Manual Tecnicas Mejoramiento Genetico

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
DE MÉXICO
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES
CUAUTITLÁN
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
SECCIÓN DE PRODUCCIÓN AGRÍCOLA
TÉCNICAS DE MEJORAMIENTO GENÉTICO

(MANUAL DE ENSEÑANZA EXPERIMENTAL)
GLORIA MARÍA SOLARES DÍAZ
HILDA CARINA GÓMEZ VILLAR
CLAVE DE LA CARRERA: 118-25
CLAVE DE LA ASIGNATURA: 1515
MARZO DE 2012
CONTENIDO
7
9
11
17
21
27
29
33
43
49
53
59
69
73
77
81

83
84
84
INTRODUCCIÓN
El presente manual de prácticas de laboratorio se elaboró como apoyo práctico al curso
teórico-práctico de la asignatura Técnicas de Mejoramiento Genético de la carrera de ingeniero
agrícola de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, la cual se imparte durante el quinto
semestre dentro del Plan de Estudios 2004.
La primera parte del manual incluye cinco prácticas de laboratorio; dichas prácticas están
enfocadas a la aplicación de procesos estadísticos, básicos para el estudio y análisis de caracte-
rísticas cuantitativas y cualitativas de poblaciones. La segunda parte, que incluye las prácticas
seis a diez, está enfocada en técnicas básicas para la aplicación de los métodos de mejoramien-
to genético vegetal.
El material vegetal que se utiliza incluye cultivares criollos y cultivados de plantas

autógamas y alógamas, así como variedades comerciales de diversas especies. Con este
material es posible aplicar los procedimientos básicos en la formación de líneas, variedades e
híbridos de especies de interés agronómico.
Se pretende que este manual sea una herramienta importante en la formación de ingenieros
agrícolas y otros profesionistas relacionados con el mejoramiento genético de las especies
vegetales.
El objetivo de las prácticas incluidas en este manual es el obtener los conocimientos básicos
teóricos y prácticos, propios de los métodos de mejoramiento genético tradicional utilizados
en el desarrollo de nuevos híbridos y variedades.
Cabe señalar, que la práctica 1: Genética de Poblaciones ha sido aplicada desde que las
primeras generaciones de la carrera de ingeniero agrícola en la asignatura Técnicas de
Mejoramiento, por lo que se considera una aportación del doctor Aquiles Carballo Carballo
(Colegio de Postgraduados, México).
La segunda sesión de prácticas está dedicada al comentario de un artículo científico,

y tiene como objetivo el comprender las diferentes secciones que comprende la presentación
del reporte final para la evaluación de este laboratorio. Además, se incluye en el ANEXO
una sección que comprende INSTRUCCIONES PARA LA ELABORACIÓN DEL REPORTE
DE PRÁCTICAS, como un auxiliar más para la elaboración del reporte de cada práctica.
7
OBJETIVOS
Objetivo de la asignatura
Proporcionar los fundamentos de la genética de la variación, así como las características
de las técnicas de mejoramiento genético y su aplicación en plantas alógamas, autógamas
y de multiplicación asexual, con el fin de incrementar el rendimiento y la resistencia a
enfermedades y plagas; así como, en algunos casos, superar las condiciones limitantes de
crecimiento de algunos cultivos.
Objetivo del programa de la enseñanza experimental

Obtener y aplicar los conocimientos de las diferentes técnicas de mejoramiento genético
utilizados para el desarrollo de nuevos híbridos y variedades.
Nota: durante el desarrollo de las prácticas no se utilizan ni se generan residuos peligrosos.
9
DE MÉXICO
CUAUTITLÁN
SECRETARÍA DE PLANEACIÓN
DEPARTAMENTO DE CERTIFICACIÓN
REGLAMENTO INTERNO PARA LOS LABORATORIOS

DEL DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CAPÍTULO PRIMERO. DISPOSICIONES GENERALES
Artículo 1. El presente reglamento tiene por objeto establecer las normas relativas a la
organización y funcionamiento de los laboratorios pertenecientes al Departamento de
Ciencias Agrícolas.
Artículo 2. Para los efectos del presente reglamento, se entenderá por usuarios:
I. Los alumnos de la carrera de Ingeniería Agrícola que oficialmente se encuentren inscri-

tos y cursando alguna asignatura que requiera la realización de prácticas en los labora-
torios, algún trabajo de investigación o servicio social.
II. Los académicos de la facultad que estén impartiendo alguna de las asignaturas adscritas
a alguno de los laboratorios o que requieran el uso de ese espacio, previa autorización
del responsable del laboratorio.
III. Los estudiantes que, al haber concluido con sus estudios, se encuentren desarrollando
alguna de las opciones señaladas en el reglamento de evaluaciones de la Facultad
de Estudios Superiores Cuautitlán para obtener su titulación. Previa solicitud al respon-
sable del área en la que se esté desarrollando la opción por titulación y que demuestre
que se necesita el laboratorio para su trabajo.
IV. Personal administrativo adscrito al laboratorio.
Artículo 3. Las disposiciones de este reglamento son de orden general y se aplicarán sin
perjuicio de las particularidades que cada laboratorio tenga, de acuerdo a las actividades
propias de cada asignatura práctica que se imparta en ellos.
11
CAPÍTULO SEGUNDO. DE LA ESTRUCTURA
Artículo 4. La administración, vigilancia y operación del equipo especializado depende

directamente del departamento de Ciencias Agrícolas, a través del responsable del laboratorio,
el cual se auxiliará, para ejercer sus funciones, del personal administrativo adscrito al
laboratorio.
Artículo 5. El responsable de laboratorio tiene como funciones las siguientes:
I. Dirigir el laboratorio de acuerdo a su reglamento.

II. Velar por el buen funcionamiento del equipo a su cargo.
III. Coordinar las actividades académicas del laboratorio.
IV. Coordinar las actividades del laboratorista y del auxiliar de laboratorio.
V. Las demás funciones que le sean asignadas por el jefe del Departamento de Ciencias
Agrícolas.
Artículo 6. El jefe de laboratorio tiene como funciones las siguientes:
I. Supervisar y controlar el funcionamiento del laboratorio.

II. Elaborar y presentar informes periódicos del laboratorio.
III. Realizar todas aquellas actividades inherentes al puesto que apruebe la comisión mixta
de tabuladores.
Artículo 7. Son funciones del laboratorista.
I. Mantener el material y equipo en condiciones de higiene y limpieza.

II. Llevar el inventario de material, equipo y reactivos del laboratorio, reportando al
responsable de laboratorio cualquier inexistencia.
III. Reportar fallas en equipo y en el suministro eléctrico, de agua, gas y vacío.
IV. Suministrar el material a los usuarios del laboratorio.
V. Cumplir el horario que se le asigne para atender a las necesidades que se tengan en el
laboratorio.
VI. Realizar todas aquellas actividades inherentes al puesto que apruebe la comisión mixta
de tabuladores.
Artículo 8. Son funciones del auxiliar de laboratorio:
I. Asear, lavar, esterilizar, secar y guardar el material, instrumental, equipo y mobiliario.

II. Apoyar en el levantamiento del inventario del laboratorio.
III. Proporcionar, recuperar y controlar el material, sustancias, equipo e instrumental
del laboratorio; reportando faltantes, desperfectos y anomalías al responsable del
laboratorio.
IV. Asear, lavar y mantener ordenada el área del laboratorio.
12
V. Trasladar mobiliario y equipo de laboratorio, instrumental y sustancias a los lugares que
le sean indicados.
VI. Realizar todas aquellas actividades inherentes al puesto que apruebe la comisión mixta
de tabuladores
CAPÍTULO TERCERO. DE LAS RESTRICCIONES
Artículo 9. Dentro de los laboratorios queda prohibido:
I. Ingresar y consumir cualquier tipo de alimento o bebida.

II. Fumar.
III. Usar teléfono celular o localizador.
IV. Cometer desorden, bullicio o cualquier acto de indisciplina que vaya en contra de la
legislación universitaria.
V. Realizar acciones que pongan en peligro la integridad física de los demás usuarios
del laboratorio.
VI. Utilizar y manipular cualquier instrumento, equipo o reactivo sin autorización del
profesor responsable de la práctica o del responsable del laboratorio.
VII. El ingreso a toda persona ajena que interfiera con el desarrollo de las actividades que se
realizan en éstos.
VIII. El almacenaje de cualquier material ajeno a las labores propias del laboratorio.
Artículo 10. Se deberá respetar el horario asignado para el desarrollo de cada práctica. Los
usuarios que estén desarrollando trabajos de investigación, servicio social u otros, no podrán
realizar trabajos durante el horario asignado a las prácticas de las materias que se impartan en
alguno de los laboratorios.
CAPÍTULO CUARTO. DEL USO Y LOS USUARIOS DEL LABORATORIO
Artículo 11. Todos los usuarios de los laboratorios tienen los mismos derechos y obligaciones.
Artículo 12. El usuario tiene la obligación de conocer las normas del presente reglamento, para
ejercer sus derechos y cumplir con las obligaciones y responsabilidades derivadas del uso del
laboratorio.
Artículo 13. Los usuarios del laboratorio tendrán derecho a utilizar el material y equipo
necesario para la realización de sus prácticas curriculares.
Artículo 14. Los usuarios tienen el derecho de ser atendidos con eficiencia para el desarrollo de
las prácticas programadas.
Artículo 15. Los profesores que tengan programado realizar prácticas de laboratorio deberán
elaborar una lista de los requerimientos al inicio del semestre para que el responsable o
laboratorista proporcione el material solicitado en tiempo y forma.
13
Artículo 16. Para utilizar los equipos de laboratorio debe revisarse el manual de cada equipo
y registrar el tiempo de uso.
Artículo 17. Para el uso del equipo de laboratorio, el usuario deberá llenar el formato
correspondiente y dejar la credencial de la universidad. El formato deberá ser autorizado por
el responsable de la práctica o responsable del laboratorio y quedará como garantía en caso de
deterioro o descompostura del equipo.
Artículo 18. Los materiales y equipos deberán ser entregados a los laboratoristas en las
mismas condiciones en que los recibieron. En los casos en que el manual indique algún
procedimiento previo, éste deberá seguirse.
Artículo 19. El usuario conservará y mantendrá el orden y limpieza de las instalaciones

y equipo del laboratorio.
Artículo 20. El usuario deberá reportar cualquier falla del equipo ante el profesor titular
del grupo o responsable del laboratorio o laboratorista, inmediatamente para deslindar
responsabilidades.
Artículo 21. Está prohibido a los alumnos el paso al interior de los anexos.
Artículo 22. Cuando el manual de prácticas lo indique, los usuarios deberán usar: bata, lentes
de protección, guantes, o ropa especial.
Artículo 23. El tiempo de tolerancia para llegar y entrar al laboratorio será fijado por el
responsable de la práctica.
Artículo 24. Al término de la práctica, cerciorarse que las llaves de gas, vacío y agua queden
cerradas; y que el equipo eléctrico quede desconectado.
Artículo 25. A los residuos generados durante la realización del trabajo experimental, deberá
dársele el manejo indicado en el procedimiento específico para el desarrollo de la enseñanza
experimental en el nivel licenciatura de los laboratorios de Ciencias Agrícolas.
Artículo 26. En caso de accidente, se debe avisar inmediatamente al profesor o a los

laboratoristas.
CAPÍTULO QUINTO. DE LAS SANCIONES
Artículo 27. Toda persona ajena que ingrese sin la autorización correspondiente, se hará
responsable de los daños que se ocasionen a los experimentos o prácticas que se realizan y se
fincará responsabilidad de acuerdo a la legislación universitaria vigente.
14
Artículo 28. El material consumible que sea extraviado o deteriorado por el usuario deberá se
repuesto por éste.
Artículo 29. Cualquier uso indebido del laboratorio, equipo u otros recursos dará lugar,
según la gravedad y circunstancias del caso, a cualquiera de las sanciones que aplican en la
legislación universitaria
ARTÍCULOS TRANSITORIOS
Primero. Todo lo no previsto en el presente reglamento será turnado para su solución al H.

