Farmacopeia Brasileira Vi Ed. Vol. 1
Farmacopeia Brasileira Vi Ed. Vol. 1
Farmacopeia Brasileira Vi Ed. Vol. 1
BRASILEIRA
6ª EDIÇÃO
K
Agência Nacional de Vigilância Sanitária - Anvisa
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
Farmacopeia
Brasileira,
6ª edição
Volume I
Brasília
2019
Copyright © 2019. Agência Nacional de Vigilância Sanitária
É permitida a reprodução parcial ou total desta obra, desde que citada a fonte.
É vedada a impressão, distribuição, reprodução desta obra para fins comerciais sem a prévia e
expressa anuência da Anvisa.
Diretor-Presidente
William Dib
Diretores
Alessandra Bastos Soares
Antônio Barra Torres
Fernando Mendes Garcia Neto
Renato Alencar Porto
Coordenador da Farmacopeia
Arthur Leonardo Lopes da Silva
Elaboração e edição:
Agência Nacional de Vigilância Sanitária SIA Trecho 5,
Área Especial 57, Lote 200
71205-050 Brasília - DF
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
SUMÁRIO
Volume 1
1 PREFÁCIO ....................................................................................................................................... 5
2 HISTÓRICO ..................................................................................................................................... 7
3 FARMACOPEIA BRASILEIRA ..................................................................................................... 8
4 GENERALIDADES ....................................................................................................................... 24
5 MÉTODOS GERAIS ...................................................................................................................... 60
5.1 Métodos gerais aplicados a medicamentos .................................................................................. 60
5.2 Métodos físicos e físico-químicos................................................................................................ 92
5.3 Métodos químicos ...................................................................................................................... 261
5.4 Métodos de Farmacognosia ....................................................................................................... 311
5.5 Métodos biológicos, ensaios biológicos e microbiológicos ....................................................... 340
5.6 Métodos imunoquímicos ............................................................................................................ 456
5.7 Métodos físicos aplicados a materiais cirúrgicos e hospitalares ................................................ 459
5.8 Métodos gerais aplicados a gases medicinais ............................................................................ 466
6 RECIPIENTES PARA MEDICAMENTOS E CORRELATOS .................................................. 470
6.1 Recipientes de vidro ................................................................................................................... 470
6.2 Recipientes plásticos .................................................................................................................. 476
7 REAGENTES ............................................................................................................................... 520
7.1 Indicadores e soluções indicadoras ............................................................................................ 520
7.2 Reagentes e soluções reagentes.................................................................................................. 535
7.3 Soluções volumétricas................................................................................................................ 669
7.4 Tampões ..................................................................................................................................... 677
8 INFORMAÇÕES GERAIS........................................................................................................... 684
Preparação de produtos estéreis ....................................................................................................... 685
Procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos .......................................................... 714
Radiofármacos ................................................................................................................................. 763
Equivalência farmacêutica e bioequivalência de medicamentos ..................................................... 782
Água para uso farmacêutico ............................................................................................................. 787
Substâncias químicas de referência.................................................................................................. 800
Substâncias corantes ........................................................................................................................ 802
Gases medicinais .............................................................................................................................. 817
Determinação da solubilidade aplicada à bioisenção de acordo com o sistema de classificação
biofarmacêutica ................................................................................................................................ 825
Ensaios microbiológicos alternativos............................................................................................... 829
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
Volume 2
MONOGRAFIAS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
1 PREFÁCIO
Farmacopeia Brasileira (FB) é o compêndio farmacêutico nacional que estabelece, via textos
farmacopeicos (capítulos, métodos e monografias), as exigências mínimas de qualidade,
autenticidade e pureza de insumos farmacêuticos, de medicamentos e de outros produtos sujeitos à
vigilância sanitária. O não atendimento integral às exigências farmacopeicas poderá resultar no
enquadramento do produto como alterado, adulterado ou impróprio para uso, nos termos da Lei
6.360/76, incorrendo os responsáveis nas sanções e providências estabelecidas na Lei 6.437/77.
Assim sendo, cabe à FB o estabelecimento dos parâmetros de aceitabilidade dos produtos
disponibilizados à população Brasileira, servindo de alicerce essencial para a consecução das ações
de controle e fiscalização sanitária.
Sendo o desenvolvimento técnico-cientifico, por natureza, bastante dinâmico e célere, é importante
que tenhamos um compêndio farmacopeico que se ajuste pari passu com as inovações
farmacêuticas. Desde a 5ª edição da FB, publicada em 23 de novembro de 2010, o Conselho
Deliberativo da Farmacopeia Brasileira (CDFB) tem se empenhado diuturnamente no cumprimento
de sua missão de manter a FB constantemente atualizada.
Em 2012 foi publicada a 1ª errata da 5ª edição da FB (RDC 18/2012) com correções pontuais.
Em 2016 foram publicadas as RDC 59, de 03 de fevereiro, e RDC 101, de 12 de agosto, que
aprovaram o Primeiro Suplemento da 5ª edição da FB. Esse suplemento contou com 63 textos
farmacopeicos, 8 textos gerais/métodos, sendo 7 inéditos, e 55 monografias, sendo 38 inéditas. Esta
edição incrementou em cerca de 10% o quantitativo de monografias da FB, e abrangeu monografias
de medicamentos sintéticos (16, 6 inéditas), de medicamentos biológicos (15, sendo 12 inéditas), de
hemocomponentes/ hemoderivados (7 inéditas) e de insumos farmacêuticos (17, sendo 13 inéditas).
Destaca-se nessa publicação a incorporação de 6 métodos gerais harmonizados no âmbito da
Farmacopeia Mercosul (Grupo Mercado Comum).
Em 2017 foi publicada a RDC 167, de 24 de julho, que aprovou o Segundo Suplemento da 5ª edição
da FB. Esse suplemento contou com 262 textos farmacopeicos, 12 capítulos e métodos gerais,
sendo 8 inéditos, e 247 monografias, sendo 176 inéditas. Esta edição incrementou em cerca de 25%
o quantitativo de monografias da FB, e abrangeu monografias de dispositivos médicos (03 inéditas),
de gases medicinais (02 inéditas), de radiofármacos (03 inéditas), de hemocomponentes (05
inéditas), de medicamentos sintéticos (11 inéditas), de medicamentos biológicos (18, sendo 5
inéditas), de insumos farmacêuticos (61, sendo 58 inéditas) e de plantas medicinais (147, sendo 89
inéditas). Salienta-se que as 58 monografias de plantas medicinais da 5ª edição da FB foram
devidamente revisadas, e ainda houve incremento de cerca de 150% no quantitativo de monografias
desta classe de produtos, fomentando o desenvolvimento de produtos de origem vegetal e
valorização da flora nativa. Ainda, em caráter inédito, figuram neste suplemento as duas primas
monografias, e os respectivos capítulo e métodos gerais, de gases medicinais, classe de
medicamentos até então não abarcada pela FB.
Em 2018 já havia conteúdo para uma nova atualização suplementar, com 15 novas monografias de
medicamentos sintéticos (07), de gases medicinais (02), de insumo ativo (01), de plantas medicinais
(02), de produto biológico (01) e de radiofármacos (02). O anseio de manter um processo perene de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
atualização com periodicidade anual foi moderada pela imperiosa necessidade de revisão e
atualização das centenas de textos farmacopeicos da 5ª edição.
Nesse sentido, o Conselho Deliberativo da FB decidiu pela condução de um amplo processo de
revisão, que culminou nessa 6ª edição da FB. Essa 6ª edição surge com uma nova e moderna
identidade visual, compatível com a relevância desta obra, aliada a uma publicação 100% digital.
Aqui, faz-se mister enaltecer o altivo comprometimento dos Comitês Técnico Temáticos (CTT) na
condução desta empreitada, que, apesar do curto período, concluiu a missão com louros.
Por fim, importante ressaltar o apoio da Anvisa no fomento desta obra, em especial à equipe da
Coordenação da Farmacopeia (Cofar), cuja dedicação e esmero foram essenciais.
2 HISTÓRICO
BREVE ATUALIZAÇÃO HISTÓRICA DA FARMACOPEIA BRASILEIRA, 6ª EDIÇÃO
O Brasil, enquanto domínio português, utilizava como código farmacêutico oficial a Farmacopeia
Geral do Reino e Domínios, publicada no ano de 1794, e reimpressa em 1824. Em 1837 o Codex
Medicamentarius francês também passou a ser aceito no Brasil. Em 29 de setembro de 1851, o
Decreto 828 estabeleceu o Codex Medicamentarius francês como compêndio oficial do Brasil, além
do reconhecimento da Farmacopeia Portuguesa. Em 19 de janeiro de 1882, o Decreto 8.387, e em
31 de dezembro de 1923, o Decreto 16.300 reafirmaram a primazia e oficialidade da Farmacopeia
Francesa.
A 1ª edição da Farmacopeia Brasileira foi aprovada em 04 de novembro de 1926, pelo Decreto
17.509. Essa 1ª edição foi atualizada em 1943 - 1º suplemento - (Portaria nº 42, de 2 de março), em
1945 - 2º suplemento – (Portarias nº 24, de 14 de abril) e em 1950 – 3º suplemento – (Portaria nº 39,
de 13 de junho).
A 2ª edição da Farmacopeia Brasileira foi aprovada em 1955 (Decreto 37.843, de 01 de setembro),
e contou com atualizações e modificações em 1959 (Decreto 45.502, de 27 de fevereiro), havendo
neste momento a separação das formulações medicamentosas da Farmacopeia, surgindo o
Formulário Nacional.
A 3ª edição da Farmacopeia Brasileira foi aprovada em 1976 (Decreto 78.840, de 25 de novembro).
A 4ª edição da Farmacopeia Brasileira (Parte I) foi aprovada em 1988 (Decreto 96.607, de 30 de
agosto). A Parte II foi publicada em fascículos nos anos de 1996 (primeiro), 2000 (segundo), 2002
(terceiro), 2003 (quarto), 2004 (quinto) e 2005 (sexto).
A 5ª edição da Farmacopeia Brasileira foi aprovada em 2010 (Resolução da Diretoria Colegiada –
RDC 49, de 23 de novembro). Em 2012 foi aprovada a 1ª errata (RDC 18, de 23 de março). A 5ª
edição foi ainda complementada pelo 1º Suplemento em 2016 (RDC 59/2016 e RDC 101/2016) e
pelo 2º Suplemento em 2017 (RDC 167/2017).
Sem maiores minucias, temos aqui uma breve recapitulação temporal da evolução deste Compêndio
Nacional.
3 FARMACOPEIA BRASILEIRA
PRESIDENTES DAS EDIÇÕES ANTERIORES DA FARMACOPEIA BRASILEIRA
PRESIDENTE
VARLEY DIAS SOUSA
VICE-PRESIDENTE
CLÉVIA FERREIRA DUARTE GARROTE
MEMBROS
ADRIANO ANTUNES DE SOUZA ARAÚJO
Universidade Federal de Sergipe – UFS
COORDENAÇÃO DA FARMACOPEIA
AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA – Anvisa
Técnico Administrativo
DHALIA GUTEMBERG
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
CRISTIANO ROHDE
Universidade Franciscana - UFN
CARINE SAMPAIO CERQUEIRA SODRÉ
DANIELA MARRECO CERQUEIRA
Universidade de Brasília – UnB Agência Nacional de Vigilância Sanitária -
Anvisa
CARLOS EDUARDO DE OLIVEIRA
PEREIRA DANIEL KARL RESENDE
Universidade Federal de Minas Gerais – Universidade Federal do Rio de Janeiro -
UFMG UFRJ
LORENA FRATINI
JOSÉ EDUARDO GONÇALVES Universidade Federal do Rio Grande do Sul –
Universidade Federal de Minas Gerais – UFRGS
UFMG
LORENNA RABELO MARQUES
JOSÉ HUGO DE SOUSA GOMES
Universidade de Brasília – UnB
Universidade Federal de Minas Gerais –
UFMG
LUCIANE VARINI LAPORTA
JOSÉ REINALDO SILVA COSTA Universidade Franciscana – UFN
Escola Superior de Ciências da Saúde – ESCS
RAFAELLA ANTUNES
NINA VALÉRIA MACHADO CAPILLÉ
Universidade Federal de Minas Gerais –
Universidade Federal do Rio de Janeiro –
UFMG
UFRJ
RAPHAELA ARIANY
NORBERTO RECH Universidade Federal de Minas Gerais –
Universidade Federal de Santa Catarina - UFMG
UFSC
RAQUEL LIMA E SILVA
ONÉSIMO ÁZARA PEREIRA Agência Nacional de Vigilância Sanitária –
Associação Brasileira da Indústria Anvisa
Farmoquímica e de Insumos Farmacêuticos –
ABIQUIFI RAQUEL PEREIRA GUIMARÃES
Agência Nacional de Vigilância Sanitária –
Anvisa
PATRÍCIA FERNANDA MONTEIRO
Universidade Federal de Ouro Preto – UFOP
REJANE MAGALHÃES DE MENDONÇA
PIMENTEL
PATRÍCIA GOMES
Universidade Federal Rural de Pernambuco -
Universidade Franciscana – UFN
UFRPE
PATRÍCIA KOTT TOMAZETT
RENATA ANTUNES ESTAIANO DE
Agência Nacional de Vigilância Sanitária –
REZENDE
Anvisa
Universidade Estadual de Campinas -
Unicamp
PAULA ROCHA CHELLINI
Universidade Federal de Minas Gerais –
RENATA BIEGELMEYER DA SILVA
UFMG
Universidade Federal do Rio Grande do Sul –
UFRGS
PEDRO HENRIQUE CALVACANTI
FRANCO RENATHA ROMAN
Universidade Federal de Minas Gerais – Universidade Federal do Rio Grande do Sul –
UFMG UFRGS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição
VOLKER BITTRICH
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 24
4 GENERALIDADES
TÍTULO
O título completo desta obra é “Farmacopeia da República Federativa do Brasil, 6ª edição”. Pode ser
denominada “Farmacopeia Brasileira, 6ª edição” ou FB 6.
DEFINIÇÕES
São as constantes do relatório para registro do produto no órgão sanitário, atualizadas mediante
revisão bibliográfica nacional e internacional, quando for o caso.
Uma solução é considerada neutra quando não modifica a cor dos papéis azul e vermelho de tornassol,
ou quando o papel indicador universal adquire as cores da escala neutra, ou quando 1 mL da mesma
solução se cora de verde com uma gota de azul de bromotimol SI (pH 7,0).
É considerada ácida quando cora em vermelho o papel azul de tornassol ou 1 mL se cora de amarelo
por uma gota de vermelho de fenol SI (pH 1,0 a 6,6).
É considerada fracamente ácida quando cora levemente de vermelho o papel azul de tornassol ou 1
mL se cora de alaranjado por uma gota de vermelho de metila SI (pH 4,0 a 6,6).
É considerada fortemente ácida quando cora de azul o papel vermelho de congo ou 1 mL se cora de
vermelho pela adição de uma gota de alaranjado de metila SI (pH 1,0 a 4,0).
É considerada alcalina quando cora de azul o papel vermelho de tornassol ou 1 mL se cora de azul
por uma gota de azul de bromotimol SI (pH 7,6 a 13,0).
É considerada fortemente alcalina quando se cora de azul por uma gota de timolftaleína SI (pH 9,3 a
10,5) ou de vermelho por uma gota de fenolftaleína SI (pH 10,0 a 13,0).
Adesivo
É o sistema destinado a produzir um efeito sistêmico pela difusão do(s) princípio(s) ativo(s) numa
velocidade constante por um período de tempo prolongado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 25
São considerados como água para uso farmacêutico os diversos tipos de água empregados na síntese
de fármacos, na formulação e produção de medicamentos, em laboratórios de ensaios, diagnósticos e
demais aplicações relacionadas à área da saúde, inclusive como principal componente na limpeza de
utensílios, equipamentos e sistemas.
Água purificada
Água purificada é a água potável que passou por algum tipo de tratamento para retirar os possíveis
contaminantes e atender aos requisitos de pureza estabelecidos na monografia.
Água ultrapurificada
Água ultrapurificada é a água purificada que passou por tratamento adicional para retirar os possíveis
contaminantes e atender aos requisitos de pureza estabelecidos na monografia.
Águas aromáticas
São soluções saturadas de óleos essenciais ou outras substâncias aromáticas em água. Possuem odor
característico das substâncias com as quais são preparadas, recebendo, também, o nome delas.
É um banho de água fervente, a não ser que a monografia especifique outra temperatura. As
expressões água quente e água muito quente indicam temperaturas aproximadas entre 60 ºC e 70 ºC
e entre 85 ºC e 95 ºC, respectivamente. Banho a vapor significa exposição ao vapor fluente ou outra
forma de calor, correspondendo em temperatura à do vapor fluente.
Biodisponibilidade
Bioequivalência
Caminhão tanque
Veículo contendo um recipiente de grande porte afixado para o transporte de líquidos criogênicos.
Cápsula
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 26
Cápsula dura
É a cápsula que consiste de duas seções cilíndricas pré-fabricadas (corpo e tampa) que se encaixam e
cujas extremidades são arredondadas. É tipicamente preenchida com princípios ativos e excipientes
na forma sólida. Normalmente é formada de gelatina, mas pode também ser de outras substâncias.
É a cápsula que consiste de duas seções cilíndricas pré-fabricadas (corpo tampa) que se encaixam e
cujas extremidades são arredondadas. É tipicamente preenchida com princípios ativos e excipientes
na forma sólida. Normalmente é formada de gelatina, mas pode também ser de outras substâncias.
Vide definição geral de liberação prolongada.
É a cápsula que consiste de duas seções cilíndricas pré-fabricadas (corpo e tampa) que se encaixam e
cujas extremidades são arredondadas. É tipicamente preenchida com princípios ativos e excipientes
na forma sólida. Normalmente é formada de gelatina, mas pode também ser de outras substâncias.
Vide definição geral de liberação retardada.
Cápsula mole
É a cápsula constituída de um invólucro de gelatina, de vários formatos, mais maleável do que o das
cápsulas duras. Normalmente são preenchidas com conteúdos líquidos ou semissólidos, mas podem
ser preenchidas também com pós e outros sólidos secos.
É a cápsula constituída de um invólucro de gelatina, de vários formatos, mais maleável do que o das
cápsulas duras. Normalmente são preenchidas com conteúdos líquidos ou semissólidos, mas podem
ser preenchidas também com pós e outros sólidos secos. Vide definição geral de liberação prolongada.
É a cápsula constituída de um invólucro de gelatina, de vários formatos, mais maleável do que o das
cápsulas duras. Normalmente são preenchidas com conteúdos líquidos ou semissólidos, mas podem
ser preenchidas também com pós e outros sólidos secos. Vide definição geral de liberação retardada.
CAS
Chá medicinal
Consiste exclusivamente de drogas vegetais destinadas a preparações aquosas orais por meio de
decocção, infusão ou maceração. O chá é preparado imediatamente antes da utilização.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 27
Cilindro de gás
É o recipiente metálico, perfeitamente fechado, de paredes resistentes, destinado a conter gás sob
pressão, obturado por válvula regulável, capaz de manter a saída do gás em vazão determinada.
Recipiente transportável e pressurizado com capacidade medida em volume de água que não exceda
150 litros.
CNTP
Colírio
É uma fração de proteínas plasmáticas que contém obrigatoriamente os Fatores II, VII, IX e X da
coagulação humana.
Comprimido
É a forma farmacêutica sólida contendo uma dose única de um ou mais princípios ativos, com ou sem
excipientes, obtida pela compressão de volumes uniformes de partículas. Pode ser de uma ampla
variedade de tamanhos, formatos, apresentar marcações na superfície e ser revestido ou não.
É o comprimido que tem uma liberação modificada. Deve ser classificado como de liberação
modificada apenas quando as classificações “liberação retardada” e “liberação prolongada” não forem
adequadas.
Comprimido efervescente
É o comprimido que contém, em adição aos ingredientes ativos, substâncias ácidas e carbonatos ou
bicarbonatos, os quais liberam dióxido de carbono quando o comprimido é disperso em água. É
destinado a ser dissolvido ou disperso em água antes da administração.
Comprimido mastigável
É o comprimido formulado para que possa ser mastigado, produzindo um sabor residual agradável na
cavidade oral.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 28
Comprimido orodispersível
É o comprimido que deve ser dissolvido em água para a preparação do colutório, que é um líquido
destinado ao enxágue bucal de ação sobre as gengivas e as mucosas da boca e da garganta. Não deve
ser deglutido.
É o comprimido que, quando em contato com um líquido, rapidamente produz uma dispersão
homogênea (suspensão) e deve ser disperso antes da administração.
Comprimido revestido
É o comprimido que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente, poliméricas,
destinadas a proteger o fármaco do ar ou umidade; para fármacos com odor e sabor desagradáveis;
para melhorar a aparência dos comprimidos, ou para alguma outra propriedade que não seja a de
alterar a velocidade ou extensão da liberação do princípio ativo.
É o comprimido que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente poliméricas,
destinadas a modificar a velocidade ou extensão da liberação dos princípios ativos. Veja a definição
de liberação prolongada.
É o comprimido que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente poliméricas,
destinadas a modificar a velocidade ou extensão da liberação dos princípios ativos, apresentando uma
liberação retardada do princípio ativo. Veja definição de liberação retardada.
Controle de qualidade
Corantes
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 29
São substâncias adicionais aos medicamentos, produtos dietéticos, cosméticos, perfumes, produtos
de higiene e similares, saneantes domissanitários e similares, para lhes conferir cor e, em
determinados tipos de cosméticos, transferi-la para a superfície cutânea e anexos da pele. Para seu
uso, observar a legislação Federal e as resoluções editadas pela Anvisa.
Correlato
Produto para a saúde, tal como equipamento, aparelho, material, artigo ou sistema de uso ou aplicação
médica, odontológica ou laboratorial, destinado à prevenção, diagnóstico, tratamento, reabilitação ou
anticoncepção e que não utiliza meio farmacológico, imunológico ou metabólico para realizar a sua
principal função em seres humanos podendo, entretanto, ser auxiliado em suas funções por tais meios.
Cosméticos
São produtos para uso externo; destinados à proteção, ou ao embelezamento das diferentes partes do
corpo, tais como pós faciais; talcos; cremes de beleza; creme para as mãos e similares; máscaras
faciais; loções de beleza; soluções leitosas, cremosas e adstringentes; loções para as mãos; bases de
maquilagem e óleos cosméticos; ruges; blushes; batons; lápis labiais; preparados antissolares;
bronzeadores e simulatórios; rímeis; sombras; delineadores; tinturas capilares; agentes clareadores de
cabelos; preparados para ondular e para alisar cabelos; fixadores de cabelos; laquês; brilhantinas e
similares; loções capilares; depilatórios e epilatórios; preparados para unhas e outros.
Creme
É a forma farmacêutica semissólida que consiste de uma emulsão, formada por uma fase lipofílica e
uma fase hidrofílica. Contém um ou mais princípios ativos dissolvidos ou dispersos em uma base
apropriada e é utilizada, normalmente, para aplicação externa na pele ou nas membranas mucosas.
São constituídos pelas frações insolúveis a frio contendo principalmente os Fatores I (140 a 250 mg)
e VIII (70 a 120 UI) da coagulação humana por unidade de coleta de sangue humano. Outros fatores
da coagulação também são encontrados em menores concentrações junto ao crioprecipitado como o
Fator de Von Willebrand (40 a 70%) e o Fator XIII (20 a 30%).
Densidade de massa (r) de uma substância é a razão de sua massa por seu volume a 20 ºC. A densidade
relativa usualmente adotada (ρ) é definida como a relação entre a massa de uma substância ao ar a 20
ºC e a massa de igual volume de água na mesma temperatura.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 30
Desinfetantes
Detergentes
Doadores de sangue
São indivíduos saudáveis e cuidadosamente selecionados que, após exames médicos, testes
sanguíneos laboratoriais e estudo de sua história médica, estejam ausentes de agentes infecciosos
transmissíveis podem ser aceitos e utilizados para coleta de seu sangue total ou das suas frações
celulares ou plasmáticas para fins profiláticos, curativos ou de fracionamento.
Drágeas
São comprimidos revestidos com camadas constituídas por misturas de substâncias diversas, como
resinas, naturais ou sintéticas, gomas, gelatinas, materiais inativos e insolúveis, açúcares,
plastificantes, polióis, ceras, corantes autorizados e, às vezes, aromatizantes e princípios ativos.
São obtidas de seres vivos tais como plantas, bactérias, algas, fungos, líquens, animais, e minerais,
que contenham substâncias ou classes de sustâncias responsáveis por uma ação terapêutica e/ou
finalidade farmacêutica. A droga é especificada pela parte usada e pelo nome científico (espécie,
variedade quando aplicável e autor(es)).
Drogas vegetais
Drogas vegetais são plantas inteiras ou suas partes, geralmente secas, não processadas, podendo estar
íntegras ou fragmentadas. Também se incluem exsudatos, tais como gomas, resinas, mucilagens, látex
e ceras, que não foram submetidos a tratamento específico.
Elixir
Embalagem
Embalagem primária
É a que mantém contato direto com seu conteúdo. Considera-se material de embalagem primária:
ampola, bisnaga, envelope, estojo, flaconete, frasco de vidro ou de plástico, frasco-ampola, cartucho,
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 31
lata, pote, saco de papel e outros. Não deve haver qualquer interação entre o material de embalagem
primária e o seu conteúdo capaz de alterar a concentração, a qualidade ou a pureza do material
acondicionado.
Embalagem secundária
É a que possibilita total proteção do material de acondicionamento nas condições usuais de transporte,
armazenagem e distribuição. Considera-se embalagem secundária: caixas de papelão, cartuchos de
cartolina, madeira ou material plástico ou estojo de cartolina e outros.
Emplastro
É a forma farmacêutica semissólida para aplicação externa. Consiste de uma base adesiva contendo
um ou mais princípios ativos distribuídos em uma camada uniforme num suporte apropriado feito de
material sintético ou natural. Destinada a manter o princípio ativo em contato com a pele atuando
como protetor ou como agente queratolítico.
Emulsão
É a forma farmacêutica líquida de um ou mais princípios ativos que consiste de um sistema de duas
fases que envolvem pelo menos dois líquidos imiscíveis e na qual um líquido é disperso na forma de
pequenas gotas (fase interna ou dispersa) através de outro líquido (fase externa ou contínua).
Normalmente é estabilizada por meio de um ou mais agentes emulsificantes.
Emulsão aerossol
É a emulsão embalada sob pressão contendo um gás propelente e ingredientes terapeuticamente ativos
que são liberados após a ativação de um sistema apropriado de válvulas.
Emulsão gotas
Emulsão injetável
É a emulsão estéril.
É a emulsão estéril com água como a fase contínua, normalmente, isotônica com o sangue e utilizada
principalmente para administração em grande volume.
Emulsão spray
Ensaios biológicos
São procedimentos destinados a avaliar a potência de princípios ativos contidos nas matérias-primas
e preparações farmacopeicas, utilizando reagentes biológicos tais como micro-organismos, animais,
fluidos e órgãos isolados de animais.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 32
Espírito
Esterilidade
Extratos
São preparações de consistência líquida, semissólida ou sólida, obtidas a partir de drogas vegetais,
utilizando-se métodos extrativos e solventes apropriados. Um extrato é essencialmente definido pela
qualidade da droga vegetal, pelo processo de produção e suas especificações. O material utilizado na
preparação de extratos pode sofrer tratamentos preliminares, tais como, inativação de enzimas,
moagem ou desengorduramento. Após a extração, materiais indesejáveis podem ser eliminados.
Extratos padronizados
Extratos quantificados
Correspondem àqueles extratos ajustados para uma faixa de conteúdo de um ou mais marcadores
ativos. O ajuste da faixa de conteúdo é obtido pela mistura de lotes de extrato.
Outros extratos
Extrato fluido
É a preparação líquida obtida por extração com líquido apropriado em que, em geral, uma parte do
extrato, em massa ou volume corresponde a uma parte, em massa, da droga vegetal seca utilizada na
sua preparação. Podem ainda ser adicionados conservantes. Devem apresentar especificações quanto
ao teor de marcadores e resíduo seco. No caso de extratos classificados como padronizados, a
proporção entre a droga vegetal e o extrato pode ser modificada em função dos ajustes necessários
para obtenção do teor de constituintes ativos especificado.
Extrato mole
álcool etílico e água em proporção adequada. Apresentam, no mínimo, 70% (p/p) de resíduo seco. Se
necessário podem ser adicionados conservantes.
Corresponde àqueles extratos preparados sem adição de excipientes (extratos simples ou brutos).
Contudo, para os extratos moles e preparações líquidas, o extrato nativo pode apresentar quantidades
variáveis de líquido extrator.
Extrato seco
É a preparação sólida obtida por evaporação do solvente utilizado no processo de extração. Podem
ser adicionados de materiais inertes adequado e possuem especificações quanto ao teor de
marcadores. Em geral, possuem uma perda por dessecação não superior a 5% (p/p).
Fabricação
São todas as operações que se fazem necessárias para a obtenção dos produtos para a saúde.
Faixa de destilação
Faixa de destilação é o intervalo de temperatura corrigida para a pressão de 101,3 kPa (760 mm de
Hg), dentro do qual o líquido, ou fração específica do líquido, destila inteiramente.
Faixa de fusão
Faixa de fusão de uma substância é o intervalo de temperatura compreendido entre o início (no qual
a substância começa a fluidificar-se) e o término da fusão (que é evidenciado pelo desaparecimento
da fase sólida).
Fármaco
Farmacopeico
É a fração proteica do plasma que contém o Fator VII (um derivado glicoproteico de cadeia simples),
podendo igualmente conter pequenas quantidades da sua forma ativada (o derivado de duas cadeias
ou Fator VIIa).
É a fração proteica do plasma que contém uma glicoproteína chamada Fator VIII da coagulação e,
em função do método de purificação, quantidades variáveis do Fator de Von Willebrand. É preparado
a partir de uma mistura de plasma humano para fracionamento obtido de doadores sadios.
É a fração solúvel do plasma humano, obtida a partir do Plasma humano para fracionamento, que
por adição da trombina, transforma-se em fibrina. A preparação pode conter aditivos (sais, tampões
ou estabilizantes) e quando reconstituída (adição do diluente) deve conter, no mínimo, 10 g/L de
fibrinogênio.
FISPQ
Forma farmacêutica
É o estado final de apresentação dos princípios ativos farmacêuticos após uma ou mais operações
farmacêuticas executadas com a adição ou não de excipientes apropriados a fim de facilitar a sua
utilização e obter o efeito terapêutico desejado, com características apropriadas a uma determinada
via de administração.
Gás
Substância ou mistura de substâncias cuja pressão de vapor situa-se acima de 300 kPa absoluta a 50
°C ou permanece na forma gasosa a 20 °C na pressão absoluta de 101,3 kPa.
Gás comprimido
Qualquer gás ou mistura de gases que exerça no recipiente que o contém uma pressão absoluta maior
ou igual a 280 kPa a 20 °C.
Gás excipiente
Qualquer gás componente, que não seja substância ativa, adicionado intencionalmente à formulação
de uma mistura de gases.
Gás liquefeito
Gás na pressão de vapor que permanece parcialmente liquefeito em temperatura acima de - 50 °C.
Gás medicinal
Gás altamente refrigerado em equilíbrio de fase (líquido e sua pressão de vapor) e com ponto de
ebulição menor ou igual a - 150 °C na pressão absoluta de 101,3 kPa.
Gel
É a forma farmacêutica semissólida de um ou mais princípios ativos que contém um agente gelificante
para fornecer firmeza a uma solução ou dispersão coloidal (um sistema no qual partículas de dimensão
coloidal – tipicamente entre 1 nm e 1 mm – são distribuídas uniformemente através do líquido) e pode
conter partículas suspensas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 35
Gel hidrofóbico
É o gel que consiste, usualmente, de parafina líquida com polietileno ou óleos gordurosos com sílica
coloidal ou sabões de alumínio ou zinco.
Gel lipofílico
Glóbulo
É a forma farmacêutica sólida que se apresenta sob a forma de pequenas esferas constituídas de
sacarose ou de mistura de sacarose e lactose. São impregnadas pela potência desejada e com álcool
acima de 70%.
Goma de mascar
É a forma farmacêutica sólida de dose única contendo um ou mais princípios ativos, que consiste de
material plástico insolúvel, doce e saboroso. Quando mastigado, libera o princípio ativo.
Granulado
É a forma farmacêutica sólida contendo uma dose única de um ou mais princípios ativos, com ou sem
excipientes. Consiste de agregados sólidos e secos de volumes uniformes de partículas de pó
resistentes ao manuseio.
Granulado efervescente
É o granulado que em contato com um líquido, rapidamente, produz uma dispersão homogênea
(suspensão). É destinado a ser disperso antes da administração.
Granulado revestido
É o granulado que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente poliméricas,
destinadas a proteger o fármaco do ar ou umidade, para fármacos com odor e sabor desagradáveis,
para melhorar a aparência dos granulados ou para alguma outra propriedade que não seja a de alterar
a velocidade ou extensão da liberação do princípio ativo.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 36
É o granulado que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente poliméricas,
destinadas a modificar a velocidade ou extensão da liberação dos princípios ativos. Vide definição de
liberação prolongada.
É o granulado que possui uma ou mais camadas finas de revestimento, normalmente poliméricas,
destinadas a modificar a velocidade ou extensão da liberação dos princípios ativos, apresentando uma
liberação retardada do princípio ativo. Vide definição geral de liberação retardada.
É uma preparação estéril; líquida ou liofilizada contendo principalmente IgG. Outras proteínas
também podem estar presentes.
Indicador biológico
Índice de refração
O índice de refração (n) de uma substância é a relação entre a velocidade da luz no vácuo e sua
velocidade no interior da substância. Para fins práticos mede-se a refração com referência ao ar e à
substância e não com referência ao vácuo e à substância. Pode-se definir o índice de refração como a
relação entre o seno do ângulo de incidência e o seno do ângulo de refração, isto é, n = sen i / sen r.
Injetável
Inseticidas
São produtos para usos externos, destinados à prevenção e ao controle dos insetos, em habitações,
recintos e lugares de uso público e suas cercanias.
Insulina
Insulina é uma proteína que afeta o metabolismo da glicose. Ela é obtida do pâncreas de bovinos e
suínos saudáveis, ou ambos, utilizados como alimento pelos humanos.
Insulina humana
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 38
Insulina humana é uma proteína correspondente a um princípio ativo elaborado no pâncreas humano
que afeta o metabolismo dos carboidratos (particularmente glicose), lípides e proteínas.
Insulina humana isofana suspensão é uma suspensão estéril de cristais de insulina humana zinco e
sulfato protamina na água tamponada para a injeção, combinados de uma maneira tal que a fase sólida
da suspensão é composta por cristais de insulina humana, protamina e zinco.
Insulina humana isofana suspensão e insulina humana injeção é uma suspensão estéril tamponada de
insulina humana, complexada com sulfato de protamina, em uma solução de insulina humana.
É uma suspensão estéril de insulina humana em água tamponada para a injeção, modificada pela
adição de um sal de zinco adequado de modo que a fase sólida da suspensão é constituída por uma
mistura de insulina cristalina e amorfa em uma razão de cerca de sete partes de cristais e de três partes
de material amorfo.
É uma suspensão estéril de insulina humana em água tamponada para a injeção, modificada pela
adição de um sal de zinco adequado de modo a que a fase sólida da suspensão é predominantemente
cristalina.
Insulina injetável
Insulina lispro
É idêntica em estrutura à insulina humana, exceto pela presença de lisina e prolina nas posições 28 e
29, respectivamente, da cadeia B, enquanto esta sequência é invertida em insulina humana. Insulina
lispro é produzida por síntese microbiana por meio de um processo de DNA recombinante.
É uma substância química ativa, fármaco, droga ou matéria-prima que tenha propriedades
farmacológicas com finalidade medicamentosa utilizada para diagnóstico, alívio ou tratamento,
empregada para modificar ou explorar sistemas fisiológicos ou estados patológicos em benefício da
pessoa na qual se administra.
Quando destinada a emprego em medicamentos, deve atender às exigências previstas nas monografias
individuais.
Isoladores
São equipamentos que empregam tecnologia usada para dupla proposta, de proteger o produto da
contaminação do ambiente e pessoas durante envase e fechamento e de proteger pessoas de produtos
tóxicos ou deletérios que são produzidos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 39
Liberação convencional
É o tipo de liberação de formas farmacêuticas que não são modificadas intencionalmente por um
desenho de formulação especial e/ou método de fabricação.
Liberação paramétrica
É definida como a liberação de carga ou lotes de produtos submetidos à esterilização terminal, por
meio do cumprimento de parâmetros críticos do processo de esterilização, sem a necessidade de
realização do teste de esterilidade.
Liberação prolongada
É o tipo de liberação modificada de formas farmacêuticas que possibilita pelo menos uma redução na
frequência de dose quando comparada com o medicamento apresentado na forma de liberação
convencional. É obtida por meio de um desenho de formulação especial e/ou método de fabricação.
Liberação retardada
É o tipo de liberação modificada de formas farmacêuticas que apresenta uma liberação retardada do
princípio ativo. A liberação retardada é obtida por meio de um desenho de formulação especial e/ou
método de fabricação. As preparações gastrorresistentes são consideradas formas de liberação
retardada, pois são destinadas a resistir ao fluido gástrico e liberar o princípio ativo no fluido
intestinal.
Líquido extrator
Loção
É a preparação líquida aquosa ou hidroalcoólica, com viscosidade variável, para aplicação na pele,
incluindo o couro cabeludo. Pode ser solução, emulsão ou suspensão contendo um ou mais princípios
ativos ou adjuvantes.
Lote ou partida
Marcadores
Material de embalagem
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 40
Matérias-primas
Media fill
É um teste para simulação das operações assépticas em que o produto é substituído por um meio de
cultura e serve para assegurar que os processos utilizados são capazes de produzir produtos estéreis.
Medicamento
Medicamento de referência
É o produto inovador registrado no órgão federal Brasileiro, responsável pela vigilância sanitária e
comercializado no país, cuja eficácia, segurança e qualidade foram comprovados, cientificamente, no
órgão federal competente, por ocasião do registro.
Medicamento genérico
É o medicamento similar a um produto de referência ou inovador, que pretende ser com esse
intercambiável, geralmente produzido após a expiração ou renúncia da proteção patentária ou de
outros direitos de exclusividade, comprovada a sua eficácia, segurança e qualidade, e designado pela
DCB ou, na sua ausência, pela DCI.
Medicamento intercambiável
Medicamento magistral
Medicamento pressurizado
Medicamento similar
É aquele que contém o mesmo ou os mesmos princípios ativos, apresenta a mesma concentração,
forma farmacêutica, via de administração, posologia e indicação terapêutica, e que é equivalente ao
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 41
medicamento registrado no órgão federal, responsável pela vigilância sanitária, podendo diferir
somente em características relativas ao tamanho e forma do produto, prazo de validade, embalagem,
rotulagem, excipientes e veículo, devendo sempre ser identificado por nome comercial ou marca.
Meia-vida biológica
É o tempo necessário para um organismo remover, por eliminação biológica, metade da quantidade
de uma substância administrada.
Meia-vida efetiva
É o tempo necessário para um radionuclídeo em um organismo diminuir sua atividade pela metade
como um resultado combinado da eliminação biológica e do decaimento radioativo. A meia-vida
efetiva é importante para o cálculo da dose ótima do radiofármaco a ser administrada e no
monitoramento da quantidade de exposição à radiação.
Métodos imunoquímicos
São métodos que se baseiam numa ligação seletiva, reversível e não covalente entre antígenos e
anticorpos.
Miscibilidade
O termo miscível é empregado para descrever um líquido ou gás que produza uma mistura homogênea
ao ser misturado em qualquer proporção com o solvente indicado no mesmo estado físico.
Preparação congelada ou liofilizada, estéril, apirogênica, obtida a partir de plasma humano excedente
proveniente de doadores do mesmo grupo sanguíneo ABO e Rh(Du). A preparação é descongelada
ou reconstituída antes de seu uso de modo a obter uma solução injetável. O plasma humano utilizado
deve satisfazer às exigências da monografia Plasma humano para fracionamento.
É o grau de garantia que o processo em questão esteriliza um grupo de itens, sendo expresso como a
probabilidade de um item não estéril naquela população.
Nome químico
Número do lote
Nutrimentos
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 42
São substâncias constituintes dos alimentos de valor nutricional, incluindo proteínas, gorduras,
hidratos de carbono, água, elementos minerais e vitaminas.
Óleo fixo
São óleos não voláteis, líquidos à temperatura ambiente. São predominantemente constituídos por
triacilgliceróis, esterificados com ácidos graxos diferentes ou idênticos.
Óleo volátil
Óleos obtidos de plantas, por processos físicos, que evaporam à temperatura ambiente sem deixar
resíduo. São constituídos por misturas complexas de substâncias de baixa massa molecular, que
determinam seu odor e sabor. Podem se apresentar isoladamente ou misturados entre si, retificados,
desterpenados ou concentrados. Podem também ser denominados óleos essenciais.
Oleorresina
São extratos semissólidos constituídos por uma resina em solução em um óleo volátil e/ou óleo fixo
e são obtidas por evaporação do(s) solvente(s) utilizado(s) para a sua produção. Esta definição é
aplicada somente as oleorresinas produzidas por extração.
Osmolalidade
É uma forma prática que dá uma medida total da contribuição de vários solutos numa solução pela
pressão osmótica da solução. A unidade de osmolalidade é osmol por quilograma (osmol/kg), mas o
submúltiplo miliosmol por quilograma (mosmol/kg) é normalmente usado.
Óvulo
É a forma farmacêutica sólida, de dose única, contendo um ou mais princípios ativos dispersos ou
dissolvidos em uma base adequada que tem vários formatos, usualmente, ovoide. Fundem na
temperatura do corpo.
De acordo com definição da OMS, padrões de referência farmacopeicos (PRef) são produtos de
uniformidade reconhecida, destinados ao uso em ensaios onde uma ou mais de suas propriedades
será(ão) comparada(s) com a(s) da substância em exame. Possuem um grau de pureza adequado ao
uso ao qual se destinam.
O PRef é estabelecido e distribuído por autoridades farmacopeicas, cujo valor atribuído a uma ou
mais de suas propriedades é aceito sem necessitar comparação com outro padrão, destinado ao uso
em ensaios específicos descritos nas monografias farmacopeicas. Incluem substâncias químicas de
referência, produtos biológicos, extratos e pós vegetais, radiofármacos, entre outros. A expressão
relacionada mais usada é: Substância Química de Referência Farmacopeica.
Pasta
É a pomada contendo grande quantidade de sólidos em dispersão (pelo menos 25%). Deve atender as
especificações estabelecidas para pomadas.
Pastilha
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 43
É a forma farmacêutica sólida que contém um ou mais princípios ativos, usualmente, em uma base
adocicada e com sabor. É utilizada para dissolução ou desintegração lenta na boca. Pode ser preparada
por modelagem ou por compressão.
Pastilha dura
Pastilha gomosa
Perfume
Instalação industrial onde se capta o ar atmosférico e, por meio de processos de purificação, limpeza,
compressão, resfriamento, liquefação e destilação, realiza seu fracionamento, de modo a obter e isolar
os gases oxigênio, nitrogênio e argônio.
É a parte líquida remanescente de uma unidade de sangue total obtida após centrifugação e separação
de suas frações celulares que deverá ser totalmente congelada até quatro horas após coleta do sangue
total que lhe deu origem, assegurando a manutenção da integridade e concentrações dos fatores lábeis
da coagulação.
É a parte líquida remanescente do sangue total após separação das frações celulares sanguíneas
mediante o uso de sistemas fechados apropriados de coleta ou centrifugação, que contém os fatores
lábeis da coagulação. Contém solução anticoagulante, conservadora e preservadora, sendo
armazenado a uma temperatura de -30 ºC ou inferior. Destina-se à preparação de hemoderivados de
acordo com as Boas Práticas de Fabricação de Medicamentos.
Pó
É a forma farmacêutica sólida contendo um ou mais princípios ativos secos e com tamanho de
partícula reduzido, com ou sem excipientes.
Pó aerossol
É o pó embalado sob pressão contendo um gás propelente e ingredientes terapeuticamente ativos que
são liberados após a ativação de um sistema apropriado de válvulas.
Pó efervescente
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 44
É o pó estéril destinado à adição subsequente de líquido para formar uma solução. Preparado por
liofilização, um processo que envolve a remoção de água dos produtos pelo congelamento a pressões
extremamente baixas.
É o pó estéril destinado à adição subsequente de líquido para formar uma suspensão. Preparado por
liofilização, um processo que envolve a remoção de água dos produtos pelo congelamento a pressões
extremamente baixas.
É o pó estéril destinado à adição subsequente de líquido para formar uma suspensão. Preparado por
liofilização, um processo que envolve a remoção de água dos produtos pelo congelamento a pressões
extremamente baixas. Veja definição geral de liberação prolongada.
Pó para colutório
É o pó que deve ser dissolvido em água antes do uso para o preparo do colutório, que é um líquido
destinado ao enxágue bucal para agir sobre as gengivas e as mucosas da boca e da garganta. Não deve
ser deglutido.
Pó para solução
É o pó estéril destinado à reconstituição para formar uma solução para uso por infusão. Essa solução
é, normalmente, isotônica com o sangue e utilizada principalmente para administração em grande
volume.
Pó para suspensão
É o pó estéril destinado à adição subsequente de líquido para formar uma suspensão. Veja definição
de liberação prolongada.
Pomada
É a forma farmacêutica semissólida, para aplicação na pele ou em membranas mucosas, que consiste
da solução ou dispersão de um ou mais princípios ativos em baixas proporções em uma base adequada
usualmente não aquosa.
Prazo de validade
É o tempo durante o qual o produto poderá ser usado, caracterizado como período de vida útil e
fundamentado nos estudos de estabilidade específicos. O prazo de validade deverá ser indicado nas
embalagens primárias e secundárias. Quando indicar mês e ano, entende-se como vencimento do
prazo o último dia desse mês. As condições especificadas, pelo fabricante, de armazenamento e
transporte devem ser mantidas.
É a preparação prevista para aplicação na pele ou em certas mucosas para ação local ou penetração
percutânea de medicamentos, ou ainda por sua ação emoliente ou protetora.
Preparações vegetais
Processo asséptico
É aquele projetado de forma a prevenir a contaminação dos componentes estéreis por micro-
organismos viáveis ou ainda na fase intermediária da produção.
Produto de higiene
É o produto para uso externo; antisséptico ou não; destinado ao asseio ou à desinfecção corporal,
compreendendo o sabonete, xampu, dentifrício, enxaguatório bucal, antiperspirante, desodorante,
produto para barbear e após o barbear, estíptico e outros.
Produto dietético
Produto semielaborado
Pureza
Quase branco
O termo “quase branco” é entendido como levemente acinzentado ou amarelado, com tendência ao
branco. É a tradução do termo, em inglês, “off white”.
Raticida
São reações usadas no auxílio da caracterização de uma substância. Embora específicas, só serão
suficientes para estabelecer ou confirmar a identidade da substância quando consideradas em
conjunto com outros testes e especificações constantes na monografia. Se a monografia não
especificar diferentemente, as reações químicas são feitas em tubos de ensaio de aproximadamente
15 mm de diâmetro interno. Utilizam-se 5 mL do líquido ou solução a examinar, adicionando-se três
gotas de reagente ou de cada reagente. O exame do conteúdo do tubo de ensaio deve ser feito sobre
toda a camada líquida, observando de cima para baixo, no sentido do eixo longitudinal dos tubos,
após cinco minutos de repouso. Usualmente, é apresentada na monografia a ordem de preferência dos
testes de identificação. Quando não constar a ordem, todos os testes de identificação devem ser
realizados.
Corresponde à relação entre a quantidade de droga vegetal, expressa em massa, usada no preparo de
um extrato, e a quantidade do primeiro solvente de extração, expresso em massa (p/p) ou volume
(p/v).
Reagentes
São substâncias utilizadas em testes, reações, ensaios e doseamentos farmacopeicos, quer como tais
ou em soluções.
É aquele que protege seu conteúdo de perdas e contaminação por sólidos estranhos, nas condições
usuais de manipulação, armazenagem, distribuição e transporte.
Recipiente hermético
É aquele impermeável ao ar, ou qualquer outro gás, nas condições usuais de manipulação,
armazenagem, distribuição e transporte.
Recipiente opaco
É aquele que impede a visualização do conteúdo, abrangendo todas as cores. Constitui barreira de
proteção à luminosidade.
É o recipiente hermético que possibilita a retirada de porções sucessivas de seu conteúdo, sem
modificar a concentração, a pureza e a esterilidade da porção remanescente.
É aquele que protege seu conteúdo de perdas e de contaminação por sólidos, líquidos e vapores
estranhos, eflorescência, deliquescência ou evaporação nas condições usuais de manipulação,
armazenagem, distribuição e transporte.
Recipiente translúcido
É aquele que possibilita a visualização parcial do conteúdo, abrangendo todas as cores exceto o
âmbar.
Recipiente transparente
É aquele que possibilita a visualização total do conteúdo, abrangendo todas as cores exceto o âmbar.
Registro
É o ato legal que reconhece a adequação de um produto à legislação sanitária, e sua concessão é dada
pela Anvisa. É um controle feito antes da comercialização, sendo utilizado no caso de produtos que
possam apresentar eventuais riscos à saúde. Os produtos sujeitos à vigilância sanitária que são
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 48
registrados devem atender aos critérios estabelecidos em leis e à regulamentação específica com o
objetivo de minimizar eventuais riscos que possam estar relacionados ao produto.
É o ensaio que quantifica a intensidade da reação química entre a água e os elementos alcalinos
existentes no vidro, especialmente sódio e potássio. Essa resistência determina a classificação do tipo
de vidro.
Rótulo
É a identificação impressa ou litografada, bem como os dizeres pintados ou gravados a fogo, a pressão
ou autoadesiva, aplicados diretamente sobre recipientes; invólucros; envoltórios; cartuchos; ou
qualquer outro protetor de embalagem, externo ou interno, não podendo ser removido ou alterado
durante o uso do produto e durante seu transporte, ou seu armazenamento. A confecção dos rótulos
deverá obedecer às normas vigentes do órgão federal de Vigilância Sanitária.
Sala limpa
Saneante domissanitário
Sangue humano
É um tecido vivo, circulante, conjuntivo, de natureza celular, plasmática e ou proteica, que se encontra
contido dentro do aparelho cardiovascular, desempenhando múltiplas e complexas funções que
assegurem ao organismo humano a manutenção da vida.
É o sangue total humano in vitro proveniente de doadores saudáveis colhido em sistemas de envase
para coleta, armazenamento e processamento do sangue humano contendo solução anticoagulante
conservadora e preservadora.
Sistema composto de equipamentos e acessórios que filtra, retém umidade e concentra o oxigênio do
ar atmosférico por meio do processo de adsorção molecular. Esse sistema é conhecido também como
usina concentradora de oxigênio, Pressure Swing Adsorption (PSA).
Sistema fechado
Sistema de administração de soluções parenterais que, durante todo o preparo e administração, não
permite o contato da solução com o meio ambiente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 49
São recipientes conhecidos ou denominados por bolsas plásticas contendo ou não uma solução
anticoagulante, conservadora e preservadora, destinados a coleta, armazenamento, fracionamento e
administração do sangue humano ou de seus derivados. São atóxicos, estéreis, apirogênicos e
descartáveis, podendo ser fabricados a partir de um ou vários polímeros, e conforme os casos, de
certos aditivos e são validados pelos seus respectivos métodos analíticos.
É a forma farmacêutica líquida; límpida e homogênea, que contém um ou mais princípios ativos
dissolvidos em um solvente adequado ou numa mistura de solventes miscíveis.
Solução colorimétrica
É a solução utilizada como padrão colorimétrico para fins de comparação. É designada por “SC”.
Solução de albumina humana é uma solução proteica, estéril e apirogênica obtida do plasma humano
que está de acordo com as exigências da monografia Plasma humano para fracionamento.
Solução molal
Solução molar
Solução volumétrica
São soluções destinadas à coleta do sangue humano objetivando não só torná-lo incoagulável, mas
também assegurar a manutenção e a integridade morfofuncionais e proteicas de seus constituintes
celulares e plasmáticos.
Soluções indicadoras
São soluções de indicadores em solventes específicos e concentrações definidas. São designadas por
“SI”.
Soluções reagentes
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 50
São soluções de reagentes em solventes específicos e concentrações definidas. São designadas por
“SR”.
Os soros hiperimunes são preparações contendo imunoglobulinas purificadas, de origem animal, que
neutralizam especificamente toxinas bacterianas, bactérias, vírus ou componentes tóxicos do veneno
de uma ou mais espécies de animais peçonhentos.
Substância adjuvante
É a substância com finalidade específica adicionada às preparações injetáveis. Essa substância deve
ser selecionada tendo em vista o aumento da estabilidade do produto; não interferência na eficácia
terapêutica nem no doseamento do princípio ativo; tampouco causar toxicidade na quantidade
administrada ao paciente. A substância adjuvante pode ser solubilizante; antioxidante; agente
quelante; tampão; agente antibacteriano; agente antifúngico; agente antiespumante e outros, quando
especificado na monografia individual. A presença de substância adjuvante deve ser, claramente,
indicada nos rótulos das embalagens primárias e secundárias, em que o produto é entregue para o
consumo. Se não houver contraindicação expressa, o ar dos recipientes pode ser substituído por
dióxido de carbono ou nitrogênio. Não é permitida a adição de substância corante.
Estão relacionados a seguir os limites máximos para alguns adjuvantes, se na monografia não
especificar de outra forma:
a) para agentes contendo mercúrio ou compostos tensoativos catiônicos — 0,01%;
b) para agentes do tipo clorobutanol, cresol e fenol — 0,5%;
c) para dióxido de enxofre, ou quantidade equivalente de sulfito, bissulfito ou metabissulfito de
potássio ou sódio — 0,2%.
SQR utilizada na inexistência de uma SQR Farmacopeica. Essa SQR deve ser caracterizada por meio
de ensaios adequados e os valores obtidos devem ser devidamente documentados.
É estabelecida por comparação com uma SQR Farmacopeica, por meio de ensaios farmacopeicos, ou
devidamente validados, e registrados pelo próprio laboratório que irá utilizá-la. Nessa situação,
deverão ser mantidos os registros analíticos e realizados controles periódicos, empregando-se uma
SQR Farmacopeica.
Substâncias insaponificáveis
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 51
Substâncias insaponificáveis são aquelas remanescentes à reação de saponificação, não voláteis a 100
- 105 °C e que foram carreadas no processo de extração da substância a ensaiar.
Supositório
É a forma farmacêutica sólida de vários tamanhos e formatos adaptados para introdução no orifício
retal, vaginal ou uretral do corpo humano, contendo um ou mais princípios ativos dissolvidos numa
base adequada. Eles, usualmente, se fundem, derretem ou dissolvem na temperatura do corpo.
Suspensão
É a forma farmacêutica líquida que contém partículas sólidas dispersas em um veículo líquido, no
qual as partículas não são solúveis.
Suspensão aerossol
É a forma farmacêutica líquida que contém partículas sólidas dispersas em um veículo líquido, no
qual as partículas não são solúveis. Veja definição de liberação prolongada.
É a forma farmacêutica líquida que contém partículas sólidas dispersas em um veículo líquido, no
qual as partículas não são solúveis. Veja definição de liberação retardada.
Suspensão gotas
Suspensão injetável
É a suspensão estéril.
Suspensão spray
Tablete
É a forma farmacêutica sólida preparada a partir de uma massa feita com solução hidroalcoólica, o
princípio ativo e lactose, ou da própria trituração umedecida em solução hidroalcoólica. É moldada
em tableteiros e é frágil e quebradiça.
Tampão
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 52
É a preparação à base de sais que são capazes de suportar variações na atividade de íons hidrogênio.
Recipiente, isolado termicamente, apropriado para armazenar gases medicinais na forma de líquido
criogênico.
Teste realizado por razões de segurança, a fim de garantir que cilindros e tanques suportem as
pressões para os quais foram projetados.
Tintura
Vacinas
Produtos biológicos que contêm uma ou mais substâncias antigênicas que, quando inoculadas, são
capazes de induzir imunidade específica ativa e proteger contra doença causada pelo agente
infeccioso que originou o antígeno.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 53
Valor Fo
É uma medida da eficácia esterilizante, isto é, é o número de minutos de esterilização térmica por
vapor à determinada temperatura fornecida a um recipiente ou unidade de produto, num dado valor
Z.
Valor Z
Válvula
Dispositivo capaz de modificar a pressão ou vazão (fluxo) de gases, ou de vácuo, seja no cilindro ou
no sistema centralizado de gases.
Vias de administração
Viscosidade
Xarope
É uma solução oral caracterizada pela alta viscosidade, conferida pela presença de sacarose ou outros
açúcares ou outros agentes espessantes e edulcorantes na sua composição. Os xaropes geralmente
contêm agentes flavorizantes e/ou corantes autorizados. Quando não se destinam ao consumo
imediato, devem ser adicionados de conservantes antimicrobianos autorizados.
INFORMAÇÕES GERAIS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 54
Água
A água mencionada nos testes, reações e ensaios é água purificada. Para preparações injetáveis, deve-
se utilizar água para injetáveis, descrita em monografia individual. Quando for prescrito o uso de
água isenta de dióxido de carbono, utilizar água purificada fervida durante, no mínimo, cinco minutos
e protegida do ar atmosférico durante o resfriamento e armazenagem.
Aparelhos volumétricos
Os aparelhos volumétricos são empregados nas medidas de volume nos testes, nos ensaios e nos
doseamentos farmacopeicos, e devem estar aferidos à temperatura de 25 ºC. Caso o aparelho
volumétrico não tenha sido aferido a 25 ºC, as medidas de volume devem ser realizadas na
temperatura nele indicada. Nas medições de volume, o nível inferior do menisco do líquido contido
nos aparelhos volumétricos deve tangenciar a parte superior da linha de referência, com a linha de
visão no mesmo plano. Nos casos de líquidos fortemente corados ou opacos, utiliza-se como
referência a borda superior do menisco, no plano horizontal de visão. Os aparelhos volumétricos para
transferência de líquidos (pipetas ou buretas), em virtude de terem sido aferidos com água, só poderão
fornecer exatamente o volume indicado quando os líquidos a medir tiverem, aproximadamente, a
viscosidade, a tensão superficial e a densidade da água.
Conservação
As substâncias farmacopeicas devem ser conservadas sob condições tais que evitem sua
contaminação ou deterioração. As condições de conservação de substâncias farmacopeicas figuram
nas respectivas monografias.
Proteger da luz significa que a substância deve ser conservada em recipiente opaco ou capaz de
impedir a ação da luz.
Proteger da poeira significa que a substância deve ser mantida em frasco arrolhado e usar capuz
protetor.
Na monografia podem estar definidas as condições de temperatura em que a substância deve ser
conservada, utilizando-se termos descritos a seguir.
Quando for necessário conservar um fármaco em local fresco, pode-se conservá-lo em refrigerador,
se não for indicado de maneira diferente na monografia individual.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 55
Quando na monografia não forem especificadas condições de conservação, elas incluem proteção
contra a umidade, congelamento e calor excessivo.
Descrição de substância
Essa expressão significa que a secagem deve prosseguir até que duas pesagens consecutivas não
difiram em mais de 0,50 mg por grama da substância em exame, sendo que a segunda pesagem deve
ser efetuada após uma hora de secagem adicional nas condições especificadas.
Dessecador
Compreende-se por dessecador um recipiente que possa ser perfeitamente fechado, de formato e
dimensões adequadas que possibilitem manter atmosfera de baixo teor de umidade por meio de
agentes dessecantes nele introduzidos, tais como: sílica-gel, cloreto de cálcio, pentóxido de fósforo,
ácido sulfúrico, dentre outros.
Dessecador à pressão reduzida é o que possibilita manter atmosfera de baixa umidade à pressão
reduzida de, no máximo, 6,7 kPa (aproximadamente 50 mm de mercúrio), ou à pressão indicada na
monografia.
Ensaios de identificação
Os ensaios de identificação possibilitam verificar, com um nível de certeza aceitável, que a identidade
do material sob exame está de acordo com o rótulo de sua embalagem. Embora específicos, eles não
são, necessariamente, suficientes para estabelecer prova absoluta de identidade. Entretanto, o não
cumprimento dos requerimentos de um ensaio de identificação pode significar erro de rotulagem do
material. Outros testes e especificações na monografia contribuem para a confirmação da identidade
do artigo sob exame.
• sempre que possível, a denominação em latim proposta pelo INN – International Nonproprietary
Names – nomes genéricos internacionais da Organização Mundial da Saúde;
• a fórmula estrutural da substância;
• fórmula molecular seguida da massa molar;
• Denominação Comum Brasileira e seu respectivo número;
• nome químico, segundo a ACS – American Chemical Society;
• registro CAS – Chemical Abstracts Service;
• texto da monografia.
Expressão de concentrações
Impurezas
Os testes descritos nas monografias limitam as impurezas a quantidades que assegurem qualidade ao
fármaco. O fato dos ensaios não incluírem uma impureza pouco frequente não significa que ela possa
ser tolerada.
Essa expressão significa que a incineração deve prosseguir a 800 ± 25 ºC, ou em outra temperatura
indicada na monografia, até que duas pesagens consecutivas não difiram em mais de 0,5 mg por
grama da substância em exame, sendo que a segunda pesagem deve ser efetuada depois de quinze
minutos de incineração adicional.
A precisão desejada nos testes, reações e ensaios farmacopeicos é indicada pelo número de decimais
que se apresenta no texto. Por exemplo, o valor numérico 20 indica valores não menores que 19,5 e
não maiores que 20,5; o valor numérico 2,0 indica valores não menores que 1,95 e não maiores que
2,05; o valor numérico 0,20 indica valores não menores que 0,195 e não maior que 0,205.
A faixa da variação deve ser estritamente observada, não sendo tolerados valores fora dos limites
máximo e mínimo.
Medidas de pressão
A expressão pascal (Pa), usada para medidas de pressão como a arterial, atmosférica ou interna de
um aparelho, refere-se ao uso de manômetros ou barômetros calibrados em relação à pressão exercida
pela força de um Newton uniformemente distribuída sobre uma superfície plana de 1 m2 de área
perpendicular à direção da força; um pascal equivale a 7,5 × 10-3 mm de mercúrio.
Quando não for citado o grau de hidratação dos insumos farmacêuticos na nomenclatura, trata-se da
substância anidra.
Odor
As expressões: inodora; praticamente inodora; leve odor característico; ou suas variações, são
usadas examinando-se a amostra depois de exposta ao ar por quinze minutos, quando se tratarem de
embalagens de até 25 g abertas recentemente. No caso de embalagens maiores, transferir amostras de
aproximadamente 25 g para cápsula de 100 mL de capacidade.
A caracterização do odor é apenas descritiva e não pode ser considerada como padrão de pureza,
exceto nos casos em que um odor particular, não permitido, seja indicado na monografia individual.
Preparação de soluções
Todas as soluções utilizadas em testes, ensaios e reações são preparadas com água purificada, a menos
que seja indicado de maneira diferente na monografia individual.
Pressão reduzida
A expressão pressão reduzida significa pressão menor ou igual a 6,7 kPa (aproximadamente 50 mm
de mercúrio), se não for indicado de maneira diferente na monografia. Quando na monografia for
indicada dessecação sob pressão reduzida sobre agente dessecante, a operação deve ser feita sob
pressão reduzida em dessecador ou outro aparelho adequado.
Processos de fabricação
Prova em branco
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 58
As expressões: executar branco paralelo; fazer prova em branco; ou efetuar ensaio em branco,
significa repetir a determinação em condições idênticas e com quantidades idênticas de reagentes,
omitindo-se, apenas, a substância em exame.
Os recipientes para preparações injetáveis devem ser fabricados com materiais que não provoquem
interação com o conteúdo e possuam transparência suficiente para permitir inspeção visual. As
tampas, quando usadas, tampouco podem influir na composição ou na conservação do medicamento,
oferecendo perfeita vedação, mesmo depois de perfuradas várias vezes. Os recipientes para
preparações injetáveis são classificados em:
• recipientes para dose única;
• recipientes para dose múltipla;
• recipientes para perfusão.
Os recipientes para dose única, ampolas e cartuchos de uso odontológico, são frascos de vidro ou de
material plástico adequado; fechados pela fusão do vidro ou com a utilização de opérculos fixos ou
móveis. O conteúdo só deve ser utilizado em uma única dose, não podendo ser reaproveitado.
Os recipientes para dose múltipla são frascos de vidro de paredes resistentes que, depois de cheios
com preparações líquidas ou com sólidos para serem dissolvidos ou suspensos, são selados com tampa
de outro material. O conteúdo desses frascos pode ser removido para administração em uma única ou
em várias doses.
Os recipientes para perfusão são frascos com mais de 50 mL de capacidade, podendo atingir 1000
mL, selados com tampa de outro material ou não, fabricados de vidro ou de plástico. Os
medicamentos envasados nesses tipos de recipientes devem ser administrados em uma única vez, com
a utilização de equipos estéreis, e não podem conter agentes bactericidas ou antifúngicos. O uso de
outros tipos de adjuvantes deve ser considerado cuidadosamente.
Solubilidade
A solubilidade indicada não deve ser considerada estritamente como constante física, mas como
complemento dos demais ensaios, podendo ter um valor definitivo no caso em que a substância não
apresenta a solubilidade mínima exigida, principalmente quando o solvente é a água.
As indicações sobre a solubilidade a qual se faz referência são realizadas à temperatura de 25 ± 5 ºC.
A expressão partes se refere ao número de mililitros de solvente por grama de sólido a ser dissolvido.
As solubilidades aproximadas estabelecidas nas monografias são designadas em termos descritivos,
cujos significados estão relacionados na Tabela 1:
Temperatura
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 59
Todas as temperaturas constantes na FB 6 são expressas na escala Celsius, e as medidas são feitas a
25 ºC, exceto para medida de densidade e se não for indicado de maneira diferente na monografia
individual.
Unidades de medida
São adotadas nessa Farmacopeia as unidades constantes do Sistema Internacional de Unidades (SI),
conforme relacionado no Anexo B.
Veículos aquosos
Usa-se, geralmente, água para injetáveis como veículo para injetáveis aquosos. Soluções de cloreto
de sódio ou solução de Ringer ou outras soluções adequadas, preparadas com água para injetáveis,
podem ser usadas em parte ou totalmente ao invés de somente água para injetáveis, se monografia
não especificar de outra forma.
Veículos não aquosos utilizados parcial ou totalmente na obtenção de preparações injetáveis podem
ser miscíveis ou imiscíveis com a água. Entre os veículos miscíveis com a água, os mais usados são
os poliálcoois e os polímeros do óxido de etileno. Entre os imiscíveis com a água, os mais usados são
os óleos fixos de origem vegetal e os mono e diglicerídeos de ácidos graxos.
Os óleos fixos são inodoros ou quase inodoros e seu odor e sabor não devem lembrar os de ranço.
Devem satisfazer às exigências especificadas nas monografias e apresentar as características descritas
a seguir.
a) teste de resfriamento — transferir quantidade de óleo fixo, previamente dessecado a 105 ºC por
duas horas e resfriado à temperatura ambiente em dessecador contendo sílica-gel, para recipiente de
vidro incolor cilíndrico, com diâmetro interno de aproximadamente 25 mm. Fechar o recipiente e
mergulhar durante quatro horas em água mantida a 10 ºC. O líquido deve permanecer suficientemente
límpido, para que possa facilmente ser vista uma linha negra de 0,5 mm de espessura, quando mantida
verticalmente atrás do cilindro e contra fundo branco;
b) índice de saponificação — entre 185 e 200 (5.5.29.8);
c) índice de iodo — entre 79 e 128 (5.5.29.10);
d) substâncias insaponificáveis — refluxar em banho-maria 10 mL do óleo com 15 mL de hidróxido
de sódio (1:16) e 30 mL de álcool etílico, agitando ocasionalmente até que a mistura se torne clara.
Transferir a mistura para cápsula de porcelana, evaporar o álcool etílico em banho-maria e misturar
o resíduo com 100 mL de água. Deve resultar solução;
e) ácidos graxos livres — os ácidos graxos livres em 10 g do óleo devem consumir, no máximo, 2
mL de hidróxido de sódio 0,02 M.
Os veículos não aquosos devem ser selecionados com especial cuidado, pois não podem ser irritantes,
tóxicos ou sensibilizantes e não devem interferir na eficácia terapêutica da preparação.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 60
5 MÉTODOS GERAIS
5.1 MÉTODOS APLICADOS ÀS FORMAS FARMACÊUTICAS
Para produtos em dose unitária, o teste possibilita verificar se as unidades de um mesmo lote
apresentam uniformidade de peso. Para realizar o teste, é necessário determinar, previamente, o peso
médio de unidades do lote.
Pesar, individualmente, 20 drágeas e determinar o peso médio. Pode-se tolerar, no máximo, cinco
unidades fora dos limites especificados na Tabela 1, em relação ao peso médio, porém, nenhuma
poderá estar acima ou abaixo do dobro das porcentagens indicadas.
Cápsulas duras
Pesar, individualmente, 20 unidades, remover o conteúdo de cada uma, limpar adequadamente e pesar
novamente. Determinar o peso do conteúdo de cada cápsula pela diferença de peso entre a cápsula
cheia e a vazia. Com os valores obtidos, determinar o peso médio do conteúdo. Pode-se tolerar, no
máximo, duas unidades fora dos limites especificados na Tabela 1, em relação ao peso médio do
conteúdo, porém, nenhuma poderá estar acima ou abaixo do dobro das porcentagens indicadas.
Cápsulas moles
Proceder como descrito para Cápsulas duras. Para determinar o peso médio do conteúdo, cortar as
cápsulas previamente pesadas e lavá-las com éter etílico ou outro solvente adequado. Deixar os
invólucros expostos ao ar, em temperatura ambiente, até completa evaporação do solvente. Pesar
novamente.
Supositórios e óvulos
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 61
Realizar o teste com 20 unidades. Remover os lacres metálicos, no caso de frascos-ampola. Retirar
rótulos que possam sofrer danos durante o teste. Secar, se necessário, a superfície externa dos
recipientes. Pesar, individualmente, as 20 unidades, com as respectivas tampas. Remover o conteúdo
e lavar os respectivos recipientes utilizando água e em seguida álcool etílico. Secar em estufa a 105
ºC, por uma hora, ou em temperaturas inferiores a essa, dependendo da natureza do material, até peso
constante. Resfriar à temperatura ambiente, recolocar a tampa e pesar novamente. A diferença entre
as duas pesagens representa o peso do conteúdo. Determinar o peso médio do conteúdo das 20
unidades. Pode-se tolerar, no máximo, duas unidades fora dos limites especificados na Tabela 1, em
relação ao peso médio do conteúdo, porém, nenhuma poderá estar acima ou abaixo do dobro das
porcentagens indicadas.
Proceder conforme descrito para Pós estéreis, pós liofilizados e pós para injetáveis. Pode-se tolerar,
no máximo, duas unidades fora dos limites especificados na Tabela 1, em relação ao peso médio do
conteúdo, porém nenhuma poderá estar acima ou abaixo do dobro das porcentagens indicadas.
Tabela 1 – Critérios de avaliação da determinação de peso para formas farmacêuticas sólidas em dose
unitária.
Limites
Formas farmacêuticas em dose unitária Peso médio de
variação
Comprimidos não-revestidos ou revestidos com 80 mg ou menos ± 10,0%
filme, comprimidos efervescentes, comprimidos mais que 80 mg e menos que 250 mg ± 7,5%
sublinguais, comprimidos vaginais e pastilhas 250 mg ou mais ± 5,0%
Pós estéreis, pós liofilizados e pós para injetáveis mais que 40 mg* ± 10,0%
Para produtos acondicionados em recipientes para doses múltiplas, o teste permite verificar a
homogeneidade no envase.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 62
Determinar o peso médio do conteúdo das 10 unidades. Os valores individuais não diferem de ±10%
em relação ao peso médio.
Determinar o peso médio do conteúdo das 10 unidades. O peso médio dos conteúdos não é inferior
ao peso declarado e o peso individual de nenhuma das unidades testadas é inferior à porcentagem
indicada na Tabela 2, em relação ao peso declarado.
Caso não seja cumprida essa exigência, determinar o peso individual do conteúdo de 20 unidades
adicionais. O peso médio do conteúdo das 30 unidades não é inferior ao peso declarado, e o peso
individual de não mais que uma unidade em 30 é inferior à porcentagem indicada na Tabela 2, em
relação ao peso declarado.
Tabela 2 – Critérios de avaliação da determinação de peso para formas farmacêuticas em doses múltiplas.
Porcentagem mínima em
Formas farmacêuticas em doses múltiplas Peso declarado
relação ao peso declarado
até 60 g 90,0%
Granulados, pós, géis, cremes e pomadas acima de 60 g e até 150 g 92,5%
acima de 150,0 g 95,0%
PROCEDIMENTO
Separar 10 unidades. Remover os lacres metálicos, quando for o caso. Retirar rótulos que possam
sofrer danos durante o teste. Pesar, individualmente, cada recipiente com as respectivas tampas.
Homogeneizar, remover e reunir os conteúdos e reservar para a determinação da densidade de massa.
Lavar os recipientes e as tampas com água e, em seguida, com álcool etílico. Secar em estufa a 105
ºC, por uma hora, ou em temperatura compatível com o material do recipiente, até peso constante.
Esfriar à temperatura ambiente, recolocar a tampa e outras partes correspondentes e pesar novamente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 63
A diferença entre as duas pesagens representa o peso do conteúdo. Determinar os volumes individuais
correspondentes (V), em mL, utilizando a expressão:
𝑚
𝑉=
ρ
em que
m = peso do conteúdo, em g;
ρ = densidade de massa do produto, em g/mL, determinada a 20 ºC, conforme descrito em
Determinação da densidade de massa e densidade relativa (5.2.5).
A partir dos valores obtidos, calcular o volume médio das unidades testadas. O volume médio não é
inferior ao volume declarado e o volume individual de nenhuma das unidades testadas é inferior a
95,0% do volume declarado.
Produtos líquidos em recipientes para doses múltiplas obtidos a partir de pós para reconstituição
(exceto injetáveis)
Separar 10 unidades. Reconstituir cada unidade conforme indicado no rótulo. Proceder conforme
descrito em Produtos líquidos em recipientes para doses múltiplas (exceto injetáveis).
A partir dos valores obtidos, calcular o volume médio das unidades testadas. O volume médio não é
inferior ao volume declarado e o volume individual de nenhuma das unidades testadas é inferior a
95,0% ou superior a 110,0% do volume declarado.
A partir dos valores obtidos, calcular o volume médio das unidades testadas. O volume médio não é
inferior ao volume declarado, e o volume individual de nenhuma das unidades testadas é inferior a
95,0% ou superior a 110,0% do volume declarado.
O teste se aplica a produtos líquidos injetáveis acondicionados em recipientes como ampolas, frascos-
ampola, bolsas plásticas, frascos plásticos, carpules ou seringas pré-carregadas. Os recipientes são
preenchidos com pequeno excesso de volume, de acordo com as características do produto, para
permitir a administração do volume declarado. Os excessos mínimos de volume recomendados na
Tabela 1 geralmente são suficientes para permitir a retirada e a administração do volume declarado.
Suspensões e emulsões devem ser agitadas antes da retirada do conteúdo e antes da determinação da
densidade. Preparações oleosas ou muito viscosas podem ser aquecidas, se necessário, segundo as
indicações do rótulo ou a, no máximo, 37 ºC, e agitadas vigorosamente antes da retirada do conteúdo.
Os conteúdos são então esfriados entre 20 ºC e 25 ºC antes da medição do volume.
Para injetáveis em recipientes para dose única, testar seis unidades se o volume declarado é igual ou
superior a 10 mL, 10 unidades se o volume declarado é superior a 3 mL e inferior a 10 mL, ou 12
unidades se o volume declarado é igual ou inferior a 3 mL. Remover o conteúdo total de cada unidade
com auxílio de seringa de capacidade que não exceda três vezes o volume a ser medido, munida de
agulha número 21 com não menos que 2,5 cm de comprimento. Eliminar bolhas eventualmente
existentes na agulha e na seringa e transferir o conteúdo da seringa, sem esvaziar a agulha, para
proveta seca, calibrada, de capacidade que não exceda 2,5 vezes o volume a ser medido.
Alternativamente, o conteúdo da seringa pode ser transferido para béquer seco tarado, sendo o volume
calculado pelo peso do líquido, em gramas, dividido pela sua densidade. Para recipientes com volume
declarado de 2 mL ou menos, os conteúdos dos recipientes podem ser reunidos para obter o volume
necessário para a medição, devendo-se utilizar seringas e agulhas secas separadas para cada
recipiente. O conteúdo de recipientes com volume declarado de 10 mL ou mais pode ser determinado
esvaziando-se o conteúdo de cada recipiente diretamente em provetas calibradas ou béqueres tarados.
O volume de cada recipiente examinado não é inferior ao volume declarado. No caso de recipientes
com volume declarado de 2 mL ou menos, o volume dos conteúdos reunidos não é inferior à soma
dos volumes declarados dos recipientes utilizados no teste.
Para injetáveis em recipientes para doses múltiplas rotulados para conter um número específico de
doses de um determinado volume, selecionar uma unidade e proceder conforme descrito para
injetáveis em recipientes para dose única, utilizando número de seringas e agulhas separadas
equivalente ao número de doses especificadas no rótulo. O volume dispensado por cada seringa não
é inferior ao volume declarado por dose.
Para injetáveis em cartuchos ou seringas pré-carregadas, testar uma unidade se o volume declarado é
igual ou superior a 10 mL, três unidades se o volume declarado é superior a 3 mL e inferior a 10 mL
ou cinco unidades se o volume declarado é igual ou inferior a 3 mL. Ajustar aos recipientes os
acessórios necessários para sua utilização (agulha, êmbolo, corpo de seringa), quando for o caso, e
transferir o conteúdo de cada recipiente, sem esvaziar a agulha, para béquer seco tarado, empurrando
o êmbolo lenta e regularmente. Calcular o volume, em mililitros, dividindo o peso do líquido, em
gramas, pela sua densidade. O volume de cada recipiente não é inferior ao volume declarado.
Para preparações injetáveis de grande volume (infusões parenterais), selecionar duas unidades e
transferir o conteúdo de cada recipiente para provetas secas calibradas de capacidade que não exceda
2,5 vezes o volume a ser medido. O volume de cada recipiente não é inferior ao volume declarado.
Os testes de resistência mecânica, tais como dureza e friabilidade, são considerados oficiais dentro
do contexto legal desta Farmacopeia, constituindo-se em elementos úteis na avaliação da qualidade
integral dos comprimidos. Estes testes visam demonstrar a resistência dos comprimidos à ruptura
provocada por quedas ou fricção.
APARELHAGEM
Podem ser utilizados diferentes tipos de aparelhos, os quais diferem basicamente quanto ao
mecanismo empregado para exercer a pressão. A força pode ser exercida manualmente ou
mecanicamente. À medida que a pressão aumenta, um êmbolo, uma placa ou um pistão aplica
determinada força sobre o comprimido, apoiado em base fixa. O aparelho é calibrado com precisão
de 1 N.
PROCEDIMENTO
O teste é realizado com 10 comprimidos, eliminando qualquer resíduo superficial antes de cada
determinação. Os comprimidos são testados, individualmente, obedecendo sempre à mesma
orientação (considerar a forma, presença de ranhura e gravação). Expressar o resultado como a média
dos valores obtidos nas determinações. O resultado do teste é informativo.
APARELHAGEM
O aparelho (Figura 1) consiste de um cilindro rotativo, com (287,0 ± 4,0) mm de diâmetro e (38,0 ±
2,0) mm de profundidade, constituído de polímero sintético transparente com faces internas polidas,
de baixa atividade estática, o qual gira em torno de seu eixo a uma velocidade de (25 ± 1) rotações
por minuto. Uma das faces do cilindro é removível. Os comprimidos são recolhidos a cada volta do
cilindro por uma projeção curva com raio interno de (80,5 ± 5,0) mm que se estende do centro à
parede externa do cilindro, e levados a uma altura de (156,0 ± 2,0) mm, de onde caem repetidamente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 66
Para comprimidos com peso médio igual ou inferior a 0,65 g, utilizar 20 comprimidos. Para
comprimidos com peso médio superior a 0,65 g, utilizar 10 comprimidos. Pesar, com exatidão, os
comprimidos e introduzi-los no aparelho. Ajustar a velocidade para 25 rotações por minuto e o tempo
de teste para quatro minutos. Decorrido o prazo, remover qualquer resíduo de pó da superfície dos
comprimidos e pesar novamente. Nenhum comprimido pode apresentar-se, ao final do teste,
quebrado, lascado, rachado ou partido. São considerados aceitáveis os comprimidos com perda igual
ou inferior a 1,5% do seu peso ou a porcentagem estabelecida na monografia. Se o resultado for
duvidoso ou se a perda for superior ao limite especificado, repetir o teste por mais duas vezes,
considerando-se, na avaliação, o resultado médio das três determinações.
O teste se aplica a comprimidos não revestidos, revestidos com filme ou com revestimento açucarado
(drágeas), comprimidos com revestimento entérico, comprimidos sublinguais, comprimidos solúveis,
comprimidos dispersíveis, cápsulas duras e cápsulas moles. Pode ser aplicado a comprimidos
mastigáveis; nesse caso, as condições e critérios de avaliação constarão na monografia individual. O
teste não se aplica a pastilhas e comprimidos ou cápsulas de liberação controlada (prolongada).
A desintegração é definida, para os fins desse teste, como o estado no qual nenhum resíduo das
unidades testadas (cápsulas ou comprimidos) permanece na tela metálica do aparelho de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 67
APARELHAGEM
Consiste de sistema de cestas e tubos (Figura 1), de recipiente apropriado para o líquido de imersão
(um béquer com capacidade de 1 litro), de termostato para manter o líquido a (37 ± 1) ºC e de
mecanismo para movimentar verticalmente a cesta e os tubos no líquido de imersão, com frequência
constante e percurso específico. O volume do líquido de imersão deverá ser suficiente para que, ao
atingir o ponto mais alto do percurso, a parte inferior da cesta fique, no mínimo, a 25 mm abaixo da
superfície do líquido, e que no ponto mais baixo fique, no mínimo, a 25 mm do fundo do béquer. Os
movimentos ascendente e descendente deverão ter a mesma velocidade e a mudança do sentido do
movimento deve ser suave.
A cesta consiste em seis tubos de vidro ou acrílico transparente, abertos em ambos os lados. As
dimensões dos tubos são: comprimento de (77,5 ± 2,5) mm, diâmetro interno entre 20,7 mm e 23,0
mm e espessura das paredes de aproximadamente 2 mm.
Para o teste de desintegração de cápsulas, uma tela de arame de aço inoxidável, semelhante àquela
adaptada ao disco inferior da cesta, ou outro dispositivo adequado pode ser adaptado à face externa
do disco superior para evitar que as cápsulas escapem dos tubos durante o teste.
As partes que constituem a cesta são montadas e mantidas firmemente unidas mediante eixo metálico
central, com diâmetro de cerca de 5 mm. A extremidade superior do eixo central deve ter dispositivo
para fixar a cesta ao mecanismo que produz o movimento vertical do sistema.
Quando indicado, deve ser adicionado em cada tubo da cesta um disco cilíndrico de material
transparente adequado, com densidade relativa entre 1,18 e 1,20, diâmetro de (20,70 ± 0,15) mm, e
espessura de (9,50 ± 0,15) mm. Cada disco possui cinco orifícios, cada um com 2 mm de diâmetro,
sendo um orifício no eixo do cilindro e os outros quatro equidistantes, dispostos sobre um círculo de
6 mm de raio relativo ao centro do disco. A superfície lateral do disco possui quatro mossas
equidistantes, com profundidade de (2,6 ± 0,1) mm, em forma de V, as quais, no lado superior do
disco, medem (9,4 ± 0,2) mm de largura, e no lado inferior, 1,6 mm. Todas as superfícies do disco
são lisas. O desenho e a montagem da cesta podem variar desde que as especificações para os tubos
e a abertura das telas sejam mantidas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 68
PROCEDIMENTO
Utilizar seis comprimidos no teste. Colocar um comprimido em cada um dos seis tubos da cesta,
adicionar um disco a cada tubo e acionar o aparelho, utilizando água mantida a (37 ± 1) ºC como
líquido de imersão, a menos que outro líquido seja especificado na monografia do medicamento. Ao
final do intervalo de tempo especificado, cessar o movimento da cesta e observar o material em cada
um dos tubos. Todos os comprimidos devem estar completamente desintegrados. Se os comprimidos
não se desintegrarem devido à aderência aos discos, repetir o teste com seis outros comprimidos,
omitindo os discos. Ao final do teste, todos os comprimidos devem estar completamente
desintegrados. O limite de tempo estabelecido como critério geral para a desintegração de
comprimidos não revestidos é de 30 minutos, a menos que indicado de maneira diferente na
monografia individual.
Utilizar seis comprimidos no teste. Colocar um comprimido em cada um dos seis tubos da cesta.
Colocar um disco em cada tubo e acionar o aparelho, utilizando água mantida a (37 ± 1) ºC, como
líquido de imersão. Ao final do intervalo de tempo especificado, cessar o movimento da cesta e
observar o material em cada um dos tubos. Se os comprimidos não estiverem completamente
desintegrados, testar outros seis comprimidos, utilizando ácido clorídrico 0,1 M, mantido a (37 ± 1)
ºC, como líquido de imersão. Ao final do intervalo de tempo especificado, cessar o movimento da
cesta e observar o material em cada um dos tubos. Todos os comprimidos devem estar completamente
desintegrados. Se os comprimidos não se desintegrarem devido à aderência aos discos, repetir o teste
com seis outros comprimidos, omitindo os discos. Ao final do teste, todos os comprimidos devem
estar completamente desintegrados. O limite de tempo estabelecido como critério geral para a
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 69
Utilizar seis unidades no teste. Colocar uma unidade em cada um dos seis tubos da cesta. Acionar o
aparelho, sem adicionar os discos, utilizando ácido clorídrico 0,1 M, mantido a (37 ± 1) ºC, como
líquido de imersão, por 60 minutos ou pelo tempo especificado na monografia individual. Cessar o
movimento da cesta e observar os comprimidos ou cápsulas. Nenhuma unidade pode apresentar
qualquer sinal de desintegração, rachadura ou amolecimento, que possibilite o extravasamento do seu
conteúdo. Utilizar solução tampão fosfato pH 6,8, mantido a (37 ± 1) ºC, como líquido de imersão.
Colocar um disco em cada tubo e acionar o aparelho. Decorridos 45 minutos ou o tempo especificado
na monografia, cessar o movimento da cesta e observar o material em cada um dos tubos. Todos os
comprimidos ou cápsulas devem estar completamente desintegrados, podendo restar apenas
fragmentos de revestimento insolúveis. Se os comprimidos ou cápsulas não se desintegrarem devido
à aderência aos discos, repetir o teste com seis outras unidades, omitindo os discos. Ao final do teste,
todos os comprimidos ou cápsulas devem estar completamente desintegrados. O teste não se aplica a
cápsulas não revestidas que contêm preparação de liberação entérica.
Comprimidos sublinguais
Realizar o teste conforme descrito para Comprimidos não revestidos, omitindo o uso de discos. Após
cinco minutos, todos os comprimidos devem estar completamente desintegrados.
Realizar o teste conforme descrito para Comprimidos não revestidos, utilizando água mantida entre
15 ºC e 25 ºC, como líquido de imersão. Após três minutos, todos os comprimidos devem estar
completamente desintegrados.
Realizar o teste conforme descrito para Comprimidos não revestidos, omitindo o uso dos discos.
