du modèle mathématique
L’optimisation des réponses s’avère souvent utile dans le développement de produits,

lorsque nous devons par exemple déterminer les conditions de fabrication qui donneront un
produit ayant les propriétés souhaitées. Dans notre cas, c’est la détermination des proportions
des solvants utilisés qui optimisent l’extraction des principes actifs de la propolis
(polyphénols).
Les figures N° IV- 24 et 25 montrent la surface de variation des concentrations des
polyphénols selon le plan de mélange.
GraphiquedesurfacedemélangedeConcentrationenpolyphénols Graphique de contour de mélange de Concentration en polyphénols

(quantités de composantes) (quantités de composantes)
ETHANOL
1
Concentratio
en
polyphénols
< 50
50 – 100
100 – 150
150 – 200
200
200 – 250
ETHANOL
0 0 > 250
Concentrationenpolyphénols 1,00
100
0,00
0,00
0
HEXANE
1,00 0,00
1,00
ACETONE
1 0 1
HEXANE ACETONE
Fig. N° IV-23 Graphique de Fig. N° IV-24 : Graphique de conteur de

surface de mélange de mélange de concentration en polyphénols
concentration en polyphénols
97
Pour optimiser l’extraction on doit établir un modèle mathématique qui est un

polynôme de la forme suivante :
Y= B1 X1 + B2 X2 + B3 X 3+ B 12 X1 X2 + B13 X1 X3+ B23 X2 X3 + B123 X1 X2 X3

Formation de la matrice de Cheffé
Tableau N° IV-25 : la matrice de Scheffé.

Ethanol Hexane Acétone Dispersion
Y1 Y2 Y moyen Ecart type
% % % σ2
1 1 0 0 236,47 236,47 229,94 9,22 229.95
2 0 1 0 10,09 23,13 16,61 9,22 85,04
3 0 0 1 133,86 116,88 125,37 12,01 144,13
4 1/6 1/6 2/3 96,21 105,81 101,01 6,78 46,04
5 1/3 1/3 1/3 125,25 112,20 118,72 9,22 85,04
6 1/2 0 ½ 157,23 91,04 124,14 46,80 2190,62
7 1/2 1/2 0 87,84 109,50 98,67 15,31 234,44
8 0 1/2 ½ 30,76 50,69 40,72 14,09 198,62
9 2/3 1/6 1/6 285,92 275,68 280,80 7,24 52,46
10 1/6 2/3 1/6 89,96 104,08 97,02 9,99 99,81
Selon les données consignées dans le tableau N° IV–25, on détermine les coefficients
des équations de régression, la dispersion de reproduction et l’adéquation du modèle.
Selon le critère de Coochréne on vérifie l’homogénéité des dispersions des 10 essais:
Ce = σ2 max (y)/  σ2 (y) = 0.68

D’après la table de Coochrène ( = 0,05 ; N =10 ; m = 2): Ct = 0,801
N = le nombre des essais
m = le nombre des répétitions.
Comme Ce est inférieur à Ct les dispersions sont homogènes et la dispersion de
reproduction est positive.
Pour le modèle (le taux d’extraction des polyphénols – la composition du mélange) on
a pris le polynôme de la troisième puissance complet.
On mettant les valeurs moyennes du tableau N° IV–25 dans les formules qui
déterminent les coefficients du polynôme on obtient les résultats illustrée dans le tableau N
IV–26.
98
Les formules de détermination des coefficients du polynôme sont :
 B1 = Y 1
 B12 = 4 Y12 - 2 (Y1 + Y2)
 B123 = 27 Y123 – 12 (Y12 +Y13 + Y23) + 3 (Y1 + +Y2 + Y3)
Tableau N° IV-26 : les coefficients du modèle mathématique.

Paramètre Valeur Tc Paramètre Tc Valeur
B1 229,94 57.3 B12 24,53 - 98,44
B2 16,61 4.14 B13 53.35 - 214,08
B3 125,369094 31.24 B23 30.31 - 121,64
B123 1159.64 288.97
En utilisant la table de la loi de Student (=0.05, N=10) on a Tt = 2,228

D’après les résultats illustrés : Tc > Tt donc tous les coefficients sont significatifs et
l’équation prend la forme suivante :
Y = 229.95 X1 + 16.61 X2 + 125.37 X3 – 98.44 X1 X2 – 214.08 X1 X3

– 121.64 X2 X3 + 1159.64 X1 X2 X3
Test sur la validation du modèle

Vérification de l’adéquation du modèle mathématique : il s’agit de contrôler si le
modèle estimé explique correctement les variations de la réponse observée [121].
Il peut se baser sur le critère de Fisher.
Les valeurs calculées Yc sont illustrées dans le tableau N° IV-27:
99
Tableau N° IV-27: les réponses calculées à partir du modèle.
Les mixtures Les réponses calculées (Yc)

Mixture 1 229,95
Mixture 2 16,61
Mixture 3 125,37
Mixture 4 106,11
Mixture 5 118,69
Mixture 6 124,13
Mixture 7 98,66
Mixture 8 40,57
Mixture 9 160,35
Mixture 10 61,35
Le teste de Fischer-Snedecor
La valeur calculée du critère de Fischer est donnée par la formule suivante :
Fc 
 22 Y 
 12 Y 
 
N
m   Y i  Yic
2
 22 Y   i 1
N  Zs
Fc>1, pour les valeurs de F comprises entre 0 et 1, on a :
1
F1 P  1 , 2  
F p  2 , 1 
 12 Y  : La moyenne des variances de la série ;
 22 Y  : La variance d’adéquation ;
Yi : Valeur moyenne du paramètre d’optimisation dans la ième expérience ;
100
Yic : Valeur du paramètre d’optimisation dans la ième expérience, calculée d’après le

modèle mathématique obtenu ;
m : Le nombre de répétitions ;
N : Le nombre d’expériences ;
Z s : Le nombre de coefficients significatifs dans le modèle mathématique.
Si Fc<Ft(  =0,05,  1 , 2 ), le modèle obtenu est adéquat ;
Si Fc>Ft(  =0,05,  1 , 2 ), le modèle n’est pas adéquat , il faut passer à la recherche d’un
modèle plus complexe.
Après les calculs on a :

Fc = 3,13
D’après la table de Fischer on a :
Ft :( 1 = N – Zs = 3, 2 = N (m-1) = 10) = 3,71
Fc  Ft donc notre modèle est adéquat.
La figure qui suit présente la corrélation entre les valeurs prédites par le modèle et des valeurs
mesurées.
Fig. N° IV-25: représentation graphique des valeurs prédites en fonction des valeurs
mesurées.
101
On peut dire que La corrélation est satisfaisante (R = 0,88).