Consejo Técnico de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán.
15
RELACIÓN ENTRE EL PROGRAMA DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO
Y LAS UNIDADES TEMÁTICAS DEL PROGRAMA TEÓRICO
Número de la Número y nombre de la unidad

Título de la práctica
práctica de temática en el programa
de laboratorio
laboratorio de la asignatura
1 Genética de poblaciones Unidad I. Introducción
Tipos de reproducción Unidad II. Tipos de reproducción de

2
de las plantas las plantas
3 Variación genética Unidad III. Variación
4 Heredabilidad Unidad IV. Heredabilidad
5 Selección Unidad V. Selección
6 Heterosis Unidad VI. Endogamia y heterosis
Unidad VII. Métodos

Selección masal:
7 de mejoramiento genético
ajuste de rendimiento
en plantas cultivadas

Selección familial:
8 de mejoramiento genético
formación de familias
9 Hibridación en plantas alógamas de mejoramiento genético

10 Hibridación en plantas autógamas de mejoramiento genético

11 Hibridación interespecífica de mejoramiento genético
17
PRÁCTICAS
PRÁCTICA 1. GENÉTICA DE POBLACIONES
INTRODUCCIÓN
En esencia, la evolución se trata de modificaciones en la estructura genética de las poblaciones.
Por lo tanto, para apreciar completamente el proceso evolutivo es necesario comprender la
genética de poblaciones.
La relación fundamental entre las frecuencias génicas y genotípicas fue reconocida por el
matemático británico G. H. Hardy en 1908. El mismo año, el físico alemán W. Weinberg tam-
bién había descubierto dicha relación.
Es posible predecir la frecuencia de genotipos entre la progenie de un apareamiento

específico, pero la exactitud de la predicción depende del conocimiento de muchos factores,
como el número de alelos implicados en la expresión de una característica, los genotipos de
los progenitores, la relativa viabilidad de los gametos y cigotos, etc.
La genética de poblaciones se relaciona con la predicción de frecuencias de genes,

genotipos, y fenotipos de una generación a otra, pero aplica los conceptos mendelianos
a todos los apareamientos de una población que se entrecruza, misma que suele ser fija
en una determinada proporción. Típicamente, para empezar un experimento se cruzan
dos progenitores homocigóticos contrastantes con respecto al carácter bajo estudio, por
consiguiente, los alelos se introducen con una frecuencia similar. Por otra parte, en las
poblaciones naturales, la frecuencia relativa de los alelos puede variar mucho. Además, en
las poblaciones de laboratorio generalmente el sistema de cruzamiento está muy definido,
mientras que en las poblaciones naturales el azar actúa en el cruzamiento de los individuos
(genotipos).
El punto inicial obvio para el estudio de toda población es el examen fenotípico de los
individuos. Siempre existen ciertas VARIACIONES entre los miembros de una población.
Hasta cierto grado, las VARIACIONES fenotípicas que se observan provienen de la diversidad
genética subyacente. Para describir a una población en términos genéticos se debe examinar
la naturaleza genética del carácter o los caracteres de interés, analizando los resultados de
apareamientos señalados y conociendo las condiciones en que se heredan dichos caracteres.
De esta manera, es posible tratar a la población según el número relativo de genotipos en el
adulto (fase diploide), así como también el número relativo de alelos en los gametos (fase
haploide).
La ley de Hardy-Weinberg describe el equilibrio de los genotipos, que se alcanza con apa-
reamientos aleatorios cuando las frecuencias de los genes están fijas. En la naturaleza, este
caso es poco frecuente, debido a que las frecuencias de los genes pueden estar alteradas por:
21
1. Selección
2. Migración
3. Deriva génica
4. Mutación
Nótese que con el apareamiento aleatorio no cambian las frecuencias génicas, sólo la forma
en que cada gen se combina. Por ejemplo, con los cruzamientos entre individuos de la misma
familia se obtienen más individuos homocigotos y la frecuencia de individuos heterocigotos
disminuye.
La alteración del equilibrio de Hardy-Weinberg por uno o más de los factores citados,
alterará las frecuencias de los genes y estos cambios constituyen el proceso básico de
evolución. Al respecto, Hardy y Weinberg también indican que si se presenta desequilibrio en
las frecuencias génicas de la población, y existe apareamiento aleatorio entre los individuos
de la misma generación, en la siguiente generación las frecuencias retornan al equilibrio.
OBJETIVO
Demostrar el establecimiento del equilibrio de las frecuencias génicas y genotípicas en una
población en la que se realizan apareamientos al azar.
ACTIVIDADES PREVIAS
Realizar problemas correspondientes al cálculo de frecuencias genotípicas y génicas de
poblaciones experimentales.
EQUIPOS, REACTIVOS Y MATERIALES

• 100 canicas de color rojo
• 100 canicas de color amarillo
• 100 canicas de color verde
• Una bolsa
PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
1. Para llevar a cabo esta práctica se debe formar una población en desequilibrio.
Las canicas rojas representarán teóricamente el genotipo AA, homocigoto dominante.
Las canicas amarillas representarán teóricamente el genotipo Aa, heterocigoto.
Las canicas verdes representarán teóricamente el genotipo aa, homocigoto recesivo.
Población en desequilibrio:
44 individuos homocigotos dominantes (AA)
72 individuos heterocigotos (Aa)
84 individuos homocigotos recesivos (aa)
2. Una vez que se tiene una población en desequilibrio, se mezclan en una bolsa las
200 canicas (individuos) que representan la población total.
22
3. Tomar parejas de canicas que representan los apareamientos en forma aleatoria.
4. Llevar un registro del genotipo de cada pareja y para el cálculo de frecuencias genotípi-
cas considerar todos los apareamientos (Tabla 1).
RESULTADOS
Plantee sus hipótesis:
Realice el siguiente registro:
Tabla 1. Registro de frecuencias genotípicas

Descripción
Tipo de Frecuencia de Descendencia Descendencia Descendencia
color
apareamiento apareamiento AA Aa aa
(fenotipo)
AA x AA
AA x Aa
AA x aa
Aa x Aa
Aa x aa
aa x aa
Total:
1. Calcular las frecuencias génicas y genotípicas de las poblaciones (observada y esperada).

Fórmulas:
Frecuencias genotípicas:
P = Número de individuos homocigotos dominantes (AA)
Número total de individuos (AA + Aa + aa)
H = Número de individuos heterocigotos (Aa)

23
Q = Número de individuos homocigotos recesivos (aa)
Frecuencias génicas:
p = P + ½ H
q = Q + ½ H
2. Aplicar la prueba de X2 para probar sus hipótesis acerca de igualdad (o desigualdad)

de las poblaciones.
Fórmula:
x= ∑ni=1(oi-ei)²/ei
Genotipo oi ei (oi – ei )2/ei
AA
Aa
aa
X2 calculada
X2 tablas =
Decisión:
3. Predecir las frecuencias genotípicas y génicas de la siguiente generación y obtener las

frecuencias absolutas de la generación predicha.
Fórmula:
(p + q)2 = p2 + 2pq + q2
24
4. Aplicar la prueba de X² para probar la hipótesis de que las poblaciones (en equilibrio y
predicha) son iguales.
Nota: La bibliografía general de la práctica se encuentra en la BIBLIOGRAFÍA GENERAL.
25
PRÁCTICA 2. TIPOS DE REPRODUCCIÓN DE LAS PLANTAS
INTRODUCCIÓN
Un aspecto importante del fitomejoramiento es el éxito de la polinización artificial.
Para ello se requiere del conocimiento del sistema de reproducción de la especie objetivo
del mejoramiento genético; esta puede ser sexual o asexual. Además, se requiere conocer las
estructuras reproductivas, las condiciones que promueven la floración y el desarrollo de la
semilla, así como los procedimientos para la polinización artificial.
Existe una variación considerable entre las especies de interés agronómico, tanto en los
sistemas de reproducción que presentan, como en la estructura de las partes florales y la
localización del órgano masculino y del órgano femenino en diferentes plantas. Este último
aspecto, la localización de los órganos reproductivos (femenino y masculino), además de la
época de desarrollo de los mismos, son las principales consideraciones para la polinización
artificial.
De acuerdo al tipo de polinización de las plantas, éstas se clasifican en alógamas y

autógamas. En las primeras se facilita la polinización cruzada (por otra planta), mientras
que en las segundas se asegura la autopolinización. Para cualquier caso, las plantas han
desarrollado diferentes estrategias. Las flores pueden ser bisexuales o unisexuales. En especies
monoicas, los órganos masculinos y femeninos están separados pero en la misma planta.
Sin embargo, en las especies dioicas las flores masculinas y femeninas se encuentran en
plantas diferentes. La longitud del estilo y de los estambres es la misma en la mayoría de las
flores bisexuales; sin embargo, hay especies con flores longistilas que se distinguen porque
el estilo es más largo que los estambres. Así también, hay flores brevistilas en las cuales los
estambres son más largos que el estilo.
El órgano femenino por lo general es receptivo para la polinización al momento de la

liberación del polen en las flores bisexuales. Las estrategias de las plantas que favorecen
la autopolinización (autogamia) se deben a la presencia de flores cleistógamas,que
permanecen cerradas al momento de la polinización, mientras que las clasmógamas
están abiertas favoreciendo la polinización por otra planta. Por otro lado, las estrategias
de las plantas que favorecen la alogamia son: la protandria, que ocurre cuando el polen es
liberado antes de que el pistilo sea receptivo; y la protoginia, que ocurre cuando el pistilo
es receptivo antes de que el polen sea liberado.
OBJETIVOS
Comprender la importancia de los sistemas de reproducción de las plantas en la formación de
híbridos o variedades.
Reconocer los diferentes tipos de flores y la importancia del sexo en las plantas en la
determinación del método de mejoramiento genético a aplicar.
27
ACTIVIDADES PREVIAS
Realizar una investigación sobre los sistemas de reproducción sexual y asexual en las plantas.

Material vegetal
Inflorescencias de: maíz, trigo, avena y girasol
Flores de frijol, ayocote y calabaza
Material de laboratorio
1 microscopio óptico
1 microscopio estereoscópico
1 navaja
5 portaobjetos
5 cubreobjetos
1 caja de petri
Colorante azul de toluidina
1. Realice la disección de las flores
2. Esquematice las inflorescencias y flores señalando cada una de sus partes
3. Seleccione el material biológico en función de su tipo de estambres
4. Describa en un cuadro la morfología de la flor
5. Anote las siguientes características:
Nombre popular
Tipo de inflorescencia
Simetría de la flor
Perianto
Sexo
Gineceo
6. Observe las laminillas de ovario
7. Observe en el microscopio las anteras de las diferentes especies e indique el tipo de
dehiscencia
28
PRÁCTICA 3. VARIACIÓN GENÉTICA
INTRODUCCIÓN
La variación dentro de las especies es fundamental para la aplicación de los métodos de
mejoramiento en especies alógamas y autógamas. Es en el material con que se cuenta para
realizar el proceso de selección artificial, en donde podemos hacer selección individual y
selección poblacional.
La variabilidad que se presenta dentro de cada especie se expresa en diferencias en cada

característica, ya sea altura, tasa de desarrollo, número de semillas, etc. Así, procedimientos
estadísticos son aplicados para el estudio de la variación.
Cuando la variabilidad de un carácter dentro de una especie determinada puede ser

fácilmente identificada en sólo algunas clases, se dice que corresponde a un carácter cualitativo
(ejemplo: color de flores rojo, blanco y rosa). Cuando una característica muestra diferencias
graduales de un extremo a otro, se dice que el carácter es cuantitativo (ejemplo: rendimiento).
Caracteres de importancia agronómica generalmente son de tipo cuantitativo. Sin embargo,
la definición de un carácter como cualitativo o cuantitativo puede ser difícil en ciertos
casos; por ejemplo, el color en ciertas variedades de frijol puede mostrar una progresión de
claro a obscuro.
Generalmente la variación en un carácter cualitativo es estudiada en poblaciones que mues-

tran segregación aplicando la prueba de X2. Por otro lado, para el estudio de los caracteres
cuantitativos se aplican procedimientos estadísticos que se aplican a un carácter dentro de
una población (o variedad), a un carácter que se compara en dos poblaciones (o variedades),
o bien, para buscar asociaciones entre características dentro de una población (o variedad).
Los procedimientos estadísticos aplicados a características cuantitativas se denominan:

estadísticos características de la población. Estas son media, varianza, desviación estándar,
coeficiente de variación, etc. Si se analiza y compara un carácter en dos o más poblaciones, se
incluyen además pruebas de comparación de poblaciones, ya sea la prueba de t de Student
(dos poblaciones), o análisis de varianza (para más de dos poblaciones). El objetivo de la
aplicación de estos últimos procedimientos estadísticos es el de determinar si efectivamente
un carácter muestra diferencias estadísticamente significativas entre dos o más poblaciones
(líneas, cultivares o variedades).
OBJETIVOS
Conocer la importancia de la variabilidad genética como origen de diferencias genéticas para
la selección de características de interés agronómico.
29
ACTIVIDADES PREVIAS
Investigar cuáles son los centros de origen de las plantas cultivadas y las características
genéticas de las especies que en ellos se encuentran.