Utilizar uma tela com abertura de 1,8 mm a 2,2 mm, de arame de aço inoxidável adaptada à face
externa do disco superior, conforme descrito no item Aparelhagem. Observar as cápsulas após 45
minutos ou conforme especificado na monografia do medicamento. Todas as cápsulas devem estar
completamente desintegradas, ou restando, na tela, apenas fragmentos insolúveis de consistência
mole.
Cápsulas moles
Realizar o teste conforme descrito para Comprimidos não revestidos, utilizando os discos. Observar
as cápsulas após 30 minutos ou conforme especificado na monografia do medicamento. Todas as
cápsulas devem estar completamente desintegradas, ou restando, na tela, apenas fragmentos
insolúveis de consistência mole. Se as cápsulas não se desintegrarem devido à aderência aos discos,
repetir o teste com seis outras unidades, omitindo os discos. Ao final do teste, todas as cápsulas devem
estar completamente desintegradas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 70
Este teste permite verificar a maior ou menor capacidade dessas formas farmacêuticas de amolecerem
ou se desagregarem em meio líquido, no espaço de tempo prescrito.
APARELHAGEM
PROCEDIMENTO
Supositórios e óvulos
Utilizar três supositórios ou óvulos. Colocar cada um deles sobre o disco inferior do dispositivo e
introduzir e fixar o disco no interior do cilindro. Inverter o aparelho a cada 10 minutos. Examinar as
amostras depois de decorrido o tempo prescrito na monografia. O teste é considerado satisfatório se
todas as amostras se apresentarem desintegradas. O limite de tempo estabelecido como critério geral
para a desintegração é de 30 minutos para supositórios, óvulos e comprimidos vaginais com base
hidrofóbica, e de 60 minutos para supositórios com base hidrofílica, a menos que indicado de maneira
diferente na monografia individual.
Comprimidos vaginais
(1) Recipientes abertos de forma cilíndrica e fundo hemisférico (cubas), feitos em vidro boro silicato,
plástico ou outro material transparente e inerte, aos quais pode ser adaptada tampa de material inerte,
com aberturas adequadas para o agitador, coleta de amostras e inserção de termômetro. As cubas
podem apresentar as seguintes dimensões e capacidades: (185 ± 25) mm de altura e (102 ± 4) mm de
diâmetro interno para uma capacidade nominal de um litro; (290 ± 10) mm de altura e (102 ± 4) mm
de diâmetro interno para uma capacidade nominal de dois litros; (290 ± 10) mm de altura e (150 ± 5)
mm de diâmetro interno para uma capacidade nominal de quatro litros.
(2) Hastes em aço inoxidável para prover agitação do meio, que podem apresentar sob duas formas:
cestas (Método 1) ou pás (Método 2) (Figuras 1 e 2). A haste deve ser centralizada de tal forma que,
ao ser acionada, seu eixo de rotação não se afaste mais de 2 mm em relação ao eixo vertical do
recipiente contendo o meio de dissolução.
(3) Um motor que possibilita ajustar a velocidade de rotação da haste àquela especificada na
monografia individual, mantendo-a nos limites de ± 4%. A rotação não deve produzir efeitos
indesejáveis na hidrodinâmica do sistema.
As cubas são imersas em banho de água termostatizado, de material transparente e tamanho adequado,
em que a temperatura seja mantida a (37 ± 0,5) ºC durante a execução do teste. O aparelho deve ser
isento de qualquer fonte de vibração, inclusive externa, que possa influir na hidrodinâmica do sistema.
De preferência, o aparelho deve possibilitar a visualização das amostras e dos agitadores durante o
teste.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 73
Método 1: Cestas
Quando especificado na monografia, utiliza-se como agitador uma haste de aço inoxidável, em cuja
extremidade se adapta uma cesta do mesmo material (Figura 1). A tela padrão utilizada na confecção
da cesta possui diâmetro de fio de 0,25 mm e abertura de malha quadrada de (0,40 ± 0,04) mm (mesh
40), salvo especificação em contrário na monografia individual. A amostra deve ser colocada dentro
da cesta seca, antes do início do teste. Durante sua execução, uma distância de (25 ± 2) mm deve ser
mantida entre a parte inferior da cesta e o fundo interno do recipiente que contém o meio de
dissolução.
Figura 1 – Método 1 (Cestas). A cesta e a cuba não estão na mesma proporção de tamanho.
Método 2: Pás
Quando especificado na monografia, utiliza-se como agitador uma haste de aço inoxidável, revestida
ou não de material inerte, cuja extremidade apresenta a forma de pá (Figura 2), capaz de girar
suavemente e sem desvio de eixo durante o tempo e velocidade especificados na monografia
correspondente. A amostra deve ser adicionada, sempre que possível, antes do início do teste. Durante
sua execução, uma distância de (25 ± 2) mm deve ser mantida entre o extremo inferior das pás e o
fundo interno do recipiente que contém o meio de dissolução.
É importante que as amostras não flutuem no meio de dissolução. Pode-se recorrer a um dispositivo
apropriado, confeccionado em fio de aço espiralado em poucas voltas e em diâmetro suficiente para
aprisionar a cápsula ou o comprimido sem deformá-los nem reduzir a área de contato com o meio.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 74
O aparelho de dissolução para o Método 3 consiste de uma série de frascos cilíndricos de fundo plano;
uma série de cilindros de vidro com sistema de fecho de material inerte (aço inoxidável ou outro
material adequado) e telas confeccionadas de material não adsorvente e não reativo, destinadas a
serem acopladas nas partes superior e inferior dos cilindros. Um motor e um dispositivo de encaixe
dos cilindros devem possibilitar movimento alternante vertical, ascendente e descendente, dos
cilindros nos frascos e, também, propiciar deslocamento horizontal do cilindro para outro frasco
disposto em uma fila diferente.
Preferencialmente, o aparelho deve possibilitar a visualização dos cilindros e das amostras em análise
em seu interior. Os frascos devem possuir tampa adequada, a qual deve permanecer fixa durante a
realização do ensaio. Os componentes do conjunto devem possuir as dimensões apresentadas na
Figura 3, a menos que haja alguma especificação diferenciada na monografia.
MEIO DE DISSOLUÇÃO
TEMPO DE DISSOLUÇÃO
Quando um único tempo for especificado na monografia do produto, ele representa o tempo máximo
dentro do qual deve ser dissolvida a quantidade mínima, em porcentagem, de substância ativa nela
estabelecida. Quando mais de um tempo for especificado na monografia, devem ser tomadas
alíquotas, adequadamente medidas, ao final de cada tempo indicado.
Dissolução de cápsulas: caso se obtenha resultado insatisfatório, repetir o teste da seguinte forma:
quando o meio de dissolução for água ou tampão com pH inferior a 6,8, utilizar o mesmo meio de
dissolução especificado com adição de pepsina purificada com atividade de, no máximo, 750 000
unidades/1000 mL. Para meio de dissolução com pH igual ou superior a 6,8, adicionar pancreatina
com atividade de, no máximo, 1750 unidades de protease/1000 mL.
Método A
Estágio ácido: utilizar 750 mL de HCl 0,1 M como Meio de dissolução nas cubas quando empregar
os Métodos 1 e 2. Montar o aparelho de dissolução conforme descrito em Aparelhagem para os
Métodos 1 e 2 e adicionar uma unidade de ensaio em cada cuba ou cesta, conforme o caso. Proceder
ao teste com a velocidade especificada na monografia por duas horas. Ao final deste tempo, retirar
uma alíquota do Meio de dissolução e, imediatamente, executar o Estágio tampão pH 6,8. Determinar
a quantidade de fármaco dissolvido na alíquota amostrada, empregando método analítico adequado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 77
Estágio tampão pH 6,8: executar o preparo do estágio tampão e ajuste do pH em cinco minutos. Com
o aparelho de dissolução operando na velocidade especificada para o produto, adicionar ao Meio de
dissolução do Estágio ácido 250 mL de solução de fosfato de sódio tribásico 0,20 M, previamente
aquecido a (37 ± 0,5) °C. Ajustar, se necessário, o pH para (6,8 ± 0,05) com HCl 2 M ou NaOH 2 M.
Continuar operando o aparelho de dissolução por 45 minutos ou pelo tempo especificado na
monografia. Ao final deste tempo, retirar alíquota do Meio de dissolução do Estágio tampão pH 6,8
e determinar a quantidade de fármaco dissolvido, empregando método analítico adequado.
Método B
Estágio ácido: utilizar 1000 mL de HCl 0,1 M como Meio de dissolução nas cubas e montar o
aparelho de dissolução conforme descrito em Aparelhagem para os Métodos 1 e 2. Adicionar uma
unidade de ensaio em cada cuba ou cesta, conforme o caso. Proceder ao teste com a velocidade
especificada na monografia por duas horas. Ao final desse tempo, retirar uma alíquota do Meio de
dissolução e, imediatamente, executar o Estágio tampão pH 6,8. Determinar a quantidade de fármaco
dissolvido na alíquota amostrada, empregando método analítico adequado.
Estágio tampão pH 6,8: empregar tampão fosfato pH 6,8, previamente aquecido a (37 ± 0,5) °C.
Drenar o meio de dissolução do Estágio ácido das cubas e adicionar 1000 mL de meio de dissolução
tampão fosfato pH 6,8. Como alternativa, pode-se remover cada cuba com o meio do Estágio ácido
do aparelho de dissolução e substituir por outra cuba com o meio do Estágio tampão pH 6,8,
transferindo cuidadosamente a unidade de ensaio do medicamento em teste. Continuar operando o
aparelho de dissolução por 45 minutos ou pelo tempo especificado na monografia. Ao final desse
tempo, retirar alíquota do meio de dissolução do Estágio tampão pH 6,8 e determinar a quantidade
de fármaco dissolvido, empregando método analítico adequado. O tampão pH 6,8 pode ser preparado
pela mistura de três volumes de HCl 0,1 M e um volume de solução de fosfato de sódio tribásico 0,20
M, ajustando, se necessário, o pH para 6,8 ± 0,05 com HCl 2 M ou NaOH 2 M.
normalmente são indicados pelo menos 3 intervalos de tempo. Formas farmacêuticas de liberação
retardada: empregando o Método 3, tomar como base o procedimento indicado em Método B para
Formas farmacêuticas de liberação retardada, empregando uma fila de frascos para o Estágio ácido e
a fila sucessiva de frascos para o estágio com solução tampão pH 6,8, adicionando o volume de meio
especificado na monografia (usualmente 300 mL). Os tempos de coleta são os especificados na
monografia ou os gerais indicados em Método B para Formas farmacêuticas de liberação retardada.
Tabela 1 – Critérios de aceitação para o teste de dissolução de formas farmacêuticas de liberação imediata.
Nº de amostras
Estágios Critérios de aceitação
testadas
E1 06 Cada unidade apresenta resultado maior ou igual a Q + 5%.
Estágio E1
No Estágio E1 são testadas seis unidades. Se cada unidade, individualmente, apresentar resultado
igual ou maior do que Q + 5%, o produto está em conformidade com o especificado, não sendo
necessário efetuar o Estágio E2.
Estágio E2
Caso o critério para o Estágio E1 não seja atendido, repetir o teste com mais seis unidades. Se a média
das doze unidades testadas (Estágios E1 e E2) é maior ou igual a Q e, se nenhuma das unidades testadas
apresentar resultado inferior a Q – 15%, o produto está em conformidade com o especificado, não
sendo necessário efetuar o Estágio E3.
Estágio E3
Caso o critério para o Estágio E2 ainda não seja atendido, repetir o teste com mais 12 unidades. Se a
média das 24 unidades testadas (Estágios E1, E2 e E3) é maior ou igual a Q, no máximo duas unidades
apresentam resultados inferiores a Q – 15% e nenhuma unidade apresentar resultado inferior a Q –
25%, o produto está em conformidade com o especificado. Caso o critério para o Estágio E3 ainda
não seja atendido, o produto é considerado insatisfatório.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 79
Tabela 2 - Critérios de aceitação para o teste de dissolução (liberação) realizado para formas farmacêuticas de
liberação prolongada.
o
N de
Estágios unidades Critérios de aceitação
testadas
L1 6 Cada resultado individual se insere no intervalo estabelecido (Q1 e Q2) para
cada determinado tempo e nenhum resultado individual é inferior ao Q do
último tempo.
Tabela 3 - Critérios de aceitação para o Estágio ácido do teste de dissolução (Métodos A ou B) realizado para
formas farmacêuticas de liberação retardada.
o
N de unidades
Estágios Critérios de aceitação
testadas
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 80
Tabela 4 – Critérios de aceitação para o Estágio tampão pH 6,8 do teste de dissolução (Métodos A ou B)
realizado para formas farmacêuticas de liberação retardada.
No de unidades
Estágios Critérios de aceitação
testadas
B1 06 Cada unidade apresenta resultado maior ou igual a Q + 5%.
Para assegurar a administração de doses corretas, cada unidade do lote de um medicamento deve
conter quantidade do componente ativo próxima da quantidade declarada. O teste de uniformidade
de doses unitárias possibilita avaliar a quantidade de componente ativo em unidades individuais do
lote e verificar se esta quantidade é uniforme nas unidades testadas. As especificações deste teste se
aplicam às formas farmacêuticas com um único fármaco ou com mais de um componente ativo. A
menos que indicado de maneira diferente na monografia individual, o teste se aplica, individualmente,
a cada componente ativo do produto.
A uniformidade de doses unitárias de formas farmacêuticas pode ser avaliada por dois métodos:
Variação de peso e Uniformidade de conteúdo. A aplicação de cada método, considerando a forma
farmacêutica, dose e proporção do fármaco, é apresentada na Tabela 1.
Tabela 1 – Aplicação do método de Uniformidade de conteúdo (UC) ou de Variação de peso (VP) de acordo com
a forma farmacêutica, dose e proporção do fármaco.
Dose e proporção do
fármaco
Forma farmacêutica Tipo Subtipo
≥ 25 mg e < 25 mg ou
≥ 25% < 25%
Comprimidos não-revestidos VP UC
revestidos filme VP UC
outros UC UC
Cápsulas duras VP UC
moles suspensões, UC UC
emulsões ou géis
soluções VP VP
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 81
Soluções acondicionadas VP VP
em recipientes para dose
única
Outros UC UC
2. sólidos (incluindo pós, grânulos e sólidos estéreis) acondicionados em recipientes para dose única
que não contêm outras substâncias adicionadas, sejam elas ativas ou inativas;
3. sólidos (incluindo sólidos estéreis) acondicionados em recipientes para dose única, contendo ou
não substâncias ativas ou inativas adicionadas, que tenham sido preparados a partir de soluções
homogêneas liofilizadas nos recipientes finais, e sejam rotulados de modo a indicar este modo de
preparação;
4. cápsulas duras, comprimidos não revestidos ou revestidos com filme, contendo 25 mg ou mais da
substância ativa, compreendendo 25% ou mais, em peso, da dose unitária ou, no caso de cápsulas
duras, o conteúdo da cápsula. A uniformidade de outras substâncias ativas presentes em menores
proporções deve ser demonstrada pelo método de Uniformidade de conteúdo.
O método de Uniformidade de conteúdo é exigido para todas as formas farmacêuticas que não
atendem às condições especificadas para aplicação do método de Variação de peso.
UNIFORMIDADE DE CONTEÚDO
Para determinar a uniformidade de doses unitárias pelo método de uniformidade de conteúdo, separar,
no mínimo, 30 unidades e proceder conforme descrito para as formas farmacêuticas indicadas.
Quando a quantidade de componente ativo de uma dose unitária for diferente do especificado no
doseamento, fazer os ajustes de diluição das soluções e/ou o volume das alíquotas de modo a obter a
concentração do componente ativo na solução final semelhante à do doseamento. No caso de
doseamento por titulação, utilizar titulante com concentração diferente, se necessário, para consumo
de volume adequado de titulante. Considerar qualquer modificação das diluições para efetuar os
cálculos.
3. Calcular a quantidade de fármaco por peso médio utilizando os resultados obtidos pelo
procedimento de doseamento (D) e pelo procedimento especial (E).
F = D/E
em que
D = quantidade do componente ativo por peso médio da forma farmacêutica obtida pelo procedimento
de doseamento;
E = quantidade do componente ativo por peso médio da forma farmacêutica obtida pelo procedimento
especial. Se (100|D – E|)/D for superior a 10, não é válido o uso de F.
2. A correção será aplicada quando o valor de F estiver entre 0,900 e 0,970 e entre 1,030 e 1,100 e
deve ser efetuada calculando-se a quantidade do fármaco em cada unidade, multiplicando-se as
quantidades obtidas no procedimento especial pelo fator de correção F.
𝑉𝐴 = |𝑀 − 𝑋̅| + 𝑘𝑠
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 83
VARIAÇÃO DE PESO
Para determinar a uniformidade de doses unitárias pelo método de variação de peso, separar, no
mínimo, 30 unidades e proceder conforme descrito para as formas farmacêuticas indicadas. A
quantidade de fármaco por unidade é estimada a partir do resultado do doseamento e dos pesos
individuais, assumindo-se distribuição homogênea do componente ativo. As quantidades individuais
estimadas (𝑥𝑖 ) são calculadas segundo a equação:
𝑥𝑖 = 𝑝𝑖 × A/P
em que
𝑝𝑖 = pesos individuais das unidades ou dos conteúdos das unidades testadas;
A = quantidade de componente ativo, expressa em porcentagem da quantidade declarada, determinada
no doseamento;
P = peso médio das unidades utilizadas no doseamento.
Cápsulas duras
Pesar, com exatidão e individualmente, 10 cápsulas, preservando a identidade de cada uma. Remover,
cuidadosamente, o conteúdo e pesar as cápsulas vazias. Calcular o peso do conteúdo de cada cápsula
e, a partir do resultado do doseamento, estimar a quantidade de componente ativo em cada cápsula.
Expressar os resultados individuais em porcentagem da quantidade declarada. Calcular o Valor de
Aceitação (VA).
Cápsulas moles
Pesar, com exatidão e individualmente, 10 cápsulas, preservando a identidade de cada uma. Cortar as
cápsulas com lâmina e retirar o conteúdo, lavando os invólucros com solvente adequado. Deixar os
invólucros à temperatura ambiente, por 30 minutos, para a completa evaporação do solvente, tomando
precauções para evitar adição ou perda de umidade. Pesar as cápsulas vazias e calcular o peso do
conteúdo de cada cápsula. Estimar a quantidade de componente ativo em cada cápsula a partir do
resultado do doseamento e do peso do conteúdo de cada cápsula. Calcular o Valor de Aceitação (VA).
CRITÉRIOS
Aplicar os critérios a seguir, tanto para Uniformidade de conteúdo como para Variação de peso, a
menos que indicado de maneira diferente na monografia individual.
O produto cumpre o teste de uniformidade de doses unitárias se o Valor de aceitação calculado para
as 10 primeiras unidades testadas não é maior que L1. Se o Valor de aceitação for maior que L1,
testar mais 20 unidades e calcular o Valor de aceitação. O produto cumpre o teste de uniformidade
de doses unitárias se o Valor de aceitação final calculado para as 30 unidades testadas não é maior
que L1 e a quantidade de componente ativo de nenhuma unidade individual é menor que (1 – L2 ×
0,01)M ou maior que (1 + L2 × 0,01)M. A menos que indicado de maneira diferente na monografia
individual, L1 é 15,0 e L2 é 25,0.
(
xi − X )
2
i =1
n −1
A contaminação, por partículas, das preparações para uso parenteral e das preparações para perfusão,
é constituída de partículas estranhas não solúveis e móveis, além das bolhas de gás que se encontram,
involuntariamente, nessas preparações. Para a determinação da contaminação por partículas
especificam-se a seguir 2 métodos: método 1 (ensaio de contagem de partículas por bloqueio da luz)
e método 2 (ensaio de contagem de partículas por microscopia óptica). Para a determinação de
partículas não visíveis nas preparações injetáveis e nas preparações para perfusão utilize, de
preferência, o método 1. Em determinadas preparações, entretanto, pode ser necessário realizar
ensaios de contagem de partículas por bloqueio da luz e, posteriormente, por microscopia óptica para
poder concluir quanto à conformidade dos resultados obtidos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 86
A pesquisa das partículas não visíveis realizada aplicando-se um destes métodos, ou mesmo os dois,
não é possível para todas as preparações injetáveis. Quando o método 1 não é aplicável, por exemplo
no caso das preparações pouco límpidas ou muito viscosas, o ensaio é realizado pelo método 2 (caso
das emulsões, das soluções coloidais e das preparações de lipossomas). Do mesmo modo, um ensaio
de contagem de partículas por microscopia óptica pode igualmente ser exigido no caso de produtos
que formem bolhas de ar ou de gás quando passam pelo detector. Se a viscosidade da preparação é
tal que o exame por um ou outro dos métodos é impossível, pode-se realizar uma diluição quantitativa
com um diluente apropriado de modo a reduzir a viscosidade até o grau considerado suficiente para
permitir o ensaio.
Os resultados obtidos quando se examina uma unidade ou um grupo de unidades não pode ser
extrapolado com confiabilidade a outras unidades que não foram analisadas. Por consequência,
convém estabelecer planos de amostragem estatisticamente válidos para se obter conclusões válidas,
a partir dos dados recolhidos, para a contaminação de material particulado em um grande grupo de
unidades.
A água utilizada nos ensaios é livre de partículas. Água livre de partículas pode ser obtida por filtração
em membrana de porosidade de 0,22 μm.
Equipamento
Utilizar contador de partículas com funcionamento baseado no princípio de bloqueio de luz que
possibilite a determinação do tamanho das partículas e seu número conforme suas dimensões.
Calibração
Calibrar o equipamento com o auxílio de partículas esféricas padrões de tamanho compreendido entre
10 a 25 μm. Essas partículas padrões são dispersas em água livre de partículas. Evitar a agregação
das partículas durante a dispersão.
Precauções
Observar para não introduzir bolhas de ar na amostra a ser analisada, especialmente quando alíquotas
de amostra estão sendo transferidas para o acessório de leitura.
Procedimento
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 87
Avaliação
Empregar o teste A, teste B ou teste C, assim como, o número de amostras, conforme indicado na
monografia específica, da forma farmacêutica.
Teste A - Soluções para injetáveis em recipientes, com volume declarado, maior que 100 mL. A
amostra cumpre o teste se o número médio de partículas, com tamanho igual ou maior que 10 μm,
presentes nas unidades testadas não exceda 25 partículas por mL e o número de partículas com
tamanho igual ou maior que 25 μm não exceda três por mL.
Teste B - Soluções para injetáveis em recipientes, com volume declarado, igual ou menor que 100
mL. A amostra cumpre o teste se o número médio de partículas, com tamanho igual ou maior que 10
μm, presentes nas unidades testadas não exceda 6000 partículas por recipiente e o número de
partículas com tamanho igual ou maior que 25 μm não exceda 600 partículas por recipiente.
Teste C - Pós para injetáveis em recipientes, com volume declarado, igual ou menor que 100 mL. A
amostra reconstituída com água ou diluente apropriado livre de partículas cumpre o teste se o número
médio de partículas, com tamanho igual ou maior que 10 μm, presentes nas unidades testadas não
exceda 10 000 partículas por recipiente e o número de partículas com tamanho igual ou maior que 25
μm não exceda 1000 partículas por recipiente.
Equipamento
O grande círculo é denominado campo de visão do retículo. São necessários dois iluminadores, um
iluminador episcópico para fundo claro, interno do microscópio, e um iluminador auxiliar externo
regulável, ajustável para permitir uma iluminação oblíqua refletida segundo um ângulo de 10-20°. O
dispositivo de filtração destinado a reter a contaminação particular compreende um suporte de filtro
de vidro ou outro material conveniente, uma fonte de vácuo e uma membrana filtrante adequada. A
membrana filtrante, de dimensões apropriadas, é de cor preta ou cinza escura; é coberta ou não com
uma grelha e o tamanho dos poros é inferior ou igual a 1,0 μm.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 88
Calibração
Precauções gerais
Procedimento
No caso das preparações parenterais de grande volume, efetue o ensaio em unidades separadas. No
caso de preparações parenterais de grande volume ou de pequeno volume igual ou superior a 25 mL,
podem ser suficientes para o ensaio menos de 10 embalagens de acordo com um plano de amostragem
apropriado. Quanto às preparações parenterais de pequeno volume, inferiores a 25 mL, reúna o
conteúdo de 10 unidades ou mais num recipiente limpo, de modo a obter um volume mínimo de 25
mL; em casos justificados e autorizados, a solução problema pode ser preparada misturando o
conteúdo de um número apropriado de frascos e completando 25 mL com água isenta de partículas
ou um solvente apropriado isento de contaminação particular, quando a água isenta de partículas não
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 89
for apropriada. As preparações parenterais de pequeno volume, cujo volume for superior ou igual a
25 mL, podem ser examinadas individualmente.
No caso dos pós para uso parenteral, reconstitua a preparação com água isenta de partículas ou um
solvente apropriado isento de contaminação particular, quando a água isenta de partículas não for
apropriada.
Umedecer o interior do suporte do filtro munido da membrana filtrante com alguns mililitros de água
isenta de partículas. Verter sobre o filtro a totalidade da amostra (mistura das tomadas de ensaio ou a
unidade em ensaio) e aplicar vácuo. Se necessário, juntar, pouco a pouco, porções da solução até que
o volume total seja filtrado. Após a última adição, iniciar a lavagem das paredes internas do suporte
do filtro utilizando um jato de água isenta de partículas. Manter o vácuo até que a superfície da
membrana filtrante fique isenta de líquido.
Colocar o filtro numa placa de Petri e secar ao ar deixando a placa ligeiramente aberta. Quando o
filtro estiver seco, colocar a placa de Petri na platina do microscópio, efetuar a varredura de toda a
membrana filtrante sobre a luz refletida do iluminador e contar o número de partículas de tamanho
superior ou igual a 10 μm e o número de partículas de tamanho superior ou igual a 25 μm. É
igualmente possível efetuar contagem parcial e determinar por cálculo o número total de partículas
retidas no filtro. Calcule o número médio de partículas presentes na amostra. Para determinar o
tamanho das partículas com auxílio do retículo circular, proceder à transformação da imagem de cada
partícula num círculo e depois comparar com os círculos de referência do retículo de 10 μm e de 25
μm. Assim, as partículas mantêm a sua posição inicial no interior do campo de visão do retículo e
não se sobrepõem aos círculos de referência para fins de comparação. O diâmetro interior dos círculos
de referência transparentes do retículo é utilizado para determinar o tamanho das partículas brancas
ou transparentes, ao passo que o tamanho das partículas escuras é determinado com o diâmetro
exterior dos círculos de referência pretos e opacos do retículo. Quando realizar um ensaio de
contagem de partículas ao microscópio, não procurar medir ou enumerar matérias amorfas, semi-
líquidas ou morfologicamente indistintas que se assemelham a uma mancha ou zona descorada da
membrana filtrante. Estes materiais podem apresentar um brilho fraco ou nulo e assumir aspecto
gelatinoso ou a aparência de uma película. A interpretação da avaliação pode ser facilitada realizando
um ensaio de contagem das partículas por retenção da luz sobre uma amostra da solução.
Avaliação
Empregar os critérios abaixo, de acordo com o volume das amostras ou conforme indicado na
monografia específica da forma farmacêutica.
Nas preparações acondicionadas em recipientes de conteúdo nominal superior a 100 mL, a preparação
satisfaz ao ensaio se o número médio de partículas presentes nas unidades examinadas for, de no
máximo, 12 por mililitro para as partículas de tamanho superior ou igual a 10 μm e de, no máximo,
duas partículas por mililitro para as de tamanho superior ou igual a 25 μm.
Nas preparações acondicionadas em recipientes de conteúdo nominal igual ou inferior a 100 mL, a
preparação satisfaz ao ensaio se o número médio de partículas presentes nas unidades examinadas
for, de no máximo, 3000 por recipiente para as partículas de tamanho superior ou igual a 10 μm e de,
no máximo, 300 por recipiente para as partículas de tamanho superior ou igual a 25 μm.
Aparelhagem
A intensidade da iluminação no ponto de observação é mantida entre 2000 lux e 3750 lux sendo
aconselhável uma intensidade mais elevada para recipientes de vidro corado ou de plástico.
Procedimento
Retirar, eventualmente, os rótulos, lavar e secar o exterior do recipiente. Agitar suavemente e inverter
cada recipiente com precaução, evitando a formação de bolhas de ar e observar, durante cerca de
cinco segundos, contra o painel branco. Repetir este procedimento observando o recipiente contra o
painel preto. Anotar a presença de qualquer partícula.
PROCEDIMENTO
O gotejamento deve ser realizado com o frasco invertido na posição vertical ou conforme o ângulo
de gotejamento declarado pelo fabricante, permitindo o fluxo por gravidade, a uma taxa constante,
sem qualquer tipo de pressão adicional. Uma leve pressão pode ser aplicada em frascos de polietileno.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 91
Calcular o número de gotas por mililitro para cada unidade testada (Nt) segundo a equação:
( N1 )
Nt =
mi
em que
N1 = número de gotas utilizado no teste, que pode ser o número de gotas declaradas por mililitro (Nd)
ou 20 gotas;
ρ = densidade de massa do produto, em g/mL, determinada a 20 ºC, conforme descrito em
Determinação da densidade de massa e densidade relativa (5.2.5);
mi = massa, em g, correspondente ao número de gotas utilizado no teste.
Calcular a quantidade do fármaco, em mg/gota, para cada unidade testada (qt), segundo a equação:
Q
qt =
Nt
em que
Q = quantidade de fármaco em mg/mL determinada no doseamento;
Nt = número de gotas por mililitro calculado para cada unidade testada.
Calcular a porcentagem em relação à quantidade declarada, para cada unidade testada (%Qt ou %qt),
empregando uma das equações abaixo:
qt q
%Qi = 100 %qt = t 100
(Qd / N d ) ou qd
em que
qt = quantidade do fármaco, em mg/gota, calculada para cada unidade testada;
Qd = quantidade declarada do fármaco, em mg/mL;
Nd = número declarado de gotas por mililitro;
qd = quantidade declarada do fármaco em mg/gota
%Q =
%Q i
n
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 92
s=
(%Q i − %Q) 2
n −1
100 s
DPR =
%Q
em que
%Qi = porcentagem em relação à quantidade declarada calculada para cada unidade testada;
s = desvio padrão;
n = número de unidades testadas.
CRITÉRIOS
O produto cumpre os requisitos do teste se as porcentagens individuais, para cada uma das 10
unidades testadas, estão situadas entre 85,0% e 115,0% da quantidade declarada e o desvio padrão
relativo (DPR) não é maior que 6,0%.
Se uma unidade estiver fora da faixa de 85,0% a 115,0% da quantidade declarada, ou se o DPR for
maior que 6,0%, ou se ambas as condições forem observadas, testar mais 20 unidades.
O produto cumpre o teste se no máximo uma unidade está fora da faixa de 85,0% a 115,0% da
quantidade declarada, nenhuma unidade está fora da faixa de 75,0% a 125,0% e o DPR das 30
unidades testadas é de, no máximo, 7,8%.
Tratando-se de atividades que exijam pesagens exatas, na determinação de massas iguais ou maiores
que 50 mg, utilizar balança analítica de 100 g a 200 g de capacidade e 0,1 mg de sensibilidade. Para
quantidades inferiores a 50 mg, utilizar balança analítica de 20 g de capacidade e 0,01 mg de
sensibilidade.
APARELHAGEM
As balanças analíticas a serem utilizadas nesse ensaio devem ser de prato único, preferencialmente
eletrônicas.
As balanças devem possuir dispositivo adequado que possibilite a verificação da carga aplicada,
desde que sejam calibradas periodicamente por meio de massas de referência aferidas.
- armário ou caixa de proteção, com aberturas apropriadas para possibilitar operações em seu interior
e excluir correntes de ar;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 93
- estar instalada sobre base de material compacto e resistente (mármore, granito, metal ou borracha,
por exemplo);
- indicador de nível (gravimétrico ou hidráulico) e dispositivo que possibilite seu nivelamento; - estar
instalada sobre sistema amortecedor (magnético, pneumático ou hidráulico, por exemplo) para
restabelecer prontamente o equilíbrio;
- sistema que possibilite a leitura da massa (por intermédio de mostradores e/ou projeção óptica de
escala etc.).
Devem, também, suportar sua carga total sem sofrer tensões inadequadas que possam comprometer
sua sensibilidade em pesagens sucessivas nessas condições.
A balança analítica deve assentar-se nivelada sobre mesa ou prateleira firme e pesada, protegida por
amortecedores de choque, como esteiras de cortiça ou lâminas de borracha, ou ainda sobre bancada
de concreto, apoiada a pilares que estejam fixos no chão ou conectados aos elementos da construção
do prédio a fim de impedir vibrações. Deve estar em local isolado, que ofereça segurança e
estabilidade à medida, em ambiente de atmosfera relativamente seca, protegida do ataque de gases e
vapores ácidos, à distância de fontes de calor (luz solar direta, fornos, estufas, muflas etc.) e de
correntes de ar.
Conservação e limpeza
O prato e as demais partes da balança, inclusive sua caixa de proteção, devem permanecer limpos,
isentos de pó e substâncias que acidentalmente caiam no prato da balança ou no piso da caixa. Tais
materiais devem ser removidos imediatamente.
Os corpos a serem pesados não devem ser colocados diretamente sobre o prato. Para tanto, utilizam-
se papéis ou recipientes adequados à massa, como béqueres, vidros de relógios, cadinhos, cápsulas
de porcelana e pesa-filtros com ou sem tampa.
As partes móveis da balança e os pesos não devem ser tocados com as mãos. Usa-se, para este fim,
pinça apropriada, que deve ser guardada na caixa de pesos.
Agentes dessecantes, tais como sílica-gel ou cloreto de cálcio, podem ser colocados no interior da
caixa de proteção, para manutenção de atmosfera relativamente seca.
Quando a balança não estiver em uso, suas portas deverão permanecer fechadas e travadas.
A sensibilidade da balança analítica deve ser, periodicamente, inspecionada e aferida por técnico
habilitado.
O material a ser pesado deve estar em equilíbrio térmico com o ar do interior da caixa de proteção da
balança a fim de evitar erros devido às correntes de convecção, além da condensação da umidade
sobre os corpos frios.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 94
A balança deve estar nivelada na ocasião de seu uso. A posição de equilíbrio com ou sem carga deve
ser conferida várias vezes com 10% da carga total e com a carga total. A diferença de equilíbrio,
encontrada em duas determinações sucessivas, feitas com pesos iguais, não deve exceder 0,1 mg para
balanças analíticas (máximo de 200 g) e 0,01 mg para balanças analíticas (máximo de 20 g).
Tanto os pesos quanto o material a ser pesado devem ser depositados no centro do prato. Durante as
operações de pesagem, as portas da caixa de proteção devem estar fechadas.
A Faixa de fusão de uma substância é definida como a faixa compreendida entre a temperatura na
qual a substância começa a se fluidificar ou formar gotas nas paredes do tubo capilar e a temperatura
na qual a substância está completamente fundida.
Uma transição da fusão pode ser instantânea para um material altamente puro, mas geralmente se
observa um intervalo desde o começo até o final do processo. Existem diferentes fatores que
influenciam nesta transição e devem ser padronizados quando se descreve o procedimento. Estes
fatores incluem: quantidade da amostra, tamanho das partículas, eficiência na difusão do calor e a
velocidade do aquecimento, entre outros.
Para os fins farmacopeicos, o ponto de fusão ou faixa de fusão é informado como a temperatura na
qual se observa a primeira fase líquida e a temperatura na qual não há mais fase sólida aparente,
exceto para aquelas substâncias que se fundem com decomposição ou se especifique de outra maneira
na monografia individual.
MÉTODO I
Aparato I
O líquido do banho deve ter profundidade suficiente para permitir a imersão do termômetro à
profundidade especificada, de modo que o bulbo fique aproximadamente a 2 cm do fundo do banho.
O calor pode ser fornecido por uma chama ou eletricamente. O tubo capilar tem aproximadamente
10 cm de comprimento e entre 0,8 mm e 1,2 mm de diâmetro interno, com paredes de 0,1 mm a 0,3
mm de espessura, e deve ser fechado em uma das suas extremidades, a não ser que se especifique de
outra forma na monografia individual. Deve ser utilizado um dispositivo agitador que garanta a
homogeneidade da temperatura do banho.
Procedimento
Se não estiver especificado de outro modo na monografia individual, proceder como está indicado a
seguir:
Carregar o tubo capilar seco com quantidade suficiente do pó até formar uma coluna de 3 mm a 4
mm de altura, logo após ter comprimido por meio de golpes moderados sobre uma superfície sólida.
Unir o tubo capilar ao termômetro, ambos umedecidos com o líquido do banho. Ajustar sua altura, de
modo que a amostra contida no capilar fique junto ao bulbo do termômetro (B).
Adaptar um termômetro auxiliar (E) de modo que o centro do bulbo fique o mais próximo possível
da haste do termômetro principal (A) em um ponto equidistante da superfície do banho e da divisão
correspondente ao ponto de fusão esperado.
Aquecer o banho até alcançar uma temperatura de 10 ºC abaixo do ponto de fusão esperado. Introduzir
o termômetro com o capilar aderido e continuar o aquecimento de maneira tal que a temperatura se
eleve a uma velocidade de 1 °C a 2 ºC por minuto, dependendo da estabilidade da substância.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 96
Registrar a leitura do termômetro auxiliar ao final da fusão da amostra e, se for necessário, aplicar a
correção pela coluna emergente empregando a seguinte fórmula:
tc = k N (T − t )
em que
Realizar a determinação pelo menos em triplicata. Para isso, deixar resfriar o banho até 10 °C abaixo
do ponto de fusão ou até uma temperatura inferior e repetir o procedimento empregando novas
porções da amostra.
Aparato II
Consta de um bloco metálico que pode ser aquecido à velocidade controlada, cuja temperatura pode
ser monitorada por um sensor ou termômetro. O bloco permite que nele seja inserido o tubo capilar
que contém a substância em ensaio e monitorar o processo de fusão por meio de controle visual ou
automaticamente.
Procedimento
Se não estiver especificado de outro modo na monografia individual, proceder como está indicado a
seguir:
Carregar o tubo capilar seco com quantidade suficiente do pó até formar uma coluna de 3 mm a 4
mm de altura, logo após ter comprimido por meio de golpes moderados sobre uma superfície sólida.
Aquecer o bloco rapidamente até uma temperatura de 10 ºC abaixo do ponto de fusão esperado.
Introduzir o capilar no bloco e registrar a temperatura no início e no final da fusão. Continuar o
aquecimento de tal maneira que a temperatura se eleve a uma velocidade de 1 °C a 2 ºC por minuto.
Realizar a determinação pelo menos em triplicata. Para isso, deixar resfriar o bloco até 10 ºC abaixo
do ponto de fusão ou até uma temperatura inferior, e repetir o procedimento empregando novas
porções da amostra.
MÉTODO II
Procedimento
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 97
Fundir, cuidadosamente, a amostra à temperatura mais baixa possível e introduzir o material fundido
em um capilar aberto em ambas as extremidades até formar uma coluna de uns 10 mm de altura.
Esfriar o capilar carregado a uma temperatura igual ou menor que 10 ºC durante aproximadamente
24 horas. Unir o capilar ao termômetro e ajustar sua altura, de modo que a amostra contida no capilar
fique próxima ao bulbo do termômetro. Introduzir em um banho de água e aquecer como se indica
no Método I, Aparato I, exceto que, ao chegar a uma temperatura de aproximadamente 5 ºC abaixo
do ponto de fusão esperado, se aumenta a temperatura a uma velocidade de 0,5 ºC por minuto.
Registra-se como ponto de fusão a temperatura na qual a amostra começa a subir dentro do tubo
capilar. Realizar a determinação pelo menos em triplicata utilizando porções diferentes da amostra.
MÉTODO III
Procedimento
Fundir a amostra sob agitação até alcançar uma temperatura entre 90 °C e 92 ºC e deixar resfriar a
substância fundida até uma temperatura entre 8 °C e 10 °C acima do ponto de fusão esperado. Resfriar
até 5 ºC o bulbo do termômetro, secar e, enquanto ainda estiver frio, submergir na amostra fundida
até a metade do bulbo aproximadamente. Retirar imediatamente e manter em posição vertical até que
a superfície da amostra depositada sobre o bulbo solidifique. Introduzir em banho-maria a uma
temperatura que não exceda os 16 ºC durante, aproximadamente, cinco minutos.
Adaptar o termômetro dentro de um tubo de ensaio por meio de uma rolha perfurada, de modo que
seu extremo inferior fique cerca de 15 mm acima do fundo do tubo. Suspender o tubo de ensaio em
banho-maria a uma temperatura de 16 ºC e elevar a temperatura do banho até 30 ºC, a uma velocidade
de 2 ºC por minuto, e logo a seguir a uma velocidade de 1 ºC por minuto até que a primeira gota se
desprenda do termômetro. A temperatura em que isso ocorre é o ponto de fusão. Para cada
determinação empregar uma porção recém-fundida da amostra. Realizar a determinação em triplicata.
Se a diferença máxima entre as determinações for menor que 1 ºC, determinar a média dos valores
obtidos. Do contrário, realizar outras duas determinações e calcular a média das cinco.
Faixa de destilação é o intervalo de temperatura corrigida para a pressão de 101,3 kPa (760 mm de
Hg), no qual o líquido, ou fração específica do líquido, destila inteiramente.
APARELHAGEM
Usar aparelho como o sugerido na Figura 1 em que A é um balão de destilação com capacidade de
100 mL conectado ao condensador B. Na extremidade inferior de B se acopla o adaptador C. Uma
proveta de 50 mL graduada em 0,2 mL é utilizada como coletor. O termômetro deve ser adaptado ao
balão de forma que o sensor de temperatura se situe no centro do gargalo e a cerca de 5 mm abaixo
do nível do tubo lateral. O aquecimento (a gás, elétrico ou através de banho) deve ser selecionado de
acordo com a natureza da substância.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 98
Figura 1 - Aparelho para determinação da faixa de destilação (dimensões em mm). A, balão de destilação; B,
condensador; C, adaptador.
PROCEDIMENTO
Adicionar ao balão cerca de 50 mL da amostra de modo a não escoar para o tubo lateral. Adicionar
pérolas de vidro ou outro material poroso adequado. Adaptar o termômetro ao balão e aquecer,
lentamente, protegendo o sistema contra corrente de ar.
Registrar a temperatura na qual forem coletadas as cinco primeiras gotas do destilado. Ajustar o
aquecimento para obter o destilado à vazão de 3 mL a 4 mL por minuto. Anotar a temperatura na qual
a última gota evaporar do balão de destilação ou quando a fração especificada for coletada. Manter o
destilado à mesma temperatura na qual o líquido foi originalmente medido e anotar o volume do
destilado.
Comparar os valores obtidos do ponto de ebulição, faixa de destilação e volume do destilado com as
respectivas especificações das monografias.
t1 = t2 + k (101,3 – b)
em que
t1 = temperatura corrigida;
t2 = temperatura observada na pressão atmosférica b;
k = fator de conversão (Tabela 1), a menos que esse fator não seja considerado;
b = pressão atmosférica, expressa em quilopascal, durante a destilação.
Nota 1: quando o líquido é puro, a maior parte destila à temperatura constante (em uma faixa de 0,5
ºC). Essa temperatura é o ponto de ebulição do líquido.
Nota 2: líquidos que destilam abaixo de 80 ºC devem ser resfriados entre 10 ºC e 15 ºC antes de se
medir o volume e a proveta que recebe o destilado deve estar imersa em banho de gelo.
Nota 3: quando o ponto de ebulição é superior a 150 ºC, pode-se substituir o condensador de água
por condensador de ar.
Para substâncias puras que fundem sem decomposição, o ponto de congelamento do líquido é igual
ao ponto de fusão.
APARELHAGEM
O tubo interior é vedado com rolha de modo a conter haste agitadora e termômetro com divisões de
0,2 ºC. O sensor de temperatura do termômetro deve estar fixo a aproximadamente 15 mm do fundo
do tubo. O agitador é um bastão de vidro adaptado com anel na sua extremidade inferior (Figura 1).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 100
PROCEDIMENTO
Transferir a amostra em quantidade suficiente para atingir 30 mm no tubo interno. Transferir para o
béquer a mistura refrigerante adequada a 5 ºC abaixo do ponto de congelamento esperado. Quando a
amostra estiver resfriada a cerca de 5 ºC acima do ponto de congelamento, mover verticalmente o
agitador entre a superfície e o fundo por, aproximadamente, 20 ciclos por minuto e registrar a
temperatura do termômetro de 30 em 30 segundos. Interromper a agitação quando a temperatura
permanecer constante ou apresentar leve aumento. Registrar a temperatura de 30 em 30 segundos por
no mínimo três minutos após a temperatura começar a diminuir novamente.
Nota 1: se a substância é sólida à temperatura ambiente, fundir a substância e aquecer até no máximo
20 ºC acima da temperatura de congelamento esperada antes de transferir para o tubo interno.
Densidade de massa () de uma substância é a razão de sua massa por seu volume a 20 ºC. A
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 101
densidade de massa da substância (t) em uma determinada temperatura (t) é calculada a partir de sua
t
densidade relativa ( d t ) pela fórmula:
t
t = d(água) × d t + 0,0012
20
20 = 0,99820 × d 20 + 0,0012
Densidade relativa de uma substância é a razão de sua massa pela massa de igual volume de água,
20
ambas a 20 ºC ( d 20 ) ou por massa de igual volume de água a 4 °C ( d 420 ):
20
d 420 = 0,998234 × d 20
PROCEDIMENTO
MÉTODO DO PICNÔMETRO
Utilizar picnômetro limpo e seco, com capacidade de, no mínimo, 5 mL que tenha sido previamente
calibrado. A calibração consiste na determinação da massa do picnômetro vazio e da massa de seu
conteúdo com água, recentemente destilada e fervida, a 20 °C.
Transferir a amostra para o picnômetro. Ajustar a temperatura para 20 °C, remover excesso da
substância, se necessário, e pesar. Obter o peso da amostra através da diferença de massa do
20
picnômetro cheio e vazio. Calcular a densidade relativa ( d 20 ) determinando a razão entre a massa
da amostra líquida e a massa da água, ambas a 20 °C. Utilizar a densidade relativa para calcular a
densidade de massa ().
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 102
𝑠𝑒𝑛 𝑖
𝑛=
𝑠𝑒𝑛 𝑟
Para fins práticos mede-se a refração com referência ao ar e à substância e não com referência ao
vácuo e à substância, porquanto as diferenças entre os valores obtidos com ambas as medidas não são
significativas para fins farmacopeicos.
REFRATÔMETROS
Os refratômetros utilizados normalmente em análise farmacopeica usam luz branca, mas são
calibrados de modo a fornecer o índice de refração em termos de comprimento de onda
correspondente ao da luz da raia D de sódio.
O refratômetro Abbé mede a faixa de valores de índice de refração das substâncias farmacêuticas.
Outros refratômetros de maior ou igual precisão podem ser empregados.
Visto que o índice de refração varia significativamente com a temperatura, durante a leitura deve-se
ajustar e manter a amostra a 20 ºC.
A calibração do aparelho é realizada com padrão fornecido pelo fabricante. Para controle da
temperatura e limpeza do equipamento, deve-se determinar o índice de refração da água destilada,
cujos valores são de 1,3330 a 20 ºC e de 1,3325 a 25 ºC.
massa, tempo), cujas unidades-base são o centímetro, para o comprimento, o grama, para a massa e
o segundo, para o tempo.
A unidade dinâmica análoga no Sistema Internacional de Unidades (SI) é o pascal segundo. O poise
é frequentemente utilizado com o prefixo centi; um centipoise (cP) é um milipascal segundo (mPa·s)
em unidades SI.
1 P = 1 g · cm−1 · s−1
Por definição, poise é a força, em dinas, necessária ao deslocamento de camada plana de líquido, com
área de 1 cm2, sobre outra camada idêntica, paralela e distanciada da primeira em 1 cm, à velocidade
de 1 cm/s. O poise é, contudo, demasiado grande para a maioria das aplicações, recorrendo-se daí ao
centipoise, cP, correspondente a um centésimo de poise. Às vezes é conveniente utilizar-se a
viscosidade cinemática, que consiste na relação entre a viscosidade dinâmica e a densidade. Nesse
caso, no sistema CGS, a unidade é o stoke. A exemplo do que ocorre com viscosidade absoluta
(medida em poise), é mais conveniente exprimir-se viscosidade cinemática em centistokes (100
centistokes = 1 stoke) para caracterizar a maioria dos líquidos usuais em Farmácia e Química.
Pascal segundo equivale a 10 poise, mas, normalmente, é mais utilizado milipascal segundo (mPa·s).
Embora seja possível a determinação de viscosidade absoluta, com base nas dimensões exatas do
viscosímetro empregado, é mais frequente a prática da calibração prévia do aparelho com líquido de
viscosidade conhecida, permitindo, por comparação, a avaliação relativa da viscosidade do líquido
sob ensaio. Assim, empregando-se viscosímetro de Ostwald ou similar, determinam-se os tempos de
escoamento t1 e t2 de volumes iguais dos líquidos amostra e de referência, de densidade d1 e d2,
respectivamente. Sendo 𝜂2 a viscosidade do líquido de referência, a viscosidade absoluta (cP) do
líquido amostra pode ser calculada pela equação:
𝜂1 𝑡1 𝑑1
=
𝜂2 𝑡2 𝑑2
ou melhor
𝑡1 𝑑1
𝜂1 = 𝜂2
𝑡2 𝑑2
O quociente η2/t2.d2 possui valor constante, k, para cada líquido de referência, no mesmo
viscosímetro. Assim, conhecido esse valor (geralmente, encontrado no manual do aparelho),
simplifica-se a equação:
𝜂 = 𝑘. 𝑡. 𝑑
Empregando-se água como padrão, usual para determinação de líquidos de baixa viscosidade,
adotam-se os valores de viscosidade registrados na Tabela 2, conforme a temperatura do ensaio:
Para líquidos muito viscosos (glicerina e óleos em geral), pode-se determinar a viscosidade relativa
pelo método da velocidade da queda de bolas através do líquido, usando o viscosímetro de Höppler.
Esse método também é apropriado para determinar a viscosidade absoluta de líquidos, aplicando-se
a equação:
𝜂 = 𝑡(𝑑𝑆 − 𝑑𝐿 )𝐾
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 105
em que
A densidade do líquido (dL), para uma certa temperatura, pode ser obtida em livros de referência
(como handbooks), ou determinada experimentalmente.
𝜂1 (𝑑𝑆 − 𝑑1 )𝑡1
=
𝜂2 (𝑑𝑆 − 𝑑2 )𝑡2
VISCOSÍMETRO DE OSTWALD
Para a determinação propriamente dita, transferir para o viscosímetro escolhido, lavado e seco,
quantidade suficiente de líquido para atingir nível da ordem de 5 mm abaixo do traço de referência
inferior. Fixar o aparelho em termostato (20 ºC). Após aguardar que o líquido no interior do aparelho
adquira a temperatura controlada, aspirar o líquido pelo tubo capilar/ampola (por meio de tubo de
borracha fixado na extremidade) até que o nível do líquido exceda ligeiramente o traço de referência
superior. Soltar então o tubo e, no instante em que o menisco atingir o traço de referência superior,
acionar cronômetro de precisão, retravando-o quando o menisco passar pelo traço de referência
inferior. Registrar o tempo decorrido e repetir o ensaio diversas vezes com intervalos de alguns
minutos até que tempos sucessivos não difiram em mais de 0,5 segundos. Determinar a densidade do
líquido sob ensaio (5.2.5), corrigindo o valor para a densidade relativa à água, a 20 ºC, e calcular a
viscosidade do líquido amostra pela fórmula indicada, empregando a constante k fornecida ou
determinada por procedimento similar.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 106
VISCOSÍMETRO DE HÖPPLER
O sistema de medida Höppler mede o tempo que uma esfera sólida precisa para percorrer uma
distância entre dois pontos de referência dentro de um tubo inclinado com amostra. Os resultados
obtidos são considerados como viscosidade dinâmica na medida estandardizada no Sistema
Internacional (mPa.s). Determina a viscosidade de líquidos newtonianos e gases (com uma bola
especial para gases), com precisão. Entre suas aplicações figuram a investigação, o controle de
processos e o controle de qualidade, utilizado principalmente para substâncias de baixa viscosidade,
entre 0,6 e 100 000 mPa.s.
O Viscosímetro de Höppler é composto por um tubo de vidro com duas marcas (A e B) espaçadas
entre si na coluna por 10 mm, as quais definem a distância de medição. Uma bola (em vidro, liga de
níquel e ferro ou aço), com diâmetro compatível com o calibre do tubo de vidro, é instalada no topo
do seu conteúdo líquido. O tubo é envolvido por um cilindro de vidro cheio com água em circulação,
sob temperatura controlada. Todo o conjunto se encontra disposto em posição ligeiramente inclinada
(10% na vertical), podendo ser girado 180o em torno de um eixo perpendicular a ambos os tubos, para
possibilitar a repetição das determinações e o retorno da bola à posição inicial. A técnica consiste, em
cronometrar o tempo (de queda) que uma esfera (com densidade e diâmetro variáveis com a respectiva
constituição estrutural) leva a percorrer o espaço entre aquelas duas marcas (A e B) existentes nas
extremidades do tubo de vidro. Quanto maior for a viscosidade, maior será o tempo que a bola levará
a percorrer aquele espaço. O tipo de esfera a ser utilizada é escolhido em função do valor presumível
da viscosidade do líquido em observação. No caso do sangue, são utilizadas esferas de vidro. Os
resultados da viscosidade dos líquidos newtonianos são expressos em unidades absolutas padrões
internacionais (mPa.s).
Para a determinação propriamente dita, enxaguar o viscosímetro escolhido, lavado e seco, com o
líquido que for usado para determinar a viscosidade. Ajustar o prumo do aparelho. Escolher a esfera
adequada para cada líquido (água = esfera de vidro). Encher completamente o tubo interno do
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 107
viscosímetro com o líquido. Anotar o tempo de queda da esfera entre as marcas A e B no viscosímetro.
Fazer mais duas determinações para obter a melhor média.
VISCOSÍMETRO BROOKFIELD
A viscosidade de uma forma farmacêutica pode ser determinada por um viscosímetro de Brookfield,
que mede a viscosidade pela força necessária para girar o spindle no líquido que está sendo testado.
Selecionar o orifício adequado. A diretriz para a seleção do orifício deve ser a obtenção de um tempo
de escoamento do líquido em teste ao redor de 60 segundos. Deve-se ter um tempo de escoamento
entre 20 e 100, segundos, para a amostra a 25 ºC.
As substâncias quirais cujas moléculas não são superponíveis, mas são imagens especulares, são
denominadas enantiômeros. Estes têm as mesmas propriedades físico-químicas (densidade, índice de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 108
refração, momento dipolo-dipolo, pontos de ebulição e fusão), exceto que giram o plano de luz
polarizada na mesma quantidade de graus em direções opostas, e suas reações com outras substâncias
quirais apresentam características diferentes.
A polarimetria é uma técnica conveniente para diferenciar entre si os isômeros opticamente ativos a
partir da medida da rotação óptica de uma substância; também é um critério importante de identidade
e pureza enantiomérica, podendo ser empregada com fins quantitativos.
A rotação óptica varia com a temperatura, o comprimento de onda da luz incidente, o solvente
utilizado, a natureza da substância e a sua concentração. Se uma solução contém duas substâncias
opticamente ativas e estas não reagem entre si, o ângulo de desvio será a soma algébrica dos ângulos
de desvio de ambas.
POLARÍMETRO
Os polarímetros são aparelhos que detectam a rotação óptica de modo visual (ao igualar a intensidade
da luz sobre dois campos) ou por meio de um sistema fotoelétrico, sendo estes últimos mais exatos e
precisos que os de medição visual.
A medição da rotação óptica deve ser realizada empregando um polarímetro capaz de medir
diferenças de, no mínimo, 0,05°, a não ser que seja especificado de forma diferente na monografia
individual. Como fonte de luz se empregam lâmpadas de sódio, vapor de mercúrio, xenônio ou
halogênio-tungstênio, entre outras, providas de um dispositivo que permite transmitir um feixe de luz
monocromática. Estas duas últimas lâmpadas mencionadas costumam ser menos dispendiosas, além
de possuírem maior durabilidade e terem uma ampla faixa de comprimentos de onda de emissão em
relação às fontes de luz tradicionais. A escala deve ser controlada utilizando um padrão de referência
de polarização, que consiste em placas de quartzo certificadas. A linearidade da escala deve ser
verificada periodicamente por meio de uma solução de materiais de referência padrão de dextrose e
sacarose.
O emprego de comprimentos de ondas mais baixos, como por exemplo, as linhas de lâmpada de
mercúrio a 578 nm, 546 nm, 436 nm, 405 nm e 365 nm em um polarímetro fotoelétrico, podem
proporcionar vantagens quanto à sensibilidade, com a consequente redução da concentração da
substância no ensaio. Em geral, a rotação óptica observada em 436 nm é aproximadamente o dobro e
a observada em 365 nm é aproximadamente três vezes maior que a observada em 589 nm.
A redução da concentração da substância sob ensaio, requerida para a medida, às vezes pode ser
conseguida por meio de sua conversão em outra substância que possua uma rotação óptica
significativamente maior. A rotação óptica também é afetada pelo solvente empregado na medição e
este deve ser especificado em todos os casos.
PROCEDIMENTO
A rotação óptica específica é um valor de referência e é calculado a partir da rotação óptica observada
para uma solução da amostra ou para o líquido de acordo com o especificado na monografia. As
medidas de rotação óptica são realizadas a 589,3 nm a 25 °C, a não ser que seja especificado de forma
diferente na monografia individual. A temperatura experimental deve ser mantida em ± 0,5 °C em
relação ao valor especificado.
Quando se emprega um polarímetro com detecção visual, deve ser utilizada a média entre pelo menos
cinco determinações, corrigidas pela leitura do branco do solvente, no caso de soluções, e o ar, no
caso de líquidos. Quando empregar um polarímetro fotoelétrico, realizar uma só medida corrigida
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 109
pelo branco do solvente, no caso de soluções, e pelo ar, no caso de líquidos. Usar o mesmo tubo do
polarímetro na mesma orientação para a amostra e para o branco.
A rotação óptica das soluções deve ser determinada em até 30 minutos após sua preparação. No caso
de substâncias que podem sofrer racemização ou mutarrotação, deve haver cuidado especial na
padronização do tempo entre o qual se prepara a solução e se realiza a leitura polarimétrica.
A exatidão e a precisão das medidas de rotação óptica podem ser ampliadas se forem tomadas as
seguintes precauções:
3) Os elementos ópticos devem estar perfeitamente alinhados, bem como a fonte de luz em relação
ao caminho óptico.
CÁLCULOS
A rotação óptica específica é calculada a partir da rotação óptica observada na solução amostra, obtida
conforme especificado na monografia correspondente.
em que
Esse ensaio se destina a determinar a quantidade de substância volátil de qualquer natureza eliminada
nas condições especificadas na monografia individual. Para sustâncias que têm água como único
constituinte volátil, é apropriado aplicar o procedimento indicado no capítulo Determinação de água
(5.2.20). O resultado se expressa em porcentagem p/p, calculado da seguinte forma:
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 110
(Pu − Ps ) 100
Pm
em que
PROCEDIMENTO
Gravimetria
Se não estiver especificado de outra maneira na monografia individual, proceder como se indica a
seguir:
Distribuir a amostra o mais uniformemente possível, agitando suavemente o pesa-filtro de modo que
se forme uma camada de aproximadamente 5 mm de espessura e, no máximo, 10 mm em caso de
materiais volumosos. Colocar o pesa-filtro contendo a amostra, destampado, junto com a tampa na
câmara de secagem. Secar a amostra nas condições especificadas na monografia. (Nota: a
temperatura especificada na monografia deve ser considerada como compreendida no intervalo de
+ 2 ºC). Abrir a câmara de secagem, tampar o pesa-filtro rapidamente, retirá-lo e permitir que atinja
a temperatura ambiente em um dessecador antes de pesá-lo.
Quando na monografia individual se especificar a dessecação até peso constante, a secagem deverá
continuar até que duas pesagens consecutivas não difiram em mais que 0,50 mg por grama de
substância pesada, realizando a segunda pesagem depois de uma hora adicional de secagem.
Se a substância funde a uma temperatura inferior àquela especificada para a determinação da perda
por secagem, manter o pesa-filtro com seu conteúdo durante uma a duas horas a uma temperatura de
5 °C a 10 °C inferior à temperatura de fusão e depois secar à temperatura especificada.
Para a análise de cápsulas, utilizar uma porção do conteúdo homogeneizado de, no mínimo, quatro
unidades. No caso de comprimidos, utilizar o pó de, no mínimo, quatro unidades.
Termogravimetria
No caso em que a monografia individual especificar que a perda por dessecação deve ser realizada
por análise termogravimétrica, proceder conforme descrito em Análise térmica (5.2.27).
No caso em que a monografia individual especificar que a perda por dessecação deve ser realizada
em balança com infravermelho ou com lâmpada halógena, proceder como se indica a seguir:
• Retirar a umidade do equipamento;
• Pesar quantidade da substância a ser analisada, distribuir o material uniformemente no coletor de
amostra e colocá-lo dentro do aparato;
• Definir o tempo e a temperatura de secagem conforme estabelecido na monografia individual.
Registrar o valor de umidade obtido.
Esse ensaio se destina a determinar a quantidade de substância que é volatilizada e expulsa nas
condições especificadas na monografia. O procedimento geralmente não é destrutivo para a
substância sob análise; entretanto, a substância pode ser convertida em outra forma, como um
anidrido ou óxido. O resultado se expressa em porcentagem p/p, calculado da seguinte forma:
𝑃𝑢 − 𝑃𝑠
𝑥 100
𝑃𝑚
em que
PROCEDIMENTO
A não ser que se especifique de outra maneira na monografia individual, proceder como se indica a
seguir:
Quando necessário, reduzir a substância a pó fino triturando-o rapidamente. Pesar, com exatidão,
quantidade entre 1 g e 2 g da substância sem tratamento adicional em um cadinho, a menos que uma
secagem preliminar a uma temperatura mais baixa, ou outro tratamento especial, seja especificada na
monografia individual. O cadinho (como exemplo: platina, porcelana, sílica, quartzo) deve ser
previamente calcinado a 500 ºC, esfriado em dessecador e tarado. Distribuir a amostra o mais
uniformemente possível, agitando suavemente o cadinho de modo que se forme uma camada de
aproximadamente 5 mm de espessura e de, no máximo, 10 mm no caso de materiais volumosos.
Colocar o cadinho em mufla, calibrada para o controle da temperatura, e conduzir a ignição a 500 ºC
± 25 ºC por um período de tempo entre duas e três horas. Abrir o equipamento, retirar o cadinho e
permitir que atinja a temperatura ambiente em um dessecador antes de pesá-lo.
Quando na monografia individual se especificar a ignição até peso constante, a ignição deverá
continuar até que duas pesagens consecutivas não difiram em mais que 0,50 mg por grama de
substância pesada, realizando a segunda pesagem depois de uma hora adicional de ignição.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 112
PROCEDIMENTO
P2 − P1
% resíduo por incineração (cinzas sulfatadas) = x100
P3
em que
Realizar este procedimento em capela exaustora bem ventilada, mas protegida de correntes de ar.
Pode ser empregado um forno mufla, se desejado, e seu uso é recomendado para a ignição final a
(600 ± 50) °C.
Pó grosso - aquele cujas partículas passam em sua totalidade pelo tamis com abertura nominal de
malha de 1,70 mm e, no máximo, 40% pelo tamis com abertura nominal de malha de 355 µm.
Pó moderadamente grosso - aquele cujas partículas passam em sua totalidade pelo tamis com abertura
nominal de malha de 710 µm e, no máximo, 40% pelo tamis com abertura nominal de malha de 250
µm.
Pó semifino - aquele cujas partículas passam em sua totalidade pelo tamis de abertura nominal de
malha de 355 µm e, no máximo, 40% pelo tamis com abertura nominal de malha de 180 µm.
Pó fino - aquele cujas partículas passam em sua totalidade pelo tamis com abertura nominal de malha
de 180 µm.
Pó finíssimo - aquele cujas partículas passam em sua totalidade pelo tamis com abertura nominal de
malha de 125 µm.
A determinação da granulometria de pós é feita pelo processo descrito abaixo, com o auxílio de
tamises, cujas características estão padronizadas na tabela anexa.
PROCEDIMENTO
A granulometria é determinada com o auxílio de tamises operados por dispositivo mecânico. Este
tipo de dispositivo reproduz os movimentos horizontais e verticais da operação manual, através da
ação mecânica uniforme. Para utilizar este dispositivo, proceda da seguinte forma:
Separar, pelo menos, quatro tamises que estejam descritos na Tabela 1, de acordo com as
características da amostra. Montar o conjunto com o tamis de maior abertura sobre o de abertura
menor. Colocar o conjunto sobre o receptor de tamises.
Acionar o aparelho, por cerca de 15 minutos, com vibração adequada. Após o término deste tempo,
utilizando um pincel adequado, remover toda a amostra retida na superfície superior de cada malha
para um papel impermeável, e pesar o pó. Pesar também o pó retido no coletor.
𝑃1
% 𝑅𝑒𝑡𝑖𝑑𝑎 𝑝𝑒𝑙𝑜 𝑡𝑎𝑚𝑖𝑠 = . 100
𝑃2
em que
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 114
O processo comparativo, salvo especificação em contrário, deve ser executado em tubos de ensaio de
vidro transparente e fundo chato, com diâmetro de 15 mm a 25 mm, do tipo empregado em ensaio
limite de impurezas. Os tubos devem uniformes.
Para a avaliação, utilizar volumes de 5 mL tanto para a preparação amostra quanto para a preparação
padrão, assegurando altura aproximada de 2,5 cm para os líquidos nos tubos. Observar os tubos
longitudinalmente contra fundo branco, sob luz difusa. É importante comparar as soluções nas
mesmas condições, inclusive de temperatura (25 °C).
PADRÕES BÁSICOS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 115
As soluções de referência de cor (SC) são obtidas a partir de três soluções básicas, a serem preparadas
e armazenadas em frascos herméticos. A partir delas, preparar a solução ou soluções especificadas
para a comparação, conforme preconizado na Tabela 1, que contém indicações de volumes para a
preparação de 20 soluções-padrão de cor (SC), designadas com as letras do alfabeto, de A a T.
Transferir os volumes indicados (deixar a água por último) e homogeneizar, diretamente, nos tubos
de comparação.
Para a determinação da concentração do analito por absorção atômica, a radiação de uma fonte de
comprimento de onda específico de acordo com o elemento analisado incide sob o vapor atômico
contendo átomos livres desse elemento no estado fundamental. A atenuação da radiação é
proporcional à concentração do analito segundo a lei de Lambert-Beer.
PROCEDIMENTO
(Método I) ou pelo Método de adição padrão (Método II). Recomenda-se o Método I, salvo quando
especificado.
Método de calibração direta (Método I): preparar no mínimo quatro soluções de referência do
elemento a ser determinado utilizando a faixa de concentração recomendada pelo fabricante do
equipamento para o analito. Todos os reagentes empregados no preparo da amostra devem ser
igualmente incluídos, nas mesmas concentrações, no preparo das soluções de referência. Após a
calibração do equipamento com solvente, introduzir no atomizador três vezes cada uma das soluções
de referência e, após a leitura, registrar o resultado. Lavar o sistema de introdução da amostra com
água após cada operação. Traçar a curva analítica para a média das absorvâncias das três leituras para
cada solução referência com a respectiva concentração. Preparar a amostra conforme indicado na
monografia, ajustando sua concentração para que essa se situe na faixa de concentração das soluções
de referência para o analito. Introduzir a amostra no atomizador, registrar a leitura e lavar o sistema
de introdução da amostra com água. Repetir essa sequência duas vezes. Determinar a concentração
do elemento pela curva analítica utilizando a média das três leituras.
Método de adição padrão (Método II): adicionar a, no mínimo, quatro balões volumétricos volumes
iguais da solução da substância a ser determinada preparada conforme indicado na monografia. Aos
balões, exceto em um, adicionar volumes determinados da solução de referência especificada de
modo a obter uma série de soluções contendo quantidades crescentes do analito. Completar o volume
de cada balão com água e homogeneizar. Após calibrar o espectrômetro com água, registrar três vezes
as leituras de cada solução. Traçar a curva analítica para a média das absorvâncias das três leituras
para cada solução versus a respectiva quantidade do analito adicionada à solução. Registrar a
quantidade do analito em módulo na amostra por extrapolação da curva analítica no eixo das abcissas.
INTERFERÊNCIAS
Interferências físicas: a utilização da preparação amostra com propriedades físicas como viscosidade
e tensão superficial diferentes da preparação padrão pode resultar em diferenças em relação à
aspiração e nebulização, levando a leituras incorretas. Deve-se sempre que possível utilizar as
preparações com as mesmas propriedades físicas e constituintes de matriz.
Interferência de ionização: ocorre, normalmente, para elementos alcalinos e alcalinos terrosos que
são facilmente ionizáveis. Quanto maior o grau de ionização, menor a absorvância. Para minimizar
interferências de ionização, é possível utilizar chamas com temperaturas mais baixas ou usar
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 118
“supressores de ionização”, que são elementos, como o césio, que se ionizam mais facilmente que o
analito, aumentando, assim, o número de átomos no estado fundamental.
INTERFERÊNCIAS
Elementos de transição: alguns íons metálicos como Cu2+ e Ni2+, se presentes em elevadas
concentrações, são reduzidos, formando precipitados que podem adsorver os hidretos voláteis.
A espectrometria de absorção atômica com geração de vapor frio é utilizada para a determinação de
mercúrio. O equipamento e os reagentes são os mesmos utilizados no sistema de geração de hidretos,
porém a cela de quartzo não precisa ser aquecida, pois o mercúrio é reduzido a mercúrio metálico,
que é volátil à temperatura ambiente. No entanto, vapor d’água pode ser transportado pelo gás de
arraste e interferir na determinação. Para solucionar esse problema, utiliza-se uma lâmpada de
infravermelho para aquecer a cela de quartzo, prevenindo a condensação de vapor d’água. Nesse caso,
normalmente não é necessário efetuar a purga, pois o comprimento de onda utilizado para a
determinação de Hg é de 253,7 nm, no qual é rara a absorção de radiação por gases da atmosfera.
A análise com o forno de grafite pode ser dividida nas seguintes etapas: secagem da amostra, pirólise,
atomização e limpeza. A passagem de uma etapa para outra é marcada pelo aumento da temperatura,
portanto, um programa especial de aquecimento deve ser planejado. Primeiramente, é realizada a
secagem da amostra; nessa etapa os solventes e ácidos residuais são evaporados. Após a secagem, a
temperatura é elevada para a remoção da matriz (etapa de pirólise). Em seguida, o aumento da
temperatura leva à atomização do analito para posterior quantificação. Finalmente, é realizada a
limpeza do forno em alta temperatura (p. ex. 2600 °C) durante poucos segundos. A temperatura e a
duração de cada etapa de aquecimento podem ser controladas; isso é essencial para o
desenvolvimento de métodos analíticos.
Curvas de atomização e pirólise são usadas para a otimização das temperaturas para tais processos.
A curva de pirólise permite determinar a temperatura máxima em que não ocorre perda do analito. A
curva de atomização permite determinar a temperatura mínima de atomização do analito com
adequada sensibilidade. Recomenda-se que as curvas de pirólise e atomização sejam feitas sempre
que uma amostra desconhecida for analisada.
INTERFERÊNCIAS
Interferências espectrais: interferências causadas por sobreposições de linhas entre átomos são pouco
comuns. A atenuação do feixe de radiação por espécies geradas durante o processo de atomização,
provenientes da matriz, é mais frequente. Para solucionar tal problema, deve-se eliminar
eficientemente a matriz. O uso de um modificador de matriz e de um corretor de fundo são essenciais
para a confiabilidade dos resultados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 120
INTERFERÊNCIAS
SOLVENTES
O solvente deve ser selecionado com cautela. Se houver diferença significativa de tensão superficial
ou viscosidade entre a amostra e a solução de referência, ocorrerão variações nas taxas de aspiração
e nebulização e, em consequência, diferenças significativas nos sinais produzidos. Assim, o solvente
empregado no preparo das amostras e das referências deve ser o mais similar possível.
PROCEDIMENTO
A espectrometria de emissão óptica com plasma indutivamente acoplado é uma técnica bastante
abrangente que possui elevada sensibilidade e característica multielementar. De maneira geral, na
espectrometria com plasma indutivamente acoplado, o aerossol da amostra é introduzido em uma
fonte de plasma, onde é evaporado e dissociado em átomos e íons livres, que são excitados. O plasma
consiste de um gás parcialmente ionizado de elevada temperatura (6000 ºC a 10 000 °C),
eletricamente neutro e com boa condutividade elétrica. Devido à alta temperatura do plasma, é gerada
uma radiação policromática decorrente da emissão de vários elementos e íons presentes na amostra.
Portanto, é necessário o uso de um monocromador com elevada capacidade de resolução para a
separação dos comprimentos de onda característicos de cada elemento. A detecção da radiação gerada
por comprimentos de onda específicos pode ser aplicada para análise qualitativa e as intensidades
destes comprimentos de onda podem ser usadas para análise quantitativa.
INSTRUMENTAÇÃO
Fontes de plasma: a mais comum é o plasma indutivamente acoplado. O plasma é gerado em uma
tocha que consiste em três tubos concêntricos geralmente de quartzo. Fluxos de gás, geralmente
argônio, são mantidos nos três compartimentos formados pelos tubos concêntricos. No
compartimento externo, o gás é utilizado para a formação do plasma. O compartimento intermediário
carreia o gás auxiliar, que é responsável por manter o plasma afastado do compartimento interno e
prevenir deposição de carbono e sais provenientes da amostra nesse compartimento. O fluxo de
argônio interno carreia o aerossol da amostra para o centro do plasma. Quando uma determinada
potência (entre 700 W e 1500 W) é aplicada pelo gerador de radiofrequência na bobina de indução,
uma corrente alternada é gerada na bobina em uma frequência de 27 MHz ou 40 MHz. Essa oscilação
na bobina resulta em um intenso campo eletromagnético na extremidade da tocha. Com o argônio
fluindo pela tocha, uma descarga elétrica de alta voltagem é aplicada no gás gerando elétrons e íons
argônio. Os elétrons são acelerados pelo campo magnético e colidem com mais átomos de argônio
gerando mais íons e elétrons. A ionização do argônio continua em uma reação em cadeia gerando o
plasma, que consiste de átomos de argônio, elétrons e íons argônio.
Sistema de detecção para espectrometria de Emissão Óptica com Plasma Indutivamente Acoplado:
todos os elementos presentes no plasma emitem radiação ao mesmo tempo, logo é necessário o uso
de um sistema de detecção multielementar. Os espectrômetros podem ser simultâneos ou sequenciais.
Para a espectrometria de emissão óptica com plasma indutivamente acoplado, tanto os espectrômetros
sequenciais, quanto os simultâneos, são amplamente utilizados. A configuração mais comum para
espectrômetros sequenciais é a Czerny-Turner. Os espectrômetros simultâneos, por outro lado, são
encontrados, basicamente, com as configurações Echelle e Paschen-Runge.
INTERFERÊNCIAS
A sobreposição das linhas de emissão é uma das principais interferências para a espectrometria de
emissão óptica com plasma indutivamente acoplado. Este tipo de interferência pode ser eliminado
com o uso de espectrômetros de alta resolução e procedimentos de correção de fundo. Muitas
interferências espectrais são observadas na faixa de 200 nm a 400 nm, na qual mais de 200 000 linhas
de emissão atômica e bandas moleculares são observadas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 122
SOLVENTES
O solvente ideal para a espectrometria de emissão óptica com plasma indutivamente acoplado
interfere o menos possível nos processos de emissão. O tipo de solvente deve ser selecionado com
cautela. Se houver diferença significativa de tensão superficial ou viscosidade entre a amostra e a
solução de referência, ocorrerão variações nas velocidades de aspiração e nebulização e, em
consequência, diferenças significativas nos sinais produzidos. Assim, os solventes empregados no
preparo das amostras e das soluções de referência devem ser o mais similar possível.
PROCEDIMENTO
INSTRUMENTAÇÃO
Assim como na espectrometria de emissão óptica com plasma indutivamente acoplado (5.2.13.2.2),
a espectrometria de massas com plasma indutivamente acoplado consiste de duas unidades principais:
o gerador de sinal e o processador de sinal. A diferença fundamental é que, na espectrometria de
massas com plasma indutivamente acoplado, o processador de sinal é compreendido por uma
interface, um analisador de massas e uma unidade de aquisição de dados. A interface é responsável
pela amostragem e o transporte eficiente dos íons do plasma à pressão atmosférica (760 Torr) até o
separador de massa (10-6 Torr) é feita pela redução de pressão através da aplicação de vácuo. A
interface consiste em dois cones metálicos com orifícios muito pequenos (da ordem de 1 mm de
diâmetro). Após a geração dos íons no plasma, eles passam pelo primeiro cone (cone de amostragem)
e, logo após, pelo segundo cone (skimmer). Após a passagem dos íons pelo skimmer, devido à
expansão, há a necessidade de que os mesmos sejam focados para garantir sua chegada até o
analisador de massas. Os íons são focados pela ação de uma lente iônica ou conjunto de lentes iônicas,
que consiste de um cilindro (ou uma série de cilindros ou placas perfuradas) metálico oco submetido
a uma diferença de potencial (normalmente na faixa de 2 a 15 V de corrente contínua). Grande parte
dos espectrômetros de massas com plasma indutivamente acoplado comercializados atualmente
utiliza o quadrupolo como separador de massas. O quadrupolo consiste em quatro barras metálicas
cilíndricas ou hiperbólicas de mesmo comprimento e diâmetro. Pela aplicação combinada de corrente
contínua (cc) e de corrente alternada (ca) aos eletrodos (quadrupolo), somente os íons com uma
determinada razão massa/carga (m/z) são conduzidos através do quadrupolo. Os demais íons colidem
com os eletrodos ou são removidos do interior do quadrupolo. Desta forma, os íons são
sequencialmente separados pelo quadrupolo. Vários tipos de detectores podem ser utilizados para
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 123
coletar os íons na saída do quadrupolo e converter em sinal elétrico, mas os mais populares são os de
dinodos discretos, copo de Faraday (Faraday Cup) e Chaneltron.
INTERFERÊNCIAS
As interferências não espectrais podem surgir por vários motivos: deposição sobre os cones da
interface, presença de outro elemento facilmente ionizável, efeito espaço carga, entre outros. No
entanto, a maioria das interferências não espectrais pode ser corrigida pelo uso de padrão interno.
Neste caso, o padrão interno deve possuir razão massa/carga e potencial de ionização semelhante ao
analito. Escândio e Ródio, por exemplo, são amplamente utilizados como padrão interno para
elementos com baixa e alta razão massa/carga, respectivamente.
SOLVENTES
O solvente ideal para a espectrometria de massas com plasma indutivamente acoplado deve interferir
o menos possível nos processos de ionização. O tipo de solvente deve ser selecionado com cautela.
Se houver diferença significativa de tensão superficial ou viscosidade entre a amostra e a solução de
referência, ocorrerão variações nas velocidades de aspiração e nebulização e, em consequência,
diferenças significativas nos sinais produzidos. Assim, os solventes empregados no preparo das
amostras e das soluções de referência devem ser o mais similar possível.
PROCEDIMENTO
O equipamento deve ser operado de acordo com as instruções do fabricante e com o isótopo adequado
para cada elemento. Ajustar o zero com o solvente injetado no equipamento. As determinações são
feitas por comparação com soluções de referência, contendo concentrações conhecidas dos analitos.
As determinações podem ser feitas pelo Método de Calibração Direta (Método I), pelo Método de
Adição Padrão (Método II) ou pelo Método de Padrão Interno (Método III).
Método de Calibração Direta (Método I). Preparar ao menos quatro soluções de referência dos
analitos, abrangendo a faixa de concentrações recomendada pelo fabricante do equipamento para os
elementos em análise. Todos os reagentes empregados no preparo da solução amostra devem ser
igualmente incluídos, nas mesmas concentrações, às soluções de referência. Após a calibração do
equipamento com solvente, injetar, três vezes, cada uma das soluções de referência e, após a
estabilização da leitura, registrar o resultado, lavando o sistema com o solvente após cada injeção.
Traçar a curva analítica, plotando a média das leituras de cada grupo de três, com a respectiva
concentração. Preparar a solução da substância a ser determinada conforme indicado na monografia,
ajustando sua concentração para que esta fique dentro da faixa das concentrações das soluções de
referência. Introduzir a amostra no equipamento, registrar a leitura e lavar o sistema com solvente.
Repetir esta sequência duas vezes e, adotando a média de três medições, determinar a concentração
do analito pela curva analítica.
Método de Adição Padrão (Método II). Adicionar a cada um de, pelo menos, quatro balões
volumétricos similares, volumes iguais de solução da substância a ser determinada, preparada
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 124
conforme indicado na monografia. Juntar a todos os balões, com exceção de um, volumes medidos
da solução de referência especificada, de modo a obter uma série de soluções contendo quantidades
crescentes dos analitos. Diluir convenientemente o volume de cada balão com água. Após calibrar o
espectrômetro com água, como indicado acima, registrar três vezes as leituras de cada solução.
Método de Padrão Interno (Método III). Preparar ao menos quatro soluções de referência dos
analitos, abrangendo a faixa de concentrações recomendada pelo fabricante do equipamento para os
analitos. Todos os reagentes empregados no preparo da solução amostra devem ser igualmente
incluídos, nas mesmas concentrações, às soluções de referência. O padrão interno deve ser adicionado
em todas as soluções (solvente, soluções de referência e amostras), com concentração fixa e na mesma
ordem de grandeza dos analitos. Após a calibração do equipamento com solvente, injetar, três vezes,
cada uma das soluções de referência e, após a estabilização da leitura, registrar o resultado, lavando
o sistema com o solvente após cada injeção. Traçar a curva analítica, plotando um gráfico da razão
entre a média das intensidades das leituras de cada grupo de três e a intensidade do padrão interno,
com a respectiva concentração. Preparar a solução da substância a ser determinada conforme indicado
na monografia, ajustando sua concentração para que esta fique dentro da faixa das concentrações das
soluções de referência. Injetar a amostra no equipamento, registrar a leitura e lavar o sistema com
solvente. Repetir esta sequência duas vezes e, adotando a média de três medições, determinar a
concentração do analito pela curva analítica.
RADIAÇÃO ELETROMAGNÉTICA
A radiação eletromagnética é uma forma de energia que se propaga como ondas e, geralmente, pode
ser subdividida em regiões de comprimento de onda característico. Ainda, pode ser considerada,
também, como um fluxo de partículas denominadas fótons (ou quanta). Cada fóton contém
determinada energia cuja magnitude é proporcional à frequência e inversamente proporcional ao
comprimento de onda. O comprimento de onda (l) é, geralmente, especificado em nanômetros, nm
(10-9 m), e em alguns casos em micrômetros, µm (10-6 m). No caso do infravermelho, a radiação
eletromagnética pode ser, também, descrita em termos de número de onda e expressa em cm -1. As
faixas de comprimento de onda de energia eletromagnética de interesse para a espectrofotometria são
as descritas na Tabela 1.
INTERAÇÃO ENERGIA-MATÉRIA
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 125
A energia total da molécula envolve a energia derivada da vibração (energia vibracional, devida ao
movimento relativo de átomos ou grupos de átomos constituintes da molécula); da rotação (energia
rotacional, devida à rotação da molécula em torno de um eixo) e, normalmente, da energia eletrônica,
gerada pela configuração de elétrons na molécula.
As moléculas ao absorverem energia sofrem uma transição para um estado de maior energia ou estado
excitado. A passagem ao estado excitado não é de natureza contínua, realizando-se, geralmente, em
etapas chamadas de transições. Na região do ultravioleta e visível, as transições são eletrônicas e
ocorrem em porções da molécula chamadas de cromóforos. Estas transições compreendem
promoções de elétrons de orbitais moleculares ocupados, geralmente, σ e π ligantes e não ligantes,
para os orbitais de energia imediatamente superiores, antiligantes π* e σ*.
Na região do infravermelho médio (MIR), ocorrem somente transições de energia vibracional por ser
a radiação nesta região insuficientemente energética para promover transições eletrônicas. As
vibrações induzidas por radiação infravermelha compreendem estiramentos e tensionamentos de
ligações inter-atômicas e modificações de ângulos de ligações.
Os espectros no infravermelho próximo (NIR) são caracterizados pela absorção da radiação por
sobretons e combinação de modos vibracionais fundamentais de ligações como C-H, N-H, O-H e S-
H. As bandas de um espectro NIR, são, geralmente, mais fracas que as bandas do espectro MIR.
Informações químicas e físicas, de característica qualitativa e quantitativa, podem ser obtidas a partir
do espectro NIR. Porém, a comparação direta entre o espectro da amostra e da substância química de
referência não é recomendada.
A espectrofotometria NIR é amplamente utilizada para análises físicas e químicas, como por
exemplo: quantificação e identificação de princípios ativos e excipientes, identificação de formas
cristalinas e polimorfas, determinação do tamanho de partícula, padrão de desintegração e controle
de processo.
I
T=
I0
I
A = log10 0
I
Reflexão difusa: é a medida da razão da intensidade da luz refletida pela amostra e da luz refletida
por uma superfície refletiva de referência. A radiação não absorvida é refletida em direção ao detector.
Transreflexão: esse modo é a combinação dos modos de transmissão e reflexão. Na medida por
transreflexão, um espelho ou uma superfície refletiva é usado para refletir a radiação transmitida
através da amostra, incidindo uma segunda vez na mesma para, então, dobrar o caminho óptico. A
radiação não absorvida é refletida em direção ao detector.
Os compartimentos utilizados para receber a amostra são denominados de cubetas, que devem
apresentar janelas que sejam transparentes na região espectral de interesse. Para a região do UV, são
necessárias cubetas de quartzo, ao passo que, para a região do VIS, pode-se empregar cubetas de
vidro ou acrílico.
segundo. Nestes instrumentos, o sistema dispersivo é um espectrógrafo de rede colocado após a célula
da amostra.
Células de transmissão, acessórios para reflexão difusa e reflexão total atenuada são os acessórios
mais comuns para a aquisição dos espectros.
A identificação de diversas substâncias farmacêuticas pode ser feita utilizando as regiões ultravioleta,
visível, infravermelho médio e infravermelho próximo. De maneira geral, a espectrofotometria nas
regiões UV/VIS requer soluções com concentração na ordem de 10 mg mL-1 da substância, ao passo
que para o MIR e NIR são necessárias concentrações na ordem de 100 mg mL-1. Apesar de mais
sensível, os espectros obtidos nas regiões do UV/VIS apresentam menor especificidade quando
comparados com os espectros na região do MIR. No caso do MIR, as medidas realizadas utilizando
os modos de reflexão (difusa e total atenuada) fornecem informação espectral equivalente àquela
obtida pelo modo de transmissão. Quando possível, deve ser feita a comparação do espectro obtido
frente ao espectro da substância química de referência.
ácidas e alcalinas diluídas. Deve-se verificar se os solventes não absorvem na região espectral que
está sendo utilizada.
Os espectros de transmissão de amostras sólidas são obtidos a partir da sua dispersão em óleo mineral
ou mediante a preparação de pastilhas de haletos de potássio e sódio. Dispersões da amostra são
preparadas triturando-se cerca de 5 mg da substância em uma gota de óleo mineral de grau
espectroscópico. A pasta obtida é espalhada entre duas janelas de brometo de potássio ou cloreto de
sódio. Para o preparo das pastilhas, cerca de 1 mg da amostra é triturada com aproximadamente 300
mg de brometo de potássio de grau espectroscópico.