Il existe une autre manière de vérifier la validité du modèle, elle consiste à comparer la
moyenne calculée à partir du modèle et celle mesurée au centre du domaine expérimental
[122].
La moyenne des réponses, peut être considérée comme la valeur de la réponse lorsque
tous les facteurs sont au niveau zéro. C'est-à-dire la valeur de la réponse au centre du domaine
expérimental.
La valeur calculée par le modèle est de l’ordre de 118,69. La moyenne mesurée au
centre du domaine (1/3, 1/3, 1/3) est de l’ordre de 118,73 (Ecart type= 9,22). Les deux valeurs
sont proches, la validité du modèle est ainsi confirmée.
Le modèle mathématique ne présente pas la même précision dans tout le domaine
expérimental, c’est au point central qu’il est plus précis [122].
IV-6. Résultats d’analyse de la composition de l’extrait de propolis

IV-6. 1. Analyse de la composition chimique de l’extrait éthanolique de la propolis par
chromatographie sur couche mince (CCM)
Le développement de la méthode pour la chromatographie sur couche mince
commence non seulement par le choix de la phase mobile mais aussi le choix de la phase
stationnaire, la technique de développement choisie et les dimensions de la chambre de
développement ont un effet prononcé sur la séparation [123].
Trois systèmes de solvant ont été utilisés, les chromatogrammes résultant comportent
une série de spots (fig.N° IV-26), l’identification des composées étant basée sur la
comparaison des rapports frontaux (Rf) et la couleur observée sous la lumière UV (Tableau
N° IV-28, IV-29 et IV-30). Suite au nombre réduit des étalons disponibles, pour certains, on
s’est arrêté à l’identification de la famille, ou bien à utiliser des donner bibliographiques.
Les classes de l’extrait éthanolique de la propolis varient dans le type (la nature de la
tache) et la quantité (surface de la tache) ceci est dû aux variations de la provenance de la
propolis. Le tableau qui suit comporte les Rf des différents spots apparus avec les différents
systèmes de solvant utilisé, ainsi que la couleur révélée sous lumière UV.
Un ensemble de spots à été obtenu pour les différents extraits de propolis (extrait
éthanolique de chaque région).
102
- Composés identifiés dans la propolis de montagne

Quatre taches révélées avec le premier système de solvant (chloroforme,
méthanol et eau (70 %,20%, 10 %), onze taches par le système (hexane, éthanol et 1 %
d’acétone) et sept taches avec le système (Ether de pétrole et Acétate éthylique (7 :3)).
Les composés identifiés par le troisième système font partie des flavonoïdes.
- Composés identifiés dans la propolis de la plaine

Trois spots présentés par le système (chloroforme, méthanol et eau), onze
taches par le système (Hexane, Ethanol et 1% de l’Eau) et six par le troisième système.
Dans cette propolis on remarque l’absence de la famille des acides gras qui sont
révélés par le premier système, et aussi l’absence de pinostrobine révélée par le
troisième système dans la propolis de montagne.
- Composés identifiés dans la propolis de la steppe

Trois taches ont été présentées par le premier système, onze par le deuxième système,
et six par le troisième système.
En comparant les Rf ainsi que la coloration observée sous UV des spots avec ceux des
étalons élués dans les mêmes conditions expérimentales. On à pu identifier la famille des
acides aliphatique et celle des acides phénoliques dans les extraits éthanolique de la propolis
des trois régions, et la famille des acides gras dans l’extrait éthanolique de la propolis de
montagne.
Pour l’identification des flavonoïdes, on à constaté la présence de pinosombrine,
chyrisine et le caffeate phenéle dans les extraits de propolis de montagne et de la plaine. Par
contre on a constaté l’absence de pinosombrine dans l’extrait de la propolis de la steppe. Ses
résultats vont dans le même sens que ceux obtenues dans d’autres travaux [102], qui ont
identifiés la présence de la pinosombrine et la chyrisine dans les extraits éthanolique de la
propolis des différentes régions de Turquie.
103
Tableau N° IV-28 : Les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis du groupe montagne par les différents solvants.
extrait Système Couleur sous Rf Type de famille Composé
éluant l’UV (365 nm) possible probable
0,16 Acide aliphatique Acide
Méthanol- Eau
Chloroforme –
(70%, 20%,
10%)
salycilique
0,33 - -
0,72 Acide gras Acide oléique
0,83 - -
0 Polyphénols Acide
L’extrait de la propolis de montagne
gallique
Hexane – Ethanol et 1% acide
0,04 - -
0,18 - -
0,24 - -
Acétique
0,28 - -
0,39 - -
0,47 Les stérols Cholestérol
0,57 - -
0,62 - -
0,68 - -
0,83 - -
Gris 0,06 - -
acétate éthylique (7 : 3)
Marron 0,13 - -
Ether de Pétrole et
Jaune 0,26 phénols Cafféate

phénéthyle
Violet 0,34 - -
Brune foncée 0,41 Flavonoïdes chyrisine
Jaune claire 0,68 Flavonoïdes pinosombrine
Bleu clair 0,84 Flavonoïdes Pinostrobine
104
Tableau N° IV-29: les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis de la plaine par les différents solvants : Adsorbant gel de silice.
extrait Système Couleur sous Rf Type de famille Composé
éluant l’UV (365 nm) possible probable
0,16 Acides aliphatiques Acide
(70%, 20%, 10%)
salysilique
Méthanol- Eau
Chloroforme
0,33 - -
0,83 - -
0 Polyphénols Acide gallique

Hexane – Ethanol et 1% acide Acétique
0,03 - -
0,17 - -
L’extrait de la propolis de la plaine
0,24 - -
0,28 - -
0,39 - -
0,47 Stérols Cholestérol
0,57 - -
0,62 - -
0,68 - -
0,83 - -
Gris 0,06 - -
acétate éthyliqu (7 / 3)
Marron 0,13 - -
Ether de Pétrole et

phénéthyle
Violet 0,34 - -
Brune foncée 0,41 Flavonoïdes Chyrisine
Jaune claire 0,68 Flavonoïdes Pinosombrine
Remarque :
- : Tache non identifié

On remarque aussi que le système éluant deux a donné le nombre le plus élevé des
taches, mais on a observé une trainée ce qui s’explique par la mauvaise séparation des
familles.
105
Tableau N° IV-30: les classes des composés identifiés dans l’extrait éthanolique de la
propolis de la plaine par les différents solvants.
extrait Système Couleur sous l’UV Rf Type de famille Composé
(cm)
éluant (365 nm) possible probable
0,16 Acides aliphatiques Acide salysilique
Syst 1
0,33 - -
0,83 - -
0 Polyphénols Acide gallique

0,04 - -
0,18 - -
L’extrait de la propolis de la steppe
0,24 - -
0,28 - -
Syst 2
0,39 - -
0,47 Stérols Cholestérol
0,57 - -
0,62 - -
0,68 - -
0,83 - -
Gris 0,06 - -
Marron 0,13 - -
Syst 3
phénéthyle
Violet 0,34 - -
Brune foncée 0,41 Flavonoïdes Chyrisine
Jaune claire 0,68 Flavonoïdes Pinosombrine
M : propolis montagneuse
P : propolis de la plaine
S : propolis Saharienne
éthylique)S P M
Fig. N° IV-26 : Chromatogrammes des extraits éthanolique de propolis
(phase mobile : Ether de pétrole et acétate éthylique)
106
IV-6. 2. Résultats de la caractérisation des extraits de propolis par la résonance

magnétique et nucléaire (R M N)
Fig. N° IV-27 : L’extraction à chaud dans l’Ethanol (70 %), la propolis Saharienne.
Fig. N° IV-28 : L’extraction par macération dans l’Ethanol (70%), la propolis Saharienne.
107
Fig. N° IV-29 : Extraction par le Méthanol, propolis montagneuse (Yakouren 2006).
Fig. N° IV-30 : Extraction par l’Ethanol (70%), propolis montagneuse