Material vegetal
Semillas de frijol (Phaseolus vulgaris) de las variedades: vaquita negro, vaquita rojo,
cacahuate, cabra, flor de durazno.
Material
• Regla
• Libreta de campo
1. Sembrar una población de al menos 20 individuos de cada variedad en el invernadero.
A. Características que serán evaluadas:
- Emergencia: variedad precoz, variedad intermedia o variedad tardía
- Días a la emisión del primer par de hojas
- Longitud del tallo al primer par de hojas
- Días al segundo par de hojas
- Longitud del tallo al segundo par de hojas
- Días a floración
- Longitud del tallo a la floración
- Indicar si la planta es de habito de crecimiento determinado o indeterminado (mata
o de guía)
- Otro tipo de características de tipo cualitativo (color de tallo, color de flores)
B. Cada población será comparada para sus características cuantitativas a través de la

prueba t de Student.
C. En el caso de características cualitativas, se formarán clases describiendo a las mismas.
30
RESULTADOS
1. Calcular los estadísticos: promedio, desviación estándar, varianza, límite máximo
y mínimo y rango de cada característica para cada variedad.
Coeficiente L í m i t e
Variedad Caract. Promedio Desviación Límite
Varianza de Rango
estándar máximo mínimo
variación
2. Indicar sus hipótesis:
3. Calcular el valor de t de Student para cada característica cuantitativa considerada.
Fórmula:
t = (X1 - X2)/δ
4. Indicar si hubo diferencias estadísticas significativas entre las variedades para cada
característica.
31
5. Graficar los resultados obtenidos en las características cualitativas.
Para el reporte de la práctica (ver Anexo):

• Deberá incluir en la Introducción:
Revisión bibliográfica sobre el cultivo: origen, distribución geográfica en México,
zonas productoras y mejoramiento genético que se realiza en esta especie.
32
PRÁCTICA 4. HEREDABILIDAD
INTRODUCCIÓN
La variación continua de las características cuantitativas depende del número de genes que
la determinan, así como también del tipo de acción génica presente y los factores ambientales
que afectan la penetrancia y/o expresividad de dichos genes. Uno de los objetivos del análisis
cuantitativo es determinar qué tanto de la variación fenotípica de un carácter es el resultado
de diferencias genéticas entre los individuos de una población y qué tanto de dicha variación
es debida a diferencias ambientales. La naturaleza genética de los caracteres puede poner de
manifiesto efectos genéticos importantes que determinan la variación fenotípica del carácter
en la población.
La heredabilidad de un carácter se estima a través de la relación que existe entre la varian-

za debida a la diversidad genotípica y la varianza debida a la variación total observada en la
población (varianza genotípica + varianza ambiental). La heredabilidad, en sentido amplio,
se define como la proporción de la varianza fenotípica que se debe a los efectos totales de los
genes de una población y se representa como:
H² = σ2G ÷ σ2F
Donde:
σ2G es la varianza genética
σ2F es la varianza fenotípica total
Además:
σ2G = σ2a + σ2d + σ2e
σ2a es la varianza debida a efectos aditivos
σ2d es la varianza debida a efectos de dominancia
σ2e es la varianza debida a efectos epistáticos
Sin embargo, la heredabilidad, en sentido estricto, se define como la proporción de la

varianza fenotípica del carácter en estudio debida a efectos aditivos en una población y se
representa como:
h² = σ2a ÷ σ2F
Así, la heredabilidad expresa el grado en el que los fenotipos están determinados por los
genes transmitidos por los progenitores a la progenie. La heredabilidad, en sentido estricto, es
el concepto comúnmente empleado en investigación.
33
Los métodos para estimar la heredabilidad se basan en las relaciones de parentesco, lo
cual facilita la estimación del valor de la varianza aditiva (σ2a). La estimación del valor de
heredabilidad por medio de regresión lineal incluye datos de la progenie y del progenitor
(progenie-progenitor). Esto es, los datos corresponden a la característica a analizar tomada de
los progenitores, de uno de ellos o del promedio de ambos y al valor de su progenie.
El coeficiente de regresión progenie-progenitor mide el cambio esperado en los hijos por

unidad de cambio en los progenitores; es decir, las unidades de superioridad de los padres en
la característica analizada que es transmitida a los hijos. La progenie recibe el 50 % del material
genético de cada progenitor, por lo que se espera que la covarianza entre el progenitor y
su progenie incluya ½ de la varianza genética aditiva del carácter en cuestión. Cuando la
relación progenie-progenitor se establece únicamente con uno de los progenitores, se requiere
multiplicar por 2 el coeficiente de regresión para estimar la heredabilidad del carácter.
Así, la heredabilidad del carácter puede ser estimada de la siguiente manera:
h² = 2byx progenie-progenitor
h² = byx progenie-promedio de los progenitores
Otro método para estimar el valor de heredabilidad es a través del análisis de varianza.
En este caso, se establece la relación entre medios hermanos o hermanos completos.
Es frecuente que el análisis se realice entre medios hermanos que descienden de un padre en
común, ya que aquellos que descienden de una madre en común pueden presentar efectos
maternos en la característica analizada.
En la estimación de la heredabilidad con la información de medios hermanos se basa en el

hecho de que ellos comparten una cuarta parte de genes (¼ genes en común). Los progenitores
masculinos (machos) polinizan en forma aleatoria a cierto número de hembras obteniéndose
al menos un descendiente por hembra. En este caso, el modelo estadístico aplicado es el
siguiente:
Yij = μ + Si + Eij i = 1, 2, 3,…, s; j = 1, 2, 3, …, p
Donde:
Yij es la observación de la j-ésima progenie del i-ésimo macho
μ es el promedio de la población
Si es el efecto del i-ésimo macho (o hembra)
Eij representa el error aleatorio
En el análisis de varianza, la varianza fenotípica se divide en componentes atribuidos a

diferencias entre machos (σ²S) y a diferencias entre la progenie, dentro de los machos (σ²E)
(Tabla 1).
34
Tabla 1. Análisis de varianza
Esperanza
Fuentes de Grados
Suma de cuadrados Cuadrados medios de cuadrados
variación de libertad
medios
S-1 ∑ (Yi.2)/r – (∑ Y..)2)/N SC1/gl1 σ²w + kσ²s
Entre machos
Dentro de la
N-S (∑∑ Y2 ij ) - (∑ Y2..)/r SC2/gl2 σ²w
progenie
Donde:
s número de machos
N número total de individuos en la progenie
k número de hijos de cada macho
En un diseño no balanceado
k = 1/s-1 [N – (Σ (n.2))/N)]
Donde:
n. es el número de individuos de la progenie de cada macho
Así, los componentes de varianza incluyen: la varianza de machos, que se calcula con la
siguiente fórmula:
σ²s = CMS – CME ÷ k
y la varianza fenotípica (varianza total) que se calcula de la siguiente forma:
σ²f = σ²S + σ²w
El valor de la heredabilidad se estima con la fórmula:
h² = 4 σ²s ÷ σ²f
OBJETIVO
Estimar el valor de heredabilidad a través del método de regresión lineal y a través del
método de análisis de varianza.
ACTIVIDADES PREVIAS
Estudiar el modelo fenotípico:
fenotipo = Genotipo + Ambiente + Interacción genotipo x ambiente.

• Calculadora
• Computadora
35
A. Estimar el valor de heredabilidad por el método de regresión lineal
Ejemplo 1. Registro de la producción de maíz (kg ha-1), promedio de ambos progenitores

y progenie.
Tabla 2. Rendimiento de maíz en padres e hijos

Individuo Padres Hijos
1 487 479
2 481 481
3 483 483
4 484 485
5 486 484
6 485 487
7 485 478
8 486 478
9 488 481
10 488 485
11 484 482
12 482 480
13 485 484
14 486 479
15 483 485
16 486 485
17 485 482
18 484 483
19 486 480
20 486 478
21 486 484
22 485 481
23 484 480
24 482 482
25 486 478
26 484 478
27 484 479
28 489 484
29 490 482
30 487 484
RESULTADOS (1)
1. Estimar el valor de heredabilidad:
a. Con calculadora
• Ingrese los datos por pares en su calculadora utilizando el modo de regresión linear
(3). Utilice la tecla M+ para guardar los datos de cada par de observaciones.
36
• Obtenga el valor de β a través de las teclas SHIFT, 8
β=.
• Obtenga el valor de α a través de las teclas SHIFT, 7
α.
b. Usando la computadora en el programa Excel.

• Capture la base de datos de la tabla 2 en una hoja de Excel.
• Con el comando HERRAMIENTAS y/o DATOS, seleccione la opción “Análisis de
datos”. Aparecerá un recuadro de Análisis de datos.
• En “Funciones para análisis” seleccione la opción “Regresión”. Seleccione la opción de
“Aceptar”.
• Aparecerá un recuadro de regresión solicitando:
- “Rango Y de entrada”. Seleccione los valores de la columna correspondientes a
“HIJOS”.
- “Rango X de entrada”. Seleccione la columna correspondiente a los valores de
“PADRES”.
- Active esta opción “Rótulos” para indicar que la primera fila consiste de el nombre
de PADRES e HIJOS.
- “Rango de salida”. Active esta opción del lado izquierdo. Coloque el cursor en el
recuadro del lado derecho. Con el cursor seleccione una celda en blanco que permita
la aparición de los resultados (18 renglones y 9 columnas).
- En la opción de “Residuales”, active la opción “Curva de regresión ajustada”.
• Seleccione la opción “Aceptar”.
• En las celdas donde aparecen los resultados se indicará: Resumen: estadísticas de la
regresión, análisis de varianza y finalmente un cuadro que indica “Coeficientes” (como
se indica en el siguiente cuadro):
Coeficientes
Intercepción
PADRES
El valor indicado en la celda “coeficientes x intercepción” corresponderá al valor de α. El

valor indicado en la celda “Coeficientes x Padres” corresponderá al valor de β.
La “curva de regresión ajustada” aparecerá como en la siguiente gráfica:
37
PROGENIE
Curva de regresión ajustada
2. Indique los valores de α y β en la gráfica.
3. Interprete el valor de heredabilidad obtenido (interpretación biológica).
b. Estimar el valor de heredabilidad por el método análisis de varianza
Diseño balanceado
Ejemplo 2. Producción promedio diaria de manzanas (kg árbol-1) de la progenie de seis
progenitores machos.
Tabla 3. Producción de manzanas en la progenie de seis diferentes machos

Individuo S1 S2 S3 S4 S5 S6
1 40.4 34.8 36.5 31.0 36.8 37.4
2 42.5 26.6 33.4 35.3 26.6 36.9
3 36.5 32.6 33.6 34.3 30.9 35.4
4 36.3 36.9 31.7 31.6 29.8 37.7
5 42.9 33.2 32.7 30.9 27.5 40.3
6 37.9 31.6 32.7 34.4 29.5 39.4
7 42.3 34.0 36.9 30.3 27.1 37.5
8 43.9 28.8 33.1 19.5 34.3 39.0
9 40.1 25.1 31.4 35.8 28.3 36.8
10 42.7 28.8 37.4 32.4 32.1 42.1
11 42.2 33.1 45.0 24.3 36.1 37.8
12 34.1 31.6 36.3 38.4 38.7 33.7
13 39.1 39.7 29.5 31.0 32.2 33.2
14 35.6 36.4 38.8 34.2 37.7 36.2
38
15 38.9 32.8 31.3 36.9 29.4 28.1
16 35.4 28.2 34.4 34.8 31.4 36.8
17 43.2 38.2 36.7 41.2 27.4 35.7
18 37.3 39.6 40.5 42.3 34.9 38.6
19 39.1 38.3 37.6 37.1 39.5 41.2
20 41.4 42.7 35.7 41.2 38.3 35.1
21 33.2 33.0 36.7 33.6 39.1 37.4
22 29.2 34.0 29.6 40.3 39.8 39.3
23 28.8 28.0 35.9 34.2 34.8 41.4
24 34.6 26.7 33.1 35.3 38.5 37.4
25 36.3 39.3 35.1 29.8 32.2 39.4
RESULTADOS (2)
1. Estimar el valor de heredabilidad
Usando la computadora en el programa Excel:
• Con el comando HERRAMIENTAS (DATOS) seleccione la opción “Análisis de datos”.
Aparecerá un recuadro de análisis de datos.
• En “Funciones para análisis” seleccione la opción “Análisis de varianza de un factor”.
Seleccione la opción de “Aceptar”.
• Aparecerá un recuadro de “Análisis de varianza de un factor” solicitando:
- “Rango de entrada”. Seleccione todos los valores correspondientes a las columnas
desde S1 hasta S6 (los 26 renglones).
- Active “Columnas” en la sección de “Agrupado por:”
- Active esta opción “Rótulos” para indicar que la primera fila corresponde al
nombre de los progenitores machos.
- Active la opción del lado izquierdo “Rango de salida”. Coloque el cursor en el re-
cuadro del lado derecho. Con el cursor, seleccione una celda en blanco que permita
la aparición de los resultados (18 renglones y 5 columnas).
- Seleccione la opción “Aceptar”.
•En las celdas donde aparecen los resultados aparecerá la tabla:
“Análisis de varianza de un factor”.
39
Resumen
Grupos Cuenta Suma Promedio Varianza
S1
S2
S3
S4
S5
S6
• En la tabla escriba los valores correspondientes.

• Asimismo, aparecerán los resultados del análisis de varianza:
Análisis de varianza
Origen de las Promedio de los
Suma de cuadrados Grados de libertad
variaciones cuadrados
Entre grupos
Dentro de los
grupos
Total
• En la tabla escriba los valores correspondientes.