Para amostras sólidas em pó opacas à transmissão da radiação infravermelha, o espectro pode ser,
também, adquirido mediante a utilização de acessório para reflexão difusa. Neste acessório, a
radiação infravermelha incide diretamente na amostra em pó. Parte da radiação é absorvida e em
seguida refletida de forma difusa em direção ao detector. Neste caso a amostra na forma de pó é
misturada com brometo de potássio em concentração de, aproximadamente, 5% (p/p) e disposta no
acessório de reflexão difusa.
Por fim, o espectro de amostras sólidas em pó e pastosas pode ser obtido utilizando acessório para
reflexão total atenuada. A amostra na forma de pó é disposta sob o cristal de alto índice de refração
onde entra em contato com a radiação infravermelha, não exigindo preparo prévio da amostra.
Espectrofotometria no UV/VIS
A análise espectrofotométrica quantitativa por absorção tem como princípio a relação direta existente
entre a quantidade de luz absorvida e a concentração da substância, também conhecida como lei de
Beer.
Quando a concentração (c) é expressa em mol. L-1 e o caminho óptico (b) em centímetro, a equação
torna-se:
A=bc
em que
Sabendo-se que a transmitância é o quociente entre a intensidade da radiação transmitida pela solução
(I) e a intensidade da radiação incidente (I0), tem-se:
log10 (I0/I) = A = b c
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 129
A intensidade da absorção da luz ultravioleta por substâncias cromóforas é, em geral, expressa como
absortividade molar, nas condições de máxima absorção. Se a massa molar da substância não for
conhecida, é possível expressar a intensidade de absorção pela equação da absortividade específica –
A (1%, 1 cm):
A (1%, 1 cm) = A / b c
A quantificação por meio da espectrofotometria no NIR pode ser realizada utilizando dados obtidos
de um método de referência ou a partir de um conjunto de calibração com amostras de composição
conhecida. Os espectros podem ser obtidos utilizando os modos de transmissão e reflexão com o
auxílio de acessórios adequados. Num primeiro momento os dados espectrais são tratados através de
transformações matemáticas, com o objetivo de reduzir fontes de variações indesejadas antes da etapa
de calibração. O processo de calibração consiste na construção de um modelo matemático que
relaciona a resposta do espectrofotômetro a uma propriedade da amostra. Existe uma série de
algoritmos quimiométricos que podem ser utilizados na calibração. Geralmente, estes algoritmos
estão disponíveis em softwares e disponibilizados junto com o espectrofotômetro. Os principais
algoritmos de calibração são: regressão linear múltipla (do inglês, multiple linear regression - MLR),
mínimos quadrados parciais (do inglês, partial least squares - PLS) e regressão de componentes
principais (do inglês, principal component regression - PCR).
A validação da linearidade do método NIR envolve a demonstração da resposta linear da técnica para
amostras distribuídas através de uma faixa definida de calibração. O coeficiente de correlação, r, não
é uma ferramenta adequada para verificação de linearidade, mas é a medida da variação dos dados
que é adequadamente modelada pela equação. A melhor maneira de demonstrar a linearidade dos
métodos NIR é por meio da avaliação estatística dos valores da inclinação e intercepto obtidos para
o conjunto de validação.
A faixa de trabalho dos valores de referência do analito do conjunto de validação define a faixa de
trabalho do método NIR. Controles devem ser estabelecidos para garantir que os resultados fora da
faixa de trabalho não sejam aceitos. A validação de um método NIR deve gerar um valor anômalo
quando uma amostra contendo o analito fora da faixa de trabalho for analisada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 130
A exatidão de um método NIR é demonstrada pela correlação dos resultados NIR com os dados da
técnica de referência. Além disso, a exatidão pode ser verificada a partir da proximidade do erro
padrão de predição (SEP) com o erro do método de referência. O erro do método de referência deve
ser conhecido com base nos valores históricos. Diferentes métodos estatísticos podem ser utilizados
para verificar diferenças estatísticas entre os resultados obtidos pelo método NIR e o método de
referência.
A precisão de um método NIR expressa a concordância entre uma série de medidas obtidas sob
condições pré-determinadas. Há dois níveis de precisão que podem ser considerados: a repetibilidade
e a precisão intermediária. A precisão de um método NIR é tipicamente expressa como coeficiente
de variação.
A robustez do método NIR pode ser verificada por meio de mudanças de parâmetros do método,
como: condições ambientais, temperatura da amostra, características da amostra e mudanças
instrumentais.
DEFINIÇÕES
EQUIPAMENTO
O fluorímetro de filtro compreende fonte de luz, filtro primário, câmara de amostra, filtro secundário
e sistema de detecção. Nos fluorímetros deste tipo, o detector encontra-se disposto a 90° em relação
à luz incidente. Tal disposição em ângulo reto permite que a luz incidente atravesse a solução da
amostra sem interferir com o sinal fluorescente captado pelo detector. Tal mecanismo não impede
que parte da luz difusa atinja o detector devido às propriedades difusoras inerentes às soluções ou em
função da presença de partículas sólidas suspensas. Esta dispersão residual é controlada com emprego
de filtros. O filtro primário seleciona a radiação de comprimento de onda apropriado à excitação da
amostra enquanto o filtro secundário seleciona a radiação fluorescente de comprimento de onda
maior, bloqueando o acesso da radiação dispersa ao detector.
Espectrofotômetros de fluorescência, por sua vez, diferenciam-se de fluorímetros por não disporem
de filtros e sim de monocromadores de prisma ou de grade de difração, proporcionando maior
seletividade de comprimento de onda e flexibilidade.
Os monocromadores, por sua vez, dispõem de ajuste de largura de fenda. Fendas estreitas propiciam
maior resolução e menor ruído espectral enquanto fendas largas asseguram maior intensidade de luz
em detrimento destas características. A largura de fenda a ser adotada é função da diferença entre os
comprimentos de onda da luz incidente e emitida, assim como do nível de sensibilidade necessário à
análise.
A câmara de amostra geralmente permite uso de tubos redondos e cubetas quadradas, semelhantes às
empregadas em espectrofotometria de absorção, salvo pela necessidade de as quatro paredes verticais
serem polidas. Volumes de amostra da ordem de 2 a 3 mL são adequados, embora alguns instrumentos
possam estar dotados de cubetas pequenas, com capacidade para 0,1 a 0,3 mL, ou ainda de suportes
para capilares que requerem volumes ainda menores.
Calibração do equipamento
Para fins quantitativos, é fundamental que a intensidade da fluorescência guarde relação linear com a
concentração da amostra dentro de limites compatíveis com a técnica. Se a solução for muito
concentrada, parte significativa da luz incidente será absorvida na periferia da cubeta e menor será a
quantidade de radiação a alcançar a região central. Isto significa que a própria substância atuará como
“filtro interno”. Todavia, tal fenômeno é raro, considerando-se que a espectrofotometria de
fluorescência é uma técnica de elevada sensibilidade, permitindo o emprego de soluções de
concentrações da ordem de 10-5 a 10-7 M.
Devido aos limites de concentração usualmente estreitos nos quais a fluorescência é proporcional à
concentração da substância, tem-se como regra a obediência à relação (c-d)/(a-b) = 0,40 a 2,50. Neste
caso, a é a intensidade de fluorescência da solução de referência, b é a intensidade do branco
correspondente, c é a intensidade da solução amostra e d é a intensidade do branco correspondente.
As determinações de fluorescência são sensíveis à presença de partículas sólidas nas soluções. Tais
impurezas reduzem a intensidade do feixe incidente, produzindo falsas leituras elevadas devido a
reflexões múltiplas na cubeta. É, portanto, necessário eliminar estes sólidos por centrifugação ou
filtração antes da leitura, levando em consideração, contudo, que alguns papéis de filtro podem conter
impurezas fluorescentes.
Algumas substâncias fluorescentes são sensíveis à luz e, quando expostas à radiação luminosa intensa
do espectrofotômetro de fluorescência, podem se decompor em produtos mais ou menos
fluorescentes. Tal efeito pode ser detectado observando-se a resposta do detector em relação ao tempo
e atenuado com a redução da intensidade luminosa incidente pela utilização de filtros.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 133
A nefelometria (ou difusimetria), por sua vez, compreende a medida da intensidade de luz difundida
(refletida) pelas partículas em suspensão, em ângulo reto ao feixe de luz incidente. Mais uma vez,
além de nefelômetros, é possível o emprego de colorímetros e espectrofotômetros na medida
nefelométrica. Para tanto, cabe modificá-los de forma a permitir a captação perpendicular ao ângulo
da luz incidente, seja por transferência da fonte de luz, seja por alteração de posição do detector.
Fluorímetros, a exemplo de nefelômetros, destinam-se à medida de luz dispersa (posicionamento do
detector em ângulo de 90º em relação à luz incidente) sendo, portanto, compatíveis com a
nefelometria.
Turbidância
𝑃0 𝑏𝑑3
𝑆= 𝑘 4
𝑃 𝑑 + 4
em que
Uma suspensão avaliada em dado instrumento, sob luz monocromática, apresenta turbidância que
corresponde ao produto da concentração C por uma constante de proporcionalidade k, que combina
os demais parâmetros da equação acima. Tem-se, portanto, S = kC, expressão da lei de Lambert-Beer,
permitindo que procedimentos turbidimétricos e nefelométricos sejam análogos aos adotados em
espectrofotometria. É, contudo, relevante observar que a proporcionalidade só é verdadeira para
suspensões muito diluídas, pois reflexões secundárias provocam excessivo desvio de linearidade
quando o número de partículas em suspensão ultrapassa determinado limite.
PROCEDIMENTO
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 134
Comparação visual
Medidas de turbidez podem ser executadas por comparação visual, técnica pela qual a suspensão da
amostra é confrontada com suspensão ou suspensões-padrão. Para tanto, empregar tubos de ensaio
idênticos, de fundo plano, com 70 mL de capacidade e cerca de 23 mm de diâmetro interno. Os tubos
devem ser comparados horizontalmente sobre fundo escuro, com incidência de luz lateral.
5.2.17 CROMATOGRAFIA
EQUIPAMENTOS E PROCEDIMENTOS:
Os equipamentos utilizados para a cromatografia em camada delgada consistem em: placa, cuba ou
câmara de eluição, fase estacionária, fase móvel, sistema revelador. As placas geralmente são de
vidro, alumínio ou material plástico. Os tamanhos variam conforme a seguir: 20 cm x 20 cm; 10 cm
x 20 cm; 10 cm x 10 cm; 5 cm x 10 cm.
As sílicas comerciais possuem tamanhos de poros variáveis, entre 40 e 150 Ângstrons. Os tamanhos
de partículas variam de 5 a 40 μm, com média de 10 a 15 μm, dependendo do fabricante.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 135
Os tamanhos de poros de sílica mais comuns comercialmente são 40, 60, 80 e 100 Ângstrons, sendo
a sílica 60 Ângstrons a mais versátil e amplamente utilizada. As sílicas são utilizadas para a separação
de compostos lipofílicos, como aldeídos, cetonas, fenóis, ácidos graxos, aminoácidos, alcaloides,
terpenoides e esteroides, usando-se o mecanismo de adsorção.
Alumina – Depois da sílica, é o adsorvente mais utilizado. As propriedades físicas da alumina são
similares às da sílica em termos de tamanho de partícula, diâmetro médio do poro e superfície. São
disponíveis comercialmente alumina ácida (pH 4,0 - 4,5), neutra (7,0 - 8,0) e básica (9,0 - 10,0).
Assim como a sílica, a alumina separa os componentes das amostras por polaridade, por meio de
ligações de hidrogênio, interação ácido-base de Lewis ou interações dipolo-dipolo. A seletividade da
alumina na CCD de adsorção é similar à sílica-gel, sendo a alumina um adsorvente melhor que a
sílica para a separação de substâncias ácidas lipofílicas. A alumina de caráter ácido atrai fortemente
substâncias básicas, enquanto a alumina de caráter básico atrai mais fortemente substâncias ácidas.
A alumina retém substâncias aromáticas mais fortemente que a sílica-gel. Tem o inconveniente de
promover a catálise de algumas reações de substâncias lábeis. É empregada na separação de vitaminas
lipossolúveis, alcaloides, certos antibióticos e hidrocarbonetos policíclicos.
Poliamida - Em contraste com a celulose, a poliamida é uma resina sintética. Dois tipos de poliamida
são utilizados: poliamida 6 e poliamida 11. A poliamida 6 vem da aminopolicaprolactama, enquanto
a poliamida 11 é preparada a partir do ácido poliaminoundecanóico. Poliamidas são utilizadas para a
separação de compostos polares que são capazes de interagir com o grupo amida por ligações de
hidrogênio devido à sua estrutura molecular. Dentre elas estão aminoácidos e derivados,
benzodiazepínicos, ácidos carboxílicos, ciclodextrinas, ácidos graxos, flavonoides, conservantes e
praguicidas.
Identificação
A posição final de cada mancha é designada pelo Rf (fator de retenção). Após a revelação da
cromatoplaca, mede-se a distância atingida por cada mancha a partir da origem. Essa distância é uma
fração da distância total percorrida pelo solvente na fase estacionária.
Rf = (distância atingida pela mancha a partir da origem) / (distância percorrida pelo solvente desde a
origem)
O cromatograma é desenvolvido pela passagem lenta da fase móvel sobre a camada de papel. O
desenvolvimento pode ser ascendente, no caso de solvente carreado para cima através de forças
capilares, ou descendente, no caso em que o fluxo do solvente é auxiliado por força da gravidade.
A forma mais simples da cromatografia em papel é a cromatografia ascendente que utiliza uma tira
de papel de comprimento e largura variáveis, em função da cuba cromatográfica a ser utilizada.
Este método é muito útil para separar substâncias muito polares, como açúcares e aminoácidos. Possui
o inconveniente de se poder aplicar pouca quantidade de substância de cada vez. Deve-se procurar
trabalhar nas condições mais próximas possíveis, de qualidade e quantidade, entre padrão e amostra,
usando-se o mesmo papel, fase móvel, temperatura, etc.
EQUIPAMENTO E PROCEDIMENTOS
Utilizar papel de filtro especial para cromatografia, cortado no sentido das fibras em tiras de
comprimento variável e largura de, no mínimo, 2,5 cm. Existem vários tipos de papel para
cromatografia com finalidades diferentes para separação de substâncias hidrófilas ou hidrofóbicas,
orgânicas ou inorgânicas, anfóteras ou com muitas hidroxilas, entre outras.
Para cromatografia descendente, utilizar cuba com tampa provida de orifício central, fechado por
rolha de vidro ou outro material inerte. Na parte superior da cuba, há uma cubeta suspensa, que
contém dispositivo para prender o papel (geralmente haste ou bastão de vidro). De cada lado da cubeta
há guias de vidro, que sustentam o papel, de modo a não tocar nas paredes da cuba cromatográfica.
A largura do papel cromatográfico não pode ser superior à da cubeta suspensa e a altura deve ser
aproximadamente igual à altura da câmara cromatográfica.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 137
Para cromatografia ascendente, na parte superior da cuba há dispositivo que permite sustentar o papel
cromatográfico e que pode descer sem abrir a câmara cromatográfica. Manipula-se o papel com
cuidado e pelas pontas, e cortam-se tiras em tamanhos que possam ser contidos nas cubas. É
importante cortar o papel seguindo o eixo das fibras, pois a celulose está orientada neste sentido, o
que facilitará a passagem da fase móvel. A tira de papel não deve tocar as paredes da cuba.
Ao adicionar o papel na cuba (não se deve demorar a colocar o papel para não haver perda de
saturação), cuidar para que a amostra não entre em contato direto com o eluente, deixando que
ascenda ou descenda pela superfície do papel, apenas por capilaridade.
Quando a técnica utilizada for a de cromatografia ascendente, traçar linha fina com lápis a 3 cm da
borda inferior do papel; se a cromatografia é descendente, traçar linha à distância, tal que a mesma
fique poucos centímetros abaixo da vareta que prende o papel na cubeta do eluente. Deve-se marcar
também a linha de chegada da fase móvel (ou frente do solvente), geralmente distando 10 cm do
ponto de partida.
O nível da fase móvel deve ficar abaixo do ponto de partida da substância, devendo, sempre, haver
uma boa vedação da cuba cromatográfica para que não se perca o vapor desta fase. No final da corrida,
esperar secar o papel e submetê-lo a algum processo de revelação.
CROMATOGRAFIA DESCENDENTE
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 138
Na cromatografia descendente, a fase móvel possui um fluxo voltado para baixo e conta com a ação
da gravidade.
Introduzir na câmara uma camada de eluente especificado na monografia, tampar e deixar em repouso
por 24 horas. Aplicar a amostra no papel, colocando-o adequadamente sobre as guias de maneira que
a extremidade superior permaneça dentro da cubeta suspensa e prendê-lo com a vareta de vidro.
Fechar a cuba e deixar em repouso por uma hora e meia. Em seguida, através do orifício na tampa,
introduzir o eluente na cubeta. Desenvolver o cromatograma até a distância ou tempo prescritos,
protegendo o papel da incidência de luz direta. Remover o papel, marcar o percurso da fase móvel,
secar e visualizar da maneira prescrita na monografia.
CROMATOGRAFIA ASCENDENTE
O fluxo ascendente da fase móvel sobre o papel cromatográfico é permitido pela ação da capilaridade.
Colocar no fundo da câmara recipiente contendo o eluente, fechar a cuba e mantê-la em repouso por
24 horas. Aplicar a amostra no papel introduzindo-o na cuba e deixar em repouso por uma hora e
meia. Sem abrir a câmara, baixar o papel de modo a colocar sua extremidade inferior em contato com
o eluente e desenvolver o cromatograma até a distância ou tempo prescritos. Retirar o papel, marcar
o percurso do eluente, secar e visualizar da maneira prescrita na monografia.
EQUIPAMENTO
PROCEDIMENTO
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 139
Iniciar o preparo da coluna, se necessário, vedando-se a parte inferior, na base do tubo, próxima à
torneira, com um pedaço de algodão ou lã de vidro a fim de impedir a passagem do material
adsorvente e a entrada de ar (evitando formação de bolhas). Preencher, então, uniformemente o tubo
(conforme altura especificada) com esse material adsorvente (tal como alumina ativada ou sílica-gel,
sílica diatomáceas ou sílica calcinada), previamente suspensa na fase móvel (sistema de solventes),
realizando a retirada do excesso de eluente. Após a sedimentação do material adsorvente, aplicar a
mistura de substâncias previamente solubilizada em uma pequena quantidade de solvente, no topo da
coluna, até que penetre no material adsorvente. Uma certa quantidade de solvente pode ser adicionada
ao topo para ajudar na adsorção das substâncias no material adsorvente, deixando-se, em seguida,
sedimentar por ação da gravidade ou pela aplicação de pressão positiva de ar, ficando a mistura
adsorvida em uma estreita faixa horizontal no topo da coluna. A taxa de movimentação de uma
determinada substância é determinada ou afetada por diversas variáveis, incluindo a baixa ou alta
adsortividade do material adsorvente, o tamanho de partícula e a área superficial (superfície de
contato), a natureza e a polaridade do solvente, a pressão aplicada e a temperatura do sistema
cromatográfico.
Na cromatografia de partição, as substâncias a serem separadas são repartidas entre dois líquidos
imiscíveis, um dos quais, a fase estacionária, é adsorvido em um suporte sólido, apresentando assim
uma área de superfície bastante ampla para o solvente circulante ou fase móvel. O elevado número
de sucessivos contatos entre líquido-líquido permite uma separação efetiva, a qual não ocorre através
da extração líquido-líquido habitual.
O suporte sólido geralmente é polar, enquanto a fase estacionária adsorvente é mais polar do que a
fase móvel. O suporte sólido mais utilizado consiste em terra silicosa cromatográfica, cujo tamanho
de partícula é satisfatório para a vazão apropriada do eluente. Na cromatografia de partição de fase
reversa, a fase estacionária adsorvida é menos polar do que a fase móvel, e o adsorvente sólido, torna-
se apolar por tratamento com um agente silanizante (ex.: diclorodimetilsilano; parafinas), para
produzir uma areia cromatográfica silanizada.
O desenvolvimento e a eluição são atingidos por meio da “corrida” do solvente circulante. O solvente
(fase móvel) geralmente é saturado com o solvente (fase estacionária) antes do uso. No caso de
cromatografia de partição líquido-líquido convencional, o grau de partição de um determinado
composto entre as duas fases líquidas é expresso por meio de seu coeficiente de partição ou
distribuição.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 140
Suporte sólido –– Utilizar areia de sílica purificada. Para cromatografia de partição em fase reversa,
utilizar areia de sílica cromatográfica.
Fase móvel –– Utilizar o solvente ou solução especificados na monografia individual. Equilibrar com
água, se a fase estacionária for uma solução aquosa; se a fase estacionária for um solvente polar
orgânico, equilibrar com este solvente.
Transferir a fase móvel para o espaço da coluna sobre a parte preenchida, e deixar fluir pela coluna
sob a ação da gravidade. Umedecer a ponta da coluna cromatográfica com cerca de 1 mL da fase
móvel antes de cada mudança de composição da fase móvel e após completar a eluição. Se o analito
for introduzido na coluna como uma solução da fase móvel, deixá-lo eluir completamente pela coluna
preenchida, então adicionar a fase móvel em várias porções menores, permitindo que cada uma seja
completamente removida antes de adicionar a fase móvel estocada.
Utilizar como fase estacionária resina de troca iônica. A troca de íons consiste em intercâmbio
reversível de íons presentes na solução com íons do polímero resinoso (celulose modificada ou
suporte de sílica-gel). A escolha da resina, forte ou fraca, aniônica ou catiônica, dependerá em grande
parte do pH no qual deverá ocorrer a troca iônica e da natureza dos íons (ânions ou cátions) a serem
trocados. As resinas fortemente ácidas e fortemente básicas são convenientes para a maioria das
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 141
aplicações analíticas. Emprega-se, na prática, grande excesso (200% a 300%) de resina sobre a
quantidade da amostra estequiometricamente calculada; a capacidade das resinas varia de 2 mM/g a
5 mM/g (peso seco).
Tratamento da resina e preparo da coluna - Suspender a resina de troca iônica em água e deixar em
repouso por 24 horas. Introduzi-la em coluna adequada e, tratando-se de resina aniônica, convertê-la
em básica passando pela coluna, solução de hidróxido de sódio SR, à velocidade de 3 mL/minuto, até
que o eluato forneça reação negativa para íon cloreto. Passar, em seguida, água isenta de dióxido de
carbono. Em caso de resina catiônica, a conversão para a forma ácida se dá pela passagem de ácido
clorídrico SR pela coluna, seguida de lavagem com água isenta de dióxido de carbono até que o eluato
forneça reação neutra.
Desenvolve-se coluna de troca iônica de maneira análoga à descrita para cromatografia de adsorção.
Terminada a operação, regenera-se a resina lavando-a com hidróxido de sódio SR (colunas aniônicas)
ou com ácido clorídrico SR (colunas catiônicas) e, em seguida, com água isenta de dióxido de carbono
até que forneça reação neutra.
APARELHAGEM
O equipamento utilizado consiste em um reservatório que contém a fase móvel, uma bomba com a
finalidade de impelir a fase móvel pelo sistema cromatográfico, um injetor para introduzir a amostra
no sistema, uma coluna cromatográfica, um detector e um dispositivo de captura de dados, como um
software, integrador ou registrador. Além de receber e enviar informações para o detector, softwares
são utilizados para controlar todo o sistema cromatográfico, proporcionando maior operacionalidade
e logística de análise.
Após dissolver a amostra na fase móvel ou em outro solvente adequado, a solução é injetada no
sistema cromatográfico, de forma manual, utilizando seringa apropriada, ou por meio de um injetor
ou amostrador automático. Este consiste em um carrossel ou bandeja, capaz de acomodar diversos
frascos contendo as amostras. Alguns amostradores automáticos podem ser programados para injetar
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 142
diferentes volumes de amostra, diversas quantidades de injeções, controlar o intervalo entre injeções
e outras variáveis operacionais.
Quando se trabalha a altas pressões, uma válvula de injeção é essencial. Essa apresenta um sistema
calibrado, com volume definido, denominado anel de injeção ou alça de amostragem, que será
preenchido com a solução a ser analisada que, posteriormente, será transferida para a coluna.
Para a maioria das análises farmacêuticas, a separação é alcançada por partição dos componentes,
presentes na solução a ser analisada, entre as fases móvel e estacionária. Sistemas que consistem de
fases estacionárias polares e fases móveis apolares são definidos como cromatografia em fase normal,
enquanto o oposto, fases móveis polares e fases estacionárias apolares, são denominados de
cromatografia em fase reversa. A afinidade de uma substância pela fase estacionária e,
consequentemente, seu tempo de retenção na coluna, é controlado pela polaridade da fase móvel.
Os detectores de índice de refração medem a diferença entre o índice de refração da fase móvel pura
e da fase móvel contendo a substância a ser analisada. São utilizados para detectar substâncias que
não absorvem no ultravioleta ou visível, entretanto, são menos sensíveis que os detectores
espectrofotométricos. Os detectores de índice de refração apresentam a desvantagem de serem
sensíveis a pequenas mudanças da composição dos solventes da fase móvel, taxa de fluxo e
temperatura.
Os detectores fluorimétricos são utilizados para detectar compostos com grupamento fluoróforo ou
que podem ser convertidos em derivados fluorescentes, por transformação química ou adicionando
reagentes fluorescentes a grupos funcionais específicos. Se a reação química é requerida, pode-se
realizá-la no momento da preparação da amostra ou, alternativamente, o reagente pode ser introduzido
na fase móvel, com a reação ocorrendo antes da detecção.
Na detecção por espectrometria de massas (EM) mede-se a razão m/z (razão massa/carga) do íon
precursor de uma substância. O íon precursor é gerado a partir da protonação da substância (modo
positivo), da desprotonação (modo negativo) ou, ainda, da formação de íons aduto de sódio, potássio,
formiato etc. A combinação da espectrometria de massas com a cromatografia a líquido proporciona
uma boa seletividade, uma vez que picos não resolvidos podem ser isolados monitorando-se um valor
de razão massa/carga (m/z) selecionada. Esses espectrômetros de massas podem possuir apenas um
analisador de massas, como um quadrupolo simples, ou sequencial ou tandem (MS/MS), como um
triplo quadrupolo, quando se associam dois analisadores de massas. Neste caso, é possível fragmentar
o íon precursor em uma célula de colisão localizada antes do segundo analisador de massas. Dessa
forma, o monitoramento das transições de massa (íon precursor → íon produto), geralmente
específicas para cada analito, possibilita a análise com elevada seletividade, uma vez que é possível
obter um cromatograma para cada transição de massa. As fontes de ionização mais comumente
empregadas no acoplamento CLAE-MS são as do tipo “ionização por electrospray” (ESI) e a
“ionização química à pressão atmosférica” (APCI).
Atualmente, sistemas de coleta de dados modernos estão disponíveis com as funções de receber e
armazenar os sinais provenientes do detector e, posteriormente, proporcionar o manejo dessas
informações, gerando os cromatogramas com os dados de área e altura do pico, identificação da
amostra, métodos, entre outras. As informações também podem ser coletadas em sistemas simples de
gravação de dados, como registradores, para a garantia da integridade dos dados gerados.
PROCEDIMENTO
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 144
O comprimento e o diâmetro interno da coluna, o tipo e o tamanho das partículas da fase estacionária,
a temperatura de operação, a composição e a vazão da fase móvel e o tipo de detecção são descritos
nas monografias individuais.
O detector deve apresentar uma ampla faixa linear e as substâncias a serem analisadas devem estar
separadas de qualquer interferente. A faixa linear para uma substância é aquela na qual a resposta do
detector é diretamente proporcional à sua concentração.
Os sistemas de CLAE são calibrados comparando-se as respostas dos picos obtidos com as
respectivas concentrações de substâncias químicas de referência (SQR). Resultados quantitativos
confiáveis são obtidos por meio de calibração com padrão externo, quando injetores ou amostradores
automáticos são preferencialmente utilizados. Esse método envolve a comparação direta das respostas
obtidas com os picos, separadamente analisados, das soluções padrão e amostra. Nos casos em que a
padronização externa é utilizada, os cálculos podem ser realizados segundo a equação:
Ca = Cp ( Ra / Rp )
em que
Se a injeção é realizada por meio de seringa, melhores resultados quantitativos são obtidos por meio
de calibração com padrão interno, adicionando-se uma quantidade conhecida de uma substância
química de referência não interferente às soluções padrão e amostra. A relação das respostas obtidas
com a substância a ser analisada e com o padrão interno é utilizada como resposta para expressar o
resultado quantitativo. Nos casos em que a padronização interna é utilizada, os cálculos podem ser
realizados segundo a equação:
Ca = Cp
(Ra / Rai )
(Rp / Rpi )
em que
Devido a variações normais entre equipamentos, solventes, reagentes e técnicas, é necessário um teste
de adequabilidade do sistema para assegurar que o método descrito seja aplicado de forma irrestrita.
Os principais parâmetros da adequabilidade do sistema estão descritos em Interpretação dos
cromatogramas e em Adequabilidade do sistema.
t − t0
k=
t0
em que
O fator de retenção, k, é a razão entre a quantidade da substância com afinidade pela fase estacionária
e a quantidade com afinidade pela fase móvel. Quanto maior a afinidade da substância pela fase
estacionária maior a sua retenção.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 146
O conceito de tempo de retenção relativo também pode ser aplicado. Para tanto, deve-se definir uma
substância, de uma mistura, como a principal. Essa terá o tempo de retenção relativo de 1. Todas as
outras substâncias terão seus tempos de retenção relacionados com o tempo de retenção da substância
principal.
O número de pratos teóricos, N, é indicativo da eficiência da coluna. Pode ser expresso em números
de pratos teóricos por coluna ou número de pratos teóricos por metro. Para picos com formato
gaussiano, o número de pratos teóricos por coluna é calculado segundo as expressões:
2
t
2
t
N = 16 ou N = 5,54
W Wh / 2
O valor de N depende da substância a ser analisada e das condições de análise, como fase móvel,
temperatura e fase estacionária.
A relação pico/vale pode ser empregada como um critério de adequabilidade do sistema em um ensaio
de substâncias relacionadas, quando não se busca a separação entre dois picos na linha de base. A
Figura 2 representa uma separação incompleta de duas substâncias, onde hp é a altura do pico menor
acima da linha de base extrapolada, e hv é a altura no ponto mais baixo da curva, que separa os picos
menor e maior, acima da linha de base extrapolada.
p/v = hp /hv
hp
hv
Figura 2 – Determinação
da relação pico/vale.
Resolução (R)
A resolução, R, é o parâmetro cromatográfico que indica o grau de separação entre duas substâncias
em uma mistura, e é calculada segundo as expressões:
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 147
2(t 2 − t1 ) (t2 − t1 )
R= ou R = 1,18
W1 + W2 (W1,h / 2 + W2,h / 2 )
em que
A área ou a altura do pico são, usualmente, proporcionais à quantidade da substância eluída. A área
sob o pico, geralmente, é mais utilizada, entretanto pode ser menos precisa se houver outros picos
interferentes. Para medidas manuais, o gráfico deve ser obtido em velocidade maior que a usual,
minimizando os erros na obtenção da largura e da largura à meia altura dos picos. Para a análise
quantitativa, as substâncias devem estar totalmente separadas de qualquer substância interferente.
O fator de cauda, T, que indica a simetria do pico, apresenta valor igual a 1 quando o pico é
perfeitamente simétrico. Esse valor aumenta à medida que a assimetria do pico se torna mais
pronunciada. Em alguns casos, valores inferiores a 1 podem ser observados. À medida que a
assimetria do pico aumenta, a integração e a precisão se tornam menos confiáveis. O fator de cauda
é calculado segundo a expressão:
W0,05
T=
2f
em que
ADEQUABILIDADE DO SISTEMA
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 148
Os testes de adequabilidade do sistema são parte integrante dos métodos de cromatografia a líquido.
São aplicados com a finalidade de verificar se a resolução e a reprodutibilidade do sistema
cromatográfico estão adequadas para as análises a serem realizadas. Os principais parâmetros
necessários para a verificação da adequabilidade do sistema são descritos a seguir.
O fator de cauda, T, que indica a simetria do pico, é igual a 1 para picos perfeitamente simétricos e
maior que 1 para picos que apresentam assimetria. Em alguns casos, valores menores que 1 podem
ser observados.
Esses testes são realizados após coletar os resultados de replicatas de injeções da solução padrão ou
outra solução especificada na monografia individual. A especificação desses parâmetros
cromatográficos, em uma monografia, não impede a modificação das condições de análise. Ajustes
nas condições de trabalho, de forma a atingir os parâmetros de adequabilidade do sistema, podem ser
necessários. A menos que especificado na monografia individual, os parâmetros de adequabilidade
do sistema são determinados a partir dos dados obtidos com o pico da substância de interesse. A
precisão do sistema, demonstrada por meio de replicatas da solução padrão, deve ser alcançada antes
das injeções das soluções amostras. A adequabilidade do sistema deve ser verificada durante toda a
análise cromatográfica, por injeção de solução padrão em intervalos de tempo apropriados. Quando
houver mudança significativa no equipamento ou em um reagente, os testes de adequabilidade do
sistema devem ser realizados antes das injeções da amostra. A análise não será válida a menos que os
requerimentos do teste de adequabilidade do sistema sejam alcançados.
Os métodos analíticos apresentados nesta farmacopeia foram validados e, na maioria das aplicações,
mostram-se plenamente aceitáveis em termos de especificidade, exatidão, precisão, linearidade, faixa
de trabalho, robustez e, quando corresponder, limite de detecção e de quantificação.
Os trocadores utilizados podem ser classificados em fortes, médios e fracos, dependendo do grupo
funcional ligado à matriz polimérica. Os trocadores iônicos fortes são aqueles que se ionizam
completamente em uma ampla faixa de pH, como o grupo sulfônico e o amônio quaternário. O grau
de dissociação dos trocadores iônicos fracos e médios é dependente do pH e, desta forma, a
capacidade destes trocadores varia em função do pH. Pode-se citar como exemplo, o grupo ácido
carboxílico e poliamina.
Esta técnica permite que a condutividade elétrica seja usada para a detecção e a determinação
quantitativa dos íons em solução, após a separação. Geralmente, a cromatografia de íons com coluna
de troca aniônica e detector por condutividade pode ser utilizada para a determinação dos íons F-, Cl-
, Br-, SO42-, PO43-, I-, entre outros. Em virtude da condutividade elétrica ser uma propriedade comum
a todas as espécies iônicas em solução, o detector por condutividade tem a capacidade de monitorar
todas as espécies iônicas. O problema que ocorre na utilização da condutividade elétrica para
quantificar as espécies iônicas eluídas pode ser causado pela alta condutividade dos íons presentes na
fase móvel, principalmente devido ao íon sódio, impossibilitando a quantificação de outros íons. Este
problema é superado com o uso de um supressor do eluente, posicionado após a coluna de separação,
onde ocorre a conversão dos íons do eluente em espécies que contribuam para uma condutância baixa
ou nula. O ácido carbônico, resultante da troca catiônica, é fracamente dissociado, possuindo uma
baixa condutividade (sinal de condutividade da linha base é menos significativo). Desta forma, a
sensibilidade, para a determinação de ânions, pode ser aumentada significativamente, em um fator de
10 vezes ou superior, quando são utilizados supressores.
PROCEDIMENTO
Fase móvel: preparar a fase móvel de acordo com as especificações recomendadas pelo fabricante da
coluna de troca aniônica utilizada. Recomenda-se a utilização de fase móvel composta por uma
mistura de carbonato e bicarbonato de sódio (Na2CO3/NaHCO3), na faixa de concentração de 1,0 a 4
mmol/L, dependendo da coluna utilizada. Utilizar a vazão da fase móvel recomendada pelo fabricante
do equipamento e de acordo com a coluna de troca iônica utilizada. Durante as análises utilizando a
detecção por condutividade, regenerar a coluna de supressão química, conforme recomendação do
fabricante. Recomenda-se a utilização de H2SO4 0,005 mol/L e posterior lavagem com água
purificada.
Quando um constituinte vaporizado é conduzido pelo gás de arraste para dentro da coluna, ele é
particionado entre a fase móvel gasosa e a fase estacionária por um processo de distribuição
contracorrente dinâmico, apresentando uma retenção maior ou menor devido a fenômenos de sorção
e dessorção sobre a fase estacionária.
EQUIPAMENTO
O equipamento consiste em uma fonte de gás de arraste e um controlador de fluxo, uma câmara de
injeção, uma coluna cromatográfica contida em um forno, um detector e um sistema de aquisição de
dados (ou um integrador ou registrador). O gás de arraste passa pela coluna com fluxo e pressão
controlados e segue diretamente para o detector.
analisada deve ser injetada diretamente na coluna ou deve ser vaporizada na câmara de injeção e
misturada no gás de arraste antes de entrar na coluna.
Uma vez na coluna, os constituintes da mistura são separados em função de seus diferentes índices
de retenção linear, os quais são dependentes da pressão de vapor e do grau de interação com a fase
estacionária. O índice de retenção, que define a resolução, o tempo de retenção e a eficiência da
coluna em relação aos componentes da mistura, também é temperatura-dependente. O uso de
programas de temperatura para o forno onde está a coluna apresenta uma vantagem na eficiência de
separação dos compostos que se comportam diferentemente na pressão de vapor.
Os compostos saem separados da coluna, passando por um detector, que fornece uma resposta
relacionada à quantidade de cada composto presente. O tipo de detector a ser utilizado depende da
natureza das substâncias a serem analisadas e é especificado em cada monografia. Os detectores são
aquecidos para evitar a condensação dos compostos eluídos. A saída do detector é dada em função
do tempo de retenção, gerando um cromatograma, que consiste de uma série de picos no eixo do
tempo. Cada pico representa uma substância da mistura vaporizada, embora alguns picos possam sair
sobrepostos. O tempo de eluição é característico de uma substância individual e a resposta do
instrumento, medida como a área do pico ou a altura do pico, é função da quantidade presente.
Injetores
Injeções diretas de soluções é o modo usual de injeção, a menos que seja indicado diferentemente na
monografia. A injeção pode ser realizada diretamente na cabeça da coluna utilizando uma seringa ou
uma válvula de injeção, ou em uma câmara de vaporização que pode estar equipada com um divisor
de fluxo. A quantidade de amostra que pode ser injetada em uma coluna capilar sem saturá-la é menor
quando comparada à quantidade que pode ser injetada em colunas empacotadas. Colunas capilares,
portanto, frequentemente são utilizadas com injetores capazes de dividir a amostra em duas frações
(modo split), uma menor, que entra na coluna, e outra maior, que é descartada. Esses injetores podem
ser utilizados sem divisor de amostra (modo splitless) para análises de componentes em menor
quantidade ou em traços.
As injeções da fase de vapor podem ser efetuadas por sistema de injeção em espaço confinado
(headspace) estático ou dinâmico.
Sistema de injeção em espaço confinado (headspace) estático (purge e trap) inclui um dispositivo de
concentração, por onde as substâncias voláteis da solução são arrastadas até uma coluna adsorvente,
mantida a baixa temperatura, onde são adsorvidas. As substâncias retidas são então dessorvidas na
fase móvel por aquecimento rápido da coluna adsorvente.
Sistema de injeção em espaço confinado (headspace) dinâmico inclui uma câmara de aquecimento
das amostras, termostaticamente controlada, na qual se colocam frascos (vials) fechados onde
amostras sólidas ou líquidas são colocadas por um período de tempo determinado, para possibilitar
que os componentes voláteis das amostras atinjam o equilíbrio entre a fase não gasosa e a fase de
vapor. Depois de estabelecido o equilíbrio, uma quantidade predeterminada do espaço confinado do
frasco é injetada no cromatógrafo.
Fases estacionárias
• uma coluna capilar de sílica fundida cuja parede está revestida com a fase estacionária;
• uma coluna empacotada com partículas inertes impregnadas com a fase estacionária;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 152
As colunas capilares, usualmente feitas de sílica fundida, possuem um diâmetro interno ( Ø ) de 0,10
mm a 0,53 mm e um comprimento de 5 m a 60 m. A fase líquida ou estacionária, que pode estar
quimicamente ligada à superfície interna, é um filme de 0,1 μm a 5,0 μm de espessura, embora fases
estacionárias não polares possam atingir 5 μm de espessura.
Os suportes para análise de compostos polares em colunas empacotadas com uma fase estacionária
de baixa polaridade e baixa capacidade devem ser inertes para evitar um excessivo prolongamento
dos picos. A reatividade dos materiais de suporte pode ser reduzida por silanização antes do
preenchimento com a fase líquida. Geralmente se utiliza terra de diatomáceas lavadas com ácido e
calcinadas. Os materiais estão disponíveis em diversos tamanhos de partícula, sendo as partículas
mais comumente utilizadas de 150 μm a 180 μm (80 mesh a 100 mesh) e de 125 μm a 150 μm (100
mesh a 120 mesh).
Fases móveis
O suprimento do gás de arraste pode ser obtido a partir de um cilindro de alta pressão ou por um
gerador de gás de alta pureza. Em ambos os casos, o gás passa por uma válvula de redução de pressão
e o fluxo é medido para, então, entrar na câmara de injeção e na coluna. O tempo de retenção e a
eficiência do pico dependem da qualidade do gás de arraste; o tempo de retenção é diretamente
proporcional ao comprimento da coluna e a resolução é proporcional à raiz quadrada do comprimento
da coluna. Para colunas empacotadas, a média de fluxo do gás carreador é usualmente expressa em
mililitros por minuto, à pressão atmosférica e à temperatura ambiente. O fluxo médio é medido na
saída do detector, ou com um dispositivo mecânico calibrado ou com um tubo de “borbulhamento”,
enquanto a coluna está na temperatura de funcionamento. A velocidade linear do gás de arraste através
da coluna empacotada é inversamente proporcional à raiz quadrada do diâmetro interno da coluna
para um dado volume de fluxo. Fluxos de 60 mL/minuto em uma coluna de 2 mm de diâmetro interno
e de 15 mL/minuto em uma coluna de 1 mm de diâmetro interno, proporcionam velocidades lineares
idênticas e, com isso, tempos de retenção similares. A menos que especificado na monografia, a média
de fluxo para colunas empacotadas é de, aproximadamente, 30 a 60 mL/minuto. Para colunas
capilares, a velocidade do fluxo linear é usualmente utilizada ao invés da média de fluxo. Isso é
determinado a partir do comprimento da coluna e do tempo de retenção de uma amostra de metano
diluída, utilizando um detector por ionização de chama. Operando a altas temperaturas, existe pressão
de vapor suficiente para que ocorra uma gradual perda da fase líquida, um processo chamado
sangramento.
Hélio ou nitrogênio são, geralmente, empregados como gases de arraste para colunas empacotadas,
enquanto nitrogênio, hélio e hidrogênio são utilizados para colunas capilares.
Detectores
Detectores por ionização de chama são os mais utilizados, mas, dependendo da finalidade da análise,
outros detectores podem ser empregados, incluindo: condutividade térmica, captura de elétrons,
nitrogênio-fósforo, espectrometria de massas, espectrofotometria no infravermelho com transformada
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 153
de Fourier, entre outros. Para análises quantitativas, os detectores devem apresentar uma ampla faixa
dinâmica linear: a resposta deve ser diretamente proporcional à quantidade de substância presente no
detector em uma ampla faixa de concentrações. Detectores por ionização de chama apresentam uma
ampla faixa linear e são sensíveis à maioria dos compostos. A resposta dos detectores depende da
estrutura e da concentração da substância e da média de fluxo da combustão, do ar e do gás de arraste.
A menos que especificado de forma diferente na monografia, detectores por ionização de chama
operam tanto com hélio quanto com nitrogênio como gás de arraste para colunas empacotadas, e com
hélio ou hidrogênio para colunas capilares.
Os detectores por condutividade térmica empregam fio de metal aquecido localizado na corrente do
gás de arraste. Quando um analito entra no detector com o gás de arraste, a diferença na condutividade
térmica da corrente de gás de arraste (gás e componentes da amostra), relativo a um fluxo de
referência do gás de arraste sem analito, é medido. Em geral, detectores por condutividade térmica
respondem uniformemente a substâncias voláteis sem considerar sua estrutura; entretanto, são
considerados menos sensíveis que o detector por ionização de chama.
Detectores por captura de elétrons contêm uma fonte radioativa de radiação ionizante. Exibem uma
resposta extremamente alta a compostos halogenados e a grupo nitro, mas pouca resposta a
hidrocarbonetos. A sensibilidade aumenta com o número e a massa atômica de átomos de halogênio.
Estações de tratamento de dados conectadas na saída dos detectores calculam a área e a altura dos
picos, e apresentam os cromatogramas completos contendo os parâmetros da corrida e os dados dos
picos. Os dados dos cromatogramas podem ser armazenados e reprocessados por integração
eletrônica ou outro tipo de cálculo que seja necessário. Essas estações de tratamento de dados são
utilizadas também para programar as corridas cromatográficas.
PROCEDIMENTO
Colunas empacotadas e capilares devem ser condicionadas antes do uso até que a linha de base esteja
estável. Isso deve ser realizado operando a uma temperatura acima da especificada pelo método ou
por repetidas injeções do composto ou da mistura a ser cromatografada. O fabricante da coluna
geralmente fornece instruções para o adequado procedimento de condicionamento da coluna. Em
caso de polisiloxanos metil e fenil substituídos termicamente estáveis, uma sequência especial
aumenta a eficiência e a inatividade: manter a coluna à temperatura de 250 °C por uma hora, com
fluxo de gás hélio, para remover o oxigênio e solvente. Para o fluxo de hélio, aquecer até 340 °C por
quatro horas, e então reduzir o aquecimento até temperatura de 250 °C, e condicionar com fluxo de
hélio até a estabilidade da linha de base.
Muitos fármacos são moléculas polares reativas. Nesse caso, pode ser necessária a conversão desses
a derivados menos polares e mais voláteis, por tratamento dos grupos reativos com reagentes
apropriados.
Os ensaios requerem comparação quantitativa de um cromatograma com outro. A maior fonte de erro
é a irreprodutibilidade da quantidade de amostra injetada, notadamente quando injeções manuais são
realizadas com o auxílio de uma seringa. Os efeitos de variabilidade podem ser minimizados pela
adição de um padrão interno, uma substância não interferente adicionada na mesma concentração nas
soluções amostra e padrão. A razão da resposta do pico do analito em relação ao à resposta do pico
do padrão interno é comparada entre os cromatogramas da amostra e do padrão. Quando o padrão
interno é quimicamente similar à substância a ser analisada, existe também uma compensação para
variações menores na coluna e nas características do detector. Em alguns casos, o padrão interno pode
ser utilizado durante a preparação da amostra, antes da análise cromatográfica, para controlar outros
aspectos quantitativos do ensaio. Injetores automáticos aumentam a reprodutibilidade das injeções
das amostras e reduzem a necessidade de utilização de padrões internos.
EQUIPAMENTO
PROCEDIMENTO
Ajustar as condições de trabalho do equipamento a fim de obter uma resposta satisfatória, utilizando
as soluções de referência.
Calibração direta
Introduzir, separadamente, em frascos idênticos, a preparação a ser examinada e cada uma das
soluções de referência, segundo as condições descritas na monografia e evitando o contato entre a
amostra e o dispositivo de injeção. Fechar hermeticamente os frascos e introduzi-los na câmara
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 155
Adição de padrão
Adicionar, a uma série de frascos idênticos, volumes iguais da solução a examinar. Adicionar a todos
os frascos, exceto a um deles, quantidades crescentes de uma solução de referência, de concentração
conhecida da substância a ser examinada. Deste modo, se obtém uma série de preparações contendo
quantidades crescentes de determinada substância. Fechar hermeticamente os frascos e introduzi-los
na câmara termostatizada, segundo condições de temperatura e pressão descritas na monografia. Após
se alcançar o equilíbrio, proceder à análise cromatográfica nas condições descritas.
Calcular a equação da reta por regressão linear, utilizando o método dos mínimos quadrados e, a partir
dela, obter a concentração da substância em exame na preparação da amostra, indicada pelo intercepto
da equação.
5.2.18 POLAROGRAFIA
A polarografia, método analítico eletroquímico, fundamenta-se na medida da corrente elétrica
resultante da eletrólise de substâncias eletroativas (reduzíveis ou oxidáveis) sob determinado
potencial de eletrodo e condições controladas. Em outras palavras, a técnica implica no registro do
aumento da corrente em eletrodo polarizável, durante a eletrólise de substância dissolvida no meio
eletrolítico, em função do aumento da tensão aplicada ao sistema. O gráfico desta evolução da
corrente em relação à tensão - o polarograma - fornece informações quali e quantitativas sobre
constituintes eletro-redutíveis ou eletro-oxidáveis da amostra.
Dentre as variantes da técnica polarográfica, a mais simples é a técnica em corrente contínua. Requer,
a exemplo da potenciometria, o emprego de dois eletrodos, o de referência (geralmente eletrodo de
calomelano saturado, ECS) e o microeletrodo indicador (geralmente eletrodo de mercúrio gotejante,
EMG). Em alguns casos emprega-se um terceiro eletrodo, auxiliar. O ECS - de elevada área
superficial - fornece potencial constante durante o ensaio, enquanto o EMG - gotas de mercúrio de
dimensões reprodutíveis fluindo periodicamente da extremidade de capilar ligado ao reservatório do
metal - assume o potencial que lhe é conferido pela fonte externa. O equipamento polarográfico
compreende, além dos eletrodos, a célula polarográfica (cuba de eletrólise), fonte de alimentação
variável, dotada de voltímetro e microamperímetro (galvanômetro) e registrador gráfico ou digital.
De forma simplificada, a técnica consiste na dissolução da amostra (o método tem sensibilidade para
concentrações de espécie eletroativa na faixa de 10-2 a 10-4 M) em eletrólito de suporte, responsável
pela manutenção de pequena corrente residual, mas que se mostra inerte na faixa de potencial de
transformação da amostra (janela de potencial). Inicialmente, sem aplicação de tensão na fonte,
(potenciostato de precisão), a tensão fornecida ao microeletrodo é nula e não haverá indicação de
corrente no microamperímetro. O crescente aumento de tensão fará com que pequeno potencial
alcance os eletrodos. Sob esta tensão, ainda reduzida, eventuais impurezas do eletrólito suporte e
pequenas concentrações de oxigênio podem sofrer redução no EMG (catodo, neste caso), reduzindo-
se e provocando a indicação de pequena passagem de corrente. A elevação progressiva da tensão
aplicada acentuará o processo de redução e o aumento quase proporcional da corrente. Atinge-se,
finalmente, o potencial necessário à redução do analito na solução da amostra, o que se reflete em
elevação acentuada da corrente lida no microamperímetro (galvanômetro) e registrada no
polarograma. Há, contudo, limite para a proporcionalidade da elevação tensão-corrente. Enquanto a
corrente se eleva (e a redução se processa), ocorre diminuição progressiva da concentração da espécie
eletroativa original junto à superfície do eletrodo. Em dado momento - a velocidade da eletrólise
sendo constante - tal concentração atinge nível insuficiente para permitir elevação adicional da
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 156
corrente e esta última passa a ser limitada pela difusão com a qual a espécie eletroativa consegue se
difundir no seio (interior) da solução eletrolítica para a superfície do EMG. Surge o patamar
observado no polarograma (Figura 1), sendo a corrente medida - então denominada corrente de
difusão – um parâmetro proporcional à concentração de espécie eletroativa na amostra (aspecto
quantitativo da polarografia). Superado determinado nível de tensão, a corrente volta a se elevar. Esse
aumento é causado pela reação do eletrólito suporte. Sua presença, em elevadas concentrações,
impede que as moléculas eletroativas da amostra alcancem o microeletrodo por migração elétrica e
assegura, por isso, que a corrente limite seja efetivamente regulada apenas por difusão.
POLAROGRAMA
id = il + i r
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 157
Equação de Ilkovic
em que
A constante 708 - englobando constante natural e o valor do faraday - é estabelecida para operação a
25 ºC e é aplicável à polarografia de corrente contínua amostrada, na qual, em vez do registro contínuo
de corrente, efetua-se apenas a leitura da corrente ao término da vida da gota de mercúrio, permitindo
obtenção de polarograma linear. Entretanto, ao empregarem-se instrumentos dotados de amortecedor
de “dente de serra” no registrador, considera-se a corrente média dos pulsos. A corrente de difusão
obtida segundo a equação de Ilkovic passa a ser a média para toda a vida da gota de mercúrio. Neste
caso a constante adquire o valor 607.
As variáveis compreendidas na equação de Ilkovic devem ser controladas para que a corrente de
difusão seja efetivamente proporcional à concentração de espécie eletroativa na amostra analisada.
Alguns íons e moléculas orgânicas em solução aquosa modificam seu coeficiente de difusão à razão
de 1% a 2% para cada grau Celsius aumentado, tornando necessário que a célula polarográfica tenha
sua temperatura controlada com tolerância de ± 0,5 ºC. Os parâmetros m e t, relacionados com a
dimensão e a velocidade de renovação da gota de mercúrio, dependem da geometria do capilar, sendo
a corrente de difusão proporcional à raiz quadrada da altura da coluna de mercúrio. Alturas adequadas
- medindo-se da extremidade do capilar até o nível de mercúrio no reservatório – situam-se entre 40
cm e 80 cm. O diâmetro interno do capilar neste caso é de 0,04 mm para comprimentos entre 6 cm e
15 cm. A altura exata do capilar é ajustada para permitir a formação de uma gota a cada três a cinco
segundos, com circuito aberto e capilar imerso no eletrólito sob ensaio. Assim, se durante um ensaio
em particular, todos os parâmetros - à exceção da concentração da espécie eletroativa - forem
mantidos constantes, a equação de Ilkovic pode ser escrita como
id = KC
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 158
Esta relação direta entre corrente de difusão e concentração é usualmente adotada mediante a
determinação prévia da corrente de difusão de solução padrão de referência, de concentração
conhecida. Em seguida, sob condições idênticas, determina-se a corrente de difusão da amostra e,
finalmente, sua concentração:
(i d ) P CP
=
(id ) A C A
Uma vez que polarógrafos, em sua maioria, são dotados de registradores automáticos, é mais fácil
determinar graficamente correntes de difusão pela medida da altura da onda polarográfica (ver Figura
1). Os valores anotados, em cm, podem ser diretamente aplicados à fórmula, sem necessidade de sua
conversão em unidades de corrente elétrica:
AP C P
=
AA C A
Potencial de meia-onda
A medida da altura da onda polarográfica para fins de análise quantitativa deve ser efetuada traçando-
se linhas retas rentes aos picos das oscilações da corrente residual e da corrente limite e unindo-se,
por meio de terceira reta paralela ao eixo das abcissas, os prolongamentos das duas primeiras. A reta
vertical é traçada passando pelo ponto de inflexão da onda polarográfica, correspondendo à metade
da distância entre a corrente residual e a corrente limite (I = l / 2id). A projeção desta reta sobre o eixo
das ordenadas fornece o chamado potencial de meia-onda, parâmetro empregado para caracterizar
substâncias eletroativas (aspecto qualitativo da polarografia). O potencial de meia-onda, E1/2, é dado
em volts versus ECS (eletrodo de referência), salvo quando houver especificação diferente, e seu
valor como parâmetro de identificação decorre de sua independência da concentração e características
do EMG. Entretanto, este parâmetro varia em função da composição, pH e temperatura do meio
eletrolítico. Cabe ressaltar que, para os equipamentos modernos, a medida da altura da onda
polarográfica pode ser feita automaticamente empregando programas específicos para aquisição e
processamento de dados.
Remoção de oxigênio
É importante manter a cuba eletrolítica parada e sem vibrações durante o registro polarográfico com
o intuito de se evitar a formação de correntes de convecção. Em consequência, é necessário retirar o
tubo de nitrogênio da solução durante o registro, e deixar o tubo sobre a superfície da solução para
preencher a parte superior da célula polarográfica com nitrogênio (N2(g)) prevenindo, assim, a entrada
de ar na célula polarográfica. Soluções alcalinas podem ser desoxigenadas pela adição de bissulfito
de sódio, desde que este não interaja com integrantes da solução eletrolítica.
Máximo polarográfico
Efetuada a redução da espécie eletroativa (EMG catodizado), muitas vezes a onda polarográfica
eleva-se acentuadamente, muitas vezes, antes de cair, de forma igualmente acentuada, até o valor da
corrente limite. O fenômeno é denominado máximo polarográfico e a corrente correspondente recebe
o nome de corrente de adsorção (ia). Traz o inconveniente de dificultar a medida da onda
polarográfica (corrente de difusão) e suas causas - ainda pouco esclarecidas - compreendem a
adsorção de eletrólito à superfície da gota de mercúrio. A eliminação do máximo polarográfico é,
contudo, facilmente efetuada mediante adição de quantidades diminutas de determinados tensoativos
(supressores de máximo) ao meio eletrolítico. Sobressaem, para tal fim, o uso de solução de gelatina
a 0,005% (p/v) e solução de vermelho de metila a 0,01% (p/v), entre outras.
Advertência
Vapores de mercúrio são tóxicos. Ao manusear o metal, trabalhar em área ventilada e evitar derrames
que, caso ocorram, devem ser imediata e cuidadosamente recolhidos.
POLAROGRAFIA DE PULSO
A polarografia de pulso consiste em uma variante da técnica, superior, pela precisão e sensibilidade,
à polarografia de corrente contínua no doseamento e na identificação de elevado número de
substâncias em baixas concentrações, incluindo elementos em nível de traço, metabólitos e,
evidentemente, fármacos. Sua sensibilidade, cerca de 10 vezes mais elevada que a da polarografia
DC, permite determinações na ordem de 10-6 M.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 160
Figura 2 - Medida da corrente em relação ao tempo na polarografia de corrente contínua (A); na polarografia
de pulso (B); e na polarografia de pulso diferencial (C).
Por outro lado, a técnica de pulsos não provoca diminuição acelerada da camada de difusão
(concentração de espécies eletroativas junto ao eletrodo), propiciando a obtenção de correntes de
difusão mais elevadas para concentrações equivalentes. Daí o aumento de sensibilidade inerente à
técnica. Outro aspecto favorável da polarografia de pulso é a maior facilidade na medida da corrente
limite, isenta de oscilações, ao contrário do que ocorre na polarografia de corrente contínua.
Na polarografia de pulso diferencial, pulsos constantes, de pequena amplitude, são sobrepostos a uma
rampa de potencial de tensão linearmente crescente. A medida da corrente é efetuada duas vezes a
cada pulso - imediatamente antes da aplicação do pulso e, novamente, em seu instante final -
registrando-se apenas a diferença entre os dois valores medidos (Figura 2). O registro gráfico deste
sistema de medida diferencial fornece curva semelhante à derivada da onda polarográfica, mostrando
pico característico (Figura 3). O potencial do pico polarográfico corresponde a E1/2 - ΔE/2 em que
ΔE representa a altura do pico. Graças à natureza do polarograma, que apresenta picos em vez de
ondas polarográficas tradicionais, a polarografia de pulso diferencial propicia resolução mais elevada,
a ponto de permitir determinações simultâneas de espécies eletroativas com potenciais de meia-onda
próximos entre si, em concentrações da ordem de 10-7 M.
5.2.19 DETERMINAÇÃO DO pH
DETERMINAÇÃO POTENCIOMÉTRICA DO pH
As concentrações do íon hidrônio nas soluções aquosas podem variar entre limites amplos, que
experimentalmente vão de 1 a 10-14 M, que é definida pela simplificada relação:
Desta forma, a escala de pH é uma escala invertida em relação às concentrações de íon hidrônio, ou
seja, quanto menor a concentração de íon hidrônio, maior o valor do pH.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 162
pH = pHt = (E –Et)/ K,
em que
São empregadas visando à aferição do aparelho, permitindo linearidade nas respostas em relação às
alterações de potencial observadas. As mais importantes são: tetraoxalato de potássio 0,05 M, fosfato
equimolar 0,05 M, tetraborato de sódio 0,01 M, carbonato de sódio e hidróxido de cálcio saturado a
25 ºC.
Biftalato de potássio, 0,05M – Reduzir o biftalato de potássio a pó fino e dessecar a 110 ºC até peso
constante. Dissolver exatamente 10,21g de KHC8H4O4, previamente dessecado a 100 ºC durante uma
hora, em água. Completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar.
Fosfato equimolar, 0,05M – Reduzir o Na2HPO4 e KH2PO4 a pó fino e dessecar a 110 ºC até peso
constante. Dissolver 3,55g de Na2HPO4 e 3,40g de KH2PO4 em água. Completar o volume para 1000
mL com água e homogeneizar.
Hidróxido de cálcio, saturado a 25 ºC – Reduzir o hidróxido de cálcio a pó fino e dessecar com sílica
em dessecador até peso constante. Transferir 5 g para balão volumétrico e adicionar água até 1000
mL. Agitar bem e manter em temperatura de (25 ± 2) ºC, para adequada saturação (aproximadamente
0,02 M). Decantar a 25 ºC antes de usar. Proteger de modo a evitar absorção de dióxido de carbono.
Carbonato de sódio – Dessecar o carbonato de sódio em dessecador com sílica gel até peso
constante. Pesar exatamente 2,10 g. Dessecar em estufa de 300 °C a 500 °C até peso constante. Pesar
2,65 g. Dissolver ambas as amostras em água. Transferir cada amostra para balão volumétrico de
1000 mL, completar o volume com água e homogeneizar.
Tais soluções devem ser recém-preparadas com água isenta de dióxido de carbono e empregadas no
prazo de três meses, tomando-se cautela para evitar o crescimento de fungos e bactérias. Se aceita o
emprego de conservantes desde que não interfira na medição potenciométrica do pH.
A água utilizada no preparo das soluções deve ser recentemente destilada, aquecida à ebulição por,
no mínimo, 15 minutos, resfriada e mantida em recipiente impermeável a dióxido de carbono.
Preparar, individualmente, as seis soluções-padrão e armazená-las em frascos de vidro ou de
polietileno adequados. Observar o prazo de validade das soluções, uma vez que o pH sofre alterações
com o passar do tempo.
Tabela 1 – Relação entre as temperaturas e os valores de pH das soluções-tampão para calibração do medidor
de pH.
Tetraoxalato Biftalato de Tetraborato Hidróxido de
Temperatura Fosfato Carbonato de
de potássio potássio de sódio cálcio saturado
(ºC) equimolar sódio
0,05M 0,05M 0,01M a 25 °C
10 1,67 4,00 6,92 9,33 13,00 10,18
15 1,67 4,00 6,90 9,27 12,81 10,12
20 1,68 4,00 6,88 9,22 12,63 10,07
25 1,68 4,01 6,86 9,18 12,45 10,02
30 1,68 4,01 6,85 9,14 12,30 9,97
35 1,69 4,02 6,84 9,10 12,14 9,93
40 1,70 4,03 6,84 9,07 11,99 -
PROCEDIMENTO
Aferição do peagômetro
Retirar o béquer contendo solução de KCl na qual está mergulhado o eletrodo quando o medidor não
está em uso;
Lavar o eletrodo com jatos de água destilada e enxugar com papel filtro;
Lavar o eletrodo com várias porções da segunda solução tampão de referência, imergir o eletrodo e
verificar o valor de pH registrado. O valor de pH não deve apresentar variações que superem 0,07 do
valor tabelado para a segunda solução padrão. Há aparelhos que possuem frascos acoplados com
detergentes aniônicos, empregados como soluções de lavagem entre cada uma das operações de
aferição dos valores de pH. A água também se presta a essa função;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 164
Se não houver precisão nas medidas, verificar possíveis danos nos eletrodos e trocá-los.
Após a aferição conveniente, lavar o eletrodo com água (ou soluções próprias) e com várias porções
da solução amostra. Para diluição das amostras, usar água destilada isenta de dióxido de carbono;
A primeira determinação fornece valor variável, havendo necessidade de proceder a novas leituras.
Os valores encontrados posteriormente não deverão variar mais do que 0,05 unidade de pH em três
leituras sucessivas;
Para determinações que exijam alta precisão, as temperaturas das soluções-tampão e amostra, dos
eletrodos e das águas de lavagem não devem diferir mais de 2 ºC entre si. Assim, para que se reduzam
os efeitos de histerese térmica ou elétrica dos eletrodos, as soluções devem estar à mesma temperatura
por, no mínimo, 30 minutos antes do início da operação;
Contaminações das soluções-estoque devem ser evitadas pela adoção de procedimentos sistemáticos,
tais como o fechamento imediato dos frascos contendo as soluções, a fim de prevenir introduções
acidentais de pipetas ou bastões, e o uso de pipetas individuais para cada solução.
DETERMINAÇÃO COLORIMÉTRICA DO pH
Uma solução é considerada neutra quando não modifica a cor dos papéis azul e vermelho de tornassol,
ou quando o papel indicador universal adquire as cores da escala neutra, ou quando 1 mL da mesma
solução se cora de verde com uma gota de azul de bromotimol SI (pH 7,0).
É considerada ácida quando cora em vermelho o papel azul de tornassol ou 1 mL se cora de amarelo
por uma gota de vermelho de fenol SI (pH 1,0 a 6,6).
É considerada fracamente ácida quando cora levemente de vermelho o papel azul de tornassol ou 1
mL se cora de alaranjado por uma gota de vermelho de metila SI (pH 4,0 a 6,6).
É considerada fortemente ácida quando cora de azul o papel de vermelho de congo ou 1 mL se cora
de vermelho pela adição de uma gota de alaranjado de metila SI (pH 1,0 a 4,0).
É considerada alcalina quando cora de azul o papel vermelho de tornassol ou 1 mL se cora de azul
por uma gota de azul de bromotimol SI (pH 7,6 a 13,0).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 165
É considerada fortemente alcalina quando se cora de azul por uma gota de timolftaleína SI (pH 9,3 a
10,5) ou de vermelho por uma gota de fenolftaleína SI (pH 10,0 a 13,0).
Muitas substâncias se encontram na forma de hidrato ou contêm água adsorvida, por isso é relevante
sua determinação por métodos específicos.
Em função da natureza da substância, na monografia individual será especificado algum dos métodos
que estão descritos a seguir.
Na solução volumétrica original, conhecida como Reagente de Karl Fischer, o dióxido de enxofre e
o iodo são dissolvidos geralmente em piridina e álcool metílico, podendo ser utilizados outros
solventes e/ou bases, caso em que é necessário verificar a estequiometria e a ausência de
interferências. Para este propósito, podem ser utilizados reagentes comerciais, considerando-se as
recomendações do fabricante.
Existem dois métodos diferentes baseados na reação com o iodo: um é a titulação volumétrica e o
outro é um método de titulação culombimétrica.
Na titulação culombimétrica, o iodo é produzido pela eletrólise de um reagente de Karl Fischer que
contém o íon iodeto. O conteúdo de água numa amostra pode ser determinado medindo-se a
quantidade de eletricidade necessária para a produção de iodo durante a titulação.
2I- → I2 + 2e-
Aparato
Sabendo que o reagente de Karl Fischer é altamente higroscópico, o aparato deve garantir uma
exclusão da umidade atmosférica. A determinação do ponto final deve ser adequada. No caso do
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 166
doseamento direto de uma solução incolor, o ponto final pode ser observado visualmente com uma
mudança de cor amarelo intenso para âmbar. O caso inverso se observa quando se realiza um
doseamento por retorno (indireto) de uma amostra em ensaio. No entanto, de forma mais habitual, o
ponto final é determinado de forma eletrométrica utilizando-se um aparato com um circuito elétrico
simples que gera um potencial aplicado de aproximadamente 200 mV entre um par de eletrodos de
platina submersos na solução contendo a amostra que se vai dosar. No final do doseamento, um ligeiro
excesso do reagente aumenta o fluxo de corrente entre 50 µA e 150 µA durante um período de 30
segundos a 30 minutos, dependendo da solução que se está dosando. Este período é menor para
substâncias que se dissolvem no reagente. Em alguns tituladores volumétricos automáticos, a
mudança abrupta de corrente ou de potencial no ponto final faz com que uma válvula seja fechada
por solenoide que controla a bureta que fornece a solução volumétrica. Os aparatos disponíveis
comercialmente compreendem geralmente um sistema fechado, que consta de uma ou duas buretas
automáticas e um vaso de doseamento fechado hermeticamente, equipado com os eletrodos
necessários e um agitador magnético. O ar no sistema é mantido seco com um dessecante adequado,
por exemplo, cloreto de cálcio anidro ou gel de sílica, e o frasco de titulação pode ser purgado por
meio de uma corrente de nitrogênio seco ou de ar seco.
Reagente
O reagente de Karl Fisher pode ser preparado por qualquer dos métodos indicados a seguir.
Nota: o clorofórmio e o álcool metílico utilizados para a preparação do reagente devem ter um
conteúdo de água inferior a 0,1 mg/mL. O metoxietanol e o éter monometílico de dietilenoglicol
devem ter um conteúdo de água inferior a 0,3 mg/mL.
Método a - Adicionar 125 g de iodo a uma solução que contenha 670 mL de álcool metílico e 170
mL de piridina, e resfriar. Colocar 100 mL de piridina em uma proveta graduada de 250 mL e,
mantendo a piridina fria em banho de gelo, introduzir dióxido de enxofre seco até alcançar o volume
de 200 mL. Adicionar lentamente essa solução à mistura de iodo resfriada, agitando até dissolver o
iodo. Transferir a solução ao aparato e deixar a solução em repouso durante 24 horas antes de
padronizar. Um mL dessa solução recentemente preparada equivale a aproximadamente 5 mg de
água. Proteger a solução da luz enquanto estiver sendo utilizada. Para determinar água em
quantidades traços (menos de 1%), é preferível utilizar um reagente com um fator de equivalência de
água não maior que 2,0, o qual irá gerar o consumo de um volume mais significativo da solução
volumétrica.
Método c - Dissolver 102 g de imidazol, com um conteúdo de água inferior a 0,1%, em 350 mL de
metoxietanol ou éter monometílico de dietilenoglicol, resfriar a solução em banho de gelo e passar
dióxido de enxofre seco através dessa solução até que o aumento de peso seja de 64 g, mantendo a
temperatura entre 25 °C e 30 oC. Dissolver 50 g de iodo nessa solução e deixar em repouso pelo
menos durante 24 horas antes de usar.
Método d – Passar dióxido de enxofre através de 150 mL de metoxietanol até que o aumento de peso
seja de 32 g. A essa solução, previamente resfriada em banho de gelo, adicionar 250 mL de
metoxietanol ou clorofórmio que contenha 81 g de 2-metilaminopiridina, com um conteúdo de água
inferior a 1 mg por mL. Dissolver 36 g de iodo nessa solução e deixar em repouso pelo menos durante
24 horas antes de usar.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 167
O reagente de Karl Fischer preparado por qualquer destes métodos deve ser padronizado dentro de
um período de uma hora antes do seu uso ou diariamente se seu uso é contínuo, pois sua atividade
para a determinação de água varia com o tempo. Armazenar o reagente refrigerado, protegido da luz
e da umidade.
Pode-se utilizar uma solução estabilizada do reagente de Karl Fisher disponível comercialmente.
Também podem ser utilizados reagentes disponíveis comercialmente que contenham solventes ou
bases diferentes da piridina ou álcoois diferentes do álcool metílico. Estes podem ser soluções
individuais ou reagentes formados in situ combinando os componentes dos reagentes presentes em
duas soluções diferentes. O reagente diluído necessário em algumas monografias deve ser diluído de
acordo com as instruções do fabricante. Como diluente pode ser utilizado álcool metílico ou outro
solvente adequado, como o éter monometílico de dietilenoglicol.
Padronização do reagente
Colocar uma quantidade suficiente de álcool metílico ou de outro solvente adequado no frasco de
titulação para cobrir os eletrodos e adicionar quantidade suficiente do Reagente até obter a cor
característica do ponto final, ou (100 ± 50) µA de corrente contínua com um potencial aplicado de
aproximadamente 200 mV.
Pode-se utilizar água purificada, tartarato de sódio diidratado, um padrão de referência farmacopeico,
ou um padrão comercial com um certificado de análise rastreável a um padrão farmacopeico para
padronizar o Reagente. O fator de equivalência do reagente, o volume a ser gasto no doseamento, o
tamanho da bureta e a quantidade de padrão a ser pesado são fatores que devem ser considerados no
momento de escolher o padrão e a quantidade que vai ser utilizada. Para água purificada ou padrões
de água, adicionar rapidamente entre 2 mg e 250 mg de água, pesados com exatidão, e dosar até o
ponto final. Calcular o fator de equivalência da água, F, em mg de água por mL de reagente, pela
fórmula:
F = P/V
em que
Para tartarato de sódio diidratado (C4H4Na2O6.2H2O), adicionar rapidamente entre 20 mg e 125 mg,
pesados com exatidão, e dosar até o ponto final. O fator de equivalência de água, F, em mg de água
por mL de reagente, é calculado pela fórmula:
F = (36,04/230,08) P/V
em que
Nota: a solubilidade do tartarato de sódio diidratado em álcool metílico é tal que pode ser necessário
o uso de álcool metílico adicional para doseamentos posteriores do padrão.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 168
Preparação da amostra
Se não estiver especificado de outro modo na monografia individual, utilizar uma quantidade pesada
ou medida com exatidão da amostra em análise com um conteúdo de água estimado entre 2 mg e 250
mg. A quantidade de água depende do fator de equivalência de água do Reagente e do método de
determinação do ponto final. Na maioria dos casos, pode-se estimar a quantidade mínima da amostra
(Pm), em mg, por meio da fórmula:
Pm = FCV/Kf
em que
C está geralmente entre 30% e 100% para o doseamento manual e entre 10% e 100% para o método
instrumental de determinação do ponto final.
Nota: é recomendado que o produto FCV seja maior ou igual a 200 para o cálculo, a fim de garantir
que a quantidade mínima dosada seja maior ou igual a 2 mg.
Se a amostra em análise é um aerossol com propelente, conservá-la em congelador durante não menos
que duas horas, abrir o envase e analisar 10,0 mL da amostra bem misturada. Para dosar a amostra,
determinar o ponto final a uma temperatura de 10 ºC ou mais.
Se a amostra em análise são cápsulas, utilizar uma porção do conteúdo homogeneizado de, no
mínimo, quatro cápsulas. Se for necessário, triturar o conteúdo até pó fino.
Se a amostra em análise são comprimidos, utilizar o pó de, no mínimo, quatro comprimidos triturados
até pó fino em atmosfera com valores de temperatura e umidade relativa que não afetem os resultados.
Nos casos em que a monografia especifica que a amostra em análise é higroscópica, colocar uma
porção do sólido, pesada com exatidão, em um copo de doseamento, procedendo à determinação de
água imediatamente, de forma a evitar a absorção de umidade atmosférica.
Se a amostra está constituída por uma quantidade definida de sólido, como em um produto liofilizado
ou pó dentro de um frasco, utilizar uma seringa seca para injetar um volume adequado de álcool
metílico ou outro solvente apropriado, medido com exatidão, em um recipiente tarado e agitar até
dissolver a amostra. Com a mesma seringa, retirar a solução do recipiente, transferir para um frasco
de titulação preparado segundo descrito em Procedimento e dosar imediatamente. Determinar o
consumo de reagente empregado no doseamento do volume de solvente utilizado para o preparo da
amostra e subtrair esse valor daquele obtido no doseamento da amostra em análise. Secar o recipiente
e sua tampa a 100 ºC durante três horas, deixar que esfriem em um dessecador e pesar. Determinar o
peso da amostra analisada a partir da diferença em peso em relação ao peso inicial do recipiente.
Quando for apropriado, a água pode ser dessorvida ou liberada da amostra por meio de calor em um
forno externo conectado ao copo, ao qual se transfere com ajuda de um gás inerte e seco como
nitrogênio puro. Tomar cuidado e corrigir qualquer desvio devido ao gás transportador. Selecionar
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 169
com cuidado as condições de aquecimento para evitar a formação de água como resultado da
desidratação devido à decomposição dos componentes da amostra, o que pode invalidar o método.
Procedimento
Se não estiver especificado de outro modo na monografia individual, transferir quantidade suficiente
de álcool metílico ao copo de doseamento, assegurando-se de que o volume seja suficiente para cobrir
os eletrodos (aproximadamente 30 a 40 mL), e dosar com o reagente até o ponto final eletrométrico
ou visual para consumir a umidade que possa estar presente (não considerar o volume consumido no
cálculo). Adicionar rapidamente a amostra preparada como indicado em Preparação da amostra,
misturar e titular com o Reagente até o ponto final eletrométrico ou visual. Calcular o conteúdo de
água da amostra, em porcentagem, utilizando a fórmula:
(𝑉𝐹 𝑥 100)
% á𝑔𝑢𝑎 =
𝑚
em que
Preparar uma solução de água diluindo 2 mL de água com álcool metílico ou outro solvente adequado
até 1000 mL. Padronizar essa solução titulando 25,0 mL com o Reagente, previamente padronizado
como está descrito em Padronização do reagente. Calcular o conteúdo de água (Cágua), em mg por
mL, da Solução de Água, pela fórmula:
Cágua = VF/25
em que
Procedimento
40 mL) e dosar com o Reagente até o ponto final eletrométrico ou visual. Adicionar rapidamente a
amostra, homogeneizar e adicionar um excesso, medido com exatidão, do Reagente. Esperar um
tempo suficiente para que se complete a reação e dosar o Reagente não consumido com a Solução
Padrão de Água até o ponto final eletrométrico ou visual. Calcular o conteúdo de água (%água) da
amostra pela fórmula:
𝐹 (𝑋 ′ − 𝑋𝑅)100
% á𝑔𝑢𝑎 =
𝑚
em que
MÉTODO CULOMBIMÉTRICO
Para a determinação culombimétrica da água utiliza-se a reação de Karl Fischer. O iodo, no entanto,
não é adicionado na forma de uma solução volumétrica, mas é obtido por oxidação anódica em uma
solução que contem iodeto. A célula de reação consta normalmente de um amplo compartimento
anódico e de um pequeno compartimento catódico, separados entre si por um diafragma. Também
podem ser utilizados outros tipos adequados de células de reação (por exemplo, sem diafragma). Cada
compartimento tem um eletrodo de platina que conduz a corrente através da célula. O iodo, que é
produzido no eletrodo anódico, reage imediatamente com a água que há no compartimento. Quando
toda a água for consumida, é produzido um excesso de iodo que normalmente é detectado
eletrometricamente, o que indica o ponto final. A umidade é eliminada do sistema por meio da pré-
eletrólise. Não é necessário trocar a solução do copo depois de cada determinação. Um requisito deste
método é que cada componente da amostra seja compatível com os demais componentes e que não
sejam produzidas reações secundárias. Normalmente as amostras são transferidas ao copo na forma
de solução mediante a injeção através de um septo. Os gases podem ser introduzidos na célula
utilizando um tubo de entrada de gás adequado. A precisão do método depende fundamentalmente
do grau de eliminação da umidade atmosférica no sistema; portanto, a introdução de sólidos na célula
pode exigir precauções tais como trabalhar em uma atmosfera de gás inerte seco. O controle do
sistema pode ser realizado medindo a derivada da linha de base, o que não exclui a necessidade de
uma correção com um branco quando se utiliza veículo de introdução da amostra. Este método é
especialmente adequado para substâncias químicas inertes como hidrocarbonetos, álcoois e éteres.
Em comparação com o doseamento volumétrico de Karl Fischer, a culombimétrica é um
micrométodo.
Quando for apropriado, a água pode ser dessorvida ou liberada da amostra por meio de calor em um
forno externo conectado ao copo, ao qual se transfere com ajuda de um gás inerte e seco como
nitrogênio puro. Tomar cuidado e corrigir qualquer desvio devido ao gás transportador. Selecionar as
condições de aquecimento para evitar a formação de água como resultado da desidratação devido à
decomposição dos componentes da amostra, o que pode invalidar o método.
Aparato
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 171
Reagente
As soluções eletrolíticas podem ser preparadas por algum dos procedimentos indicados a seguir, e
também podem ser empregados reagentes comerciais.
Nota: o clorofórmio e o álcool metílico empregados para a preparação do reagente devem ter um
conteúdo em água inferior a 0,1 mg/mL. O metoxietanol e o éter monometílico de dietilenoglicol
devem ter um conteúdo de água inferior a 0,3 mg/mL.
Preparação da amostra
Quando a amostra é um sólido solúvel, pode-se dissolver uma quantidade apropriada, pesada com
exatidão, em álcool metílico anidro ou outros solventes adequados. Quando a amostra é um sólido
insolúvel, pode-se extrair uma quantidade apropriada, pesada com exatidão, usando um solvente
anidro adequado e pode-se injetar na solução do anólito. Alternativamente, pode-se utilizar uma
técnica de evaporação em que a água seja liberada e evapore por aquecimento da amostra num tubo
em uma corrente de gás inerte seco. O gás passa logo para o interior da célula.
Quando a amostra vier a ser utilizada diretamente sem ser dissolvida em um solvente anidro
adequado, pode-se introduzir uma quantidade apropriada, pesada com exatidão, diretamente no
compartimento anódico.
Quando a amostra é um líquido miscível em álcool metílico anidro ou outros solventes adequados,
pode-se adicionar uma quantidade apropriada, pesada com exatidão, ao álcool metílico anidro ou a
outros solventes adequados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 172
Procedimento
Utilizando um dispositivo seco, injetar ou adicionar diretamente no anólito uma quantidade, medida
com exatidão, da amostra ou da preparação da amostra que contenha entre 0,5 mg e 5 mg de água, ou
quantidade recomendada pelo fabricante do instrumento, misturar e realizar o doseamento
culombimétrico até o ponto final eletrométrico. Ler o conteúdo de água da preparação da amostra
diretamente na tela do instrumento e calcular a porcentagem presente na substância. Realizar uma
determinação em branco, caso seja necessário, e realizar as correções correspondentes.
Aparato
Utilizar um balão de vidro com fundo redondo de 500 mL, A, conectando mediante uma conexão, B,
a um condensador de refluxo, C, utilizando juntas de vidro esmerilhado (Figura 1).
As dimensões críticas das peças do aparato são as seguintes: o tubo de conexão, D, tem um diâmetro
interno de 9 mm a 11 mm. O coletor de destilado tem um comprimento de 235 mm a 240 mm. O
condensador deve ser do tipo de tubo reto, com um comprimento aproximado de 400 mm e um
diâmetro interno de não menos que 8 mm. O tubo receptor, E, tem capacidade de 5 mL e sua parte
cilíndrica, com um comprimento de 146 mm a 156 mm, está graduada em subdivisões de 0,1 mL, de
forma que o erro de leitura não seja maior que 0,05 mL para qualquer volume indicado. A fonte de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 173
Limpar o tubo receptor e o condensador com uma solução de limpeza adequada, enxaguar
exaustivamente com água e secar. Preparar o tolueno que será utilizado agitando-o com pequena
quantidade de água, e destilar até separar o excesso de água.
Procedimento
Colocar em um balão seco uma quantidade da substância, pesada com exatidão, que contenha de 2
mL a 4 mL de água. Se a substância é do tipo semissólido, pesar sobre uma lâmina metálica ovalada
com um tamanho que passe através do gargalo do frasco. Se existe a possibilidade de que ao introduzir
a substância sejam produzidas projeções, adicionar quantidade de material poroso (por exemplo: areia
lavada e seca, tubos capilares, porcelana). Colocar aproximadamente 200 mL de tolueno no balão,
conectar o aparato e encher o tubo receptor, E, com tolueno vertido através da abertura superior do
condensador. Aquecer o balão suavemente durante 15 minutos e, logo que o tolueno entrar em
ebulição, destilar a uma velocidade de aproximadamente duas gotas por segundo até que a maior parte
da água tenha sido arrastada, depois aumentar a velocidade de destilação para aproximadamente
quatro gotas por segundo. Quando aparentemente toda a água tiver sido destilada, enxaguar o interior
do tubo do condensador com tolueno. Continuar a destilação por mais cinco minutos; remover a fonte
de calor e deixar que o tubo receptor resfrie até a temperatura ambiente e arrastar a água aderida às
paredes. Após finalizada a separação da água e do tolueno, ler o volume de água e calcular a
porcentagem desta que estava presente na substância.
O iodossulfuroso SR deve ser conservado ao abrigo da luz, de preferência num frasco munido de uma
bureta automática.
Procedimento para drogas vegetais. Proceder como está indicado em Métodos de farmacognosia
(5.4), como indicado na monografia individual.
Figura 1 – Diagrama de solubilidade por fases de amostra constituída por uma só substância.
Se a amostra for constituída de duas substâncias (uma delas impureza da outra, por exemplo), o
diagrama assume a forma ilustrada na Figura 2. O segmento AB apresenta inclinação unitária; o
ponto B indica saturação da solução com relação a um dos componentes da amostra (geralmente
aquele que está presente em maior proporção); o segmento BC indica a solubilização do segundo
componente e o segmento CD a saturação da solução com este último (inclinação nula).
A ocorrência de desvios pronunciados nos pontos que constituem os segmentos de reta do diagrama
indica falta de equilíbrio no sistema, embora estes também possam ser atribuídos à existência de
solução sólida ou a desvios do comportamento teórico. Se necessário, a inclinação i pode ser calculada
por aproximação gráfica ou a partir do método estatístico dos mínimos quadrados.
Uma peculiaridade da análise de solubilidade por fases é não ser técnica aplicável a misturas cujos
componentes estão presentes na amostra na proporção de suas solubilidades. Neste caso particular,
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 176
ambos os componentes promovem saturação no mesmo ponto, fornecendo, como resultado, diagrama
de fases equivalente ao de substância pura.
ESCOLHA DE SOLVENTE
A escolha do solvente para análise de solubilidade por fases é baseada na solubilidade do componente
presente em maior proporção na amostra e no método de doseamento adotado para a determinação
da concentração da solução formada. Sendo mais usual a técnica gravimétrica, convém ao solvente
apresentar volatilidade suficiente para permitir sua evaporação a vácuo, mas insuficiente para
dificultar operações de transferência e pesagem.
Recomendam-se solventes com ponto de ebulição entre 60 ºC e 150 ºC. Em termos de solubilidade,
é conveniente que o solvente apresente capacidade de solubilização da amostra em proporção não
inferior a 4 mg/g nem superior a 50 mg/g. A solubilidade ótima compreende a faixa de 10 a 20 mg/g.
Recomendações adicionais incluem a inércia do solvente frente aos componentes da amostra
(prevendo-se, inclusive, a possibilidade de formação de solvatos ou sais) e o emprego de solvente de
pureza e concentração conhecida (traços de impurezas afetam intensamente a solubilidade),
admitindo-se, contudo, o emprego de misturas.
APARELHAGEM
O banho-maria é provido de termostato com tolerância de controle de temperatura não superior a 0,1
ºC, especialmente na faixa de 25 ºC a 30 ºC, usual para os ensaios. O banho é equipado com haste
horizontal rotativa (25 rpm) provida de garras fixadoras para as ampolas. Como alternativa, pode ser
usado vibrador (100 a 120 vibrações/segundo) igualmente provido de garras fixadoras de ampolas.
PROCEDIMENTO
Composição do sistema
Permitir às ampolas atingir a temperatura ambiente e pesá-las, juntamente com seus respectivos
fragmentos de vidro. Calcular a composição do sistema, em mg/g, para cada ampola, pela fórmula:
1000(M2-M1)/(M3-M2), em que M2 corresponde à massa da ampola contendo amostra; M1 é a massa
da ampola vazia e M3 é a massa da ampola contendo amostra, solvente e eventuais fragmentos de
vidro.