(Yakouren 2006).
108
Fig. N° IV-31 : l’extraction Ethanolique de la propolis de Yakouren 2007.
L’RMN permet de détecter les composés qui s’ionisent dans les conditions utilisés, elle
présente une méthode simple pour obtenir des informations globales sur des échantillons
complexes. Dans notre cas, elle nous a fourni comme une empreinte digitale des différents
extraits de la propolis.
Les figures 27 et 28 présentent les deux spectres RMN-H réalisés sur les extraits
éthanolique (70%) de la propolis de la steppe. Le premier spectre (Fig. 27) illustre les
résultats d’extractionà chaud , par contre le deuxième spectre (fig. 28) c’est les résultats
d’extraction par macération.
Dans les deux figures les signaux de la RMN de proton sont présents entre 0,63 et 0,76
ppm avec différentes intensités, et ils sont regroupés en trois zones bien séparées. Les signaux
présentés par l’extraction par macération sont plus distincts que ceux obtenue par l’extraction
à chaud, mais le nombre de pics est plus important dans l’extraction à froid.
La première, c’est la zone aliphatique allant de 0,63 à 1,89 ppm pour l’extraction à chaud,
et de 0,97 à 2,38 ppm pour l’extraction à froid. Donc les composés aliphatiques sont bien
extrait à froid avec de l’Ethanol (70 %). Cette zone peut inclure le groupe méthyle isoprenyle.
La zone 2 allant de 3,7 à 6 ppm c’est la zone des doublets, cette région peut inclure les
signaux aromatiques des méthoxyle qui apparaissent entre 3,75 à 3,82 ppm. L’extraction à
109
chaud (fig.27) a montré des signaux faibles dans la zone des doublets car ces derniers peuvent
être détruits par la chaleur.
La troisième, c’est la zone aromatique complexe. De 6 – 10 ppm. Cette zone est presque
absente, dans les deux cas d’extraction.
En résumant, les deux figures 27 et 28 montrent que la propolis de la steppe englobe des
composés aliphatiques et des composés avec des doublets, mais elle est pauvre en composés
aromatiques complexe.
Pour la région montagne on a pris la propolis de Yakouren 2006 (fig. 29 et 30). Ces
figures montrent les résultats obtenus par RMN-H en utilisant les différents solvants
d’extraction. L’extraction par le Méthanol (fig. 29) présente des signaux intenses dans la
zone aliphatique entre 0,56 et 1,62 ppm, ainsi que dans la zone des composés contenants des
doubles liaisons. Par contre les signaux sont faibles dans la zone aromatique. Ces résultats
sont comparables à ceux de la littérature sur la propolis brune de Cuba [104].
La fig.30 : l’extraction éthanolique (70%) de la propolis de Yakouren montre un profile
semblable à celui de la propolis de la steppe, sauf que la propolis Saharienne à présenté un
nombre de pics plus intense que la propolis de Yakouren ; mais cette dernière à montré une
zone aromatique plus large que la propolis Saharienne (allant jusqu’à 12 ppm).
En comparant l’extraction par l’éthanol et le méthanol, on remarque que l’extraction
éthanolique a permis de présenter des pics plus clairs que l’extraction méthanolique.
Fig.31 : présente l’extrait éthanolique de la propolis de Yakouren 2007. On remarque que
cette extrait à montré trois (3) zones distinctes de signaux semblables à celles obtenues par
l’extrait éthanolique de la propolis de Yakouren 2006, mais la zone aliphatique est plus
intense, Cela prouve que la composition de la propolis change légèrement selon l’année de
récolte.
110
IV-6. 3. Composition de la propolis en Métaux
D’après les résultats illustrés dans le tableau N° IV-31, on constate que le profile en
éléments minéraux change d’une région à une autre.
Tableau N° IV-31 : Teneur moyenne des métaux analysés.

Montagne (Ain El
Plaine (Mitidja) Sahara (Laghouat)
Hammam)
Potassium (K)
190,82 268,28 276,58
(mg /kg)
Sodium (Na)
755,32 607,26 563,15
(mg /kg)
Plomb (Pb) (mg /kg) 51,68 52,30 55,92
Zinc (Zn) (mg /kg) 207,70 397,09 1209,19
Cuivre (Cu)
7,95 7,75 12,97
(mg /kg)
Manganèse (Mn)
30,81 45,52 35,95
(mg /kg)
Chrome (Cr)
< 4,97 < 4,83 < 4,98
(mg /kg)
Fer (Fe)
993,84 968,51 559,15
(mg /kg)
Cobalt (Co)
< 4,97 < 4,83 < 4,99
(mg /kg)
Cadmium (Cd)
< 0,99 < 0,97 < 0,99
(mg /kg)
Nickel (Ni)
< 5,96 < 5,80 < 5,99
(mg /kg)
Totale (mg /kg) 2255,01 2363,95 2719,86
111
Le Potassium, le Sodium, le Zinc et le Fer ont présenté les concentrations les plus
élevées dans les échantillons analysés, les autres éléments ont diminué dans l’ordre : Plomb >
Manganèse > Cuivre. Tandis que le Chrome, le Cobalt, le Cadmium et le Nickel étaient aux
dessous de la limite de détection dans tous les échantillons analysés.
La concentration de Zinc était plus élevée dans la propolis provenant de montagne
(1209 mg/Kg) contrairement à celles provenant de la Plaine et Sahara (207,70 et 397,09
mg/kg respectivement). Le même échantillon à présenté la plus faible concentration en Fer
(559, 15 mg /Kg).
Les résultats obtenus dans notre étude sont comparables à ceux trouvés dans la
littérature [104] ; celle-ci a signalé que la teneur en minéraux change d’une région à une autre
et que le potassium et le calcium présentent les concentrations les plus élevées : 473 et1650
mg/Kg respectivement.
En comparant la teneur totale en minéraux présente dans les propolis brutes des trois
régions différentes, on peut en déduire que la propolis montagneuse présente la valeur la plus
élevée (2719,86 mg/Kg), suivie de celle Saharienne (2363,95 mg/Kg) et en fin de la Plaine
(2255,01 mg/Kg).
112
IV-7. Etude de la composante principale

Les analyses statistiques élémentaire réalisés restent insuffisantes, d’autres analyses
descriptives sont nécessaires pour :
 Identifier les interactions entres les différents paramètres.
 Identifier les paramètres significatifs permettant de différencier entre les propolis.
Pour cette raison nous utiliserons l’analyse de la composante principale (ACP).
IV-7. 1. Présentation des données
Tableau N° IV-32 : Variables et individus utilisés.