Despeje el valor de σ²s y calcule el valor de σ².
• Calcule el valor de heredabilidad por medio de la fórmula:
h² = 4 σ²s ÷ σ²F
2. Interpretar el valor de heredabilidad obtenido (interpretación biológica).
40
Diseño no balanceado
Ejemplo 3. Producción de maíz (kg ha-1) de la progenie de 6 padres
Tabla 4. Rendimiento de maíz en la progenie de seis padres

Individuo S1 S2 S3 S4 S5 S6
1 394.2 400.1 423.2 450.9 457.5 460.8
2 400.1 424.1 428.6 432.7 446.3 448.6
3 423.2 428.6 424.4 441.0 442.4 446.6
4 450.9 432.7 441.0 426.0 426.6 432.6
5 457.5 446.3 442.4 426.6 444.5 448.4
6 460.8 448.6 446.6 432.6 448.4 468.7
7 463.5 451.9 457.2 457.9 471.8 507.3
8 468.8 454.1 468.6 495.6 492.2 512.9
9 474.1 464.3 479.5 499.1 493.5 517.1
10 502.9 481.4 491.2 531.8 508.1 524.5
11 891.2 406.0 410.1 427.9 443.7 451.8
12 406.0 415.4 427.1 446.7 446.8 456.5
13 410.1 427.1 429.7 431.6 439.2 455.7
14 427.9 446.7 431.6 430.5 437.2 446.4
15 443.7 446.8 439.1 437.2 446.3 451.6
16 451.0 456.5 455.7 446.4 451.6 488.7
17 454.3 471.3 476.6 446.8 461.0 489.1
18 455.1 464.4 467.0 488.6 489.9 492.6
19 445.1 456.4 466.3 481.1 488.6 508.7
20 445.7 445.7 495.6 496.2 516.6 519.7
21 427.0 511.8 471.0 452.6 493.2 469.4
22 433.9 491.1 386.1 481.7 452.9 394.0
23 493.5 411.2 418.7 420.5 456.8 490.1
24 426.1 490.5 472.3 388.7 522.4 507.3
25 476.7 481.2 487.0 467.9 455.1 471.4
26 456.5 479.2 436.0 422.3
27 431.2 485.6 480.5 479.4
28 421.6 407.4 469.4 429.6
29 527.9 517.4 541.0 486.9
30 505.0 468.8 385.5 423.4
31 430.8 414.6
32 509.1
41
RESULTADOS (3)
1. Estimar el valor de heredabilidad
Usando la computadora en el programa Excel

• Siga los pasos señalados en el diseño balanceado (páginas 38 y 39).
• Obtenga el valore de σ²s y de σ²f.
• Calcule el valor de heredabilidad por medio de la fórmula:
h² = 4 σ²s ÷ σ²f
2. Interpretar el valor de heredabilidad obtenido (interpretación biológica).
42
PRÁCTICA 5. SELECCIÓN
INTRODUCCIÓN
La variación de tipo continúo de un carácter en una población, se representa comúnmente
mediante una curva normal. En el extremo derecho de la curva se ubican los individuos que
presentan valores superiores al promedio de la característica analizada. De acuerdo con una
determinada presión de selección, dichos individuos son seleccionados de acuerdo a dos
criterios:
1. Con base en un determinado porcentaje, que se recomienda de acuerdo con el método de

mejoramiento genético a seguir, y que puede ser del 10 %, 15 % o incluso del 20 % de los
individuos (genotipos) con promedio superior, respecto al número total de individuos
que conforman la población objeto de estudio.
2. Considerando el valor del promedio de la población, más el valor de una desviación
estándar fenotípica (μ + σ), los individuos que superen este valor son los seleccionados.
La selección sólo actúa sobre diferencias heredables, no crea variabilidad, sino que actúa sobre
la ya existente.
En el siguiente ejemplo, se tiene el valor de rendimiento de cada individuo (genotipo)

progenitor y de los individuos de la progenie correspondiente después de un ciclo de
selección.
Tabla 1. Rendimiento en 100 parcelas de maíz

1 40.15 63.69 26 51.17 62.94 51 54.58 61.26 76 58.33 60.7
2 41.17 64.69 27 51.21 65.34 52 54.61 66.61 77 58.39 63.2
3 41.59 64.99 28 51.28 63.21 53 54.9 64.98 78 58.42 65.38
4 43.71 72.23 29 51.39 64.63 54 54.94 64.52 79 58.93 68.64
5 45.47 65.26 30 52.66 65.55 55 55.22 69.45 80 58.95 65.41
6 45.64 67.08 31 52.7 65.1 56 55.44 62.73 81 58.96 65.06
7 45.71 63.2 32 52.89 65.34 57 55.78 63.92 82 59.1 63.52
8 45.84 64.87 33 52.92 61.09 58 55.87 63.89 83 59.58 67.93
9 46.13 61.66 34 52.98 63.97 59 55.93 63.65 84 59.85 62.26
10 46.8 61.85 35 52.98 66.47 60 55.96 65.43 85 60.17 66.73
11 46.91 63.81 36 53.01 61.9 61 56.22 68.38 86 60.74 69.03
12 47.02 61.75 37 53.36 65.11 62 56.27 61.23 87 61.07 68.32
13 47.62 66.98 38 53.46 65.17 63 56.48 67.68 88 61.29 60.16
14 48.29 72.93 39 53.58 65.91 64 56.64 61.87 89 62.03 68.34
15 48.36 64.55 40 53.61 62.72 65 56.71 61.95 90 62.62 62.26
16 48.41 67.72 41 53.75 64.86 66 56.79 64.37 91 62.9 67.76
17 48.99 62.15 42 53.75 66.77 67 56.89 63.96 92 64.46 61.4
18 49.01 63.45 43 54.01 67.17 68 57.08 60.75 93 64.58 62.61
43
19 49.11 68.6 44 54.06 64.18 69 57.14 65.02 94 64.66 65.85
20 49.37 60.29 45 54.07 65.71 70 57.17 63.61 95 65.98 70.29
21 49.88 66.82 46 54.12 62.63 71 57.62 66.51 96 66.63 69.09
22 50.51 67.39 47 54.13 67.18 72 57.87 63.32 97 67.51 66.03
23 50.58 70.89 48 54.19 60.99 73 58.01 63.67 98 67.69 64.87
24 50.85 61.07 49 54.23 71.37 74 58.19 64.19 99 67.72 62.16
25 51.07 68.12 50 54.58 67.52 75 58.28 61.73 100 69.24 60.99
De los valores de la tabla 1 se obtiene la siguiente tabla de frecuencias:
Tabla 2. Tabla de frecuencias

Progenitor Progenie
Rendimiento Frecuencia Rendimiento Frecuencia
40.15 1 60.16 1
43.06 2 61.44 10
45.97 5 62.71 13
48.88 8 63.99 18
51.79 13 65.27 18
54.70 23 66.55 12
57.60 18 67.82 13
60.51 15 69.10 9
63.42 6 70.38 2
66.33 4 71.65 2
69.24 5 72.93 2
Al graficar (figura 1), se observa la tendencia de la población a mostrar una curva normal
para la característica analizada. La aplicación de una determinada presión de selección
permite seleccionar individuos (genotipos que presentan un valor de rendimiento por arriba
del promedio de la población). Así, en la siguiente generación o progenie de los individuos se-
leccionados, se espera un promedio de rendimiento mayor a aquel obtenido en la generación
inicial.
Figura 1. Respuesta a la selección

44
Donde:
PFP = Promedio fenotípico de la población progenitor.
PFIS = Promedio fenotípico de los individuos seleccionados.
D = Diferencial de selección.
R = Respuesta a la selección.
PFH = Promedio fenotípico de la progenie (hijos) de los individuos seleccionados.
El diferencial de selección indica la distancia que existe entre el promedio de la población a

mejorar y el promedio de los individuos seleccionados. Este valor predice lo que puede avan-
zar la población después de un ciclo de selección (avance genético).
45
OBJETIVO
Predecir la respuesta a la selección (diferencial de selección) y compararla con la respuesta
real a la selección después de aplicar una determinada presión de selección.
ACTIVIDADES PREVIAS
Analizar del modelo fenotípico:
Fenotipo = genotipo + ambiente + interacción genotipo x ambiente
De dicho modelo, analizar el término genotipo, donde:

Genotipo = efectos de dominancia + efectos debidos a epistasis + efectos debidos a aditividad.

• Calculadora
• Computadora
Ejemplo. En el siguiente cuadro se presenta la relación del rendimiento en kg parcela-1 de 40
parcelas de maíz al iniciar el primer ciclo de selección.
Tabla 3. Rendimiento de maíz por parcela

Rendimiento por parcela Rendimiento por parcela
Número kg ha-1 Número kg ha-1
de parcela de parcela
1 3600 21 3400
2 2300 22 4900
3 1900 23 2200
4 4200 24 3200
5 1300 25 4900
6 2700 26 1700
7 3700 27 2200
8 1500 28 2000
9 1000 29 2800
10 5300 30 4300
11 2600 31 5200
12 1400 32 5000
13 4800 33 1600
14 3200 34 2500
15 2800 35 3600
16 4900 36 4600
17 5200 37 1300
18 2000 38 2200
19 1100 39 3700
20 1300 40 4400
46
RESULTADOS
De acuerdo a la explicación sobre el avance en la selección, desarrolle el siguiente problema:
¿Cuál será el diferencial de selección y la respuesta a la selección (ganancia obtenida) con

una presión de selección del 20 % y un promedio fenotípico de la progenie de 2,500 kg?
Cálculos:
Explique sus resultados desde el punto de vista genético.
47
PRÁCTICA 6. HETEROSIS
INTRODUCCIÓN
La formación de líneas autofecundadas tiene como objetivo la producción de híbridos.
Sin embargo, aun cuando se obtienen miles de líneas, sólo una pequeña proporción sobresale
para su explotación en la producción de híbridos comerciales.
Las características de una línea no necesariamente son un indicativo de su valor al ser cru-
zadas con otra línea; así, únicamente al ser probadas como progenitores en un programa de
mejoramiento genético, es cuando se determina el valor genético de una línea.
Comúnmente, en un programa de mejoramiento genético de maíz, se derivan de 500

a 1,000 líneas autofecundadas, de tal manera, que el problema inmediato es la evaluación
de éstas líneas. En teoría, un primer paso para su evaluación es probar el rendimiento de
cruzas simples (CS) que es posible formar con las líneas autofecundadas con que se cuenta.
Posteriormente, la evaluación de cruzas dobles (CD) indicaría el valor de cada línea.
Sin embargo, cuando el número de líneas es muy elevado, la cantidad de cruzas simples
a evaluar puede ser tan grande que este paso en el programa de mejoramiento se hace
prácticamente imposible, aun cuando es la fase más importante del programa.
Cuando el número de líneas a evaluar es reducido, se emplean las cruzas dialélicas, que
se refieren al número posible de cruzas generadas con las líneas a evaluar. Por ejemplo, si se
tuvieran únicamente cinco líneas, el número de cruzas posibles sería de diez.
Cruzas posibles = n (n-1)/2 = 5(5-1)/2 = 20/2 = 10
Donde n es el número de líneas disponibles
Así, surgen métodos indirectos para la evaluación de líneas que permiten detectar las
mejores. Las pruebas de aptitud combinatoria general (ACG) y de aptitud combinatoria
específica (ACE) permiten la evaluación de líneas por su aporte en los tipos de acción génica:
aditividad y dominancia.
La prueba de aptitud combinatoria general (ACG) implica la estimación del patrimonio

genético de cada línea. Es decir, estima la cuantía de los efectos de genes de acción aditiva.
Esta prueba es inherente a cada línea en particular. La prueba de aptitud combinatoria
específica implica la estimación de la cuantía de los efectos de los genes de acción no aditiva,
principalmente de genes con acción de dominancia. Esta estimación no es característica de
cada línea en particular, sino de la combinación especial de pares entre líneas.
49
La aptitud combinatoria específica es el resultado del efecto conjunto de dos líneas en
particular, y es medida como la desviación de la suma de la media general menos las aptitudes
combinatorias generales de cada uno de los progenitores. Es una característica de cruza,
no de línea.
OBJETIVO
Obtener la aptitud combinatoria general (ACG) y la aptitud combinatoria específica (ACE) de
una población de maíz a través del rendimiento de 5 líneas y sus cruzas respectivas.
ACTIVIDADES PREVIAS
Estudiar los tipos de acción génica dominancia y aditividad.