Equilíbrio
O período necessário ao estabelecimento de equilíbrio nos sistemas contidos nas ampolas é variável
de acordo com a natureza da amostra, o método de agitação (rotação ou vibração) e a temperatura. A
experiência indica prazo médio de 1 a 7 dias para agitação por vibração e de 7 a 14 dias para o
processo rotacional. Para confirmar a promoção de equilíbrio, aquecer a penúltima ampola da série a
40 ºC com o intuito de obter supersaturação. O resultado é positivo se o ponto correspondente a esta
ampola for coerente com os demais no diagrama de fases. Todavia, resultado diverso não significa
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 178
necessariamente não ter sido atingido o equilíbrio. Há substâncias com tendência a permanecer em
solução supersaturada e, sendo este o caso, cabe a execução de série de análises, variando-se o período
de espera com o fim de assegurar a coerência dos pontos da curva de solubilidade.
Composição da solução
Atingido o equilíbrio, colocar as ampolas em suporte apropriado para que permaneçam em posição
vertical, com os gargalos acima do nível da água do banho termostatizado. Aguardar a decantação
dos sólidos nas ampolas, abri-las e coletar 2,0 mL do sobrenadante de cada uma por meio de pipeta
provida de chumaço de algodão ou de outro material capaz de atuar como filtro. Remover o material
filtrante da pipeta e transferir o líquido límpido para frasco de solubilidade (Figura 3) tarado e
devidamente identificado, pesando cada frasco após a operação. Esfriar os frascos em banho de gelo
seco e acetona e, em seguida, evaporar o solvente sob pressão reduzida. Aumentar gradativamente a
temperatura de evaporação, tomando a precaução de não exceder o limite compatível com a
estabilidade da amostra e dessecar o resíduo até peso constante. Calcular a composição da solução
em cada frasco, em mg/g, pela fórmula 1000 (P3 -P1)/(P2 -P3), em que P3 corresponde à massa do
frasco contendo o resíduo da evaporação; P1 é a massa do frasco de solubilidade vazio (tara) e P2 é a
massa do frasco contendo a solução.
Traçar diagrama de fases com base nos valores obtidos e determinar a pureza porcentual da amostra
em função da inclinação do segmento de reta.
Procedimento
5.2.22 ELETROFORESE
PRINCÍPIOS GERAIS
Por ação de um campo elétrico, as partículas carregadas dissolvidas ou dispersas numa solução
eletrolítica migram em direção ao eletrodo de polaridade oposta. Na eletroforese em gel, o
deslocamento das partículas é retardado pelas interações com o gel da matriz que constitui o meio de
migração e comporta-se como um tamis molecular.
Esse método é usado apenas para amostras reduzidas. A natureza do suporte, como papel, gel de
agarose, acetato de celulose, amido, metacrilamida ou gel misto, introduz um número de fatores
adicionais que modificam a mobilidade:
b) certos suportes não são eletricamente neutros e, como o meio constitui uma fase estacionária, pode
algumas vezes originar uma considerável corrente eletroendosmótica importante;
c) o aquecimento devido ao efeito Joule pode produzir certa evaporação do líquido do suporte, o que
conduz, por capilaridade, a um deslocamento da solução das extremidades para o centro; assim, a
força iônica tende a aumentar progressivamente.
Aparelhagem
– uma cuba de eletroforese. Geralmente retangular, de vidro ou de material plástico rígido, com dois
compartimentos separados, anódico e catódico, que contêm a solução tampão condutora. Em cada
compartimento mergulha-se um eletrodo, de platina ou de grafite; esses são conectados por meio de
um circuito devidamente isolado da fonte de alimentação do terminal correspondente para formar,
respectivamente, o anodo e o catodo, ligados por um circuito convenientemente isolado ao borne
correspondente do gerador. O nível do líquido nos dois compartimentos é igual para evitar o efeito
de sifonagem. A cuba de eletroforese deve ser equipada com uma tampa hermética, permitindo
manter no seu interior uma atmosfera saturada de umidade e atenuar, assim, a evaporação do solvente
durante a migração. Utiliza-se um dispositivo de segurança que corta a corrente, quando se retira a
tampa da cuba. Se a medida da corrente elétrica exceder 10 W, é preferível resfriar o suporte;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 180
– um dispositivo de suporte:
Eletroforese em tiras. Na eletroforese, as tiras no suporte são previamente impregnadas com a mesma
solução condutora e cada extremidade mergulhada no compartimento do eletrodo. As tiras ficam bem
estendidas, fixadas sobre um suporte apropriado para evitar a difusão da solução condutora, como,
por exemplo, uma moldura horizontal, um suporte em V invertido, ou uma superfície uniforme, com
pontos de contato em intervalos adequados.
Eletroforese em gel. Na eletroforese em gel, o dispositivo consiste numa placa de vidro, como, por
exemplo, uma simples lâmina de microscópio, na qual se deposita uma camada de gel aderente e de
espessura uniforme em toda a superfície da lâmina. O contato entre o gel e a solução condutora varia
em função do tipo do aparelho utilizado. Evita-se qualquer condensação de umidade ou secagem da
camada sólida;
Procedimento. Colocar a solução de eletrólito nos compartimentos dos eletrodos. Colocar o suporte,
convenientemente embebido com a solução do eletrólito na cuba, de acordo com o tipo de aparelho
utilizado. Traçar a linha de partida e aplicar a amostra de ensaio. Deixar passar a corrente durante o
tempo indicado; em seguida desligar a corrente, retirar o suporte da cuba, secar e revelar.
corado atingir o reservatório inferior. Retirar, imediatamente, os tubos e proceder à extrusão do gel.
Localizar a posição das bandas nos eletroforetogramas segundo o procedimento indicado.
Características dos géis de poliacrilamida. As propriedades de tamis dos géis de poliacrilamida estão
relacionadas com a sua estrutura particular, que é a de uma rede tridimensional de fibras e poros
resultantes da formação de ligações cruzadas entre a bisacrilamida bifuncional e as cadeias adjacentes
de poliacrilamida. A polimerização é catalisada por um gerador de radicais livres composto de
persulfato de amônia (PSA) e N,N,N’,N’- tetrametiletilenodiamina (TEMED). O tamanho real dos
poros de um gel é tanto menor quanto maior for a sua concentração de acrilamida. Como a
concentração de acrilamida do gel aumenta, a sua porosidade efetiva diminui. A porosidade real de
um gel é definida de modo operacional pelas suas propriedades de tamis molecular, isso é, a
resistência que ele opõe à migração das macromoléculas. Existem limites para as concentrações de
acrilamida que podem ser utilizadas. Em concentrações muito elevadas os géis desfazem-se mais
facilmente e tornam-se difíceis de manipular. Quando o tamanho dos poros de um gel diminui, a
velocidade de migração de uma proteína nesse gel diminui também. Ajustando-se a porosidade de
um gel pela alteração da concentração de acrilamida, é possível otimizar a resolução do método para
um determinado produto proteico. Desse modo, as características físicas de um gel dependem,
portanto, do seu teor de acrilamida e de bisacrilamida. Além da composição do gel, o estado da
proteína constitui outro fator importante para a sua mobilidade eletroforética.
No caso das proteínas, a mobilidade eletroforética depende do pKa dos grupos dissociáveis e do
tamanho da molécula. É igualmente afetada pela natureza, concentração e pH do tampão, pela
temperatura, intensidade do campo elétrico e pela natureza do suporte.
O método descrito a título de exemplo é aplicável à análise dos polipeptídeos de massa molar
compreendida entre 14 000 e 100 000 daltons. É possível ampliar esse intervalo por meio de diferentes
técnicas (por exemplo, pelo emprego de géis em gradiente ou de sistemas tampão especiais), mas
estas não fazem parte deste texto. A eletroforese em gel de poliacrilamida em condições desnaturantes
usando dodecilsulfato de sódio (DSS-EGPA) é a técnica de eletroforese mais utilizada para avaliar a
qualidade farmacêutica dos produtos proteicos e é sobretudo o foco deste texto. De modo geral, a
eletroforese analítica das proteínas é realizada em gel de poliacrilamida em condições que favorecem
a dissociação das proteínas nas suas subunidades polipeptídicas e que limitam o fenômeno de
agregação. Utiliza-se frequentemente o dodecilsulfato de sódio (DSS), um detergente fortemente
aniônico, para dissociar as proteínas antes da sua aplicação no gel, em combinação com o calor. Os
polipeptídeos desnaturados ligam-se ao DSS e adquirem cargas negativas, caracterizando-se por uma
relação carga/massa constante, qualquer que seja o tipo de proteína considerada. Sendo a quantidade
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 182
de DSS ligada quase sempre proporcional à massa molar do polipeptídeo e independente da sua
sequência, os complexos DSS-polipeptídeo migram nos géis de poliacrilamida com mobilidades que
são função do tamanho do polipeptídeo.
Condições redutoras
Para certas análises, a dissociação completa da proteína em subunidades peptídicas não é desejável.
Na ausência de tratamento pelos agentes redutores, como o 2-mercaptoetanol ou o DTT, as pontes
dissulfeto covalentes permanecem intactas e a conformação oligomérica da proteína é preservada. Os
complexos DSS-oligômero migram mais lentamente que as subunidades DSS-peptídicas. Além disso,
as proteínas não reduzidas podem não ser, totalmente, saturadas em DSS e, por consequência, não se
ligam ao detergente numa relação de massa constante. Essa circunstância torna a determinação da
massa molar dessas moléculas pelo DSS-EGPA mais difícil que a análise de polipeptídeos totalmente
desnaturados, pois, para que a comparação seja possível, é necessário que os padrões e as proteínas
desconhecidas tenham configurações semelhantes. Entretanto, a obtenção no gel de uma única banda
corada permanece como critério de pureza.
O método eletroforético mais divulgado para a caracterização das misturas complexas de proteínas
fundamenta-se no emprego de um sistema tampão descontínuo que inclui dois géis contínuos, mas
distintos: um gel de separação ou de resolução (inferior) e um gel de empilhamento (superior). Esses
dois géis são de porosidade, pH e força iônica diferentes. Além disso, os diferentes íons móveis são
usados nos géis e nos tampões do eletrodo. A descontinuidade do sistema tampão conduz a uma
concentração de grande volume das amostras no gel de concentração e, portanto, a uma melhoria da
resolução. Quando o campo elétrico é aplicado, um gradiente de tensão negativo instaura-se através
da solução da amostra e arrasta as proteínas do gel de concentração para o gel de empilhamento. Os
íons glicinato contidos no tampão do eletrodo seguem as proteínas no gel de empilhamento. Forma-
se, rapidamente, uma zona de divisão móvel cuja frente é constituída pelos íons cloreto de alta
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 183
mobilidade e a parte de trás pelos íons glicinato mais lentos. Um gradiente de alta tensão localizado
instaura-se entre as frentes iônicas da cabeça e da cauda e leva os complexos DSS-proteína a
concentrarem-se numa banda muito estreita que migra entre as frações cloreto e glicinato.
Em larga escala, independentemente do volume de amostra aplicado, o conjunto dos complexos DSS-
proteína sofre um efeito de condensação e penetra no gel de separação na forma de uma banda estreita,
bem definida, de alta densidade proteica. O gel de empilhamento, de poros largos, não retarda,
geralmente, a migração das proteínas, mas desempenha, principalmente, o papel de meio
anticonvequitivo. Na interface dos géis de empilhamento e de separação, as proteínas são
confrontadas com um brusco aumento do efeito de retardamento devido ao pequeno diâmetro dos
poros do gel de separação. Quando penetram no gel de separação, esse retardamento prossegue devido
ao efeito de tamis molecular exercido pela matriz. Os íons glicinato ultrapassam as proteínas cuja
migração prossegue, então, num meio de pH uniforme constituído pela solução tampão de
trometamina (TRIS) e pela glicina. O efeito de tamis molecular conduz a uma separação dos
complexos DSS-polipeptídeo com base na sua respectiva massa molar.
Montagem do molde
Com um detergente suave, limpar as duas placas de vidro (por exemplo de tamanho 10 cm x 8 cm),
o pente de politetrafluoroetileno, os dois espaçadores e o tubo de borracha de silicone (por exemplo,
diâmetro de 0,6 mm x 350 mm), e enxaguar, abundantemente, com água. Secar todos os elementos
com papel toalha ou tecido. Lubrificar os espaçadores e o tubo com lubrificante que não seja à base
de silicone. Colocar os espaçadores a 2 mm da borda ao longo dos dois lados curtos e de um dos lados
compridos da placa de vidro. Esse último corresponderá ao fundo do gel. Começar a instalar o tubo
sobre a placa de vidro utilizando um dos espaçadores como guia. Atingida a extremidade do
espaçador, dobrar o tubo com precaução para fazê-lo seguir o lado longo da placa de vidro. Mantenha
o tubo no seu lugar com um dos dedos, dobre-o de novo para fazê-lo seguir o segundo lado curto da
placa, utilizar o espaçador como guia. Colocar a segunda placa no lugar, alinhando-a, perfeitamente,
sobre a primeira, e mantenha o conjunto por pressão manual. Colocar duas pinças em cada um dos
lados curtos do molde e depois, com precaução, quatro outras pinças no lado longo que constituirá a
base do molde. Verificar se o tubo segue a borda das placas e não se deslocou após a colocação das
pinças. O molde está pronto e o gel pode ser colocado nele.
Para os géis do sistema tampão descontínuo, recomenda-se colocar primeiro o gel de separação e
deixá-lo polimerizar antes de colocar o gel de concentração, porque o teor em acrilamida-
bisacrilamida nos dois géis, o tampão e o pH são diferentes.
Preparação do gel de separação. Num erlenmeyer, preparar o volume apropriado de uma solução de
acrilamida de concentração desejada, usando os valores indicados na Tabela 1. Misturar os
componentes pela ordem indicada. Antes de adicionar a solução de persulfato de amônia e a de
tetrametiletilenodiamina (TEMED), filtrar, se necessário, por sucção, usando uma membrana de
acetato de celulose (diâmetro dos poros de 0,45 μm); manter sob sucção, agitando a unidade de
filtração até não mais formar bolhas na solução. Adicionar as quantidades apropriadas de solução de
PSA e de TEMED (Tabela 1), agitar e introduzir, imediatamente, no espaço que separa as duas placas
de vidro do molde. Deixar uma altura livre suficiente para o gel de concentração (altura de um dente
do pente mais 1 cm). Utilizando-se uma pipeta de vidro afilada, recubra, com precaução, a solução
com álcool isobutílico saturado de água. Deixar polimerizar o gel em posição vertical, à temperatura
ambiente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 184
Antes de juntar a solução de PSA e de TEMED, filtrar, se necessário, por sucção empregando-se uma
membrana de acetato de celulose (diâmetro dos poros de 0,45 μm); manter sob sucção, agitando a
unidade de filtração até não mais formar bolhas na solução. Adicionar as quantidades apropriadas de
soluções de persulfato de amônia e de TEMED (Tabela 2), agitar e adicionar, imediatamente, sobre
o gel de separação. Colocar, imediatamente, no lugar um pente de politetrafluoroetileno limpo na
solução do gel de concentração, tomando a precaução de evitar a formação de bolhas de ar. Adicionar
a solução no gel de concentração de modo a encher totalmente os interstícios do pente. Deixar
polimerizar o gel em posição vertical, à temperatura ambiente.
8% de Acrilamida
Água 2,3 4,6 6,9 9,3 11,5 13,9 18,5 23,2
Solução de acrilamida(1) 1,3 2,7 4,0 5,3 6,7 8,0 10,7 13,3
Tris 1,5 M pH 8,8 (2) 1,3 2,5 3,8 5,0 6,3 7,5 10,0 12,5
(DSS) 100 g/L de Dodecil Sulfato de 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
Sódio(3)
(PSA) 100 g/L de Persulfato de Amônia(4) 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
(TEMED) Tetrametiletilenodiamina(5) 0,003 0,006 0,009 0,002 0,005 0,008 0,024 0,03
10% de Acrilamida
Água 1,9 4,0 5,9 7,9 9,9 11,9 15,9 19,8
Solução de acrilamida(1) 1,7 3,3 5,0 6,7 8,3 10,0 13,3 16,7
Tris 1,5 M pH 8,8 (2) 1,3 2,5 3,8 5,0 6,3 7,5 10,0 12,5
(DSS) 100 g/L de Dodecil Sulfato de 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
Sódio(3)
(PSA) 100 g/L de Persulfato de Amônia(4) 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
(TEMED) Tetrametiletilenodiamina(5) 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,002 0,016 0,02
12% de Acrilamida
Água 1,6 3,3 4,9 6,6 8,2 9,9 13,2 16,5
Solução de acrilamida(1) 2,0 4,0 6,0 8,0 10,0 12,0 16,0 20,0
Tris 1,5 M pH 8,8 (2) 1,3 2,5 3,8 5,0 6,3 7,5 10,0 12,5
(DSS) 100 g/L de Dodecil Sulfato de 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
Sódio(3)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 185
(PSA) 100 g/L de Persulfato de Amônia(4) 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
(TEMED) Tetrametiletilenodiamina(5) 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,016 0,02
14% de Acrilamida
Água 1,4 2,7 3,9 5,3 6,6 8,0 10,6 13,8
Solução de acrilamida(1) 2,3 4,6 7,0 9,3 11,6 13,9 18,6 23,2
Tris 1,5 M pH 8,8 (2) 1,2 2,5 3,6 5,0 6,3 7,5 10,0 12,5
(DSS) 100 g/L de Dodecil Sulfato de 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
Sódio(3)
(PSA) 100 g/L de Persulfato de Amônia(4) 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
(TEMED) Tetrametiletilenodiamina(5) 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,016 0,02
15% de Acrilamida
Água 1,1 2,3 3,4 4,6 5,7 6,9 9,2 11,5
Solução de acrilamida(1) 2,5 5,0 7,5 10,0 12,5 15,0 20,0 25,0
Tris 1,5 M pH 8,8 (2) 1,3 2,5 3,8 5,0 6,3 7,5 10,0 12,5
(DSS) 100 g/L de Dodecil Sulfato de 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
Sódio(3)
(PSA) 100 g/L de Persulfato de Amônia(4) 0,05 0,1 0,15 0,2 0,25 0,3 0,4 0,5
(TEMED) Tetrametiletilenodiamina(5) 0,002 0,004 0,006 0,008 0,01 0,012 0,016 0,02
______________
(1) Solução de acrilamida: acrilamida/bisacrilamida (29:1) a 30% (p/v) SR
(2) Tris 1,5 M pH 8,8: tampão de triscloridrato 1,5 M pH 8,8.
(3) DSS 100 g/L: solução de dodecilsulfato de sódio a 10% (p/v).
(4) PSA 100 g/L: solução de persulfato de amónio a 10% (p/v). O persulfato de amónio fornece os radicais livres que
induzem a polimerização da acrilamida e da bisacrilamida. A solução de persulfato de amônia decompõe-se, lentamente,
e é renovada toda a semana.
(5) TEMED: N,N,N’,N’-tetrametiletilenodiamina.
Quando a polimerização terminar (cerca de 30 minutos), retirar o pente com cuidado. Lavar os poços
imediatamente com água ou tampão de eletroforese DSS-EGPA para eliminar a acrilamida
eventualmente não polimerizada. Se necessário, endireitar os dentes do gel de empilhamento, com
uma agulha hipodérmica, de ponta partida, anexada a uma seringa, de um dos lados curtos da placa,
retirar com cuidado o tubo e recolocar as pinças. Proceda do mesmo modo do outro lado curto e
depois na base do molde. Introduzir o gel no aparelho de eletroforese.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 186
A coloração com azul de Coomassie é o método mais frequentemente utilizado para a detecção de
proteínas, com um nível de detecção da ordem de 1 μg a 10 μg de proteína por banda. A coloração
com nitrato de prata é o método mais sensível para a visualização das proteínas em géis; possibilita a
detecção de bandas com 10 ng a 100 ng de proteína. Todas as etapas da coloração dos géis são
realizadas à temperatura ambiente, com agitação moderada e movimento orbital num equipamento
apropriado. É necessário o uso de luvas para evitar depositar no gel impressões digitais que também
seriam coradas.
Coloração com azul de Coomassie. Mergulhar o gel durante, pelo menos, uma hora num grande
excesso de azul de Coomassie SR. Eliminar a solução de coloração. Mergulhar o gel num grande
excesso de solução de descoloração (consiste em uma mistura de um volume de ácido acético glacial,
quatro volumes de álcool metílico e cinco volumes de água). Renovar várias vezes a solução de
descoloração até que as bandas proteicas apareçam, nitidamente, sobre fundo claro. Quanto mais forte
for a descoloração do gel, menor será a quantidade de proteína detectada por esse método. É possível
acelerar a descoloração incorporando na solução de descoloração alguns gramas de resina de troca
iônica ou uma esponja.
Nota: as soluções ácido-alcoólicas utilizadas nesse método não fixam totalmente as proteínas do gel.
Pode, portanto, haver perda de certas proteínas de massa molar baixa durante as operações de
coloração e descoloração dos géis finos. Pode ser conseguida uma fixação permanente colocando o
gel durante uma hora numa mistura de um volume de ácido tricloroacético, quatro volumes de álcool
metílico e cinco volumes de água, antes de se mergulhar na solução de azul de Coomassie SR.
Coloração com nitrato de prata. Mergulhar o gel durante uma hora num grande volume de solução
de fixação (consiste em adicionar 0,27 mL de formaldeído em 250 mL de álcool metílico e diluir para
500 mL com água). Eliminar e renovar a solução de fixação e deixar incubar durante, pelos menos,
uma hora, ou durante toda a noite, se assim for mais prático. Eliminar a solução de fixação e colocar
o gel num volume em excesso de água durante uma hora e, em seguida, mergulhar durante 15 minutos
em solução de glutaraldeído a 1% (v/v). Lavar o gel colocando-o por duas vezes num volume
excessivo de água durante 15 minutos e, em seguida, mergulhá-lo durante 15 minutos, ao abrigo da
luz, em nitrato de prata SR1 recentemente preparado. Lavar o gel colocando-o por três vezes num
volume excessivo de água durante 15 minutos e, em seguida, mergulhá-lo durante cerca de um minuto
em solução de desenvolvimento (consiste em diluir 2,5 mL de ácido cítrico monoidratado a 2% (p/v)
e 0,27 mL de formaldeído em água e diluir para 500 mL com água), até obter coloração satisfatória.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 187
Suspender o desenvolvimento por imersão durante 15 minutos em solução de ácido acético a 10%
(v/v). Lavar com água.
O tratamento dos géis é ligeiramente diferente conforme o método de coloração utilizado. No caso
da coloração com Coomassie, a etapa de descoloração é seguida de uma imersão do gel em solução
de glicerol a 10% (p/v) durante, pelo menos, duas horas (ou uma noite). No caso da coloração com
prata, a lavagem final é seguida de uma imersão em solução de glicerol a 2% (p/v) durante cinco
minutos. Mergulhar duas folhas de celulose porosa em água durante cinco a dez minutos. Colocar
uma das folhas numa moldura de secagem. Levantar, delicadamente, o gel e depositá-lo sobre a folha
de celulose. Eliminar bolhas que, eventualmente, tenham ficado aprisionadas e adicionar alguns
mililitros de água ao longo das bordas do gel. Cobrir com a segunda folha e eliminar eventuais bolhas
de ar aprisionadas. Terminar o conjunto do quadro de secagem. Colocar na estufa ou deixar secar à
temperatura ambiente.
A massa molecular das proteínas é determinada por comparação da sua mobilidade com a mobilidade
de vários marcadores proteicos de massa molecular conhecidos. Existem, para a padronização dos
géis, misturas de proteínas de massas moleculares exatamente conhecidas que possibilitam obter uma
coloração uniforme. Tais misturas estão disponíveis para diferentes faixas de massa molecular. As
soluções mãe concentradas das proteínas de massa molecular conhecida são diluídas em tampão para
amostragem apropriada e depositadas no mesmo gel que a amostra proteica a examinar.
Imediatamente após a eletroforese, determinar a posição exata do corante de marcação (azul de
bromofenol) para identificar a frente de migração dos íons. Para esse efeito, pode cortar-se uma
pequena porção da borda do gel, ou mergulhar no interior do gel, no nível da frente de migração do
corante, uma agulha molhada em tinta da Índia. Após a coloração do gel, determinar a distância de
migração de cada banda proteica (marcadores e bandas desconhecidas) a partir do bordo superior do
gel de separação e dividir cada uma dessas distâncias de migração pela distância percorrida pelo
corante de marcação. As distâncias de migração, assim obtidas, são chamadas mobilidades relativas
das proteínas (em referência à frente de coloração) e, convencionalmente, representadas por Rf.
Construir um gráfico usando os logaritmos da massa molecular relativa (Mr) dos padrões proteicos
em função dos Rf correspondentes. Os gráficos obtidos são ligeiramente sigmoides. O cálculo das
massas moleculares desconhecidas pode ser realizado por regressão linear, ou por interpolação a
partir da curva de variação de log (Mr) em função do Rf, desde que os valores obtidos para as amostras
desconhecidas se situem na parte linear do gráfico.
Validação do ensaio
O ensaio só será válido se as proteínas utilizadas como marcadores de massa molecular distribuírem-
se em 80% do comprimento do gel e se, no intervalo de separação desejada (por exemplo, o intervalo
que cubra o produto e o seu dímero, ou o produto e as suas impurezas aparentadas) existir para as
bandas proteicas em causa uma relação linear entre o logaritmo da massa molecular e o valor do Rf.
Exigências de validação suplementares dizendo respeito à preparação da amostra podem ser
especificadas nas monografias em particular.
eletroforetograma obtido com a solução problema não apresenta nenhuma banda devido a impurezas
(além da banda principal) que seja mais intensa que a banda principal do eletroforetograma obtido
com a solução padrão. Desde que se opere em condições validadas, é possível quantificar as
impurezas por normalização em relação à banda principal, utilizando-se um densitômetro integrador.
Nesse caso, é verificada a linearidade das respostas.
PRINCÍPIOS GERAIS
Em EC, a separação é governada por dois fatores. O primeiro corresponde ao movimento dos solutos
no capilar devido ao campo elétrico (E), também denominado de velocidade eletroforética. O segundo
ocorre em função do fluxo do eletrólito devido à superfície carregada na parede do capilar, sendo
chamado de fluxo eletrosmótico. A mobilidade eletroforética de um soluto (μep) está relacionada a
características específicas como tamanho molecular, forma e carga elétrica, bem como a propriedades
inerentes ao eletrólito no qual a migração ocorre (força iônica do eletrólito, pH, viscosidade e
presença de aditivos). Sob a influência de tensão, os solutos carregados migram através do eletrólito
com uma determinada velocidade, Vep, dada em cm/s, e calculada pela equação:
𝑞 𝑉
𝑉𝑒𝑝 = 𝜇𝑒𝑝 . 𝐸 = ( )( )
6𝜋𝑟 𝐿
em que
Quando um campo elétrico é aplicado ao longo do capilar, um fluxo de eletrólito é gerado no interior
do mesmo. A migração de diferentes solutos ao longo do capilar em direção ao detector, independente
da presença de carga iônica, indica que além da mobilidade eletroforética, está envolvida uma força
adicional. Caso não houvesse esta força adicional, compostos com carga positiva migrariam pelo
capilar enquanto os ânions permaneceriam à distância do detector e os solutos neutros simplesmente
não migrariam. A força adicional que direciona todos os solutos através do capilar é denominada de
fluxo eletrosmótico (FEO) e possui papel importante nos diversos tipos de EC.
O FEO tem sua origem a partir da ionização dos grupos silanóis na parede interna do capilar, que são
transformados em grupos silanoato (Si-O-), em pH acima de três. Estes grupos com carga negativa
atraem os cátions do eletrólito, formando uma camada interna na parede do capilar. A dupla camada
formada próxima à superfície do capilar é essencialmente estática. A camada mais difusa, próxima à
dupla camada é móvel e, sob ação de uma tensão elétrica, migra em direção ao cátodo carreando
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 189
juntamente a água de hidratação. Entre as duas camadas existe um plano de atrito e o desequilíbrio
elétrico gerado corresponde à diferença de potencial que atravessa as duas camadas, denominada de
potencial zeta (ζ).
A velocidade do fluxo eletrosmótico é dependente da mobilidade eletrosmótica (μeo) que, por sua vez,
está diretamente relacionada à densidade de carga da parede interna do capilar e às características do
eletrólito. A velocidade do fluxo eletrosmótico (Veo) pode ser calculada pela equação:
𝜀. 𝑉
𝑉𝑒𝑜 = 𝜇𝑒𝑜 . 𝐸 = ( ) . ( )
𝐿
em que
𝑉 = 𝑉𝑒𝑝 ± 𝑉𝑒𝑜
A soma ou diferença entre as duas velocidades é usada na dependência das mobilidades atuarem na
mesma direção ou em direções opostas. Na eletroforese capilar, na sua forma mais usual, ânions
migrarão em direção oposta ao fluxo eletrosmótico e suas velocidades serão menores do que a
velocidade do fluxo eletrosmótico. Cátions migrarão na mesma direção do fluxo eletrosmótico e suas
velocidades serão maiores do que a velocidade do fluxo eletrosmótico. Nesta condição, na qual existe
uma rápida velocidade de fluxo eletrosmótico em relação à velocidade eletroforética dos solutos,
cátions e ânions podem ser separados na mesma corrida eletroforética.
O tempo (t) necessário para o soluto migrar uma distância (l) do terminal de injeção do capilar até a
janela de detecção do capilar (comprimento efetivo do capilar) é definido pela equação:
𝑙 𝑙(𝐿)
𝑡= =
𝑉𝑒𝑝 ± 𝑉𝑒𝑜 𝑉(𝜇𝑒𝑝 ± 𝜇𝑒𝑜 )
em que
l = distância do terminal de injeção do capilar até a janela de detecção do capilar (comprimento efetivo
do capilar);
Vep = velocidade eletroforética;
Veo = velocidade do fluxo eletrosmótico.
Após a introdução da amostra no capilar, cada soluto da amostra migra junto ao eletrólito como uma
banda independente, conforme sua mobilidade intrínseca. Sob condições ideais, o único fator que
pode contribuir para o alargamento da banda é oriundo da difusão molecular do soluto ao longo do
capilar (difusão longitudinal). Neste caso, a eficiência da banda é expressa como número de pratos
teóricos (N) de acordo com a equação:
em que
A separação entre duas bandas pode ser alcançada pela modificação da mobilidade eletroforética dos
solutos, pelo fluxo eletrosmótico e pelo aumento da eficiência das bandas de cada soluto em análise.
A resolução pode ser calculada pela equação:
√N (μepb - μepa )
𝑅𝑠 =
4(µep + 𝜇eo)
em que
EQUIPAMENTO
- dois reservatórios de eletrólitos, mantidos no mesmo nível, contendo soluções anódica e catódica;
- dois eletrodos (cátodo e ânodo), imersos nos reservatórios dos eletrólitos e conectados à fonte de
alta voltagem;
- um capilar de sílica fundida provido de janela de detecção para alinhamento a determinados tipos
de detectores. Os terminais do capilar são imersos nos reservatórios contendo as soluções eletrolíticas.
O capilar deve ser preenchido com a solução eletrolítica prescrita na monografia;
- detector capaz de monitorar a quantidade de solutos que passam pelo segmento de detecção do
capilar em intervalo específico de tempo. Os detectores mais usuais são baseados em
espectrofotometria de absorção (UV e UV-VIS) ou fluorimetria. Análises também podem ser
realizadas utilizando-se detectores eletroquímicos ou pelo acoplamento com a espectrometria de
massas;
A monografia de cada substância deve detalhar o tipo de capilar, as soluções eletrolíticas, o método
de pré-condicionamento, as condições da amostra e da migração eletroforética.
A solução eletrolítica deve ser filtrada (filtro de 0,45 μm) para remover partículas e desaerada para
evitar a formação de bolhas que possam interferir no sistema de detecção ou interromper o contato
elétrico no capilar durante a migração eletroforética. Os métodos eletroforéticos devem estabelecer
um detalhado procedimento de lavagem do capilar entre cada corrida a fim de permitir tempos de
migração reprodutíveis dos solutos em análise.
PRINCÍPIO
Nesta técnica, os solutos são separados em um capilar contendo apenas eletrólito, sem qualquer meio
anticonvectivo. O mecanismo de separação está baseado nas diferenças apresentadas pela razão
carga/massa das espécies analisadas que migram como bandas a velocidades diferenciadas. Os solutos
são separados pela combinação entre a mobilidade eletroforética intrínseca e a magnitude do fluxo
eletrosmótico no capilar. Capilares recobertos internamente, com reduzido fluxo eletrosmótico,
podem ser utilizados para aumentar a capacidade de separação dos solutos que adsorvem na superfície
do capilar.
A técnica em solução livre é adequada para análise de solutos de pequena massa molecular (PM <
2000) e elevada massa molecular (2000 < PM < 100 000). Devido à alta eficiência do sistema,
moléculas com diferenças mínimas em sua razão massa/carga podem ser discriminadas. A técnica
também permite a separação de solutos quirais por meio da adição de seletores quirais no eletrólito
de separação. A otimização da separação requer a avaliação de diferentes parâmetros instrumentais e
relacionados à solução eletrolítica.
PARÂMETROS INSTRUMENTAIS
Polaridade - a polaridade do eletrodo pode ser normal (ânodo na admissão e cátodo na saída). Neste
caso o fluxo eletrosmótico move em direção ao cátodo. Se a polaridade do eletrodo for revertida, a
direção do fluxo eletrosmótico é contrária à saída e apenas solutos carregados com mobilidade
eletroforética superior ao do fluxo eletrosmótico migram em direção à saída;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 192
A adsorção de componentes da amostra na parede interna do capilar pode limitar a eficiência. Por
esta razão, estratégias para evitar estas interações devem ser consideradas no desenvolvimento de um
método de separação por eletroforese capilar. Este é um fator crítico, por exemplo, em amostras
contendo proteínas. Uma destas estratégias (uso de pH(s) extremos e adsorção de eletrólitos
carregados com carga positiva) requer a modificação da composição do eletrólito para prevenir a
adsorção das proteínas. Alternativamente, é possível recobrir a parede interna do capilar com um
polímero por meio de ligações covalentes, prevenindo a interação de proteínas com a superfície da
sílica carregada negativamente. Para esta proposta, capilares com a parede interna previamente
recoberta com polímeros de natureza neutro-hidrofílica, catiônica e aniônica estão disponíveis
comercialmente.
Solventes orgânicos - Solventes orgânicos, como álcool metílico, acetonitrila entre outros, podem ser
adicionados ao eletrólito aquoso para aumentar a solubilidade do soluto e/ou de outros aditivos
presentes no eletrólito, ou ainda, influenciar o grau de ionização dos solutos da amostra. A adição
destes solventes no eletrólito geralmente provoca a redução do fluxo eletrosmótico.
Aditivos para separações quirais - As separações enantioméricas devem ser realizadas pela adição
de seletores quirais ao eletrólito de corrida. Os seletores quirais mais utilizados são as ciclodextrinas.
Porém, éteres coroa, polissacarídeos e proteínas também podem ser empregados para esta finalidade.
A discriminação enantiomérica é regida por diferentes interações entre o seletor quiral e cada um dos
enantiômeros do soluto em análise. Assim, a escolha correta do seletor influencia diretamente a
resolução enantiomérica obtida para solutos quirais. Durante o desenvolvimento de um método para
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 193
PRINCÍPIO
Na cromatografia eletrocinética micelar, a separação ocorre em uma solução eletrolítica que contém
um tensoativo a uma concentração acima da concentração micelar crítica (CMC). As moléculas do
soluto são distribuídas entre o eletrólito e a fase pseudo-estacionária composta de micelas, de acordo
com o coeficiente de partição do soluto. É uma técnica que pode ser usada para a separação de solutos
neutros e/ou ionizados, mantendo a eficiência, velocidade e adequabilidade instrumental da
eletroforese capilar. O tensoativo aniônico dodecil sulfato de sódio (DSS) é um dos tensoativos mais
usados na CEM, apesar de outros também serem utilizados, como, por exemplo, tensoativos
catiônicos (sais de cetiltrimetilamônio).
𝑡𝑅 − 𝑡0 𝑉𝑆
𝑘= 𝑡 = 𝐾 ×
𝑡0 × (1 − 𝑡 𝑅 ) 𝑉𝑀
𝑚𝑐
em que
𝑡
√𝑁 𝛼 − 1 𝑘𝑏 1 − (𝑡 0 )
𝑚𝑐
𝑅𝑠 = × × ×
4 𝛼 𝑘𝑏 + 1 1 + 𝑘 × ( 𝑡0 )
𝑎 𝑡𝑚𝑐
em que
De forma similar, porém não idêntica, as equações fornecem valores de k e Rs para solutos com carga.
OTIMIZAÇÃO
Parâmetros instrumentais
√𝑡𝑚𝑐 ⁄𝑡0
pH do eletrólito - o pH não altera o coeficiente de partição de solutos não ionizados, mas pode
determinar mudanças no fluxo eletro-osmótico em capilares não recobertos. Uma diminuição no pH
do eletrólito reduz o fluxo eletro-osmótico, proporcionando um aumento na resolução dos solutos
neutros e no tempo de análise.
Solventes orgânicos - solventes orgânicos (álcool metílico, propanol, acetonitrila) podem ser
adicionados à solução eletrolítica para melhorar a separação de solutos hidrofóbicos. Em geral, a
adição destes modificadores reduz o tempo de migração e a seletividade da separação. O porcentual
de solvente orgânico adicionado deve levar em consideração a concentração micelar crítica do
tensoativo, tendo em vista que valores excessivos podem afetar, ou mesmo, inibir o processo de
formação das micelas e, por conseguinte, a ausência do fenômeno de partição. A dissociação de
micelas na presença de porcentuais elevados de modificador não significa necessariamente melhores
resultados na separação. Em determinadas situações, a interação hidrofóbica entre o monômero do
tensoativo e solutos neutros formam complexos solvofóbicos que podem ser separados
eletroforeticamente.
Modificadores para separações quirais - a separação de enantiômeros em CEM pode ser obtida
através da inclusão de seletores quirais ao sistema micelar, ligados covalentemente ao tensoativo ou
adicionados ao eletrólito de separação. Micelas que possuem ligações com propriedades de
discriminação quiral incluem sais de N-dodecanoil- L – aminoácidos, sais biliares, entre outros. A
resolução quiral também pode ser obtida por meio de seletores quirais, tais como as ciclodextrinas,
adicionadas diretamente às soluções eletrolíticas que contêm tensoativos não quirais.
Outros aditivos - A seletividade pode ser modificada através de várias estratégias, por adição de
substâncias químicas ao eletrólito. A adição de diversos tipos de ciclodextrinas ao eletrólito também
pode ser utilizada para reduzir interação de solutos hidrofóbicos com a micela, aumentando assim a
seletividade para este tipo de soluto.
A adição de substâncias capazes de modificar as interações soluto-micela por adsorção nesta última
tem sido usada para aumentar a seletividade das separações em CEM. Estes aditivos podem ser um
segundo tensoativo (iônico ou não iônico) que originam mistura de micelas ou cátions metálicos que
dissolvem a micela formando complexos de coordenação com os solutos.
QUANTIFICAÇÃO
As áreas sob os picos devem ser divididas pelo tempo de migração correspondente para fornecer a
área correta com o objetivo de:
- compensar as diferentes respostas dos componentes da amostra com diferentes tempos de migração.
Quando um padrão interno é utilizado, deve-se verificar se nenhum pico de soluto a ser analisado
apresenta sobreposição ao pico do padrão interno.
CÁLCULOS
O teor do componente (ou componentes) em análise deve ser calculado a partir dos valores obtidos.
Quando prescritos, o teor porcentual de um ou mais componentes da amostra a ser analisada é
calculado pela determinação da área corrigida (s) do pico (s) como uma porcentagem do total das
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 196
ADEQUABILIDADE DO SISTEMA
O número aparente de pratos teóricos (N) pode ser calculado usando a expressão:
𝑡𝑅 2
𝑁 = 5,54 × ( )
𝑤ℎ
em que
tR = tempo de migração ou distância da linha de base a partir do ponto de injeção até a linha
perpendicular do ponto máximo do pico correspondente ao componente;
wh = largura do pico à meia altura
Resolução
A resolução (Rs) entre picos de alturas similares de 2 componentes pode ser calculada usando a
expressão:
em que
tR1 e tR2 = tempos de migração ou distâncias da linha de base a partir do ponto de injeção até a linha
perpendicular do ponto máximo de dois picos adjacentes
wh1 e wh2 = largura dos picos à meia altura
Quando apropriado, a resolução pode ser calculada através da medida da altura do vale (Hv) entre 2
picos parcialmente resolvidos em uma preparação padrão e a altura do pico menor (Hp), calculando a
razão pico/vale (p/v):
𝑝 𝐻𝑝
=
𝑣 𝐻𝑣
Fator de simetria
𝑤0,05
𝐴𝑠 =
2𝑑
em que
Testes para repetibilidade de área (desvio padrão das áreas ou da razão área/tempo de migração) e
para repetibilidade do tempo de migração (desvio padrão do tempo de migração) são introduzidos
como parâmetros de adequabilidade. A repetibilidade do tempo de migração fornece um teste para
adequabilidade de procedimentos de lavagem do capilar. Uma prática alternativa para evitar a falta
de repetibilidade do tempo de migração é usar o tempo de migração relativo a um padrão interno.
Um teste para verificar a razão sinal/ruído de uma preparação padrão (ou a determinação do limite de
quantificação) também pode ser útil para a determinação de substâncias relacionadas.
Proporção sinal:ruído
𝑆 2𝐻
=
𝑁 ℎ
em que
FÁRMACOS QUIRAIS
A CLAE é considerada uma das técnicas mais eficientes para a separação, a detecção e a quantificação
de fármacos. O uso de fase estacionária quiral (FEQ) adequada torna-se um poderoso método para a
separação dos enantiômeros.
A resolução cromatográfica dos enantiômeros pode ser alcançada por vários métodos, todavia, é
sempre necessário o uso de algum tipo de discriminador ou seletor quiral. O método indireto e o direto
são os dois caminhos para separação dos enantiômeros utilizando cromatografia a líquido.
No método indireto, os enantiômeros são convertidos em diastereoisômeros pela reação com uma
substância quiral. Os diastereoisômeros são substâncias que apresentam propriedades físico-químicas
diferentes e, portanto, podem ser separados utilizando-se fase estacionária não quiral.
O método indireto foi largamente utilizado no passado. Entretanto, apresenta limitações como a
necessidade do isolamento da substância de interesse e sua derivatização. Esses fatos dificultam o
desenvolvimento do processo automatizado para grande número de amostras. Além disso, a pureza
enantiomérica dos agentes derivatizantes é importante para evitar falsos resultados. Outra limitação
são as diferentes velocidades e/ou constantes de reação para os enantiômeros já que os estados de
transição reacionais são diastereoisoméricos o que pode resultar em proporção diferente da
composição enantiomérica inicial.
A condutividade elétrica da água é uma medida do fluxo de elétrons, o qual é facilitado pela presença
de íons. Moléculas de água dissociam-se em íons em função do pH e da temperatura, resultando em
uma determinada condutividade. Alguns gases, em especial o dióxido de carbono, dissolvem-se em
água e interagem para formar íons que afetam a condutividade e o pH da água. Esses íons e sua
condutividade resultante podem ser considerados como intrínsecos à água. A exposição da amostra à
atmosfera pode alterar a condutividade/resistividade, devido à perda ou ganho de gases dissolvidos.
O íon cloreto e o íon amônio são algumas das principais impurezas encontradas na água e, também,
influenciam na sua condutividade. Esses íons externos podem ter impacto significativo na pureza
química da água e comprometer a sua utilização em aplicações farmacêuticas.
As condutividades combinadas dos íons intrínsecos secos e dos íons externos variam em função do
pH e são a base para as especificações da condutividade descritas na Tabela 3 e empregadas quando
realizada a etapa 3 do teste. Duas etapas preliminares são incluídas neste teste. Se as condições do
teste e os limites de condutividade são atendidos em qualquer uma destas etapas preliminares (Etapas
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 200
1 e 2), a água satisfaz as exigências deste teste e não é necessária a aplicação da Etapa 3. Somente no
caso de a amostra não obedecer às exigências da Etapa 3, a água é julgada como não conforme com
os requerimentos do teste de condutividade.
A condutividade da água deve ser medida utilizando-se instrumentos calibrados com resolução de 0,1
μЅ/cm. O termômetro deve ter divisões de 0,1 °C e cobrir a faixa de 23 ºC a 27 °C. Os eletrodos
devem ser mantidos conforme a recomendação do fabricante do aparelho.
A constante de condutividade da célula é um fator usado como multiplicador para os valores da escala
do condutivímetro.
Constante da célula: o valor deve ser conhecido em ± 2%. Geralmente células de condutividade
apresentam constante na ordem de 0,1 cm-1, 1 cm-1 e 2 cm-1. A maioria dos equipamentos apresenta
a constante da célula definida. É necessário aferir essa constante com solução de KCl de referência
descrita na Tabela 1. Normalmente a verificação é realizada utilizando-se somente uma solução de
referência; nesse caso, utilizar a solução de referência de menor condutividade. Porém, é
recomendável medir periodicamente a condutividade dos demais padrões e observar a concordância
entre a leitura do condutivímetro e o valor nominal de cada solução de referência.
Solução A (0,01 M): pesar exatamente 0,7455 g de cloreto de potássio seco a 105 ºC durante duas
horas, transferir para balão volumétrico de 1000 mL, completar o volume com água e homogeneizar.
Solução B (0,005 M): pipetar 50 mL da Solução A para balão volumétrico de 100 mL, completar com
água e homogeneizar.
Solução C (0,001 M): pipetar 10 mL da Solução A para balão volumétrico de 100 mL, completar com
água e homogeneizar.
Solução D (0,0005 M): pipetar 5 mL da Solução A para balão volumétrico de 100 mL, completar com
água e homogeneizar.
Solução E (0,0001 M): pipetar 5 mL da Solução A para balão volumétrico de 500 mL, completar com
água e homogeneizar.
Nota 1: para o preparo das soluções acima, utilizar sempre água isenta de dióxido de carbono com
condutividade inferior a 0,10 μS.cm-1.
A 0,01 1412
B 0,005 717,5
C 0,001 146,9
D 0,0005 73,9
E 0,0001 14,9
PROCEDIMENTO
O procedimento descrito a seguir é estabelecido para medidas de água purificada e água para
injetáveis. Alternativamente, a Etapa 1 pode ser realizada (com modificações apropriadas, de acordo
com o item 1 da Etapa 1) usando-se instrumentação do tipo “em linha” que tenha sido calibrada
apropriadamente, cujas constantes de célula tenham sido exatamente determinadas e cujas funções de
compensação de temperatura tenham sido desabilitadas. A adequabilidade de tais instrumentos “em
linha’’ para testes de controle de qualidade é também dependente da localização no sistema de água.
Evidentemente, o posicionamento do instrumento precisa refletir a qualidade da água que será usada.
Etapa 1
2 A determinação deve ser realizada em recipiente apropriado ou como determinação “em linha”. O
valor obtido deve ser inferior a 1,3 μS/cm, na temperatura de (25,0 ± 0,1) ºC.
3 Na Tabela 2, localizar o valor de temperatura mais próximo e menor que a temperatura na qual a
condutividade foi medida. O valor de condutividade correspondente a essa temperatura é o limite.
(Não interpolar).
4 Se o valor de condutividade medido não é maior que o valor correspondente na Tabela 2, a água
atende às exigências para a condutividade. Porém, se o valor medido é maior que o da tabela, proceder
à determinação de acordo com a Etapa 2.
Tabela 2 - Valores limites para condutividade de acordo com a temperatura (somente para valores de
condutividade sem compensação de temperatura).
Temperatura (°C) Condutividade (μЅ/cm)
0 0,6
5 0,8
10 0,9
15 1,0
20 1,1
25 1,3
30 1,4
35 1,5
40 1,7
45 1,8
50 1,9
55 2,1
60 2,2
65 2,4
70 2,5
75 2,7
80 2,7
85 2,7
90 2,7
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 202
95 2,9
100 3,1
Etapa 2
1 Transferir quantidade suficiente de água (100 mL ou mais) para recipiente apropriado e agitar a
amostra. Ajustar a (25 ± 1) °C e agitar a amostra vigorosamente, observando periodicamente a leitura
do condutivímetro. Quando a mudança na condutividade devido à absorção de dióxido de carbono
atmosférico é menor que 0,1 μЅ/cm por cinco minutos, registrar a condutividade.
2 Se a condutividade não é maior que 2,1 μЅ/cm, a água obedece às exigências para o teste de
condutividade. Se a condutividade é maior que 2,1 μЅ/cm, proceder conforme a Etapa 3.
Etapa 3
Realizar este teste no máximo cinco minutos após a Etapa 2 com a mesma amostra, mantendo sua
temperatura a (25 ± 1) °C. Adicionar solução saturada de cloreto de potássio (0,3 mL para 100 mL
de amostra) e determinar o pH com precisão de 0,1 unidade, de acordo com Determinação do pH
(5.2.19). Utilizando a Tabela 3, determinar o valor limite para a condutividade de acordo com o pH.
Tabela 3 - Valores limites de condutividade de acordo com o pH (somente para amostras mantidas em
atmosfera e temperatura equilibradas).
pH Condutividade (μЅ/cm)
5,0 4,7
5,1 4,1
5,2 3,6
5,3 3,3
5,4 3,0
5,5 2,8
5,6 2,6
5,7 2,5
5,8 2,4
5,9 2,4
6,0 2,4
6,1 2,4
6,2 2,5
6,3 2,4
6,4 2,3
6,5 2,2
6,6 2,1
6,7 2,6
6,8 3,1
6,9 3,8
7,0 4,6
Após determinado o pH e estabelecido o limite de acordo com a Tabela 3, a água atende o teste se a
condutividade medida na Etapa 2 não é maior que esse limite. Se a condutividade for maior ou o
valor do pH estiver fora da faixa de 5 a 7, a água não atende o teste para condutividade.
ÁGUA ULTRAPURIFICADA
3 Na Tabela 4, localizar o valor de temperatura mais próximo e menor que a temperatura na qual a
condutividade foi medida. O valor de condutividade correspondente a essa temperatura é o limite.
(Não interpolar)
4 Se o valor de condutividade medido não é maior que o valor correspondente na Tabela 4, a água
ultrapurificada atende às exigências para a condutividade.
Tabela 4 - Valores limites para condutividade de acordo com a temperatura (somente para valores de
condutividade sem compensação de temperatura).
Temperatura (°C) Condutividade (μЅ/cm)
0 0,012
5 0,017
10 0,023
15 0,031
20 0,042
25 0,055
30 0,071
35 0,090
40 0,113
45 0,140
50 0,171
55 0,207
60 0,247
65 0,294
70 0,345
75 0,403
80 0,467
85 0,537
90 0,614
95 0,696
100 0,785
Utilizar tubos de vidro neutro, incolor e transparente, com fundo chato e de 15 a 25 mm de diâmetro
interno, a menos que indicado de maneira diferente na monografia. Introduzir, em tubos separados, o
líquido em exame e a suspensão de referência indicada na monografia, preparando-a por ocasião do
uso, conforme especificado na Tabela 1. O líquido em exame e a suspensão de referência devem
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 204
atingir, nos tubos, uma altura de 40 mm. Cinco minutos após o preparo da suspensão de referência,
comparar o conteúdo dos tubos, observando-os, verticalmente, sob luz visível difusa e contra fundo
preto. A difusão da luz deve ser tal que a suspensão de referência I seja facilmente distinguida da
água e da suspensão de referência II.
Um líquido é considerado límpido quando, ao ser examinado nas condições anteriormente descritas,
sua transparência corresponde à da água ou à do solvente utilizado, ou quando sua opalescência não
é mais pronunciada que a da suspensão de referência I.
Padrão de opalescência
Dissolver 1 g de sulfato de hidrazina em água, completar o volume para 100 mL com o mesmo
solvente e homogeneizar. Deixar em repouso por quatro a seis horas. Adicionar 25 mL dessa solução
a uma solução contendo 2,5 g de metenamina em 25 mL de água. Misturar bem e deixar em repouso
por 24 horas. Essa suspensão é estável por dois meses se conservada em recipiente de vidro, com
superfície livre de defeitos. A suspensão não deve aderir às paredes do recipiente e deve ser,
vigorosamente, agitada, no recipiente original, antes do uso. Para o preparo do padrão de
opalescência, diluir 15 mL da suspensão para 1000 mL com água. O padrão de opalescência deve
ser preparado no momento do uso e pode ser conservado por, no máximo, 24 horas.
5.2.26 ALCOOMETRIA
Alcoometria é a determinação do grau alcoólico ou título etanólico das misturas de água e álcool
etílico.
O título alcoométrico volumétrico de uma mistura de água e álcool é expresso pelo número de
volumes de álcool etílico a 20 ºC contido em 100 volumes dessa mistura à mesma temperatura. É
expresso em % (v/v).
O título alcoométrico ponderal é expresso pela relação entre a massa de álcool etílico contida em uma
mistura de água e álcool etílico e a massa total dessa. É expresso em % (p/p).
O álcool etílico contém, no mínimo, 95,1% (v/v), correspondendo a 92,55% (p/p) e, no máximo,
96,9% (v/v), correspondendo a 95,16% (p/p) de C2H6O a 20 ºC. O álcool etílico absoluto contém, no
mínimo, 99,5% (v/v), correspondendo a 99,18% (p/p) de C2H6O a 20 ºC. Esses valores podem ser
observados na tabela alcoométrica (Anexo D).
O alcoômetro centesimal se destina à determinação do grau alcoólico das misturas de água e álcool,
indicando somente a concentração do álcool em volume e expresso pela sua unidade de medida, grau
Gay-Lussac (ºG.L.).
As determinações do alcoômetro são exatas somente para a mistura de água e álcool a 20 °C, na qual
o instrumento foi graduado. Se a temperatura durante o ensaio for inferior ou superior a 20 °C torna-
se necessário corrigir a temperatura do álcool para 20 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 205
A determinação do grau alcoólico das misturas de agua em volume é realizada pelo alcoômetro.
Para a determinação do grau alcoólico das misturas de água e álcool em massa, pode ser utilizado o
método da densidade relativa ou verificada a graduação na tabela alcoométrica após a determinação
pelo alcoômetro.
TERMOGRAVIMETRIA (TG)
Aparelhagem
É constituído basicamente de uma termobalança que é uma associação entre o forno elétrico e uma
balança eletrônica de alta precisão, na qual a substância é inserida em um porta-amostra sob atmosfera
especificada e programa controlado de temperatura. O dispositivo possibilita aquecer e medir
simultaneamente a massa do analito. Em certos casos, o aparelho pode ser associado a um sistema
que possibilita detectar e analisar os produtos voláteis.
Calibração e/ou aferição da termobalança. Transferir uma quantidade adequada de oxalato de cálcio
monoidratado SQR no porta-amostra. A termobalança indicará com grande precisão e exatidão a sua
massa. Empregar a razão de aquecimento de 10 ºC/minuto e aquecer a amostra até 900 ºC. Ao finalizar
o processo térmico, registrar: i) a curva termogravimétrica (TG), marcando a temperatura no eixo das
abscissas (valores crescentes da esquerda para a direita) e a massa percentual da amostra no eixo das
ordenadas (valores crescentes de baixo para cima); ii) a curva termogravimétrica derivada (DTG),
derivada primeira da curva TG, que possibilita definir melhor onde se iniciou e finalizou a perda de
massa. Determinar, no gráfico, a distância entre os patamares inicial e final da curva massa-
temperatura, distância que representa a perda de massa da amostra no dado intervalo de temperatura.
As perdas de massas declaradas do oxalato de cálcio monoidratado SQR são calculadas,
estequiometricamente, a partir das três etapas de perdas de massas devido às sucessivas liberações
de: a) H2O; b) CO; c) CO2. A verificação da escala de temperatura pode ser realizada utilizando a
técnica do gancho metálico fundível (In, Pb, Zn, Al, Ag e Au) de acordo com as indicações do
fabricante.
Procedimento
Utilizar o mesmo método descrito para calibração e/ou aferição adicionando uma quantidade
adequada de amostra. As curvas TG e DTG, ilustradas na Figura 1, indicam uma etapa de perda de
massa da amostra. Na curva DTG, observa-se que entre os pontos ab situa-se o patamar inicial. A
perda de massa se inicia no ponto b e finaliza-se no ponto c. Entre os pontos cd situa-se o patamar
final. O intervalo bc corresponde ao intervalo reacional. Para calcular a perda de massa da amostra
na curva TG, utiliza se a comparação com a curva DTG para maior precisão na localização dos pontos
b e c. Traçar os prolongamentos dos patamares inicial e final da curva TG no eixo das ordenadas
utilizando os pontos b e c. A distância medida corresponde à perda de massa (Dm) da amostra. As
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 206
Nota 1: é necessária a obtenção de uma curva do ensaio em branco (aquecimento nas mesmas
condições experimentais empregando-se o porta-amostra vazio) antes do ensaio da amostra para
subtração de linha base.
Nota 3: como a atmosfera pode afetar os resultados, são registradas a vazão e a composição do gás
para cada ensaio.
Aplicações
APARELHAGEM
O DSC com compensação de potência é constituído por uma célula calorimétrica que contém dois
fornos, um para o material de referência e o outro para a amostra. O DSC com fluxo de calor constitui-
se por uma célula calorimétrica contendo um único forno que dispõe de um sensor calorimétrico para
a referência e amostra. Os equipamentos comportam um dispositivo de programação controlada da
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 207
temperatura, um ou vários detectores térmicos e um sistema de registro que pode ser associado a um
sistema de tratamento de dados. As determinações são efetuadas sob atmosfera especificada.
Calibração e/ou aferição do aparelho. Calibrar o aparelho para o eixo de temperatura e de fluxo de
calor utilizando índio metálico de alta pureza ou qualquer outro material certificado apropriado de
acordo com as indicações do fabricante. Para o ajuste da linearidade, utiliza-se uma combinação de
dois metais como o índio e o zinco para a aferição do eixo de temperatura.
PROCEDIMENTO
Aplicações
Determinação de pureza
O método é baseado no fato de que a presença de pequenas quantidades de impurezas num dado
material diminui o seu ponto de fusão e alarga a sua faixa global de fusão. A Figura 3 ilustra esse
comportamento para três amostras hipotéticas, uma delas é a padrão e as outras duas contem pequenas
quantidades de impurezas.
Figura 3 - Exemplo de curvas DSC de uma amostra hipotética com diferentes teores de pureza.
Baseando-se na equação de van’t Hoff (Equação 1), é possível a determinação da fração molar das
impurezas X2 (número de mols das impurezas pelo total de número de mols da amostra), considerando
que não há formação de fase sólida durante a fusão.
(𝑇𝑜 −𝑇𝑚 )∆
𝑋2 = (Equação 1)
𝑅𝑇𝑜 2
Quando não há formação de fase sólida, a concentração de impureza na fase líquida, em uma dada
temperatura durante a fusão, é inversamente proporcional à fração fundida nessa temperatura e a
diminuição do ponto de fusão é diretamente proporcional à fração molar de impureza. O gráfico da
temperatura da amostra (Ts) versus o inverso da fração fundida (1/F), na temperatura Ts, resulta em
uma reta com inclinação igual à diminuição do ponto de fusão (To - Tm). O ponto de fusão teórico da
substância pura pode ser obtido por extrapolação quando 1/F = 0.
𝑅𝑇𝑜 2 𝑋2 (1/𝐹)
𝑇𝑠 = 𝑇𝑜 − (Equação 2)
∆𝐻𝑓
EQUIPAMENTO
O equipamento – Osmômetro - consiste de: contêiner refrigerado para a medida; sistema de medição
de temperatura munido de um termosensor, com um dispositivo de medição de diferentes potenciais
que pode ser graduado para a diminuição da temperatura ou diretamente na osmolalidade; e deve ser
incluído um recurso para homogeneizar a solução.
PROCEDIMENTO
Massa em g da
solução de cloreto Osmolalidade real Osmolalidade Coeficiente Diminuição
de sódio por kg de (mosmol/kg) ideal (mosmol/kg) osmótico molal crioscópica (ºC)
água
3,087 100 105,67 0,9463 0,186
6,260 200 214,20 0,9337 0,372
9,463 300 323,83 0,9264 0,558
12,684 400 434,07 0,9215 0,744
15,916 500 544,66 0,9180 0,930
19,147 600 655,24 0,9157 1,116
22,380 700 765,86 0,9140 1,302
Realizar a mesma operação com a amostra teste. Ler diretamente a osmolalidade ou calcular
pela medição da diminuição do ponto de congelamento. O teste é considerado válido quando o valor
encontrado está entre dois valores da escala de calibração.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 210
Transferir 75 mL de solução de hidróxido de potássio a 25% (p/v) em glicerol para béquer de 1000
mL e aquecer a 150 °C. Adicionar 50 mL de amostra tratada conforme indicado na monografia
específica e prosseguir o aquecimento sob agitação. A temperatura não deve ultrapassar 150 °C. A
saponificação é dada por concluída quando a mistura apresentar homogeneidade, sem vestígios de
material particulado. Transferir a mistura para outro béquer de 1000 mL, contendo 500 mL de água
quase fervente. Adicionar, lentamente, 50 mL de solução de ácido sulfúrico a 25% (v/v) e aquecer,
sob agitação, até a separação definida da fase límpida (ácidos graxos). Transferir a fase graxa para
um béquer pequeno, lavá-la com água em ebulição a fim de isentá-la de ácido sulfúrico e mantê-la
em banho-maria fervente até decantação da água, deixando límpida a fase oleosa. Filtrar e recolher a
mistura de ácidos graxos enquanto ainda quente em béquer seco e dessecá-la a 150 °C durante 20
minutos. Transferir a mistura quente para frasco apropriado e mantê-la em banho de gelo até
solidificação.
Para avaliar o grau de pureza dos ácidos graxos separados pelo procedimento anterior, transferir,
previamente ao congelamento, 3 mL da solução de ácidos graxos dessecados para tubo de ensaio e
adicionar 15 mL de álcool etílico. Aquecer a solução até fervura e adicionar 15 mL de hidróxido de
amônio 6 M. A preparação resultante deve ser límpida.
PROCEDIMENTO
O índice de refração 𝑛𝜆𝑡 de um meio referido ao ar é igual à relação entre o seno do ângulo de
incidência de um raio luminoso no ar e o seno do ângulo de refração do raio refratado no meio
considerado. Salvo indicação contrária, o índice de refração é determinado a (20 ± 0,5) °C e em
comprimento de onda de 589,3 nm, correspondente ao da luz da raia D do sódio. Nesse caso, o
símbolo que representa o índice de refração é 𝑛𝐷20 .
Índices elevados de acidez são sugestivos de hidrólise acentuada dos ésteres constituintes da matéria
graxa. As causas da degradação incluem tratamentos químicos integrantes dos processos industriais
de extração e purificação, atividade bacteriana, ação catalítica (calor, luz), estocagem inadequada e
presença de impurezas, como a umidade, entre outros.
PROCEDIMENTO
5,610𝑛
𝐼𝐴 =
𝑚
em que
Pesar a quantidade de amostra indicada (m), colocar em balão volumétrico de 250 mL e adicionar
25,0 mL de hidróxido de potássio etanólico 0,5 M SV e algumas pedras de ebulição. Adaptar o
condensador de refluxo vertical. Aquecer em banho-maria durante 30 minutos, salvo indicação
específica. Adicionar 1 mL de solução de fenolftaleína SI e titular, imediatamente, o excesso de
hidróxido de potássio com solução de ácido clorídrico 0,5 M SV (n1, mL). Efetuar ensaio em branco
nas mesmas condições e corrigir o volume do titulante (n2, mL).
28,05(𝑛2 − 𝑛1 )
𝐼𝑆 =
𝑚
IE = Is – IA
MÉTODO A
Em recipiente de 250 mL, munido de rolha esmerilhada, seco, ou lavado com ácido acético glacial,
introduzir a amostra (m, g) e dissolvê-la em 15 mL de clorofórmio, salvo indicações especificadas na
respectiva monografia. Acrescentar 25,0 mL de solução de brometo de iodo. Tampar o recipiente e
conservá-lo sob proteção da luz durante 30 minutos, agitando-o, frequentemente. Após a adição de
10 mL de solução de iodeto de potássio a 10% (p/v) e 100 mL de água, titular com tiossulfato de
sódio 0,1 M SV, agitando, energicamente, até que a coloração amarela quase tenha desaparecido.
Adicionar 5 mL de amido SI e continuar a titulação, adicionando tiossulfato de sódio 0,1 M SV, gota
a gota, e agitando, até o desaparecimento da coloração (n1, mL). Teste em branco deve ser realizado
nas mesmas condições e sem a amostra (n2, mL).
1,269(𝑛2 − 𝑛1 )
𝐼𝑖 =
𝑚
MÉTODO B
Em um recipiente de 250 mL com rolha esmerilada, previamente lavado com ácido acético glacial ou
seco, introduzir a quantidade de amostra (m, g) e dissolvê-la em 15 mL de uma mistura de volumes
iguais de ciclohexano e ácido acético glacial, salvo indicação contrária. Se necessário, fundir
previamente a amostra (ponto de fusão superior a 50 °C). Adicionar, lentamente, o volume de solução
de cloreto de iodo indicado na Tabela 2. Tampar o recipiente e agitar, ao abrigo da luz, durante 30
minutos, salvo indicação contrária. Adicionar 10 mL de solução de iodeto de potássio a 10% (p/v) e
100 mL de água. Titular com tiossulfato de sódio 0,1 M SV, agitando, energicamente, até que a
coloração amarela quase desapareça. Acrescentar 5 mL de amido SI e continuar a titulação,
adicionando, gota a gota, tiossulfato de sódio 0,1 M SV, até desaparecimento da coloração (n1, mL de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 214
tiossulfato de sódio 0,1 M SV). Realizar um ensaio em branco nas mesmas condições (n2, mL de
tiossulfato de sódio 0,1 M SV). Calcular o índice de iodo utilizando a seguinte expressão:
1,269(𝑛2 − 𝑛1 )
𝐼𝑖 =
𝑚
Se a monografia não indicar o método a ser utilizado, executar o Método A. A substituição do Método
A pelo Método B é sempre objeto de validação.
MÉTODO A
Pesar 5,00 g da amostra e transferir para erlenmeyer de 250 mL com rolha esmerilhada. Adicionar 30
mL de uma mistura de ácido acético glacial e clorofórmio (3:2). Agitar até a dissolução da amostra e
adicionar 0,5 mL de solução saturada de iodeto de potássio. Agitar durante exatamente um minuto e
adicionar 30 mL de água. Titular com tiossulfato de sódio 0,01 M SV, lentamente, sem cessar a
agitação enérgica, até que a coloração amarela tenha quase desaparecido. Acrescentar 5 mL de amido
SI. Continuar a titulação, agitando, energicamente, até desaparecimento da coloração (n1, mL de
tiossulfato de sódio 0,01 M SV). Realizar um ensaio em branco nas mesmas condições (n2, mL de
tiossulfato de sódio 0,01 M SV). O ensaio em branco não consome mais de 0,1 mL de tiossulfato de
sódio 0,01 M SV.
10(𝑛1 − 𝑛2 )
𝐼𝑝 =
𝑚
MÉTODO B
Num erlenmeyer, com rolha esmerilhada, introduzir 50 mL de uma mistura de ácido acético glacial
e trimetilpentano (3:2). Acrescentar ao erlenmeyer quantidade da amostra de acordo com o indicado
na Tabela 1. Arrolhar e agitar até a dissolução da amostra. Adicionar 0,5 mL de solução saturada de
iodeto de potássio, arrolhar novamente e deixar a solução em repouso durante (60 ± 1) segundos.
Nesse tempo de repouso, agitar, pelo menos, três vezes e, em seguida, acrescentar 30 mL de água.
Titular com solução de tiossulfato de sódio 0,01 M SV (v1, mL), adicionado lentamente, com agitação
enérgica e constante, até desaparecimento quase total da coloração amarela característica da presença
de iodo. Adicionar cerca de 0,5 mL de amido SI e continuar a titulação, sem cessar a agitação, em
especial quando estiver próximo do ponto de equivalência, para garantir a liberação do iodo do
solvente. Adicionar, gota a gota, a solução de tiossulfato de sódio até que a cor azul comece a
desaparecer.
Se o índice de peróxido for igual ou superior a 70, e ocorrendo retardo na mudança de cor do indicador
amido de 15 a 30 segundos, agitar, vigorosamente, até o desaparecimento da coloração amarela. Isso
é devido à tendência do trimetilpentano sobrenadar na fase aquosa e ao tempo necessário para obter
uma mistura adequada entre o solvente e o titulante aquoso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 215
Para índices de peróxido inferiores a 150, utiliza-se tiossulfato de sódio 0,01 M SV. Pode adicionar-
se à mistura uma pequena quantidade (0,5 a 1,0% (p/p)) de emulsificante apropriado, para retardar a
separação das fases e diminuir o tempo de liberação do iodo (por exemplo, polissorbato 60). Realizar
um ensaio em branco (v0, mL). Se for consumido mais de 0,1 mL de tiossulfato de sódio 0,01 M SV,
substituir os reagentes e repetir a titulação. O índice de peróxido é calculado pela equação a seguir.
1000(𝑣1 − 𝑣0 )𝑐
𝐼𝑝 =
𝑚
em que
MÉTODO A
Introduzir a amostra, pesada com exatidão, de acordo com a quantidade indicada na Tabela 1, em
balão de acetilação de 150 mL, salvo se especificado outro volume na monografia específica.
Adicionar o volume de solução de anidrido acético (reagente de acetilação) indicado e adaptar o
condensador de refluxo.
Aquecer, em banho-maria, durante uma hora, cuidando para manter o nível da água do banho cerca
de 2,5 cm acima do nível do líquido contido no balão. Retirar o balão e deixá-lo arrefecer. Adicionar
5 mL de água pela extremidade superior do condensador. Se a adição da água originar uma turvação,
acrescentar piridina até o desaparecimento da turvação e anotar o volume adicionado. Agitar, aquecer
novamente o balão em banho-maria durante 10 minutos. Retirar o balão e deixá-lo arrefecer. Lavar o
condensador e as paredes do balão com 5 mL de álcool, previamente neutralizado na presença de
fenolftaleína SI. Titular com solução alcoólica de hidróxido de potássio 0,5 M SV (n1, mL), na
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 216
presença de 0,2 mL de fenolftaleína SI. Realizar um ensaio em branco, nas mesmas condições (n2,
mL).
28,05(𝑛1 − 𝑛2 )
𝐼OH = + 𝐼A
𝑚
em que
IA = Índice de acidez.
MÉTODO B
Em erlenmeyer seco e munido de rolha esmerilhada, introduzir a tomada de amostra (m, g). Adicionar
2,0 mL de anidrido propiônico, arrolhar o balão e agitar suavemente, até dissolução da amostra. Após
duas horas de repouso, salvo sob indicação contrária, retirar a rolha do erlenmeyer e transferir seu
conteúdo para outro de 500 mL, com boca larga, contendo 25,0 mL de solução de anilina a 0,9% (p/v)
em ciclohexano e 30 mL de ácido acético glacial. Agitar e, após cinco minutos de repouso, adicionar
0,05 mL de cloreto de metilrosanilínio SI. Titular com ácido perclórico 0,1 M SV até a viragem para
verde-esmeralda (n1, mL). Realizar um ensaio em branco nas mesmas condições (n2, mL).
5,610(𝑛2 − 𝑛1 )
𝐼OH = + 𝐼A
𝑚
em que
IA = Índice de acidez
Pela possibilidade de haver presença de água, determinar o teor de umidade (y, %) na amostra segundo
o método específico. O índice de hidroxila é obtido pela equação:
PROCEDIMENTO
mL de água. Adicionar 0,2 g de pó de pedra pomes e deixar em ebulição durante 30 minutos. Resfriar
e transferir a mistura para funil de separação, rejeitando a camada aquosa inferior. Lavar a substância
acetilada com três ou mais porções de 50 mL de solução saturada de cloreto de sódio quente, até que
a solução de lavagem não mais forneça reação ácida ao papel de tornassol. Adicionar, ainda, 20 mL
de água quente ao funil e agitar, removendo, em seguida, ao máximo, a fase aquosa. Transferir para
cápsula de porcelana, adicionar 1 g de sulfato de sódio anidro pulverizado e filtrar em papel de filtro
pregueado. Determinar o índice de saponificação da substância original, não acetilada, e da substância
acetilada pelo procedimento descrito e calcular o índice de acetila pela equação:
(𝑏 − 𝑎). 1335
𝐼𝐴𝐶 =
1335 − 𝑎
em que
Substâncias insaponificáveis são aquelas remanescentes à reação de saponificação, não voláteis a 100
- 105 °C e que foram carreadas no processo de extração da substância a ser testada.
Se a monografia específica não indicar o procedimento, utilizar o Método I. Utilizar material de vidro
com boca esmerilhada e desengordurado.
MÉTODO I
Adicionar de 2,0 a 2,5 g da amostra em balão de 250 mL. Adicionar 25 mL de hidróxido de potássio
etanólico 0,5 M. Acoplar um condensador de refluxo ao balão e deixar em ebuliçao em banho-maria
por uma hora, sob agitação. Transferir o conteúdo do balão para funil de separação, usando 50 mL de
água e, enquanto o líquido inda estiver morno, extrair, mediante agitação vigorosa, com três porções
de 50 mL de éter isento de peróxidos. Lavar o balão com a primeira alíquota de éter. Misturar as
soluções etéreas em funil de separação contendo 20 mL de água. Se as soluções etéreas contiverem
sólidos em suspensão, filtrar para o funil de separação utilizando-se filtro de papel livre de gordura.
Lavar o filtro com éter isento de peróxido. Agitar, cuidadosamente, e descartar a fase aquosa. Lavar
a fração orgânica, com duas porções de 20 mL de água e descartar a fase aquosa. Em seguida,
adicionar três porções de 20 mL de hidróxido de potássio 0,5 M e agitar, vigorosamente, em cada
uma das adições. Após cada tratamento deve ser realizada lavagem com 20 mL de água. Finalmente,
lave com quantidades sucessivas de 20 mL de água, até que a fase aquosa não mostre reação alcalina
na presença de fenolftaleína SI. Transferir a fração orgânica para um balão previamente tarado,
lavando o funil de separação com éter isento de peróxidos. Eliminar o éter e adicionar 3 mL de acetona
ao balão. Eliminar o solvente por completo à temperatura constante de, no máximo, 80 °C. Dissolver
o conteúdo do balão em 10 mL de álcool etílico 96% (v/v) recentemente fervido e previamente
neutralizado. Titular com hidróxido de sódio etanólico 0,1 M SV e fenolftaleína SI como indicador.
Se o volume de solução titulante gasto não exceder 0,1 mL, a quantidade de resíduos pesados deve
ser tomada como matéria insaponificável. Calcular a matéria insaponificável como uma porcentagem
da substância a ser examinada. Se o volume de titulante gasto exceder 0,1 mL, a quantidade de
resíduos pesados não pode ser tomada como a matéria insaponificável e o teste deve ser repetido.
MÉTODO II
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 218
Num balão de 250 mL, acoplado a um sistema de condensação por refluxo, introduzir a quantidade
prescrita da amostra (m, g). Adicionar 50 mL de solução alcoólica de hidróxido de potássio 2 M e
aquecer em banho-maria durante uma hora sob agitação. Após arrefecer à temperatura inferior a 25
°C, transferir o conteúdo do balão para funil de separação. Adicionar 100 mL de água. Adicionar 100
mL de éter isento de peróxidos e agitar cautelosamente. Repetir a operação mais duas vezes com 100
mL de éter etílico. Reunir as frações etéreas em outro funil de separação contendo 40 mL de água.
Agitar, suavemente, durante alguns minutos e deixar separar as fases. Rejeitar a fase aquosa. Lavar a
fase etérea duas vezes com 40 mL de água. Lavar em seguida, sucessivamente, com 40 mL de
hidróxido de potássio a 3% (p/v) e com 40 mL de água. Repetir três vezes esta operação. Lavar,
repetidamente, a fase etérea com 40 mL de água, até que a fase aquosa não dê reação alcalina à
fenolftaleína SI. Transferir a fase etérea para um balão, tarado, lavando o funil de separação com éter
isento de peróxidos. Evaporar até secura. Adicionar 6 mL de acetona ao resíduo. Eliminar,
cuidadosamente, o solvente em corrente de ar. Secar à temperatura de 100 °C a 105 °C, até massa
constante, deixar arrefecer em dessecador e pesar (a, g). O resultado é calculado em porcentagem p/p.
100a
% de insaponificáveis =
m
Solução amostra. Salvo indicação em monografia específica, dissolver cerca de 20 mg (uma gota) da
amostra, pesados com exatidão, em 3 mL de cloreto de metileno.
Solução padrão. Dissolver cerca de 20 mg (uma gota) de óleo de milho, pesados com exatidão, em 3
mL de cloreto de metileno.
Procedimento. Aplicar, separadamente, à placa, 1 μL de cada uma das soluções. Desenvolver duas
vezes até a distância de 0,5 cm com éter. Em seguida, desenvolver duas vezes até a distância de 8 cm
com mistura de cloreto de metileno, ácido acético glacial e acetona (2:4:5). Deixar a placa secar ao
ar e nebulizar com solução de ácido fosfomolíbdico a 10% (p/v) em álcool. Aquecer a placa a 120 °C
durante cerca de três minutos. Examinar à luz do dia.
Preparação da mistura de ácidos graxos. Aquecer, sob refluxo, durante 45 minutos, 2 g da amostra
com 30 mL de solução alcoólica de hidróxido de potássio 0,5 M. Juntar 50 mL de água e deixar
esfriar. Transferir para funil de separação. Agitar três vezes com 50 mL de éter etílico. Rejeitar as
soluções etéreas. Acidificar a fase aquosa com ácido clorídrico e agitar três vezes com 50 mL de éter
etílico. Reunir as soluções etéreas e lavar três vezes com 10 mL de água. Rejeitar as águas de lavagem.
Adicionar sulfato de sódio anidro à fração etérea e filtrar. Evaporar em temperatura inferior a 50 °C.
Utilizar o resíduo para preparar a solução problema.
Os ácidos graxos podem, também, ser obtidos a partir da solução saponificada resultante da reação
de determinação de insaponificáveis.
Solução padrão. Dissolver 40 mg da mistura de ácidos graxos, obtidos a partir de uma mistura de
óleo de milho e óleo de canola (19:1), em 4 mL de clorofórmio.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 220
MÉTODO A
Esse método não se aplica aos óleos que contêm glicerídeos de ácidos graxos com grupos epoxi,
hidro epoxi, ciclopropil ou ciclopropenil, nem aos que contêm grande quantidade de ácidos graxos
com cadeia carbônica inferior a 8, nem àqueles cujos índices de ácido são superiores a 2,0.
Solução amostra. Se a monografia indicar, seque a amostra antes de iniciar o ensaio. Pesar 1,0 g da
amostra e transferir para balão de boca esmerilhada de 25 mL. Acoplar condensador de refluxo e um
dispositivo para passar corrente de nitrogênio no interior do balão. Adicionar 10 mL de álcool
metílico anidro e 0,2 mL de solução de hidróxido de potássio a 6% (p/v) em álcool metílico. Passar
corrente de nitrogênio com fluxo de cerca de 50 mL/minuto até eliminação do ar. Agitar e aquecer à
ebulição. Quando a preparação ficar límpida (normalmente cerca de 10 minutos depois), aquecer por
mais cinco minutos. Resfriar em água corrente e transferir para um funil de separação. Lavar o balão
com 5 mL de heptano, adicionar ao conteúdo do funil de separação e agitar. Adicionar 10 mL de
solução de cloreto de sódio a 20% (p/v) e agitar vigorosamente. Deixar separar as fases e transferir a
fase orgânica para um balão contendo sulfato de sódio anidro. Deixar em repouso e filtrar.
Solução padrão (a). Preparar 0,50 g de mistura de substâncias de referência, conforme prescrito na
monografia específica. Se a monografia não indicar a solução padrão, utilizar uma das que são
descritas na Tabela 1. Dissolver em heptano, diluir para 50,0 mL com o mesmo solvente e
homogeneizar. Observação: para cromatografia em coluna capilar e razão de Split, é recomendado
que o componente com cadeia longa da mistura em análise seja adicionado à mistura de calibração,
quando a análise quantitativa for realizada por curva de calibração.
Solução padrão (b). Transferir 1,0 mL da solução padrão (a) para balão volumétrico de 10 mL,
completar o volume com heptano e homogeneizar.
Solução padrão (c). Preparar 0,50 g de uma mistura de metil ésteres de ácidos graxos conforme
indicado na monografia da substância em análise. Dissolver em heptano e diluir para 50 mL em balão
volumétrico com o mesmo solvente. Misturas comerciais de metil ésteres de ácidos graxos também
podem ser utilizadas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 221
Condições cromatográficas
Coluna:
Fluxo do gás de arraste: 1,3 mL/minuto (para colunas de 0,32 mm de diâmetro interno);
Razão de split: 1:100 ou menor, de acordo com o diâmetro interno da coluna em uso (1:50 quando o
diâmetro for de 0,32 mm);
Temperatura:
- coluna: 160 - 200 °C, de acordo com a fase estacionária e o comprimento (200 °C para uma coluna
de 30 m de comprimento, revestida internamente com macrogol 20 000). Se necessário ou indicado
na monografia da substância em análise, elevar a temperatura da coluna de 170 a 230 °C com rampa
de aquecimento de 3 °C por minuto (coluna com macrogol 20 000).
- injetor: 250 °C;
- detector: 250 °C;
Sensibilidade: a altura do pico principal no cromatograma obtido com a Solução padrão (a) é de 50
a 70% da escala total do registrador.
Observação. Para cromatografia em coluna capilar e razão de split, é recomendado que o componente
com cadeia longa da mistura em análise seja adicionado à mistura de calibração, quando a análise
quantitativa for realizada por curva de calibração.
Observação. Para cromatografia em coluna capilar e razão de split, é recomendado que o componente
com cadeia longa da mistura em análise seja adicionado à mistura de calibração, quando a análise
quantitativa for realizada por curva de calibração.
- resolução: no mínimo 1,8 entre os picos de oleato de metila e estearato de metila, calculados no
cromatograma obtido com a Solução padrão (a);
- razão sinal/ruído: no mínimo 5 para o pico referente ao miristato de metila, observado no
cromatograma obtido com a Solução padrão (b);
- número de pratos teóricos: mínimo de 30 000, calculado para o pico correspondente ao estearato de
metila.
Análise qualitativa
Identificar os picos do cromatograma obtido com a Solução padrão (c) (em condições isotérmicas de
operação ou com programação linear de temperatura).
Quando forem utilizadas condições isotérmicas de operação, os picos podem ser identificados por
comparação com o cromatograma obtido com a Solução padrão (a) e informações registradas na
Tabela 1, na Tabela 2, ou na Tabela 3:
a) medir o tempo de retenção reduzido (t’R) de cada pico obtido com a Solução padrão (a). O t’R é o
tempo de retenção medido em relação ao pico do solvente e não em relação ao tempo da injeção.
Traçar a reta por meio da equação:
b) os logaritmos dos tempos de retenção reduzidos dos ácidos insaturados são pontos da reta, com
valores não inteiros de átomos de carbono denominados de ‘comprimento equivalente de cadeia’. O
comprimento equivalente de cadeia corresponde ao número teórico de átomos de carbono de ácidos
graxos saturados que teriam o mesmo t’R. Por exemplo, o ácido linoleico possui t’R como ácido graxo
teoricamente saturado com 18,8 átomos de carbono. Identificar os picos do cromatograma obtido com
a solução teste por curva de calibração e pelo tempo de retenção reduzido. Comprimentos de cadeia
estão registrados na Tabela 4.
Análise quantitativa
Geralmente, a quantificação é realizada usando o método de normalização, no qual a soma das áreas
sob os picos do cromatograma, com exceção do pico do solvente, é considerada como sendo igual a
100%. Utilizar, preferencialmente, um integrador eletrônico.
O teor percentual de cada componente é calculado determinando-se a área sob o pico correspondente
em relação à soma das áreas sob todos os picos. Não considerar os picos cuja área for inferior a 0,05
por cento da área total.
Em determinados casos, quando a cadeia de ácidos graxos é inferior ou igual a doze átomos de
carbono, podem ser indicados fatores de correção nas monografias individuais para converter a área
sob os picos em porcentagem p/p.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 223
Tabela 4 - Comprimento equivalente de cadeia (valores calculados a partir de curva de calibração e análise
com coluna de macrogol 20 000).
Comprimento de cadeia
Ácido graxo
equivalente
Ácido caproico 6,0
Ácido caprílico 8,0
Ácido cáprico 10,0
Ácido láurico 12,0
Ácido misrístico 14,0
Ácido palmítico 16,0
Ácido palmitoleico 16,3
Ácido margárico 17,0
Ácido esteárico 18,0
Ácido oleico 18,3
Ácido linoleico 18,8
Ácido gama-linolênico 19,0
Ácido alfa-linolênico 19,2
Ácido araquidico 0,0
Ácido eicosanoico 20,2
Ácido araquidônico 21,2
Ácido behênico 22,0
Ácido erúcico 22,2
Ácido 12-oxoesteárico 22,7
Ácido ricinolêico 23,9
Ácido 12-hidroxiesteárico 23,9
Lignocerato de metila 24,0
Ácido nervônico 24,2
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 224
MÉTODO B
Esse método não se aplica aos óleos que contêm glicerídeos de ácido graxos com grupos epoxi,
hidroepoxi, ciclopropil ou ciclopropenil, nem aos óleos cujos índices de ácido são superiores a 2,0.
Solução amostra. Adicionar 0,100 g da amostra a tubo de centrífuga de 10 mL com rolha esmerilhada.
Dissolver com 1 mL de heptano e 1 mL de dimetilcarbonato. Agitar, energicamente, aquecendo a
calor brando (50 - 60 ºC). Adicionar 1 mL de solução de sódio a 1,2% (p/v) em álcool metílico anidro
à solução ainda quente. Agitar, energicamente, durante cerca de cinco minutos. Adicionar 3 mL de
água destilada e agitar, energicamente, durante cerca de 30 segundos. Centrifugar durante 15 minutos
a 1500 g. Injetar 1 μL da fase orgânica.
MÉTODO C
Esse método não se aplica aos óleos que contêm glicerídeos de ácido graxos com grupos epoxi,
hidroperoxi, aldeído, cetona, ciclopropil e ciclopropenil, bem como, aos óleos com grupos
polinsaturados conjugados ou com grupos acetilênicos por causa da destruição parcial ou total
desses grupos.
Preparar a fração insaponificável. Separar a fração de esteróis do óleo fixo por cromatografia em
camada delgada, utilizando-se uma placa de sílica-gel G (espessura da camada entre 0,3 mm e 0,5
mm).
Solução amostra (a). Em balão de 150 mL, adicionar volume de solução de betulina a 0,2% (p/v) em
cloreto de metileno, que corresponda a cerca de 10% do teor de esteróis da amostra utilizada para o
doseamento (por exemplo, volume de 500 μL de solução de betulina no caso do óleo de oliva virgem,
e de 1500 μL no caso de outros óleos vegetais). Se na monografia estiver registrada a exigência do
cálculo do teor percentual de cada esterol na fração esterólica, a adição da betulina pode ser omitida.
Evaporar até a secura em corrente de nitrogênio. Adicionar 5,00 g da amostra e 50 mL de hidróxido
de potássio 2 M em álcool etílico. Acoplar condensador de refluxo vertical. Aquecer em banho-maria
durante uma hora, sob agitação. Resfriar até temperatura inferior a 25 °C e transferir o conteúdo do
balão para um funil de separação, com o auxílio de 100 mL de água. Agitar, com cuidado, três vezes
com 100 mL de éter etílico isento de peróxidos. Reunir as frações etéreas em outro funil de separação
com o auxílio de 40 mL de água destilada. Agitar suavemente durante alguns minutos. Deixar separar
as fases por decantação e rejeitar a fase aquosa. Lavar a fase orgânica várias vezes com 40 mL de
água, até que a fase aquosa não apresente reação alcalina a fenolftaleína SI. Transferir a fração
orgânica para um balão, tarado, e lavar o funil de separação com éter etílico. Evaporar o éter.