Variables Individus
V1 : H+M V (pertes pendant le séchage) I1 : Yakouren 2006
V2 : Cendres (%) I2 : Yakouren 2007
V3 : Acidité (%) I3 : Yakouren 2008 "a"
V4 : Masse Volumique I4 : Dellys
V5 : Teneur en Polyphénols I5 : Bouzgen
V6 : Teneur en Flavonoïdes I6 : Ain El Hammam
V7 : Teneur en Acide ascorbique I7 : Isser
V8 : Sucres totaux (%) I8 : Mitidja 2007
V9 : Sucres réducteurs (%) I9 : Chaabet
I10 : Ain Oussara
I11 : Lagouat
113
Tableau N° IV-33 : Représentation des données.
V1 V2 V3 V4 V5 V6 V7 V8 V9
I1 2,3 4,21 7,24 1,01 206,11 30,9 0,38 2,72 1,75
I2 1,67 2,91 7,52 1,03 254,3 164,39 0,56 2,35 2,06
I3 1,26 3,11 7,6 1,06 215 83,45 0,44 3,09 1,72
I4 2,97 2,98 4,73 1,05 135,67 48,79 0,55 0,49 0,98
I5 2,77 2,8 7,3 1,18 310,37 189,8 0,57 1,03 0,59
I6 3,39 5,32 8,67 1,12 277 193,75 0,27 0,66 0,58
I7 2,57 2,29 7,33 1,12 100,57 15,24 0,64 0,98 0,31
I8 1,47 2,41 7,58 1,04 227,85 103,48 0,45 2,41 2,37
I9 2,31 2,51 7,87 1,14 160,42 20,84 0,45 0,59 0,61
I10 1,47 1,58 6,84 0,98 247,78 159,21 0,54 2,57 0,78
I11 3,39 4,43 6,53 1,07 241,62 120,35 0,12 0,47 0,32
L’analyse des données par l’ACP nous conduit tout d’abord à calculer les paramètres
descriptifs élémentaires présentés dans le tableau ci-dessous :
Tableau N° IV-34 : Résultats des paramètres descriptifs.
Ecart-
Variable Minimum Maximum Moyenne
type
V1 1,26 3,39 2,32 0,81
V2 1,58 5,32 3,20 1,12
V3 4,73 8,67 7,13 1,01
V4 0,98 1,18 1,06 0,05
V5 100,57 310,37 221,62 62,76
V6 15,24 193,75 110,93 65,48
V7 0,12 0,64 0,45 0,15
V8 0,47 3,09 1,67 1,03
V9 0,31 2,37 1,14 0,76
114
Le paramètre écart-type montre que les résultats obtenus par l’analyse des polyphénols
et les flavonoïdes sont plus dispersés autour de la moyenne.
IV-7. 2. Analyse de la composante principale (ACP) globale

Déterminons la matrice de corrélation pour l’ensemble des paramètres étudiés.
La matrice de corrélation nous donne une première idée sur les associations existant
entre les différentes variables.
Tableau N° IV-35 : Matrice de corrélation globale.

Variables V1 V2 V3 V4 V5 V6 V7 V8 V9
V1 1
V2 0,648 1
V3 -0,178 0,280 1
V4 0,558 0,237 0,258 1
V5 -0,015 0,257 0,478 0,160 1
V6 0,065 0,136 0,414 0,232 0,894 1
V7 -0,443 -0,794 -0,177 0,042 -0,339 -0,180 1
V8 -0,915 -0,360 0,304 -0,613 0,124 -0,090 0,216 1
V9 -0,718 -0,166 0,160 -0,518 0,077 -0,112 0,140 0,753 1
Conditions pour l’analyse ACP
 On remarque que les variables sont inter- corrélées, car la matrice de tableau N°
IV-35 comporte un certaine nombre de coefficients de tailles intéressantes
(0,613, 0,558, 0,478, etc.) et même quelques coefficients particulièrement élevé
(-0,915, 0,894, -0.794, etc.).
 Le test de sphéricité de Bartlett confirme que la matrice n’est pas une matrice
d’identité.
 Le déterminant de la matrice est différent de zéro et un, donc la matrice n’est pas
singulière.
Donc on peut procéder à l’analyse de la composante principale proprement dite.
115
Interprétation des corrélations

Des fortes corrélations sont constatées entre :
 L’acide ascorbique est négativement corrélé au taux de cendres. Les essences
d’arbres les plus riches en vitamine C sont les plus pauvres en minéraux.
 Corrélation positive entre les polyphénols et les flavonoïdes qui est due à la
coexistence de ces deux composés dans les plants.
 Corrélation positive entre les sucres réducteurs et les sucres totaux. Indiquant
que les sucres réducteurs participent en grande partie à la composition des
sucres totaux.
 Corrélation négative entre les sucres (réducteurs et totaux) et les pertes pendant
le séchage (humidité + matières volatiles), ceci est largement expliqué par le
fait que l’humidité c’est ce qui reste par rapport à la matière sèche.
IV-7. 3. Analyse ACP proprement dite

IV-7. 3.1. Détermination des valeurs propres
Les valeurs propres, sont liées à un concept mathématique très simple : c’est la qualité
de la projection des individus lorsque l'on passe de N dimensions (N étant le nombre de
variables, ici 9) à un nombre plus faible de dimensions.
Tableau N° IV-36 : Valeurs propres.

Valeur Variabilité % cumulé
propre (%)
F1 3,534 39,267 39,267
F2 2,477 27,528 66,794
F3 1,433 15,924 82,719
F4 0,836 9,288 92,006
F5 0,384 4,261 96,268
F6 0,175 1,943 98,211
F7 0,122 1,356 99,567
F8 0,039 0,433 100,000
F9 0,000 0,000 100,000
116
En utilisant le critère de Kaiser, on juge du nombre optimal des composantes à

extraire. Celui-ci, exige que la valeur propre de la composante soit ≥ 1.
Dans notre cas il suffirait d’extraire trois composantes qui, en tout, peuvent expliquer
82,72 % de la variance totale.
Une lecture du tableau N° IV-36 montre que :
 Une variance de 3,53 sur le 1er axe explique 39,27% (PC1 :39,27%). de
l’information initiale.
 Une variance de 2,48 sur le 2eme axe explique 27,53 % (PC2 : 27,53%) de
l’information ce qui représente 66,79 % de l’information cumulée.
 Une variance de 1,43 sur le 3ème axe explique 15,92 % (PC3 : 15,92%) de
l’information soit 82,70 de celle cumulée.
Cela signifie que si l'on représente les données sur les deux axes (F1 et F2), alors on
aura 66,79% de la variabilité totale qui sera préservée.
IV-7. 3.2. Qualité de la représentation des variables
Une variable sera d’autant mieux représentée sur un axe si :

 Sa corrélation avec la composante principale correspondante est en valeur absolue
proche de 1. En effet, le coefficient de corrélation empirique entre une ancienne
variable Vi et une nouvelle variable Fi n’est autre que le cosinus de l’angle du vecteur
joignant l’origine au point Vi représentant la variable sur l’axe avec cet axe.
 elle est proche du bord du cercle des corrélations, car cela signifie que le cosinus de
l’angle du vecteur joignant l’origine au point représentant la variable avec le plan est,
en valeur absolue, proche de 1, etc.
117
Tableau N° IV-37 : Corrélation entre les variables et les axes principaux.
Variable F1 F2 F3
V1 0,938 -0,273 -0,106
V2 0,691 0,292 -0,584
V3 0,065 0,745 0,109
V4 0,670 -0,025 0,524
V5 0,240 0,879 0,201
V6 0,319 0,744 0,418
V7 -0,542 -0,362 0,689
V8 -0,855 0,420 -0,145
V9 -0,735 0,358 -0,289
Le tableau ci-dessus montre que :

 les pertes pendant le séchage (V1), Cendres (V2), masse volumique (V4), sucres totaux
(V8) et sucres réducteurs (V9) contribuent le plus à la formation de la première
composante principale (CP1). On peur constater que les facteurs de PC1 sont plutôt
reliés à la composition physico chimique et donc relié à l’origine géographique. On
appellera PC1 « provenance ».
 L’acidité (V3), Polyphénols (V5) et Flavonoïdes (V6) contribuent le plus à la formation
de la deuxième composante principale (PC2). On peut constater que PC2 est définie
par les facteurs reliés à l’activité anti-oxydante de la propolis. On appellera PC2
« activité anti-oxydante ».
 L’acide ascorbique (V7) contribue le plus à la formation de la troisième composante
principale (PC3). Qui est plus relié à l’origine botanique de la propolis. On appellera
cette composante « origine botanique ».
118
IV-7. 3. 3. Etude des liaisons entre les variables