• Calculadora
• Computadora
Prueba de aptitud combinatoria general (ACG) y de aptitud combinatoria específica (ACE).
A continuación se presenta un diseño dialélico para el rendimiento de maíz (kg). Calcular la

aptitud combinatoria general de las líneas y la aptitud combinatoria específica de las cruzas
entre las líneas.
RESULTADOS
1. Aptitud Combinatoria General (ACG)
Tabla 1. Promedio fenotípico de cinco cruzas simples entre líneas de maíz
ACG
Línea 1 2 3 4 5 Sumatoria Promedio
(Xi- μ)
1 9215 10421 11301 13100
2 9215 8302 9309 12280
3 10421 8302 9314 11300
4 11301 9309 9314 10450
5 13100 12280 11300 10450
50
2. Aptitud Combinatoria Específica (ACE)
Tabla 2. Aptitud combinatoria específica de cinco líneas de maíz

ACE
Cruza
(d-ACG Li-ACG L2)
1X2
1X3
1X4
1X5
2 X3
2X4
2X5
3X4
3X5
4X5
3. Indique qué línea presenta la mejor Aptitud Combinatoria General (ACG) y explique en
términos genéticos este comportamiento.
4. Indique la cruza que presenta la mejor Aptitud Combinatoria Específica (ACE) y expli-
que en términos genéticos este comportamiento.
51
PRÁCTICA 7. SELECCIÓN MASAL: AJUSTE DE RENDIMIENTO
INTRODUCCIÓN
La selección masal es conducida a través de la selección y recombinación de plantas
individuales de una población. También es conocida como selección recurrente.
La principal característica de la selección masal radica en que la selección se basa en el feno-

tipo de la planta individual y no hay repeticiones. Cuando la selección se lleva a cabo en una
planta madura, las plantas seleccionadas ya han sido polinizadas por el polen de otras plantas
también seleccionadas y no seleccionadas del lote.
Cuando las plantas se seleccionan antes de su polinización, como es el caso de selección pa-
ra resistencia a enfermedades, las plantas seleccionadas son polinizadas únicamente por otras
plantas seleccionadas, ya que las indeseables (susceptibles a enfermedades) se eliminan.
El éxito de la selección masal depende de la técnica adecuada en el manejo del cultivo, la

alta heredabilidad del carácter, y sobre todo que parte de una amplia base genética.
OBJETIVO
Aplicar la fórmula de Molina para ajuste de rendimiento en el método de Selección Masal en
el cultivo de maíz.
Aplicar el método de selección masal en maíz (véase abajo, Nota).
ACTIVIDADES PREVIAS
Realizar una colecta de material vegetal y/o cosechar las mazorcas de un lote experimental.
En el caso del establecimiento de un lote experimental en campo:
1. Establecer un lote de selección masal de 50 x 50 m.

2. Sublotificar de tal manera que cada sublote tenga un área de 5 x 5 m.
3. Una vez que las mazorcas se encuentren en el estado de madurez, seleccionar plantas con
competencia completa.
4. Establecer una presión de selección de 10 % en los sublotes.
5. Cosechar 5 % de las plantas preseleccionadas.
53
Material vegetal
• Mazorcas de maíz (alrededor de 50)
En caso de llevar un lote experimental, se requerirá del siguiente material vegetal:
• Semillas de maíz
Material
• Calculadora
• Computadora
• Balanza
• Regla
• Lote experimental de 50 m x 50 m
ACTIVIDADES EN LABORATORIO
6. El porcentaje de humedad de las mazorcas deberá encontrarse en un 12 % de una mues-

tra al azar.
7. Obtener el peso seco de cada mazorca seleccionada.
8. Aplicar la fórmula de ajuste de rendimiento del Dr. Molina (Colegio de Postgraduados,

México).
Y = µ + ( PP – PB)
Donde:
Y es el rendimiento corregido.
μ es el promedio del lote.
PP es la producción por planta.
PB es el promedio del sublote.
9. Formar un compuesto balanceado donde se prepararán sobres con 33 semillas prove-

nientes de las mazorcas seleccionadas. Al final estos serán mezclados para siembra en el
siguiente ciclo de selección.
Nota: Durante el Semestre-II se llevará a cabo esta práctica con los puntos 1 al 9.
Durante el Semestre-I, la práctica incluye los puntos 6, 7, 8 y 9.
54
RESULTADOS
1. Llenar la tabla 1 con los resultados del peso real de mazorcas.
Tabla 1. Peso de mazorcas seleccionadas en cada sublote

Mazorca Sublotes
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
2. Llenar la tabla 2 con los resultados del peso ajustado de mazorcas.
Tabla 2. Peso ajustado de las mazorcas seleccionadas en cada sublote

Mazorca Sublotes
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
55
3. Discutir los resultados, comparando el peso real y el peso ajustado de mazorcas.
56
PRÁCTICAS
COMPLEMENTARIAS
PRÁCTICA 8. SELECCIÓN FAMILIAL: FORMACIÓN DE FAMILIAS
INTRODUCCIÓN
En la selección familial, el valor fenotípico individual se toma en cuenta para obtener el valor
promedio de la familia, así como su varianza y desviación estándar. Se seleccionan o rechazan
familias completas o miembros de cada familia con base a su valor promedio.
La selección puede realizarse, por lo tanto, entre familias y dentro de éstas. La selección
entre familias toma en cuenta que aquellas están sujetas a condiciones ambientales comunes
y cuando las desviaciones fenotípicas entre familias son muy marcadas, se seleccionan las
mejores familias con base a su valor medio. Para la selección intrafamilial se considera que
los miembros de cada familia estén sujetos a similares condiciones ambientales. Aún así, se
presentan desviaciones fenotípicas individuales en la, o las familias, por lo que se práctica la
selección intrafamilial.
Otro tipo de selección familial es la denominada “Selección familial combinada”. Este tipo
de selección se realiza cuando existen diferencias fenotípicas marcadas entre familias y entre
miembros de la misma familia. Se seleccionan las mejores familias con base en el valor fenotí-
pico promedio y en ellas se seleccionan los 2, 3 o más individuos con mayor valor fenotípico
(individual). Esto es, se seleccionan los mejores individuos de cada familia sobresaliente.
Formación de familias en maíz
a) Autofecundación (figura 1). Es el hecho de usar a la misma planta como macho y hembra,
o sea “cruzar” la planta consigo misma. Este procedimiento se usa para la formación de
líneas que serán los progenitores de los híbridos y sintéticos; también se usa para perpetuar
o fijar características favorables de un individuo y se considera el medio más eficiente y
eficaz para lograrlo. Este sistema permite obtener líneas endogámicas o endocriadas en pocas
generaciones.
Debido a la naturaleza alógama del maíz, la autofecundación provoca

una pérdida de vigor en las plantas, que se manifiesta en su parte por
escasa producción de grano y de polen, incluso por lo pequeño que
resultan sus jilotes. El símbolo se usa para identificar un jilote auto-
fecundado, y debe aparecer en la bolsa de papel manila con que se cubre
el jilote ya polinizado. En este caso, la bolsa que contiene el polen de la
misma planta debe usarse una vez para fecundar el jilote.
b) Cruzamiento fraternal (figura 2). Es el acto de efectuar cruzamientos

entre los individuos de una población bien delimitada. Este
procedimiento se usa para incrementar y mantener una población
con ciertas características deseadas, sin contaminación o mezclas de Figura 1. Autofecundación
59
poblaciones extrañas; asimismo, para incrementar o mantener a los progenitores de los
híbridos, sintéticos y variedades mejoradas (que pueden ser líneas, cruzas simples, cruzas
dobles, familias, etc.).
Se colecta el polen de varias plantas (10 como mínimo) en la misma bolsa con que se van a
polinizar los jilotes y se mezcla cuidadosamente, deben evitarse al máximo las probabilidades
de autofecundación para mantener a la población como tal. Se usa el símbolo # para identifi-
car el jilote que se fecundó por este procedimiento y debe aparecer en la bolsa de papel mani-
la con que se cubrió.
Se usan como machos aquellas plantas sin “compromiso”, o sea las que no están jiloteadas.
En el caso de que la parcela sea de un surco, se poliniza la mitad en forma intercambiada, es
decir que la mitad será el macho de la otra restante. En el caso de tener dos surcos como par-
cela, uno de ellos se usa como macho y el otro como hembra.
Figura 2. Cruza fraternal
c) Cruzamiento de planta a planta (figura 3) o cruza recíproca se efectúa entre dos plantas
(líneas, variedades, etc.). En este caso, el progenitor macho de una cruza es el progenitor
hembra en la segunda cruza. Se usa para estudiar la combinación de ciertos caracteres entre
dos progenitores o para fijar características de interés agronómico en sus descendientes o
progenie. Es necesario especificar en la bolsa de papel manila que cubre el jilote ya polinizado,
qué planta o parcela fungió como macho o hembra.
Figura 3. Cruza de planta a planta
60
OBJETIVO
Aplicar los diferentes sistemas de polinización artificial en el cultivo de maíz para formar
diferentes tipos de familias.
ACTIVIDADES PREVIAS
Establecimiento de sublotes experimentales de maíz en campo o invernadero.
A. Hermanos completos
1. Delimitar un sublote de formación de hermanos completos.
B. Medios hermanos
1. Delimitar un sublote de formación de medios hermanos.
C. Autohermanos
1. Delimitar un sublote para la formación de autohermanos.
MATERIALES
Material vegetal
• Semillas de maíz.
Material
Los materiales necesarios para la polinización son los siguientes:
• LÁPIZ NO. 1, (blando) o plumón tipo marcador con tinta permanente para marcar las
bolsas con las indicaciones de cada cruzamiento.
• LÁPIZ NO. 3, (duro) para anotar las instrucciones en la libreta y libro de campo.
• LIBRETA DE CAMPO, de bolsillo, donde se anotan las instrucciones de los cruzamientos
a efectuarse en el mismo día.
• LIBRO DE CAMPO, donde se registran de manera clara la genealogía y el origen de cada
material, los cruzamientos que deben efectuarse en cada año y ciclo, la localización de las
parcelas y un croquis de campo con las características del lote.
• ENGRAPADORA MANUAL DE TENAZAS.
• BOLSAS DE PAPEL MANILA tipo espiga con medidas de 7.5 centímetros de ancho por
20 centímetros de ancho y 40 centímetros de largo.
• BOLSAS DE PAPEL GLASSINE con medidas de 7.5 centímetros de ancho por
20 centímetros de largo.
• CUCHILLO-SEGUETA para jilotear, con buen filo. Se hace con una segueta de
1.2 centímetros de ancho y de 15 a 17 de largo. Se le adapta un mango o empuñadura
con cinta plástica o adhesiva y se le coloca un cordón, el cual va sujeto a la muñeca del
polinizador.
• CLIPS DEL No. 1, Se usan en los cubrimientos de las espigas.
• MANDIL adecuado para la polinización de preferencia de lona. Sirve para transportar
las bolsas de papel Manila y de papel glassine, lápices o marcadores, engrapadoras, clips,
libreta de bolsillo y el cuchillo para jilotear.
61
• ETIQUETAS TIPO EXPRESS No. 214, que tienen medidas 5.7 centímetros de ancho y 10.8
de largo.
• PARAFINA, para encerar las etiquetas.
• MANGUILLO CON PUNTILLA DEL No. 4 y tinta china para marcar etiquetas.
• HILAZA.
Procedimiento de polinización
Recorridos antes de la floración masculina

1. Antes de que se inicie la emisión de polen en las parcelas donde se efectuará la polinización
controlada, se hacen recorridos frecuentes para detectar, marcar o desechar aquellas
plantas fuera de tipo, enfermas o con una característica indeseable. Esto se hace cuando
aparece la hoja “bandera” (la última hoja que se desarrolla), o bien un poco después,
cuando la espiga o inflorescencia masculina ya es visible pero no emite todavía el polen.
2. Palpado del jilote

El jilote (inflorescencia femenina) se forma o se “despega” de los nudos del tallo en donde
se inserta, normalmente al mismo tiempo que ocurre la floración masculina. Una vez que
ya se observa despegado el jilote y antes de que se desarrollen los estigmas, se toca la parte
superior (palpado) para el jiloteo.
3. Jiloteo
Tiene como objetivo controlar al progenitor femenino o hembra que se ha seleccionado
para efectuar la polinización. Al detectar las parcelas listas para jilotear, se procede de
la siguiente forma: se escoge el jilote superior (que dará origen a la mazorca principal)
y se arranca la hoja que está insertada en el mismo nudo, después se coloca una bolsa de
glassine atrás del jilote, insertándola entre éste y el tallo con la boca de la bolsa hacia abajo.
A continuación, se corta el jilote en su parte superior, se deben observar los cabellos

como si fueran un haz y se tapa inmediatamente con la bolsa de glassine previamente
colocada para dejar al jilote un 50 % libre y otro tanto cubierto. Al momento del jiloteo, se
recomienda ladear un poco la planta, pero sin moverla demasiado para evitar en lo posible
la autofecundación y acercar la cabeza con el sombrero para tratar de cubrir el jilote.
Como la bolsa de glassine es transparente, permite observar el crecimiento de los cabellos,

los cuales se deben desarrollar de nuevo, por lo menos 2 cm o más, para poder efectuar
con éxito la polinización; este proceso tarda de 3 a 6 días, por lo cual hay que revisar
constantemente las parcelas jiloteadas y detectar el momento oportuno de la polinización.
Hay ocasiones en que los filamentos crecen muy rápido y llegan a romper la bolsa de
glassine antes de efectuar la polinización, en este caso se desecha el jilote. Una forma de
evitar el rompimiento de la bolsa es aflojarla cuando se observe un crecimiento considerable
de los cabellos.
62
El momento oportuno del corte del jilote es importante, ya que cuando se efectúa en
uno que aún está tierno (que aún no ha tenido crecimiento en los cabellos), se retrasa el
crecimiento de los mismos; por lo que es necesario hacer un segundo corte dos o tres días
después para encontrar el haz de los estigmas y esperar otros dos o tres días para efectuar
la polinización. Además, se corre el riesgo de que se pudra el jilote y se pierda.
También es importante la altura del corte del jilote, debido a que si se corta muy abajo se
puede dañar la inflorescencia femenina; lo que ocasionará mala formación de la mazorca
o que se forme grano sólo en la mitad, causando que ya no se desarrolle la mazorca y se
pierda.
4. Eliminación del jilote superior (“capado”)