Adicionar ao resíduo 6 mL de acetona. Eliminar, cuidadosamente, o solvente com corrente de
nitrogênio. Secar em estufa a 100 - 105 °C até massa constante. Dissolver o resíduo com volume
mínimo de cloreto de metileno.
Solução amostra (b). Submeter 5,00 g de óleo de canola ao mesmo procedimento descrito para a
Solução amostra (a) a partir de “Adicionar 50 mL de hidróxido de potássio 2 M em álcool etílico...”.
Solução amostra (c). Submeter 5,00 g de óleo de girassol ao mesmo procedimento descrito para a
Solução amostra (a) a partir de “Adicionar 50 mL de hidróxido de potássio 2 M em álcool etílico...”.
Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (5.2.17.5). O doseamento deve ser realizado em
local com baixo teor de umidade e preparar as soluções no momento do uso.
Solução amostra. Aos esteróis separados a partir da amostra por cromatografia em camada delgada,
adicionar 0,02 mL de mistura, recentemente preparada, de clorotrimetilsilano, hexametildissilazano
e piridina anidra (1:3:9) por miligrama de resíduo. Agitar, cuidadosamente, até a dissolução completa
dos esteróis. Deixar em repouso em dessecador com pentóxido de fósforo durante 30 minutos.
Centrifugar, se necessário, e utilizar o sobrenadante.
Solução padrão (a). A nove partes dos esteróis separados do óleo de canola por cromatografia em
camada delgada, adicionar uma parte de colesterol. Adicionar 0,02 mL de mistura, recentemente
preparada, de clorotrimetilsilano, hexametildissilazano e piridina anidra (1:3:9) por miligrama de
resíduo. Agitar, cuidadosamente, até a dissolução completa dos esteróis. Deixar em repouso em
dessecador com pentóxido de fósforo durante 30 minutos. Centrifugar, se necessário, e utilizar o
sobrenadante.
Solução padrão (b). Aos esteróis separados do óleo de girassol por cromatografia em camada delgada,
juntar 0,02 mL de mistura, recentemente preparada, de clorotrimetilsilano, hexametildissilazano e
piridina anidra (1:3:9) por miligrama de resíduo. Agitar, cuidadosamente, até a dissolução completa
dos esteróis. Deixar em repouso em dessecador com pentóxido de fósforo durante 30 minutos.
Centrifugar, se necessário, e utilizar o sobrenadante.
Condições cromatográficas
Resultados. O cromatograma obtido com a Solução padrão (a) apresenta quatro picos principais,
correspondendo, respectivamente, ao colesterol, brassicasterol, campesterol e β-sitosterol. O
cromatograma obtido com a Solução padrão (b) apresenta quatro picos principais, correspondendo,
respectivamente, ao campesterol, estigmasterol, β-sitosterol e Δ7-estigmasterol. Os tempos de
retenção relativos dos diferentes esteróis em relação ao β-sitosterol são indicados na Tabela 1.
O pico correspondente ao padrão interno (betulina) está nitidamente separado dos picos
correspondentes aos esteróis a serem quantificados.
Tabela 1 – Tempos de retenção relativos, dos esteróis em relação ao β-sitosterol, obtidos com duas colunas
diferentes.
Poli[metil(94)fenil(5)vinil(1)
Esteróis Poli[metil(95)fenil(5) siloxano
siloxano
Colesterol 0,63 0,67
Brassicasterol 0,71 0,73
24-Metilenocolesterol 0,80 0,82
Campesterol 0,81 0,83
Campestanol 0,82 0,85
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 227
Examinar o cromatograma obtido com a Solução amostra. Identificar os picos e calcular o teor
porcentual de cada esterol na fração de esteróis usando a equação:
𝐴
× 100
𝑆
em que
Se na monografia houver exigência, calcule o teor de cada esterol na amostra, em miligramas por 100
gramas, utilizando a expressão:
𝐴 × 𝑚𝑠 × 100
𝐴𝑠 × 𝑚
em que
sódio. A quantificação do dióxido de carbono é feita por detecção do gás produzido com
infravermelho ou pela leitura da condutividade da solução.
O método abrangido neste capítulo é apenas uma sugestão e o usuário pode adotar qualquer outro que
seja apropriado e acessível às suas finalidades específicas, desde que o limite de quantificação seja
adequado à faixa de leitura esperada. O método emprega uma solução padrão de substância facilmente
oxidável, como a sacarose, por exemplo, numa concentração tal que a resposta instrumental obtida
corresponda ao limite estabelecido para o COT. O método pode igualmente ser realizado com um
aparelho instalado em linha, que tenha sido convenientemente calibrado e que satisfaça ao ensaio de
conformidade do sistema.
Na Tabela 1 são mostrados os valores médios esperados para os principais tipos de purificação de
água.
EQUIPAMENTO
Consiste de um injetor, um equipamento para decompor a amostra, um sistema para separar o dióxido
de carbono formado, um detector e um registrador do sinal elétrico emitido. O tubo de decomposição
deve ser capaz de gerar, no mínimo, 0,450 mg/L de carbono orgânico, para uma amostra de 1,071
mg/L de sacarose.
Dependendo do tipo de equipamento utilizado, os teores de metais pesados e de cobre podem ser
críticos. Observar as instruções do fabricante.
Utilizar a água COT como branco; na preparação das soluções do padrão; da solução de conformidade
do sistema e na limpeza do equipamento. A preparação da solução padrão e da solução de
conformidade do sistema deve ser concomitante à da amostra.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 229
Lavar, cuidadosamente, o material de vidro por meio de um processo que elimine a matéria orgânica.
Deixar o material imerso em mistura de partes iguais de solução de peróxido de hidrogênio diluído a
30% e ácido nítrico diluído. Enxaguar com água COT.
Caso se use uma microseringa para injetar a amostra, essa deve ser lavada com uma mistura de
solução de hidróxido de sódio a 5% (p/v) e álcool etílico absoluto (1:1), ou em ácido clorídrico a
25%. Enxaguar abundantemente com água COT.
Branco. Preparar a solução do branco, ou quaisquer outras soluções necessárias para definir a linha
de base, ou proceder à calibração, segundo as instruções do fabricante. Utilizar o branco apropriado
para zerar o aparelho.
Utilizar solução, em água COT, de ftalato ácido de potássio, previamente dessecado a 105 °C durante
quatro horas, na concentração determinada pelo fabricante do equipamento, para a calibração do
instrumento. Preservar a solução, acidificando com ácido fosfórico concentrado ou ácido sulfúrico
concentrado a pH < 2. Para determinar carbono orgânico e inorgânico, separadamente, preparar,
também, solução padrão de bicarbonato de sódio (seco em dessecador por, no mínimo, 18 horas) e
carbonato de sódio decaidratado (seco a 500 – 600 °C por 30 minutos), na proporção do conteúdo de
carbono de 1:1, em água COT.
A concentração da solução padrão foi calculada para a água purificada, cujo limite de COT é de 500
ppb. Para outros tipos de água, fazer a devida adequação.
Amostra. Coletar a amostra de água em recipiente limpo, seco e com tampa, deixando um mínimo de
ar. Cuidar para não haver qualquer tipo de contaminação. Não utilizar material de plástico. Proceder
à análise o mais breve possível, de modo a minimizar os riscos de deterioração ou de contaminação
da amostra.
CONFORMIDADE DO SISTEMA
Proceder as leituras (L) das soluções de água COT (LCot), solução padrão (LPa), solução de
conformidade do sistema (LCS) e registrar. Calcular a eficácia do sistema em porcentagem, usando a
expressão:
𝐿𝐶𝑆 − 𝐿𝐶𝑜𝑡
× 100
𝐿𝑃𝑎 − 𝐿𝐶𝑜𝑡
O sistema estará conforme se o valor obtido estiver entre 85% e 115% da resposta teórica.
PROCEDIMENTO
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 230
Empregar o método analítico recomendado pelo fabricante do equipamento utilizado. Injetar volume
adequado da amostra e proceder à leitura do carbono total.
Determinar a leitura da amostra (LAm). A amostra satisfaz o ensaio se LAm não for superior a LPa -
LCot.
Para cálculos diferenciados das frações de carbono orgânico e inorgânico, fazer a leitura do carbono
orgânico total, mudar a configuração do equipamento para a leitura de carbono inorgânico e calcular
o carbono orgânico por subtração. Alternativamente, pode-se medir o carbono orgânico após a
remoção do carbono inorgânico e subtração do carbono total. Normalmente, para águas de alta pureza
a fração de carbono inorgânico é desprezível.
O método DRXP é de natureza não destrutiva (a preparação das amostras é geralmente limitada à
moagem para a redução na granulometria para algo em torno de 5 µm). Investigações por meio de
DRXP também podem ser efetuadas em condições in situ em espécimes expostas a condições não
ambientais, como baixa ou alta temperatura e umidade.
Cada fase cristalina de uma dada substância produz um padrão de difração de raios X, característico,
que é obtido de um pó cristalino, composto de cristalitos ou fragmentos cristalinos de tamanho
característico e aleatoriamente orientados. Essencialmente três tipos de informações podem ser
obtidas com um padrão de DRXP: posição angular das linhas de difração (dependendo das dimensões
da cela unitária e do seu arranjo geométrico cristalográfico); intensidade das linhas de difração
(dependendo principalmente do tipo e arranjo de átomos, e da orientação das partículas dentro da
amostra) e perfis de linha de difração (dependendo da resolução instrumental, tamanho do cristalito
e microdeformação da amostra).
Ensaios de DRXP que forneçam as posições angulares e intensidades de linhas, das fases cristalinas,
são utilizados para identificação das fases, determinação dos teores, estimativa do grau de
cristalinidade, microdeformação e tamanho médio do cristalito.
PRINCÍPIO
Todo material cristalino possui uma organização dos átomos que define uma cela unitária. A cela
unitária é definida pelas dimensões 𝑎, 𝑏 e 𝑐 e os ângulos entre eles, 𝛼, 𝛽 e 𝛾 (Figura 1a). O
espaçamento interplanar para um conjunto de planos paralelos ℎ𝑘𝑙 é representado por 𝑑ℎ𝑘𝑙 . Cada
conjunto de planos do cristal tem um ângulo de difração de Bragg, 𝜃ℎ𝑘𝑙 , associado a ele (para um
comprimento de onda específico 𝜆).
A difração de raios X resulta da interação entre os raios X e as nuvens de elétrons dos átomos.
Dependendo do arranjo atômico, os raios X dispersos apresentam o fenômeno de interferência
construtiva, quando a diferença de caminho entre duas ondas difratadas de raios X é igual a um
número inteiro de comprimentos de onda. Essa condição seletiva é descrita pela equação de Bragg
(Equação 1), também chamada Lei de Bragg representada na Figura 1b.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 231
em que
𝜆 = comprimento de onda dos raios X característico do anodo do tubo;
𝜃ℎ𝑘𝑙 = ângulo entre o raio incidente e a família de planos da rede;
n = ordem do comprimento de onda, geralmente adotado com o valor um;
dhkl = distância entre planos;
hkl = índices de Miller.
Uma amostra de pó é considerada policristalina se, para qualquer ângulo 𝜃ℎ𝑘𝑙 , sempre houver
cristalitos em uma orientação, permitindo a difração de acordo com a lei de Bragg. Para um
determinado comprimento de onda de raios X, as posições dos picos de difração (também referidos
como 'linhas', 'reflexões' ou 'reflexões de Bragg') são características da estrutura cristalina
(espaçamentos d). As principais características dos perfis de linha de difração são a posição em 2𝜃,
altura, área e forma do pico (caracterizada, por exemplo, pela largura do pico ou assimetria, função
analítica, representação empírica). A Figura 2 representa um exemplo do tipo de padrões de difração
de raios X de pó obtidos para cinco diferentes fases sólidas de uma mesma substância.
Além dos picos de difração, um experimento de difração de raios X gera, também, uma linha de base,
sobre a qual se sobrepõem os picos. Os fatores que contribuem para a linha de base são o
espalhamento difuso do ar, o equipamento e a presença de amorfos (Figura 2). A razão entre as
intensidades dos picos e a linha de base pode ser aumentada minimizando a linha de base e escolhendo
tempos de exposição prolongados.
APARELHAGEM
Um determinado instrumento pode fornecer uma geometria 𝜃/2𝜃 horizontal ou vertical ou uma
geometria vertical 𝜃/𝜃. Para ambas as geometrias, o feixe de raios X incide formando um ângulo 𝜃
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 233
com o plano de superfície da amostra e o feixe de raios X difratado forma um ângulo 2𝜃 com a direção
do feixe de raios X incidente (um ângulo 𝜃 com o plano da superfície da amostra). A geometria básica
de difração é representada na Figura 3. O feixe de radiação divergente do tubo de raios X (o chamado
'feixe primário') atravessa os colimadores de placas paralelas, uma fenda de divergência e ilumina a
superfície plana da amostra. Todos os raios difratados pelos cristalitos devidamente orientados na
amostra em um ângulo de 2𝜃 convergem para uma fenda de recepção. Um segundo conjunto de
colimadores de placas paralelas e uma fenda de dispersão podem ser colocados atrás, ou antes, da
fenda receptora. Os eixos do foco da fonte de raios X e da fenda receptora estão a distâncias iguais
do eixo do goniômetro. Os quanta de raios X são contados por um detector de radiação, geralmente
um contador de cintilação, um contador proporcional de gás-selado ou um detector de estado sólido,
sensíveis à posição, como uma placa de imagem ou um detector CCD. A fenda de recepção e o
detector estão acoplados e se movimentam tangencialmente ao círculo de focagem. Para varreduras
𝜃/2𝜃 o goniômetro gira a amostra sobre o mesmo eixo que o do detector, mas à metade da velocidade
de rotação, num movimento 𝜃/2𝜃. Assim, a superfície da amostra permanece tangencial ao círculo
de focagem. O colimador de placa paralela limita a divergência axial do feixe e, portanto,
parcialmente controla a forma do perfil de linha difratado.
Um difratômetro também pode ser usado no modo de transmissão. A vantagem com essa tecnologia
é a diminuição dos efeitos devidos à orientação preferencial. Um capilar de cerca de 0,5 a 2 mm de
espessura também pode ser utilizado para quantidades pequenas de amostra.
RADIAÇÃO DE RAIOS X
No laboratório, os raios X são obtidos bombardeando um ânodo de metal com os elétrons emitidos
pelo efeito termoiônico e acelerados em um campo elétrico forte (usando um gerador de alta tensão).
A maior parte da energia cinética dos elétrons é convertida em calor, o que limita o poder dos tubos
de raios X e requer uma refrigeração eficiente do ânodo. Um aumento de 20 a 30 vezes de brilho pode
ser obtido usando anodos rotatórios e por meio da óptica de raios X. Alternativamente, fótons de raios
X podem ser produzidos em uma instalação em grande escala (síncrotron).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 234
O espectro emitido por um tubo de raios X operando com tensão suficiente consiste em um fundo
contínuo da radiação policromática e de radiação característica adicional que depende do tipo de
ânodo. Somente essa radiação característica é utilizada em experimentos de difração de raios X. As
principais fontes de radiação empregadas para difração de raios X são tubos de vácuo, utilizando
cobre, molibdênio, ferro, cobalto ou cromo como ânodos; raios X produzidos por cobre (𝐶𝑢𝐾𝛼 ),
molibdênio ou cobalto são mais comumente utilizados para substâncias orgânicas (o uso de ânodos
de cobalto pode ser especialmente preferido para separar diferentes linhas de raios X). A escolha da
radiação a ser utilizada depende das características de absorção da amostra e da possível fluorescência
causada por átomos presentes na amostra. Os comprimentos de onda utilizados em difração
geralmente correspondem à radiação 𝐾𝛼 do ânodo. Consequentemente, é vantajoso fazer o feixe de
raios X 'monocromático', eliminando todos os outros componentes do espectro de emissão. Isso pode
ser obtido em parte utilizando filtros de 𝐾𝛽 , ou seja, filtros metálicos selecionados como tendo uma
descontinuidade de absorção entre os comprimentos de onda 𝐾𝛼 e 𝐾𝛽 emitidas pelo tubo. O filtro
geralmente é inserido entre o tubo de raios X e a amostra. Outro método frequentemente utilizado
para obter um feixe de raios X monocromático é por meio de um cristal monocromador. Esse cristal
pode ser colocado no feixe incidente, obtendo uma monocromatização pura K1, ou depois da
amostra, obtendo K1,2 a diferentes ângulos, para que apenas um deles possa ser selecionado para
incidir no detector.
A exposição de qualquer parte do corpo humano aos raios X pode ser prejudicial à saúde. Assim, é
essencial que precauções adequadas sejam tomadas para proteger o operador e qualquer outra pessoa
nas proximidades de equipamentos de raios X em utilização.
PREPARO DA AMOSTRA
Em geral, a morfologia de muitas partículas cristalinas tende a gerar uma amostra que apresenta algum
grau de orientação preferencial no porta-amostra. Isso é particularmente evidente para cristais com
formato de agulhas ou placas quando a redução de tamanho dos cristais produz menores agulhas ou
placas. A orientação preferencial da amostra influencia as intensidades de várias reflexões. Assim,
algumas são mais intensas e outras menos, em comparação com o que era de se esperar em uma
amostra com cristalitos completamente aleatórios. Várias técnicas podem ser empregadas para
minimizar a aleatoriedade na orientação dos cristalitos (e, portanto, para minimizar a orientação
preferencial), porém a redução do tamanho de partícula é muitas vezes a melhor e mais simples. Em
alguns casos, tamanhos de partícula da ordem de 10 µm fornecerão resultados satisfatórios na
identificação de fases. No entanto, a redução desse tamanho de partícula pode ser conveniente se não
ocorrerem mudanças de fase ou amorfização do material. Portanto, é aconselhável comparar o padrão
de difração da amostra não moída com a correspondente a uma amostra de tamanho de partícula
menor (amostra moída).
O goniômetro e o sistema óptico correspondentes aos feixes de raios X incidente e difratado possuem
muitas peças mecânicas que precisam de ajuste. O grau de alinhamento ou desalinhamento influencia
diretamente na qualidade dos resultados de uma investigação DRXP. Portanto, os diferentes
componentes do difratômetro devem ser cuidadosamente ajustados (sistemas ópticos e mecanismos,
etc.) para minimizar os erros sistemáticos, otimizando as intensidades recebidas pelo detector. A
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 235
busca da intensidade máxima e da resolução máxima sempre são antagônicas quando se alinha um
difratômetro. Assim, o melhor equilíbrio deve ser procurado enquanto se executa o procedimento de
alinhamento. Cada equipamento possui sua configuração e exige procedimento específico para seu
alinhamento.
A identificação, por DRXP, das fases que compõem uma amostra desconhecida baseia-se na
comparação visual, ou assistida por computador, com os picos de uma substância química de
referência, bem caracterizados ou calculados, a partir do modelo de estrutura cristalina ou a partir de
bancos de dados certificados. Idealmente, esses padrões de difração são obtidos em espécimes
monofásicos bem caracterizados. Essa abordagem torna possível, na maioria dos casos, identificar
uma substância cristalina por meio dos espaçamentos 𝑑 e de suas intensidades relativas. A lista de
espaçamentos 𝑑 e intensidades normalizadas 𝐼𝑛𝑜𝑟𝑚 , também chamada lista (𝑑, 𝐼𝑛𝑜𝑟𝑚 ) extraída do
padrão, é a impressão digital cristalográfica do material e pode ser comparada com as listas (𝑑, 𝐼𝑛𝑜𝑟𝑚 )
de amostras monofásicas de referência.
Para a maioria dos cristais orgânicos, quando a radiação 𝐶𝑢𝐾𝛼 é utilizada, convém registrar o padrão
de difração em uma faixa de 2𝜃 de 2° a pelo menos 50°. A variação dos ângulos de difração 2𝜃 entre
a amostra e a referência deve ser menor que 0,2° para a mesma forma cristalina, enquanto as
intensidades relativas entre amostra e referência podem variar consideravelmente devido a efeitos de
orientação preferencial. Por sua própria natureza, hidratos e solvatos são reconhecidos por terem
variações das dimensões da cela unitária, por isso mudanças podem ocorrer nas posições dos picos
dos padrões DRXP medidos para esses materiais. Nesses casos, variação das posições 2𝜃 maiores
que 0,2° são esperadas.
Às vezes é difícil ou mesmo impossível identificar fases nos seguintes casos: substâncias amorfas ou
não cristalizadas; quando os componentes a serem identificados estão em baixa concentração; quando
a fase não está presente em bancos de dados certificados ou não possui estrutura cristalina
determinada; ou quando a amostra compreende muitas fases.
Se a amostra sob investigação é uma mistura de duas ou mais fases conhecidas, da qual não mais de
uma é amorfa, a porcentagem (em volume ou em massa) de cada fase cristalina e da fase amorfa pode,
em muitos casos, ser determinada. A análise quantitativa das fases pode basear-se nas intensidades
integradas; nas alturas de várias linhas de difração individuais, ou no padrão completo. Essas
intensidades integradas; alturas ou dados dos padrões completos são comparados com os valores
correspondentes de materiais de referência. Esses materiais de referência devem ser monofásicos ou
uma mistura de fases conhecida. As dificuldades encontradas durante a análise quantitativa são
devidas à preparação das amostras (a exatidão e a precisão dos resultados exigem uma especial
homogeneidade de todas as fases e uma distribuição de tamanho de partícula adequada em cada fase)
e a efeitos de matriz. Se as estruturas cristalinas de todos os componentes são conhecidas, o método
de Rietveld pode ser usado para quantificá-los com boa precisão. Em casos favoráveis, podem ser
determinadas quantidades de fases cristalinas tão pequenas quanto 10% em matrizes sólidas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 236
Os núcleos atômicos, quando carregados magneticamente, giram sobre o eixo nuclear, criando um
momento magnético dipolar (µ) ao longo deste eixo. Aqueles que apresentam esse comportamento
são denominados isótopos. O momento angular desse giro nuclear é caracterizado pelo número
quântico de spin nuclear (I). Se o número de massa é ímpar, o valor de I é ½ ou um número inteiro
mais ½; caso contrário, tem um valor de zero ou um número inteiro. Quando os núcleos apresentam
um número quântico de spin diferente de zero (I ≠ 0) e estão submetidos a um campo magnético
externo estático e uniforme de força (H0), eles se alinham com o respectivo campo com (2I + 1)
orientações possíveis. Entretanto, para os núcleos com I = ½, haverá duas orientações possíveis, que
correspondem a dois estados de energias diferentes. Assim, uma ressonância nuclear é a transição
entre esses estados de spin, causada pela absorção e emissão da quantidade correspondente de energia.
Na Tabela 1 são apresentados os números quânticos de spin de alguns núcleos.
υ = ωo/2π = γHo/2π
Portanto, quando a frequência (υo) do campo de energia externo (E = hυ) é a mesma que a velocidade
angular de precessão, ocorre a ressonância.
A diferença de energia entre os dois níveis corresponde a uma radiação eletromagnética específica
dentro do intervalo das radiofrequências utilizado. Essa é uma função de γ, que é uma propriedade
do núcleo, e Ho que representa a força do campo externo. A frequência de ressonância de um núcleo
aumenta quando se incrementa a força do campo magnético.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 237
As características do sinal nos espectros que proporcionam informação analítica são: deslocamento
químico, multiplicidade, largura do pico, constante de acoplamento, e intensidade relativa.
A espectroscopia de RMN possui amplo campo de aplicações como, por exemplo, elucidação de
estruturas; estudos de termodinâmica; cinética, mecânica e em análise quantitativa.
EQUIPAMENTO
A exposição do operador a campos magnéticos e ondas de rádio pode ser prejudicial à saúde. Assim,
é essencial que precauções adequadas devem ser adotadas para proteger o operador e qualquer outra
pessoa na proximidade de equipamentos de RMN em utilização.
O ESPECTRO
δ = (υs - υr)/υp + δr
em que
A equação anterior é aplicável a quase todos os métodos, com poucas exceções. O tetrametilsilano
(TMS) é a referência de deslocamento químico mais empregado para obter espectros de hidrogênio e
carbono por ser quimicamente inerte, apresentar único sinal a campo mais alto que a maioria dos
sinais e ser volátil, possibilitando rápida recuperação da amostra. Ao usar a equação, é possível
utilizar o deslocamento químico de qualquer espécie conhecida como deslocamento químico de
referência, por exemplo, solventes deuterados que contenham resíduo de 1H. Alguns cuidados são
necessários quando o TMS não é utilizado como solvente.
Nos espectros de RMN, a força do campo magnético aumenta da esquerda para a direita. Os núcleos
que apresentam ressonância sob forças altas de campo magnético (para a direita) estão mais
protegidos (maior densidade eletrônica) que aqueles que apresentam ressonância sob forças de campo
magnético mais baixas.
Outra informação a ser obtida no espectro de RMN é o fenômeno da interação spin-spin. Assim, o
acoplamento entre os núcleos, denominado acoplamento spin-spin (J), corresponde à separação (em
Hertz) entre os picos individuais do sinal (multipleto). Quando a interação dos núcleos ocorre de
forma reciproca, as constantes de acoplamento observadas nos multipletos são iguais. Em adição, J é
independente da força do campo magnético.
Em um sistema de spin de primeira ordem relativamente simples, o número de picos individuais que
se espera em um multipleto e as intensidades relativas dos picos são previsíveis. O número de picos
é determinado por 2n + 1 (somente quando J é igual), onde n é o número de núcleos em grupos
adjacentes que compartilham o mesmo sinal. Para hidrogênio é conveniente (n + 1) picos. Em geral,
a intensidade relativa de cada pico é o sinal multipleto seguido do coeficiente de expansão binomial
(a + b)n. Esses coeficientes podem ser encontrados utilizando o triângulo de Pascal, que produz as
seguintes áreas relativas para os sinais relacionados: dupleto (1:1), tripleto (1:2:1), quarteto (1:3:3:1),
quinteto (1:4:6:4:1), sexteto (1:5:10:10:5:1), e hepteto (1:6:15:20:15:6:1). Esse sistema ordenado,
geralmente Dv referido a um comportamento de primeira ordem, pode ser esperado quando a relação
e J é maior do que 10; Dv é a diferença de deslocamento químico entre os núcleos e os grupos de
núcleos equivalentes. Dois exemplos de espectros com acoplamento de primeira ordem são mostrados
na Figura 3.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 240
Na Figura 4, é apresentado um espectro com sinais de tripleto e quarteto. Podemos notar que os
hidrogênios do metileno são divididos em um quarteto (quatro picos) e que o grupo metila é dividido
em um tripleto (três picos).
A intensidade relativa é outra característica do experimento que tem vastas aplicações analíticas. A
área de um sinal é diretamente proporcional ao número de hidrogênios presentes em um espectro.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 241
Como resultado, é possível determinar a razão relativa de diferentes tipos de hidrogênios, ou outros
núcleos, em uma amostra.
O espectro de RMN pode conter sinais não relacionados à amostra devido à falta de homogeneidade
do campo magnético. Esses sinais, chamados bandas laterais de grande rotação, indicam que é
necessário ajustar as bobinas de compensação e são facilmente identificáveis. A separação dos sinais
é igual à frequência da velocidade do giro do tubo da amostra.
O MÉTODO
Tabela 2 - Valores de deslocamentos químicos de 1H (ppm) para alguns solventes normalmente empregados
em RMN.
Solvente Forma deuterada Deslocamento químico
(Multiplicidade)
Acetona Acetona-d6 2,05 (5)
Acetonitrila Acetonitrila-d3 1,93 (5)
Benzeno Benzeno-d6 7,15 (largo)
Tetracloreto de carbono ---- ----
Clorofórmio Clorofórmio-d 7,25 (1)
Dimetilssulfóxido Dimetilssulfóxido-d6 2,49 (5)
Água Óxido de deutério 4,82 (1)
Metanol Metanol-d6 4,84 (1) hidroxila
3,30 (5) metila
Cloreto de metileno Cloreto de metileno-d2 5,32 (3)
Em alguns solventes (D2O e CD3OD), podem ocorrer trocas rápidas de deutério com o hidrogênio da
amostra, eliminando o sinal de uma série de grupos: -COOH, -OH e -NH2. Os hidrogênios de álcoois
e aminas não são trocados rapidamente, exceto na presença de D2O e alguns outros solventes
(CD3OD), e podem ser restaurados com pequenas concentrações de ácido ou base.
Para RMN de 19F, pode utilizar-se a maioria dos solventes empregados em RMN de 1H, os mais
comuns são CHCl3, CCl4, H2O, CS7, ácidos e bases aquosas, e dimetilacetamida. Em geral, pode
utilizar-se qualquer solvente não fluorado, sempre que se quer realizar a calibração espectroscópica.
Obviamente, não ocorre interferência dos grupos funcionais próticos com o solvente. Entretanto, os
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 242
19
grupos funcionais próticos e o F da amostra apresentam acoplamento J, a menos que estejam
desacoplados.
O instrumento se ajusta antes de cada experimento. A velocidade de giro do tubo contendo a amostra
se ajusta de tal forma que as bandas laterais de rotação não interferem com os picos de interesse e o
vórtice não deve ultrapassar as bobinas do probe. Para otimizar o rendimento do instrumento, pode
ajustar-se os gradientes do compressor magnético nos espectrômetros de RMN para que não ocorra
o fenômeno de oscilação.
ANÁLISE QUALITATIVA
Para amostras desconhecidas, a análise por RMN, usualmente acompanhada de outras informações
analíticas, é uma poderosa técnica para elucidação estrutural. Os deslocamentos químicos
proporcionam informações quanto ao ambiente químico dos núcleos. Existem muitas publicações
com tabelas de correlação e regras para analisar esses deslocamentos químicos. A multiplicidade dos
sinais proporciona informações estereoquímicas importantes. A partição mútua de sinais de grupos
funcionais indica suas proximidades. A magnitude da constante de acoplamento J entre hidrogênios
residuais em estruturas aromáticas, oleofínicas ou cicloalquílicas substituídas é utilizada para
identificar a posição relativa dos substituintes.
Existem várias técnicas especiais (dupla ressonância; troca química; uso de reativos de deslocamento;
análise bidimensional; etc) para simplificar alguns dos espectros mais complexos; identificar certos
grupos funcionais e determinar correlações de acoplamento.
Os grupos funcionais que contêm hidrogênios intercambiáveis unidos a heteroátomos como, por
exemplo, -OH, -NH2 ou -COOH podem ser identificados mediante intercâmbio rápido dos
hidrogênios com D2O. Para determinar a presença e posição desses grupos é necessário testar a
substância em CDCl3 ou DMSO-d6 e depois acrescentar algumas gotas de D2O no tubo de amostra,
agitar e analisar novamente. Os picos de ressonância desses grupos se colapsam nessa segunda análise
e são substituídos por singleto HDO entre 4,7 e 5,0 ppm.
Essa troca química serve para exemplificar o efeito da velocidade dos processos intermoleculares e
intramoleculares nos espectros de RMN. Se um hidrogênio pode experimentar diferentes ambientes
em virtude deste processo (tautomerismo; rotação em torno de um eixo; equilíbrios de troca; inversão
de anel; etc), a aparência do espectro será função da velocidade do processo. Os processos lentos (em
escala de tempo em RMN) proporcionam mais de um sinal, enquanto que os processos rápidos
proporcionam sinais estreitos, e os outros processos intermediários sinais largos.
ANÁLISE QUANTITATIVA
Se o instrumento está calibrado corretamente para uma análise quantitativa, as áreas sob os picos são
proporcionais ao número total de hidrogênios que as geram.
A1/A2 = N1/N2
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 244
Se os picos se originam a partir de grupos funcionais de uma mesma molécula, a equação pode ser
simplificada
A1/A2 = n1/n2
Em que m1 e m2 são o número de mols; W1 e W2 são as massas, e M1 e M2 são as massas molares dos
compostos 1 e 2 respectivamente.
A análise das equações acima possibilita verificar que a análise quantitativa por RMN pode ser
realizada de forma absoluta ou relativa. No método absoluto, um padrão interno deve ser adicionado
à amostra e a área sob o pico de ressonância procedente da substância de prova deve ser comparada
com a área sob o pico de ressonância do padrão interno. Se as substâncias em questão se equivalem
com exatidão, pode calcular-se a quantidade da substância. Um bom padrão interno tem que ter as
seguintes propriedades: apresentar um pico de ressonância de referência, preferencialmente singleto,
em uma posição do campo distinta de todos os picos da amostra; ser solúvel no solvente usado; sem
peso equivalente protônico (quando o peso dividido entre o número de hidrogênios que gera um pico
de referência é baixo) e não interagir com o composto em análise. A escolha do padrão interno será
ditada pelo espectro da amostra.
O método relativo pode ser usado para determinar a fração molar de uma impureza em uma amostra
(ou componentes de uma mistura) mediante a equação supracitada.
Geralmente, os ensaios para os solventes residuais não são mencionados nas monografias individuais
quando os limites a serem aplicados estão em conformidade com os indicados a seguir, pois os
solventes empregados podem variar de um fabricante para outro.
O objetivo deste capítulo é informar as quantidades aceitáveis dos solventes residuais em produtos
farmacêuticos para a segurança do paciente. O capítulo recomenda o uso de solventes menos tóxicos
e descreve níveis considerados toxicologicamente aceitáveis para alguns solventes residuais.
Este capítulo não trata dos solventes que são utilizados como excipientes nem dos solvatos. No
entanto, o teor de solventes em tais produtos deve ser avaliado e justificado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 245
Os produtos farmacêuticos não devem conter quantidades de solventes residuais superiores àquelas
que permitam os dados de segurança. Evitar o uso de solventes que ocasionem uma toxicidade
inaceitável (Classe 1, Tabela 3) na produção de insumos farmacêuticos ativos, excipientes ou
produtos acabados, a menos que seu uso possa ser fortemente justificado mediante uma avaliação de
risco-benefício. O uso de solventes associados com toxicidade menos grave (Classe 2, Tabela 4) deve
ser limitado, a fim de proteger os pacientes de potenciais efeitos adversos. Em uma situação ideal,
devem ser empregados os solventes menos tóxicos (Classe 3, Tabela 5). No Apêndice 1, é apresentada
a lista completa de solventes incluídos neste capítulo. Essas tabelas e a lista não são excludentes.
ÂMBITO DA APLICAÇÃO
Devem ser analisados os insumos farmacêuticos ativos, excipientes e produtos acabados para detectar
a presença de solventes residuais quando se sabe que os processos de purificação ou produção podem
resultar na presença de tais solventes.
É necessário realizar os ensaios para os solventes que são usados ou produzidos na purificação ou
fabricação de insumos farmacêuticos ativos, excipientes ou produtos acabados, inclusive quando o
ensaio não está indicado na monografia individual.
Embora os fabricantes possam optar por realizar o ensaio no produto acabado, pode ser empregado
um procedimento cumulativo para calcular os níveis de solventes residuais presentes no produto
acabado, a partir dos níveis nos insumos utilizados para produzir o produto acabado. Se os cálculos
derem como resultado um nível igual ou inferior ao proporcionado neste capítulo geral, não é
necessário considerar a realização do ensaio de solventes residuais no produto acabado.
No entanto, se o nível calculado estiver acima do nível recomendado, o produto acabado deve ser
analisado para determinar se o processo de formulação reduziu o nível do solvente correspondente
até a quantidade aceitável. Também se deve analisar um produto terminado se algum solvente é
empregado durante sua fabricação.
PRINCÍPIOS GERAIS
A expressão exposição diária permitida (EDP) é definida como a ingestão máxima admissível de
solventes residuais provenientes de produtos farmacêuticos.
Os solventes residuais que são avaliados neste capítulo estão listados no Apêndice 1 segundo sua
estrutura química e nome comum. Os mesmos foram avaliados de acordo com o risco que
representam para a saúde humana e colocados em uma das três classes abaixo:
Classe de solvente
Avaliação
residual
Solventes que devem ser evitados:
• Substâncias conhecidas como carcinogênicas para os seres humanos.
Classe 1 • Substâncias seriamente suspeitas de serem carcinogênicas para os
seres humanos.
• Substâncias que representam riscos ambientais
Solventes que devem ser limitados:
Classe 2
– Substâncias carcinogênicas não genotóxicas em animais, ou possíveis
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 246
Opção 1 - São usados os limites de concentração em ppm indicados na Tabela 4. Estes foram
calculados usando a equação abaixo, assumindo um peso de produto de 10 g, administrado
diariamente.
Neste caso, a EDP é expressa em mg por dia e a dose é expressa em g por dia.
Estes limites são considerados aceitáveis para todos os insumos farmacêuticos ativos, excipientes e
produtos acabados. Portanto, esta opção pode ser aplicada se a dose diária não é conhecida ou não
tiver sido definida. Se todos os insumos farmacêuticos ativos e excipientes em uma formulação
cumprem com os limites fornecidos na Opção 1, estes componentes podem ser usados em qualquer
proporção. Não é necessário realizar cálculos adicionais sempre que a dose diária não exceder 10 g.
Os produtos que são administrados em doses superiores a 10 g por dia estão previstos na Opção 2.
Opção 2 - Não é exigido que cada componente do produto acabado cumpra com os limites
estabelecidos na Opção 1. Pode ser empregada a EDP, expressada em mg por dia, conforme indicado
na Tabela 4, com a dose diária máxima conhecida e a equação mencionada acima, para determinar a
concentração de solvente residual permitido em um produto acabado.
Tais limites são considerados aceitáveis, se se provar que o solvente residual foi reduzido ao mínimo
possível. Os limites devem ser realistas quanto à precisão analítica, à capacidade de fabricação e à
variação razoável no processo de fabricação. Os limites também devem atender às normas de
fabricação atuais.
A Opção 2 pode ser aplicada, somando a quantidade de solventes residuais presentes em cada um dos
componentes do produto acabado. A soma da quantidade de solvente por dia deve ser menor do que
o indicado pela EPD.
Tabela 1 - Exemplo da aplicação das Opções 1 e 2 para a concentração de acetonitrila em um produto acabado.
Quantidade na Conteúdo de Exposição diária
Componente
formulação acetonitrila (mg)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 247
(g) (ppm)
IFA 0,3 800 0,24
Excipiente 1 0,9 400 0,36
Excipiente 2 3,8 800 3,04
Produto acabado 5,0 728 3,64
O excipiente 1 cumpre com o limite da Opção 1, mas o IFA, o excipiente 2 e o produto acabado não
cumprem com o limite da Opção 1. No entanto, o produto acabado cumpre com o limite da Opção 2
de, no máximo, 4,1 mg de acetonitrila por dia e, portanto, está em conformidade com os critérios de
aceitação do presente capítulo.
Abaixo, é apresentado outro exemplo usando acetonitrila como solvente residual. O peso diário
máximo administrado de um produto acabado é 5,0 g, o qual contém dois excipientes. A composição
do produto acabado e a quantidade máxima calculada de acetonitrila residual são mostradas na Tabela
2.
Tabela 2 - Exemplo da aplicação das Opções 1 e 2 para a concentração de acetonitrila em um produto acabado.
Quantidade na Conteúdo de
Exposição diária
Componente formulação acetonitrila
(mg)
(g) (ppm)
Fármaco 0,3 800 0,24
Excipiente 1 0,9 2000 1,80
Excipiente 2 3,8 800 3,04
Produto farmacêutico 5,0 1016 5,08
Neste exemplo, o produto acabado não cumpre com o limite da Opção 1 e nem o da Opção 2, segundo
esta soma. O fabricante deve analisar o produto acabado para determinar se o processo de formulação
reduziu o nível de acetonitrila.
Se, durante a formulação, o nível de acetonitrila não foi reduzido aos limites permitidos, o produto
não cumpre os limites de solventes residuais, conforme descrito neste capítulo, e o fabricante do
produto farmacêutico deve tomar outras medidas para reduzir a quantidade de acetonitrila no produto
farmacêutico.
Procedimentos analíticos
Normalmente, os solventes residuais são determinados usando técnicas cromatográficas, tais como
cromatografia a gás. Os métodos oficiais para analisar o conteúdo de solventes residuais são descritos
no item Identificação, controle e quantificação de solventes residuais deste capítulo.
Se estiverem presentes solventes de Classe 3, pode ser usado um método inespecífico, como, por
exemplo, a perda por dessecação.
• É provável que estejam presentes apenas solventes da Classe 3. A perda por dessecação é inferior a
0,5%.
• É provável que estejam presentes apenas solventes X, Y, ... da Classe 2. Todos se encontram abaixo
do limite da Opção 1 (aqui o fabricante mencionaria os solventes da Classe 2, representados por X,
Y, ...)
• É provável que estejam presentes apenas solventes X, Y, ... da Classe 2 e solventes da Classe 3. Os
solventes residuais da Classe 2 encontram-se abaixo do limite da Opção 1 e os solventes residuais da
Classe 3 encontram-se abaixo de 0,5%.
A frase “é provável que estejam presentes”, como usada nos exemplos acima, faz referência ao
solvente utilizado ou produzido na etapa final de fabricação e aos solventes utilizados ou produzidos
nas etapas iniciais de fabricação e que não são removidos uniformemente por um processo validado.
Se é provável que estejam presentes os solventes da Classe 1, estes deveriam ser identificados e
quantificados. Se os solventes da Classe 2 ou 3 estão presentes em quantidade que exceda os limites
da Opção 1 ou 0,5%, respectivamente, estes devem ser identificados e quantificados.
Os solventes residuais da Classe 1 (Tabela 3) não devem ser empregados na fabricação de IFA,
excipientes ou produtos acabados, devido à toxicidade inaceitável ou a seus efeitos ambientais
nocivos. No entanto, se é inevitável a sua utilização na fabricação de um medicamento com uma
vantagem terapêutica significativa, seus níveis devem ser restritos, conforme mostrado na Tabela 3,
a menos que se indique de modo diferente na monografia individual. O solvente 1,1,1-tricloroetano
foi incluído na Tabela 3, devido ao fato de ele representar um risco ambiental. O limite indicado de
1500 ppm está baseado na revisão dos dados de segurança.
Os solventes residuais da Classe 2 (Tabela 4) devem ser limitados nos IFA, excipientes e produtos
acabados devido a sua toxicidade inerente. A EDP é fornecida com uma aproximação de 0,1 mg por
dia e as concentrações com uma aproximação de 10 ppm. Os valores indicados não refletem a precisão
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 249
analítica necessária do processo de determinação. A precisão deve ser determinada como parte da
validação do procedimento.
Se os solventes residuais da Classe 2 estão presentes em quantidade superior aos limites da Opção 1,
estes devem ser identificados e quantificados. Os procedimentos descritos no item Identificação,
controle e quantificação de solventes residuais deste capítulo devem ser aplicados sempre que
possível. Se isso não for possível, deve ser utilizado um procedimento validado.
Nota: os seguintes solventes residuais da Classe 2 não são detectados facilmente mediantes as
condições de injeção de fase gasosa descritas no item Identificação, controle e quantificação de
solventes residuais deste capítulo: formamida, 2-etoxietanol, 2-metoxietanol, etilenoglicol, N-
metilpirrolidona e sulfolano. É necessário empregar outros procedimentos apropriados validados
para a quantificação destes solventes residuais.
Considera-se que os solventes residuais da Classe 3 (Tabela 5) são menos tóxicos e representam um
menor risco para a saúde humana quando comparados com os solventes residuais da Classe 1 e da
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 250
Classe 2. A Classe 3 não inclui solventes que representam um risco para a saúde humana aos níveis
normalmente aceitos em produtos farmacêuticos. No entanto, não existem estudos de
carcinogenicidade ou toxicidade a longo prazo para muitos dos solventes residuais da Classe 3. Os
dados disponíveis indicam que eles são menos tóxicos em estudos de toxicidade aguda ou de curto
prazo e negativa em estudos de genotoxicidade.
Os solventes residuais listados na Tabela 6 podem também ser de interesse para os fabricantes de
IFA, excipientes ou produtos acabados. No entanto, não foram encontrados, ainda, dados
toxicológicos adequados para fundamentar a EDP.
Sempre que possível, a substância em análise necessita ser dissolvida para liberar o solvente residual.
Em alguns casos, pode ser aceitável que alguns dos componentes da formulação não se dissolvam
completamente. Nesses casos, pode ser necessário primeiramente reduzir o produto farmacêutico a
pó fino, de modo a liberar qualquer solvente residual que possa estar presente. Esta operação deve
ser executada o mais rápido possível para evitar a perda de solventes voláteis durante o procedimento.
Nota: estes procedimentos devem ser realizados com água livre de substâncias orgânicas para evitar
a presença de picos que possam interferir significativamente no cromatograma.
Os seguintes procedimentos são úteis para identificar e quantificar os solventes residuais quando não
se tem a informação sobre quais podem estar presentes no material, quando a informação sobre os
mesmos não está disponível. Quando a informação sobre a presença de solventes residuais específicos
está disponível, só é necessário efetuar o Procedimento C para quantificar os solventes residuais
presentes. A Figura 1 apresenta um diagrama de fluxo para a aplicação dos testes limites de solventes
residuais.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 252
Procedimento A
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 253
Solução padrão estoque da Classe 1: [Nota: ao transferir as soluções, colocar a ponta da pipeta logo
abaixo da superfície do líquido e misturar]. Transferir 1,0 mL da mistura de solventes residuais da
Classe I padrão de referência para um balão volumétrico de 100 mL, ao qual anteriormente foram
adicionados aproximadamente 9 mL de dimetilsulfóxido, completar o volume com água e
homogeneizar. Transferir 1,0 mL dessa solução para um balão volumétrico de 100 mL, ao qual
anteriormente foram adicionados cerca de 50 mL de água, completar o volume com água e
homogeneizar. Transferir 10,0 mL dessa solução para um balão volumétrico de 100 mL, ao qual
anteriormente foram adicionados cerca de 50 mL de água, completar o volume com água e
homogeneizar.
Solução padrão da classe 1: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque da Classe 1, para frasco
de amostragem de fase gasosa adequado contendo 5,0 mL de água (colocar a ponta da pipeta logo
abaixo da superfície do líquido para dispensar), tampar e homogeneizar.
Soluções padrão estoque da Classe 2: transferir 1,0 mL da mistura A - Solventes residuais da Classe
2 padrão de referência para um balão volumétrico de 100 mL, completar o volume com água e
homogeneizar. Esta é a Solução padrão estoque A da Classe 2. Transferir 1,0 mL da mistura B –
Solventes residuais da Classe 2 padrão de referência para um balão volumétrico de 100 mL,
completar o volume com água e homogeneizar. Esta é a Solução padrão estoque B da Classe 2.
Solução padrão A da Classe 2: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque A da Classe 2, para
frasco de amostragem de fase gasosa adequado contendo 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução padrão B da Classe 2: transferir 5,0 mL da Solução padrão estoque B da Classe 2 para um
frasco de amostragem de fase gasosa adequado, adicionar 1,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução amostra estoque: transferir aproximadamente 250 mg do material em análise, pesados com
exatidão, para um balão volumétrico de 25 mL, dissolver e completar o volume com com água e
homogeneizar.
Solução amostra: transferir 5,0 mL da Solução amostra estoque para um frasco de amostragem de
fase gasosa adequado, adicionar 1,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Procedimento B
Solução padrão estoque da Classe 1, Solução padrão da Classe 1, Soluções padrão estoque da Classe
2, Solução padrão A da Classe 2, Solução padrão B da Classe 2, Solução amostra estoque, Solução
amostra e Solução de adequabilidade do sistema da Classe 1: preparar conforme indicado no
Procedimento A.
Procedimento C
Solução padrão estoque da Classe 1, Solução padrão da Classe 1, Solução padrão estoque A da
Classe 2, Solução padrão A da Classe 2, Solução amostra estoque, Solução amostra e Solução de
adequabilidade do sistema da Classe 1: preparar conforme indicado no Procedimento A.
Solução padrão estoque: [Nota: preparar, separadamente, uma Solução padrão estoque para cada
pico identificado e confirmado conforme os Procedimentos A e B. Para os solventes da Classe 1
diferentes do 1,1,1-tricloroetano, preparar a primeira diluição conforme descrito para a primeira
diluição da Solução padrão estoque da Classe 1, Procedimento A]. Transferir um volume, medido
com exatidão, de cada padrão de referência correspondente a cada pico de solvente residual
identificado e confirmado após a realização dos Procedimentos A e B para um frasco adequado e
diluir, quantitativamente, com água, para obter solução com concentração final de 1/20 do valor
indicado na Tabela 3 ou na Tabela 4 (em Limite de concentração).
Solução padrão: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque para um tubo de amostragem de fase
gasosa adequado, adicionar 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução amostra com uma quantidade conhecida adicionada: [Nota: preparar, separadamente, uma
Solução amostra com a adição de uma quantidade conhecida do analito de cada pico identificado e
verificado conforme Procedimentos A e B]. Transferir 5,0 mL da Solução amostra estoque para um
vial apropriado, adicionar 1,0 mL de Solução padrão estoque, tampar e homogeneizar.
Sistema cromatográfico: [Nota: se for confirmado que os resultados das análises cromatográficas
do Procedimento A forem inferiores aos observado no Procedimento B, o Sistema cromatográfico do
Procedimento B poderá ser substituído]. Utilizar cromatógrafo a gás provido de detector de ionização
de chama e coluna de sílica fundida de 0,32 mm × 30 m, recoberta com uma camada de fase de 6%
cianopropil fenil- 94% dimetilpolisiloxano de 1,8 μm, ou uma coluna macrocapilar de 0,53 mm × 30
m, recoberta com uma camada de fase de 6% cianopropil fenil- 94% dimetilpolisiloxano de 3,0 μm.
O gás de arraste é o nitrogênio ou o hélio, com uma velocidade linear de aproximadamente 35 cm/s
e uma relação de partição de 1:5. [Nota: a relação de partição pode ser modificada para otimizar a
sensibilidade]. Manter a temperatura da coluna a 40 °C durante 20 minutos; em seguida, elevar a
temperatura para 240 ºC a uma taxa de aquecimento de 10 °C por minuto e mantê-la a 240 °C durante
20 minutos. Manter as temperaturas do injetor e do detector a 140 °C e 250 °C, respectivamente.
Injetar, no cromatógrafo, a Solução padrão da Classe 1, a Solução de adequabilidade do sistema da
Classe 1 e a Solução padrão A da Classe 2, e registrar o cromatograma conforme descrito em
Procedimento. A relação sinal-ruído do 1,1,1-tricloroetano, na Solução padrão da Classe 1, é de, no
mínimo, 5; a relação sinal-ruído de cada pico, na Solução de adequabilidade do sistema da Classe 1,
é de, no mínimo, 3; e a resolução, R, entre os picos de acetonitrila e cloreto de metileno, na Solução
padrão A da Classe 2, é de, no mínimo, 1,0.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 256
em que
Procedimento A
Nota: pode ser usado dimetilsulfóxido como solvente alternativo em substituição à dimetilformamida.
Solução padrão estoque da Classe 1: transferir 1,0 mL de mistura de solventes residuais da Classe I
padrão de referência para um balão volumétrico de 100 mL, ao qual previamente tenha sido
adicionado aproximadamente 80 mL de dimetilformamida, completar o volume com o mesmo
solvente e homogeneizar. Transferir 1,0 mL dessa solução para um balão volumétrico de 100 mL, ao
qual tenha sido previamente adicionado aproximadamente 80 mL de dimetilformamida, completar o
volume com o mesmo solvente e homogeneizar (reservar uma porção desta solução para preparar a
Solução de adequabilidade do sistema da Classe 1). Transferir 1,0 mL desta solução para um balão
volumétrico de 10 mL, completar o volume com dimetilformamida e homogeneizar.
Solução padrão da Classe 1: transferir 1,0 mL da Solução estoque de referência da Classe 1 para um
vial de amostragem de fase gasosa adequado, adicionar 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Soluções padrão estoque da Classe 2: transferir 1,0 mL da Mistura A - Solventes residuais da Classe
2 padrão de referência para um balão volumétrico de 100 mL, ao qual previamente tenha sido
adicionado aproximadamente 80 mL de dimetilformamida, completar o volume com o mesmo
solvente e homogeneizar. Esta é a Solução padrão estoque A da Classe 2. Transferir 0,5 mL da
Mistura B - Solventes residuais da Classe 2 padrão de referência para um balão volumétrico de 10
mL, completar o volume com dimetilformamida e homogeneizar. Esta é a Solução padrão estoque B
da Classe 2.
Solução padrão A da Classe 2: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque A da Classe 2 para um
vial de amostragem de fase gasosa adequado, adicionar 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução padrão B da Classe 2: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque B da Classe 2 para um
vial de amostragem de fase gasosa adequado, adicionar 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 257
Solução amostra estoque: transferir, aproximadamente, 500 mg do material em análise, pesado com
exatidão, para um balão volumétrico de 10 mL, dissolver e completar o volume com
dimetilformamida, e homogeneizar.
Solução amostra: transferir 1,0 mL da Solução amostra estoque para um vial de amostragem de fase
gasosa adequado, adicionar 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Procedimento B
cromatógrafo (usar os parâmetros operacionais para o injetor de fase gasosa descritos na coluna 3 da
Tabela 7 com uma pressão do vial de 10 psi), volumes iguais da fase gasosa (aproximadamente 1,0
mL) da Solução padrão da Classe 1, Solução padrão A da Classe 2, Solução padrão B da Classe 2 e
Solução amostra, registrar os cromatogramas e medir as respostas dos picos principais. Se a resposta
dos picos identificados na Solução amostra no Procedimento A são maiores ou iguais aqueles dos
picos correspondentes aos da Solução padrão da Classe 1 ou em qualquer das duas Soluções padrão
da Classe 2 (A e B), prosseguir conforme descrito no Procedimento C para quantificar os picos; se
não for detectado nenhum pico, dentro dos limites acima especificados, a amostra cumpre com os
requisitos deste ensaio.
Procedimento C
Solução padrão estoque: [Nota: preparar em separado uma Solução padrão estoque para cada pico
identificado e verificado conforme os Procedimentos A e B. Para os solventes da Classe 1 diferentes
de 1,1,1-tricloroetano, preparar a primeira diluição conforme descrito para a primeira diluição da
Solução padrão estoque da Classe 1, no Procedimento A.] Transferir um volume, medido com
exatidão, de cada padrão de referência individual correspondente a cada pico de solvente residual
identificado e verificado conforme os Procedimentos A e B em um recipiente adequado e diluir,
quantitativamente, com água para obter solução com concentração final de 1/20 do valor especificado
na Tabela 3 ou na Tabela 4 (em Limite de Concentração).
Solução padrão: transferir 1,0 mL da Solução padrão estoque para frasco de amostragem de fase
gasosa adequado, contendo 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução amostra: transferir 1,0 mL da Solução amostra estoque para um vial de amostragem de fase
gasosa adequado, contendo 5,0 mL de água, tampar e homogeneizar.
Solução amostra com uma quantidade conhecida adicionada: [Nota: preparar, separadamente, uma
Solução amostra com uma quantidade conhecida adicionada para cada pico identificado e verificado
mediante os Procedimentos A e B]. Transferir 1,0 mL da Solução amostra estoque para um tubo de
amostragem de fase gasosa adequado, adicionar 1 mL de Solução padrão e 4,0 mL de água, tampar
e homogeneizar.
em que
Se estão presentes os solventes da Classe 3, o nível de solventes residuais pode ser determinado
conforme o método de Perda por dessecação quando a monografia da substância em análise inclui
um procedimento de perda por dessecação que especifique um limite superior de, no máximo, 0,5%
(de acordo com a Opção 1 neste capítulo geral), ou pode ser realizado pela determinação específica
do solvente. Se a monografia da substância em análise não incluir um procedimento de perda por
dessecação ou se o limite de solvente da Classe 3 na monografia individual é superior a 50 mg por
dia (que corresponde a 5000 ppm ou 0,5% - Opção 1), o solvente residual individual da Classe 3 ou
os solventes presentes na substância em análise devem ser identificados e quantificados, aplicando-
se os procedimentos descritos anteriormente, com as devidas modificações nas soluções padrão,
sempre que possível. Se este não for o caso, deve ser empregado um procedimento validado
apropriado.
Clorobenzeno Cl
Classe 2
[1,4] Dioxano O
Xilol CH3
*
Usualmente 60% de m-xileno, 14% de p-xileno, 9% de o-xileno com 17% de etilbenzeno
Acetato
1) Aquecer a amostra com quantidade igual de ácido oxálico; desprendem-se vapores ácidos com
odor característico de ácido acético.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 262
2) Aquecer a amostra com ácido sulfúrico SR e álcool etílico; desprende-se acetato de etila, de odor
característico.
3) Tratar solução neutra da amostra com cloreto férrico SR; produz-se coloração vermelha-escura,
que desaparece pela adição de ácidos minerais.
4) Solubilizar a amostra em água, adicionar cinco gotas de nitrato de lantânio SR, duas gotas de iodo
0,1 M e uma gota de solução concentrada de amônia. Aquecer cuidadosamente até ebulição. Após
alguns minutos forma-se precipitado azul ou aparece coloração azul intensa.
Acetila
Colocar a amostra em tubo de ensaio e juntar três gotas de ácido fosfórico SR. Fechar o tubo com
tampa atravessada por outro tubo de ensaio menor cheio de água e em cujo exterior se depositou uma
gota de nitrato de lantânio SR. Aquecer o conjunto em banho-maria durante cinco minutos (certas
substâncias acetiladas se hidrolisam com dificuldade; neste caso a mistura deve ser aquecida
lentamente, até ebulição, sobre chama direta). Transferir a gota de nitrato de lantânio SR a uma
cápsula de porcelana e homogeneizar com uma gota de iodo SR. Colocar na borda da mistura uma
gota de hidróxido de amônio 2 M. Na zona de contato dos dois líquidos aparece lentamente cor azul
que persiste por pouco tempo.
Alcaloide
Solubilizar alguns miligramas da amostra em 5 mL de água, juntar ácido clorídrico SR até acidificar
a solução e, em seguida, verter 1 mL de iodobismutato de potássio aquoacético; forma-se
imediatamente precipitado de coloração alaranjada ou vermelha-alaranjada.
Alumínio, íon
2) Transferir, à amostra, hidróxido de sódio M ou sulfeto de sódio SR; forma-se precipitado branco
gelatinoso, solúvel em excesso do mesmo reagente.
3) À solução da amostra transferir hidróxido de amônio 5 M até que se forme turvação. Adicionar,
em seguida, três a quatro gotas da solução recém-preparada de quinalizarina a 0,05% em hidróxido
de sódio a 1% (p/v). Aquecer até ebulição, resfriar e acidificar com excesso de ácido acético 5 M;
produz-se cor violeta-avermelhado.
Acidificar a solução da amostra com ácido clorídrico 2 M e juntar quatro gotas de nitrito de sódio SR.
Após um a dois minutos, acrescentar 1 mL de 2-naftol SR; aparece cor alaranjada intensa ou
vermelha, formando-se geralmente precipitado.
Amônio, íon
Antimônío(III), íon
1) Tratar a solução da amostra, fortemente acidificada por ácido clorídrico (no máximo 2 M), com
sulfeto de hidrogênio SR; forma-se precipitado alaranjado de sulfeto de antimônio, insolúvel em
hidróxido de amônio 6 M, mas solúvel em sulfeto de amônio SR, hidróxido de sódio 2 M e ácido
clorídrico concentrado.
2) Solubilizar a amostra em tartarato de sódio e potássio SR; após resfriamento, juntar, gota a gota,
sulfeto de sódio SR1; forma-se precipitado de coloração vermelha-alaranjada solúvel em hidróxido
de sódio 2 M.
Arsênio
1) A uma solução amoniacal da amostra, transferir sulfeto de sódio SR e acidificar com ácido
clorídrico diluído; forma-se precipitado de coloração amarelo, insolúvel em ácido clorídrico, mas
solúvel em soluções alcalinas.
A uma solução metanólica da amostra, transferir algumas gotas de solução contendo nitrato de
cobalto(II) a 10% (p/v) e cloreto de cálcio a 10% (p/v), homogeneizar e acrescentar, com agitação,
algumas gotas de hidróxido de sódio 2 M; forma-se precipitado de coloração azul-violeta.
Bário, íon
1) Tratar solução da amostra com ácido sulfúrico M; forma-se precipitado branco, insolúvel nos
ácidos clorídrico e nítrico.
2) Colocar a amostra na zona redutora de chama; esta adquire coloração verde-amarelada, que se
apresenta azul quando vista através de vidro verde.
Benzoato
1) Tratar solução neutra da amostra com cloreto férrico SR; forma-se precipitado amarelo escuro,
solúvel em éter etílico.
Bicarbonato
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 264
1) Tratar a amostra com ácido mineral; produz-se efervescência com desprendimento de gás incolor
que, ao reagir com hidróxido de cálcio SR, forma imediatamente precipitado branco.
2) A uma solução fria da amostra transferir fenolftaleína SI; a solução permanece inalterada ou fica
apenas levemente colorida.
Bismuto, íon
Solubilizar a amostra em ligeiro excesso de ácidos nítrico ou clorídrico e diluir com água; forma-se
precipitado branco que, tratado com sulfeto de hidrogênio, passa a marrom. O composto resultante é
solúvel em mistura quente de partes iguais de ácido nítrico e água, mas insolúvel em sulfeto de amônio
SR.
Bissulfito
Tratar a amostra com ácido clorídrico 3 M; desprende-se dióxido de enxofre, reconhecido por seu
odor pungente característico e por escurecer papel de filtro umedecido com nitrato de mercúrio(I) SR.
Borato
1) A uma solução da amostra acidulada com ácido clorídrico, transferir algumas gotas de solução de
iodo a 0,1% (p/v) e de solução de álcool polivinílico a 2% (p/v); produz-se cor verde intensa. A reação
é alterada por agentes de oxidação ou redução.
2) Tratar a amostra com ácido sulfúrico, acrescentar álcool metílico e levar a mistura à ignição; ela
queima com chama de bordas verdes.
Brometo
1) À solução da amostra acidificada com ácido sulfúrico SR, transferir água de cloro SR; desprende-
se bromo, que confere cor parda à solução; agitando-se esta com clorofórmio, o solvente adquire cor
variando de vermelho a marrom-avermelhado e a camada aquosa permanece incolor.
2) Tratar a solução da amostra com ácido nítrico SR e nitrato de prata SR; forma-se precipitado
caseoso branco levemente amarelado, insolúvel em ácido nítrico e pouco solúvel em hidróxido de
amônio 6 M.
Cálcio, íon
1) Umedecer a amostra com ácido clorídrico e levá-la à zona redutora da chama; aparece coloração
vermelha-alaranjada transitória.
2) Solubilizar a amostra, juntar duas gotas de vermelho de metila SI, neutralizar com hidróxido de
amônio 6 M, acrescentar ácido clorídrico 3 M, gota a gota, até acidular a solução e verter oxalato de
amônio SR; forma-se precipitado branco de oxalato de cálcio, insolúvel em ácido acético 6 M, mas
solúvel em ácido clorídrico SR.
Carbonato
1) Tratar a amostra com ácido mineral; produz-se efervescência, com desprendimento de gás incolor
que, ao reagir com hidróxido de cálcio SR, forma imediatamente precipitado branco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 265
2) A uma solução fria da amostra solúvel, transferir fenolftaleína SI; forma cor vermelha.
Chumbo, íon
1) Tratar solução da amostra com ácido sulfúrico M; forma-se precipitado branco, insolúvel em ácido
clorídrico 3 M ou ácido nítrico 2 M, mas solúvel em hidróxido de sódio M aquecido, em acetato de
amônio a 10% (p/v) e em excesso de ácido sulfúrico M.
2) Tratar solução da amostra, isenta de ácidos minerais, com cromato de potássio SR; forma-se
precipitado amarelo, insolúvel em ácido acético 6 M, mas solúvel em hidróxido de sódio M e em
ácido nítrico, a quente.
Cianeto
Tratar solução da amostra com sulfato ferroso SR, hidróxido de sódio SR e cloreto férrico SR, aquecer
até ebulição e acidular com ácido clorídrico; produz-se coloração ou precipitado azul. Se a quantidade
de cianeto presente for pequena, forma-se solução coloidal de coloração azul - esverdeada.
Citrato
Clorato
1) Tratar solução da amostra com nitrato de prata SR em meio de ácido nítrico SR; não se forma
precipitado. Verter ácido sulfuroso ou solução recente de nitrito de sódio SR a esta mistura; forma-se
precipitado branco, insolúvel em ácido nítrico SR, mas solúvel em hidróxido de amônio 6 M.
3) Em capela de exaustão, tratar a amostra seca com ácido sulfúrico; ocorre crepitação desprendendo-
se gás amarelo esverdeado. Para este ensaio usar quantidade pequena de clorato, devendo-se tomar
cuidado extremo ao executá-lo, pois o gás que se forma decompõe-se de modo explosivo acima de
45 °C.
Cloreto
1) Com nitrato de prata SR, as soluções de cloreto produzem um precipitado branco grumoso, que é
insolúvel em ácido nítrico, porém solúvel em um ligeiro excesso de hidróxido de amônio 6 M.
2) Quando se analisam cloridratos de aminas, incluídos os alcaloides, que não respondem ao ensaio
anterior, uma gota de ácido nítrico diluído e 0,5 mL de nitrato de prata SR em 2 mL da solução em
análise que contenha aproximadamente 2 mg de íon cloreto. Deverá se formar um precipitado branco,
grumoso. Imediatamente centrifugar a mistura e decantar a camada sobrenadante. Lavar o precipitado
com três porções de 1 mL de uma solução de ácido nítrico (1 em 100) e desprezar os sobrenadantes.
Transferir ao precipitado, algumas gotas de amoníaco SR. O precipitado se solubilizará rapidamente.
3) Quando uma monografia especifica que a substância sólida responde aos ensaios para cloretos,
homogeneizar a amostra com a mesma quantidade de dióxido de manganês, umedecer com ácido
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 266
sulfúrico e aquecer moderadamente a mistura. Se produz cloro, é reconhecido pela produção de uma
cor azul no papel umedecido com amido iodetado.
1) Tratar a solução da amostra com ferrocianeto de potássio SR; forma-se precipitado marrom-
avermelhado, insolúvel em ácidos diluídos, mas solúvel em hidróxido de amônio.
2) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico e limalhas de ferro metálico; deposita-se película
vermelha de cobre metálico.
3) Tratar solução da amostra com excesso de hidróxido de amônio 6 M; forma-se primeiro precipitado
azulado e, em seguida, solução fortemente azulada.
Éster
Ferro
Tratar a amostra com sulfeto de amônio SR; forma-se precipitado preto, que se dissolve em ácido
clorídrico 3 M, com desprendimento de gás sulfídrico, caracterizado pelo papel acetato de chumbo.
Férrico, íon
1) Tratar solução ácida da amostra com ferrocianeto de potássio SR; forma-se precipitado azul escuro,
que não dissolve por adição de ácido clorídrico SR, mas é decomposto por hidróxido de sódio 2 M.
2) Tratar a amostra com tiocianato de amônio SR; produz-se cor vermelha intensa que não desaparece
com adição de ácidos minerais diluídos, mas pode ser extraída com éter etílico, passando a coloração
vermelha para a camada etérea.
Ferroso, Íon
1) Tratar solução da amostra com ferricianeto de potássio SR; forma-se precipitado azul escuro,
insolúvel em ácido clorídrico 3 M, mas decomposto por hidróxido de sódio M.
1) Tratar solução neutra da amostra com nitrato de prata SR; forma-se precipitado amarelo, solúvel
em ácido nítrico 2 M ou hidróxido de amônio 6 M.
2) Tratar solução nítrica da amostra com molibdato de amônio SR; forma-se precipitado amarelo,
solúvel em hidróxido de amônio 6 M; a reação é acelerada pelo calor.
Hipofosfito
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 267
1) Aquecer solução da amostra, acidulada por ácido sulfúrico SR, com sulfato cúprico SR; forma-se
precipitado vermelho.
2) Tratar solução da amostra com cloreto mercúrico SR; forma-se precipitado branco, que se toma
cinzento na presença de excesso de hipofosfito.
Iodeto
1) Tratar solução da amostra com água de cloro SR, gota a gota; desprende-se iodo, que muda a cor
da solução de amarela para vermelha; agitando-se esta solução com clorofórmio, este adquire cor
violeta.
2) Tratar solução da amostra acidificada com ácido nítrico SR, com nitrato de prata SR; forma-se
precipitado amarelo caseoso, insolúvel em ácido nítrico SR e hidróxido de amônio 6 M.
Lactato
Tratar solução da amostra, acidulada por ácido sulfúrico SR, com permanganato de potássio SR e
aquecer a mistura; desprende-se acetaldeído, identificado pelo odor característico.
Lítio, íon
1) Tratar a solução da amostra moderadamente concentrada e alcalinizada por hidróxido de sódio SR,
com carbonato de sódio SR; forma-se, por aquecimento, precipitado branco, solúvel em cloreto de
amônio SR.
2) Umedecer a amostra com ácido clorídrico e aquecer na zona redutora da chama; esta adquire cor
vermelha intensa.
Magnésio, íon
1) Tratar solução da amostra com hidróxido de sódio SR; forma-se precipitado branco, que se dissolve
com a adição de cloreto de amônio SR.
2) Tratar solução da amostra, na presença de cloreto de amônio SR, com carbonato de amônio SR;
não se forma precipitado, mas, ao se adicionar fosfato de sódio dibásico heptaidratado SR, forma-se
precipitado cristalino branco, insolúvel em hidróxido de amônio 6 M.
Mercúrio
1) Tratar solução da amostra com sulfeto de hidrogênio SR; forma-se precipitado preto, insolúvel em
sulfeto de amônio SR e em ácido nítrico 2 M fervente.
2) Aplicar solução da amostra, sem excesso de ácido nítrico, em lâmina de cobre brilhante; forma-se
depósito que, ao ser polido, se toma brilhante e prateado.
2) Tratar solução neutra da amostra com iodeto de potássio SR; forma-se precipitado escarlate, muito
solúvel em excesso de reagente.
1) Tratar a amostra com hidróxido de sódio M; ocorre decomposição, gerando cor preta.
2) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico SR; forma-se precipitado branco, que escurece ao
ser tratado com hidróxido de amônio 6 M.
3) Tratar solução da amostra com iodeto de potássio SR; forma-se precipitado amarelo que, com o
tempo, pode passar a verde.
Nitrato
1) Em capela de exaustão, aquecer a amostra com ácido sulfúrico e cobre metálico; desprendem-se
vapores vermelho pardos.
2) Tratar solução da amostra com igual volume de ácido sulfúrico, esfriar a mistura e juntar 0,5 mL
de solução de sulfato ferroso 0,5 M; na interface produz-se cor parda a roxa.
Nitrito
1) Em capela de exaustão, tratar a amostra com ácidos minerais diluídos ou com ácido acético 5 M;
desprendem-se vapores pardos.
2) Tratar papel de amido iodetado com solução da amostra; o indicador se cora de azul.
Oxalato
1) Tratar solução neutra ou alcalina da amostra com cloreto de cálcio SR; forma-se precipitado
branco, insolúvel em ácido acético 6 M, mas solúvel em ácido clorídrico.
2) Tratar solução acidificada quente da amostra com permanganato de potássio SR; desaparece a cor.
Permanganato
1) Tratar solução da amostra, acidulada por ácido sulfúrico SR, com peróxido de hidrogênio a 3%
(p/v) SR; a cor desaparece a frio.
2) Tratar solução da amostra, acidulada por ácido sulfúrico SR, com ácido oxálico SR em solução
aquecida; a cor desaparece.
Peróxido
Tratar solução da amostra, ligeiramente acidulada por ácido sulfúrico SR, com dicromato de potássio
SR; aparece cor azul intensa. Agitando a mistura com igual volume de éter etílico e deixando os
líquidos se separarem, a cor azul passa para a camada etérea.
Potássio, íon
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 269
1) Tratar solução alcalina da amostra com tetrafenilborato sódico a 1% (p/v); forma-se precipitado
branco.
2) Tratar solução da amostra com ácido acético SR e 1 mL de cobaltinitrito de sódio SR; forma-se
imediatamente precipitado amarelo ou amarelo alaranjado, na ausência de íons amônio.
3) Colocar a solução da amostra, acidulada com ácido clorídrico SR, na zona redutora da chama; esta
adquire cor violeta; a presença de pequena quantidade de sódio mascara a cor.
4) Tratar solução da amostra com ácido perclórico SR; forma-se precipitado branco cristalino.
Prata, íon
1) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico; forma-se precipitado caseoso branco, insolúvel
em ácido nítrico SR, mas facilmente solúvel em hidróxido de amônio 6 M.
Salicilato
1) Tratar a solução diluída da amostra com cloreto férrico SR; produz-se cor violeta.
2) Tratar solução moderadamente concentrada da amostra com ácido mineral; forma-se precipitado
cristalino branco de ácido salicílico, que funde entre 156 e 160 °C.
Sódio, íon
1) Colocar solução da amostra, acidulada, com ácido clorídrico SR, na zona redutora da chama; esta
adquire cor amarela intensa.
2) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico ou nítrico e, em seguida, com acetato de uranila e
zinco SR; forma-se precipitado cristalino amarelo-ouro, após agitação por alguns minutos.
Succinato
1) Tratar solução neutra da amostra com cloreto férrico SR; forma-se precipitado marrom claro.
2) Tratar solução neutra da amostra com nitrato de prata SR; forma-se precipitado branco, facilmente
solúvel em hidróxido de amônio 6 M.
Sulfato
1) Tratar solução da amostra com cloreto de bário SR; forma-se precipitado branco, insolúvel em
ácido clorídrico SR e em ácido nítrico SR.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 270
2) Tratar solução da amostra com acetato de chumbo SR; forma-se precipitado branco, Solúvel. em
acetato de amônio SR, mas insolúvel em ácido clorídrico ou nítrico SR.
3) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico SR; não se forma nenhum precipitado (distinção
do tiossulfato).
Sulfito
1) Tratar a amostra com ácido clorídrico 3 M; desprende-se dióxido de enxofre, reconhecido por seu
odor pungente característico e por escurecer papel de filtro umedecido com nitrato de mercúrio(I) SR.
2) Acidificar solução da amostra com ácido clorídrico SR, aquecer com algumas gotas de
permanganato de potássio SR e juntar gotas de cloreto de bário SR; forma-se precipitado branco.
Tartarato
1) Solubilizar alguns miligramas da amostra em água, acidificada com ácido acético SR, adicionar
uma gota de solução de sulfato ferroso a 1% (p/v) e uma gota de peróxido de hidrogênio a 3% (p/v);
produz-se cor amarela fugaz. Juntar hidróxido de sódio 2 M gota a gota; produz-se cor azul intensa.
2) Acidificar solução da amostra com ácido sulfúrico M, juntar algumas gotas de resorcinol 2% (p/v)
e ácido sulfúrico, cuidadosamente, de modo a se formarem duas camadas; aquecendo em banho-
maria, por alguns minutos, na interface aparece anel vermelho.
Tiocianato
Tratar solução da amostra com cloreto férrico SR; produz-se cor vermelha, que não desaparece pela
adição de ácidos minerais moderadamente concentrados e pode ser extraída com éter etílico, passando
a coloração vermelha para a camada etérea.
Tiossulfato
1) Tratar solução da amostra com ácido clorídrico; forma-se precipitado branco, que passa logo a
amarelo, e desprende-se dióxido de enxofre, reconhecido pelo odor.
2) Tratar solução acética da amostra com cloreto férrico SR; produz-se cor violeta escura que
desaparece rapidamente.
Xantina
Tratar a amostra com duas gotas de solução concentrada de peróxido de hidrogênio concentrado e
cinco gotas de ácido clorídrico 2 M, e aquecer até secura em banho-maria; obtém-se resíduo
vermelho-amarelado que, tratado com hidróxido de amônio 2 M, muda para vermelho-violeta.
Zinco, íon
1) Tratar solução da amostra com ferrocianeto de potássio SR; forma-se precipitado branco, insolúvel
em ácido clorídrico 3 M
2) Tratar solução neutra ou alcalina da amostra com sulfeto de amônio SR; forma-se precipitado
branco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 271
3) Tratar solução da amostra com solução de hidróxido de sódio 2 M, gota a gota; forma-se precipitado
branco, flocoso, solúvel em excesso de hidróxido de sódio SR.
PROCEDIMENTO
Solventes de impregnação:
I - Mistura de formamida e acetona (1:9).
II - Mistura de 1 ,2-propanodiol e acetona (1:9).
III - Mistura de parafina líquida e éter de petróleo de faixa de ebulição 40 ºC a 60 ºC (1:9).
Fases Móveis:
A - Clorofórmio.
B - Mistura de tolueno e clorofórmio (3:1).
C - Tolueno.
D - Mistura de cicloexano e tolueno (4:1).
E - Mistura de cicloexano e éter de petróleo de faixa de ebulição 40 ºC a 60 ºC (1:1).
F - Mistura de ácido acético glacial e água (2:3).
G - Mistura de hexano e dioxano (8:2).
PROCEDIMENTO I
principal do cromatograma obtida com a Solução (1) corresponde, em posição, cor e intensidade, à
mancha principal do cromatograma obtido com a Solução (2). Qualquer mancha secundária obtida
com a Solução (1) não é mais intensa do que a mancha correspondente no cromatograma obtida com
a Solução (3).
PROCEDIMENTO II
Proceder à cromatografia utilizando sílica-gel G como suporte e, como fase móvel, mistura de 1,2-
dicloroetano, álcool metílico e água (95:5:0,2). Aplicar sobre a cromatoplaca, separadamente, 1 μL
de cada uma das três soluções em mistura de clorofórmio e álcool metílico (9:1), como no
Procedimento I, com exceção da Solução 3, em que se adiciona acetato de desoxicortona SQR.
PROCEDIMENTO I
PROCEDIMENTO II
com intensidade máxima em 366 nm: observa-se fluorescência, produzida em poucos minutos. Em
seguida, nebulizar a cromatoplaca com solução de ácido sulfúrico a 10% (v/v) em álcool etílico. A
mancha principal no cromatograma, obtida com a Solução 1, corresponde, em posição, cor e
intensidade de fluorescência àquela obtida no cromatograma com a Solução 2 e tem a mesma
estabilidade pelo período de, pelo menos, 20 minutos depois da nebulização.
PROCEDIMENTO
Fases móveis:
A - Mistura de cicloexano, acetona e dietilamina (80:10:10).
B - Mistura de hexano, acetona e dietilamina (85:10:5).
C - Mistura de álcool butílico e hidróxido de amônio M (15:3).
354,6
𝑚=
𝑙
Preparação padrão: transferir o volume de ácido clorídrico padrão (HCl 0,01 M SV), indicado na
monografia, na Tabela 1, ou calculado, e um volume de 30 a 40 mL de água destilada, para um tubo
de Nessler.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 274
Procedimento: aos tubos de Nessler contendo a preparação padrão e a preparação amostra, transferir
1 mL de ácido nítrico SR. Se, após a acidificação, a preparação não estiver perfeitamente límpida,
filtrar através de papel de filtro isento de cloreto, transferir o filtrado e 1 mL de nitrato de prata 0,1
M para o tubo de Nessler. Completar o volume para 50 mL com água destilada e homogeneizar.
Deixar em repouso, ao abrigo da luz, durante cinco minutos. A turbidez da preparação amostra não
deve ser superior à da preparação padrão.
Sendo fixa a quantidade de cloreto (3,546 x 10-4 g) na preparação padrão, se o limite de cloreto em
determinada substância for, por exemplo, 354 ppm, dever-se-á utilizar 1,0 g da substância para obter-
se até a mesma turbidez do padrão; se o limite for de 71 ppm de cloreto, deverão ser utilizados 5,0 g
de amostra e assim por diante.
1200,8
𝑚=
𝑙
Preparação padrão: transferir o volume de ácido sulfúrico padrão (H2SO4 0,005 M SV) indicado na
monografia, indicado na Tabela 2, ou calculado, e um volume de 30 a 40 mL de água destilada para
um tubo de Nessler.
Procedimento: aos tubos de Nessler contendo a preparação padrão e a preparação amostra, transferir
1 mL de ácido clorídrico 3 M e 3 mL de cloreto de bário SR. Completar o volume para 50 mL com
água destilada. Homogeneizar. Deixar em repouso por cerca de 10 minutos. A turbidez da preparação
amostra não deve ser superior à da preparação padrão.
Sendo fixa a quantidade de sulfato (1,2008 x 10-3 g), se o limite de sulfato em determinada substância
for, por exemplo, 500 ppm, deverão ser utilizados 2,4 g de amostra para obter-se até a mesma turbidez
do padrão; se o limite for de 151 ppm de sulfato, deverão ser utilizados 8 g de amostra e assim por
diante.
A determinação de metais pesados pode ser efetuada por dois métodos: ensaio limite por formação
de partículas sólidas de sulfetos ou determinação por espectrometria atômica.
O ensaio limite consiste na formação de partículas sólidas dos sulfetos de metais pesados, em
suspensão, e posterior comparação visual da intensidade da cor nas preparações amostra e padrão em
tubo de Nessler. O ensaio é semi-quantitativo e possibilita inferir se a amostra passa ou não no teste,
representando o somatório da concentração dos elementos contaminantes na amostra.
O método por espectrometria atômica possibilita quantificar cada elemento contaminante na amostra
e limites diferenciados são estabelecidos para cada elemento de acordo com a sua toxicidade, forma
farmacêutica e via de administração. Elementos como As, Cd, Pb e Hg, devido à elevada toxicidade
apresentam limites mais baixos que os demais. Devido à maior biodisponibilidade de elementos
eventualmente presentes em substâncias utilizadas na fabricação de produtos parenterais, os limites
especificados são inferiores aqueles relacionados para utilização por via oral.
Reagentes especiais
Solução estoque de nitrato de chumbo: solubilizar, com exatidão, 159,8 mg de nitrato de chumbo em
100 mL de água e de 1 mL de ácido nítrico. Diluir com água para 1000 mL e homogeneizar. Preparar
e estocar essa solução em recipientes de vidro isentos de sais solúveis de chumbo.
Solução padrão de chumbo (10 ppm Pb): diluir 10 mL da solução estoque de nitrato de chumbo para
100 mL com água. Cada mililitro dessa solução contém o equivalente a 10 μg de chumbo (10 ppm
Pb), recém preparada.
MÉTODO I
Preparação amostra: transferir para tubo adequado solução da amostra preparada conforme
especificado na monografia e diluir para 25 mL com água, ou solubilizar e diluir com água para 25
mL a quantidade de amostra, em gramas, especificada na monografia ou calculada segundo a
equação:
2 / (1000l)
Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando papel
indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para aproximadamente 40 mL e
homogeneizar.
Preparação padrão: transferir para tubo adequado 2 mL de solução padrão de chumbo (10 ppm Pb)
e diluir para 25 mL com água. Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de
amônio 6 M utilizando papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para
aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Preparação controle: transferir para um terceiro tubo volume de solução da amostra preparada
conforme descrito na monografia ou em preparação amostra e 2 mL de solução padrão de chumbo
(10 ppm Pb). Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando
papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para aproximadamente 40
mL e homogeneizar.
Procedimento: a cada uma das preparações, transferir 2 mL de tampão acetato pH 3,5 e 1,2 mL de
tioacetamida SR. Diluir com água para 50 mL, homogeneizar e deixar em repouso por dois minutos.
Após dois minutos, desenvolver-se-á tonalidade que varia do amarelo ao preto. Observar as
preparações de cima para baixo, segundo o eixo vertical do tubo, sobre fundo branco. A coloração
desenvolvida na preparação amostra não deve ser mais intensa do que na preparação padrão. O teste
somente é válido se a intensidade da coloração desenvolvida na preparação controle for igual ou
superior àquela da preparação padrão.
MÉTODO II
Preparação amostra: transferir para tubo adequado solução da amostra preparada conforme
especificado na monografia e diluir para 25 mL com solvente orgânico (dioxano ou acetona,
contendo, no mínimo, 15% v/v de água), ou solubilizar e diluir com o mesmo solvente para 25 mL a
quantidade de amostra, em gramas, especificada na monografia ou calculada segundo a equação:
2 / (1000l)
em que
Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando papel
indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para aproximadamente 40 mL e
homogeneizar.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 278
Preparação padrão: transferir para tubo adequado 2 mL de solução padrão de chumbo (10 ppm Pb)
e diluir para 25 mL com o mesmo solvente empregado para a dissolução da amostra. Ajustar o pH
entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando papel indicador de faixa
estreita como indicador externo. Diluir com o mesmo solvente empregado para a dissolução da
amostra para aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Preparação controle: transferir para um terceiro tubo volume de solução da amostra preparada
conforme descrito na monografia ou em preparação amostra e 2 mL de solução padrão de chumbo
(10 ppm Pb). Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando
papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com o mesmo solvente empregado
para a dissolução da amostra para aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Procedimento: a cada uma das preparações, transferir 2 mL de tampão acetato pH 3,5 e 1,2 mL de
tioacetamida. Diluir com água para 50 mL, homogeneizar e deixar em repouso por dois minutos.
Após dois minutos, desenvolver-se-á coloração que varia do amarelo ao preto. Observar as
preparações de cima para baixo, segundo o eixo vertical do tubo, sobre fundo branco. Qualquer
coloração desenvolvida na preparação amostra não é mais intensa do que na preparação padrão. O
teste somente é válido se a intensidade da coloração desenvolvida na preparação controle for igual ou
superior àquela na preparação padrão.
MÉTODO III
2 / (1000l)
em que
Transferir a amostra para cadinho adequado, ácido sulfúrico suficiente para umedecer a substância e
incinerar, cuidadosamente, sob temperatura baixa. À massa carbonizada, transferir 2 mL de ácido
nítrico e cinco gotas de ácido sulfúrico. Aquecer, com cuidado, até que não mais se desprendam
vapores brancos. Incinerar em mufla a 500 - 600 ºC até completa combustão do carbono.
Preparação padrão: transferir para tubo adequado 2 mL de solução padrão de chumbo (10 ppm Pb)
e diluir para 25 mL com o mesmo solvente empregado para a dissolução da amostra. Ajustar o pH
entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando papel indicador de faixa
estreita como indicador externo. Diluir com o mesmo solvente empregado para a dissolução da
amostra para aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 279
Preparação controle: transferir para um terceiro tubo volume de solução da amostra preparada
conforme descrito na monografia ou em preparação amostra e 2 mL de solução padrão de chumbo
(10 ppm Pb). Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando
papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com o mesmo solvente empregado
para a dissolução da amostra para aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Procedimento: a cada uma das preparações, transferir 2 mL de tampão acetato pH 3,5 e 1,2 mL de
tioacetamida. Diluir com água para 50 mL, homogeneizar e deixar em repouso por dois minutos.
Após dois minutos, desenvolver-se-á coloração que varia do amarelo ao preto. Observar as
preparações de cima para baixo, segundo o eixo vertical do tubo, sobre fundo branco. Qualquer
coloração desenvolvida na preparação amostra não é mais intensa do que aquela na preparação
padrão. O teste somente é válido se a intensidade da coloração desenvolvida na preparação controle
for igual ou superior àquela na preparação padrão.
MÉTODO IV
2 / (1000l)
em que
Transferir para tubo de digestão de vidro borossilicato de 100 mL e cerca de 10 mL de ácido nítrico.