On peut interpréter les positions des anciennes variables les unes par rapport aux
autres en termes de corrélations à l’aide de graphique du cercle des corrélations. Pour mieux
interpréter on fait une rotation pour simplifier la structure obtenue (rotation orthogonale
Varimax).
Variables (axes D1 et D2 : 66,79 %)

après rotation Varim ax
1
Polyphénols
Flavonoï des
0,75 Acidit é ( %)
0,5 CENDRES (%)

D2 (28,60 %)
0,25
Masse Volumique Sucr esSucres
t ot aux
(%) eur s(%)
réduct
H+M V
0
-0,25
-0,5
VC
-0,75
-1
-1 - 0,75 -0,5 -0,25 0 0,25 0,5 0,75 1
D1 (38,19 %)
Fig. N° IV-40 : Graphique du cercle des corrélations des variables.
Nous pourrions déduire du graphique ci-dessus :

D’une part, une forte corrélation positive entre les poly-phénols et les flavonoïdes, ainsi
que entre les sucres totaux et sucres réducteurs. L’acide ascorbique et les cendres sont
négativement corrélés.
D’autre part, les variables sucres totaux, pertes pendant le séchage, polyphénols et les
flavonoïdes sont les plus significatifs.
119
IV-7. 3.4. Représentation des individus dans les nouveaux axes

Le graphique ci-dessous permet de présenter les individus (échantillons) sur une carte
à deux dimensions.
Observations (axes D1 et D2 : 66,79 %)

après rotation Varimax
2
Obs6
1
Obs5
Obs2
D2 (28,60 %)
Obs11
Obs8 Obs3
0
Obs1Obs10
Obs9
-1
Obs7
-2 Obs4
-4 -3 -2 -1 0 1 2 3 4
D1 (38,19 %)
Fig. N° IV-41 : Représentation des individus sur le plan D1 et D2.
On remarque que :
- Les variables sucres réducteurs et les sucres totaux caractérisent un groupe d’individus
bien définis (I1, I2, I3, I8, I10). Et ils sont mieux différencié par rapport au PC1 et donc
par les facteurs liés à la provenance géographique.
- Les variables : taux des cendres, les flavonoïdes caractérisent le groupe des individus
(I6, I5, I11). Donc ils sont différenciés par rapport à leur activité antioxydante.
- Le troisième groupe (I9, I7, I4) est aussi caractérisé par son activité antioxydante mais
qui diamétralement opposée au groupe précédent.
Conclusion : notre ACP nous a permis de déterminer :

- Les variables qui caractérisent l’origine géographique et ceux qui caractérisent
l’activité antioxydante ;
- Les variables corrélées entre elles.
120
CONCLUSION
Conclusion
Conclusion
Les substances naturelles occupent de plus en plus une place de choix en

thérapeutique. En effet, la propolis d’abeille constitue de véritable usine chimique dont il faut
tirer le maximum de profit pour le bien être de population.
Notre travail qui est une contribution à l’étude des propriétés physico-chimiques de la
propolis Algérienne selon les régions pédoclimatiques et les races d’abeilles, nous a permis de
comprendre que le domaine des produits de la ruche demeure encore un terrain valable de
recherches scientifiques.
Les caractéristiques biochimiques des échantillons de propolis étudiés montrent
qu’elle contient 1,26 à 3,89 % des pertes pendant le séchage (humidité + matières volatiles),
et un taux de matière sèche aux environ de 98,53 %.
Concernant le taux des cendres, il varie entre 2,01 à 4,43 % dont les minéraux les plus
dominants sont : le Potassium, le sodium, le Zinc et le fer. Le groupe Montagne présente le
taux des cendres le plus élevé (3,20 %) ainsi que le taux des minéraux (2719,86 mg / kg).
Tandis que les protéines et les sucres sont présents sous forme des traces.
La propolis généralement est de nature acide, c’est le cas pour la propolis Algérienne :
son pH varie de 4,38 à 4,54, et son acidité de 4,73 à 10,67 %. Elle a par contre un point de
fusion très élevé, qui peut atteindre 76,8 °C pour le groupe saharienne.
L’étude de l’activité antioxydante des échantillons de propolis Algérienne par
l’évaluation de leurs pouvoirs anti-radicalaires, pouvoir réducteur et la quantification de leurs
composées phénoliques (polyphénols et flavonoïdes), a confirmé les propriétés puissantes qui
possèdent les extraits ethanoliques de la propolis à piéger les radicaux libres. Suivant les
résultats qu’on a obtenu expérimentalement, nous pouvons en déduire que la propolis de
groupe Sahara présente une meilleur activité antioxydante rapport aux autres groupes.
Le rendement d’extraction des composés de la propolis est conditionné par la matrice
de solvant et le temps de contact. Le modèle mathématique obtenu par l’optimisation de
l’extraction en utilisant le plan de mélange est type linéaire avec les interactions des trois
solvants :
Y = 229.95 X1 + 16.61 X2 + 125.37 X3 – 98.44 X1 X2 – 214.08 X1 X3 – 121.64 X2 X3 + 1159.64 X1 X2 X3.
121
Conclusion
L’analyse de la composition des extraits éthanoliques de la propolis par

chromatographie sur couche mince (CCM) nous a permis d’identifier la présence des acides
aliphatiques, des acides gras, des composés phénoliques , des stérols et des flavonoïdes
(chyrisine, pinosombrine, pinostrobine). Tandis que la résonance magnétique et nucléaire
(RMN) a révélé la présence de trois (3) groupes des composés différents : les composés
aliphatiques, les composés insaturés et les composés aromatiques.
On n’a pas pu déterminer l’influence de la race d’abeille sur les caractéristiques
physico-chimiques de la propolis, car il nous a été difficile de mettre nos deux races (Apis
mellifica intermissa et Apis mellifica Sahariensis) dans les mêmes conditions pédoclimatique.
L’analyse de la composante principale (ACP) a mis en évidence les paramètres les
plus significatifs pour la caractérisation des propolis (taux en Polyphénols, pertes pendant le
séchage, pourcentage en sucres totaux, pourcentage en sucres réducteurs et le taux des
flavonoïdes). Elle nous a permi aussi de déterminer les paramètres (variables) qui
caractérisent certains groupes des individus.
Par le biais de ce travail, nous espérons avoir apporté notre modeste contribution à la
valorisation d’un sous produit de la ruche, et parvenir à mettre à la disposition de la
population un produit naturel, efficace et accessible.
Au vu des résultats obtenus et tenant compte de la problématique du sujet, il nous
semble judicieux d’approfondir le présent travail par :
 La mise en place de deux ruches d’abeille de races différentes (Apis mellifica
intermissa et Apis mellifica sahariensis) dans le même emplacement, afin de
confirmer l’influence de la race d’abeille sur la composition ;
 Elargissement du nombre des échantillons pour toucher toutes les wilayas du
pays ;
 Evaluation des propriétés thérapeutiques des extraits de propolis ;
 Identifier les principales plantes productrice de propolis ;
 Enfin, l’idéal serait de poursuivre les investigations sur la propolis algérienne, à
savoir l’étude du fractionnement des extraits voir même d’isolement des
molécules pour l’attribution à l’un ou l’autre des constituants des effets
thérapeutiques observés.
122
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ANNEXES
AnnexeI Les courbes d’étalonnages
1- Courbe d’étalonnage des protéines par la méthode de BRADFORD
concentration en
B.S.A (g/l) DO 1 DO2 DO3
0 0 0 0
0,3 0,2 0,155 0,232
0,6 0,439 - 0,35
0,9 0,627 0,566 0,546
1,2 0,983 0,904 0,891
1,5 1,139 1,026 0,96
Figure 1 : courbe d'étalonnage des protéines