En aquellas plantas donde se tengan dos o más jilotes, una alternativa es usar el segundo o
el inferior al principal, el cual emite los estigmas generalmente de uno a tres días después
que el primero. Posteriormente, se elimina el primer jilote para permitir que el segundo se
desarrolle vigoroso y produzca más grano en la cosecha.
5. Cubrimiento de las espigas

Una vez controlada la hembra mediante un adecuado jiloteo, se procede a colectar el
polen de la planta designada como macho. El polen se colecta en bolsas de papel manila
al cubrir las espigas que emitan polen (antesis). Para que el polen colectado vaya limpio
y seco, antes de colocar la bolsa se mueve la espiga en su base para apelmazarlo por la
humedad del rocío de la mañana. La planta se dobla con cuidado sin romperla, se coloca
la bolsa doblándola en su parte inferior y se sella con un clip para evitar mezclas con
otros granos de polen extraños. Se elimina la última hoja superior (“hoja bandera”) lo cual
facilita la colocación de la bolsa. Para evitar contaminaciones en otras parcelas por acarreo
de polen, al colocarse la bolsa para cubrir, debe tomarse la espiga por su base, sin tocar las
ramificaciones de la misma.
El momento oportuno para cubrir las espigas, para el Valle de México, es en el transcurso
de la mañana entre las 6:00 y las 8:00 horas porque la temperatura es baja (10 a 14 °C) y la
humedad relativa es alta (80 a 90 %). Estas condiciones permiten que se mantengan cerrados
los sacos polínicos; los cuales se abren cuando se incrementa la temperatura y disminuye
la humedad relativa (entre las 10:00 y 12:00 horas).
Si en el momento de cubrir se observa que las espigas comienzan a dejar caer polen,
se deben suspender los cubrimientos porque el polen se esparce en los materiales de
polinización y esto contamina otras parcelas. Además, se corre el riesgo de que con los
movimientos necesarios para cubrir, se caiga tanto el polen de la planta como el de las
plantas vecinas, con lo que se agotarían las posibilidades de efectuar los cruzamientos
planeados. Al terminar de trabajar una parcela y antes de entrar a otra, es indispensable
sacudir el polen del sombrero, bolsas, mandil y limpiar el cuchillo (lo que se puede hacer,
clavándolo en el tallo de alguna planta).
63
6. Recolección del polen
De la espiga cubierta en el transcurso de la mañana, se baja o colecta el polen agitando
la bolsa del cubrimiento para colectar al máximo el polen que está soltando la espiga.
Esta operación se puede hacer, en el caso del Valle de México, después de las 10:00 horas,
cuando aumenta la temperatura y los sacos polínicos se abren. El polen se junta en una
bolsa de papel manila, que se dobla tres veces en forma de cartera y se le hace un corte en
una de sus esquinas inferiores de 0.5 a 1 centímetro, quedando así preparada para efectuar
el cruzamiento.
7. Polinización o cruzamiento
Ya teniendo listo el polen, se procede a efectuar la polinización con una planta previamente
jiloteada dos o tres días antes, la cual deberá estar lista, o sea con los cabellos desarrollados
en 3 cm o más de longitud. Todas las acciones que a continuación se describen deben
realizarse inmediatamente para evitar contaminación de polen extraño.
Se alza la bolsa de glassine y se cortan los cabellos ya crecidos (a 1.5-2.0 cm de longitud)

y se dejan todos en un mismo plano de corte para que tengan igual probabilidad de ser
polinizados. Se tapa inmediatamente el jilote y se procede a cortar la parte superior de la
bolsa de glassine.
Mientras tanto, la bolsa que contiene el polen se sostiene con los dientes, y después del
corte de la bolsa de glassine que se protege con una mano, con la otra se toma la bolsa con
el polen y se poliniza el jilote, esparciéndolo en los cabellos. Con la otra mano (que está
sosteniendo el jilote), se cubre inmediatamente haciendo un cucurucho o capuchón en la
parte superior de la bolsa de glassine, la cual impedirá la contaminación con polen extraño.
Al igual que en el jiloteo, se recomienda ladear la planta para evitar autofecundación.
Después se cubre el jilote con una bolsa para que no se desprenda, esto protegerá contra
una posible contaminación.
Lo anterior sirve para identificar la planta donde se efectúo el cruzamiento; es necesario

que la bolsa tenga anotadas las especificaciones del cruzamiento (con lápiz del No. 1
o con marcador); fecha en que se efectúo y el tipo de cruzamiento que se hizo (fraternal,
autofecundación o planta a planta).
Los cruzamientos se deben llevar a cabo hasta las 13:00 horas ya que después se alcanza la
temperatura máxima del día y esto afecta la viabilidad del polen drásticamente.
Una estrategia para llevar a cabo esta metodología es la siguiente: de 6:00 a 8:00 horas
efectuar los cubrimientos y jilotear las plantas que salgan en las mismas parcelas que se
están cubriendo. De 8:00 a 10:00 horas jilotear otras parcelas que estén listas. De las 10:00
hasta las 13:00 horas colectar el polen y efectuar los cruzamientos planeados.
64
RESULTADOS
Indique:
1. Número de autofecundaciones realizadas.
2. Número de cruzas exitosas en la formación de hermanos completos.
3. Número de cruzas fraternales realizadas.
4. Número de cruzas exitosas para la formación de medios hermanos.
5. Número de cruzas planta a planta realizadas.
6. Número de cruzas exitosas en la formación de autohermanos.
7. Indique los problemas con los que se enfrentó al realizar las diferentes cruzas.
INFORMACION COMPLEMENTARIA
Polinización en maíz
La comprensión de los métodos de mejoramiento en el maíz depende del conocimiento de
su forma de polinización, así como de los efectos de las técnicas de polinización sobre la
composición genética de la planta.
El maíz es una especie monoica y alógama cuyas flores estaminadas se producen en la es-
piga y las postiladas en el elote. La polinización se efectúa mediante la caída del polen sobre
los estigmas. Aproximadamente el 95 % de los óvulos de un elote sufren polinización cruzada
y el otro 5 % es autopolinizado. La mayor parte del polen que poliniza a una mazorca de maíz
proviene generalmente de plantas contiguas aún cuando el polen puede ser transportado por
el viento a grandes distancias.
La polinización se realiza con ayuda del viento y de los insectos. A medida que las flores de
la espiga se abren, las anteras son forzadas hacia fuera por el alargamiento de los filamentos
y los granos de polen se desprenden de las anteras así expuestas. Se ha estimado que una sola
espiga de una planta normal puede producir hasta 5 millones de granos de polen, o sea un
promedio de más de 25,000 granos de polen por cada grano, en una mazorca que tenga de 800
a 1,000 granos.
El derramamiento de polen se inicia uno o tres días antes que los estigmas hayan emergido
en la misma planta y continúa durante varios días después de que dichos estigmas se
encuentran en condiciones de ser polinizados. En tiempo caluroso y seco, tiende a acelerar
el derramamiento del polen.
Los filamentos o cabellos jóvenes del elote funcionan a la vez como estigmas y como estilos
y son receptivos para el polen en toda su longitud. Una sequía severa puede retardar la emer-
gencia de los elotes. La fertilización del óvulo se efectúa generalmente entre 12 y 28 horas
después de haber sido polinizados los estigmas.
65
Bajo condiciones favorables, el polen puede retener su viabilidad durante 18 a 24 horas,
pero puede morir en unas cuantas horas por calor o desecación. Un viento caluroso y seco
puede dañar la espiga, en tal forma que no derrame polen; o puede reducir la humedad del
estigma, de tal manera que los granos de polen no puedan germinar.
Prácticas previas para efectuar una adecuada polinización
a) PLANEACIÓN DE LOS CRUZAMIENTOS. El libro de campo debe contener un instruc-

tivo claro sobre los cruzamientos a efectuarse: por ejemplo, la genealogía de los materiales,
el número de la parcela que tienen las plantas que se van a cruzar, qué plantas intervendrán
como machos y cuáles como hembra, y los días en que se espera la floración.
b) SIEMBRA. Si se hace un cruzamiento de dos materiales que tengan la floración en dife-

rente época (10 a más días de diferencia), es necesario sembrarlo en diferente fecha para que
coincidan; para lo cual, se recomienda tener dos o más fechas de siembra para asegurar los
cruzamientos.
c) DENSIDAD DE POBLACIÓN. En los lotes de incremento de semilla o mejoramiento

genético que se polinicen manualmente, la densidad de población debe ser baja. Se usa esta
densidad debido a que la polinización controlada disminuye la capacidad de llenado de gra-
no y el tamaño de mazorca, por el manipuleo que se hace del jilote y por la defoliación que se
práctica a la hoja bandera del jilote de la mazorca principal.
d) RIEGOS DE SIEMBRA Y EMERGENCIA. Es común que las líneas o los materiales que se
producen bajo polinización manualmente controlada, tengan un tamaño de semilla pequeño,
por lo que deben sembrarse superficialmente para una mejor germinación. Esto obliga a que
los primeros riegos deban hacerse cuidadosamente, evitando el arrastre de semillas entre par-
celas.
e) ETIQUETADO DE LAS PARCELAS. Una vez que las plantas tengan suficiente altura
y antes de que aparezca la hoja bandera, se deben etiquetar todas las parcelas, para poder
identificar los materiales con facilidad, durante la polinización. Las etiquetas deben ser fácil-
mente visibles.
f) FLORACIÓN. No se deben jilotear, cubrir o polinizar las plantas fuera de tipo, las que
sean indeseables y las enfermas.
g) CONSERVACIÓN DE LA VIABILIDAD DEL POLEN. La viabilidad normal del polen

es de 18 a 24 horas bajo condiciones favorables (baja temperatura y alta humedad relativa),
sin embargo, las altas temperaturas influyen drásticamente en la viabilidad del polen, por
ejemplo, cuando el polen es expuesto a una temperatura de 40 grados centígrados por
45 minutos sólo permanece viable el 5 % (Luna, 1978); o bien, cuando se poliniza en el día
a una temperatura de 36 grados centígrados, el polen permanece viable sólo por 3 horas
(Jones y Newell, 1948). Con respecto a la importancia que también tiene la humedad relativa
66
en la conservación del polen, Knowlton (1922) menciona que el polen guardado a la sombra
(de 25 a 30 °C) con humedad relativa de 60 %, permanece viable por 36 horas y con 90 %,
hasta 48 horas.
Es necesario aclarar que la viabilidad del polen, cuando se somete a condiciones

desfavorables (alta temperatura y baja humedad relativa), depende del genotipo; se ha
comprobado (Luna, 1978) que el genotipo tolerante a la sequía, también tiene su polen
resistente a la desecación bajo altas temperaturas, lo cual ha permitido generar una
metodología de selección para encontrar plantas tolerantes a sequía.
67
PRÁCTICA 9. HIBRIDACIÓN EN PLANTAS ALÓGAMAS
INTRODUCCIÓN
La autofecundación y el cruzamiento son procedimientos esenciales para el mejoramiento
de las plantas cultivadas. Los procedimientos exactos que se utilizan para asegurar la
autofecundación o la polinización cruzada entre plantas específicas dependerán de la especie
(o especies) con la que se esté trabajando, de las estructuras florales y de la forma normal de
polinización.
La autofecundación o autopolinización de las especies autógamas no presenta problema

alguno. En estas especies, se deja que la planta siga su forma natural de polinización selec-
cionando su semilla. Este procedimiento se utiliza con todos los cereales menores cuando se
realiza selección de plantas o panículas.
El fitotecnista puede depender de la segregación cuando se manifiesta en las líneas que se

originan como resultado de polinización cruzada, pudiendo eliminarlas en esta etapa; pero
si el cruzamiento natural es excesivo, o si se desean resultados precisos, puede ser necesario
proteger la flor con bolsas u otros medios para evitar la polinización cruzada natural.
En las gramíneas en las que se lleva a cabo polinización cruzada, y donde el polen es ge-
neralmente acarreado por el viento, es un procedimiento común la protección con bolsas de
glassine para evitar la polinización por polen extraño. En especies como el algodón, cuyas
flores son grandes, los pétalos son colocados de tal forma sobre los órganos sexuales que se
excluye el polen extraño e incluso el contacto de insectos que pusiesen llevar el polen de otras
flores.
Hay otras técnicas para proteger las flores como jaulas, o en el caso del maíz, con bolsas en
las espigas para colectar el polen. Posteriormente, el polen colectado se pone en el jilote.
OBJETIVO
Aplicar las técnicas de polinización controlada en especies alógamas.
ACTIVIDADES PREVIAS
Establecimiento de sublotes experimentales de maíz en campo o invernadero.
MATERIALES
Material vegetal
• Maíz (al menos dos variedades o cultivares).
Material
El material necesario es similar al utilizado en la práctica “SELECCIÓN FAMILIAL: Formación
de familias”.
69
Procedimiento para la polinización
En maíz, seguir los pasos señalados en la práctica 7. En el caso de hibridación, la polinización
artificial se realiza entre plantas de dos líneas o variedades de maíz.
RESULTADOS
1. Número de cruzamientos realizados indicando el progenitor femenino y el progenitor
masculino.
2. Número de éxitos en los cruzamientos realizados.
3. Indique los problemas a los que se enfrento al realizar las polinización artificial.
INFORMACIÓN COMPLEMENTARIA
El material genético que no está a prueba de rendimiento pero que va a ser utilizado en el
ciclo o año en el campo experimental, puede agruparse según el tipo de trabajo que se va a
llevar a cabo en cualquiera de los siguientes grupos.
1. Lotes de observación
2. Lotes de polinización controlada