Proceder à digestão em chapa de aquecimento ou bloco digestor em temperatura de 120 °C, durante
três horas. Recomenda-se aquecer o sistema lentamente, para evitar projeção da amostra. Caso haja
evaporação do ácido, adicionar outra alíquota de 5 mL. Caso uma preparação límpida não seja obtida,
adicionar, após resfriamento, 2 mL de peróxido de hidrogênio a 30% (p/p) e aquecer a 140 °C por
mais uma hora. Esfriar e diluir, cautelosamente, com pequeno volume de água. Transferir, com
lavagem, para tubo de Nessler de 50 mL, sem ultrapassar 25 mL.
Preparação padrão: transferir para tubo adequado 2 mL de solução padrão de chumbo (10 ppm Pb)
e diluir para 25 mL com água. Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de
amônio 6 M utilizando papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para
aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Preparação controle: transferir para um terceiro tubo volume de solução da amostra preparada
conforme descrito na monografia ou em preparação amostra e adicionar 2 mL de solução padrão de
chumbo (10 ppm Pb). Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M
utilizando papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para
aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Procedimento: a cada uma das preparações, transferir 2 mL de tampão acetato pH 3,5 e 1,2 mL de
tioacetamida. Diluir com água para 50 mL, homogeneizar e deixar em repouso por dois minutos.
Após dois minutos, desenvolver-se-á coloração que varia do amarelo ao preto. Observar as
preparações de cima para baixo, segundo o eixo vertical do tubo, sobre fundo branco. Qualquer
coloração desenvolvida na preparação amostra não é mais intensa do que na preparação padrão. O
teste somente é válido se a intensidade da coloração desenvolvida na preparação controle for igual ou
superior àquela na preparação padrão.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 280
MÉTODO V
Preparo da amostra: nos casos em que os métodos anteriores de preparo de amostra não forem
eficientes, proceder conforme descrito em Decomposição por via úmida em sistema fechado ou
Método de combustão iniciada por micro-ondas em sistema pressurizado descritos em Método de
espectrometria atômica.
Preparação padrão: transferir para tubo adequado 2 mL de solução padrão de chumbo (10 ppm Pb)
e diluir para 25 mL com água. Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de
amônio 6 M utilizando papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para
aproximadamente 40 mL e homogeneizar.
Preparação controle: transferir para um terceiro tubo volume de solução da amostra preparada
conforme descrito na monografia ou em preparação amostra e 2 mL de solução padrão de chumbo
(10 ppm Pb). Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M utilizando
papel indicador de faixa estreita como indicador externo. Diluir com água para aproximadamente 40
mL e homogeneizar.
Procedimento: a cada uma das preparações, transferir 2 mL de tampão acetato pH 3,5 e 1,2 mL de
tioacetamida. Diluir com água para 50 mL, homogeneizar e deixar em repouso por dois minutos.
Após dois minutos, desenvolver-se-á coloração que varia do amarelo ao preto. Observar as
preparações de cima para baixo, segundo o eixo vertical do tubo, sobre fundo branco. Qualquer
coloração desenvolvida na preparação amostra não é mais intensa do que aquela na preparação
padrão. O teste somente é válido se a intensidade da coloração desenvolvida na preparação controle
é igual ou superior àquela na preparação padrão.
Utilizar técnicas de espectrometria atômica para determinação de As, Cd, Cr, Cu, Hg, Ir, Mn, Mo,
Ni, Os, Pb, Pd, Pt, Rh, Ru e V, conforme Espectrometria atômica (5.2.13). Entretanto, diferentes
procedimentos de preparo da amostra podem ser aplicados, como demonstrado na Figura 1.
nenhuma das condições anteriores for atendida, recomenda-se a decomposição prévia da amostra.
Nesses casos, dois procedimentos são recomendados:
Pesar, com exatidão, quantidade de amostra entre 0,1 e 0,5 g de amostra e adicionar ácido nítrico
conforme recomendação do fabricante e proceder a digestão em sistema fechado com aquecimento
convencional ou com micro-ondas em temperatura de 180 °C ou superior. Nos sistemas que
empregam aquecimento convencional e micro-ondas, quando não houver especificação na
monografia, recomenda-se a digestão por 240 minutos e 20 minutos, respectivamente.
Solução padrão de ferro (10 ppm Fe): diluir 10 mL da Solução padrão de ferro (100 ppm Fe) com
água destilada e completar o volume para 100 mL.
Solução padrão de ferro (2 ppm Fe): diluir 2 mL da Solução padrão de ferro (100 ppm Fe) com água
destilada e completar o volume para 100 mL.
MÉTODO I
Fixando-se o volume da Solução padrão de ferro (100 ppm Fe) em 1 mL, pode-se calcular o valor de
m (massa em grama da amostra) pela fórmula:
100
𝑚=
𝑙
Preparação padrão: empregar 10 mL de Solução padrão de ferro (10 ppm de Fe) ou 1 mL da Solução
padrão de ferro (100 ppm Fe), conforme Tabela 1, ou volume calculado, e adicionar água destilada,
ou o solvente indicado na monografia, em quantidade suficiente para 40 mL. Adicionar 2 mL de ácido
cítrico a 20% (p/v).
MÉTODO II
Preparação padrão: submeter o volume da Solução padrão de ferro (2 ppm ou 10 ppm de Fe)
indicado na monografia, ou o volume calculado, conforme descrito na preparação amostra.
MÉTODO III
da amostra indicado na monografia. Diluir para 40 mL com água destilada. Adicionar 2 mL de ácido
clorídrico M e homogeneizar.
Preparação padrão: transferir o volume da Solução padrão de ferro (100 ppm Fe) indicado na
monografia, ou volume calculado, para um tubo de Nessler e proceder conforme descrito na
preparação amostra.
Tabela 1 – Limites de impureza ferro e quantidade correspondentes da matéria-prima para se realizar o ensaio
considerando a utilização constante de 1,0 mL da solução padrão de ferro de 100 ppm, que contém 10 -4 g de
ferro, na preparação padrão.
Quantidade de amostra Quantidade de
Limite de ferro (ppm) Limite de ferro (ppm)
(g) amostra (g)
0,100 1000 0,4 250
0,105 950 0,5 200
0,111 900 0,667 150
0,116 850 1 100
0,125 800 1,111 90
0,133 750 1,250 80
0,143 700 1,429 70
0,154 650 1,667 60
0,167 600 2 50
0,182 550 2,5 40
0,200 500 3,333 30
0,222 450 5 20
0,250 400 10 10
0,285 350 20 5
0,333 300
Sendo fixa a quantidade de ferro (10-4 g de Fe) na Preparação padrão, se o limite de ferro em
determinada substância for, por exemplo, 1000 ppm, deverá ser utilizado 0,1 g de amostra para se
obter até a mesma coloração da preparação padrão; se o limite for 200 ppm de ferro, deverá ser
utilizado 0,5 g de amostra, e assim por diante.
MÉTODO IV
MÉTODO ESPECTROFOTOMÉTRICO
O método está baseado na reação entre a arsina (AsH3) liberada e dietilditiocarbamato de prata que
formam complexo vermelho; a absorção da radiação pode ser medida em espectrofotômetro ou
colorímetro. Dois métodos podem ser empregados diferindo, apenas, no preparo da amostra e do
padrão. O Método I é, em geral, utilizado para substâncias inorgânicas, enquanto o Método II é
empregado para substâncias orgânicas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 284
O sistema utilizado - Figura 1 - compreende: (a) gerador de arsina; (b) e (d) juntas; (c) unidade
esmerilhada; (e) tubo de absorção. Outro sistema adaptado que tenha as características essenciais do
apresentado pode, eventualmente, ser utilizado.
Solução estoque padrão de arsênio: secar trióxido de arsênio por uma hora a 105 °C. Pesar, com
exatidão, 132 mg e solubilizar em 5 mL de solução de hidróxido de sódio (1:5) em balão volumétrico
de 1000 mL. Neutralizar com ácido sulfúrico M e, em seguida, acrescentar mais 10 mL de ácido
sulfúrico M. Completar o volume com água recém-fervida e resfriada.
Solução padrão de arsênio: transferir 1 mL (ou 0,5; ou 0,25; ou 0,1 mL) da solução estoque padrão
de arsênio para um balão volumétrico de 100 mL (ou de 50, ou de 25, ou de 10 mL, de acordo com a
necessidade do laboratório) – Preservar o meio ambiente. Acrescentar 1 mL de ácido sulfúrico M e
completar o volume com água recém-fervida e, posteriormente, resfriada. Homogeneizar. Conservar
a solução em recipiente de vidro e utilizar em até três dias. Cada mL da solução obtida contém 1 mg
de arsênio.
MÉTODO I
Preparação amostra: transferir para frasco gerador de arsina a quantidade de substância indicada na
monografia, ou a quantidade calculada. Fixando-se o volume da solução padrão de arsênio em 3 mL
pode-se calcular m (massa em grama da amostra) pela fórmula:
3
𝑚=
𝑙
Solubilizar com água destilada completando o volume para 35 mL. Transferir 20 mL de ácido
sulfúrico M, 2 mL de iodeto de potássio SR, 0,5 mL de cloreto estanoso SR fortemente ácido e 1 mL
de álcool isopropílico. Homogeneizar. Deixar em repouso por 30 minutos a temperatura ambiente.
Na unidade (c) do aparelho descrito, colocar duas porções de algodão embebidas em solução saturada
de acetato de chumbo, deixando entre elas espaço de 2 mm. O excesso da solução deve ser eliminado
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 285
Preparação padrão: transferir para o frasco gerador de arsina 3 mL da Solução padrão de arsênio.
Diluir com água destilada para 35 mL. Proceder da mesma forma descrita para a preparação amostra.
MÉTODO II
Esse método emprega, adicionalmente, peróxido de hidrogênio na digestão da amostra. Com certas
substâncias pode provocar reação violenta. Assim, é importante proceder, cuidadosamente, em todas
as etapas. Deve-se tomar cuidado, também, na presença de compostos halogenados, especialmente,
quando aquecer a amostra com ácido sulfúrico e, posteriormente, adicionar peróxido de hidrogênio a
26% (v/v). O aquecimento deve ser mais brando impedindo que atinja a temperatura de ebulição da
mistura e carbonização para evitar a perda de arsênio.
3
𝑚=
𝑙
Preparação padrão: transferir para frasco gerador de arsina 3 mL da Solução padrão de arsênio e 2
mL de ácido sulfúrico. Homogeneizar. Acrescentar o mesmo volume de peróxido de hidrogênio
concentrado empregado para a preparação amostra. Proceder, em seguida, ao aquecimento da solução
obtida até que se formem vapores. Resfriar e adicionar, cuidadosamente, 10 mL de água destilada.
Repetir o procedimento de aquecimento com mais 10 mL e, após, resfriar novamente e diluir com
água destilada para completar 35 mL. Proceder como para a preparação amostra.
Nota: antimônio é interferente da reação, uma vez que forma estibina (SbH3) fornecendo resultado
falsamente positivo no desenvolvimento de cor com dietilditiocarbamato de prata SR. Nesses casos,
deve-se comparar as preparações em comprimento de onda de 535 e 540 nm, no qual a interferência
da estibina é desprezível.
Proceder a preparação amostra conforme descrito no item Decomposição por via úmida em sistema
fechado – Ensaio limite para metais pesados (5.3.2.3) e determinar por Espectrometria de absorção
atômica com geração de hidretos (5.2.13.1.2). Proceder de acordo com as especificações do
fabricante empregando comprimento de onda de 193,7 nm e resolução do monocromador de (0,5 ±
0,1) nm.
Proceder a preparação da amostra conforme descrito no item Decomposição por via úmida em sistema
fechado - Ensaio limite para metais pesados (5.3.2.3) e determinar por Espectrometria de emissão
óptica com plasma indutivamente acoplado (5.2.13.2.2). Proceder de acordo com as especificações
do fabricante. Recomenda-se a utilização do comprimento de onda de 188,979 a 189,042 nm.
Solução padrão de amônia (2,5 ppm NH3): transferir 1 mL da solução de cloreto de amônio 0,00741%
(p/v) para um balão volumétrico de 10 mL. Completar o volume com água destilada.
Solução padrão de amônia (1 ppm NH3): diluir 40 mL da solução padrão de amônia (2,5 ppm de
NH3) para 100 mL com água destilada.
Procedimento: comparar a cor desenvolvida nas preparações. A cor amarela produzida na preparação
amostra não deve ser mais intensa do que na preparação padrão.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 287
Solução padrão alcoólica de cálcio (100 ppm Ca): pesar, com exatidão, 2,5 g de carbonato de cálcio
e transferir para balão volumétrico de 1000 mL com 12 mL de ácido acético. Solubilizar e completar
o volume com água destilada. Transferir, imediatamente antes do uso, 10 mL dessa solução para balão
volumétrico de 100 mL e completar o volume com álcool etílico.
Solução padrão de cálcio (10 ppm Ca): pesar, com exatidão, 0,624 g de carbonato de cálcio e
transferir para balão volumétrico de 250 mL com 3 mL de ácido acético. Solubilizar e completar o
volume com água destilada. Transferir, imediatamente antes do uso, 10 mL dessa solução para balão
volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água.
Preparação padrão: transferir para um tubo de Nessler as mesmas quantidades de oxalato de amônio
SR e da solução padrão alcooólica de cálcio (100 ppm Ca) conforme preparação amostra. Aguardar
um minuto, adicionar mistura de 10 mL da solução padrão de cálcio (10 ppm Ca), 1 mL de ácido
acético diluído e 5 mL de água destilada.
Preparação padrão: transferir 0,1 g de tetraborato sódico a uma mistura de 1 mL da solução padrão
de magnésio (10 ppm Mg) e 9 mL de água destilada. Proceder conforme preparação amostra.
Procedimento: transferir a preparação amostra para um funil de separação e extrair duas vezes,
agitando por um minuto cada vez, com 5 mL de uma solução de hidroxiquinolina a 0,1% (p/v) em
clorofórmio. Descartar as fases orgânicas e transferir à fase aquosa 0,4 mL de butilamina e 0,1 mL
de trietanolamina. Ajustar o pH entre 10,5 a 11,5 se necessário. Adicionar 4 mL da solução de
hidroxiquinolina a 0,1% (p/v) em clorofórmio e agitar por um minuto. Utilizar a fase inferior para a
comparação. Proceder da mesma maneira com a preparação padrão. A coloração produzida na
preparação amostra não deve ser mais intensa do que na preparação padrão.
e resolução do monocromador de (1,2 ± 0,1) nm; ou Espectrometria de emissão ótica com plasma
indutivamente acoplado (5.2.13.2.2) empregando comprimento de onda de 285,213 nm.
Solução padrão de alumínio (200 ppm Al): tratar uma porção de alumínio metálico com ácido
clorídrico 6 M a 80 °C por poucos minutos. Pesar 100 mg da porção tratada e solubilizar em mistura
de 10 mL de ácido clorídrico e 2 mL de ácido nítrico, a 80 °C por, aproximadamente, 30 minutos.
Manter sob aquecimento até redução do volume para cerca de 4 mL. Arrefecer até temperatura
ambiente e adicionar 4 mL de água destilada. Deixar evaporar até obter o volume de 2 mL. Arrefecer
e transferir a solução, com exatidão, usando água destilada, para balão volumétrico de 100 mL.
Completar o volume com água destilada e homogeneizar. Pipetar 20 mL dessa solução e transferir
para outro balão volumétrico de 100 mL. Completar o volume com água destilada e homogeneizar.
Solução padrão de alumínio (10 ppm Al): transferir, imediatamente antes do uso, 5 mL da Solução
padrão de alumínio (200 ppm Al) para balão volumétrico de 100 mL; completar o volume com água
destilada e homogeneizar.
Solução padrão de alumínio (2 ppm Al): transferir, imediatamente antes do uso, 1 mL da Solução
padrão de alumínio (200 ppm Al) para balão volumétrico de 100 mL; completar o volume com água
destilada e homogeneizar.
Solução diluente de ácido nítrico: transferir 40 mL de ácido nítrico para balão volumétrico de 1000
mL; completar o volume com água destilada e homogeneizar.
MÉTODO I
Procedimento: transferir para funis de separação as preparações amostra e padrão e extrair com três
porções (20, 20 e 10 mL) da solução de hidroxiquinolina a 0,5% (p/v) em clorofórmio. Juntar os
extratos clorofórmicos e diluir para 50 mL com clorofórmio. Realizar uma preparação em branco
utilizando o mesmo solvente. Medir a intensidade da fluorescência (5.2.15) da preparação amostra
(I1), da preparação padrão (I2) e da preparação em branco (I3) utilizando comprimento de onda de
excitação de 392 nm e monocromador ajustado em 518 nm. A fluorescência da preparação amostra
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 289
(I1), descontada da preparação em branco (I3) não deve ser maior do que a da preparação padrão
(I2), descontada da preparação em branco (I3).
MÉTODO II
Preparações padrão: preparar soluções contendo 0,01, 0,02 e 0,04 ppm de alumínio, imediatamente
antes do uso, por meio da diluição da Solução padrão de alumínio (1 ppm Al) com Solução diluente
de ácido nítrico em balão volumétrico de 100 mL.
MÉTODO III
Solução padrão de fosfato (5 ppm): solubilizar 0,716 g de fosfato de potássio monobásico em água
destilada e completar o volume para 1000 mL. Transferir 10 mL dessa solução para um balão
volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água destilada.
Preparação padrão: transferir 2 mL da Solução padrão de fosfato (5 ppm) para balão volumétrico de
100 mL e completar o volume com solvente adequado. Continuar conforme descrito na preparação
amostra.
Solução padrão de chumbo diluída (1 ppm Pb): diluir volume, medido com exatidão, da Solução
padrão de chumbo (10 ppm Pb) preparada conforme descrito em Ensaio limite para metais pesados
(5.3.2.3) com nove volumes de ácido nítrico a 1% (v/v).
Nota: se, antes de aquecer, a amostra reagir muito rapidamente e começar a fumegar com 5 mL de
ácido sulfúrico, deve-se utilizar 10 mL de ácido sulfúrico a 50% (v/v) a frio e acrescentar algumas
gotas de peróxido de hidrogênio antes de aquecer.
Preparação padrão: utilizar volume especificado, ou calculado da Solução padrão de chumbo diluída
(1 ppm Pb). Submeter ao mesmo tratamento da preparação amostra.
Alternativamente, preparar a amostra conforme descrito em Ensaio limite para metais pesados
(5.3.2.3) e determinar chumbo por uma das técnicas de Espectrometria atômica (5.2.13).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 291
Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (5.2.17.5). Utilizar cromatografo a gás provido
de detector de ionização de chama; coluna de sílica fundida de 25 m de comprimento e 0,32 mm de
diâmetro interno, recoberta com uma película de polimetilfenilsiloxano reticulado de 0,52 µm de
espessura, mantida à temperatura de 150 °C por cinco minutos, em seguida aumentar a temperatura
na razão de 20 °C por minuto até 275 °C e manter a esta temperatura por durante três minutos. A
temperatura do injetor deve ser de 220 °C e do detector 300 °C. Utilizar hélio como gás de arraste
com uma relação de divisão de fluxo de 1:20, pressão na cabeça da coluna de 50 kPa e divisor de
fluxo de 20 mL por minuto. A camisa do divisor de fluxo, consiste em uma coluna de
aproximadamente 1 cm de comprimento, preenchida com terra diatomácea para cromatografia gasosa
impregnada com 10% de polidimetilsiloxano.
Solução amostra: transferir cerca de 0,50 g de amostra, pesada com exatidão, para um tubo de
centrífuga e adicionar 30 mL de água. Adicionar 1,0 mL de Solução padrão interno e ajustar a
temperatura da solução entre 26 e 28 °C. Adicionar 1,0 mL de hidróxido de sódio 10,5 M e agitar até
dissolução completa. Adicionar 2,0 mL trimetilpentano. Agitar por dois minutos e esperar a separação
das fases. Utilizar a solução sobrenadante límpida.
MÉTODO II
Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (5.2.17.5). Utilizar cromatografo a gás provido
de detector de ionização de chama,coluna de vidro de 2 m de comprimento e 2 mm de diâmetro
interno, empacotada com suporte de diatomáceas silanizada para cromatografia gasosa impregnado
com 3% de polimetilfenilsiloxano, mantida à temperatura de 120 °C e a temperatura do injetor e do
detector a 150 °C. Utilizar nitrogênio, como gás de arraste,fluxo de 30 mL por minuto.
Solução padrão interno: solubilizar uma quantidade pesada, com exatidão, de naftaleno em
cicloexano para obter uma solução de aproximadamente 0,05 mg/mL.
Solução padrão: transferir cerca de 50,0 mg de N,N-dimetilamina, pesada com exatidão, para um
balão volumétrico de 50,0 mL, adicionar 25,0 mL de ácido clorídrico M, agitar até solubilizar, diluir
com água até volume e homogeneizar. Diluir 5,0 mL dessa solução para 250,0 mL com água e
homogeneizar. Transferir 1,0 mL da solução resultante para um tubo de centrífuga, adicionar 5,0 mL
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 292
de hidróxido de sódio M e 1,0 mL da Solução padrão interno, agitar vigorosamente por um minuto e
centrifugar. Utilizar a solução sobrenadante límpida.
Solução amostra: transferir cerca de 1,0 g de amostra, pesada com exatidão, para um tubo de
centrífuga, adicionar 5 mL de hidróxido de sódio M até completa dissolução. Adicionar 1,0 mL da
Solução padrão interno, agitar vigorosamente por um minuto e centrifugar. Utilizar a solução
sobrenadante límpida.
Esse tipo de titulação é muito útil na análise de fármacos que contêm grupo amino aromático primário,
tais como as sulfonamidas e os anestésicos locais derivados do ácido aminobenzóico. A titulação é
realizada com solução volumétrica de nitrito de sódio, em meio ácido, fornecendo o sal de diazônio
da amina aromática primária.
No Método I, é utilizada solução de amido iodetado ou papel de amido iodetado como indicador. O
excesso de ácido nitroso converte o iodeto a iodo, que em contato com o amido resulta a cor azul
característica.
MÉTODO I
MÉTODO II
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 293
O peso, em mg, da amostra que equivale a cada mL de nitrito de sódio 0,1 M SV adicionado encontra-
se especificado na monografia de cada fármaco.
Nota: a ponta da bureta deve permanecer pouco acima da superfície da solução a fim de evitar a
oxidação do nitrito de sódio. Deve-se agitar com cuidado evitando a formação de um turbilhão de
ar abaixo da superfície. Quando a titulação estiver a, aproximadamente, 1 mL do ponto final
calculado, acrescentar volumes de 0,1 mL em intervalos de, no mínimo, um minuto.
Transferir, com exatidão, cerca de 1 g de amostra, 10 g de sulfato de potássio, 0,5 g de sulfato cúprico
e 20 mL de ácido sulfúrico para balão de Kjeldahl de 500 mL. Inclinar o balão cerca de 45° e aquecer,
lentamente, mantendo a temperatura abaixo do ponto de ebulição enquanto houver desenvolvimento
de espuma. Aumentar a temperatura até a ebulição do ácido e prosseguir com o aquecimento por 30
minutos até a mistura ficar límpida e adquirir cor verde clara. Resfriar, adicionar 150 mL de água,
homogeneizar e resfriar novamente. Adicionar, cuidadosamente, 100 mL da solução de hidróxido de
sódio 40% (p/v) possibilitando que o álcali escorra pela parede do balão e forme fase independente
sob a solução ácida. Adicionar pequena quantidade de zinco granulado; imediatamente, conectar o
balão ao bulbo de isolamento previamente fixado ao condensador, e imergir o tubo coletor em 100
mL de solução de ácido bórico 5% (p/v) em erlenmeyer de 500 mL. Homogeneizar a mistura no balão
agitando suavemente e destilar até recolher no erlenmeyer cerca de 80% do volume contido no balão.
Adicionar cerca de três gotas de mistura de vermelho de metila com azul de metileno SI ao erlenmeyer
e titular com ácido sulfúrico 0,25 M SV. Realizar ensaio em branco e fazer as correções necessárias.
Cada mL de ácido sulfúrico 0,25 M SV equivale a 7,003 mg de nitrogênio. Para amostras com baixo
teor de nitrogênio, empregar ácido sulfúrico 0,05 M SV. Nesse caso, cada mL equivale a 1,401 mg
de nitrogênio.
Na presença de nitratos ou nitritos, transferir, com exatidão, quantidade pesada da amostra contendo
cerca de 150 mg de nitrogênio, 25 mL de ácido sulfúrico contendo 1 g de ácido salicílico dissolvido
para balão de Kjeldahl de 500 mL. Homogeneizar e aguardar durante cerca de 30 minutos agitando
com frequência. Adicionar 5 g de tiossulfato de sódio, homogeneizar e, em seguida, adicionar 0,5 g
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 294
Quando o teor de nitrogênio na amostra exceder 10%, adicionar, previamente à digestão, 0,5 a 1,0 g
de ácido benzoico para facilitar a decomposição da substância.
Aparelhagem
Compreende um frasco cônico de vidro borossilicato refratário resistente, com volume interno de 500
mL e tampa de vidro esmerilhada. Para determinação de flúor, emprega-se frasco de quartzo. A base
da tampa esmerilhada que acompanha o frasco apresenta um prolongamento de vidro no qual é fixado
um fio de platina com extremidade composta por um suporte de platina onde é introduzida a amostra
(Figura 1).
Amostras sólidas
minutos, colocar pequena porção de água na borda do frasco e remover a tampa, permitindo que esta
água flua para o interior do frasco, lavando as paredes do gargalo. Lavar tampa, gargalo, fio e rede
de platina com água e transferir estas águas de lavagem à solução absorvente. A solução obtida
segundo este procedimento é designada solução amostra. Para o preparo do branco, proceder da
mesma maneira, omitindo a amostra (Nota 2).
Amostras líquidas
Embalar pequena quantidade de algodão absorvente em pedaço de papel de filtro e pesar, neste
dispositivo, a quantidade especificada da amostra, que é absorvida no algodão. Após a fixação do
algodão envolvido no papel de filtro à grade de platina, proceder à combustão tal como descrita para
amostras sólidas.
Queimar a quantidade especificada de substância sob exame, empregando como solução absorvente
20 mL de água acrescidos de 1 mL de peróxido de hidrogênio concentrado e 3 mL de hidróxido de
sódio 0,1 M. Concluída a absorção, juntar duas gotas de azul de bromofenol e quantidade suficiente
de ácido nítrico 0,1 M para virar o indicador de azul para amarelo, incorporando 0,5 mL de excesso.
Se a substância em análise contiver enxofre, adicionar algumas gotas de nitrato de bário 0,005 M.
Juntar 100 mL de álcool etílico aproveitando a adição para lavar as paredes internas do frasco e, em
seguida, 15 gotas de difenilcarbazona SI. Titular com nitrato de mercúrio (II) 0,005 M SV até
coloração rósea permanente. Cada mL de nitrato de mercúrio (II) 0,005 M SV equivale a 0,3550 mg
de cloro ou a 0,79904 mg de bromo.
Determinação de iodo
Queimar a quantidade especificada de substância sob exame da forma descrita, empregando como
líquido absorvente 10 mL de água acrescidos de 2 mL de hidróxido de sódio M. Concluída a absorção,
juntar 1 mL de solução de hidrato de hidrazina 4 M em água, tampar novamente o frasco e agitar até
descoramento da solução. Em seguida, proceder como descrito em Determinação de cloro e bromo a
partir de “Concluída a absorção...”. Cada mL de nitrato de mercúrio (II) 0,005 M SV equivale a 1,269
mg de iodo.
Determinação de flúor
Queimar quantidade especificada de substância sob exame da forma descrita, empregando como
solução absorvedora 15 mL de água. Completada a operação, lavar tampa, fio de platina, tela de
platina e paredes do frasco (Nota 3) com 40 mL de água. Adicionar 0,6 mL de alizarina SI e, em
seguida, gota a gota, hidróxido de sódio 0,1 M até que a cor mude de rosado para amarelo. Adicionar
5 mL de solução tampão acetato – ácido clorídrico pH 3,5 e titular com nitrato de tório 0,005 M SV
até que a cor amarela mude para amarelo rosado. Cada mL de nitrato de tório 0,005 M SV equivale a
0,380 mg de flúor. Havendo dificuldade na identificação do ponto de viragem, fazer ensaio preliminar
com solução padronizada de flúor inorgânico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 296
Determinação de enxofre
Queimar a quantidade especificada de substância sob exame da forma descrita, empregando como
solução absorvedora 12,5 mL de peróxido de hidrogênio SR. Concluída a absorção, juntar 40 mL de
água, aproveitando para lavar tampa, fio e tela de platina e paredes do frasco. Ferver a solução por 10
minutos, esfriar, adicionar 2 mL de ácido acético SR e 20 mL de álcool etílico. Titular com nitrato de
bário 0,01 M SV, usando duas gotas de torina SI e duas gotas de cloreto de metiltionínio SI como
indicador até que, a cor amarela mude para rósea. Cada mL de nitrato de bário 0,01 M SV equivale a
0,3206 g de enxofre.
Notas:
1. Recomenda-se ao analista usar óculos de segurança e proteção adequada para evitar que
estilhaços de frasco o atinjam em caso de acidente. Atualmente, existem comercialmente sistemas
que evitam a ignição manual, empregando radiação infravermelha ou corrente elétrica, diminuindo
os riscos ao operador.
3. Substâncias contendo flúor fornecem teores baixos se a combustão for executada em frascos de
vidro borossilicato. Obtêm-se resultados satisfatórios em frascos de vidro-soda isento de boro mas
o rendimento ideal implica no emprego de frascos de quartzo.
Aparelhagem
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 297
Amostras sólidas
Determinação de iodo
Determinação de flúor
Determinação de enxofre
Complexometria é o método analítico volumétrico que compreende a titulação de íons metálicos (A)
com agente complexante (B). A reação envolvida é do seguinte tipo:
Muitos complexantes denominados quelantes são capazes de formar estruturas cíclicas por meio da
coordenação simultânea de vários grupos com o íon metálico. O ácido edético (ácido
etilenodiaminotetracético, EDTA) é o exemplo típico. Esse ácido é o agente complexante mais
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 298
utilizado. O EDTA forma complexos 1:1 com muitos metais com estado de oxidação superior a +1
sendo esses complexos muito solúveis em água.
A estabilidade dos complexos com EDTA é dependente do pH para os diversos metais. Logo
condições ideais de pH devem ser estabelecidas para a análise por complexação para cada metal.
PROCEDIMENTOS
Alumínio
Bismuto
Cálcio
Chumbo
Magnésio
Zinco
Os fármacos que são bases ou ácidos fracos não podem ser quantificados em meio aquoso, mas podem
ser em meio não aquoso. A titulação em meio não aquoso se baseia no conceito ácido/básico de
Brönsted-Lowry, no qual o ácido é uma substância que doa próton e a base é aquela que recebe próton.
Substâncias potencialmente ácidas são ácidas somente em presença de base à qual possam doar próton
e vice-versa.
Utilizando solventes fracamente protofílicos como o ácido acético, é possível a titulação de bases
muito fracas já que o íon acetônio (CH3COOH2+) é um ácido muito mais forte do que o íon hidrônio.
Ácidos mais fortes do que o íon hidrônio não podem ser diferenciados em meio aquoso, mas podem
em ácido acético mostrando que a ordem decrescente para a força dos ácidos é perclórico, bromídrico,
sulfúrico, clorídrico e nítrico. Analogamente, a titulação de ácidos fracos é possível com o uso de
solventes básicos como a n-butilamina. O amideto (CH3CH2CH2CH2NH-) é uma base muito mais
forte que o hidróxido.
Os solventes empregados na titulação em meio não aquoso devem satisfazer certas exigências: (1)
não reagir com a substância nem com o titulante; (2) solubilizar a substância possibilitando, no
mínimo, preparo de solução 0,01 M; (3) solubilizar o produto da titulação e, caso a precipitação seja
inevitável, o precipitado deve ser compacto e cristalino; (4) possibilitar, com facilidade, a
visualização do ponto final, seja esse medido com o uso de indicadores ou potenciômetro; (5) ser de
baixo custo e de fácil purificação.
empregam-se solventes de natureza relativamente neutra, ou ácida, sendo o ácido acético glacial o
mais utilizado. O anidrido acético reserva-se para bases muito fracas como amidas. A mistura de
dioxano com ácido acético pode ocasionalmente ser utilizada a fim da redução da constante dielétrica
e consequentemente menor potencial de ionização dos ácidos favorecendo a reação de neutralização.
Como titulante emprega-se, geralmente, a solução de ácido perclórico em ácido acético. Outros
titulantes úteis são ácido perclórico em dioxano; ácido p-toluenossulfônico (ácido tósico) e ácido
fluorsulfônico são geralmente utilizados com solventes apróticos como clorofórmio.
Para a titulação de substâncias que se comportam como ácidos (haletos de ácidos, anidridos de ácidos,
ácidos carboxílicos, aminoácidos, enóis, imidas, fenóis, pirróis e sulfas) empregam-se como solventes
os de natureza básica ou aprótica. No doseamento de substâncias de acidez intermediária é comum o
uso de dimetilformamida. Já no doseamento de ácidos fracos empregam-se bases mais fortes como
morfolina, etilenodiamina e n-butilamina. Os solventes básicos selecionados, adequadamente, podem
possibilitar a determinação seletiva de mistura de ácidos. Duas classes de titulantes podem ser
empregadas para determinação de substâncias ácidas: os alcóxidos de metais alcalinos e os hidróxidos
de alquilamônio quaternário. O metóxido de sódio é o mais empregado dos alcóxidos em mistura de
álcool metílico e tolueno ou álcool metílico e benzeno. O metóxido de lítio em álcool metílico e
benzeno é utilizado para os compostos que formam precipitado gelatinoso nas titulações com
metóxido de sódio. O mais utilizado entre os hidróxidos é o de tetrabutilamônio. Com os hidróxidos
de amônio quaternário como os hidróxidos de tetrabutilamônio e o de trimetilexadecilamônio (em
mistura de benzeno e álcool metílico ou álcool isopropílico) há a vantagem de que o sal do ácido
titulado é, em geral, solúvel no meio de titulação.
O ponto final do doseamento pode ser determinado visualmente pela mudança de cor ou
potenciometricamente. Geralmente a escolha do método baseia-se no pKa dos analitos em água. Para
bases com o pKa da ordem de 4, a detecção é, em geral, por meio de indicadores; para as que o pKa
está entre 1 e 4, a detecção é potenciométrica. Nesse caso, o eletrodo de vidro/calomelano é útil. Em
ácido acético, tal eletrodo funciona de acordo com o previsto teoricamente. No caso do eletrodo de
calomelano como referência, é vantajoso substituir a ponte salina de cloreto de potássio aquoso por
perclorato de lítio 0,1 M em ácido acético glacial para titulação em solventes ácidos ou por cloreto de
potássio em álcool metílico para a titulação em solventes básicos. A determinação do ponto final na
quantificação de ácidos cujo pKa em água é em torno de 7 pode ser feita com o uso de indicador. Para
os ácidos com pKa entre 7 e 11 recomenda-se determinação potenciométrica, ainda que em certos
casos se recorra a indicadores, como violeta azoico ou o-nitroanilina com menor precisão.
Com o uso de solventes orgânicos, deve-se considerar o alto coeficiente de expansão cúbica da
maioria desses em relação ao da água. Isso porque há possibilidade de ocorrer variação do teor do
titulante em meio não aquoso em função da temperatura. Deve-se corrigir o volume do titulante,
multiplicando-o pelo fator de correção abaixo:
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 301
em que
t0 = temperatura de padronização do titulante,
t = temperatura de utilização do titulante.
Os sistemas mais empregados para a titulação em meio não aquoso estão relacionados na Tabela 1.
a) solventes relativamente neutros de constante dielétrica baixa, tais como benzeno, clorofórmio, ou dioxano, podem ser
utilizados junto com qualquer solvente ácido ou básico a fim de aumentar a sensibilidade dos pontos de viragem da
titulação.
b) no titulante.
[1 + 0,0011(t0 – t)]
em que
t0 = temperatura na qual o titulante foi padronizado;
t = temperatura na qual a titulação foi realizada.
MÉTODO I
MÉTODO II
APARELHAGEM
PROCEDIMENTO
Adicionar preparação lavadora suficiente para cobrir metade do lavador de gás. Transferir 20 mL do
líquido absorvente ao tubo de absorção. Transferir ao balão quantidade de amostra correspondente a
6,5 mg de metoxila ou a quantidade indicada na monografia, juntamente com pérolas de vidro e 6 mL
de ácido iodídrico. Umedecer a junta esmerilhada com ácido iodídrico e conectar ao condensador de
ar. Conectar as duas partes do aparelho pela junta de bola utilizando graxa de silicone para vedação.
Ajustar o influxo de gás pelo tubo B suficiente para formação de duas bolhas por segundo no lavador
de gás E. Aquecer gradativamente por 20 - 30 minutos o balão até 150 ºC e manter o aquecimento
nessa temperatura por 60 minutos. Após o resfriamento do balão até temperatura ambiente sob fluxo
de gás, verter a preparação contida no tubo de absorção em erlenmeyer com capacidade de 500 mL
provido de tampa esmerilhada contendo 10 mL da solução aquosa de acetato de sódio tri-hidratado
(1:5). Lavar as paredes do tubo com água, transferir a água de lavagem para o erlenmeyer e diluir
para 200 mL com água. Adicionar ácido fórmico gota a gota com agitação até o desaparecimento da
cor avermelhada do bromo e, em seguida, 1 mL de ácido fórmico. Adicionar 3 g de iodeto de potássio
e 15 mL de ácido sulfúrico M; tampar, agitar suavemente e deixar em repouso por cinco minutos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 304
Titular o iodo liberado com tiossulfato de sódio 0,1 M SV empregando amido SI como indicador.
Realizar titulação na preparação em branco procedendo da maneira descrita omitindo a amostra e
efetuar correção se necessário. Cada mL de Na2S2O3 0,1 M SV equivale a 0,5172 mg de metoxila
(CH3O).
APARELHAGEM
PROCEDIMENTO
Transferir para o balão cerca de 300 mL de água, fixar o balão ao aparelho e promover influxo lento
e uniforme de dióxido de carbono durante 15 minutos. Transferir ao tubo de absorção 20 mL de
peróxido de hidrogênio 3% (p/v) SR previamente neutralizado com hidróxido de sódio 0,1 M
utilizando como indicador azul de bromofenol SI. Sem interromper o influxo do gás, remover
momentaneamente o funil, transferir ao balão, com exatidão, cerca de 50 g de amostra e 200 mL de
água. Adicionar, gota a gota, 50 mL de ácido clorídrico 6 M pelo funil e manter em refluxo por 45
minutos. Transferir, com exatidão, por lavagem com água, o líquido contido no tubo de absorção para
erlenmeyer de 250 mL e titular com hidróxido de sódio 0,1 M SV empregando como indicador azul
de bromofenol SI. Realizar titulação na preparação em branco procedendo da maneira descrita
omitindo a amostra e efetuar correção se necessário. Cada mL de hidróxido de sódio 0,1 M SV
equivale a 3,203 mg de dióxido de enxofre.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 305
Esse método deve ser usado na determinação de álcool, em solução que contenha álcool, a menos que
na monografia seja especificado outro método. É adequado para análise da maioria dos extratos
fluidos e tinturas.
PROCEDIMENTO
Notas:
1 - Deve ser usado balão destilador com capacidade de duas a quatro, vezes, o volume, do líquido a
ser aquecido.
2 - Durante todas as manipulações, tomar precaução para minimizar a perda de álcool por evaporação.
3 - Para evitar a ocorrência de ebulição violenta, adicionar fragmentos de material insolúvel e poroso,
tal como carbonato de silício ou pérolas de vidro.
4 - Os líquidos que formem demasiada espuma durante a destilação devem ser tratados previamente
com ácido fosfórico, sulfúrico ou tânico, até reação fortemente ácida ou com ligeiro excesso de
solução de cloreto de cálcio, ou pequena quantidade de parafina ou ainda óleo de silicona, antes de
iniciar a destilação.
5 - A velocidade de destilação deve ser tal que permita a produção de destilados límpidos. Destilados
turvos devem ser clarificados por agitação com talco ou com carbonato de cálcio, precipitados e
filtrados. Ajustar a temperatura do filtrado e determinar o teor de álcool pela densidade.
MÉTODO 1
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 306
Líquidos com menos de 30% de álcool - Transferir para aparelho destilador adequado, com exatidão,
volume de amostra de, no mínimo, 35 mL do líquido no qual está sendo determinado o teor de álcool,
registrar a temperatura na qual o volume foi medido. Adicionar igual quantidade de água, destilar e
coletar um volume de destilado que seja cerca de 2 mL menor que o volume inicial da amostra.
Ajustar a temperatura do destilado àquela em que foi medida a amostra e adicionar água suficiente
até obter o volume inicial da amostra e homogeneizar. O destilado deve ser límpido ou, no máximo,
levemente turvo. Determinar a densidade do líquido a 20 ºC. Com o resultado, avaliar a porcentagem,
em volume, de C2H5OH contido no líquido examinado, pela Tabela Alcoométrica.
MÉTODO 2
Líquidos com mais de 30% de álcool - Proceder como indicado no método anterior, com a seguinte
modificação: diluir a amostra com volume de água duas vezes maior e coletar volume de destilado
cerca de 2 mL menor que duas vezes o volume inicial da amostra. Ajustar a temperatura do destilado
àquela em que foi medida a amostra e completar com água a volume igual a duas vezes o volume
inicial da amostra. Homogeneizar e determinar a densidade a 20 ºC. A proporção de C2H5OH, em
volume, nesse destilado, avaliada pela densidade, é igual à metade daquela do líquido examinado.
Tratamentos especiais
Ácidos e Bases Voláteis - Líquidos contendo bases voláteis devem ser tratados com ácido sulfúrico
diluído SR, até reação levemente ácida. Se estiverem presentes ácidos voláteis, à preparação deverá
ser adicionado hidróxido de sódio SR até reação levemente alcalina.
Glicerol - Líquidos contendo glicerol devem ser adicionados de volume tal de água que o resíduo,
após a destilação, contenha, no mínimo, 50% de água.
Iodo - Soluções contendo iodo livre devem ser tratadas antes da destilação com zinco pulverizado ou
descoradas com quantidade suficiente de solução de tiossulfato de sódio 10% (p/v) seguida da adição
de algumas gotas de hidróxido de sódio SR.
Outras substâncias voláteis - Elixires, tinturas e preparações similares que contenham proporções
apreciáveis de substâncias voláteis, além de álcool e água, tais como: óleos voláteis, clorofórmio,
éter, cânfora etc., devem sofrer, antes da destilação, um dos tratamentos a seguir.
1) Líquidos com menos de 50% de álcool – Medir, com exatidão, 35 mL da amostra, e homogeneizar
com volume igual de água, em funil de separação, saturando essa mistura com cloreto de sódio.
Extrair os componentes voláteis, agitando com porção de 25 mL de hexano. Transferir a camada
inferior para um segundo funil de separação e repetir a extração com mais duas porções de hexano.
Reunir as porções de hexano e tratar com 3 porções de 10 mL de solução saturada de cloreto de sódio.
Reunir as soluções salinas e destilar recolhendo volume de destilado correspondente a duas vezes o
volume inicial da amostra.
2) Líquidos com mais de 50% de álcool - Medir uma amostra e diluir com água de modo que contenha
aproximadamente 25% de álcool e que seu volume final seja cerca de 35 mL. A seguir proceder como
indicado para líquidos com menos de 50% de álcool, prosseguindo a partir de “...saturando essa
mistura com cloreto de sódio”.
Na preparação de colódio para destilação, usar água em lugar da solução saturada de cloreto de sódio,
indicada anteriormente. Se não foi empregado na amostra o tratamento com hexano e o destilado
obtido for turvo (devido à presença de óleos voláteis presentes em pequenas proporções), ele pode
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 307
ser clarificado e adequado para a determinação da densidade, por agitação com cerca de 1/5 de seu
volume de hexano ou por filtração através de fina camada de talco.
Proceder de acordo com as especificações gerais para Cromatografia a gás (5.2.17.5). Usar aparelho
eficiente para a determinação quantitativa de álcool.
Solução padrão
Para líquidos contendo mais que 10% de álcool, preparar duas soluções padrão de álcool em água, de
maneira que as concentrações sejam, respectivamente, cerca de 5% abaixo (Solução padrão 1) e cerca
de 5% acima (Solução padrão 2) da concentração de álcool esperada na amostra sob análise.
Determinar a densidade de cada uma das soluções padrão a 20 ºC (5.2.5) e obter a concentração exata
de C2H5OH pela Tabela Alcoométrica. Para líquidos contendo menos que 10% de álcool, preparar,
com exatidão, duas soluções padrão de álcool, de maneira que as concentrações sejam,
respectivamente, cerca de 1% menor e cerca de 1% maior que a concentração, esperada, diluindo com
água. Determinar as densidades das soluções do mesmo modo que as anteriores.
EQUIPAMENTO
Sob condições típicas, o instrumento contém uma coluna de 2 m x 4 mm carregada com macrogol
(polietilenoglicol) 400 a 20% em sílica cromatográfica calcinada. A coluna é mantida na temperatura
de 100 ºC; o injetor é equipado com filtro para sólidos e é mantido a 160 ºC; como condutor usa-se
gás inerte, como hélio, fluindo com vazão de cerca de 60 mL por minuto.
PROCEDIMENTO
Proceder com a amostra e cada uma das soluções padrão como segue: transferir 25 mL para recipiente
adequado de rolha esmerilhada, adicionar 1,0 mL do padrão interno (acetona, a menos que
especificado diferentemente na monografia) para cada 6% de álcool estimado na amostra e
homogeneizar. Adicionar água somente se for necessário para efetuar a solução. Injetar quantidade,
apropriada da solução, no aparelho. Calcular a relação entre a área sob o pico do álcool e a área sob
o pico do padrão interno nos cromatogramas. Calcular a porcentagem de álcool na amostra pela
fórmula
𝑃1 (𝑌 − 𝑍) + 𝑃2 (𝑍 − 𝑋)
(𝑌 − 𝑍)
em que
Se o valor obtido estiver fora da faixa dos valores incluídos pelas soluções padrão, repetir o
procedimento usando aquelas que forneçam uma faixa que inclua o valor da amostra.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 308
Pesar, com exatidão, quantidade de amostra contendo de 4 a 10 mg de proteína e transferir para tubo
de ensaio de 20 x 150 mm com tampa de rosca e disco de politetrafluoretileno previamente lavado
com hidróxido de sódio 0,2 M, enxaguado e seco em estufa. Se a amostra for sólida, adicionar 5 mL
de ácido clorídrico e 5 mL de água. Se a amostra for líquida, adicionar ácido clorídrico de modo que
a concentração final de ácido clorídrico seja 6 M. Remover o oxigênio do tubo por fluxo de nitrogênio
durante dois a três minutos e fechar, em seguida, o tubo com disco e tampa rosqueável. Colocar o
tubo na posição vertical em estufa regulada entre 108 ºC e 112 ºC, mantendo-o por 22 horas.
Decorrido este tempo, remover o tubo da estufa e, ainda na vertical, resfriá-lo em água corrente ou
banho de gelo. Transferir, quantitativamente, o conteúdo do tubo para balão volumétrico de 10 mL e
completar o volume com água destilada. Se houver algum resíduo ou precipitado, removê-lo por
centrifugação e filtração em placa de vidro sinterizado, ou membrana filtrante de 0,45 mm de
porosidade. Medir, com exatidão, 5,0 mL da solução, transferir para balão de fundo redondo e
remover o solvente a pressão reduzida a, no máximo, 50 ºC. Transferir 10 mL de água destilada ao
resíduo do balão e re-evaporar. Essa operação deve ser repetida mais duas vezes, ou até o resíduo não
apresentar odor de ácido clorídrico. Solubilizar a película seca formada pelo hidrolisado em volume
adequado de tampão citrato pH 2,2 (0,20 M em Na+). A solução resultante de aminoácidos deve então
ser mantida em frasco de vidro, tampado e sob refrigeração até a realização da análise.
Técnica para hidrólise de amostras com baixo teor de proteína contendo carboidratos e/ou lipídeos
Pesar, com exatidão, quantidade de amostra que contenha 10 mg de proteína e transferir para balão
de 150 mL de fundo redondo e boca esmerilhada. Adicionar ao meio 40 mL de ácido clorídrico 6 M
e algumas pérolas de vidro. Conectar condensador de refluxo e iniciar o aquecimento do balão usando
manta elétrica. Manter a suspensão sob ebulição constante e suave por 24 horas. Resfriar até a
temperatura ambiente e transferir, quantitativamente, o conteúdo para balão volumétrico de 50 mL
completando o volume com água destilada, prosseguindo a partir de “...Se houver algum resíduo ou
precipitado...” do procedimento descrito em Técnica para hidrólise de proteínas e peptídeos isolados.
Diluir, adequadamente, a solução com tampão citrato pH 2,2 (0,20 M em Na+) podendo ser analisada
em seguida. Caso esteja na forma de pó, ou comprimido, solubilizar a amostra em ácido clorídrico
0,1 M. Transferir o material para balão volumétrico e completar o volume com o mesmo tampão
acima. Filtrar a preparação e manter sob refrigeração (4 ºC) até ser analisada.
Pesar, com exatidão, quantidade da amostra contendo 10 mg de proteína e transferir para balão de
fundo redondo de 25 mL e adicionar 2 mL de ácido perfórmico, em banho de gelo. Se a amostra for
solúvel, manter a mistura em banho de gelo durante quatro horas e, caso a amostra seja insolúvel, por
16 horas. Adicionar 0,5 mL de ácido bromídrico 40% para remover o excesso de ácido perfórmico.
Acoplar o balão a evaporador rotatório e remover por meio de pressão reduzida o bromo residual
fazendo os vapores passar por solução de hidróxido de sódio M. Proceder à hidrólise como descrito
anteriormente.
A separação dos aminoácidos nos hidrolisados é, normalmente, realizada por cromatografia de troca
iônica por meio de resinas de poliestireno sulfonado em analisadores de aminoácidos. Nesses
aparelhos, após a separação, os aminoácidos eluídos das colunas cromatográficas formam substâncias
de coloração azul/violeta pela reação com ninidrina e a determinação quantitativa é feita
espectrofotometricamente. No uso de autoanalisadores de aminoácidos, devem ser seguidas as
especificações dos respectivos fabricantes.
Solução padrão: pesar com exatidão, quantidade da substância química de referência (SQR),
previamente dessecada, especificada na monografia individual, e solubilizar utilizando o solvente
descrito na Tabela 1 ou conforme descrito na monografia. Diluir, quantitativamente, com o mesmo
solvente, de modo a obter solução com concentração final conhecida, especificada na Tabela 1 ou
conforme descrito na monografia. Transferir 2,0 mL desta solução para erlenmeyer de 250 mL com
tampa.
Solução amostra: se não estiver especificado na monografia individual, pesar, com exatidão,
quantidade da amostra e solubilizar utilizando o solvente descrito na Tabela 1. Diluir,
quantitativamente, com o mesmo solvente, de modo a obter solução com concentração final
conhecida, especificada na Tabela 1. Transferir 2,0 mL desta solução para erlenmeyer de 250 mL
com tampa.
*Se não estiver especificado, a Solução 1 é aquela definida na seção Soluções em Ensaio microbiológico de antibióticos
(5.5.3.3), exceto que a esterilização não é necessária.
PROCEDIMENTO
Ensaio em branco: transferir 20,0 mL de iodo 0,005 M SV a cada erlenmeyer contendo 2,0 mL da
Solução padrão. Se a Solução padrão contiver amoxilina ou ampicilina, adicionar imediatamente 0,1
mL de ácido clorídrico 1,2 M. Titular com tiossulfato de sódio 0,01 M SV. Próximo ao ponto final da
titulação, adicionar três gotas de amido SI e prosseguir com a titulação até desaparecimento da cor
azul. Proceder de forma similar para erlenmeyer contendo 2,0 mL da Preparação amostra.
Calcular o fator de equivalência (F), em microgramas ou Unidade, para cada mililitro de tiossulfato
de sódio 0,01 M SV consumido pela preparação padrão segundo a equação 1:
2(𝐶𝑝 𝑥𝑃𝑝 )
𝐹= (Equação 1)
𝑉𝑏𝑝 − 𝑉𝑝
em que
𝐹(𝑉𝑏𝑎 − 𝑉𝑎 )
(Equação 2)
2𝐶𝑎
em que
(𝑉𝑏𝑎 −𝑉𝑎 )𝑥 𝑃𝑝 𝑥 𝐶𝑝
𝑃= (𝑉𝑏𝑝 −𝑉𝑝 )𝑥 𝐶𝑎
(Equação 3)
em que
5.4.1.1 AMOSTRAGEM
Devido às características das drogas vegetais, em particular a falta de homogeneidade, são necessários
procedimentos especiais em relação aos ensaios a realizar. Os procedimentos de amostragem levam
em consideração três aspectos: número de embalagens que contêm a droga; grau de divisão da droga
e quantidade de droga disponível.
NÚMERO DE EMBALAGENS
Examinar a integridade dos recipientes de embalagem e a natureza da droga neles contida. Se o exame
externo das embalagens e rótulos indicar que o lote é homogêneo, tomar amostras individuais de um
número de embalagens selecionadas aleatoriamente, segundo indicado na Tabela 1. Se o lote não for
homogêneo, deve-se fracioná-lo em sublotes da forma mais uniforme possível. Realizar a
amostragem com cada fração como um lote.
Realizar amostragem das partes superior, média e inferior de cada embalagem de cima para baixo e
de baixo para cima (direção vertical) e lateralmente (direção horizontal).
Fragmentos inferiores a 1 cm: retirar a amostra com auxílio de um amostrador (tubo provido de um
dispositivo de fechamento na base). Recolher amostras de, no mínimo, 250 g para lotes de até 100 kg
de droga. Para lotes maiores que 100 kg, tomar amostras de 250 g a cada 100 kg de droga e obter uma
amostra final, por quarteamento, de 250 g.
Para quantidades de droga até 100 kg, a amostra deve constituir-se de, no mínimo, 500 g. Havendo
mais de 100 kg de droga, proceder à amostragem seguida de seleção por quarteamento, gerando
amostra de 500 g no final do processo.
Em ambos os casos, drogas com dimensões inferiores ou superiores a 1 cm, é permissível amostrar
quantidades inferiores às especificadas acima desde que a quantidade total de droga disponível seja
inferior a 10 kg. Todavia, a amostra final não deverá ser inferior a 125 g.
Em caso de fardos ou embalagens grandes, as amostras devem ser recolhidas a mais de 10 cm das
bordas, devido ao conteúdo de umidade superficial ser diferente em relação às camadas internas.
QUARTEAMENTO
A identidade, pureza e qualidade de um material vegetal devem ser estabelecidas mediante detalhado
exame visual, macroscópico e microscópico. Sempre que possível, o material vegetal deve ser
comparado com matéria-prima de referência, ou derivada de amostra perfeitamente identificada de
acordo com farmacopeias. A amostra que não for semelhante em cor, consistência e odor deve ser
descartada por não apresentar os requisitos mínimos especificados nas monografias. A identificação
macroscópica das drogas, quando inteiras, é baseada na forma, tamanho, cor, superfície, textura,
fratura e aparência da superfície de fratura. Em virtude dessas características de identificação serem
subjetivas, e existirem adulterantes parecidos, são necessárias análises microscópica e físico-química
da amostra. A inspeção microscópica é indispensável quando o material estiver rasurado ou em pó.
Tamanho
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 313
Medidas de comprimento, largura e espessura devem coincidir com aquelas citadas nas monografias.
Frutos e sementes pequenos exigem uma amostra de dez unidades e posteriores cálculos da média e
do desvio padrão.
Cor
Examinar a amostra antes de qualquer tratamento, à luz do dia ou sob lâmpada de comprimento de
onda similar ao da luz do dia. A cor da amostra deve ser comparada com o material de referência.
Examinar a amostra sem tratamento prévio. Quando necessário, utilizar lente de aumento de cinco
vezes a dez vezes. Quando indicado na monografia, umedecer com água ou com reagente
especificado para observar características da superfície de fratura. Tocar no material para verificar se
é macio ou duro, dobrar e partir o material para a obtenção de informações quanto à fragilidade e
aparência da fratura, se fibrosa, lisa, rugosa, granulada, entre outras.
Odor
Antes de verificar o odor do material, certificar-se de que não existe risco à saúde. Colocar uma
pequena amostra na palma da mão ou em recipiente de vidro e inalar devagar e repetidamente. Se o
odor for indistinto, pressionar parte do material entre os dedos e inalar novamente. Quando a
monografia indicar risco tóxico, colocar um pouco de material esmagado em água quente. Determinar
a intensidade do odor e classificar segundo as características: nenhum, fraco, distinto ou forte; e, a
seguir, em relação à sensação causada pelo odor: aromático, frutado, mofado ou rançoso. Quando
possível, é importante a comparação do odor com substância definida, como, por exemplo, hortelã-
pimenta deve ter odor similar ao mentol e cravo-da-índia, similar ao eugenol.
Sabor
Os órgãos vegetais ou suas partes normalmente se apresentam secos, e para serem seccionados e
observados ao microscópio óptico é conveniente primeiro amolecê-los mediante tratamento com água
quente ou solução de hidratação. O tempo necessário para o amolecimento de cada órgão vegetal ou
suas partes varia de acordo com a sua textura. Tratando-se de órgãos frescos, apenas necessitam de
tal tratamento os de consistência mais firme.
Colocar a amostra, em recipiente adequado: a) em placa aquecedora, ou tela metálica com água, em
quantidade de 20 a 30 vezes o volume da amostra, aquecendo suavemente até a ebulição, mantendo
por cinco minutos e se não houver o amolecimento necessário acrescentar detergente e ferver por
mais cinco minutos; ou b) em uma solução de hidratação, preparada com cinco partes de água, quatro
partes de álcool etílico, uma parte de glicerol e cinco gotas de detergente comercial para cada 200 mL
de solução, em estufa a 60 ºC, por um período variável, de acordo com a textura do material. Flores
e folhas costumam hidratar em poucos minutos, enquanto que materiais duros, como cascas e
sementes exigem um tempo variável em água aquecida como em a); de acordo com o grau de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 314
lignificação, ou horas ou dias na solução de hidratação b). Na hidratação direta em água a), observar,
cuidadosamente, o tempo, pois pode ocorrer amolecimento demasiado, impedindo a observação ao
microscópio óptico. Nas duas técnicas, verificar periodicamente a consistência do material. Para
análises futuras, determinar o tempo que cada droga vegetal necessita para adquirir a consistência que
permita o seccionamento.
Uma vez hidratados e amolecidos, proceder à preparação dos cortes dos órgãos vegetais ou suas
partes. Devem ser realizados de forma transversal ao eixo do órgão, ou conforme estabelecido nas
monografias individuais. Nestas, solicitados cortes longitudinais ou tangenciais (cascas, raízes etc.),
ou ainda paradérmicos, para observação da epiderme de órgãos foliáceos (folhas, sépalas e pétalas).
As secções à mão livre são realizadas com o auxílio de lâminas cortantes. Estruturas muito pequenas
ou muito finas exigem que a amostra seja firmada ou incluída em material adequado. Secções de
melhor qualidade podem ser obtidas com o emprego de micrótomos. Selecionar os cortes mais finos
para observar ao microscópio em 10 vezes.
Submergir os cortes em solução de hipoclorito de sódio a 50% para eliminar o conteúdo celular.
Deixar atuar até que os cortes fiquem transparentes (no máximo, 10 a 15 minutos). Lavar os cortes
com água destilada para eliminação do hipoclorito de sódio até pH neutro. Colocar os cortes em
solução de azul de toluidina a 0,05%, durante 10 segundos. Lavar com água destilada, e a seguir com
solução de ácido acético a 0,5%, e novamente com água destilada. Colocar entre lâmina e lamínula
com duas a três gotas de uma mistura de glicerina-água destilada (1:1) e observar ao microscópio
óptico a 10 vezes e a 40 vezes. As paredes celulósicas tingir-se-ão de rosa-púrpura. As paredes
lignificadas e as paredes com taninos tingir-se-ão de cor azul-esverdeado brilhante e a coloração
obtida pode não se manter estável.
DISSOCIAÇÃO DE TECIDOS
Esse método é empregado principalmente para a análise de folhas, caules herbáceos e cascas. Os
cristais se mantêm intactos. Os grãos de amido perdem a sua estrutura característica.
Colocar uma porção do material vegetal em um béquer de 30 mL. Adicionar 10 mL de solução de
hidróxido de sódio a 5% e levar à ebulição durante cinco minutos. Resfriar e transferir para um tubo
de centrífuga. Centrifugar durante dois minutos, descartar a solução sobrenadante e lavar com água
destilada. Colocar uma porção do centrifugado sobre uma lâmina com duas ou três gotas de uma
mistura de glicerina-água (1:1). Colocar a lamínula e pressionar. Observar ao microscópio óptico,
com aumento de 10 vezes e a 40 vezes.
Observação da droga em pó
Pesar 1 a 2 mg da droga e colocar uma pequena porção, com um pincel fino e macio, sobre uma
lâmina. Adicionar duas ou três gotas de solução de ácido láctico a 5% (diafanizante), e se necessário,
antes de colocar a lamínula, acrescentar uma ou duas gotas de água ou de mistura de glicerol e álcool
etílico (1:1), misturando bem com o pincel. Colocar a lamínula. Observar ao microscópio óptico com
aumento de 10 vezes e a 40 vezes.
O índice estomático é utilizado na análise de estruturas laminares, como folhas, folíolos e brácteas,
contando o número de estômatos em uma determinada área da epiderme. Para essa contagem é
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 315
necessário preparar porções de cerca de 0,5 cm por 0,5 cm da lâmina foliar, submersas em uma
mistura de 10 mL de hidrato de cloral e água (5:2), em béquer, levando à ebulição por 10 a 15 minutos,
até que o material fique transparente. Realizar a operação em capela de exaustão. Colocar um pedaço
da folha preparada em uma lâmina, com a epiderme abaxial voltada para cima. Para folhas muito
espessas seccionar cada porção próximo à epiderme abaxial, cuidando que essa face seja colocada
corretamente na lâmina, com a camada epidérmica voltada para a lamínula. Acrescentar duas a três
gotas da mistura de hidrato de cloral e água (5:2) e cobrir com lamínula. Observar ao microscópio
óptico, com aumento de 10 vezes. Contar as células epidérmicas e os estômatos que aparecem na
área. O índice é calculado segundo a equação 100S/(E+S), sendo S o número de estômatos em uma
área determinada da superfície da folha e E o número de células epidérmicas, incluindo os tricomas
existentes no mesmo campo microscópico observado. Para cada amostra, efetuar e calcular a média
de, no mínimo, dez determinações.
Reações histoquímicas
As reações podem ser realizadas com material fresco ou seco seccionado, material cortado em
micrótomo ou com o pó da droga vegetal. O material é colocado adequadamente distribuído sobre
uma lâmina, adicionando-se uma ou duas gotas do reativo. Colocar lamínula e observar ao
microscópio, com aumento de 10 vezes e 40 vezes.
Amido
Adicionar uma ou duas gotas de solução de iodo SR diluída (1:5) em água. Os grãos de amido
adquirem coloração azul ou azul-violeta.
Adicionar uma ou duas gotas de ácido clorídrico 2 M ou ácido acético a 6% (p/v). A presença de
carbonato de cálcio está indicada pela efervescência. Os cristais de oxalato de cálcio demoram mais
tempo a se dissolver, não desprendem bolhas e são insolúveis em ácido acético a 6%.
Hidroxiantraquinonas
Adicionar uma gota de hidróxido de potássio a 5% (p/v). As células que contêm 1,8-
diidroxiantraquinonas coram de vermelho.
Inulina
Adicionar uma gota de solução de 1-naftol a 20% em álcool metílico, seguido de uma gota de ácido
sulfúrico. Os esferocristais de inulina coram-se de vermelho ou castanho-avermelhado e se dissolvem.
Lignina
Adicionar uma gota de floroglucina SR, aquecer rapidamente a lâmina e adicionar uma gota de ácido
clorídrico a 25% (p/v). A lignina cora-se de vermelho.
Adicionar uma ou duas gotas de reativo de Sudan III SR ou Sudan IV SR, deixando em contato por
10 minutos, lavar com álcool etílico a 70% (v/v). Lipídios, cutina e suberina coram-se de laranja-
avermelhado a vermelho em pouco tempo.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 316
Pectinas e mucilagens
Submergir a amostra seca em solução de tionina, deixando repousar por 15 minutos, lavar em álcool
etílico a 20% (v/v). As mucilagens aparecem como glóbulos esféricos de coloração violeta-
avermelhada, enquanto que a celulose, a pectina e os tabiques lignificados se colorem de azul ou azul-
violeta. A mucilagem também aparece como fragmentos esféricos dilatados e transparentes sobre um
fundo negro, adicionando-se uma gota de tinta nanquim sobre amostra seca.
Proteínas
Realizar esse procedimento somente com material fresco. Adicionar ninidrina a 0,5% (p/v) em álcool
etílico absoluto, e manter a 37 °C por 24 horas. Lavar em álcool etílico absoluto seguido de água
destilada, adicionar fucsina descorada SR e deixar em contato por 10 a 30 minutos. Lavar em água e
adicionar bissulfito de sódio a 2% (p/v), deixar em contato por um a dois minutos. Lavar em água
corrente por 10 a 20 minutos. As proteínas coram-se de vermelho púrpura.
Saponinas
Adicionar uma gota de ácido sulfúrico. Ocorre uma sequência de cor amarela, seguida de cor
vermelha e, finalmente, cor violeta ou azul-esverdeada.
Taninos
Adicionar cloreto férrico a 5% (p/v) e uma pequena quantidade de carbonato de sódio, deixar em
contato por dois a três minutos, lavar com água destilada. Os taninos coram-se de azul-esverdeado
escuro.
Matéria estranha à droga é classificada em três tipos: a) partes do organismo ou organismos dos quais
a droga deriva, excetuados aqueles incluídos na definição e descrição da droga, acima do limite de
tolerância especificado na monografia; b) quaisquer organismos, porções ou produtos de organismos
não especificados na definição e descrição da droga, em sua respectiva monografia; e c) impurezas
de natureza mineral ou outras sujidades, não inerentes à droga. Durante o armazenamento, os produtos
devem ser mantidos em uma área limpa, de modo a evitar contaminação. Tomar precauções especiais
para evitar a proliferação de fungos, uma vez que alguns deles podem produzir toxinas.
Procedimento
Se não estiver especificado de outro modo na monografia correspondente, obter por quarteamento as
seguintes quantidades da amostra:
- raízes, rizomas, cascas, planta inteira e partes aéreas: 500 g;
- folhas, flores, frutos e sementes: 250 g;
- drogas vegetais fragmentadas de 0,5 g ou menores: 50 g;
- pós: 25 g.
Espalhar a amostra em camada fina sobre superfície plana. Separar, manualmente os materiais
estranhos à droga, inicialmente a olho nu e, em seguida, com auxílio de lente de aumento (cinco a
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 317
dez vezes). Pesar o material separado e determinar a porcentagem de matéria estranha com base no
peso da amostra submetida ao ensaio.
Preparo da amostra
Reduzir a amostra por corte; granulação ou fragmentação das drogas não pulverizadas ou trituradas,
de forma a limitar a dimensão de seus componentes a aproximadamente 3 mm de espessura. Sementes
e frutos, mesmo de dimensões inferiores a 3 mm, devem ser quebrados. Evitar moinhos de alta
velocidade para preparar a amostra e tomar as precauções necessárias para não modificar o conteúdo
de umidade da amostra.
Método gravimétrico
Procedimento
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 318
Procedimento
Aquecer até ebulição as cinzas obtidas, segundo indicado em cinzas totais, com 25 mL de ácido
clorídrico 2 M durante cinco minutos em um cadinho coberto por um vidro de relógio. Lavar o vidro
de relógio com 5 mL de água quente, juntando a água de lavagem ao cadinho. Recolher o material
insolúvel em ácido em um papel de filtro com teor de cinzas conhecidas, lavado com água quente até
que o filtrado se mostre neutro. Transferir o papel de filtro contendo o resíduo para o cadinho original,
secar sobre chapa e incinerar a cerca de 500 ºC até que a diferença entre duas pesagens sucessivas
seja, no máximo, 1,0 mg. Calcular a porcentagem de cinzas insolúveis em ácido em relação à droga
seca.
1) balão de fundo redondo de 500 mL a 1000 mL de capacidade, de colo curto, provido de uma junta
24/40, fêmea;
2) condensador, adaptável ao balão por meio de uma junta esmerilhada 24/40, macho, construído em
peça única de vidro, compreendendo as partes descritas a seguir, com as respectivas medidas:
2.1) tubo vertical (AC) de 240 mm de comprimento e 13-15 mm de diâmetro interno;
2.2) tubo dobrado, com segmentos (CD) e (DE) medindo 150 mm de comprimento cada e diâmetro
interno de 10 mm;
2.3) condensador de bolas, tipo Allihn (FG), de 150 mm de comprimento e diâmetro interno de 15
mm nas bolas e 8-10 mm nos estreitamentos;
2.4) rolha (junta esmerilhada 14/20) (K’) contendo orifício de cerca de 1 mm de diâmetro, que obtura
uma saída lateral (K) provida de junta esmerilhada 14/20 fêmea, na extremidade;
2.5) tubo (GH) de 30-40 mm de comprimento e 7-8 mm de diâmetro interno, formando as partes (HK)
ângulo (GHK) de 35º;
2.6) alargamento em forma de pera (J) de 3 mL de capacidade;
2.7) tubo (JL) provido de escala graduada de 100-110 mm; de 1 mL de capacidade e subdividida em
0,01 mL;
2.8) alargamento em forma de bola (L) de aproximadamente 2 mL de capacidade;
2.9) torneira de três vias;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 320
2.10) tubo de conexão (BM) de 7-8 mm de diâmetro, provido de tubo de segurança. O ponto de
inserção (B) encontra-se a 20 mm acima da parte mais alta da escala graduada;
3) dispositivo de aquecimento apropriado permitindo uma regulação precisa;
4) suporte vertical com um anel horizontal coberto com material isolante.
Utilizar um aparelho perfeitamente limpo e seco. Montar o sistema em local protegido de correntes
de ar. Aferir a escala graduada e, se necessário, estabelecer um fator de correção para cada aparelho.
Proceder ao doseamento, conforme estabelecido na monografia individual e segundo a natureza da
droga.
Procedimento
Para determinar a velocidade da destilação, escoar a água com auxílio de torneira de três vias, até que
o menisco esteja no traço de referência inferior a (Figura 2). Fechar a torneira e cronometrar o tempo
necessário até o líquido alcançar a marca superior b. Abrir a torneira e continuar a extração por 30
minutos, modificando o aquecimento para regular a velocidade de destilação. Desligar o aquecimento,
deixar aguardar resfriamento por pelo menos 10 minutos e fazer a leitura do volume de xileno no tubo
graduado.
Introduzir no balão a quantidade de droga prescrita na monografia e destilar como descrito acima,
pelo tempo e na velocidade indicada na monografia. Terminada a operação, aguardar resfriamento
por 10 minutos e ler o volume do óleo volátil recolhido no tubo graduado. Subtrair da leitura o volume
do xileno determinado anteriormente. A diferença representa a quantidade de óleo volátil contida na
amostra. Calcular o resultado em mililitros de óleo volátil por 100 g da droga.
Quando a determinação de óleo volátil tem finalidade analítica, a obtenção da mistura de óleo volátil
e xileno, livre de água é realizada conforme descrito a seguir: retirar a tampa K' e transferir 1,1 mL
de uma solução de fluoresceinato de sódio a 0,1% e 0,5 mL de água. Reduzir o volume da mistura de
óleo essencial e xileno dentro do tubo L utilizando a válvula de três vias. Deixar em repouso durante
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 321
cinco minutos e retirar a mistura lentamente até o nível da válvula M. Abrir a válvula no sentido anti-
horário, de modo que a água flua para fora do tubo de ligação BM. Lavar exaustivamente o tubo com
acetona, introduzida pelo tubo N. Girar a válvula no sentido anti-horário de modo que seja possível
coletar a mistura de xileno e óleo volátil em recipiente apropriado.
0,1 mL
0,1 mL
Pesar quantidade suficiente da droga para se obter de 0,5 a 2 mL de óleo volátil em um balão de fundo
redondo apropriado e adicionar água até a metade do recipiente. Conectar o condensador. Levar à
fervura mantendo ebulição branda durante duas horas, ou conforme especificado na monografia.
Deixar em repouso durante 10 minutos à temperatura ambiente, abrir a torneira do aparelho e retirar
a água lentamente até que a superfície da camada de óleo alcance a linha zero no tubo graduado.
Deixar em repouso à temperatura ambiente por cerca de uma hora e, em seguida, medir o volume
(mL) do óleo obtido.
Empregar o aparelho de Soxhlet (Figura 4), previamente limpo e seco, montado em local livre de
correntes de ar. O equipamento, confeccionado em vidro resistente, de qualidade apropriada,
compreende balão de fundo redondo (A), com 500 mL a 1000 mL de capacidade, conectado ao
extrator Soxhlet (B) e condensador de refluxo (C).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 322
Figura 4 - Aparelho de
Soxhlet.
Procedimento
observado. Se esse tubo for o primeiro ou segundo na série, é necessário fazer uma diluição
intermediária, pelo mesmo método descrito anteriormente, para obter um resultado mais preciso. Se
a altura da espuma for maior do que 1 cm em todos os tubos, o índice de espuma é maior do que 1000.
Nesse caso, a determinação deve ser feita com uma nova série de diluições do decocto para se obter
um resultado preciso. O índice de espuma é calculado segundo a equação 1000/A, sendo A o volume,
em mililitros, do decocto usado para preparação da diluição no tubo onde a espuma foi observada.
Pesar, com exatidão, cerca de 4,0 g de droga vegetal seca e pulverizada e transferir para erlenmeyer
de 250 mL, de boca esmerilhada, previamente pesado. Macerar, com 100 mL de solvente especificado
na monografia individual da droga vegetal, durante 6 horas, agitando frequentemente, e deixar em
repouso por 18 horas. Filtrar, rapidamente, e transferir 25 mL do filtrado para um cristalizador
previamente pesado e evaporar até secura em banho de água. Secar em estufa a 105 ºC até peso
constante. Calcular a porcentagem de materiais extraídos em mg/g de material vegetal seco.
Pesar, com exatidão, cerca de 4,0 g de droga vegetal seca e pulverizada e transferir para erlenmeyer
de 250 mL, de boca esmerilhada, previamente pesado. Adicionar 100 mL de solvente especificado
no ensaio para a droga vegetal e pesar para obter o peso total, incluindo o frasco. Tampar, agitar bem
e deixar em repouso por uma hora. Acoplar um condensador de refluxo e aquecer, suavemente, por
uma hora, resfriar e pesar. Corrigir o peso original com o solvente utilizado. Agitar e filtrar,
rapidamente, num filtro seco. Transferir 25 mL do filtrado para um cristalizador previamente pesado
e evaporar até secura em banho de água. Secar em estufa a 105 ºC até peso constante. Calcular a
porcentagem de materiais extraídos em mg/g de material vegetal seco.
Pesar, com exatidão, cerca de 2 g da droga vegetal e transferir para cartucho do extrator de Soxhlet,
previamente pesado e seco. Introduzir no balão do extrator 0,2 g de hidróxido de sódio e álcool etílico
absoluto em quantidade suficiente. Extrair por cinco horas, retirar o cartucho com o resíduo e secá-lo
em estufa a 105 ºC até peso constante. Calcular a porcentagem de materiais extraídos em mg/g de
material vegetal seco.
Cada experimentador deve enxaguar sua boca com água potável antes do ensaio. Para corrigir as
diferenças individuais na determinação do sabor amargo entre os experimentadores é necessário
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 324
determinar o fator de correção para cada membro. É recomendado que o grupo de experimentadores
seja constituído de no mínimo seis pessoas.
Solução estoque
Pesar, 0,1 g de cloridrato de quinina, solubilizar em água potável e diluir até 100 mL com o mesmo
solvente. Transferir 1 mL para balão volumétrico de 100 mL e completar o volume com o mesmo
solvente
Soluções de referência
Preparar uma série de diluições adicionando no primeiro tubo 3,6 mL da Solução estoque e
aumentando o volume em 0,2 mL, gradativamente, em cada tubo subsequente até um total de 5,8 mL.
Completar o volume de cada tubo para 10,0 mL com água potável.
Determinar a maior diluição que ainda apresenta sabor amargo. Colocar na boca 10 mL da solução
mais fraca e passá-la de um lado para o outro por baixo da língua durante 30 segundos. Se não for
encontrado nítido sabor amargo, rejeitar a solução e esperar um minuto. Enxaguar a boca com água
potável. Depois de 10 minutos, testar a solução subsequente em ordem crescente de concentração.
Calcular o fator de correção (k) para cada experimentador usando a expressão a seguir:
n
k=
5,00
n = volume em mililitros da maior diluição da solução estoque em que foi encontrado nítido sabor
amargo.
Nota: experimentadores incapazes de sentir nítido sabor amargo na solução de referência preparada
com 5,8 mL da solução estoque, devem ser excluídos do grupo.
Preparação da amostra
Se necessário, reduzir a amostra a pó (710 µm). Pesar 1,0 g da amostra e adicionar 100 mL de água
potável fervente. Aquecer em banho-maria por 30 minutos, agitando continuamente. Aguardar
resfriamento e compensar o volume de água evaporada com água potável. Agitar vigorosamente e
filtrar, descartando os primeiros 2 mL do filtrado. O filtrado é denominado C-1 e tem um fator de
diluição (FD) de 100.
Para amostras líquidas, tomar 1 mL e diluir com solvente apropriado para 100 mL denominando-a C-
1.
Soluções amostra:
10,0 mL de C-1 é diluído com água para 100 mL: C-2 FD 1000
10,0 mL de C-2 é diluído com água para 100 mL: C-3 FD 10 000
20,0 mL de C-3 é diluído com água para 100 mL: C-3A FD 50 000
10,0 mL de C-3 é diluído com água para 100 mL: C-4 FD 100 000
Iniciando pela diluição C-4, cada experimentador determina a diluição na qual sente o nítido sabor
amargo. Essa solução é designada D. A FD dessa solução D é igual Y.
Iniciando pela solução D, preparar sequência de diluição conforme Tabela 1.
Determinar o volume em mililitros da solução D em que, quando diluída para 10 mL, ainda apresenta
nítido sabor amargo (X).
Yxk
IA = ( )
X x 0,1
Extratos são produzidos por meio de processo apropriado empregando álcool etílico ou outro líquido
extrator apropriado. Lotes diferentes de uma droga vegetal específica podem ser combinados antes
da extração. A droga também pode ser submetida a tratamentos preliminares tal como a inativação
de enzimas, trituração ou desengorduramento. Adicionalmente, substâncias indesejáveis (p. ex.,
tóxicas ou insolúveis), podem ser removidas após a operação de extração.
Drogas vegetais, solventes e outros materiais utilizados para a preparação de extratos devem ter a
qualidade adequada e devem estar em conformidade com os requisitos farmacopeicos e de boas
práticas de fabricação. Solventes recuperados a partir do processo de concentração ou secagem de
extratos podem ser reutilizados desde que os processos de recuperação sejam controlados e
monitorados, de modo que assegure que o solvente atenda as especificações antes de sua reutilização
ou mistura com outros materiais. A água utilizada para a produção de extratos deve estar em
conformidade com as exigências da monografia de água purificada.
Quando aplicável, as soluções extrativas podem ser concentradas até a consistência pretendida,
utilizando métodos adequados, geralmente sob pressão reduzida e em temperatura na qual a
possibilidade de degradação dos constituintes é reduzida.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 326
Óleos voláteis que foram separados durante o processamento, podem ser incorporados aos extratos
em etapa apropriada do processo de produção.
Excipientes adequados podem ser adicionados em diferentes fases do processo de produção para
incrementar as propriedades tecnológicas (por exemplo, como parte do processo de secagem, ou para
melhorar a homogeneidade ou a manutenção das qualidades do extrato).
A extração com um determinado solvente leva a obtenção de constituintes típicos a partir da secagem
do líquido extrator. Durante a produção de extratos padronizados e quantificados, procedimentos de
purificação podem ser aplicados para aumentar a proporção de determinados constituintes. Tais
extratos são denominados como purificados.
IDENTIFICAÇÃO
TESTES
No processo de produção dos extratos, os testes para verificar a qualidade microbiológica (5.5.3.1),
metais pesados (5.3.2.3), micotoxinas (5.4.4), e resíduos de pesticidas (5.4.3), podem ser necessários,
conforme regulamento específico. Sempre que um teste para metais pesados é realizado na droga
vegetal, os mesmos limites para os metais pesados indicados nas monografias das drogas vegetais são
aplicáveis aos extratos, salvo indicação em contrário na monografia do extrato individual, ou salvo
motivo justificado e autorizado.
ENSAIOS
ROTULAGEM
Preparações extrativas líquidas consistem em produtos diversificados, obtidos por extração à líquido,
descritos por seus solventes de extração, métodos de produção e relação droga-solvente ou relação
droga-extrato. Incluem produtos obtidos utilizando como solventes de extração álcool etílico, água,
glicerol, propilenoglicol e óleos fixos. Extratos fluidos e tinturas pertencem a essa categoria.
Extratos fluidos podem ser ajustados, se necessário, de modo a satisfazer os quesitos de conteúdo de
solvente. Extratos fluidos podem ser filtrados, se necessário.
Em sua maioria são preparados por um dos quatro processos gerais, descritos a seguir e designados
pelas letras A, B, C e D.
O tempo de maceração e a vazão da percolação variam de acordo com a droga, visando extrair
completamente os marcadores específicos da droga. A vazão do percolato é determinada pelas
expressões percolar lentamente (até 1 mL por minuto); percolar rapidamente (3 a 5 mL por minuto)
e percolar à velocidade moderada (1 a 3 mL por minuto), em referência à extração de 1000 g de droga.
Um extrato, que, com o tempo, deposite algum sedimento, pode ser filtrado ou decantado, desde que
o líquido resultante obedeça às especificações farmacopeicas.
Processo A
Esse processo é empregado na preparação dos extratos fluidos por percolação, no qual o líquido
extrator é o álcool etílico ou uma mistura hidroetílica.
com temperatura de, no máximo, 60 ºC. Adicionar esse extrato concentrado ao percolato previamente
separado e, adicionar, se necessário, quantidade suficiente de líquido extrator empregado, para obter
1000 mL de extrato fluido.
Esse processo pode ser substituído pelo Processo C.
Processo B
Empregar esse processo na preparação dos extratos fluidos em cuja extração são usadas, além do
álcool etílico ou da mistura hidroetílica, quantidades determinadas de outros componentes, tais como
ácidos, bases ou polióis (glicerol, etilenoglicol etc.), utilizados, sucessivamente, em dois líquidos
extratores. O líquido extrator I contém mistura hidroetílica e outros componentes na proporção
exigida para a quantidade de droga empregada e o líquido extrator II, uma mistura hidroetílica, na
proporção indicada, utilizada para completar o esgotamento da droga.
O processo pode ser substituído pelo Processo C, com o devido ajuste no líquido extrator.
Processo C
Procedimento: dividir 1000 g da droga previamente pulverizada em três porções de 500 g, 300 g e
200 g respectivamente. Umedecer uniformemente a primeira porção com quantidade suficiente do
líquido extrator. Transferir o pó umedecido para um percolador adequado, cuja capacidade não deve
exceder, de muito, o volume da droga no percolador. Adicionar líquido extrator até cobrir
completamente a droga e macerar pelo tempo prescrito na monografia. A seguir proceder à
percolação, coletando separadamente os primeiros 200 mL (F1) e recolher depois, separadamente,
cinco frações sucessivas de 300 mL de percolato, numerando-as na ordem em que forem obtidas (F2-
F6).
Umedecer a segunda porção da droga, com quantidade suficiente do percolato F2; percolar,
procedendo como com a primeira porção da droga, usando como líquido extrator, as porções restantes
do percolato (F3-F6), obtidas na primeira operação, e usando-as na ordem em que foram recolhidas.
Coletar e separar os primeiros 300 mL do novo percolato (F7) e recolher mais cinco frações, de 200
mL, cada uma, numerando-as na ordem em que forem obtidas (F8-F12).
Umedecer a terceira porção da droga com quantidade suficiente do percolato F8 e proceder à
percolação como na operação precedente, empregando como líquido extrator as frações de 200 mL
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 329
de percolato da segunda porção (F9-F12), na ordem em que foram recolhidas. Se não houver
doseamento, recolher e separar 500 mL de percolato (F13). Homogeneizar os três percolatos (F1, F7
e F13) separados das três porções da droga, para obter 1000 mL de extrato fluido.
Quando necessário dosear o extrato fluido preparado pelo Processo C, recolher e separar somente
420 mL de percolato da terceira porção ao invés dos 500 mL determinados anteriormente (F13).
Homogeneizar os três percolatos separados (F1, F7 e F13), obtidos das três porções da droga e dosear
uma fração da mistura. Se o teor for maior que o preconizado, ajustar usando o líquido extrator. Se o
teor for menor que o preconizado, esgotar o líquido extrator do percolador e repetir a extração
iniciando com o percolato mais concentrado (F1, F7 e F13) e em seguida os percolatos restantes.
Processo D
Esse processo é empregado para preparar extratos fluidos nos quais o líquido extrator é água fervente,
adicionando-se álcool etílico ao percolato concentrado, como conservante.
Procedimento: pesar 1000 g da droga grosseiramente pulverizada e juntar cerca de 3000 mL de água
fervente, homogeneizar bem e deixar em maceração em recipiente adequado por duas horas.
Transferir para um percolador e eluir na velocidade especificada, juntando, pouco a pouco, água
fervente até completo esgotamento da droga. Evaporar os percolatos, em banho-maria ou em
destilador a vácuo, até o volume determinado. Aguardar resfriamento, transferir o álcool etílico e
deixar a mistura em repouso, em recipiente fechado, durante 24 horas. Decantar o líquido
transparente, filtrar o restante, misturando-os e lavar o resíduo do filtro, com quantidade suficiente
do líquido extrator de modo a obter 1000 mL.
TESTES
Determinação do alcool (5.3.3.8). Para extratos fluidos etílicos, deve-se realizar a determinação do
teor de álcool etílico. O teor de álcool etílico deve estar em conformidade com os limites prescritos.
Álcool metílico e álcool isopropílico (5.4.2.2.1). Máximo de 0,05% (v/v) para extratos fluidos
etílicos, a menos que prescrito de outra forma ou justificado e autorizado.
Resíduo seco (5.4.2.2.2). Quando aplicável, o extrato fluido deve estar em conformidade com os
limites prescritos.
ARMAZENAMENTO
Proteger da luz
ROTULAGEM
Os rótulos devem conter, além dos requisitos listados acima, o teor de álcool etílico em porcentagem
(v/v), quando aplicável.
5.4.2.1.2 TINTURAS
Tinturas são normalmente preparadas por maceração ou percolação, usando álcool etílico em
concentração apropriada para extrair a droga vegetal, ou por dissolução de um extrato mole ou seco
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 330
da droga vegetal (que tenham sido produzidos utilizando o mesmo solvente de extração que seria
usado para preparar a tintura por extração direta) em álcool etílico na concentração requerida.
As tinturas podem ser ajustadas para atenderem os requisitos de conteúdo de solvente. Tinturas podem
ser filtradas, se necessário e leve sedimento pode formar-se quando em repouso.
TESTES
Determinação do álcool (5.3.3.8). O teor deve estar em conformidade com os limites definidos nas
monografias individuais.
Álcool metílico e álcool isopropílico (5.4.2.2.1). Máximo de 0,05% (v/v), a menos que definido de
outra forma ou justificado e autorizado.
Resíduo seco (5.4.2.2.2). Quando aplicável, a tintura deve estar em conformidade com os limites
definidos.
ARMAZENAMENTO
Proteger da luz
ROTULAGEM
Os rótulos devem conter, além dos requisitos listados acima, o teor de álcool etílico em porcentagem
(v/v).