2- Courbe d’talonnage des polyphénols
Acide 0,25 0,125 0,062 0,0312 0,0156 0,0078 0,0039 0,0019

gallique 5
C(mg/ml)
DO 1,30 0,704 0,364 0,204 0,13 0,085 0,075 0,046

9
DO
C
( / l)
Fig. N°2 : Courbe d’étalonnage des polyphénols [DO = f (concentration en acide

gallique)]
3- La courbe d’étalonnage des flavonoïdes
concentration
de quercitine 0,4 0,2 0,1 0,05 0,025 0,0125 0,00625
mg/ml
DO 1,375 0,695 0,364 0,253 0,146 0,1 0,081
Quercitine
mg/ml
Fig. N°3 : Courbe d’étalonnage des flavonoïdes [DO = f(concentration en quercitine )]

4- Pouvoir réducteur de BHT
concentration 1 0,5 0,25 0,125 0,0625 0,03125 0,0156 0.0078 0.0039

en
BHT(mg/ml)
DO 1,646 1,59 0,864 0,486 0,363 0,297 0,125 0,077 0,07
DO
EC50
BHT
( / l)
Fig.4 : la courbe de pouvoir réducteur de BHT
5- Courbe d’étalonnage de la vitamine C
concentration
V.C 0 0,005 0,01 0,015 0,02 0,03 0,035
(g/100ml)
DO 1,105 1,043 1,001 0,752 0,616 0,088 0,03
Vitamine C
(g/100ml)
Fig.5 : Courbe d’étalonnage de la vitamine C
6- Courbe d’étalonnage pour les sucres totaux
Glucose 0,010 0,009 0,008 0,007 0,006 0,005 0,004 0,003 0,002 0,001
(mg/ml)
DO 0,815 0,770 0,612 0,554 0,421 0,384 0,220 0,149 0,092 0,010
Glucose
(mg/ml)
Fig.6 : courbe d’étalonnage des sucres totaux

7- courbe d’étalonnage des sucres réducteur
Glucose
0 0,4 0,8 1,2 1,6 2
g/l
DO 0,016 0,222 0,453 0,667 0,878 1,107
y = 0,5455x + 0,0117
1,200
R2 = 0,9998
1,000
0,800
DO
0,600
0,400
0,200
0,000
0 0,5 1 1,5 2 2,5
concentration (g/l)
Fig.7 : Courbe d’étalonnage des sucres réducteurs

Annexe II Matériels et réactifs
Matériel de laboratoire
Nous utilisant le matériel courant de laboratoire à savoir :
- Verreries courantes de laboratoire ;

- Etuve avec ventilation type MELAG 405 ;
- Balance analytique ;
- Plaque chauffante ;
- Thermomètre ;
- Burette graduée ;
- Fioles rodées ;
- Ballons ;
- Réfrigérants à reflux ;
- Bain thermostat ;
- Soxhlet ;
- Spectrophotomètre ( JASCO V-530);
- Evaporateur type rota vapeur ;
- Fourre à moufle;
- pH mètre ;
- RMN ;
- Spectrophotométrie de flamme,
- Centrifugeuse (HERMLE / Z 323K) ;
- Papiers filtres.
Les réactifs utilisés
- l’Ethanol 95% ;
- l’Ethanol 70% ;
- Chloroforme ;
- Acétone ;
- Hexane ;
- Propanole ;
- Ether de pétrole ;
- Méthanol ;
- Phosphate de Sodium (pH =6.6) ;
- Potassium ferricyaride (Ks(FeCn3)) (1%) ;
- Trichloracétique 10% ;
- Ferrchloridrique (FeCl3) ;
- Acide gallique ;
- réactif de Folin-Ciocalteu’s ;
- Carbonate de sodium ;
- Trichlorure d’aluminium ;
- La quircétine ;
- La soude ;
- Glucose ;
- BSA.
Annexe III Plan de mélange
Les plans de mélanges
Présentation générale
On parle de plan de mélange lorsque les facteurs du plan d’expérience sont les
proportions de divers constituants dans un mélange. Ces types de plans sont très utilisés dans
le cas de formulation d’un produit (alimentaire, chimique ou pharmaceutique, etc.
La particularité de ces plans par rapport aux autres plans réside dans le fait que les
proportions des k constituants d’un mélange ne sont pas indépendantes. En effet, la proportion
d’un constituant se déduit des proportions de k – 1autres constituants. Si un utilisateur est
confronté aux problèmes de la modélisation de la qualité d’un mélange en fonction de sa
formulation, l’utilisation de plans spécifiques s’avère impératives.
Formulation d’un mélange

Les propriétés d’un mélange dépendent généralement de sa composition, et il est
fréquent que l’on veuille traduire les variations d’une propriété en fonction de la concentration
des divers constituants.
Soit un mélange de k constituants en proportion x1, x2, …xk et y, la propriété qui nous
intéresse. Le problème se pose souvent en ces termes : quelle composition donnée au mélange
pour que y satisfasse une spécification (par exemple, y > ymin) !
Une première démarche consiste à réaliser différents mélanges, à les tester jusqu'à ce
que certains répondent au problème. Il faudra ensuite réaliser d’autres mélanges de
compositions voisines pour voir dans quelle mesure nous pouvons faire varier les
compositions sans sortir des spécifications.
Une autre démarche plus sûr et dans l’ensemble plus économe en nombre d’essais à
faire, revient à traduire les variation de y en fonction de la composition du mélange par une
relation
Y= f(xi)
Cette relation devra être validé, c’est-à-dire traduire fidèlement les variation de y en
fonction des xi, et aussi simple que possible car le nombre des mélange a réaliser croit avec la
complexité de la relation. Lorsque nous disposant de cette équation, le tracé des courbes
isoréponses donne la région des mélanges conformes à la spécification.
Représentation graphique d’un mélange
Lorsque k constituants sont en mélange, le domaine expérimental se situe dans un

espace de dimension k-1, à cause de la contrainte sur la somme des constituants. Si on note xi
la proportion du constituant i dans le mélange, on à dans le cas le cas le plus classique les
contrainte suivante :
xi ≥ 0 et ∑ xi = 1
Le domaine expérimental généré par ces contraintes est un simplex régulier de

dimension k-1.
 Représentation sur un segment de droite si k = 2

Si k = 2, le mélange est binaire. La variation de la composition du mélange est donnée
dans la figure 1.
A M B
Fig. 1 présentation graphique d’un mélange
binaire
Tout point M du segment AB est représentatif d’un mélange binaire :

 en A, le constituant A est seul dans le mélange,
 en B, le constituant B est seul dans le mélange,
 en M, x1, la proportion de A, x2 , la proportion de B, sont telles que :
MB MA
x1 = et x2 =
AB AB
 Représentation à l’intérieur d’un triangle équilatéral si k = 3

Si k = 3, le mélange est ternaire. La variation de la composition du mélange est donnée
par la figure 2
Les propriétés du triangle équilatéral assurent que pour tout point M intérieur au
triangle, la somme des longueurs Mx1, Mx2, Mx3 est égale à la longueur du coté du triangle.
C
X3
M
A X1
X2
B C
B
Fig.2 représentation graphique d’un mélange
Tout point du triangle ABC est représentatif d’un mélange ternaire.