Los lotes de observación generalmente se establecen en pequeñas parcelas de tamaño
experimental de 10 m, o dos pequeños surcos de 5 m de largo. Los lotes de polinización controlada
se deben considerar como una muestra representativa cuyo tamaño debe ser proporcional a la
variación genética del material con el que se cuenta.
A continuación, se dan algunas indicaciones de la forma en que deben manejarse los lotes
experimentales.
1. Selección del terreno para la siembra de lotes de líneas

De preferencia, se recomienda utilizar terrenos homogéneos y bien nivelados; que no hayan
sido sembrados con el mismo cultivo en el ciclo anterior que se pretende manejar, para
evitar problemas de mezcla en el material vegetativo a utilizar para la realización de cruzas.
En tal caso, en el maíz sembrado el ciclo anterior en el terreno a utilizar, se da un riego de
presiembra para que germinen las semillas que se hayan quedado. Así, las plántulas pueden
ser eliminadas evitando contaminación por las semillas dejadas el ciclo anterior.
2. Siembra
La siembra debe realizarse cuando el terreno está a “punto” con respecto al contenido de
humedad, de tal manera que se garantice una buena nacencia.
70
Antes de realizar la siembra se determina el tamaño y distribución de las parcelas en el
campo. Generalmente se acostumbra dividir el terreno en fajas de similar tamaño hasta donde
sea posible y distribuir las parcelas con numeración progresiva, siguiendo el orden de izquier-
da a derecha y en zigzag.
Al hacer la distribución de las parcelas, antes de la siembra, deben tenerse en cuenta los
surcos que quedarán libres en cada faja y que servirán para separar un experimento de otro.
Así también, deberán considerarse los surcos que se sembrarán de bordo, o de protección en
los extremos. En el caso de estos lotes, en los que no importa la falta de competencia, a dife-
rencia de aquellos lotes de ensayos de rendimiento, los surcos de separación de una parcela a
otra, deben quedarse sin siembra para facilitar las operaciones de polinización y también para
evitar errores.
Los grupos de material vegetativo sembrados en parcelas de un solo surco son continuos,
y sólo se deja un surco libre al final del grupo. El material de desespigamiento también lleva
surcos libres al principio y al final del lote, pero no dentro del mismo.
Los lotes aislados por tiempo van separados por espacios libres (varios surcos o calles am-
plias); sin embargo, los lotes aislados por distancia pueden sembrarse en surcos continuos de
determinada longitud y al momento de la cosecha, se elimina un bordo alrededor del lote.
En muchas ocasiones, debido a diferencias en precocidad, hay necesidad de sembrar algunos
materiales vegetativos dentro del lote en diferentes fechas; por lo que, en el momento de la
primera siembra, hay que considerar los surcos necesarios para el material que se sembrará en
fechas posteriores.
3. Toma de datos
Al iniciar la floración, seleccionar los progenitores femeninos y masculinos, asimismo,
programar las cruzas a realizar.
71
PRÁCTICA 10. HIBRIDACIÓN EN PLANTAS AUTÓGAMAS
INTRODUCCIÓN
Las plantas autógamas son aquellas que presentan más del 95 % de autofecundación, por
lo que se les considera líneas puras. Así, se hace indispensable técnicas específicas para la
formación de híbridos como remoción de anteras, aplicación de substancias químicas u otros
métodos.
El cruzamiento entre variedades autógamas diferentes implica que en el progenitor

femenino se realice la remoción de anteras, proceso que se conoce como emasculación. Así, el
estigma recibirá polen proveniente del progenitor masculino. En especies monoicas o dioicas
no es necesaria la emasculación, basta proteger la flor pistilada para resguardarla de polen
extraño hasta que la flor sea polinizada artificialmente. En el caso de flores bisexuales, la
emasculación de la flor elegida como progenitor femenino tiene que llevarse a cabo antes de
que maduren las anteras y su propio polen sea depositado sobre el estigma.
Técnicas para evitar la autopolinización en especies autógamas

De acuerdo con Poehlman (1971), se aplican los siguientes métodos para realizar polinización
cruzada y así formar híbridos:
1. Remoción de anteras
La remoción de anteras en el progenitor femenino se puede efectuar mediante el uso de
pinzas, succión u otros medios antes de que se derrame el polen. Las pinzas de puntas finas y
curvadas son útiles en el caso de algodón y cereales menores. Para las leguminosas de flores
muy pequeñas se utilizan pinzas de punta fina o pequeños ganchos curvados.
2. Destrucción de polen por medio de calor, frío o alcohol

Se ha utilizado agua caliente para ocasionar la muerte al polen de sorgo, arroz y gramíneas
forrajeras y así asegurar que el progenitor femenino no sea polinizado por polen de la misma
planta. Las flores se sumergen en agua caliente a temperaturas que varían de 45 a 48 ºC por
lapsos de uno a diez minutos, según la especie. También se han utilizado temperaturas a
punto de congelación. En el caso del arroz y trigo el uso de agua caliente o fría es accesible,
ya que se puede realizar con la ayuda de un termo.
3. Utilización de la esterilidad masculina
4. Polinización sin emasculación

En plantas forrajeras y frutales se pueden encontrar líneas autoincompatibles. En plantas con
alto grado de androesterilidad puede ser innecesaria la emasculación para producir híbridos,
simplemente se lleva el polen del progenitor masculino para que se lleve a cabo la fertilización
del óvulo.
73
OBJETIVO
Aplicar la técnica de remoción de anteras como medio para efectuar polinización cruzada en
especies autógamas con el propósito de obtener híbridos.
ACTIVIDADES PREVIAS
Establecimiento de cultivo de especies autógamas en campo o invernadero.
MATERIAL
Material vegetal
• Avena
• Frijol
• Ayocote
Material
• Pinzas de joyero
• Alcohol
• Etiquetas
• Lápiz
• Papel higiénico
• Etiquetas
Métodos
A. Avena
La flores de avena son perfectas y cada una está cercana a dos brácteas similares, la palea
y la lema. La palea se localiza en la parte del eje floral a la raquilla. Cada flor contiene tres
estambres, el pistilo y dos lodículos.
La emasculación puede iniciarse en cualquier punto de la panícula; sin embargo, la mayoría

de los mejoradores emasculan las florecillas próximas al ápice. Cinco de cada ocho florecillas
son usualmente emasculadas en cada panícula. No obstante, más florecillas pueden ser
emasculadas a lo largo de panículas particulares con florecillas próximas al centro de la
panícula y listas para la emasculación o cuando la primera y segunda florecilla es usada.
A los tres días se realizará la polinización, para lo cual se obtendrán las anteras del progenitor
masculino elegido. De este progenitor, se obtienen las anteras, las cuales son colocadas en las
florecillas ya emasculadas del progenitor femenino.
B. Frijol y ayocote
Para realizar cruzamientos dirigidos son indispensables dos procesos: Remoción de anteras de las
flores de la planta seleccionada como progenitor femenino (emasculación) y obtención del polen
de la planta seleccionada como progenitor masculino. Este último paso implica colocar las anteras
provenientes del progenitor masculino seleccionado en el estigma del progenitor femenino.
74
RESULTADOS
1. Número de cruzamientos realizados en cada especie.
2. Número de éxitos en los cruzamientos realizados en cada especie.
3. Indique los problemas con los que se enfrentó al realizar la hibridación.
75
PRÁCTICA 11. HIBRIDACIÓN INTERESPECÍFICA
INTRODUCCIÓN
Una forma de incrementar la diversidad genética dentro de las especies cultivadas es la
hibridación interespecífica o la hibridación intergenérica. Cuando fuentes de variación
genética de un carácter (por ejemplo, resistencia a plagas o enfermedades), no se encuentran o
no se pueden encontrar dentro de los genotipos existentes dentro de cada especie cultivada, es
posible buscar en especies o géneros relacionados. El considerar la posibilidad de introgresión
de características de especies, o géneros relacionados hacia la especie de interés, lleva a
hibridación interespecífica o hibridación intergenérica.
La hibridación interespecífica se refiere a cruzas entre especies del mismo género

(Brassica napus x Brassica oleracea), mientras que la hibridación intergenérica se refiere a cruzas
entre diferentes géneros (Triticum aestivum x Secale cereale).
La probabilidad de obtener un cultivar nuevo y exitoso se relaciona con la frecuencia de

características deseables o indeseables presentes en los progenitores usados en la hibridación.
Las líneas parentales usadas en la hibridación deberán ser cultivares adaptados o genotipos
deseables que se encuentren dentro de un programa de mejoramiento genético que se esté
llevando a cabo.
Cuando un carácter de interés no se encuentre disponible dentro de este grupo de genes,

entonces el siguiente paso es revisar otras líneas que, aún cuando no se encuentren adaptadas,
se puede identificar la expresión del carácter deseado en ellas. Si el carácter deseado no se
identifica dentro de la fuente de germoplasma disponible, entonces se recurre a la búsqueda
del mismo en especies relacionadas para encontrar una fuente genética natural.
Para que la hibridación interespecífica o intergenérica sea exitosa se debe considerar:

1. Que la expresión del carácter de interés no está disponible en el grupo de genes de los
genotipos adaptados o dentro de genotipos no adaptados dentro de la misma especie.
2. Que el carácter deseado presente una expresión aceptable en la especie o género
relacionado.
3. Que la introgresión de alelos de la especie o género relacionado sea posible en la especie
cultivada a mejorar.
El éxito de la cruza depende de dos factores:

1. La obtención de semillas viables de las plantas F1 y de las siguientes generaciones
(F2, F3, etc.).
2. La eliminación de caracteres indeseables provenientes de las especies donadoras.
77
Factores involucrados en la hibridación interespecífica o intergenérica
El éxito en la obtención de un híbrido que involucre dos diferentes especies requiere que haya
compatibilidad entre los progenitores utilizados. Diferentes factores están involucrados, el
primero de ellos es que los gametos, femenino y masculino, de los diferentes genotipos deben
de reunirse para formar el cigoto. El fracaso en esta fase puede ser resultado de que:
- Los granos de polen son incapaces de germinar en el estima receptivo del progenitor
femenino.
- Los granos de polen no se desarrollan exitosamente en el estilo o no hay atracción del tubo
polínico hacia el ovario.
- El gameto masculino es incapaz de alcanzar el saco embrionario y fusionarse con la célula
huevo.
- El núcleo masculino es incapaz de fusionarse con el núcleo femenino.
Con el propósito de mejorar diversas cualidades agronómicas del frijol común (P. vulgaris),
se han realizado cruzamientos con Phaseolus lunatus, P. acutifolius y P. coccineous. En México se
han realizado cruzamientos entre P. vulgaris y P. coccineous con el objetivo de incorporar genes
que proveen resistencia a enfermedades provenientes del ayocote hacia el frijol. En todos los
cruzamientos interespecíficos se han presentado problemas de esterilidad en estos híbridos.
OBJETIVO
Aplicar la técnica de remoción de anteras y polinización dirigida para realizar el cruzamiento
interespecífico entre frijol (Phaseolus vulgaris) y frijol ayocote (Phaseolus coccineus).
ACTIVIDADES PREVIAS
Establecimiento de cultivo de especies en campo o invernadero.
MATERIAL
Material vegetal
• Frijol (al menos una variedad)
• Ayocote (al menos un cultivar)
Material
• Pinzas de joyero
• Alcohol
• Etiquetas
• Lápiz
• Papel higiénico
• Etiquetas
78
Utilizar la técnica de remoción de anteras y polinización descrita en la práctica 9 (Hibridación
en autógamas). En este caso, plantas de una especie serán seleccionadas como progenitor
femenino y plantas de la segunda especie serán usadas como progenitor masculino.
RESULTADOS
1. Número de cruzamientos realizados entre especies (indicar que especies estuvieron
involucradas en el cruzamiento).
2. Número de éxitos en los cruzamientos realizados en cada especie.
3. Indique los problemas con los que se enfrentó al realizar la hibridación.
79
BIBLIOGRAFÍA GENERAL
Abbott, A. J. and Atkin, R. K. (Eds.). (1987). Improving vegetatively propagated crops. Great
Britain: Academic Press Limited.
Azcárraga, M. R. y Patricia Jacquez M. (2011). Manual de prácticas de anatomía y organografía