5.4.2.1.3 EXTRATOS MOLES
TESTES
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 331
Resíduo seco (5.4.2.2.2). O extrato mole deve estar em conformidade com os limites definidos.
Solventes. Resíduos de solventes devem ser controlados, a menos que definido ou justificado e
autorizado.
ARMAZENAMENTO
5.4.2.1.4 OLEORESINA
Os requisitos abaixo se aplicam a oleoresinas produzidas por extração e não oleoresinas naturais.
TESTES
Determinação de água (5.2.20). A oleoresina deve estar em conformidade com os limites definidos.
Solventes. Resíduos de solventes devem ser controlados, a menos que definido ou justificado e
autorizado.
ARMAZENAMENTO
TESTES
Perda por dessecação (5.2.9.1). Quando aplicável, o extrato seco deve estar em conformidade com
os limites definidos.
Determinação de água (5.2.20). Quando o teste de perda por dessecação não for aplicável, o extrato
seco deve estar em conformidade com os limites definidos.
Solventes. Resíduos de solventes devem ser controlados, a menos que definido ou justificado e
autorizado.
ARMAZENAMENTO
Solução padrão: preparar 50 mL de solução contendo 2 mL de Solução padrão interno, 10% de álcool
etílico (v/v), 0,05% de álcool isopropílico (v/v) e 0,05% de álcool metílico anidro (v/v).
Limites
A menos que indicado na monografia específica, a droga vegetal a ser examinada deve estar de
acordo, minimamente, com os limites indicados na Tabela 1. O limite a ser aplicado aos agrotóxicos
não estabelecidos na Tabela 1 e cuja presença é suspeita por qualquer razão devem estar de acordo
com os limites referenciados na legislação brasileira. Os limites que não estiverem listados na Tabela
1 ou indicados na legislação brasileira devem ser calculados conforme as seguintes fórmulas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 333
em que
em que
As análises podem ser dispensadas total ou parcialmente pela autoridade competente conforme
formas de obtenção da matéria-prima que indiquem ausência do risco em relação à presença de
resíduos de agrotóxicos.
Deltametrina 0,5
Diazinona 0,5
Diclofuanida 0,1
Diclorvós 1
Dicofol 0,5
Dimetoato e ometoato (soma de) 0,1
Ditiocarbamatos (expresso como CS2) 2
Endosulfan (soma de isômeros e sulfato de endosulfan) 3
Endrin 0,05
Etiona 2
Etrinfós 0,05
Fenclorfós/ Fenclorfós-oxona (soma de Fenclorfós e Fenclorfós-oxona) 0,1
Fenitrotiona 0,5
Fenpropatrina 0,03
Fensulfotiona (soma de fensulfotiona, fensulfotiona-oxona, fensulfotiona- 0,05
oxossulfona e fensulfotiona-sulfona)
Fentiona (soma de fentiona, fentiona-oxona, fentiona-oxona-sulfona, 0,05
fentiona-oxona-sulfóxido, fentiona-sulfona e fentiona-sulfóxido)
Fenvalerato 1,5
Flucitrinato 0,05
τ-Fluvalinato 0,05
Fonofós 0,05
Heptacloro (soma de heptacloro, cis – heptacloroepóxido e trans – 0,05
heptacloroepóxido)
Hexaclorobenzeno 0,1
Hexaclorociclohexano (soma de isômeros α-, β-, δ- e ε) 0,3
Lindan (γ – hexaclorociclohexano) 0,6
Malationa e Malaoxona (soma de) 1
Mecarbam 0,05
Metacrifós 0,05
Metamidofós 0,05
Metidationa 0,2
Metoxicloro 0,05
Mirex 0,01
Monocrotofós 0,1
Parationa – etílica e Paraoxona – etílica (soma de) 0,5
Parationa – metílica e Paraoxona – metílica (soma de) 0,2
Pendimetalina 0,1
Pentacloroanisol 0,01
Permetrina e isômeros (soma de) 1
Fosalona 0,1
Fosmete 0,05
Butóxido de piperonila 3
Pirimifós – etílico 0,05
Pirimifós – metílico (soma de pirimifós – metílico e N – disetil pirimifós 4
– metílico)
Procimidona 0,1
Profenofós 0,1
Protiofós 0,05
Piretro (soma de cinerina I, cinerina II, jasmolina I, jasmolina II, piretrina 3
I e piretrina II)
Quinalfós 0,05
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 335
Amostragem
Os procedimentos analíticos empregados devem ser validados de acordo com o documento SANCO
em sua versão mais atualizada “Guidance Document on analytical quality control and validation
procedures for pesticide residues in food and feed” e atender no mínimo os critérios a seguir.
O método de extração escolhido deve ser apropriado para a mistura de agrotóxicos que se pretende
investigar e não provocar interferências.
Os limites de detecção e quantificação devem ser determinados para cada combinação de agrotóxicos
e matrizes a serem analisadas.
Concentração de Reprodutibilidade
Repetibilidade (±mg/kg)
pesticida (mg/kg) (±mg/kg)
0,01 0,005 0,01
0,1 0,025 0,05
1 0,125 0,25
MÉTODO I
Solução reveladora: examinar sob luz ultravioleta a 360-365 nm; solução de ácido sulfúrico a 30%
(v/v).
Solução tampão fosfato pH 7,4: pesar 1,0 g de cloreto de potássio, 1,0 g de fosfato monobásico de
potássio, 5,8 g de fosfato dibásico de sódio anidro e 40,0 g de cloreto de sódio e transferir para um
balão volumétrico de 5 L. Adicionar cerca de 4,5 L de água e dissolver. Ajustar a pH 7,4 com ácido
clorídrico ou hidróxido de sódio. Completar o volume com água, homogeneizar e aferir novamente o
pH.
1000 × 𝐴 × M
C=
ɛ
em que
M = massa molecular;
ɛ = absortividade molar no solvente indicado da aflatoxina correspondente; e
A = absorvância da solução
Solução padrão: transferir para frascos de 3 mL com tampa alíquotas de cada uma das soluções
estoque de aflatoxinas anteriormente preparadas. Adicionar quantidades suficientes de benzeno e
acetonitrila (98:02) para obter soluções com 1 µg/mL de B1, 0,5 µg/mL de B2, 1 µg/mL de G1 e 0,5
µg/mL de G2.
Preparo da amostra
Solvente de extração: dissolver 5 g de cloreto de sódio em 200 mL de álcool metílico e água (70:30)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 337
Procedimento: pesar, com exatidão, 25 g de amostra, previamente triturada e tamisada com tamis nº
20, transferir para um erlenmeyer de 500 mL. Adicionar quantidade suficiente de solvente de extração
para embeber toda a amostra. Agitar em agitador mecânico por uma hora ou em liquidificador a alta
velocidade por cinco minutos. Filtrar e recolher o filtrado em erlenmeyer de 250 mL. Transferir 80
mL do extrato, medidos com exatidão, para um erlenmeyer de 250 mL, adicionar 160 mL de solução
tampão de fosfato pH 7,4. Agitar e filtrar em membrana filtrante de porosidade entre 0,8 – 1,6 µm.
Aplicar 120 mL do filtrado (equivalente a 5 g de amostra) na coluna cromatográfica de
imunoafinidade, mantendo uma vazão de uma a duas gotas por segundo, tendo a precaução de que a
coluna não seque. Lavar a coluna com 20 mL de solução tampão e secar passando ar através da coluna
com auxílio de uma seringa. Descartar o líquido de lavagem. Eluir lentamente as aflatoxinas
adsorvidas na coluna, por ação da gravidade, com 2 mL de álcool metílico. Recolher todo o eluato
em um balão de 25 mL com um pequeno reservatório no fundo, previamente pesado com precisão.
Secar usando evaporador rotatório a 60 ºC. Pesar para obter a massa do resíduo. Dissolver o resíduo
em 100 µL de uma mistura de benzeno e acetonitrila (98:02).
Análise de aflatoxinas
P×C×V
C=
𝑆×𝑚
em que
Critérios de aceitação
Ausência de manchas nas aplicações de solução teste nas zonas em que são observadas as manchas
da Solução padrão. Se alguma mancha for observada na Solução amostra, verificar a correspondência
com alguma mancha fluorescente da Solução padrão para identificar essa aflatoxina. A intensidade
da mancha de aflatoxina, se presente na Solução amostra, quando comparada com a intensidade da
mancha correspondente das aflatoxinas nas soluções padrão, fornecerá a concentração aproximada
das aflatoxinas na Solução amostra. Os limites máximos aceitos são menores que 5 µg/kg para
aflatoxina B1 e menor que 20 µg/kg para a soma de aflatoxinas B1, B2, G1 e G2, exceto quando
outros valores forem recomendados em monografia específica.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 338
MÉTODO II
Determinação de aflatoxinas por Cromatografia a líquido de alta eficiência (5.2.17.4) com detecção
por fluorescência, recomendado para drogas vegetais e derivados do ginseng, gengibre, unha-de-gato
e frutos de sene, com a ressalva de que para outras matrizes o método deverá ser testado,
eventualmente adaptado e validado.
A × M × 100
C=
ɛ×l
em que,
A = absorvância determinada no máximo da curva de absorção;
M = massa molar de aflatoxina B1 (312 g/mol);
ɛ = absortividade molar de aflatoxina B1 na mistura de acetonitrila e tolueno (1930 m2/mol); e
l = comprimento do caminho óptico na cela (1 cm).
Solução estoque secundária de aflatoxina B1: preparar solução secundária contendo 100 ng/mL de
aflatoxina B1 diluindo a solução estoque primária com mistura de acetonitrila e tolueno (2:98).
Envolver o frasco da solução com folha de alumínio e aguardar o conteúdo atingir a temperatura
ambiente. Se a solução for estocada por longo período (por exemplo, um mês), pesar o frasco e
registrar a massa antes de cada uso da solução.
Curva analítica: preparar a curva analítica usando as soluções padrão de aflatoxina B1, de um a cinco,
em faixa de concentração de 1 µg/kg a 8 µg/kg de aflatoxina B1 na droga vegetal. Verificar se a curva
possui linearidade adequada. Se o teor de aflatoxina B1 na amostra a ser examinada estiver fora da
faixa da curva analítica, a solução teste deverá ser diluída até que o teor de aflatoxinas fique adequado
para a curva de calibração estabelecida.
Fase móvel A: mistura de acetonitrila, álcool metílico e água (2:3:6) para a derivação pós-coluna com
reator fotoquímico ou brometo de piridínio.
Fase móvel B: adicionar 0,12 g de brometo de potássio e 350 mL de ácido nítrico diluído por litro de
Fase móvel A para derivação pós-coluna com brometo derivado eletroquimicamente.
Derivação pós-coluna com brometo-perbrometo de piridínio (PBPB): utilizar bomba sem pulso; T
com volume morto igual a zero; tubo de reação de teflon de comprimento de (PTFE)0,45 m e
diâmetro interno = 0,5 mm; Fase móvel A; Reagente de pós-derivação: dissolver 50 mg de PBPB
em 1000 mL de água (proteger da luz e usar em até quatro dias)e fluxo do reagente de derivação:
0,4 mL/minuto.
Derivação pós-coluna com reator fotoquímico (PHRED): utilizar reator com lâmpada de bulbo de
mercúrio de baixa pressão (mínimo de 8 W) a 254 nm; placa de suporte polida; bobina de reação com
tubo de PTFE firmemente trançado em torno do bulbo de UV, comprimento de 25 cm e diâmetro de
0,25 mm, volume morto nominal de 1,25 mL; tempo de exposição de dois minutos; e Fase móvel A.
Coluna de imunoafinidade (IAC): utilizar uma coluna de imunoafinidade contendo anticorpos contra
aflatoxina B1, com capacidade de, no mínimo, 100 ng de aflatoxina B1 e com recuperação de, no
mínimo, 80% para solução de 5 ng de aflatoxina B1 em uma mistura de álcool metílico e água
(12,5:87,5) é aplicada. Condicionar a IAC à temperatura ambiente.
V1 × V2 × 𝐶
C=
𝑚 × Vi
em que
A presença de aflatoxina B1 pode ser confirmada registrando-se o cromatograma sem derivação pós-
coluna, que resulta em grande redução (maior que 10 vezes) na resposta devida a aflatoxina B1.
Quando não determinado na monografia deverá ser observado o valor máximo total de metais pesados
de 20 ppm, não podendo ultrapassar os limites especificados na Tabela 1.
Substrato cromogênico para o Fator Xa: substrato cromogênico específico do Fator Xa tal como: o
cloridrato de N-α-benzoil-L-isoleucil-L-glutamil-glicil-L-arginina-4- nitro-anilida. Reconstitua de
acordo com as instruções do fabricante.
Tampão de diluição: solução de trometamina a 0,605% (p/v). Se necessário, ajuste para pH 8,4 com
ácido clorídrico.
Solução amostra: diluir a amostra com o Tampão de diluição de modo a obter uma solução que
supostamente contenha 0,1 UI de heparina por mililitro.
Solução padrão: diluir a solução padrão da heparina com o Tampão de diluição de modo a obter uma
solução que contenha 0,1 UI de heparina por mililitro. As condições descritas são aplicáveis às placas
de microtitulação. Se o ensaio é realizado em tubos, ajustar os volumes de modo a manter as
proporções na mistura. Pouco tempo antes do ensaio, colocar todas as soluções a 37 °C em banho-
maria. Distribuir numa série de poços, 20 μL de plasma humano normal e 20 μL de antitrombina III
SR. Juntar aos poços uma série de volumes (20 μL, 60 μL, 100 μL e 140 μL) da Solução amostra ou
da Solução padrão e completar o volume de cada poço com 200 μL utilizando o Tampão de diluição
(0,02 - 0,08 UI de heparina por mililitro na mistura reativa final).
Transferir 40 μL de cada poço para uma segunda série de poços, juntar 20 μL da solução do Fator Xa
bovino e incubar a 37 °C durante 30 segundos. Juntar 40 μL de solução do Substrato cromogênico
para o Fator Xa a 1 mmol/L e incubar a 37 °C, durante três minutos. Parar a reação diminuindo o pH
com um reagente apropriado, tal como uma solução de ácido acético glacial a 20% (v/v) e medir a
absorvância a 405 nm (5.2.14). O tempo de reação é geralmente da ordem de três minutos a 15
minutos, mas são toleradas certas variações se elas permitirem melhorar a linearidade da curva
dose/resposta.
MÉTODO CINÉTICO
Transferir 40 μL de cada poço para uma segunda série de poços, juntar 20 μL da solução do Fator Xa
bovino e incubar a 37 °C durante 30 segundos. Juntar 40 μL da solução do Substrato cromogênico
para o Fator Xa a 2 mmol/L, incubar a 37 °C e determinar a velocidade de clivagem do substrato
procedendo à leitura contínua da variação de absorvância a 405 nm (5.2.14) possibilitando, assim,
calcular a velocidade inicial de clivagem do substrato. Essa velocidade deve ser proporcional à
concentração residual do Fator Xa. Verificar a validade do ensaio e calcular a atividade da heparina
da amostra pelos procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos (8).
MATERIAIS
Colágeno: usar fibrilas de colágeno de equino nativo, ou humanas, tipo I ou III. Para facilitar o
manuseio, podem ser usadas as soluções de colágeno.
Diluente de colágeno: pesar 50 g de glicose e solubilizar em água. Ajustar o pH em 2,7 a 2,9 com
ácido clorídrico M e diluir em água a 1000 mL.
Tampão para diluição: preparar o Tampão de cloreto-fosfato contendo polissorbato 20 a 0,1% (p/v)
e albumina bovina a 5,0% (p/v).
Placas de microtitulação: devem possuir fundo plano, placas de poliestireno com propriedades de
superfície otimizadas para ensaio imunoenzimático e proteína de alta capacidade de ligação.
PROCEDIMENTO
Solução amostra: reconstituir a preparação a ser analisada como indicado no rótulo. Diluir com
Tampão para diluição de modo a preparar uma solução contendo cerca de 1 UI/mL de Fator de Von
Willebrand. Preparar duas séries independentes com pelo menos três diluições mediante o uso do
Tampão para diluição.
Soluções padrão: reconstituir a solução padrão como indicado pelo fabricante. Diluir com Tampão
para diluição de modo a preparar uma solução contendo cerca de 1 UI/mL de Fator de Von
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 343
Willebrand. Preparar duas séries independentes com pelo menos três diluições mediante o uso do
Tampão para diluição.
Diluir com Diluente de colágeno, em temperatura ambiente, para obter uma solução contendo 30 a
75 mg/mL de colágeno. Homogeneizar, brandamente, para produzir uma suspensão uniforme das
fibras do colágeno e em seguida pipetar 0,1 mL e transferir para cada poço da microplaca. Cobrir a
placa com filme plástico e incubar a 37 °C de um dia para o outro. Esvaziar os poços da placa revestida
com o colágeno por inversão e drenagem em uma toalha de papel. Adicionar 0,25 mL de Solução de
lavagem tamponada. Esvaziar os poços da placa por inversão e drenar em uma toalha de papel,
repetindo essa operação três vezes. Adicionar, a cada poço, 0,25 mL de Reagente de neutralização,
cobrir a placa com filme plástico e incubar a 37 °C por uma hora. Os poços da placa devem ser
esvaziados por inversão e drenagem em toalha de papel. Adicionar 0,25 mL de Solução de lavagem
tamponada. Esvaziar os poços da placa por inversão e drenar em uma toalha de papel. Repetir essa
operação três vezes.
Adicionar 0,1 mL de cada uma das Soluções amostra ou referência aos poços. Adicionar 0,1 mL de
Tampão para diluição a uma série de poços de modo a obter-se o controle negativo. Cobrir a placa
com filme plástico e incubá-la a 37 °C por duas horas. Os poços da placa devem ser esvaziados por
inversão e drenagem em toalha de papel. Adicionar 0,25 mL de Solução de lavagem tamponada.
Esvaziar os poços da placa por inversão e drenagem em uma toalha de papel, repetindo esta operação
por três vezes.
Preparar uma diluição adequada de Conjugação com Tampão de cloreto-fosfato contendo albumina
bovina a 0,5% (p/v) e adicionar 0,1 mL a cada poço. Cobrir a placa com filme plástico e incubar a 37
°C por duas horas. Esvaziar os poços da placa por inversão e drenagem em uma toalha de papel.
Adicionar 0,25 mL de Solução de lavagem tamponada. Esvaziar os poços da placa por inversão e
drenar em uma toalha de papel. Repetir esta operação três vezes.
Adicionar 0,1 mL de Solução de substrato a cada um dos poços e incubar à temperatura ambiente por
20 minutos no escuro. Adicionar 0,1 mL de ácido clorídrico M a cada um dos poços. Medir a
absorvância a 492 nm (5.2.14). Utilizar os valores de absorvância para estimar a potência da
preparação a ser analisada mediante o emprego dos procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios
biológicos. O ensaio é válido se as absorvâncias medidas para os controles negativos forem maiores
do que 0,05.
O método da determinação cromogênica inclui duas etapas sucessivas: ativação do Fator II por ação
do veneno de cobra e a clivagem enzimática de um substrato cromogênico pelo Fator IIa que liberta
um cromóforo quantificável por espectrofotometria. Em condições de doseamento apropriados, existe
uma relação linear entre a atividade do Fator IIa e a clivagem do substrato cromogênico.
REAGENTES
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 344
Ativador específico do Fator II proveniente do veneno da víbora (Ecarina): proteína obtida a partir
do veneno da víbora Echis carinatus, ativa especificamente o Fator II. Reconstituir a preparação
seguindo as instruções do fabricante. Uma vez reconstituída, conservar a 4 °C e por, no máximo, um
mês.
Substrato cromogênico para o Fator IIa: substrato cromogênico específico do Fator IIa como:
cloridrato de H-D-fenilalanil-L-pipecolil-L-arginina-4-nitroanilida, 4-toluenosulfonil-glicil-prolil-
Larginina-4-nitroanilida, H-D- ciclohexilglicil-α-aminobutiril-L-arginina-4-nitroanilida, D-
ciclohexilglicil-L-alanilarginina-4-nitroanilida-diacetato. Reconstituir seguindo as instruções do
fabricante.
Tampão de diluição: solução contendo 0,606% (p/v) de trometamina, cloreto de sódio a 1,753% (p/v),
ácido edético a 0,279% (p/v) e albumina bovina ou de albumina humana a 0,1% (p/v). Ajustar, se
necessário, o pH para 8,4 com ácido clorídrico.
PROCEDIMENTO
Solução amostra: diluir a amostra no Tampão de diluição de modo a obter uma solução contendo
0,015 UI de Fator II por mililitro. Preparar, pelo menos, mais três diluições dessa solução em Tampão
de diluição.
Solução padrão: diluir o padrão no Tampão de diluição de modo a obter uma solução contendo 0,015
UI de Fator II por mililitro. Preparar, pelo menos, mais três diluições dessa solução no Tampão de
diluição. Colocar as soluções contidas nas placas de microtitulação em banho-maria a 37 °C,
imediatamente antes do ensaio. Se a determinação é realizada em tubos, ajustar os volumes de modo
a manter as proporções na mistura. Introduzir 25 μL das diferentes diluições da Solução amostra e da
Solução padrão, numa série de poços da placa de microtitulação mantida a 37 °C. Transferir para
cada poço 125 μL do Tampão de diluição e 25 μL de Ativador específico do Fator II proveniente do
veneno da víbora e incubar durante exatamente dois minutos. Transferir para cada poço 25 μL de
Substrato cromogênico para o Fator IIa.
Utilizar, por exemplo, tubos de incubação mantidos em banho-maria a 37 °C. Introduzir em cada tubo
0,1 mL de substrato de plasma e 0,1 mL de cada uma das diluições da solução padrão e da amostra.
Transferir para cada tubo 0,1 mL de uma diluição apropriada de cefalina SR ou substituto de plaquetas
e 0,1 mL de uma suspensão de 0,5 g de caolim leve em 100 mL de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) e
deixar em repouso durante cerca de 10 minutos, inclinando os tubos regularmente. Juntar a cada tubo
0,1 mL de solução de cloreto de cálcio a 0,74% (p/v). Com o auxílio de um cronômetro, determine o
tempo de coagulação, isso é, o intervalo de tempo entre o momento da adição do cloreto de cálcio e
a primeira indicação da formação de fibrina que se observa visualmente ou com aparelhos
apropriados. Calcular a atividade utilizando o procedimento estatístico aplicáveis aos ensaios
biológicos.
Para assegurar que não existe contaminação apreciável do substrato de plasma pelo Fator IX, realizar
um ensaio em branco utilizando, em vez da amostra, um volume correspondente de uma mistura de
citrato de sódio a 3,8% (p/v) e tampão de imidazol de pH 7,3 (1:5). O ensaio só é válido se o tempo
de coagulação determinado no ensaio em branco estiver compreendido entre 100 e 200 segundos.
A Unidade Internacional da atividade do Fator VII corresponde à atividade de uma dada quantidade
do padrão internacional que é atualmente constituído por um plasma liofilizado. A correspondência
entre a Unidade Internacional e o Padrão Internacional é estabelecida pela Organização Mundial de
Saúde.
O método da determinação cromogênica comporta duas etapas sucessivas: a ativação do Fator X, sob
a ação do Fator VIIa, numa mistura reativa contendo o Fator Tecidular/fosfolipídeo e o íon cálcio e a
lise enzimática de um substrato cromogênico pelo Fator Xa que liberta um cromóforo quantificável
por espectrofotometria. Em condições apropriadas de doseamento, existe uma relação linear entre a
velocidade de formação do Fator Xa e a concentração do Fator VII. O esquema seguinte resume o
princípio da determinação:
Etapa 1
Fator Tecidular + Ca+2
a) Fator VI Fator VIIa
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 346
Etapa 2
Fator Xa
a) Substrato cromogênico Peptídeo + cromóforo
REAGENTES
PROCEDIMENTO
Preparar as diluições seguintes da solução padrão e da amostra com uma solução tampão isotônica
sem agente de quelação, contendo albumina humana ou bovina a 1,0% (p/v), e de preferência
tamponada para pH 7,3 - 8,0. Fazer de cada uma das duas preparações pelo menos três diluições
separadas independentes, de preferência, em duplicata. As concentrações dessas diluições em Fator
VII são ajustadas de modo que a concentração final seja inferior a 0,005 UI/mL.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 347
Preparar, igualmente, uma solução controle contendo o conjunto dos constituintes da mistura reativa
com exceção do Fator VII.
Todas as diluições são preparadas em tubos de plástico e utilizadas, em no máximo, uma hora.
Etapa 1. A cada uma das diluições, obtidas a partir da solução padrão e da amostra, adicionar um
volume apropriado do reagente de coagulação pré-aquecido (ou de uma mistura dos seus constituintes
separados), homogeneizar e incubar a 37 °C em tubos de plástico ou poços de uma microplaca. A
concentração dos diferentes constituintes durante a formação do Fator Xa é como a especificada em
reagentes. Deixar desenvolver a reação de ativação do Fator X durante um tempo apropriado; o
término da reação acontece, de preferência, antes que a concentração em Fator Xa tenha atingido o
seu nível máximo, a fim de que a curva dose-resposta apresente uma linearidade satisfatória. O tempo
de reação é igualmente escolhido de modo que a condição de linearidade da curva de produção do
Fator Xa em função do tempo seja satisfatória. É geralmente da ordem de dois a cinco minutos, mas
são admissíveis certas variações para possibilitarem melhorar a linearidade da curva dose-resposta.
Etapa 2. Parar a reação de ativação por adição de uma mistura reativa contendo o substrato
cromogênico. A velocidade de lise do substrato, que é proporcional à concentração do Fator Xa é
determinada com o auxílio de um espectrofotômetro pela variação da absorvância num comprimento
de onda apropriado. Pode determinar-se a absorvância, continuamente, o que possibilita calcular a
velocidade inicial de lise do substrato, quer interrompendo a reação de hidrólise ao fim de um tempo
apropriado, baixando o pH com um reagente apropriado tal como o ácido acético a 50% (p/v) ou uma
solução de citrato de sódio M em pH 3,0. Ajustar o tempo de hidrólise de modo que a condição de
linearidade de formação do cromóforo em função do tempo seja satisfatória. Esse tempo é geralmente
da ordem dos 3 a 15 minutos, mas são toleradas certas variações se possibilitarem melhorar a
linearidade da curva dose-resposta. Verifique a validade da titulação e calcule a atividade da
preparação da amostra pelos procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos (8).
O método da determinação cromogênica inclui duas etapas: ativação do Fator X sob ação do veneno
de cobra, seguida de clivagem enzimática de um substrato cromogênico pelo Fator Xa que liberta um
cromóforo quantificável por espectrofotometria. Em condições de doseamento apropriados, existe
uma relação linear entre a atividade do Fator Xa e a clivagem do substrato.
REAGENTES
Ativador específico do Fator X proveniente do veneno da víbora de Russel (VVR): proteína obtida a
partir do veneno da víbora de Russel (Vipera russelli) que ativa, especificamente, o Fator X.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 348
Substrato cromogênico para o Fator Xa: substrato cromogênico específico do Fator Xa tal como:
cloridrato de N-α-benziloxicarbonil-D-arginil-L-glicil-L-arginina- 4-nitroanilida, cloridrato de
Nbenzoil-L-isoleucil-Lglutamil- glicil-L-arginina-4-nitroanilida, metanosulfonil- D-leucil-glicil-L-
arginina-4-nitroanilida, acetato de metoxicarbonil-D-ciclo-hexilalanil-glicil-L-arginina-4-
nitroanilida. Reconstituir seguindo as instruções do fabricante.
Tampão de diluição: solução contendo trometamina a 0,37% (p/v), cloreto de sódio a 1,8% (p/v),
imidazol a 0,21% (p/v), brometo de hexadimetrina a 0,002% (p/v) e albumina bovina, ou de albumina
humana a 0,1% (p/v). Se necessário, ajustar para pH 8,4 com ácido clorídrico.
PROCEDIMENTO
Solução amostra: diluir a amostra no Tampão de diluição de modo a obter uma solução contendo
0,18 UI do Fator X por mililitro. Preparar, pelo menos, mais três diluições dessa solução no Tampão
de diluição.
Solução padrão: diluir a preparação padrão no Tampão de diluição de modo a obter uma solução
contendo 0,18 UI do Fator X por mililitro. Preparar, pelo menos, mais três diluições dessa solução no
Tampão de diluição. Imediatamente antes do ensaio, colocar todas as soluções em banho-maria a 37
°C.
Transferir 12,5 μL das diferentes diluições da Solução amostra ou da Solução padrão para uma série
de poços de uma placa de microtitulação mantida a 37 °C. Adicionar em cada poço 25 μL de VVR.
Incubar durante exatamente 90 segundos. Adicionar a cada poço, 150 μL Substrato cromogênico para
o Fator Xa, diluído seis vezes no Tampão de diluição. Proceder à leitura da variação de absorvância
em 405 nm (5.2.14) e continuar durante três minutos de modo a obter a velocidade média de variação
da absorvância. Se não for possível uma leitura continua, determinar a absorvância em 405 nm com
intervalos consecutivos padronizados, por exemplo, de 40 em 40 segundos. Construir o gráfico linear
dos valores de absorvância em função do tempo e calcular a velocidade média de variação da
absorvância. A partir dos valores individuais encontrados para cada diluição do padrão e da amostra,
calcular a atividade da amostra e verificar a validade da aferição pelos métodos estatísticos habituais.
Etapa 1
Fator VIII ativado
Fator X Fator Xa
Fator IXa, fosfolipídio, Ca2+
Etapa 2
Fator Xa
substrato cromogênico peptídeo + cromóforo
As duas etapas utilizam reagentes que podem ser obtidos comercialmente. Embora a composição
desses reagentes possa estar sujeita a alguma variação, suas características essenciais são descritas
nas presentes especificações. Podem ser permitidos desvios em relação a tais especificações desde
que seja demonstrado, mediante o uso do Padrão Internacional, que os resultados obtidos não diferem
significativamente. As embalagens comerciais são utilizadas de acordo com as instruções do
fabricante; é importante assegurar que a embalagem escolhida é adequada.
Os conjuntos usados devem ser devidamente validados, podendo ser utilizado nesse caso, a
verificação do tempo de geração do Fator Xa, a fim de determinar o tempo necessário para alcançar
50% de formação máxima de Fator Xa.
REAGENTES
PROCEDIMENTO
Deve ser reconstituído todo conteúdo de uma ampola da Solução padrão e da Solução amostra
adicionando a quantidade de água e usar imediatamente. Adicionar quantidades de pré-diluentes
necessários para obter soluções entre 0,5 a 2,0 UI/mL. O pré-diluente é constituído por plasma
proveniente de um doador portador grave da hemofilia A, ou de um reagente preparado
artificialmente, dando resultados equivalentes aos obtidos com plasma hemofílico e com as mesmas
preparações padrão e amostra. As soluções pré-diluídas devem apresentar boa estabilidade para além
do tempo necessário à determinação de, pelo menos, 30 minutos a 20 °C, e devem ser utilizadas
dentro de 15 minutos. Realizar as diluições seguintes da preparação padrão e da amostra por meio de
uma solução tampão isotônica sem agente de quelação, e contendo 1,0% de albumina humana ou
bovina; a solução pode conter, por exemplo, trometamina ou imidazol e é de preferência tamponada
(pH 7,3 a 8,0). Preparar, no mínimo, três diluições adicionais independentes, de preferência em
duplicata. As soluções devem ser preparadas de modo que a concentração final em Fator VIII, fora
da etapa de formação do Fator Xa, seja inferior a 0,03 UI/mL e de preferência a 0,01 UI/mL. Preparar
um padrão contendo o conjunto dos constituintes da mistura reativa, com exceção do Fator VIII.
Preparar as diluições em tubos plásticos e usar imediatamente.
Etapa 1. A cada uma das diluições pré-aquecidas, obtidas a partir da preparação padrão e da amostra,
juntar um volume apropriado do reagente de coagulação pré-aquecido (ou de uma mistura dos seus
constituintes separados), homogeneizar e incubar a 37 °C em tubos plásticos ou poço de uma micro-
placa. Deixar correr a reação de ativação do Fator X durante tempo apropriado; o fim da reação
acontece de preferência antes que a concentração em Fator X tenha atingido o seu nível máximo, a
fim de que a curva dose resposta apresente uma linearidade satisfatória. O tempo de reação é
igualmente escolhido de modo que a condição de linearidade da curva de produção do Fator Xa em
função do tempo seja satisfatória. E geralmente da ordem de dois a cinco minutos não sendo
admissíveis certas variações que possibilitem melhorar a linearidade da curva dose resposta.
Etapa 2. Interromper a reação de ativação por adição de uma mistura reativa contendo o substrato
cromogênico. A velocidade de clivagem do substrato, que é proporcional a concentração do Fator Xa,
é determinada num espectrofotômetro, pela variação da absorvância num comprimento de onda
apropriado. Determinar a absorvância, continuadamente, de modo a possibilitar o cálculo da
velocidade inicial de clivagem do substrato, quer interrompendo a reação de hidrolise ao fim de um
tempo apropriado baixando o pH, com um reagente apropriado tal como o ácido acético (50% v/v de
C2H4O2) ou tampão citrato M pH 3,0. Ajustar o tempo de hidrólise de modo que a condição de
linearidade da formação do cromóforo em função do tempo seja satisfatória. Esse tempo é geralmente
da ordem dos 3 a 15 minutos, sendo toleradas certas variações, desde que possibilitam o
melhoramento da linearidade da curva dose resposta. Verificar a validade do ensaio e calcular a
atividade da amostra por procedimentos estatísticos aplicados aos ensaios biológicos.
como substituto de plaquetas. Deixe em repouso durante 60 segundos e junte a cada tubo 0,1 mL de
uma das diluições e para o tubo de ensaio em branco 0,1 mL da solução tampão.
Transfira, imediatamente, para cada tubo 0,1 mL de uma solução de cloreto de cálcio a 0,37% (p/v),
previamente aquecida a 37 °C, e determine o intervalo de tempo entre a adição da solução de cloreto
de cálcio e a formação do coágulo, essa determinação é realizada nos 30 minutos que se seguem à
primeira diluição. O ensaio só é válido se o tempo de coagulação do ensaio em branco for de 200 a
350 segundos.
As técnicas de amplificação de ácidos nucleicos foram estabelecidas com base em dois princípios
diferentes:
Em linhas gerais, o método PCR é descrito como a técnica de referência. Podem ser utilizados
métodos alternativos, desde que satisfaçam os requisitos da qualidade e sejam devidamente validados.
CAMPO DE APLICAÇÃO
PRINCÍPIO DO MÉTODO
sequências complementares, no DNA a ser amplificado. Nesse caso, a atividade dos iniciadores
possibilita que seja completada a cadeia simples do DNA, dando lugar a sequências curtas,
biquaternárias que rodeiam o fragmento do DNA a ser amplificado; servindo assim como ponto de
partida da síntese do DNA. Salientando-se que tal processo é realizado mediante a ação de uma DNA
polimerase termoestável.
Os ciclos repetidos de desnaturação pelo calor, a hibridização dos iniciadores e a síntese de DNA dão
lugar a uma amplificação exponencial do fragmento de DNA então delimitado pelos iniciadores. O
produto específico da reação de PCR, conhecido como amplicon, pode ser detectado por meio de uma
variedade de métodos de especificidade e sensibilidade apropriadas. O ensaio de PCR Multiplex usa
vários pares de iniciadores, destinados à amplificação simultânea para diferentes alvos de uma reação.
Devido à grande sensibilidade da PCR, as amostras devem ser protegidas da incidência de luz e de
qualquer contaminação externa. A amostragem, conservação e transporte do material a ser analisado
devem ser desenvolvidos em condições que possibilitam reduzir ao mínimo os riscos de degradação
da sequência a ser amplificada. No caso das sequências de RNA marcado, devem ser tomadas
precauções especiais já que o RNA é muito sensível à degradação por ribonucleases, como também,
a alguns aditivos (anticoagulantes e conservantes) que podem interferir nos ensaios.
PROCEDIMENTO
O risco de contaminação requer a existência de áreas restritas, segundo a natureza dos materiais e
tecnologia utilizados. Os pontos a serem considerados incluem: a movimentação de pessoal, o fluxo
de trabalho, a movimentação de materiais, sistemas de ventilação e os procedimentos de
descontaminação.
O preparo das amostras consiste na extração ou na liberação da sequência alvo a ser amplificada a
partir do material a examinar. O método utilizado para tal fim deve ser eficaz, ter reprodutibilidade e
compatibilidade com a realização da amplificação nas condições de reação selecionadas. Pode ser
utilizada uma variedade de métodos físico-químicos para extração e/ou de enriquecimento.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 353
Possíveis aditivos no material em análise podem interferir no método PCR. Devem ser utilizados os
procedimentos descritos no item de Controle Interno, com objetivo de verificar a ausência de fatores
de inibição no material a ser examinado.
Quanto aos modelos de RNA, devem ser tomadas precauções para que haja ausência de atividade do
tipo ribonuclease.
Amplificação
A amplificação de uma sequência alvo pela técnica de PCR requer, no mínimo, um par de iniciadores,
os quatro tipos de desoxinucleotídeos trifosfato (dNTPs), íons de magnésio (MgCl2), e uma DNA
polimerase termoestável para síntese do DNA.
A amplificação da sequência alvo por PCR é conduzida sob condições cíclicas definidas: perfil de
temperatura para desnaturação da dupla-hélice de DNA; anelamento e extensão dos iniciadores e
tempos de incubação em temperaturas selecionadas dentro de uma faixa de variação.
Detecção
A sequência amplificada gerada pode ser identificada: pelo seu tamanho, pela sua sequência, por
modificação química ou pela combinação desses parâmetros. A detecção e caracterização por meio
do tamanho pode ser realizada por eletroforese em gel (utilizando placas de gel de agarose, ou de gel
de poliacrilamida, ou por eletroforese capilar), ou ainda por cromatografia de coluna (por exemplo,
HPLC – High performance liquid chromatography)). A detecção e caracterização mediante a
composição da sequência pode ser realizada por hibridização específica com sondas complementares
da sequência alvo ou por fragmentação do material amplificado mediante uma enzima de restrição
nos sítios específicos da sequência a ser amplificada. A caracterização por meio da modificação
química pode ser realizada por incorporação de um fluoróforo nas sequências marcadas e posterior
excitação e detecção da fluoresceína. Podem ser, também, utilizadas sondas marcadas que
possibilitam uma detecção posterior radioisotópica ou imunoenzimática.
GARANTIA DA QUALIDADE
O programa de validação deve incluir os equipamentos e o método PCR utilizado. Como referências
devem ser utilizadas as recomendações do ICH (The International Conference on Harmonisation of
Technical Requirements for Registration of Pharmaceuticals for Human Use: Q2B, Validação do
Método Analítico), ou referência alternativa equivalente.
A validação deve incluir a determinação do limiar de resposta positiva, ou seja, o número mínimo de
sequências marcadas por unidade de volume que se podem detectar em pelo menos 95% dos ensaios.
Esse valor depende de vários fatores inter-relacionados, como: o volume da amostra submetida à
extração e da eficácia do método de extração; da transcrição do RNA marcado em DNA
complementar; do procedimento de amplificação e do sistema de detecção. Para definir o limite de
detecção do sistema utilizado, convém considerar o limiar de resposta positiva para cada sequência a
ser amplificada e as características de funcionamento do ensaio com os respectivos limites máximos
e mínimos da resposta positiva.
Todos os reagentes cruciais usados na metodologia posta em prática devem ser objeto de controle
antes de seu uso em rotina. A aceitação/rejeição deve ser baseada em critérios de qualidade pré-
definidos. Os iniciadores constituem um dos componentes essenciais do método PCR exigindo assim,
atenção particular quanto a sua concepção; pureza e validação de seu uso no ensaio. Cada novo lote
de iniciadores deve ser controlado quanto à especificidade; eficácia da amplificação e ausência de
impurezas inibidoras. Os iniciadores podem ser modificados (por exemplo, por conjugação com um
fluoróforo, ou um antígeno) de forma a possibilitar a utilização de um método específico de detecção
da sequência alvo a ser amplificada; desde que aquelas modificações não inibam a precisão e a
eficácia da amplificação da sequência alvo.
CONTROLES DO ENSAIO
Controles externos
Para detectar eventuais contaminações e assegurar a sensibilidade adequada, convém incluir em todos
os ensaios de PCR os seguintes controles externos:
- um controle positivo com um número definido de cópias da sequência alvo, sendo esse número
determinado, especificamente, para cada sistema de ensaio e expresso como um múltiplo do limiar
de resposta positiva do sistema em questão;
- um controle negativo constituído por uma amostra de matriz que demonstrou estar isenta de
sequências alvo.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 355
Controle interno
O controle interno é formado por sequências nucleotídicas definidas contendo os locais de ligação do
iniciador. O controle interno deve ser amplificado com eficácia definida e os produtos devem ser
claramente discerníveis. Esse controle interno deve pertencer ao mesmo tipo de ácido nucleico
(DNA/RNA) da amostra. O controle interno é preferencialmente adicionado à amostra antes do
isolamento do ácido nucleico e, portanto, age como um controle global (extração, transcrição reversa,
amplificação e detecção).
Nesse documento está definida a técnica analítica como o conjunto de operações realizadas após
extração do ácido nucleico, seguido de detecção dos produtos amplificados. Salientando-se que em
casos de uso de conjuntos comerciais, como parte do procedimento analítico completo, as
considerações de validação documentadas já realizadas pelo fabricante podem substituir a validação
pelo operador. Entretanto, o desempenho do conjunto comercializado com respeito ao uso ao qual se
destina tem de ser demonstrado pelo usuário (ex: limite de detecção, robustez e contaminação
cruzada).
ESPECIFICIDADE
Na concepção dos iniciadores e das sondas, um dos aspectos a ser considerado é a sua especificidade
na detecção do RNA do HCV; para esse fato é conveniente comparar as sequências alvo com as
sequências publicadas em bancos de dados. Para o HCV, os iniciadores e sondas são, normalmente,
escolhidos a partir das áreas da região 5´ não codificante (5´NCR) do genoma do HCV, composta por
341 nucleotídeos, que são as mais conservadas entre os diferentes isolados do HCV.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 356
O produto amplificado deve ser identificado, inequivocamente, pelo uso de métodos como:
amplificação com iniciadores entrelaçados, análise de enzimas de restrição, sequenciamento, ou
hibridização com sonda específica.
Para validação da especificidade da técnica analítica, é conveniente testar, no mínimo, 100 misturas
de plasma negativo para o RNA do HCV, e todos os resultados obtidos serem negativos. A
Organização Mundial de Saúde (OMS) dispõe de amostras apropriadas de plasmas não reativos.
Tem sido sugerido que o padrão de distribuição dos genótipos do HCV no Brasil é semelhante ao
encontrado em muitos países europeus, com a prevalência dos tipos 1 e 3. Observa-se um
comportamento epidemiológico típico de uma propagação exponencial nos últimos anos,
provavelmente em decorrência de transfusões sanguíneas. Nesse contexto, os genótipos 1 e 3 devem
ser detectados em níveis apropriados.
LIMITE DE DETECÇÃO
O limite de detecção de uma técnica individual é a menor quantidade de ácido nucleico que pode ser
detectada, mas, não, necessariamente, quantificada, com um valor exato na amostra.
O processo de amplificação utilizado para a detecção do RNA do HCV nas misturas de plasmas
fornece, geralmente, resultados qualitativos. O número de resultados possíveis limita-se a duas
respostas: positivo ou negativo. Embora seja recomendada a determinação do limite de detecção, por
razões práticas, é determinado o limiar da resposta positiva para as técnicas de amplificação do ácido
nucleico. O limiar da resposta positiva é o número mínimo de sequências alvo por unidade de volume
que pode ser detectado em 95% dos ensaios. Esse limiar da resposta positiva é influenciado pela
distribuição dos genomas virais nas amostras individuais ensaiadas e por fatores tais como a eficácia
da enzima, que podem levar a diferenças de 95% nos limiares da resposta positiva obtidos nas análises
individuais.
Para determinar o limiar de resposta positiva, é indispensável executar a técnica em dias diferentes
com uma série de diluições de um reagente de trabalho ou do vírus da Hepatite C (padrão biológico
de referência), calibrado por comparação com o Padrão Internacional do HCV 96/790 OMS, a fim de
avaliar entre os vários ensaios. São testadas, no mínimo, três séries de diluições separadas com um
número suficiente de replicações de cada diluição de modo a obter um número total de 24 resultados
por diluição e possibilitar, assim, a análise estatística dos resultados.
Por exemplo, num laboratório testa-se três séries de diluições com oito replicações para cada diluição
em dias diferentes; quatro séries de diluição com seis replicações para cada diluição em dias
diferentes, ou seis séries de diluições com quatro replicações para cada diluição em dias diferentes.
Para que o número de diluições utilizadas se mantenha igual, é indispensável efetuar um ensaio
preliminar (como, por exemplo, diluições logarítmicas na amostra da mistura de plasma para obter
um valor preliminar do limiar de resposta positiva, ou seja, a maior diluição em que ocorre um sinal
positivo).
A distribuição das diluições pode então ser realizada com base nesse valor preliminar pré-calculado
(utilizando, por exemplo, um fator de diluição de 0,5 log), ou inferior a uma mistura de plasma
negativo como matriz de diluição. O teor em RNA do HCV que pode ser detectado é de 95% nos
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 357
ensaios e pode ser calculado utilizando um método estatístico apropriado. Esses resultados, também,
servem para demonstrar a variação interna do ensaio e a variação nos vários dias do método analítico.
ROBUSTEZ
Podem surgir problemas com a robustez no caso de métodos em que se usam, em sua fase inicial, a
ultracentrifugação previamente à extração do RNA viral. Por conseguinte, para testar a robustez
desses métodos. São ensaiadas, no mínimo, vinte misturas de plasma contendo concentrações
variadas de RNA do HCV, mas isentas de anticorpos específicos do HCV. Todos os resultados
obtidos são positivos.
GARANTIA DA QUALIDADE
Os métodos de ensaios biológicos tais como a técnica de amplificação dos ácidos nucleicos, podem
apresentar problemas específicos que interferem na validação e interpretação dos resultados.
Qualificação técnica: para cada elemento crítico do equipamento utilizado é criada uma instalação
apropriada e um programa de qualificação operacional. Depois de qualquer modificação de um
equipamento crítico (por exemplo, os termocicladores) é indispensável reconfirmar a aceitabilidade
da técnica procedendo em paralelo o exame de oito amostras de uma mistura de plasma ao qual se
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 358
adicionou uma concentração tripla de RNA do HCV daquela que corresponde ao limiar de resposta
positiva previamente determinada; todos os resultados obtidos são positivos.
REAGENTES
Tampão A
Trometamina 6,055 g
Cloreto de sódio 1,170 g
Brometo de hexadimetrina 50 mg
Azida sódica 0,100 g
Solubilizar os reagentes em água, ajustar o pH para 8,0 com ácido clorídrico 2 M e completar a 1000
mL com água.
Tampão B
Trometamina 6,055 g
Cloreto de sódio 8,770 g
Solubilizar os reagentes em água, ajustar o pH para 8,0 com ácido clorídrico 2 M e completar a 1000
mL com água.
O sangue ou o plasma usado na preparação da pré-calicreína deve ser colhido e manipulado apenas
em materiais de plástico ou de vidro siliconado de modo a evitar a ativação da pré-calicreína resultante
da coagulação. Homogeneizar nove volumes de sangue humano com um volume de solução
anticoagulante (ACD, CPD ou uma solução de citrato de sódio a 38 g/L) adicionada de 1 mg por
mililitro de brometo de hexadimetrina. Centrifugar a 3600 g durante cinco minutos. Separar o plasma
e centrifugar a 6000 g durante 20 minutos para separar as plaquetas. Separar o plasma pobre em
plaquetas e proceder à diálise contra 10 volumes de Tampão A durante 20 horas. Após a diálise,
depositar o plasma numa coluna de cromatografia contendo duas vezes o seu volume de agarose-
DEAE para cromatografia de troca iônica previamente equilibrada com Tampão A. Proceder a eluição
com Tampão A (débito de 20 mL/cm2/hora). Recolher o eluato por frações e registrar a absorvância
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 359
em 280 nm (5.2.14). Reunir as frações que contêm o primeiro pico de proteínas de modo a obter um
volume de cerca de, 1,2 vezes o do plasma pobre em plaquetas.
Para verificar que o substrato não apresenta calicreína ativa, homogeneizar um volume com 20
volumes de solução de substrato cromogênico que será utilizado no doseamento, previamente
aquecido a 37 °C, e manter a mistura a 37 °C durante dois minutos. O substrato é apropriado se a
absorvância não aumentar mais de 0,001 por minuto. Adicionar à solução de substrato 7 g por litro
de cloreto de sódio e filtrar por membrana (0,45 μm). Congelar o filtrado após particioná-lo em
alíquotas e conservar a -25 °C; pode-se, também, liofilizar o filtrado antes da conservação. Realizar
as operações compreendidas entre a cromatografia e a congelação das alíquotas no mesmo dia.
TITULAÇÃO
PROCEDIMENTO
Para a amostra e para o padrão preparar com tampão de tris-EDTA ASB de pH 8,4 contendo 15 UI
de heparina por mililitro, duas séries independentes de três ou quatro diluições compreendidas entre
1/75 e 1/200 a partir de 1 UI/mL. Aquecer a 37 °C durante um a dois minutos 200 μL de cada diluição.
Adicionar a cada diluição 200 μL de uma solução de trombina bovina contendo 2 UI/mL em tampão
de tris- EDTA ASB de pH 8,4. Homogeneizar e manter a 37 °C durante, exatamente, um minuto.
Adicionar 500 μL de um substrato cromogênico apropriado (por exemplo, D-fenilalanil-L-pipecolil-
L-arginina-4-nitroanilida; solubilizar esse substrato em água para obter uma solução contendo 4
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 360
mmol/L e diluir com tampão de tris-EDTA ASB de pH 8,4 sem albumina até uma concentração
apropriada para o ensaio de titulação). Determinar, imediatamente, a absorvância em 405 nm (5.2.14)
por pelo menos 30 segundos. Calcular a variação da absorvância (ΔA/minuto). Pode-se utilizar
igualmente uma titulação de ponto final parando a reação com ácido acético e determinando a
absorvância em 405 nm. A variação da absorvância (ΔA/minuto) é inversamente proporcional à
atividade da antitrombina III humana. Verificar a validade do ensaio e calcular a atividade da amostra
pelos procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos.
REAGENTES
Solução mãe de magnésio e de cálcio. Pesar 1,103 g de cloreto de cálcio e 5,083 g de cloreto de
magnésio, solubilizar em água e completar 25 mL com o mesmo solvente.
Solução mãe de tampão de barbital. Pesar 207,5 g de cloreto de sódio e 25,48 g de barbital sódico,
solubilizar em 4000 mL de água e ajustar o pH para 7,3 com ácido clorídrico M. Adicionar 12,5 mL
de Solução mãe de magnésio e de cálcio e completar 5000 mL com água. Filtrar por membrana (0,22
μm) e conservar a 4 °C em recipiente de vidro.
Solução de gelatina. Pesar 12,5 g de gelatina, solubilizar em cerca de 800 mL de água e aquecer a
ebulição em banho-maria. Resfriar até 20 °C e completar a 10 litros com água. Filtrar por membrana
(0,22 μm) e conservar a 4 °C. Utilizar a solução apenas se estiver límpida sem fracionar.
Solução citratada. Pesar 8 g de citrato de sódio, 4,2 g de cloreto de sódio e 20,5 g de glicose e
solubilizar em 750 mL de água. Ajustar a pH para 6,1 com solução de ácido cítrico a 10% (p/v) e
completar 1000 mL com água.
Hemolisina. Soro anti-hemácia de carneiro, preparada em coelho. Tais soros podem ser obtidos,
comercialmente, em diversos fornecedores.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 361
Complemento de cobaia. Homogeneizar os soros obtidos a partir de, no mímino, 10 cobaias. Separar
o soro do sangue coagulado por centrifugação a uma temperatura cerca de 4 °C. Conservar o soro,
em pequenas porções, a uma temperatura inferior a -70 °C.
PROCEDIMENTO
𝑉𝑖 x 𝐴
V𝑓 =
0,62
em que
Vf = volume final;
Vi = volume inicial;
A = absorvância determinada em 541 nm para a suspensão original.
Uma vez ajustada a concentração celular, a suspensão contém cerca de 1 x 109 células por mililitro.
Titulação de hemolisina
Transferir 1 mL da suspensão a 5,0% de hemácias de carneiro para cada um dos tubos da série de
diluições de hemolisina a partir da diluição a 1/75 e homogeneizar. Incubar a 37 °C durante 30
minutos. Transferir 0,2 mL de cada mistura incubada de diluição de hemolisina para novos tubos e
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 362
Preparar três tubos controle de células não hemolisadas transferindo para cada um deles 1,4 mL de
Tampão gelatina-barbital e 0,1 mL da suspensão de hemácias de carneiro a 5,0%.
Preparar três tubos controle de células totalmente hemolisadas transferindo para cada um deles 1,4
mL de água e 0,1 mL da suspensão de eritrócitos de carneiro a 5,0%.
Incubar todos os tubos a 37 °C durante 60 minutos e centrifugar a 1000 g durante cinco minutos.
Determinar a absorvância (5.2.14) dos sobrenadantes em 541 nm e calcular a porcentagem de
hemólise ocorrida em cada tubo, usando a fórmula:
𝐴𝑎 − 𝐴1
× 100
𝐴𝑏 − 𝐴1
em que
Aa = absorvância dos tubos contendo a diluição de hemolisina,
Ab = absorvância média dos três tubos com hemólise total,
A1 = absorvância média dos três tubos controle sem hemólise.
Construir um gráfico contendo as porcentagens de hemólises no eixo das ordenadas e os inversos das
diluições de hemolisina no eixo das abscissas. Determinar a diluição ótima de hemolisina a partir do
gráfico, escolhendo uma diluição tal que um aumento da quantidade de hemolisina não produza uma
variação apreciável no grau de hemólise. Essa diluição se considera como contendo 1 unidade de
hemólise mínima (1 UHM) em 1,0 mL. Para a preparação das hemácias de carneiro sensibilizadas, a
diluição de hemolisina correspondente à hemólise ótima contém 2 UHM por mililitro.
Titulação do complemento
Preparar uma diluição apropriada de complemento (por exemplo, 1:250) utilizando a Tampão de
gelatina-barbital e realizar a titulação, em duplicata, de acordo com as informações registradas na
Tabela 2.
A cada tubo, adicionar 0,2 mL de eritrócitos de carneiro sensibilizados, homogeneizar bem e incubar
todos os tubos a 37 °C durante 60 minutos. Resfriar os tubos em água com gelo e centrifugar a 1000
g durante cinco minutos. Determinar a absorvância dos sobrenadantes em 541 nm e calcular o grau
de hemólise (Y), usando a fórmula:
𝐴𝑐 − 𝐴1
× 100
𝐴𝑏 − 𝐴1
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 363
em que
Ac = absorvância dos tubos 1 a 12;
Ab = absorvância média dos tubos com 100% de hemólise;
A1 = absorvância média dos tubos com 0% de hemólise.
A partir dos pontos, traçar a reta ideal e determinar a ordenada da dose hemolítica a 50% do
complemento no ponto onde Y/(1–Y) = 1,0. Calcular a atividade em termos de unidades hemolíticas
(CH50/mL) de acordo com a fórmula:
𝐶𝑑
×5
𝐶𝑎
em que
Cd = valor inverso da diluição de complemento,
Ca = volume em mililitros de complemento diluído que produz 50$ de hemólise,
5 = Fator de escala para ter em conta o número de eritrócitos.
O ensaio só é válido se, entre 15 e 85% de hemólise, a curva obtida for uma reta cuja inclinação se
situe entre 0,15 e 0,40, de preferência, entre 0,18 e 0,30.
Diluir o complemento de cobaia titulada com a Tampão de gelatina-barbital de modo a obter 100
CH50/mL. Se necessário, ajustar a amostra para pH 7,0. Para uma imunoglobulina contendo 50
mg/mL, preparar as misturas de incubação (Tabela 3).
𝑎−𝑏
× 100
𝑎
em que
a = atividade complementar média (CH50/mL) dos controles,
b = atividade complementar (CH50/mL) da amostra.
As proteínas em solução absorvem a luz ultravioleta no comprimento de onda de 280 nm, devido à
presença na sua estrutura de aminoácidos aromáticos (especialmente tirosina e triptofano),
propriedade que pode ser utilizada para o doseamento de proteínas. O uso de um tampão como líquido
de compensação pode remediar a interferência produzida no caso de o tampão utilizado para
dissolução da proteína possuir absorvância elevada, o que poderia comprometer os resultados. Em
baixas concentrações, a proteína adsorvida sobre a curva pode provocar uma diminuição significativa
do teor proteico da solução. É possível prevenir esse fenômeno preparando amostras de teor elevado
ou utilizando um detergente não iônico durante a preparação.
Solução amostra. Solubilizar uma quantidade apropriada da amostra no tampão escolhido de modo a
obter uma solução cuja concentração proteica se situe entre 0,2 mg/mL e 2 mg/mL.
Difusão da luz. A difusão da luz pela amostra pode afetar a exatidão do doseamento das proteínas. Se
as proteínas em solução formam partículas cujo tamanho é da mesma ordem de grandeza do
comprimento de onda do feixe de medida (250 - 300 nm), a difusão do feixe luminoso traduzse por
um aumento da absorvância aparente da amostra. Para calcular a contribuição desse efeito de difusão
na absorvância lida em 280 nm, determinar a absorvância da solução da amostra em vários
comprimentos de onda (320 nm, 325 nm, 330 nm, 335 nm, 340 nm, 345 nm e 350 nm). Construir um
gráfico do logaritmo da absorvância lida em função do logaritmo do respectivo comprimento de onda
e determinar, por análise de regressão linear, a curva de calibração que melhor se ajuste aos diferentes
pontos inscritos no gráfico.
Determinar por extrapolação o logaritmo da absorvância em 280 nm. A absorvância devido ao efeito
de difusão é o antilogaritmo desse valor. Corrigir os valores observados subtraindo-se a absorvância
total em 280 nm da absorvância devido ao efeito de difusão para obter o valor da absorvância devido
à proteína em solução. É possível realizar uma filtração usando um filtro de 0,2 μ que não absorva as
proteínas, ou uma clarificação por centrifugação, a fim de que sejam reduzidos os efeitos da difusão
da luz em caso de solução.
Cálculos. Utilizar os valores corrigidos para os cálculos. Calcular o teor em proteína da solução da
amostra (Cu), usando a expressão:
𝐴𝑢
𝐶𝑢 = 𝐶𝑠 ( )
𝐴𝑠
em que
CS = teor em proteína da solução padrão;
Au = valor da absorvância corrigida da solução da amostra;
AS = valor da absorvância corrigida da solução padrão.
MÉTODO 2
Esse método foi concebido com base na propriedade que as proteínas possuem de reduzir ácidos
fosfomolibdêniotungstênico contidos no reagente fosfomolibdênio e tungstênio; essa reação é
cromogênica e traduz-se pela existência de um pico de absorção em 750 nm.
Utilizar a água destilada para a preparação de todos os tampões e reagentes utilizados nesse método.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 366
Solução amostra. Solubilizar uma quantidade apropriada da amostra no tampão especificado de modo
a obter uma concentração compreendida no intervalo abrangido pela curva de calibração. O pH de
uma solução preparada com um tampão apropriado está compreendido entre 10,0 e 10,5.
Solução em branco. Utilizar o mesmo tampão que foi utilizado para preparar a Solução amostra e as
Soluções padrão.
Reagente de sulfato de cobre. Pesar 100 mg de sulfato de cobre e 0,2 g de tartarato de sódio,
solubilizar em água destilada e completar 50 mL com o mesmo diluente. Pesar 10 g de carbonato de
sódio anidro, solubilizar em água destilada e completar 50 mL com o mesmo diluente. Verter,
lentamente, a solução de carbonato de sódio na solução de sulfato de cobre, homogeneizando sempre.
Essa solução é utilizada nas 24 horas que se seguem à sua preparação.
Reagente alcalino de cobre. Preparar uma mistura de um volume de Reagente de sulfato de cobre,
dois volumes de laurilsulfato de sódio a 5,0% (p/v) com um volume de hidróxido de sódio a 3,2%
(p/v). Conservar essa mistura à temperatura ambiente. A mistura é utilizada nas duas semanas que
seguem à sua preparação.
Determinar a absorvância (5.2.14) das soluções em 750 nm, utilizando a solução em branco para
ajuste do zero.
Cálculos. A relação entre a absorvância e o teor em proteína não é linear; entretanto, se o intervalo
de concentração abrangido pela curva de calibração for suficientemente estreito, a curva obtida será
sensivelmente linear. Construir um gráfico da absorvância das soluções padrão em função do teor em
proteína dessas soluções e determinar a curva de calibração por análise de regressão linear. A partir
da curva de calibração e da absorvância da solução da amostra, determinar o teor em proteína da
solução amostra.
MÉTODO 3
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 367
Esse método foi baseado na propriedade que as proteínas possuem de deslocar de 470 nm para 595
nm o máximo de absorção do azul ácido 90 quando se ligam ao corante. O corante azul ácido 90
apresenta uma afinidade marcada para os resíduos de arginina e de lisina na proteína o que pode
provocar variações da resposta ao doseamento de diferentes proteínas. A proteína utilizada como
substância de referência deve, portanto, ser a mesma que a proteína a ser dosada. Existem,
relativamente, poucas substâncias interferentes, mas é preferível evitar os detergentes e os analitos na
amostra a dosar. Amostras muito alcalinas podem provocar interferências com o reagente ácido.
Utilizar a água destilada para a preparação de todos os tampões e reagentes a serem usados nesse
método.
Solução amostra. Pesar uma quantidade apropriada da amostra e solubilizar no tampão indicado de
modo a obter uma concentração compreendida no intervalo coberto pela curva de calibração.
Solução em branco. Utilizar o mesmo tampão que foi utilizado para preparar a solução da amostra e
as soluções padrão.
Reagente azul ácido 90. Pesar 0,10 g de azul ácido 90 e solubilizar em 50 mL de álcool etílico.
Adicionar 100 mL de ácido fosfórico, completar 1000 mL com água destilada e homogeneizar. Filtrar
a solução e conservá-la a temperatura ambiente em frasco de vidro âmbar. Produz-se uma lenta
precipitação do corante durante a armazenagem. O precipitado é eliminado por filtração antes de se
utilizar o reagente.
Cálculos. A relação entre a absorvância e o teor em proteína não é linear. Entretanto, se o intervalo
de concentração coberto pela curva de calibração for suficientemente estreito, a curva obtida será
sensivelmente linear. Construir um gráfico da absorvância das Soluções padrão em função do teor
em proteína dessas soluções e determinar a curva de calibração por análise de regressão linear. A
partir da curva de calibração e da absorvância da Solução amostra determinar o teor em proteína da
Solução amostra.
MÉTODO 4
Esse método, também, conhecido como método do ácido bicinconínico (BCA), foi elaborado com
base na propriedade que as proteínas possuem de reduzir o íon cúprico (Cu2+) a íon cuproso (Cu+). O
reagente de ácido bicinconínico serve para detectar os íons cuprosos. Existem poucas substâncias
interferentes. Se existirem substâncias interferentes, é possível minimizar os seus efeitos por diluição,
desde que o teor em proteínas a dosar se mantenha suficientemente elevado para possibilitar uma
determinação exata. A técnica de precipitação das proteínas descrita no Método 2 pode ser utilizada
para eliminar as substâncias interferentes. A intensidade da coloração obtida pela reação com o
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 368
reagente pode variar de um tipo de proteína para outro e, por isso, a proteína a dosar e a proteína de
referência são as mesmas.
Utilizar a água destilada no preparo dos tampões e reagentes a serem usados nesse método.
Solução amostra. Pesar uma quantidade apropriada da amostra e solubilizar no tampão indicado, de
modo a obter uma concentração compreendida no intervalo da concentração das Soluções padrão.
Solução em branco. Utilizar o mesmo tampão que foi utilizado para preparar a Solução da amostra e
as Soluções padrão.
Cálculos. A relação entre a absorvância e o teor em proteína não é linear. Entretanto, se o intervalo
de concentração coberto pela curva de calibração for suficientemente estreito, a curva obtida será
sensivelmente linear. Registrar num gráfico a absorvância das soluções padrão em função do teor em
proteína dessas soluções e determinar a curva de calibração por análise de regressão linear. A partir
da curva de calibração e da absorvância da solução da amostra determine o teor em proteína da
solução da amostra.
MÉTODO 5
Esse método, também, conhecido como método do biureto, elaborado com base na propriedade que
as proteínas possuem de interagir com o íon cúprico (Cu2+), em meio alcalino, dando um produto de
reação que apresenta absorvância em 545 nm. A utilização desse método possibilita obter um desvio
mínimo entre amostras equivalentes de lgG e de albumina. Pelo contrário, a adição simultânea de
hidróxido de sódio e do reagente de biureto (na forma de mistura), uma homogeneização insuficiente
após a adição do hidróxido de sódio ou um intervalo de tempo muito longo entre a adição do hidróxido
de sódio e do reagente de biureto conduz à obtenção de uma resposta mais elevada com amostras de
lgG do que com amostras de albumina. O tratamento com ácido tricloroacético utilizado para reduzir
as interferências pode igualmente permitir quantificar a proteína quando a sua concentração na
amostra for inferior a 0,5 mg/mL.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 369
Utilizar a água destilada para o preparo dos tampões e reagentes a serem usados nesse método.
Solução amostra. Pesar uma quantidade apropriada da amostra e solubilizar em solução de cloreto de
sódio a 0,9% (p/v) de modo a obter uma concentração compreendida no intervalo da concentração
das soluções padrão.
Substâncias interferentes. É possível limitar o efeito das substâncias interferentes precipitando, como
se indica a seguir, a proteína da amostra: junte 0,1 volume de solução de ácido tricloroacético a 50%
(p/v) a um volume de Solução da amostra, eliminar o sobrenadante e solubilizar o precipitado num
pequeno volume de hidróxido de sódio 0,5 M. Utilizar a solução assim obtida para preparar a solução
da amostra.
MÉTODO 6
Esse método fluorimétrico foi elaborado com base numa derivação da proteína pelo o-ftalaldeído que
reage com as aminas primárias da proteína, isso é, o aminoácido N-terminal e a função α-amina dos
resíduos de lisina. A sensibilidade do doseamento pode ser melhorada por uma hidrólise prévia da
proteína, antes da adição do o-ftalaldeído. A hidrólise liberta a função α-amina dos aminoácidos
constituintes da proteína e que lhe possibilita reagir com o reagente de ftalaldeído. Esse método é
aplicável a diminutas quantidades de proteína.
As aminas primárias contidas, por exemplo, nos tampões de trometamina e nos tampões de
aminoácidos reagem com o ftalaldeído e são, portanto, de evitar ou eliminar. A amônia em elevada
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 370
Utilize a água destilada para a preparação de todos os tampões e reagentes a usar nesse método.
Solução amostra. Pesar uma quantidade apropriada da amostra e solubilizar em solução de cloreto de
sódio a 0,9% (p/v) de modo a obter uma concentração compreendida no intervalo da concentração
das Soluções padrão. Ajustar o pH da solução para 8 - 10,5 antes de juntar o Reagente de ftalaldeído.
Tampão de borato. Pesar 61,83 g de ácido bórico, solubilizar em água destilada e ajuste o pH para
10,4 com solução de hidróxido de potássio. Completar a 1000 mL com água destilada e
homogeneizar.
Solução mãe de ftalaldeído. Pesr 1,20 g de ftalaldeído e solubilizar em 1,5 mL de álcool metílico,
adicionar 100 mL de Tampão de borato e homogeneizar. Adicionar 0,6 mL de solução de éter láurico
de macrogol 23 a 30% (p/v) e homogeneizar. Conservar a solução à temperatura ambiente e utilizar,
dentro das três semanas que seguem à sua preparação.
Técnica. Homogeneizar 10 μL da Solução da amostra e de cada uma das Soluções padrão com 0,1
mL de Reagente de ftalaldeído e deixar em repouso à temperatura ambiente durante 15 minutos.
Adicionar 3 mL de hidróxido de sódio 0,5 M e homogeneizar. Determinar a intensidade da
fluorescência (5.2.15) das amostras da Solução padrão e da Solução amostra no comprimento de
onda de excitação de 340 nm e no comprimento de onda de emissão de 440 nm a 455 nm. Determinar
a intensidade da fluorescência de uma amostra uma só vez porque a irradiação provoca uma
diminuição da intensidade da fluorescência.
Cálculos. A relação entre a intensidade de fluorescência e o teor em proteína é linear. Registrar num
gráfico as intensidades de fluorescência obtidas com as Soluções padrão em função do teor em
proteína dessas soluções e determine a curva de calibração por análise de regressão linear. A partir
da curva de calibração e da intensidade de fluorescência da Solução amostra, determine o teor em
proteína da Solução amostra.
MÉTODO 7
Esse método foi elaborado com base na quantificação das proteínas por doseamento do nitrogênio. A
presença na amostra de outras substâncias nitrogenadas pode afetar o resultado do doseamento das
proteínas. As técnicas utilizadas para dosar o nitrogênio conduzem à destruição da amostra durante a
análise, mas não se limitam à determinação das proteínas em meio aquoso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 371
Técnica A. Proceder como indicado para o doseamento do nitrogênio após mineralização pelo ácido
sulfúrico (5.3.3.2) ou utilizar instrumentos disponíveis no mercado adaptados ao doseamento do
nitrogênio pelo método de Kjeldahl.
Cálculos. O teor em proteína calcula-se dividindo o teor em nitrogênio da amostra pelo teor em
nitrogênio (conhecido) da proteína que pode ser determinado quer a partir da estrutura química da
proteína, quer por comparação com uma substância de referência apropriada.
Utilizar uma mistura de eritrócitos D-positivos, com menos de sete dias e conservados nas condições
adequadas, obtida a partir de, pelo menos, quatro doadores do grupo OR1R1. A um volume apropriado
de eritrócitos, lavados, previamente, três vezes com solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v), juntar
um volume igual de bromelína SR, deixar em repouso a 37 °C durante 10 minutos. Centrifugar,
eliminar o líquido sobrenadante e lavar três vezes os eritrócitos com solução de cloreto de sódio a
0,9% (p/v). Suspender 20 volumes dos eritrócitos em uma mistura de 15 volumes de soro inerte, 20
volumes de solução de albumina bovina a 30% (p/v) e 45 volumes de solução de cloreto de sódio a
0,9% (p/v). Colocar a suspensão em água com gelo sob agitação contínua.
Com um aparelho automático de diluição calibrado preparar diluições da amostra e da solução padrão
numa solução de albumina bovina a 0,5% (p/v) e solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v).
Utilizar um aparelho apropriado para análise automática contínua; mantenha a temperatura nos
estojos a 15 °C com exceção das espirais de incubação. Aspirar para os estojos de admissão do
aparelho a suspensão de eritrócitos com um débito de 0,1 mL por minuto e uma solução de
metilcelulose 450 a 0,3% (p/v) com um débito de 0,05 mL por minuto.
Introduzir as diluições da amostra e da solução padrão com um débito de 0,1 mL por minuto durante
dois minutos e depois o diluente à razão de 0,1 mL por minuto durante quatro minutos antes de
introduzir a diluição seguinte. Introduzir ar à razão de 0,6 mL por minuto. Incubar a 37 °C durante
18 minutos e depois dispersar as espirais por introdução, com um débito de 1,6 mL por minuto, de
uma solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) que contém um agente molhante apropriado (por
exemplo, polissorbato 20 numa concentração final de 0,2 g/L) para evitar alterar a continuidade das
bolhas. Deixar depositar os aglutinados e decantar duas vezes, a primeira vez a 0,4 mL por minuto e
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 372
a segunda vez a 0,6 mL por minuto. Proceder a lise do resíduo dos eritrócitos não aglutinados com a
ajuda de uma solução de octoxinol 10 a 0,5% (p/v), de ferricianeto de potássio a 0,02% (p/v), de
bicarbonato de sódio a 0,1% (p/v) e de cianeto de potássio a 0,005% (p/v), com um débito de 2,5 mL
por minuto. É introduzida uma serpentina de retardamento de 10 minutos para permitir a
transformação da hemoglobina.
Determinar as concentrações de anticorpos para as quais existe uma relação linear entre a
concentração e a modificação da absorvância (ΔA). Com base nos resultados, construir uma curva de
calibração e utilizar a parte linear da curva para determinar a atividade da amostra. Calcular a
atividade da amostra em unidades internacionais por mililitro usando a fórmula:
𝑎×𝑑
𝐷
em que
a = atividade da preparação referência em unidades internacionais por mililitro para uma diluição de
1 em D;
d = fator de diluição da amostra que corresponde a um dado valor de ΔA;
D = fator de diluição da solução padrão que corresponde ao mesmo valor de ΔA.
REAGENTES
Sangue humano estabilizado. Fazer uma flebotomia para coletar o sangue humano do grupo O em
solução anticoagulante conservadora e preservadora do tipo ACD. Conservar o sangue humano
estabilizado a 4 °C, durante três semanas, no máximo.
Solução salina tamponada de fosfato de pH 7,2. Pesar 1,022 g de fosfato de sódio dibásico anidro,
0,336 g de fosfato de sódio monobásico e 8,766 g de cloreto de sódio, solubilizar em 800 mL de água
e completar 1000 mL com o mesmo diluente.
Solução mãe de magnésio e de cálcio. Pesar 1,103 g de cloreto de cálcio e 5,083 g de cloreto de
magnésio, solubilizar em água e completar para 25 mL com o mesmo diluente.
Solução mãe de tampão de barbital. Pesar 207,5 g de cloreto de sódio e 25,48 g de barbital sódico,
solubilizar em 4000 mL de água e ajustar para pH 7,3 com ácido clorídrico M. Juntar 12,5 mL da
Solução mãe de magnésio e de cálcio e completar 5000 mL com água. Filtrar por membrana (0,22
μm) e conservar a 4 °C em recipiente de vidro.
Solução de ácido tânico. Pesar 10 mg de ácido tânico e solubilizar em 100 mL de Solução salina
tamponada de fosfato de pH 7.2. Preparar imediatamente antes do uso.
Complemento de cobaia. Homogeneizar os soros obtidos a partir de, pelo menos, 10 cobaias. Separar
o soro do sangue coagulado por centrifugação a uma temperatura de aproximadamente de 4 °C.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 373
Conservar o soro, em pequenas porções, a uma temperatura inferior a -70 °C. Imediatamente antes
de se iniciar a hemólise por ação do complemento, diluir para 125 - 200 CH50 por mililitro com
Tampão de albumina-barbital e, durante o ensaio, manter a solução diluída num banho de gelo.
PROCEDIMENTO
Tratamento dos eritrócitos humanos com ácido tânico. Separar os eritrócitos por centrifugação de
um volume apropriado de sangue humano estabilizado. Lavar os eritrócitos, pelo menos três vezes,
com Solução salina tamponada de fosfato de pH 7,2 e depois suspender a 2% (v/v) em Solução salina
tamponada de fosfato de pH 7,2. Utilizar 0,1 mL da Solução de ácido tânico e completar 7,5 mL com
Solução salina tamponada de fosfato de pH 7,2 (concentração final 1,3 mg/L); homogeneizar um
volume da diluição recentemente preparada com l volume da suspensão de eritrócitos e incubar a 37
°C durante 10 minutos. Recolher os eritrócitos tratados com ácido tânico por centrifugação (400 -
800 g, durante 10 minutos), rejeitar o sobrenadante e lavar os eritrócitos uma vez com Solução salina
tamponada de fosfato de pH 7,2. Suspender a 1,0% (v/v) os eritrócitos tratados com ácido tânico na
Solução salina tamponada de fosfato de pH 7,2.
Adição dos antígenos aos eritrócitos. Em um volume apropriado (vs) de eritrócitos tratados com ácido
tânico, juntar 0,2 mL de antígeno da rubéola por 1,0 mL de eritrócitos e incubar a 37 °C durante 30
minutos. Recolher os eritrócitos por centrifugação (400-800 g, durante 10 minutos) e rejeitar o
sobrenadante, deixando um volume de 200 μL. Juntar um volume de Tampão de albuminabarbital
igual ao volume do sobrenadante rejeitado, agitar até suspensão dos eritrócitos, recolher esses como
acima descritos e repetir a lavagem. Completar o volume remanescente obtido de 0,2 mL até três-
quartos de vs, obtendo assim o volume inicial (vi).
Homogeneizar 900 μL de Tampão de albumina-barbital com 100 μL de vi, que é assim reduzido ao
volume residual e determinar a absorvância inicial em 541 nm (A). Diluir vr por um fator igual a A
utilizando Tampão de albuminabarbital. Obtém-se, assim, o volume final ajustado vf = vr x A de
eritrócitos humanos sensibilizados e um valor para A de 1,0 ± 0,1 no caso de uma diluição a 1/10.
Ligação dos anticorpos aos eritrócitos com ácido tânico e cobertos de antígeno. Preparar, em
duplicata e, sucessivamente, as seguintes soluções utilizando para cada solução, em separado, uma
cubeta semimicro (por exemplo, placas descartáveis) ou um tubo de ensaio para cada solução:
(1) Soluções amostra. Se necessário, ajustar a amostra a pH 7 adicionando, por exemplo, hidróxido
de sódio M. Utilizar volumes da amostra contendo, respectivamente, 30 mg e 40 mg de
imunoglobulina e completar 900 μL com Tampão de albumina-barbital.
(2) Solução padrão. Preparar a solução tal como se descreve para a Solução amostra a partir de um
padrão de referência para imunoglobulina humana.
Hemólise por ação do complemento. Para a determinação da hemólise adicionar 600 μL de Tampão
de albumina-barbital aquecida a 37 °C à amostra, suspender, cuidadosamente, os eritrócitos
pipetando-os, repetidamente, (pelo menos cinco vezes) e colocar a cubeta no porta-amostra de um
espectrofotômetro com termostato. Após dois minutos, juntar 200 μL de Complemento de cobaia
diluído para 125 - 200 CH50/mL, homogeneizar, cuidadosamente, pipetando a mistura duas vezes e
inicie imediatamente após a segunda pipetagem o registro da absorvância em 541 nm em função do
tempo, utilizando o Tampão de albumina-barbital como líquido de compensação. Parar o registro se
a curva da absorvância em função do tempo ultrapassar nitidamente o ponto de inflexão.
𝑆𝑒𝑥𝑝
𝑆′ =
𝐴𝑠
Para cada preparação, calcular a média aritmética dos valores de S’. Calcular o índice da função Fc
(IFc) a partir da fórmula:
𝑆 ′ − 𝑆′𝑐
𝐼𝐹𝑐
𝑆 ′ 𝑠 − 𝑆′𝑐
em que
S’ = média aritmética do declive corrigido para a amostra;
Ss’ = média aritmética do declive corrigida para o padrão;
Sc = média aritmética do declive corrigida para o testemunho do complemento.
Calcular o índice da função Fc para a amostra. O valor não é inferior ao indicado pelo fabricante
padrão.
B7801
Bw4
Bw6
A classificação sorológica do sistema HLA pode ser determinada por meio do ensaio de
microlinfocitotoxidade mediada por complemento, também conhecido como método de Terasaki e
McClelland modificado por Bodmer, sendo este o método mais rotineiramente utilizado. Nesse teste,
são empregados soros mono ou policlonais específicos contra antígenos do sistema HLA presentes
em linfócitos. As células viáveis são extraídas do sangue periférico, nódulos linfáticos, baço e outros.
Com este ensaio sorológico é possível medir a mortalidade celular por meio da ativação de
complemento (coelho) na presença de combinações de antígenos-anticorpos específicos. A reação do
complemento antígeno-anticorpo é medida por meio da visualização do teste em microscópio com
uma ampliação de 100 a 150 vezes, com iluminação de contraste de fases e uma mancha vital,
utilizando eosina Y, iodeto de propídeo ou azul de tripano, diluídos em solução aquosa a 1% (p/v).
As células mortas (que possuem o antígeno detectado pelo antissoro específico) irão absorver o
contraste e apresentarão uma mudança de cor apropriada. As células negativas (aquelas que não
possuem o antígeno detectado pelo antissoro específico) permanecem viáveis e excluem o contraste.
Nestes testes são utilizadas placas escavadas com fundo em “V” de 72 poços e com soro anti-HLA
humano específico de origem murina ou tabuleiros de classificação de HLA prontos para uso, também
conhecidos como placas de Terasaki, desde que regularizados junto à autoridade competente. Neste
tipo de placa pronta para uso, os antissoros operacionalmente monoespecíficos e poliespecíficos ou
multiespecíficos para os antígenos de HLA já se encontram fixados. Deve-se sempre utilizar controles
positivos e negativos.
As placas prontas para uso ou tabuleiros normalmente são preparadas com 1 μL de antissoros em
cada poço, azida sódica 0,1% como conservante e vermelho de fenol como indicador de pH, e são
revestidas com 4 μL a 5 μL de óleo mineral para evitar o ressecamento e prolongar o tempo de uso.
Nota: a centrifugação pode ser substituída pela utilização de 2 mL de uma solução de dextrana a
5%, a qual deve ser adicionada à amostra de sangue total, com uso de anticoagulante. Deixar a
mistura em repouso por 15 minutos a uma temperatura de 37 ºC. O uso desta solução permite a
sedimentação das hemácias.
Retirar cuidadosamente a camada leucocitária, utilizando uma pipeta de Pasteur, cujo volume deve
ser de 2 mL, transferir para um tubo de ensaio limpo de 17 x 100 mm contendo 5 mL de solução
tampão fosfato-salina (PBS) e homogeneizar. Distribuir 4 mL de solução gradiente de polisacarose e
diatrizoato sódico de meglumina, que deve estar à temperatura entre 20 °C a 22 °C, em um tubo de
ensaio limpo de 17 x 100 mm. Adicionar cuidadosamente a suspensão da camada leucocitária sobre
a solução gradiente de polisacarose e diatrizoato sódico de meglumina, por meio do escoamento pelas
paredes do tubo que deve estar em posição inclinada, sem misturar as camadas. Centrifugar durante
20 minutos a 700 g. Após a centrifugação, as células mononucleares podem ser observadas como
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 377
uma faixa estreita na interface entre o plasma/diluente e a solução gradiente. Aspirar toda a camada
de células mononucleares e transferir para um tubo de ensaio de 17 x 100 mm. Diluir com 4 mL de
PBS. Centrifugar durante 10 minutos a 600 g. Remover o sobrenadante, ressuspender cuidadosamente
o agregado celular, adicionar 4 mL de PBS e centrifugar durante 10 minutos a 600 g. Retirar o
sobrenadante e ressuspender o agregado celular em 1 mL de meio para cultura de células
desenvolvido por Moore et al (RPMI-1640 meio com tampão para HEPES) com 20% de PBS.
Examinar a suspensão celular em um contador de células. Avaliar a pureza e efetuar uma contagem
de células. Ajustar a concentração celular para 2 a 3 x 106 células/mL.
Teste de viabilidade: adicionar uma gota de corante azul de tripano 0,4% em solução aquosa e uma
gota de suspensão celular ou 19 gotas de corante azul de tripano 0,4% em PBS e uma gota de
suspensão celular num tubo de ensaio limpo e, em seguida, misturar bem. Incubar a mistura à
temperatura ambiente durante 15 minutos. Examinar a viabilidade das células em um contador de
células. As células viáveis possuem membranas celulares intactas e aparecem lisas; são capazes de
excluir o azul de tripano e consequentemente não serão coradas. As células não viáveis não possuem
membranas celulares intactas e, portanto, não aparecem lisas; são incapazes de excluir o azul de
tripano e consequentemente serão coradas. Caso haja células não viáveis, a amostra não deve ser
utilizada.
Separação de células B e T
PROCEDIMENTO
Preparar uma suspensão de linfócitos com uma viabilidade mínima de 80%, sem contaminação
excessiva por células não linfocitárias. Utilizando tabuleiros de classificação de HLA prontos para
uso, descongelar e deixar os tabuleiros atingirem a temperatura ambiente. Utilizando placas virgens,
adicionar em cada poço devidamente identificado 1 µL do antissoro correspondente. Adicionar 1 µL
de suspensão de linfócitos a serem testados (aproximadamente 3000 linfócitos), utilizando um
pipetador automático de 50 µL, à parte superior de cada reservatório de teste, tendo o devido cuidado
de não tocar nos antissoros. Homogeneizar e examinar cada reservatório para garantir a
homogeneidade da suspensão de linfócitos com o antissoro. Incubar os tabuleiros à temperatura de
22 °C ± 3 °C por 30 minutos. Adicionar 5 µL do complemento de coelho aos reservatórios de teste,
utilizando um pipetador automático de 250 µL, tendo o cuidado de não tocar a ponta da ponteira na
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 378
Preparar uma suspensão de linfócitos com uma viabilidade mínima de 80%, sem contaminação
excessiva por células não linfocitárias. Utilizando tabuleiros de classificação de HLA prontos para
uso, descongelar e deixar os tabuleiros atingirem a temperatura ambiente. Utilizando placas virgens,
adicionar em cada poço devidamente identificado 1 µL do antissoro correspondente. Adicionar 1 µL
de suspensão de linfócitos a serem testados (aproximadamente 3000 linfócitos), utilizando um
pipetador automático de 50 µL, à parte superior de cada reservatório de teste, tendo o devido cuidado
de não tocar nos antissoros.
Resultados: as células não viáveis (aquelas que possuem o antígeno) absorvem o iodeto de propídeo,
apresentam-se aumentadas e escurecidas e demonstram pormenores nucleares nítidos. As células
viáveis (aquelas que não possuem o antígeno) excluem o iodeto de propídeo e apresentam-se
ligeiramente mais brilhantes e menores, em comparação com as células não viáveis. Após correção
para a percentagem de células não viáveis em reservatórios de controle negativo, o teste é classificado
de acordo com a Tabela 2.
5.5.2.1 PIROGÊNIOS
O teste de pirogênios fundamenta-se na medida do aumento da temperatura corporal de coelhos, após
injeção intravenosa da solução estéril em análise. Para produtos bem tolerados pelos animais, utilizar
uma dose que não exceda 10 mL/kg, injetada em tempo não superior a 10 minutos. Para os produtos
que necessitem preparação preliminar ou condições especiais de administração, seguir as
recomendações estabelecidas na monografia.
Condições gerais
Usar coelhos do mesmo sexo, adultos, sadios, preferencialmente da mesma raça, pesando, no mínimo,
1,5 kg. Após a seleção, manter os animais em gaiolas individuais em sala com temperatura uniforme
entre 20 e 23 ºC livre de perturbações que possam estressá-los. A temperatura selecionada pode variar
até ± 3 ºC.
Realizar condicionamento para determinação da temperatura dos animais, pelo menos uma vez, até
sete dias antes de iniciar o teste. Os animais deverão ser condicionados segundo o mesmo
procedimento do teste apenas sem inoculação do produto. Animais que apresentarem elevação de
temperatura igual ou superior a 0,5 ºC, em relação à temperatura inicial, não deverão ser utilizados
no teste.
Quando da realização do teste, usar apenas animais com temperatura igual ou inferior a 39,8 ºC e que
não apresentem, de um para o outro, variação superior a 1,0 ºC.
Registro da temperatura
Usar termômetro clínico calibrado com precisão de ± 0,1 ºC ou qualquer outro dispositivo de registro
de temperatura calibrado de igual sensibilidade. Introduzir o termômetro no reto do animal em
profundidade aproximada de 6 centímetros. Se for utilizado dispositivo registrador, que deva
permanecer no reto durante o período do teste, conter os coelhos de maneira que fiquem em postura
natural de repouso. Quando se empregar termômetro clínico, deixar transcorrer o tempo necessário
(previamente determinado) para que alcance a temperatura máxima, antes de proceder à leitura.