 Le constituant pur A sera représenté au sommet A, de même pour les autres
constituants.
 Sur le coté BC seront représentés les mélanges ne contenant pas de constituant A.
 Le mélange comportant : x1 de A, x2 de B et x3 de C est représenté au point M.
 Représentation à l’intérieur d’un tétraèdre régulier si k = 4

Si k=4, le mélange est quaternaire. Il est représenté par un point dans un tétraèdre régulier
dont les sommets sont les substances pures
X4=1
X1=1 X3=1
X2=1
Fig. 3 représentation graphique d’un mélange quaternaire (hyper

polyèdre)
Modélisation
Principe
Les facteurs influents x1, x2,…, xk étant connus, nous cherchons à représenter par une
équation les variations d’une réponse y en fonction de ces facteurs. L’intérêt d’une telle
équation est, entre autres, de :
 Permettre de prévoir la réponse dans des conditions opératoires données,
 Servir de point de départ à une étude d’optimisation
Cas dans les mélanges

Lors de la phase de modélisation de la réponse en fonction des effets des constituants,
les modèles polynomiaux utilisés en méthodologie de surfaces de réponse doivent être
modifiés pour tenir compte des contraintes spécifiques aux mélanges : ∑ xi = 1
Scheffé a proposé une forme polynomiale, dite canonique, adaptée aux problèmes de
mélanges. Dans le cas d’un mélange de k constituants, les formes canoniques des modèles
polynomiaux s’écrivent respectivement :
o Modèle du 1er degré (modèle linéaire)
Y = a1x1 + a2x2+… + aKxK
o Modèle du 2eme degré (modèle quadratique)
Y = a1x1 + a2x2+… + aKxK+ a

ij
ij xi x j
o Modèle du 3eme degré (modèle cubique)
-
Y  
i
ai x i  
i  j
a ij x i x j  
i  j  k
a ijk x i x i x k
  
Analyse en composantes principales
Introduction :
La représentation brute de l'information conduit à des vecteurs de caractéristiques de
grandes dimensions, ce qui peut poser des problèmes de complexité de calcul et de capacité
de stockage. Ainsi, il est parfois préférable de chercher à réduire la dimensionnalité d'un
problème de classification pour améliorer ses performances. Le mathématicien Bellman, père
de la programmation dynamique, a introduit l'expression «malédiction de la dimensionnalité »
(curse of dimensionality), pour signifier que représenter les formes par des vecteurs de taille
importante est source de problème.
Il est évident que l'on se trouve d'emblée confronter à un problème de grande dimension.
Plusieurs solutions sont préconisées dans la littérature pour réduire la taille de sa dimension.
Telle que l'analyse en composantes principales.
Définition de l’analyse de la composante principale
L'ACP est une méthode très efficace pour l'analyse de données quantitatives
(continues ou discrètes) se présentant sous la forme de tableaux à M observations / N
variables.
Elle permet de :
 visualiser et analyser rapidement les corrélations entre les N variables,
 visualiser et analyser les M observations initialement décrites par N variables sur

un graphique à deux ou trois dimensions, construit de manière à ce que la
dispersion entre les données soit aussi bien préservée que possible,
 construire un ensemble de P facteurs non corrélés (P<=N) qui peuvent ensuite être
réutilisés par d'autres méthodes (la régression par exemple).
Principes de l'analyse en composantes principales
Dans le cadre de cette thèse, nous aborderons l'ACP comme une technique de
réduction et de description des échantillons.
La théorie sous-jacente à l'analyse en composantes principales est vaste, nous ne
passerons donc en revue que les points les plus importants. Du point de vue géométrique
l'ACP consiste à effectuer une certaine rotation du repère des variables autour de leurs valeurs
moyennes. Cette rotation transforme les n variables corrélées en l variables non corrélées.
Notons que ce sont justement ces variables transformées que l'on a nommées les composantes
principales.
Présentation des données
Lorsqu'on recueille des informations sur des individus ou unités statistiques ( un individu, au
sens statistiques du terme, peut être une personne physique, une entreprise, un pays ,etc.) , on
aboutit à la constitution d'un tableau individus-variables du type suivant :
Individus V1 V2 V3 V4 . . Vp
I1
I2
I3
.
.
In
Pour décrire ces données, si elles sont nombreuses, le statisticien traitera d'abord les variables
une par une (traitements univariés), puis il s'intéressera aux éventuelles interactions entre
deux variables (traitement bivariés) voire plus (traitements multivariés). Après l'analyse
descriptive des données (où toutes les variables sont placées sur le même plan), il poursuivra
dans certains cas par une analyse explicative (il y a alors d'une part la variable expliquée,
d'autre part les variables explicatives).
Les données traitées en ACP
Soit X un tableau à n lignes et m colonnes. La ligne i décrit la valeur prise par m variables
quantitatives pour l'individu i . Avant toutes choses, les données sont centrées et réduites,
c'est-à-dire que chaque variable a une moyenne nulle et une variance égale à 1.
On note Xj le vecteur-colonne constitué par les éléments de la colonne j ; xij désigne
l'élément situé à l'intersection de la ligne i et de la colonne j, c'est-à-dire la valeur de la
variable xj pour l'individu i.
Pour observer sous un angle plus favorable les données contenues dans le tableau X,
on remplace les anciens axes (donc les anciennes variables xk) par de nouveaux axes (donc
par des variables nouvelles Ck). Ces nouvelles variables Ck sont appelées composantes
principales; elles s'expriment comme combinaisons linéaires des anciennes variables
x1,....xm.
Ck = ak1x1 +ak2x2 .......+ akmxm
Les nouveaux axes, appelés axes factoriels, sont choisis de la façon suivante :
 le 1er axe factoriel, ou axe principal d'inertie, est la direction de "plus grand
allongement" du nuage (en statistiques on dit : "de plus grande dispersion" ou "de plus
grande inertie" du nuage).
Lorsque on projette les points Pi du nuage sur cet axe, leurs projections Hi sont plus
dispersées qu'elles ne le seraient sur n'importe quel autre axe . L'axe factoriel F1 est donc l'axe
selon lequel est préservé, par projection, le maximum de la dispersion initiale des points du
nuage.
La nouvelle variable C1 (la composante principale n°1) est le caractère selon lequel
les individus se différencient le plus. Pourquoi ? Quelle signification peut bien avoir cette
variable qui combine avec des poids plus ou moins importants (les coefficients ai) les
variables initiales mesurées sur les individus?
Une étape fondamentale de l'ACP est l'interprétation de cette composante principale,
qui se fera par l'examen de sa combinaison avec les variables de départ. On espère toujours
pouvoir détecter dans cette nouvelle variable un caractère complexe, qui n'est pas directement
mesurable par une seule quantité, mais bien réel, comme par exemple la santé (pour des
individus, pour des entreprises...), l'industrialisation (d'une région...), la qualité du jeu
d'attaque (pour un joueur de football, de tennis...), la compétence dans les matières
quantitatives (pour un étudiant), etc.
 le 2e axe factoriel est la 2e direction d'allongement du nuage, c'est-à-dire celle qui
explique, après le 1er axe, le maximum de l'inertie résiduelle. De plus le 2e axe est
choisi orthogonal au 1er , ce qui traduit - comme nous le verrons- le fait que la 2e
composante principale est non corrélée à la 1e (les vecteurs directeurs des 2 premiers
axes ont un produit scalaire nul. Comme précédemment, on cherchera à donner un
sens à cette 2e composante principale, en observant comment elle combine les
variables de départ.
 et ainsi de suite, jusqu'à avoir remplacé les m anciens axes par m nouveaux axes (les
axes factoriels), portant des part décroissantes de la dispersion initiale et dont les 2, 3
ou 4 premiers suffisent souvent à donner une image à peine déformée du nuage initial.
C'est cette image réduite donc beaucoup plus accessible à notre observation que
nous examinerons pour décrire et analyser les données du tableau initial.
La démarche d'interprétation d'une ACP
Tenter de donner une signification aux nouveaux axes retenus pour l'analyse (les 2 ou
3 premiers, parfois 4), en les interprétant à partir des variables de départ. Pour ce la, on
examine le nuage des points-variables, inscrit dans le cercle des corrélations.
- Les nouvelles variables, associées aux axes factoriels, sont appelées facteurs ou
composantes principales. Elles s'expriment comme combinaisons linéaires des anciennes
variables.
- Les coefficients de ces combinaisons linéaires sont fournis par le logiciel; c'est eux qui
définissent les nouveaux axes :
 ils permettent de calculer les nouvelles coordonnées d'un point-individu à partir des
anciennes
ils permettent également de voir le poids d'une ancienne variable dans la définition d'un
facteur.
Le cercle des corrélations
Les points-variables
A chaque point-variable, on associe un point dont la coordonnée sur un axe factoriel
est une mesure de la corrélation entre cette variable et le facteur. Dans l'espace de dimension
p la distance des points-variables à l'origine est égale à 1. Donc par projection sur un plan
factoriel les points-variables s'inscrivent dans un cercle de rayon 1 - le cercle des corrélations
- et sont d'autant plus proche du bord du cercle que le point-variable est bien représenté
par le plan factoriel, c'est-à-dire que la variable est bien corrélée avec les deux facteurs
constituant ce plan.
L'angle entre 2 point-variables, mesuré par son cosinus est égal au coefficient de
corrélation linéaire entre les 2 variables: cos α= r(X1, X2)
Ainsi :
- si les points sont très proches (α peu différent de 0) : cos α = r(X1,X2) = 1 donc
X1 et X2 sont très fortement corrélés positivement
- si α est égal à 90°, cos a = r(X1, X2) = 0 alors pas de corrélation linéaire entre X1 et X2
- si les points sont opposés, α vaut 180°, cos α = r(X1,X2) = -1 : X1 et X2 sont très fortement
corrélés négativement
Le cercle des corrélations permet de voir, parmi les anciennes variables, les groupes de
variables très corrélées entre elles.
Les points-individus
La qualité de la représentation d'un point M par un axe U dépend de sa distance à l'axe
dans le nuage, mesurée par l'angle (OM, U), ou plus exactement par son cosinus ou son cos2.
(S’il est proche de 1 le point est bien représenté).
La position d'un point-individu par rapport à un axe factoriel , ainsi que les proximités
entre les individus, peuvent être interprétées dès lors que ces points sont bien représentés par
le plan factoriel observé. Certains individus seront bien représentés par le plan 1-2 (les "très
forts" ou "très faibles " en facteur 1 et 2 surtout), d'autres par le plan 1-3 s'ils sont mieux
décrits par l'axe 3, etc