vegetal. México: FESC UNAM.
Becker, W. A. (1992). Manual of quantitative genetics. U.S.A., Academic Enterprises.
Briggs, F. N. and Knowles (1967). Introduction to plant breeding. New York: Reinhold
Publishing Corporation.
Brown, J. and Caligari P. (2008). An introduction to plant breeding. U.K., Blackwell Publishing.
Flores, H. A. (2001). La genotécnia vegetal. México: Universidad Autónoma de Chapingo.
Fonseca, R. M. y Velázquez M. (2007). Conoce las plantas con flores. Morfología y clasificación
de magnoliophyta. México: UAN.
Gardner, E. J., Simmons M. J. y Snustad D. P. (1998). Principios de genética. México: Editorial
Limusa.
González Embarcadero, A. E., Cedillo Portugal y Díaz Garduño L. (2008). Morfología
y anatomía de las plantas con flores. México: UAC.
Lawrence, W. J. C. (1968). Plant breeding. Great Britain: Edward Arnold (Publishers) Ltd.
Márquez Sánchez, F. (1992). Genotécnia vegetal. Métodos, teoría y resultados (Tomo 1). México:
AGT Editor, S.A.
AGT Editor, S.A.
AGT Editor, S.A.
Mejía, C. A. (1999). Genotécnia vegetal. México: Apuntes Colegio de Postgraduados,
Montecillos.
Moore, J. M. y Janick J. (Eds.).(1993). Avances de genotécnia de frutales. México: AGT Editor,
S.A.
81
Pérez, G. M., Márquez Sánchez F. M. y Peña L. A. (1997). Mejoramiento genético de hortalizas.
México: Universidad Autónoma de Chapingo.
Poehlman, J. M. (2003). Mejoramiento genético de las cosechas. México: LIMUSA.
Stansfield, W. D. (1984). Genética (2a ed.). México: McGraw-Hill, Serie Schaum.
82
DE MÉXICO
CUAUTITLÁN
DEPARTAMENTO CIENCIAS AGRÍCOLAS
SECCIÓN AGROECOSISTEMAS
CALENDARIO DE PRÁCTICAS
CÓDIGO:
FPE-CA-DEX-01-01
No. DE REVISIÓN: 2
LABORATORIO DE TÉCNICAS DE MEJORAMIENTO GENÉTICO
Nombre y firma del profesor: Nombre y firma del laboratorista:
Hilda Carina Gómez Villar Yanelli Domínguez Aguilar
Gloria Solares Díaz
Grupo: Asignatura: Técnicas de mejoramiento genético
Fecha: Periodo lectivo:
No. práctica Tema Fecha
PRÁCTICAS
1 Genética de poblaciones
2 Tipos de reproducción de las plantas
3 Variación genética
4 Heredabilidad
5 Selección
6 Heterosis
83
7 Selección masal: ajuste de rendimiento
PRÁCTICAS COMPLEMENTARIAS
8 Selección familial: formación de familias
9 Hibridación en plantas alógamas
10 Hibridación en plantas autógamas
11 Hibridación interespecífica
Nota 1: En la primera sesión se realiza limpieza del invernadero y siembra del material vegetal (diferentes especies) con las
que se realizan las prácticas 6, 7, 8, 9 y 10.
Nota 2: En la segunda sesión se analiza un artículo científico del área (Mejoramiento genético de plantas).
Nota 3: La entrega de reportes se realizará la siguiente sesión, una vez concluida la práctica correspondiente.
EVALUACIÓN
1. Cada práctica constituye 9.1 % de la calificación. Ésta incluye el reporte de la práctica y el
trabajo realizado en laboratorio y campo y/o invernadero.
INSTRUCCIONES PARA LA ELABORACIÓN DEL REPORTE DE PRÁCTICAS
Formato de la Portada del Reporte:
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLÁN
INGENIERÍA AGRÍCOLA
(Nombre de la Institución / Nombre de la Facultad / Carrera)
Práctica 1
Genética de poblaciones
(Nombre y número de la práctica)
Nombre del alumno (s):
Asignatura: Técnicas de mejoramiento genético
Profesor:
Grupo:
INTRODUCCIÓN
> Se basa principalmente en una revisión bibliográfica sobre el tema de la práctica (por
ejemplo: Genética de poblaciones)
84
> Debe de incluir: definición (por ejemplo: qué estudia la Genética de poblaciones), mencio-
nar en qué consiste (análisis de las frecuencias genotípicas y frecuencias génicas de un gen (o
genes) que determina una característica, cuál es la utilidad de conocer dichas frecuencias, có-
mo se estiman las frecuencias mencionadas, cuál es la interpretación biológica de las mismas,
qué aplicaciones tiene su conocimiento, que condiciones existen para que haya equilibrio en
las siguientes generaciones y cuáles son las condiciones para que se alteren dichas frecuen-
cias.
> Si se menciona a un personaje que sea de relevancia se requerirá realizar una breve reseña
del mismo (por ejemplo: Ley de Hardy-Weinberg. En el caso de genética de poblaciones men-
cionar quién era Hardy y quién era Weinberg y su aportación a la Genética).
> Se basa en mínimo 3 referencias bibliográficas (libros y revistas científicas solamente:

NO INTERNET NI APUNTES DE CLASE); éstas deben citarse al concluir el párrafo
correspondiente a la cita mencionando el o los autores por su primer apellido y el año de
publicación del libro referido. Ejemplo:
Al finalizar el siglo, De Vries, Correns y Tschemark redescubrieron, independientemente, las
leyes formuladas por Mendel unos 35 años atrás, por lo cual hoy se les conoce con el nombre
de las Leyes de Mendel, en honor a su verdadero descubridor (Le Roy, 1990).
En el caso de que sean más de dos autores del libro o revista citado, en el párrafo
correspondiente se indicará como (Gardner et al., 1998).
Ejemplo:
Gardner, E. J., Simmons, M. J. y Snustad, D. P. (1998). Principios de genética. México:
Limusa.
> Debe estar integrado en 2 cuartillas completas.
OBJETIVOS
Se sugiere transcribir los objetivos planteados en el manual a la práctica realizada.
Ejemplo:
OBJETIVO: (Ejemplo: Práctica 1: Genética de poblaciones)
• Demostrar el establecimiento del equilibrio de las frecuencias génicas y genotípicas en
una población en que se realizan apareamientos al azar.
RESULTADOS
Indicar el nombre de la característica y especie (especies), en caso dado, que empleó en el
ejercicio (o los ejercicios) de la clase.
Anotar los resultados principales que se obtuvieron.
Puede emplear cuadros y gráficas.
Incluir en esta sección el análisis de X 2 desarrollada, y/o las fórmulas empleadas y
substituciones en ellas de los valores obtenidos.
Ejemplo:
(Práctica 1. Genética de poblaciones)
Característica: color de flores
85
Alelos:
A - Color rojo
a - Color blanco
Genotipos:
AA
Aa
aa
Hipótesis:
Ho:
Ha:
CUADRO DE X2
Frecuencia Frecuencia
Fenotipo Genotipo (Oi-Ei)2/Ei
observada esperada
Color rojo AA
Aa
Color blanco aa
X2calculada =
X2tablas=
Criterio de decisión:
DISCUSIÓN
En esta sección del reporte se SEÑALAN, INTERPRETAN Y COMENTAN los valores
obtenidos en la sección de resultados a través de los análisis estadísticos empleados.
Por ejemplo: en el caso de la Práctica 1, se debe indicar si se cumplió la Ley de Hardy-

Weinberg según la prueba de X2 aplicada, al comparar la población observada y la población
obtenida. Asimismo, señalar las razones de por las cuales si se cumple dicha ley.
Si no se cumplió la Ley, argumentar a qué causas se pudo deber.
Mencionar si los resultados COINCIDEN O NO CON OTROS ya publicados (en su caso) y
tratar de EXPLICAR el por qué (en caso de que no coincidan).
Mantener siempre presente el objetivo de la práctica, y relacionarlo con los resultados.
Se pueden indicar las implicaciones prácticas de los resultados.
Proporcionar las bases que servirán de apoyo a las conclusiones de la práctica.
Ejemplo: (Práctica 1: Genética de poblaciones)

“Los resultados obtenidos coinciden con lo señalado por Hardy-Weinberg por Gardner et
al. (1990) y otros autores. En este caso, el carácter dominante... y el carácter recesivo...presen-
tan como frecuencias…. comportándose de acuerdo a la Ley... establecida por Hardy-Wein-
berg en el año... etc.”
86
CONCLUSIONES
Se plantea la conclusión en base a los objetivos planteados de la práctica.
Ejemplo:
“La Ley de Hardy-Weinberg fue comprobada en esta práctica a través del cruzamiento
realizado en la...”
BIBLIOGRAFÍA
Existen diferentes formas para citar la bibliografía consultada. Se sugiere la siguiente:
1. Brown, J. and Caligari, P. (2008). An introduction to plant breeding. U.K.: Blackwell
Publishing:
2. Flores, H. A. (2001). La genotécnia vegetal. México: Universidad Autónoma de Chapingo.
Nota: En la segunda sesión se analizan con precisión las partes que constituyen el reporte.
Para ello se proporciona a los alumnos un artículo científico del área (Mejoramiento genético
de plantas) que es discutido en esta sesión.
87

Manual Tecnicas Mejoramiento Genetico

Cargado por

Copyright:

Formatos disponibles

Manual Tecnicas Mejoramiento Genetico

Cargado por

Información del documento

Descripción original:

Derechos de autor

Formatos disponibles

Compartir este documento

Compartir o incrustar documentos

Opciones para compartir

¿Le pareció útil este documento?

¿Este contenido es inapropiado?

Copyright:

Formatos disponibles

Manual Tecnicas Mejoramiento Genetico

Cargado por

Copyright:

Formatos disponibles

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA

TÉCNICAS DE MEJORAMIENTO GENÉTICO

GLORIA MARÍA SOLARES DÍAZ

HILDA CARINA GÓMEZ VILLAR

CLAVE DE LA CARRERA: 118-25

CLAVE DE LA ASIGNATURA: 1515

El material vegetal que se utiliza incluye cultivares criollos y cultivados de plantas

La segunda sesión de prácticas está dedicada al comentario de un artículo científico,

Objetivo del programa de la enseñanza experimental

Nota: durante el desarrollo de las prácticas no se utilizan ni se generan residuos peligrosos.

REGLAMENTO INTERNO PARA LOS LABORATORIOS

CAPÍTULO PRIMERO. DISPOSICIONES GENERALES

I. Los alumnos de la carrera de Ingeniería Agrícola que oficialmente se encuentren inscri-

Artículo 4. La administración, vigilancia y operación del equipo especializado depende

Artículo 5. El responsable de laboratorio tiene como funciones las siguientes:

I. Dirigir el laboratorio de acuerdo a su reglamento.

Artículo 6. El jefe de laboratorio tiene como funciones las siguientes:

I. Supervisar y controlar el funcionamiento del laboratorio.

Artículo 7. Son funciones del laboratorista.

I. Mantener el material y equipo en condiciones de higiene y limpieza.

Artículo 8. Son funciones del auxiliar de laboratorio:

I. Asear, lavar, esterilizar, secar y guardar el material, instrumental, equipo y mobiliario.

CAPÍTULO TERCERO. DE LAS RESTRICCIONES

Artículo 9. Dentro de los laboratorios queda prohibido:

I. Ingresar y consumir cualquier tipo de alimento o bebida.

CAPÍTULO CUARTO. DEL USO Y LOS USUARIOS DEL LABORATORIO

Artículo 19. El usuario conservará y mantendrá el orden y limpieza de las instalaciones

Artículo 26. En caso de accidente, se debe avisar inmediatamente al profesor o a los

CAPÍTULO QUINTO. DE LAS SANCIONES

Primero. Todo lo no previsto en el presente reglamento será turnado para su solución al H.

Número de la Número y nombre de la unidad

1 Genética de poblaciones Unidad I. Introducción

Tipos de reproducción Unidad II. Tipos de reproducción de

3 Variación genética Unidad III. Variación

4 Heredabilidad Unidad IV. Heredabilidad

5 Selección Unidad V. Selección

6 Heterosis Unidad VI. Endogamia y heterosis

Unidad VII. Métodos

Unidad VII. Métodos

Unidad VII. Métodos

Unidad VII. Métodos

Es posible predecir la frecuencia de genotipos entre la progenie de un apareamiento

La genética de poblaciones se relaciona con la predicción de frecuencias de genes,

EQUIPOS, REACTIVOS Y MATERIALES

Realice el siguiente registro:

Tabla 1. Registro de frecuencias genotípicas

1. Calcular las frecuencias génicas y genotípicas de las poblaciones (observada y esperada).

H = Número de individuos heterocigotos (Aa)

2. Aplicar la prueba de X2 para probar sus hipótesis acerca de igualdad (o desigualdad)

Genotipo oi ei (oi – ei )2/ei

3. Predecir las frecuencias genotípicas y génicas de la siguiente generación y obtener las

Nota: La bibliografía general de la práctica se encuentra en la BIBLIOGRAFÍA GENERAL.

De acuerdo al tipo de polinización de las plantas, éstas se clasifican en alógamas y

El órgano femenino por lo general es receptivo para la polinización al momento de la

EQUIPOS, REACTIVOS Y MATERIALES

Nota: La bibliografía general de la práctica se encuentra en la BIBLIOGRAFÍA GENERAL.

La variabilidad que se presenta dentro de cada especie se expresa en diferencias en cada

Cuando la variabilidad de un carácter dentro de una especie determinada puede ser

Generalmente la variación en un carácter cualitativo es estudiada en poblaciones que mues-