Ferhoum Fatiha

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REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Faculté Des Sciences de L’Ingénieur

Analyses physico chimiques de la propolis locale selon les étages

Présenté par : Melle FERHOUM Fatiha

Mr BENAMARA Salem Pr UMBB Président

Année universitaire 2009-2010

La présente étude porte sur la caractérisation physico-chimique de la propolis locale,

Nous remercions le Dieu tout puissant de nous avoir donné le savoir et la

Je remercie particulièrement Mr. HACHEMI. M. mon promoteur, professeur à

Je tiens à remercier aussi, Mr. MOHAMMEDI A. mon Co-promoteur, Maître

Je remercie Mr BENAMARA S., Professeur à l’UMBB, pour l'honneur qu'il

J'exprime ma reconnaissance à Mr HOCINE S., professeur à l'université de

Je remercie Mr BERKANI Mohamed-Laid, Maître de conférences à l’Institut

A Melle HADERBACHE L. Chargée de cours à l’université de Boumerdes

J’adresse également mes sincères remerciements à Mr MEDDAHI, pour son

Je remercie Mme GOUGAM H., Chargée de cours à l’UMBB, pour ses

Je tien à remercier l’ensemble des apiculteurs qui m’ont fourni quelques

Mes remerciements vont également à tous ceux qui ont contribué à la

A ma mère et mon père ;

Chapitre I : Généralités sur la propolis

Chapitre II : Caractéristiques physico chimiques de la propolis

Tableau II-1: composition moyenne de la propolis……………………………………... 21

Chapitre III : matériel et méthodes

Tableau III-1 : les échantillons de la propolis…………………………………………… 38

Chapitre IV : Résultats et discussion

Chapitre I : Généralités sur la propolis

Figure. II-1 : structure chimique commune des flavonoïdes…………………………….. 23

III -1.Présentation de la matière première………………………………………………... 37

III -5. 6. 2. Dosage des protéines solubles……………………………………………….. 52

 Extraction des protéines soluble de la propolis brute …………………………….. 52

 Quantification des protéines solubles…………………………………………….. 53

III -6. Extraction des composées de la propolis………………………………………….. 53

III -6. 1. Détermination de taux d’extraction par différents solvants……………………. 53

 Extraction à froid (macération)……………………………………………………. 54

III.8. Etude statistique …………………………………………………………………….. 57

IV-1. Les résultats des analyses physiques ……………………………………………… 58

 Corrélation entre le teneur en acide ascorbique et les activités antioxidantes de la

Généralement, elle est constituée de 40 % à 50 % de résine de baume (composée de

Généralités sur la propolis

La propolis est certainement un produit à ne pas négliger vu son importance comme

I.1. Définition et Etymologie

Fig. I-1 : propolis brute provenant de la montagne

I.2. Histoire de la propolis

I.3. Provenance de la propolis

Tableau I-1 : La source botanique de la propolis selon les différentes régions.

Fig.I-2 : Plante de Mahang (Macaranga

Origine de la propolis algérienne

Tableau N° I-2 : Comparaison entre la composition de Peuplier (Populus nigra) et celle de la

Fig. I.3.a: pin (Pinus sp).

Chêne liège Chêne zeen

Fig. I.3.e : Cyprès (Cupressus sp).

Fig. I.3.c : Châtaignier

Fig. I.3 : Quelques plantes source de la propolis en Algérie.

I.4. la récolte de la propolis

I.4.1. La récolte de la propolis par les abeilles.

a. les procédés de récolte

Au retour à la ruche, la butineuse de propolis est déchargée de sa récolte par d'autres

b. Les conditions de récolte

 La race : la tendance à propoliser dépend de la race d’abeille. Il est reconnu que