Material
Procedimento
Executar o teste em área especialmente destinada para o teste, sob condições ambientais controladas,
livre de perturbações que possam estressar os coelhos. Nas duas horas precedentes e durante o teste,
suprimir a alimentação. O acesso à água é permitido, mas pode ser restringido durante o teste.
No máximo 40 minutos antes da injeção da dose do produto a ser testado, registrar a temperatura de
cada animal mediante duas leituras efetuadas com intervalo de 30 minutos. A média das duas leituras
será adotada como temperatura de controle necessária para avaliar qualquer aumento individual de
temperatura subsequente à injeção da amostra.
Preparar o produto a ser testado conforme especificado na monografia e aquecer a (37 ± 2) ºC. Para
o teste de pirogênios de materiais de uso hospitalar lavar, com solução fisiológica estéril, as
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 380
superfícies do material que entram em contato com o produto, local de injeção ou tecido interno do
paciente. Efetuar os procedimentos assegurando que a solução não seja contaminada.
Injetar pela veia marginal da orelha de três coelhos não menos do que 0,5 mL nem mais que 10 mL
da solução por kg de peso corporal ou a quantidade indicada na monografia. A injeção não deve durar
mais que 10 minutos, a menos que na monografia se especifique tempo diferente. Registrar a
temperatura de cada animal em intervalos de 30 minutos durante três horas após a injeção.
Interpretação
Não considerar os decréscimos de temperatura apresentados pelos animais durante o teste. O aumento
de temperatura é verificado pela diferença entre a maior temperatura apresentada pelo coelho durante
o teste e a sua temperatura de controle.
Se nenhum dos três coelhos apresentar aumento individual da temperatura igual ou superior a 0,5 ºC,
em relação às suas respectivas temperaturas controle, o produto cumpre com os requisitos do teste de
pirogênios.
Se algum coelho apresentar aumento da temperatura igual ou superior a 0,5 ºC, repetir o teste
utilizando outros cinco animais.
O produto em exame cumpre os requisitos para ausência de pirogênios se no máximo três dos oito
coelhos apresentarem aumentos individuais de temperatura iguais ou superiores a 0,5 ºC, e se a soma
dos aumentos individuais de todos os coelhos não exceder a 3,3 ºC.
O teste de endotoxina bacteriana é usado para detectar ou quantificar endotoxinas de bactérias gram
negativas presentes em amostras para qual o teste é preconizado. Utiliza-se o extrato aquoso dos
amebócitos circulantes do Limulus polyphemus ou do Tachypleus tridentatus preparado e
caracterizado como reagente LAL.
Qualquer um destes procedimentos pode ser realizado, a menos que indicado contrário na monografia.
No método de coagulação em gel, a determinação do ponto final da reação é feita a partir de diluições
da substância sob teste em comparação direta com diluições paralelas da endotoxina padrão. As
quantidades de endotoxinas são expressas em unidades de endotoxina (UE) definidas. Nota: 1 UE é
igual a 1 UI (unidade internacional).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 381
O reagente LAL (lisado de amemócito de Limulus sp.) é preparado para as leituras turbidimétricas ou
colorimétricas e estes procedimentos podem ser utilizados se cumprirem os requisitos dos métodos.
Para sua calibração é necessária a elaboração de uma curva padrão obtendo-se a sua regressão linear,
na qual se determina, por interpolação, a concentração de endotoxina da substância sob teste.
O procedimento inclui incubação da endotoxina padrão para obtenção de uma curva de calibração e
das soluções controle com reagente LAL, por tempo pré-determinado e leitura espectrofotométrica
no comprimento de onda adequado.
No caso do procedimento do método turbidimétrico, a leitura é feita imediatamente após período final
de incubação, e para o procedimento colorimétrico a reação enzimática é interrompida no final do
tempo pré-determinado pela adição do reagente, antes das leituras. Para os procedimentos cinéticos
turbidimétricos e colorimétricos os valores de absorvância medida durante o período da reação e
valores de velocidades são determinados para aquelas leituras.
Todas as vidrarias devem ser despirogenisadas em estufa usando um processo validado. Utilizar um
tempo e temperatura mínimos de 250 ºC por 30 minutos. Se utilizar descartáveis plásticos, como
ponteiras e pipetas, usar somente os certificados que indicam ser livres de endotoxinas para não haver
interferência no teste.
Usar reagente LAL com sensibilidade declarada confirmada. A validade dos resultados do teste para
endotoxinas bacterianas requer a demonstração de que as amostras, soluções de lavagens ou extratos
sob teste não inibem ou potencializam a reação e tampouco interferem com o teste. A validação é
realizada por meio de teste de inibição ou potencialização descrito para cada uma das técnicas
indicadas. São incluídos controles negativos apropriados. A validação deve ser repetida se houver
mudança na origem do reagente LAL, no método de produção ou na formulação da substância sob
teste.
Solução amostra: preparar a solução de amostra, solubilizando em água grau reagente LAL. Se
necessário, ajustar o pH da solução da amostra para que a mistura do reagente LAL com amostra
apresente pH entre 6 e 8. O pH pode ser ajustado usando um tampão adequado recomendado pelo
fornecedor. Ácidos e bases podem ser preparados com água grau reagente LAL e ser validados para
serem livres de endotoxinas e fatores de interferentes.
A máxima diluição válida é a máxima diluição permitida da amostra em análise onde o limite de
endotoxina pode ser determinado. Ela se aplica para injeções ou soluções de administração parenteral
na forma reconstituída ou diluída para administração, quantidade de fármaco por peso, se o volume
da forma da dosagem for variável.
𝑙𝑖𝑚𝑖𝑡𝑒 𝑑𝑒 𝑒𝑛𝑑𝑜𝑡𝑜𝑥𝑖𝑛𝑎
𝑀𝐷𝑉 =
𝜆
em que
λ = é a sensibilidade rotulada do reagente de LAL.
Nota: fórmula utilizada quando o limite de endotoxina do fármaco especificado na monografia estiver
em volume (UE/mL).
em que
λ = sensibilidade rotulada do reagente de LAL.
O MDV obtido é o fator de diluição limite para que o teste seja validado.
𝐾
𝐿𝐸 =
𝑀
em que
LE = limite de endotoxina;
K =dose limite humana de endotoxina por quilo de peso corpóreo;
M = máxima dose do produto por kg de peso em um período de uma hora.
O limite de endotoxina é especificado nas monografias individuais das drogas parenterais em UE/mL,
UE/mg ou UE/unidade de atividade biológica.
Para garantir a precisão e validade do teste são necessários testes para confirmar a sensibilidade do
LAL rotulada assim como testes para verificação de fatores interferente, como descrito na preparação
da amostra para o teste.
Confirmar a sensibilidade declarada do LAL usando no mínimo um frasco de reagente LAL e preparar
uma série de diluições de endotoxina usando o padrão de Endotoxina de referência (RSE) ou o padrão
de Endotoxina (CSE), com razão geométrica igual a 2 para obter as concentrações de 0,25 λ, 0,5 λ, λ
e 2 λs, onde λ é a sensibilidade declarada do LAL em UE/mL. Executar o teste com as quatro
concentrações do padrão de endotoxina em quadruplicata e incluir controles negativos. A média
geométrica da concentração do ponto final, cujo cálculo e interpretação encontram-se a seguir, deve
ser maior ou igual a 0,5 λ e menor ou igual a 2 λ. A confirmação da sensibilidade do LAL deve ser
realizada para cada novo lote de LAL.
𝐸𝑒
𝑀é𝑑𝑖𝑎 𝑔𝑒𝑜𝑚é𝑡𝑟𝑖𝑐𝑎 𝑑𝑎 𝑐𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎çã𝑜 𝑑𝑜 𝑝𝑜𝑛𝑡𝑜 𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙 = 𝑎𝑛𝑡𝑖𝑙𝑜𝑔 ( )
𝑓
em que
Ee = soma dos log das concentrações do ponto final da série de diluições utilizada;
f = número de replicatas.
A sensibilidade do reagente LAL em UE/mL é calculada pela fórmula acima e deve ser, no mínimo,
0,5 λ e, no máximo, 2 λ.
Realizar o teste em alíquotas da amostra na qual não há endotoxina detectável e em diluições que não
exceda o MDV (máxima diluição válida). Executar o teste, como no procedimento do teste, na
amostra sem adição de endotoxina (solução A) e na amostra com endotoxina adicionada (solução B),
nas concentrações de ¼ λ, ½ λ, 1 λ e 2 λ, em quadruplicatas, e testando também em paralelo as
mesmas concentrações de endotoxina em água (solução C) e controle negativo em água grau reagente
LAL (solução D) em duplicata.
O teste é válido para a amostra sob análise se a média geométrica desta concentração for maior ou
igual a 0,5 λ e menor ou igual a 2 λ. Se o resultado obtido nas amostras nas quais foram adicionadas
endotoxina estiver fora do limite especificado, o teste de inibição ou potencialização de endotoxina
deverá ser repetido após neutralização, inativação ou remoção das substânciasinterferentes ou após a
diluição da amostra por fator que não exceda a MDV. Repetir o teste numa diluição maior não
excedendo a MDV ou usar um LAL de sensibilidade maior para que a interferência possa ser
eliminada na amostra analisada. Interferências podem ser eliminadas por um tratamento adequado
como filtração, neutralização, diálise ou aquecimento.
Esse teste é usado quando a monografia contém requerimentos para limite de endotoxina.
Interpretação. O teste somente será valido se as réplicas dos controles positivos das soluções B e C
formarem gel e a réplicas dos controles negativos das soluções A e C não formarem gel. Resultados
contrários não serão válidos e deverão ser repetidos.
Homogeneizar um volume (por exemplo, 100 μL) de LAL com igual volume das soluções acima,
amostra, padrões e controle negativo do teste em tubos de ensaio 10 x 75 mm, em duplicatas. Incubar
os tubos por uma hora a (37 ± 1) ºC, evitando vibrações. Após este período, retirar os tubos um a um,
virando a 180 graus e verificando a integridade do gel; se o gel permanecer firme após a inversão dos
tubos, considerar o resultado como positivo, e se não houver formação de gel ou o mesmo não se
apresentar firme, considerar como negativo.
TÉCNICAS FOTOMÉTRICAS
TÉCNICA TURBIDIMÉTRICA
TÉCNICA CROMOGÊNICA
Esta técnica é baseada na medida de um cromóforo liberado por um peptídeo cromogênico pela reação
da endotoxina com o lisado e dependendo do princípio empregado pode ser classificado em dois tipos:
A. Teste cromogênico limite: baseado na relação entre a concentração de endotoxina e a quantidade
do cromóforo liberado no final de um período de incubação.
B. Teste cinético cromogênico: baseado na medida do tempo de reação (onset time) necessário para
a mistura de a reação atingir uma pré-determinada absorvância ou na velocidade de desenvolvimento
de cor.
Preparo do teste
Para assegurar a precisão e validade dos testes turbidimétricos e cromogênicos, testes preparatórios
são realizados para assegurar que os critérios para a curva padrão são satisfatórios e que a amostra
em teste não interfere com o teste. A validação do método é requerida quando qualquer mudança nas
condições experimentais é realizada e pode interferir no teste.
Preparar uma curva padrão utilizando três concentrações de endotoxina, usando uma solução
preparada de padrão de endotoxina, e realizar o teste no mínimo em triplicata de cada concentração,
como recomendado pelo fornecedor do LAL (relação de volume, tempo de incubação, temperatura e
pH, etc.)
Se for desejado uma faixa maior que 2 logs, uma concentração padrão deverá ser adicionada para
aumentar a faixa da curva padrão. O valor absoluto de correlação linear R deverá ser maior ou igual
a 0,980 para a faixa de concentração de endotoxina indicada pelo fornecedor de LAL.
Preparar soluções de amostra diluída sem exceder a MDV (máxima diluição válida) sem endotoxina
(solução A) e com endotoxina adicionada (solução B) na concentração igual ou próxima do ponto
médio da curva padrão. Preparar uma série de controle positivo com soluções de endotoxina (sedução
C) com três concentrações diferentes e também o controle negativo com água apirogênica (solução
D) e realizar os testes adicionando reagente LAL, no mínimo, em duplicata (seguir as orientações do
reagente utilizado com relação ao volume de amostra e do reagente, tempo de incubação, etc), o ponto
mais baixo da curva é considerado λ.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 386
Procedimento
Seguir os procedimentos descritos acima nos itens: Preparo para o teste e Testes para fatores
interferentes.
Calcular a concentração de endotoxina para cada replicata da solução A, usando a curva padrão gerada
pela série de controle positivo solução C.
A solução de amostra a ser examinada estará de acordo com o teste se a média da concentração de
endotoxina encontrada nas replicatas (solução A), após correção para diluição e concentração, for
menor que o limite de endotoxina do produto testado.
REAGENTES
Lisado de amebócito
Reconstituição do reagente
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 387
Solubilizar o lisado de amebócito (LAL) em água grau reagente para BET (teste de endotoxina
bacteriana) ou tampão, sem agitação, e armazenar o mesmo em refrigerador ou freezer de acordo com
a recomendação do fornecedor.
A água para o teste é a água para injetáveis ou água produzida por outros procedimentos que
demonstre não haver nenhuma reação com o lisado empregado no limite de detecção do reagente.
5.5.2.3 TOXICIDADE
O teste de toxicidade possibilita detectar reatividade biológica inesperada e não aceitável de fármacos
e medicamentos. Esse teste in vivo é sugerido para a avaliação da segurança de produtos biológicos
e derivados de biotecnologia.
TESTE GERAL
Usar camundongos sadios, de ambos os sexos, de linhagem conhecidos, não utilizados previamente
em testes biológicos. Mantê-los sob dieta uniforme, água à vontade e em temperatura ambiente
constante de (21 ± 3) ºC. No dia do teste, selecionar camundongos com peso entre 17 g e 22 g.
Preparo da amostra
Procedimento
Usar seringas, agulhas e vidraria estéreis. Administrar, em cinco camundongos, volume da preparação
amostra indicada na monografia, por uma das vias descritas a seguir.
Intravenosa - Injetar a dose na veia caudal, mantendo-se a velocidade constante de 0,1 mL por
segundo ou a indicada na monografia.
Interpretação
Manter os animais em observação durante 48 horas após a administração ou pelo tempo indicado na
monografia. A amostra cumpre o teste se todos os animais sobrevivem e não mais que um apresenta
sintomas anormais no intervalo de tempo estabelecido. Se um ou dois animais morrerem, ou mais de
um apresentar sintomas anormais ou de toxicidade inesperada, repetir o teste utilizando outros cinco
ou quinze amundongos, com peso entre 19 g e 21 g. A amostra cumpre os requisitos do teste se o
número de camundongos mortos não excede 10% do total de animais testados, incluindo o teste
original, e nenhum animal do segundo grupo apresenta sintomas indicativos de toxicidade anormal.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 388
Usar, pelo menos, cinco camundongos com peso entre 17 g e 22 g e, pelo menos, dois cobaios sadios
com peso entre 250 g e 350 g.
Procedimento
Pesar os animais e registrar em formulário próprio antes de injetar a amostra. A menos que
especificado de outra forma na monografia, injetar intraperitonealmente em cada animal o equivalente
a uma dose humana da preparação, sem ultrapassar 1,0 mL para camundongos e 5,0 mL para cobaios.
A dose humana é definida no rótulo da preparação sob teste ou na bula que a acompanha.
Interpretação
Por um período de, no mínimo, sete dias, observar os animais quanto a sinais de enfermidade, perda
de peso, anormalidades ou morte. Se, durante o período de observação, todos os animais sobrevivem,
não manifestam respostas que não são específicas ou esperadas para o produto e não sofrem redução
de peso, a preparação cumpre o teste. Do contrário, o teste deve ser repetido para as espécies nas
quais os requisitos não foram cumpridos. A preparação cumpre o teste se todos os animais do segundo
grupo preenchem os critérios especificados para o teste inicial.
Se, após o segundo teste, a preparação não cumprir os requisitos, mas não forem observadas mortes
em porcentagem igual ou superior a 50% do número total de animais testados, um segundo reteste
pode ser realizado, nas espécies nas quais se observou o não cumprimento dos requisitos. Utilizar o
dobro de animais do teste inicial. Se os animais preenchem os critérios especificados para o teste
inicial, a preparação cumpre o teste.
Como preparação padrão, empregar bitartarato de epinefrina. Essa preparação deve ser conservada
em frascos herméticos e opacos e dessecada sobre sílica-gel durante 18 horas antes do uso.
Diluição do padrão
Método
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 389
Selecionar ratos, com peso entre 275 g e 325 g, e anestesiar com anestésico que possibilita a
manutenção da pressão arterial constante (isento de efeito sobre pressão arterial). Imobilizar o animal
e mantê-lo aquecido para prevenir a perda de calor corporal. Cirurgicamente proceder à intubação
traqueal, se necessário, e expor a veia femoral ou jugular, preparando-a, para injeções intravenosas.
Administrar 200 unidades de heparina por 100 g de peso corporal. Cirurgicamente expor a artéria
carótida e canular, conectando-a ao manômetro ajustado para o registro contínuo da pressão arterial.
Injetar, por via intravenosa, solução de sulfato de atropina 0,1% (p/v) na proporção de 1 mL por
quilograma de peso corporal. Considerar o receptor muscarínico suficientemente bloqueado somente
se injeções subsequentes da solução recente de cloreto de acetilcolina 0,001% (p/v) na dose de 1 mL
por quilograma de peso não produzir queda transitória na pressão arterial. Se esse mecanismo não
estiver suficientemente paralisado, injetar dose de 0,5 mL da solução de sulfato de atropina até
paralisia completa.
Procedimento
Selecionar dose da diluição padrão que produza aumento entre 2,7 kPa e 9,3 kPa (20 mm a 70 mm de
mercúrio) na pressão arterial. Injetar a dose a intervalos constantes de, no mínimo, cinco minutos para
possibilitar o retorno da pressão arterial ao nível basal. Após cada injeção administrar, imediatamente,
0,2 mL de solução fisiológica para lavar a cânula. Assegurar-se da reprodutibilidade da resposta,
repetindo a dose duas ou mais vezes. Administrar nova dose da diluição do padrão de modo a obter
respostas hipertensora aproximadamente 20% maior do que a média das respostas da dose menor.
Considerar o animal apto para o teste se (1) as respostas para a primeira dose selecionada forem
reprodutíveis entre 2,7 kPa e 9,3 kPa (20 mm a 70 mm de mercúrio) e (2) significativamente menores
em relação à resposta da dose maior.
Mantendo constante o intervalo de tempo estabelecido, injetar série de cinco doses na qual se alternem
a dose selecionada da diluição padrão e dose de igual volume da substância sob teste, diluída
convenientemente. Após cada uma das cinco injeções, medir a variação na pressão arterial.
Calcular a diferença entre cada resposta da amostra e a média das respostas das doses da diluição
padrão, imediatamente anterior e posterior. A amostra cumpre os requisitos do teste se a média dessas
diferenças significar que as respostas obtidas com solução da amostra não são maiores do que aquelas
da diluição padrão. Os resultados devem corresponder ao limite de atividade pressora especificado
para esse teste na monografia correspondente.
5.5.2.5 HISTAMINA
Submeter a eutanásia uma cobaia com peso entre 250 g e 350 g, em jejum de aproximadamente 24
horas. Retirar aproximadamente 10 cm da porção distal do íleo. Lavar internamente com solução
nutritiva. Selecionar porção com cerca de dois ou três centímetros de comprimento e amarrar duas
linhas finas nas extremidades. Efetuar pequena incisão na porção central do tecido. Transferi-lo para
cuba-de-órgão-isolado, de 10 mL a 20 mL de capacidade, em temperatura controlada entre 34 ºC a
36 ºC sob corrente de ar ou mistura de 95% de oxigênio e 5,0% de CO2. Fixar uma das linhas no
fundo da cuba e amarrar a outra na alavanca destinada a registrar as contrações musculares no
quimógrafo ou outro sistema de registro adequado. Ajustar a alavanca para o registro das contrações
do íleo com grau de amplificação da ordem de 20 vezes. Lavar a preparação com solução e deixá-la
em repouso por 10 minutos.
minutos. Adicionar novas doses de solução padrão de referência de histamina – obtida por diluição
da solução original, de modo a manter os volumes de doses sempre iguais – estabelecendo a dose
responsável por resposta cuja intensidade seja a metade da dose maior (dose menor).
Prosseguir o teste adicionando sequências de três doses: dose padrão de referência menor, dose de
solução da substância sob teste e dose padrão de referência maior. Ajustar a diluição da amostra para
que, ocorrendo contração do íleo, esta seja menor que a produzida pela dose padrão de referência
maior. Estabelecer a reprodutividade da contração por repetições sucessivas das sequências de doses.
Calcular a atividade da substância sob teste em termos de seu equivalente em micrograma por mililitro
de histamina (base livre), tomando por base as diluições efetuadas. O valor encontrado não deve
exceder o limite estabelecido na monografia.
Não ocorrendo contração no teste supracitado por efeito da amostra ensaiada, preparar nova solução
da amostra, adicionado quantidade de histamina correspondente ao limite máximo especificado na
monografia e observar se a contração produzida é proporcional à quantidade de histamina adicionada.
Considerar o teste válido se essa resposta for proporcional e se confirmar a reprodutibilidade das
contrações induzidas pela sequência de doses: dose padrão de referência menor, dose de solução da
substância sob teste e dose padrão de referência maior. Caso contrário, realizar o teste para
substâncias vasodepressoras.
Solução A
Cloreto de sódio 160,0 g
Cloreto de potássio 4,0 g
Cloreto de cálcio anidro 2,0 g
Cloreto de magnésio anidro 1,0 g
Fosfato de sódio dibásico 0,05 g
Água para injetáveis suficiente para 1000 mL
Solução padrão de referência. Solubilizar, em água para injetável estéril, quantidade suficiente e
exatamente pesada de dicloridrato de histamina para obter solução contendo o equivalente a 1 mg/mL
de histamina (base livre). Conservar sob refrigeração em recipiente de vidro âmbar dotado de tampa
esmerilhada, ao abrigo da luz, durante um mês. No dia do teste, preparar solução padrão de referência
contendo o equivalente a 1 μg/mL de histamina (base livre), em solução fisiológica.
Método
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 391
Realizar o teste usando um gato com peso mínimo de 2 kg (pesar gato adulto e sadio) (no caso de
fêmeas, que não estejam prenhes) e anestesiá-lo por meio de injeção de cloralose ou barbitúrico que
possibilite a manutenção de pressão arterial uniforme. Imobilizar o animal e protegê-lo para prevenir
perda de calor corporal, fazer o monitoramento retal da temperatura para manutenção dos limites
fisiológicos.
Dissecar a veia femoral, ou jugular, preparando-a por inserção de cânula repleta de heparina (1000
unidades/mL de solução fisiológica) para a administração das soluções padrão de referência e
amostra.
Avaliar a sensibilidade do gato a histamina, injetando em intervalos uniformes de, no mínimo, cinco
minutos, doses correspondentes a 0,05 μg (dose A); 0,10 μg (dose B) e 0,15 μg (dose C) de histamina
(base livre) por quilograma de peso corporal. Após cada administração, lavar imediatamente a cânula
por injeção de aproximadamente 0,5 mL de solução fisiológica, para remover atividade residual.
Repetir três vezes a administração da dose B a fim de observar a uniformidade de resposta à mesma
dose. O animal é considerado apto à realização do teste se as respostas aos três níveis de dosagem
forem nitidamente diferenciadas e as respostas à sequência de doses B forem aproximadamente
similares, correspondendo a quedas de pressão arterial não inferiores a 2,7 kPa (20 mm de mercúrio).
Injetar duas séries de quatro doses, consistindo cada série de duas injeções da dose especificada na
monografia da amostra, intercaladas com a dose B, sempre com intervalo uniforme de, no mínimo,
cinco minutos.
Medir a alteração da pressão arterial após cada uma das injeções. Na análise dos resultados, considera-
se que a amostra cumpre os requisitos do teste se a média de suas respostas depressoras for inferior
àquela da dose B.
Terminar o teste administrando uma dose C do padrão para comprovar que a resposta se mantém
superior à dose B: caso isto não ocorra, o teste não é válido.
O animal pode ser usado enquanto permanecer estável e responder, adequadamente, à administração
da solução padrão de referência.
A garantia da qualidade e o controle de fabricação previstos nas boas práticas devem garantir que o
produto cumpra as especificações determinadas, isto é, que atendam além de outros parâmetros, aos
limites aceitáveis para micro-organismos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 392
Para a realização do teste devem ser considerados os limites microbianos, o tipo de contaminação
mais provável nas diferentes categorias de produtos e a via de administração.
A natureza e a frequência do teste variam de acordo com a matéria-prima e o produto acabado. Certas
categorias devem ser testadas rotineiramente quanto à contaminação total microbiana, tais como:
aquelas de origem vegetal, mineral e/ou animal, assim como aquelas com elevado teor de água
(soluções orais aquosas, cremes, etc). Para as demais categorias como matérias-primas sintéticas,
comprimidos, pós, cápsulas, produtos líquidos não aquosos, pomadas e supositórios, a frequência do
teste pode ser estabelecida com base em dados históricos dos testes de monitoramento microbiológico
tanto o ambiental quanto o de equipamentos. Outros critérios a serem considerados seriam a carga
microbiana da matéria-prima, o processo de fabricação, a formulação do produto e os resultados de
determinação da atividade de água, quando aplicável. Resultados de baixa atividade de água (igual
ou inferior a 0,75 medidos a 25 ºC), assim como baixo ou alto pH, ausência de nutrientes e adição de
conservantes ajudam a prevenir a contaminação microbiana. Estes parâmetros devem ser
considerados no estabelecimento de uma frequência mínima para realização dos ensaios
microbiológicos.
As soluções e os meios de culturas descritos são considerados satisfatórios para realizar os ensaios
limite de contaminação microbiana prescritos. No entanto, podem ser utilizados outros meios que
possuam propriedades nutritivas e seletivas similares para as espécies microbianas pesquisadas.
Solubilizar o fosfato de potássio monobásico em 500 mL de água, acertar o pH para 7,2 ± 0,2 com
hidróxido de sódio 4%. Completar o volume com água, esterilizar e conservar sob refrigeração.
Quando da utilização, diluir a solução estoque com água na proporção de 1 para 800 (v/v) e esterilizar.
Fluido de lavagem
Peptona de carne digestão péptica 1,0 g
Polissorbato 80 1,0 g (se necessário)
Água 1000 mL
Pesar os reagentes e solubilizar em água destilada sob agitação constante. Aquecer se necessário.
Ajustar o pH de forma que seja 7,1 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Diluente universal
Fosfato de potássio monobásico 3,6 g
Fosfato dissódico di-hidratado 7,2 g
Cloreto de sódio 4,3 g
Peptona de carne ou de caseína 1,0 g
Lecitina de gema de ovo 3,0 g
L-histidina 1,0 g
Polissorbato 80 30,0 g
Água purificada 1000 mL
Pesar os reagentes e solubilizar em água destilada sob agitação constante. Aquecer se necessário.
Ajustar o pH de forma que seja 6,8 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Caldo caseína-soja
Peptona de caseína pancreática 17,0 g
Farinha de soja obtida por digestão papaínica 3,0 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Fosfato de potássio dibásico 2,5 g
Glicose monoidratada 2,5 g
Água purificada 1000 mL
pH 7,3 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar caseína-soja
Peptona de caseína pancreática 15,0 g
Farinha de soja obtida por digestão papaínica 5,0 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 394
Ágar 15,0 g
Água purificada 1000 mL
pH 7,3 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Caldo MacConkey
Hidrolisado de pancreático de gelatina 20,0 g
Lactose monoidratada 10,0 g
Bile de boi desidratada 5,0 g
Púrpura de bromocresol 10,0 mg
Água purificada 1000 mL
pH 7,3 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar MacConkey
Hidrolisado de pancreático de gelatina 17,0 g
Peptona (carne ou caseína) 3,0 g
Lactose monoidratada 10,0 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Bile de boi desidratada 1,5 g
Vermelho neutro 30,0 mg
Cristal violeta 1,0 mg
Ágar 13,5 g
Água purificada 1000 mL
pH 7,1 ± 0,2. Ferver um minuto sob agitação constante. Esterilizar em autoclave usando ciclo
validado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 395
Ágar cetrimida
Hidrolisado de pancreático de gelatina 20,0 g
Cloreto de magnésio 1,4 g
Sulfato dipotássico 10,0 g
Cetrimida 0,3 g
Ágar 13,6 g
Água purificada 1000 mL
Glicerol 10,0 mL
Ferver um minuto sob agitação constante. Ajustar o pH de forma que seja 7,2 ± 0,2. Esterilização em
autoclave usando ciclo validado.
Ágar batata-dextrose
Infusão de batata 200,0 g
Dextrose 20,0 g
Ágar 15,0 g
Água purificada 1000 mL
Dispersar 39 g em 1000 mL de água. pH 5,6 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Se pretende pH 3,5, adicionar aproximadamente 14 mL de solução estéril de ácido tartárico 10% (p/v)
ao meio arrefecido a 45 °C a 50 °C.
Ágar Sabouraud-dextrose 4%
Dextrose 40,0 g
Peptonas 10,0 g
Ágar 15,0 g
Água purificada 1000 mL
pH 5,6 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Caldo Sabouraud-dextrose
Dextrose 20,0 g
Peptonas 10,0 g
Água purificada 1000 mL
pH 5,6 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar Columbia
Hidrolisado de pancreático de caseína 10,0 g
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 397
Métodos microbiológicos alternativos, inclusive os automatizados, podem ser utilizados desde que
sua equivalência com o método farmacopeico tenha sido devidamente validada.
Transferir 10 g da mistura de amostra para obter uma diluição a 1:10 em Caldo caseína-soja contendo
0,1 de tetradecilsulfato de sódio, aquecido de 40 °C a 45 °C. Homogeneizar até mistura homogênea.
Aerossóis: resfriar pelo menos 10 recipientes do produto em mistura de álcool e gelo seco durante
uma hora. Abrir os recipientes e deixá-los à temperatura ambiente para que o propelente seja
eliminado. Retirar 10 g ou 10 mL dos recipientes e transferir o produto para equipamento de filtração
ou para frasco contendo solução tampão fosfato pH 7,2 ou outro diluente adequado para obter diluição
1:10. Se necessário, ajustar o pH para 6,0 a 8,0. Preparar diluições decimais sucessivas com o mesmo
diluente.
Cápsulas vazias: transferir 10 g de cápsulas vazias para 90 mL de Solução tampão fosfato pH 7,2
aquecida a 40 °C a 45 °C e homogeneizar durante, no máximo, 30 minutos. Completar o volume para
100 mL (diluição 5:10). Se necessário, ajustar o pH para 6,0 a 8,0. Preparar diluições decimais
sucessivas com o mesmo diluente.
Gelatinas: transferir 10 g da mistura de amostra para frasco contendo água estéril aquecida a 40 °C a
45 °C e deixar em repouso durante uma hora (diluição 1:10). Em seguida transferir o frasco para
banho-maria a 45 °C, agitando vigorosamente a intervalos frequentes. Se necessário, ajustar o pH
para 6,0 a 8,0. Preparar diluições decimais sucessivas em água estéril.
Correlatos:
Algodão e gaze: transferir três porções de 3,3 g das partes mais internas das amostras para Solução
tampão cloreto de sódio-peptona pH 7,0 contendo agente inativante apropriado. Preparar diluições
decimais sucessivas com o mesmo diluente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 399
Outros correlatos: transferir 10 unidades cuja forma e dimensão permita sua fragmentação ou
imersão total em, no máximo, 1000 mL de Solução tampão cloreto de sódio-peptona pH 7,0 ou outro
diluente adequado. Deixar em contato entre 10 e 30 minutos. Preparar diluições decimais sucessivas
com o mesmo diluente. Para aqueles que não podem ser fragmentados ou imersos, introduzir
assepticamente no recipiente 100 mL de Solução tampão cloreto de sódio-peptona pH 7,0.
Homogeneizar. Utilizar método de filtração em membrana de 0,45 μm.
O método para preparação depende das características físicas do produto a ser testado. Se nenhum
dos procedimentos descritos se demonstrar satisfatório, desenvolver um procedimento adequado.
Alguns produtos podem requerer um aquecimento maior na preparação da amostra, mas esta não deve
ultrapassar 48 °C.
ANÁLISE DO PRODUTO
Quantidade de amostra
A quantidade a ser testada poderá ser reduzida no caso de substâncias ativas que são formuladas nas
seguintes condições: a quantidade por dose unitária (exemplo: comprimido, cápsula) é menor ou igual
a 1 mg. Nesse caso, a quantidade de amostra a ser testada não deve ser menor que a quantidade
presente em 10 doses unitárias.
Para produtos em que o tamanho do lote é extremamente pequeno (isso é, menor que 1000 mL ou
1000 g), a quantidade a ser testada deve ser 1,0% do lote ou menor quando justificado ou autorizado.
Para produtos onde o número total de unidades no lote é menor que 200, usar duas unidades ou uma
unidade se o lote for menor ou igual a 100 unidades.
Na amostragem de produtos em processamento, coletar três amostras do início, quatro do meio e três
do fim do processo. Executar o teste na mistura dessas amostras.
PROCEDIMENTOS
A determinação pode ser efetuada pelo método de Filtração em membrana, Contagem em placa ou
Método dos Tubos Múltiplos (NMP). Esse último é reservado para as determinações bacterianas que
não possam ser realizadas por um dos outros métodos e quando se espera que o produto apresente
baixa densidade bacteriana.
A escolha do método é determinada por fatores tais como a natureza do produto e o número esperado
de micro-organismos, sendo que o método escolhido deve ser devidamente validado.
FILTRAÇÃO EM MEMBRANA
CONTAGEM EM PLACA
Exemplo de cálculo:
Caso o número de colônias nas placas de todas as diluições seja menor que 20, registrar a contagem
correspondente à de menor diluição e expressar como UFC/g ou mL. Se as placas de todas as diluições
não apresentarem colônias, registrar a contagem como sendo menor que uma vez a menor diluição
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 401
correspondente. Por exemplo, se nenhum crescimento for detectado na diluição 1:100, expressar a
contagem como menor que 100 UFC/g ou mL.
Preparar a amostra conforme procedimentos de adequação do produto. Preparar diluições 1:10; 1:100;
1:1000. Transferir 1 mL de cada uma das diluições, para três tubos, contendo, cada um, 9 mL de
Caldo caseína-soja. Incubar todos os tubos a (32,5 ± 2,5) °C durante três a cinco dias. Anotar o
número de tubos positivos e o número de tubos negativos.
Se a natureza da amostra tornar a leitura difícil, como, por exemplo, uma suspensão, efetuar
subcultura para o mesmo caldo ou para Ágar caseína-soja por dois dias na mesma temperatura.
Determinar o número mais provável de micro-organismos viáveis por grama ou mililitro do produto,
de acordo com as informações descritas na Tabela 1.
3 2 3 290 90 – 990
3 3 0 240 40 – 990
3 3 1 460 90 – 1980
3 3 2 1100 200 – 4000
3 3 3 >1100
Métodos microbiológicos alternativos, inclusive os automatizados, podem ser utilizados desde que
sua equivalência ao método farmacopeico tenha sido devidamente validada.
PROCEDIMENTO
Teste quantitativo (seleção e subcultura): diluir quantidade apropriada da Diluição A para o Caldo
de enriquecimento para enterobactérias Mossel, de modo a obter diluições contendo 0,1; 0,01 e 0,001
g (ou 0,1; 0,01 e 0,001 mL) do produto a ser testado. Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 24 a 48 horas.
Para cada tubo positivo, realizar subculturas em Ágar violeta vermelho neutro glicose. Incubar a (32,5
± 2,5) °C durante 18 a 24 horas.
Tabela 1 – Interpretação dos resultados do teste quantitativo para bactérias gram-negativas bile tolerantes.
Resultados para quantidade de produto de Número provável de bactérias por grama
0,1 g ou 0,1 mL 0,01 g ou 0,01 mL 0,001 g ou 0,001 mL ou mililitro do produto
+ + + Mais de 103
+ + - Menos de 103 e mais de 102
+ - - Menos de 102 e mais de 10
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 403
- - - Menos de 10
Escherichia coli
Preparo da amostra e pré-incubação: preparar a amostra usando a diluição 1:10 de, no mínimo, 1 g
do produto a ser examinado conforme descrito em Contagem do número total de micro-organismos
mesofílicos (5.5.3.1.2).
Salmonella
Preparação da amostra e pré-incubação: preparar a amostra usando a diluição 1:10 de, no mínimo,
10 g ou 10 mL do produto a ser examinado, conforme descrito em Contagem do número total de
micro-organismos mesofílicos (5.5.3.1.2). Homogeneizar e incubar (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a 24
horas.
Interpretação: o crescimento de colônias bem desenvolvidas, vermelhas com ou sem centro negro
indica presença provável de Salmonella que deve ser confirmada por testes de identificação
microbiana. O produto cumpre o teste se não for observado crescimento de tais colônias ou se as
provas microbianas forem negativas.
Pseudomonas aeruginosa
Preparação da amostra e pré-incubação: preparar a amostra usando a diluição 1:10 de, no mínimo,
1 g do produto a ser examinado, conforme descrito em Contagem do número total de micro-
organismos mesofílicos (5.5.3.1.2). Utilizar 10 mL da diluição para 90 mL de Caldo de caseína-soja
ou quantidade correspondente a 1 g ou 1 mL. Homogeneizar e incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a
24 horas.
Quando testar o dispositivo transdérmico, filtrar 50 mL de Caldo caseína-soja por membrana estéril
e transferir a membrana para 100 mL de Caldo caseína-soja. Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a
24 horas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 404
Seleção e subcultura: homogeneizar e transferir uma alça para placa contendo Ágar cetrimida.
Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a 72 horas. O crescimento de colônias indica presença provável
de Pseudomonas aeruginosa que deve ser confirmada por testes de identificação microbiana. O
produto cumpre o teste se não for observado crescimento de tais colônias ou se as provas de
identificação forem negativas.
Staphylococcus aureus
Preparação da amostra e pré-incubação: preparar a amostra usando a diluição 1:10 de, no mínimo,
1 g do produto a ser examinado conforme descrito em Contagem do número total de micro-
organismos mesofílicos (5.5.3.1.2). Utilizar 10 mL da diluição para 90 mL de caldo de
enriquecimento (Caldo caseína-soja) ou quantidade correspondente a 1 g ou 1 mL. Homogeneizar e
incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a 24 horas.
Seleção e subcultura: homogeneizar e transferir uma alça para placa contendo Ágar sal manitol.
Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 18 a 72 horas.
Interpretação: o crescimento de colônias amarelas ou brancas rodeada por uma zona amarela indica
presença provável de S. aureus que deve ser confirmada por testes de identificação microbiana.
O produto cumpre o teste se não for observado crescimento de tais colônias ou se as provas de
identificação foram negativas.
Clostridium
Seleção e subcultura: transferir uma alça de cada frasco para placa contendo Ágar Columbia. Incubar
em anaerobiose a (32,5 ± 2,5) °C durante 48 horas.
Candida albicans
Preparação da amostra e pré-incubação: preparar a amostra usando a diluição 1:10 de, no mínimo,
1 g ou mL do produto a ser examinado conforme descrito em Contagem do número total de micro-
organismos mesofílicos (5.5.3.1.2). Utilizar 10 mL da diluição para 90 mL de Caldo Sabouraud-
dextrose. Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante três a cinco dias.
Seleção e subcultura: transferir uma alça para placa contendo Ágar Sabouraud-dextrose ou Ágar
seletivo para Candida segundo Nickerson. Incubar a (32,5 ± 2,5) °C durante 24 a 48 horas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 405
O protocolo do teste de adequação deve mimetizar o teste de limite microbiano o preparo da amostra,
tipo de meio de cultura e soluções tampão, número e tipo da solução de lavagens das membranas bem
como as condições de incubação. Esse protocolo requer o uso de micro-organismos para o teste de
recuperação microbiana.
Durante a adequação, demonstrar que a escolha do método para estimativa qualitativa e/ou
quantitativa dos micro-organismos viáveis é sensível, exato e confiável e que é capaz eliminar
qualquer interferência ou inibição durante a recuperação dos micro-organismos viáveis.
As culturas liofilizadas devem ser reidratadas de acordo com as instruções de fornecedores e mantidas
por transferências para meios de cultura recém preparados ou por processo de congelamento ou de
refrigeração por período de estocagem que mantenha as características originais da cultura.
Usar suspensões padronizadas dos micro-organismos conforme estabelecido a seguir. Utilizar técnica
de manutenção de forma que o inóculo não ultrapasse cinco passagens da cultura original. Realizar
subculturas de cada micro-organismo (bactéria e fungo) separadamente como descrito na Tabela 1.
Candida Ágar Sabouraud- Ágar caseína-soja Ágar Sabouraud- Ágar caseína- Ágar
albicans dextrose ou Caldo dextrose soja Sabouraud-
(ATCC 10231) Sabouraud ≤100 UFC dextrose
≤ 100 UFC ≤ 100 UFC ≤ 100 UFC
(22,5 ± 2,5) ºC (32,5 ± 2,5) ºC, ≤
2-3 dias 5 dias (22,5 ± 2,5) ºC, (32,5 ± 2,5) ºC, (22,5 ± 2,5)
≤ 5 dias ≤ 5 dias
ºC, ≤ 5 dias
NMP: não se
aplica
Aspergillus Ágar Sabouraud- Ágar caseína-soja Ágar Sabouraud- Ágar caseína- Ágar
brasiliensis dextrose ou Ágar dextrose soja Sabouraud-
(ATCC 16404) batata-dextrose ≤ 100 UFC dextrose
≤ 100 UFC ≤100 UFC ≤ 100 UFC
(22,5 ± 2,5) ºC (32,5 ± 2,5) ºC, ≤
5-7 dias, ou até 5 dias (22,5 ± 2,5) ºC, (32,5 ± 2,5) ºC, (22,5 ± 2,5)
esporulação ≤ 5 dias ≤ 5 dias ºC, ≤ 5 dias
evidente NMP: não se
aplica
Usar solução tampão cloreto de sódio-peptona pH - 7,0 ou solução tampão fosfato pH 7,2 para preparar as suspensões. Ao preparar a suspensão de
esporos de A. brasiliensis, adicionar à solução tampão 0,05% de polissorbato 80. Usar as suspensões dentro de duas horas ou dentro de 24 horas se
mantidas à temperatura de 2- 8 °C. Tempos maiores poderão ser utilizados desde que validados.
Para os meios indicados na Tabela 3, inocular uma pequena quantidade de micro-organismo, inferior
a 100 UFC. Usar uma placa ou tubo para cada micro-organismo.
Testar cada lote de meio de cultura quanto a sua capacidade nutritiva conforme descrito a seguir:
Meio de cultura líquido: inocular menos que 100 UFC do micro-organismo teste no meio de cultura
indicado. Incubar à temperatura adequada e observar o crescimento visível comparando com um
controle (branco) do mesmo meio de cultura.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 407
Meio de cultura sólido: inocular cada placa contendo o meio de cultura indicado com menos que 100
UFC do micro-organismo teste. Incubar à temperatura adequada e comparar o crescimento obtido
que não deve ser inferior a 50% em relação ao inóculo padronizado.
Controle negativo: para verificar a esterilidade dos meios de cultura, colocá-los em incubação por,
no mínimo, 72 horas, na temperatura adequada. Não deve haver crescimento de micro-organismos.
Adicionar à amostra diluída e ao controle (diluente sem amostra), conforme descrito em Preparo da
amostra, em Contagem do número total de micro-organismos mesofílicos (5.5.3.1.2), quantidade
suficiente do micro-organismo para obter uma concentração de, no máximo, 100 UFC/mL. O volume
da suspensão do inoculo não deve exceder 1,0% do volume do produto diluído.
Deve ser demonstrada a capacidade do meio de cultura para detectar micro-organismos na presença
e na ausência da amostra.
Se o crescimento for inibido (redução menor que 50%), deve-se fazer modificações no procedimento
de contagem para assegurar a validade dos resultados. As modificações incluem:
• Aumentar o volume do diluente ou meio de cultura, mantendo constante a quantidade do produto.
• Incorporar um agente neutralizante específico ou agente neutralizante universal.
• Associar ambos os procedimentos acima.
• Realizar filtraçao em membrana.
Se as modificações no método de neutralização forem ineficazes, é possível atribuir que a falha seja
devido à atividade antimicrobiana do produto, que não permite o desenvolvimento do micro-
organismo controle testado.
B) Agentes neutralizantes
Agentes neutralizantes para inibição da atividade antimicrobiana devem ser adicionados ao diluente
escolhido ou ao meio de cultura preferencialmente antes da esterilização (Tabela 2). Demonstrar sua
eficácia e ausência de toxicidade aos micro-organismos teste utilizando diluente com neutralizante e
produto e realizando um branco com diluente e neutralizante, respectivamente.
* Tioglicolato pode ser tóxico para certos micro-organismos, especialmente esporos e staphylococos; tiossulfato pode ser tóxico para staphylococos.
Utilizar Caldo Neutralizante Dey-Engley ou Neutralizante Universal.
Se a neutralização não for adequada pode-se admitir que a falha em recuperar o micro-organismo inoculado seja atribuída à atividade antimicrobiana
do produto. Esta informação serve para indicar que o produto não é susceptível a contaminação pelos micro-organismos testados, porém pode não inibir
outros não incluídos na lista, os quais não são representativos e poderão ser empregados em substituição àqueles preconizados.
Realizar os testes separadamente para cada micro-organismo teste listado na Tabela 3. Utilizar a
amostra conforme preparada em Inoculação dos micro-organismos teste na amostra.
A) Filtraçao em membrana
Usar membrana filtrante com 0,45 μm de diâmetro de porosidade e eficácia comprovada de retenção.
As membranas de nitrato de celulose, por exemplo, podem ser utilizadas para soluções aquosas,
oleosas ou fracamente alcoólicas e as de acetato de celulose para soluções fortemente alcoólicas. Para
cada micro-organismo teste, utilize uma membrana.
B) Contagem em placa
Método de superfície: para cada placa de Petri de 9 cm, adicionar 15 mL a 20 mL de Ágar caseína-
soja ou Ágar Sabouraud-dextrose e deixar solidificar. Secar as placas. Adicionar à superfície do meio
de cultura 0,1 mL da amostra preparada como descrito em inoculação do micro-organismo na
amostra. Para cada micro-organismo testado utilizar duas placas. Realizar a contagem e calcular o
número de UFC.
Incubar todos os tubos a (32,5 ± 2,5) ºC por, no máximo, cinco dias. Anotar o número de tubos
positivos. Se a natureza da amostra tornar a leitura difícil, efetuar subcultura para outros tubos
contendo o mesmo meio de cultura ou para Ágar caseína-soja por dois dias na mesma temperatura.
Determinar o número mais provável de micro-organismo por grama ou mililitro do produto de acordo
com informações na Tabela 3.
Resultados e interpretação
Condições gerais
Micro-organismos isolados do ambiente ou outras espécies podem ser incluídos nos testes de
desafios, especialmente, se eles representarem contaminantes que possam ser introduzidos durante a
fabricação ou durante o uso do produto.
As culturas liofilizadas devem ser reidratadas de acordo com as instruções de fornecedores e mantidas
por transferências para meios frescos ou por processo de congelamento ou refrigeração por períodos
de estocagem devidamente qualificados.
Usar suspensões padronizadas das cepas testes conforme estabelecido abaixo. Utilizar técnica de
manutenção de forma que o inóculo não ultrapasse cinco passagens do cultivo original. Cultivar cada
micro-organismo (bactéria e fungo) separadamente.
Usar Solução tampão cloreto de sódio-peptona pH 7,0 ou Solução tampão fosfato pH 7,2 para
preparar as suspensões dos micro-organismos. Ao preparar a suspensão de esporos de A. brasiliensis,
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 410
adicionar à solução tampão 0,05% de polissorbato 80. Usar as suspensões dentro de duas horas ou
dentro de 24 horas se mantidas à temperatura de 2 ºC a 8 ºC.
Micro-organismos
A) Micro-organismos aeróbicos:
Realizar subculturas separadamente em tubos contendo meio de cultura Caldo caseína-soja ou Ágar
caseína-soja a (32,5 ± 2,5) ºC durante 18 a 24 horas. Cultivar Candida albicans em Ágar Sabouraud-
dextrose a (22,5 ± 2,5) ºC durante dois a três dias. Utilizar Solução tampão cloreto de sódio-peptona
pH 7,0 ou Solução tampão fosfato pH 7,2 para preparar as suspensões. Usá-las dentro de duas horas
ou dentro de 24 horas se armazenadas de 2 °C a 8 °C.
B) Micro-organismo anaeróbico
Cultivar a cepa Clostridium sporogenes sob condições anaeróbicas em Meio reforçado para
Clostridium a (32,5 ± 2,5) ºC durante 24 a 48 horas. Como método alternativo, realizar diluições de
uma suspensão de células vegetativas de Clostridium sporogenes. Esta suspensão de esporos pode
ser utilizada como inóculo se mantida de 2 ºC a 8 ºC por um período adequado.
Para os meios de cultura indicados na Tabela 3, inocular uma pequena quantidade de micro-
organismo teste (no máximo, 100 UFC). Usar uma placa de Petri ou tubo para cada micro-organismo.
Cada lote de meio de cultura esterilizado deve ser testado quanto à sua capacidade em promover o
crescimento de micro-organismos, conforme descrito a seguir.
Meio de cultura líquido: inocular menos que 100 UFC do micro-organismo teste no meio de cultura
indicado. Incubar à temperatura adequada e observar o crescimento visível comparando com um
controle (branco) do mesmo meio de cultura.
Meio de cultura sólido: inocular cada placa contendo o meio de cultura indicado com menos que 100
UFC do micro-organismo teste. Incubar à temperatura. O crescimento obtido deve possuir as
características padrões do micro-organismo no meio utilizado.
Controle negativo
Para verificar as condições do ensaio, realizar teste de esterilidade dos meios de culturas. Não deve
haver crescimento de micro-organismos.
Salmonella
Caldo enriquecimento Salmonella Rappaport Promoção de crescimento Salmonella enterica ssp sorotipo
Vassiliadis typhimurium
ou S. enterica ssp sorotipo abony
S. aureus
Inibitória
S. enterica ssp sorotipo
Ágar xilose lisina desoxicolato Crescimento presuntivo typhimurium
ou S. enterica ssp sorotipo abony
Pseudomonas aeruginosa
Ágar cetrimida Crescimento presuntivo P. aeruginosa
Inibitória E. coli
Staphylococcus aureus
Ágar sal manitol Crescimento presuntivo S. aureus
Inibitória E. coli
Clostridium
Meio reforçado para Clostridium Promoção de crescimento Clostridium sporogenes
Para cada produto a ser analisado realize o teste conforme descrito em Procedimento, em Pesquisa
de micro-organismos patogênicos (5.5.3.1.3).
Os micro-organismos devem ser detectados pelas reações indicadas nos parágrafos correspondentes,
descritos em Procedimento, em Pesquisa de micro-organismos patogênicos (5.5.3.1.3).
A garantia de qualidade e os controles de produção devem ser tais que os micro-organismos capazes
de proliferar e contaminar o produto estejam dentro dos limites especificados. Os limites microbianos
devem ser adequados às várias categorias de produtos que reflitam o tipo de contaminação mais
provável introduzida durante a fabricação, bem como a via de administração, o consumidor final
(neonatos, crianças, idosos, debilitados), o uso de agentes imunossupressores, corticosteroides e
outros fatores. Ao avaliar os resultados dos testes microbiológicos, o número e os tipos de micro-
organismos presentes devem ser considerados no contexto do uso do produto proposto.
Não aquoso para uso oral 103 102 Ausência de Escherichia coli em 1 g ou mL.
Para uso oral que será 107 104 Ausência de Escherichia coli em 1 g. Ausência
submetido a processo extrativo de Salmonella em 10 g. Limite máximo de 104
a quente (por exemplo, infusões bactéria Gram negativa bile tolerantee em 1 g.
ou decocções).
Para uso oral, contendo insumo 105 103 Ausência de Escherichia coli em 1 g. Ausência
ativo que não foi submetido a de Salmonella em 10 g. Limite máximo de 103
pré-tratamento que reduz a bactéria Gram negativa bile tolerantee em 1 g.
carga microbiana.
(a) É aceitável um resultado duas vezes o valor de especificação em virtude da variabilidade maior de execução dos
testes para determinação da biocarga, porém, quando estes valores são encontrados com frequência, é necessário
rever o processo produtivo. Assim:
- 101 UFC: valor máximo aceitável = 20
- 102 UFC: valor máximo aceitável = 200
- 103 UFC: valor máximo aceitável = 2000 e assim sucessivamente.
(b) Resultados de contagem de bactérias e fungos dentro dos limites aceitáveis não exclui a necessidade da pesquisa
de patógenos.
(c) Além dos micro-organismos listados na Tabela, a significância de outros micro-organismos recuperados deve ser
avaliada levando em consideração:
- o uso do produto: considerar a via de administração a ser utilizada;
- a natureza do produto: o produto é susceptível ao crescimento microbiano?
- o usuário: considerar o risco para neonatos, infantes e debilitados.
(d) Para produtos que se enquadrem em mais de uma situação prevalecerão os limites mais restritivos.
(e) Outras enterobactérias.
(f) Para matérias-primas, a frequência da realização dos testes de contagem e identificação de patógenos deve ser
determinada considerando a sua susceptibilidade à contaminação microbiana. Resultados de baixa atividade de
água (igual ou inferior a 0,75 medidos a 25 ºC), assim como baixo ou alto pH, diminuem essa susceptibilidade.
Com base em dados históricos dos testes de monitoramento microbiológico, da baixa carga
microbiana da matéria-prima, de composição aquosa, do processo de fabricação, da formulação, a
frequência do teste para a determinação do limite microbiano pode ser alterada para as formas
farmacêuticas se apresentarem atividade de água (Aa) inferior a 0,75 medida a 25 °C. Para os
correlatos, considerar como limite microbiano àqueles expressos de acordo com a via de aplicação.
A extensão desse resultado ao restante do lote requer a segurança de que todas as unidades do mesmo
lote tenham sido preparadas de modo a garantir grande probabilidade de que todo o lote passaria pelo
teste. Obviamente, isso depende das precauções tomadas durante os processos operacionais de
fabricação, de acordo com as Boas Práticas de Fabricação.
Para a realização do teste de esterilidade é importante que as pessoas sejam adequadamente treinadas
e qualificadas.
Os testes devem ser realizados sob condições assépticas utilizando, por exemplo, cabine de segurança
biológica Classe II tipo A, que deve estar instalada em área limpa, de classificação compatível com
os requerimentos de controle ambiental exigidos para a realização do teste de esterilidade. Para testes
de esterilidade de fármacos oncogênicos, mutagênicos, antibióticos, hormônios, esteroides e outros,
os testes devem ser realizados na cabine de segurança biológica classe II tipo B2, que possui sistema
de exaustão externo ao ambiente do laboratório.
Não devem ser realizados testes sob exposição direta de luz ultravioleta ou em áreas sob tratamento
com aerossóis. As condições devem ser adequadas de forma a evitar contaminação acidental da
amostra durante o teste e, também, não afetar a detecção de possíveis contaminantes. Controles
ambientais das áreas de trabalho devem ser realizados regularmente (controle do ar e de superfícies,
contagens de partículas, determinação de velocidade e direção do fluxo de ar, entre outros).
MEIOS DE CULTURA
Os meios de cultura utilizados para testes de esterilidade são o Meio fluido de tioglicolato e o Caldo
de caseína-soja. O primeiro é utilizado primariamente para cultura de bactérias anaeróbicas, embora,
também, possa detectar o crescimento de bactérias aeróbicas. O segundo é adequado para a cultura
de leveduras, fungos e bactérias aeróbicas. Os meios utilizados devem cumprir com os requisitos dos
Testes de promoção de crescimento dos meios de cultura. Preparar os meios de cultura conforme
descrito a seguir. Formulações desidratadas, também, podem ser utilizadas, devendo-se demonstrar
que, após reconstituição conforme indicações do fabricante, os requisitos dos Testes de promoção de
crescimento dos meios de cultura sejam cumpridos. Os meios de cultura devem ser esterilizados por
processo validado.
Misturar a L-cistina, cloreto de sódio, dextrose, extrato de levedura e caseína de digestão pancreática
com 1000 mL de água purificada e aquecer até dissolução total. Solubilizar o tioglicolato de sódio ou
ácido tioglicólico nessa solução e ajustar o pH com hidróxido de sódio M de modo que, após a
esterilização, o pH da solução seja de 7,1 ± 0,2. Se houver necessidade de filtração, aquecer a solução
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 416
novamente, sem deixar alcançar a ebulição e filtrar, ainda quente, em papel de filtro. Adicionar a
solução de resazurina sódica, homogeneizar e distribuir em frascos adequados. O meio deve
apresentar uma coloração rósea na sua superfície que não exceda um terço da altura da sua massa
líquida. No caso de se obter um meio com coloração rósea em mais de um terço de sua massa líquida,
restaurar o meio por um único aquecimento em banho-maria ou em vapor fluente.
Esterilizar utilizando processo validado. Se não for utilizar imediatamente, estocar em temperatura
entre 2 ºC e 25 ºC conforme orientação do fabricante. Não utilizar o meio por um período de
estocagem superior àquele para o qual ele foi validado. O Meio fluido de tioglicolato deve ser
incubado a (32,5 ± 2,5) ºC sob condições aeróbicas.
Proceder conforme descrito para Meio fluido de tioglicolato sem a adição do ágar e da resazurina
sódica. O pH após esterilização é 7,1 ± 0,2. O Meio alternativo do fluido tioglicolato deve ser
incubado a (32,5 ± 2,5) ºC sob condições anaeróbicas.
Nos casos em que os meios de cultura são utilizados para o teste de esterilidade de penicilinas e
cefalosporinas pelo método de inoculação direta, a preparação do Meio fluido de tioglicolato e do
Caldo de caseína soja deve ser modificada conforme descrito a seguir. Transferir, assepticamente,
para os frascos esterilizados, contendo cada meio quantidade de β-lactamase suficiente para inativar
o antibiótico presente na amostra. Número representativo de frascos contendo meio com β-lactamase
sem amostra devem ser incubados durante o período do teste (controle negativo). Controles positivos
também devem ser incluídos para verificar se toda penicilina ou cefalosporina foi inativada. Proceder
ao teste de validação para bacteriostase e fungistase, utilizando Staphylococcus aureus (ATCC
6538/INCQS 00039) como micro-organismo teste. A observação de crescimento microbiano típico
constitui confirmação de que a concentração de β-lactamase utilizada é apropriada.
PADRONIZAÇÃO DO INÓCULO
Usualmente, são necessários ajustes para se obter densidade específica de células microbianas viáveis
(no máximo, 100 UFC) no meio de cultura. Para estabelecer um volume que contenha a densidade
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 417
recomendada de células, diluições em série devem ser realizadas a partir de uma suspensão estoque,
procedendo-se a contagem em placas para determinar a densidade microbiana obtida com cada
diluição.
Se o procedimento estiver bem padronizado, é possível reproduzir os resultados com a mesma cepa
microbiana.
Nota: os meios de cultura utilizados na padronização do inóculo são aqueles descritos no capítulo
Contagem do número total de micro-organismos mesofílicos (5.5.3.1.2) para cada micro-organismo.
Procedimento
Usando alça de cultivo, transferir o crescimento do micro-organismo específico para tubo de ensaio
contendo ágar inclinado indicado para o seu crescimento. Semear a cultura sobre a superfície do ágar
inclinado, de modo a obter película uniforme de crescimento. Incubar nas condições ótimas de
crescimento do micro-organismo teste.
Como sugestão de diluições para o inóculo, após o período de incubação lavar o crescimento do
micro-organismo com 1 mL de solução estéril de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) ou água peptonada
0,1% (p/v) estéril e transferir para frasco contendo 99 mL de solução estéril de cloreto de sódio a
0,9% (p/v) ou água peptonada 0,1% (p/v) estéril - (suspensão estoque). Homogeneizar a suspensão
manualmente ou em agitador de tubos do tipo vórtex.
Preparar diluições em série (1:100, 1:10000 e 1:1000000) a partir da suspensão estoque utilizando
solução estéril de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) ou água peptonada 0,1% (p/v) estéril como diluente.
Incorporar 1 mL de cada diluição em meio sólido adequado para o micro-organismo, previamente
fundido e resfriado a aproximadamente 45 ºC. Homogeneizar e incubar.
Proceder à contagem do número de colônias que se desenvolveram no meio sólido e escolher, a partir
dos resultados, a diluição a ser utilizada para obter, no máximo, 100 UFC por frasco de meio de
cultura.
Para o preparo de suspensão fúngica, a solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) estéril pode ser
substituída por água purificada estéril.
Os meios de cultura utilizados devem cumprir com os testes descritos a seguir, realizados antes ou
paralelamente ao Teste de esterilidade da amostra.
Esterilidade
Para confirmar a esterilidade, uma amostra representativa de cada lote do meio deve ser incubada nas
condições especificadas por 14 dias. Para um lote de até 100 unidades, sugere-se que de 3% a 5% das
amostras sejam submetidas ao ensaio. Para um lote maior, 10 placas ou tubos tomados ao acaso devem
ser testados. Não deve ocorrer crescimento microbiano.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 418
Promoção de crescimento
Cada lote de meio de cultura esterilizado deve ser testado quanto à sua capacidade em promover o
crescimento de micro-organismos. Inocular, separadamente, em duplicata, tubos de cada meio com
volume de inóculo contendo, no máximo, 100 UFC de cada cepa microbiana listada na Tabela 1 e
incubar conforme as condições especificadas para cada meio. O teste de promoção de crescimento é
considerado válido se houver evidência de crescimento microbiano, visualizado pela turvação e/ou
por métodos microscópicos, após três dias de incubação dos meios inoculados com bactérias e após
cinco dias de incubação dos meios inoculados com fungos.
Bacteroides vulgatus (ATCC 8482, NCTC 11154, INCQS 00059) pode ser utilizado alternativamente
a Clostridium sporogenes, quando não for necessário o uso de um micro-organismo esporulado.
Uma alternativa a Staphylococcus aureus é o Bacillus subtilis (INCQS 00001, ATCC 6633, CIP
52.62, NBRC 3134, NCIMB 8054, NCTC 10400).
Se os meios preparados forem estocados em frascos não hermeticamente fechados, poderão ser
utilizados por um mês, desde que sejam testados para promoção de crescimento dentro de 15 dias a
partir do tempo de uso e que cumpram o requisito para o indicador de cor.
Se os meios forem estocados em frascos hermeticamente fechados, poderão ser usados por um ano,
desde que sejam testados para promoção de crescimento dentro de três meses a partir do tempo de
uso e que cumpram o requisito para o indicador de cor.
Fluido I
Peptona de carne 1,0 g
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 419
Solubilizar a peptona de carne em água purificada, filtrar ou centrifugar para clarificação do meio, se
necessário e ajustar o pH em 7,1 ± 0,2. Distribuir em frascos adequados e esterilizar utilizando
processo validado.
Fluido II
Para cada litro de Fluido I, adicionar 1 mL de polissorbato 80 antes da esterilização. Ajustar o pH em
7,1 ± 0,2. Distribuir em frascos adequados e esterilizar utilizando processo validado. Usar esse fluido
para produtos que contém lecitina ou óleo e para produtos para saúde.
Fluido III
Peptona de carne 5,0 g
Extrato de carne 3,0 g
Polissorbato 80 10,0 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
pH após esterilização 6,9 ± 0,2
O teste de validação para bacteriostase e fungistase deve ser realizado quando o teste de esterilidade
for realizado pela primeira vez para um produto e sempre que houver modificações na formulação do
produto e/ou nas condições experimentais do teste. A validação deve ser feita previamente ao teste
de esterilidade do produto sob exame.
Procedimento
Para realizar o teste de validação, proceder conforme descrito em Procedimentos para o teste de
esterilidade, empregando exatamente os mesmos métodos, exceto para as modificações que se
seguem.
Método de filtração em membrana. Após transferência do conteúdo do(s) frasco (s) a ser(em)
testado(s) (conforme especificado na Tabela 3) para o dispositivo de filtração, adicionar, no máximo,
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 420
100 UFC do micro-organismo teste à última alíquota do fluido estéril utilizado para lavagem da
membrana.
Método de inoculação direta. Após transferência do conteúdo do(s) frasco(s) a ser(em) testado(s)
(conforme especificado na Tabela 3) para frascos contendo os meios de cultura, adicionar, no
máximo, 100 UFC dos micro-organismos testes aos meios.
Interpretação
Antes de proceder ao teste, efetuar assepsia das superfícies externas dos frascos e ampolas,
mergulhando-os em solução antisséptica adequada, ou utilizando outros procedimentos de
desinfecção externa das embalagens como por exemplo, vapores de peróxido de hidrogênio. No caso
de artigos cujas embalagens não resistam a esse tratamento, fazer assepsia das amostras por meio de
tecido não liberador de partículas embebido em solução antisséptica.
Amostragem
Caso não especificado na monografia individual, testar o número de unidades da amostra conforme
relacionado na Tabela 2. Se as unidades da amostra apresentam conteúdo em quantidade suficiente
(Tabela 3), o conteúdo de cada unidade pode ser dividido em duas porções iguais para cada tipo de
meio de cultura utilizado. Se as unidades da amostra não apresentam conteúdo em quantidade
suficiente para cada meio, separar o dobro do número de unidades especificado na Tabela 2 para
realização do teste.
Utilizar membranas filtrantes com porosidade nominal de, no máximo, 0,45 μm cuja eficiência em
reter micro-organismos tenha sido estabelecida. Filtros de nitrato de celulose, por exemplo, são
utilizados para soluções aquosas, oleosas e fracamente alcoólicas e filtros de acetato de celulose, por
exemplo, para soluções fortemente alcoólicas. Filtros especialmente adaptados podem ser requeridos
para determinados produtos, como antibióticos.
Para produtos oncológicos extremamente agressivos – substituir a membrana de éster de celulose por
difluoreto de polivinilideno (PVDF) ou politetrafluoroetileno (PTFE).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 422
Controles negativos ou brancos devem ser incluídos para os fluidos e solventes utilizados, para os
quais não se deve observar crescimento microbiano. Deve-se verificar, ainda, se os fluidos utilizados
não apresentam atividade antimicrobiana nas condições do teste.
Líquidos miscíveis em veículos aquosos: transferir pequena quantidade de diluente estéril, como o
Fluido I, para a membrana e filtrar. O diluente pode conter substâncias neutralizantes e ou inativantes,
como no caso de antibióticos. Transferir para a membrana os conteúdos dos recipientes a serem
testados ou a diluição apropriada (previamente definida no Teste de validação para bacteriostase e
fungistase) em quantidades não inferiores às recomendadas nas Tabelas 2 e 3 e filtrar imediatamente.
Se o produto apresentar atividade antimicrobiana, lavar a membrana, no mínimo, três vezes filtrando,
a cada vez, o volume do diluente estéril estabelecido no Teste de validação para bacteriostase e
fungistase. A quantidade de fluido de lavagem utilizada não deve ser superior a cinco porções de 200
mL, mesmo se durante o teste de validação tenha sido demonstrado que tal ciclo de lavagens não
elimina completamente a atividade antimicrobiana. Transferir a membrana inteira ou cortada,
assepticamente, em duas partes iguais, para os meios selecionados, sendo uma metade em cada.
Utilizar os mesmos volumes de meio empregados no teste de validação. Incubar os meios por pelo
menos 14 dias.
Óleos e soluções oleosas: utilizar, para cada meio de cultura a quantidade de amostra especificada
nas Tabelas 2 e 3. Óleos e soluções oleosas de baixa viscosidade podem ser filtradas sem diluição
através da membrana seca. Óleos viscosos devem ser diluídos em solvente estéril adequado como,
por exemplo, miristato de isoproprila, desde que demonstrado não possuir atividade antimicrobiana
nas condições do teste. Deixar o óleo penetrar na membrana, filtrar utilizando vácuo gradualmente.
Lavar a membrana com, no mínimo, três porções do Fluido III. Prosseguir conforme descrito para
Líquidos miscíveis em veículos aquosos.
Pomadas e cremes: utilizar, para cada meio de cultura, quantidade de amostra especificada nas
Tabelas 2 e 3. Pomadas de base oleosa e emulsões do tipo água em óleo podem ser diluídas para
1,0% em solvente adequado (miristato de isopropila, ou outro) como descrito no item anterior,
aquecendo, se necessário, a 40 ºC (em casos excepcionais, aquecer no máximo até 44 ºC). Filtrar, o
mais rapidamente possível, e prosseguir conforme descrito em Óleos e soluções oleosas. No caso de
utilização do miristato de isopropila como diluente, desde que demonstrado não possuir atividade
antimicrobiana nas condições do teste, esse deve ser esterilizado antes do uso, por filtração em
membrana, e seu extrato aquoso deve apresentar pH não inferior a 6,5.
Sólidos solúveis (não antibióticos): utilizar, para cada meio de cultura, quantidade de amostra
especificada nas Tabelas 2 e 3. Solubilizar o produto em fluido adequado, como o Fluido I, e
prosseguir conforme descrito para Líquidos miscíveis em veículos aquosos.
Sólidos para preparações injetáveis (não antibióticos):reconstituir o produto como descrito no rótulo
e proceder conforme descrito para Líquidos miscíveis em veículos aquosos, ou Óleos e soluções
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 423
oleosas, dependendo do caso. Se necessário, pode ser utilizado um excesso de diluente para auxiliar
na reconstituição e filtração do produto.
Antibióticos sólidos para preparações injetáveis: para embalagens com menos de 5 g retirar,
assepticamente, de cada um dos 20 frascos recomendados, cerca de 0,3 g de amostra, solubilizar em
200 mL de Fluido I e homogeneizar. Alternativamente, reconstituir o produto conforme descrito no
rótulo, transferir o equivalente, em líquido, a 0,3 g de amostra e diluir para 200 mL com Fluido I.
Para embalagens com 5 g ou mais transferir, assepticamente, de cada seis recipientes, 1 g de amostra
para frasco adequado, solubilizar em 200 mL de Fluido I e homogeneizar.
Aerossóis estéreis: para produtos líquidos pressurizados, congelar o conteúdo em mistura de álcool
etílico e gelo seco a pelo menos -20 ºC, por aproximadamente uma hora. Se possível, antes da abertura
da embalagem, deixar o propelente escapar e transferir assepticamente o conteúdo para frasco
adequado estéril. Adicionar 100 mL de Fluido II e homogeneizar suavemente. Prosseguir conforme
descrito para Líquidos miscíveis em veículos aquosos ou Óleos e soluções oleosas, conforme o caso.
Seringas já preenchidas com ou sem agulha acoplada: expelir o conteúdo de cada seringa
diretamente sobre a(s) membrana(s) ou em frascos separados e depois filtrar. Prosseguir conforme
descrito para Líquidos miscíveis em veículos aquosos.
Dispositivos estéreis: Passar assepticamente um volume de Fluido II não inferior a 10% do volume
de cada unidade do total de dispositivos a serem testados conforme estabelecido nas Tabelas 2 e 3.
Recolher o fluido em um recipiente adequado estéril e proceder conforme indicado para líquidos
miscíveis em veículos aquosos ou soluções aquosas de óleos e soluções oleosas, conforme o caso. No
caso das seringas vazias, estéreis, extrair o diluente estéril do recipiente através da agulha estéril, se
estiver acoplada, ou através de uma agulha estéril acoplada para proceder ao ensaio, e expulsar o
conteúdo em um recipiente estéril. Proceder como indicado anteriormente.
Transferir, direta e assepticamente, para os meios de cultura a quantidade do produto especificada nas
Tabelas 2 e 3, de tal forma que o volume do produto não seja maior que 10% do volume do meio de
cultura, a menos que especificado de maneira diferente na monografia individual ou nessa seção. Se
a amostra apresentar atividade antimicrobiana, realizar o teste após a neutralização da atividade com
uma substância neutralizante adequada ou por diluição em quantidade suficiente de meio de cultura.
Quando for necessário o uso de grandes volumes do produto, pode-se trabalhar com meio de cultura
concentrado, preparado levando-se em conta a diluição subsequente à adição do produto. Se o
recipiente comportar, o meio concentrado pode ser adicionado diretamente à amostra.
Líquidos não oleosos:transferir o volume indicado de cada amostra conforme Tabela 3 para tubos
contendo os meios fluido de tioglicolato e caldo de caseína-soja, utilizando pipeta estéril ou seringa
e agulha estéreis. Homogeneizar o líquido com o meio, sem aerar excessivamente. Incubar nas
condições especificadas para cada meio durante 14 dias.
Líquidos oleosos: utilizar meio de cultura contendo agente emulsificante apropriado em concentração
que tenha se mostrado adequada na validação, por exemplo, polissorbato 80 a 1,0% (p/v).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 424
Pomadas e cremes: preparar diluição da amostra a 10% utilizando um agente emulsificante adequado
adicionado a um diluente estéril como o Fluido I. Transferir a amostra diluída para meios de cultura
sem emulsificante. Incubar os meios inoculados por, no mínimo, 14 dias. Observar os meios durante
todo o período de incubação. Homogeneizar, suavemente, os frascos de meio de cultura contendo
óleo, diariamente, durante todo o período de incubação. Os frascos contendo Meio líquido de
tioglicolato ou outro meio similar devem ser agitados de forma a não prejudicar as condições de
anaerobiose.
Sólidos: transferir a quantidade de amostra especificada nas Tabelas 2 e 3 ou preparar uma solução
ou suspensão do produto adicionando volume não superior a 20 mL de diluente estéril ao recipiente.
Transferir o material assim obtido para 200 mL de Meio fluido de tioglicolato. Do mesmo modo,
transferir a mesma quantidade do material para 200 mL de Caldo de caseína-soja e homogeneizar.
Prosseguir conforme descrito para Líquidos não oleosos.
Categute e outras suturas cirúrgicas: Para cada meio, utilizar a quantidade de amostra especificada
nas Tabelas 2 e 3. Abrir a embalagem assepticamente e remover três porções do fio para cada meio
de cultura. Essas porções devem ser retiradas no início, no meio e no final e terem 30 cm de
comprimento. Cobrir cada parte do fio com volume suficiente dos meios (20 mL a 150 mL).
Algodão purificado, gaze, bandagem e material relacionado: de cada embalagem de algodão, gaze
em rolo ou gaze em bandagem a ser analisada, retirar, com instrumentos estéreis, duas porções de 0,1
g a 0,5 g das partes mais internas da amostra. Para materiais em embalagem individual, tais como
chumaço de gaze, retirar duas porções individuais de 0,25 g a 0,5 g, ou duas unidades totais, no caso
de unidades pequenas (ex: bandagens menores que 25 mm a 75 mm). Transferir uma porção para
tubo com 40 mL de Meio fluido de tioglicolato e outra para tubos com 40 mL de Caldo de caseína-
soja. Prosseguir conforme descrito para Líquidos.
Aparelhos parenterais: Para aparelhos de formas e dimensões que permitam sua imersão em volume
de meio que não ultrapasse 1000 mL, fazer a sua imersão utilizando as quantidades especificadas nas
Tabelas 2 e 3 e proceder conforme descrito em Líquidos. Para aparelhos muito grandes, fazer a
imersão de partes que entrem em contato com o paciente em volume de meio suficiente para a imersão
de todas as partes. Para catéteres cujos lumens, interno e externo, devam ser estéreis, passar o meio
dentro do lúmen ou preencher o lúmen com o meio e promover a imersão do aparelho inteiro.
Durante o período de incubação e até o seu término, examinar os meios quanto às evidências
macroscópicas de crescimento microbiano. Se a amostra sob exame provoca turvação dos meios de
cultura, de modo a impedir a observação do crescimento microbiano, transferir porções adequadas de
cada frasco (não menos que 1 mL) para frascos novos dos mesmos meios 14 dias após o início da
incubação. Incubar os frascos originais e os frascos novos por um período adicional de não menos
que quatro dias. Se, ao final do período de incubação, não houver evidências de crescimento
microbiano, a amostra sob exame cumpre com o requisito de esterilidade. Se for evidenciado
crescimento de micro-organismos, a amostra não cumpre com o requisito de esterilidade, a não ser
que se evidencie falha durante a execução do teste como, por exemplo, contaminação não relacionada
com o produto em análise.
O teste de esterilidade pode ser considerado inválido se uma ou mais das seguintes condições forem
observadas.
Se for considerado inválido, o teste de esterilidade deve ser repetido com o mesmo número de
unidades do teste inicial. Se, após a repetição do teste, não for observado crescimento microbiano, a
amostra cumpre com o requisito de esterilidade. Se for observado crescimento microbiano após a
repetição do teste, a amostra sob exame não cumpre com o requisito de esterilidade.
Ao empregar a técnica de filtração por membrana, utilizar, sempre que possível, todo o conteúdo do
recipiente, mas não menos que a quantidade indicada nas Tabelas 2 e 3, diluindo, quando necessário,
para aproximadamente 100 mL com uma solução estéril adequada, como o Fluido I.
Devido ao rápido decaimento radioativo, não é praticável atrasar a liberação de alguns produtos
farmacêuticos radioativos por conta do teste de esterilidade.
Em tais casos, os resultados dos testes de esterilidade fornecem apenas evidência retrospectiva
confirmatória para a garantia da esterilidade e, portanto, dependem dos métodos iniciais estabelecidos
na fabricação e nos procedimentos de validação/certificação.
Para o ensaio de lotes de substâncias antibióticas para as quais existam Preparações Padrão nacionais,
referendadas por organizações internacionais, é obrigatório o uso dessas preparações.
SOLUÇÕES
Solução 1 (tampão fosfato de potássio a 1,0%, estéril, pH 6,0) – Solubilizar 2,0 g de fosfato de
potássio dibásico e 8 g de fosfato de potássio monobásico em 800 mL de água purificada. Se
necessário, ajustar o pH para 5,9 - 6,1 com ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M,
completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos
em autoclave a 121 °C.
Solução 2 (tampão fosfato de potássio 0,1 M, estéril, pH 8,0) – Solubilizar 16,73 g de fosfato de
potássio dibásico e 0,523 g de fosfato de potássio monobásico em 800 mL de água purificada. Se
necessário, ajustar o pH para 7,9 - 8,1 com ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M,
completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos
em autoclave a 121 °C.
Solução 3 (tampão fosfato de potássio 0,1 M, estéril, pH 4,5) – Solubilizar 13,6 g de fosfato de
potássio monobásico em 800 mL de água purificada. Se necessário, ajustar o pH para 4,4 – 4,5 com
ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M, completar o volume para 1000 mL com água e
homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos em autoclave a 121 °C.
Solução 4 (tampão fosfato de potássio a 10%, estéril, pH 6,0) – Solubilizar 20,0 g de fosfato de
potássio dibásico e 80,0 g de fosfato de potássio monobásico em 800 mL de água purificada. Se
necessário, ajustar o pH para 5,9 - 6,1 com ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M,
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 427
completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos
em autoclave a 121 °C.
Solução 5 (tampão fosfato de potássio 0,2 M, estéril, pH 10,5) – Solubilizar 35,0 g de fosfato de
potássio dibásico e adicionar 2,0 mL de hidróxido de potássio 10 M em 800 mL de água purificada.
Se necessário, ajustar o pH para 10,4 - 10,6 com ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M,
completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos
em autoclave a 121 °C.
Solução 6 (ácido clorídrico metanólico 0,1 M) – Diluir 10,0 mL de ácido clorídrico 1,0 M em álcool
metílico suficiente para perfazer 1000 mL.
Solução 7 (solução de álcool isopropílico a 80%) – Diluir 800 mL de álcool isopropílico em água
purificada suficiente para perfazer 1000 mL.
Solução 8 (tampão fosfato de potássio 0,1 M, estéril, pH 7,0) – Solubilizar 13,6 g de fosfato de
potássio dibásico e 4,0 g de fosfato de potássio monobásico em 800 mL de água purificada. Se
necessário, ajustar o pH para 6,8 - 7,2 com ácido fosfórico 6 M ou hidróxido de potássio 10 M,
completar o volume para 1000 mL com água e homogeneizar. Esterilizar a solução por 20 minutos
em autoclave a 121 °C.
MEIOS DE CULTURA
Podem ser empregados meios de cultura desidratados, disponíveis no comércio que, ao serem
reconstituídos com água purificada, conforme as especificações do fabricante, possuam a mesma
composição que o meio produzido com os ingredientes individualmente indicados para sua obtenção.
Meio de cultura nº 1 – Solubilizar 6,0 g de peptona seca, 4,0 g de caseína de digestão pancreática.
3,0 g de extrato de levedura, 1,0 g de dextrose e 15,0 g de ágar em água purificada suficiente para
perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá ser 6,6.
Meio de cultura nº 2 – Solubilizar 6,0 g de peptona seca, 3,0 g de extrato de levedura, 1,5 g de
extrato de carne e 15,0 g de ágar em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após
esterilização, deverá ser 6,6.
Meio de cultura nº 3 – Solubilizar 5,0 g de peptona seca, 1,5 g de extrato de levedura, 1,5 g de
extrato de carne, 2,5 g de cloreto de sódio, 1,0 g de dextrose, 3,68 g de fosfato de potássio dibásico e
1,32 g de fosfato de potássio monobásico, em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O
pH, após esterilização, deverá ser 7,0.
Meio de cultura nº 4 – Solubilizar 6,0 g de peptona seca, 3,0 g de extrato de levedura, 1,5 g de
extrato de carne, 1,0 g de D-glicose e 15,0 g de ágar em água purificada suficiente para perfazer 1000
mL. O pH, após esterilização, deverá ser 6,6.
Meio de cultura n° 5 – Usar o meio de cultura nº 2, porém, o pH, após esterilização, deverá ser 7,8.
Meio de cultura nº 6 – Solubilizar 40,0 g de dextrose e 10,0 g de peptona seca em água purificada
suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá ser 5,6.
Meio de cultura n° 7 – Usar o meio de cultura nº 1, esterilizado e resfriado a 50 °C. Preparar solução
aquosa contendo 10 mg de neomicina por mL e esterilizar por filtração em membrana com porosidade
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 428
de 0,22 μm. Adicionar, assepticamente, solução estéril de sulfato de neomicina, para obter
concentração final com potência de 100 μg de neomicina por mL de meio.
Meio de cultura n° 8 – Usar o meio de cultura nº 2, porém, o pH, após esterilização, deverá ser
ajustado para 5,8 a 6,0.
Meio de cultura n° 9 – Solubilizar 17,0 g de caseína de digestão pancreática, 3,0 g de soja de digestão
papaínica, 5,0 g de cloreto de sódio, 2,5 g de fosfato de potássio dibásico, 2,5 g de dextrose e 20,0 g
de ágar em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá ser
7,3.
Meio de cultura n° 10 – Usar o meio de cultura nº 9, adicionando, porém, ao invés de 20,0 g, 12,0 g
de ágar e 10,0 mL de polissorbato 80 (esse último adicionado após aquecer o meio para solubilizar o
ágar, diluindo imediatamente, com água para perfazer 1000 mL). O pH, após esterilização, deverá ser
7,3.
Meio de cultura n° 11 – Usar o meio de cultura no 1, mas o pH, após esterilização, deverá ser
ajustado para 8,0.
Meio de cultura n° 13 – Solubilizar 10,0 g de peptona seca e 20,0 g de dextrose em água purificada
suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá ser 5,6.
Meio de cultura a° 14 – Solubilizar 10,0 g de glicerol, l0,6 g de peptona seca, 10,6 g de extrato de
carne e 3,0 g de cloreto de sódio em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após
esterilização, deverá ser 7,0.
Meio de cultura n° 15 – Preparar como o meio de cultura n° 14, adicionando, porém, 17,0 g de ágar
para cada 1000 mL de meio.
Meio de cultura n° 18 – Usar o meio de cultura nº 11, mas, após aquecer a solução para solubilizar
os ingredientes, adicionar 20,0 mL de polissorbato 80. O pH, após esterilização deverá ser 8,0.
Meio de cultura n° 19 – Solubilizar 9,4 g de peptona seca, 4,7 g de extrato de levedura, 2,4 g de
extrato de carne, 15,0 g de cloreto de sódio, 10,0 g de dextrose e 23,5 g ágar em água purificada
suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá ser 6,1.
Meio de cultura n° 20 – Solubilizar 40,0 g de dextrose, 10,0 g de peptona seca, 15,0 g de ágar e 0,05
g de clorafenicol (em potência) em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após
esterilização, deverá ser 5,6.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 429
Meio de cultura n° 21 – Usar o meio de cultura nº 20, esterilizado e resfriado a 50 °C. Adicionar,
assepticamente, 2,0 mL de solução estéril de cicloeximida para cada 100 mL de ágar fundido. Preparar
solução contendo 10,0 mg de cicloeximida por mL, em água purificada, e esterilizar, por filtração em
membrana com porosidade de 0,22 μm.
Meio de cultura n° 22 – Solubilizar 15,0 g de peptona seca, 5,0 g de farinha de soja de digestão
papaínica, 4,0 g de cloreto de sódio, 0,2 g de sulfito de sódio, 0,7 g de L-cistina, 5,5 g de dextrose e
15,0 g de ágar, em água purificada suficiente para perfazer 1000 mL. O pH, após esterilização, deverá
ser 7,0.
PREPARAÇÃO DO INÓCULO
Micro-organismos recomendados
Preparação da suspensão: transferir o micro-organismo de uma cultura estoque para tubos contendo
10 mL de meio de cultura nº 1 inclinado. Incubar o tubo a 32 °C a 35 °C, por 24 horas. Após
incubação, lavar o crescimento do micro-organismo com 50 mL de solução fisiológica estéril.
Padronização da suspensão: diluir a suspensão preparada, com solução fisiológica estéril, de modo
a obter a transmitância de 25% no comprimento de onda de 580 nm, empregando espectrofotômetro
adequado e tubos de ensaio com 13 mm de diâmetro como cuba de absorção. Determinar a quantidade
de suspensão a ser adicionada a cada 100 mL de ágar ou caldo nutriente para produzir zonas de
inibição claras e definidas ou relação satisfatória doseresposta no método turbidimétrico. As
suspensões dos micro-organismos submetidos ao procedimento 1 podem ser estocadas à temperatura
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 430
de 4 °C, respectivamente, pelos seguintes períodos: uma semana, duas semanas, duas semanas, duas
semanas, duas semanas, seis meses, uma semana, duas semanas e duas semanas.
Micrococcus luteus ATCC 14452. Efetuar como indicado no Procedimento 1. Empregar, entretanto,
no tubo com meio inclinado e no frasco de Roux, meio de cultura nº 7, incubando o frasco por período
de 48 horas. A suspensão pode ser estocada por duas semanas, à temperatura não superior a 4 °C.
Efetuar como indicado no Procedimento 1. Entretanto, incubar o tubo com o micro-organismo por
uma semana. Na padronização da suspensão, proceder a choque térmico e padronizar a suspensão
como segue: aquecer a suspensão por 30 minutos, a 80 °C. Lavar três vezes a suspensão de esporos
com 20 mL a 25 mL de água estéril. Ressuspender os micro-organismos em 50 mL a 70 mL de água
estéril e promover novo choque térmico por 30 minutos a 70 °C. Executar testes em placas para se
assegurar da viabilidade dos esporos e determinar a quantidade dos que deverão ser adicionados a
cada 100 mL de ágar, para obter zonas de inibição adequadas. A suspensão pode ser estocada, por
seis meses, à temperatura não superior a 4 °C.
Incubar o micro-organismo, por seis a oito semanas a 25 °C, em frascos de Erlenmeyer de três litros,
contendo 200 mL de meio de cultura nº 6. Verificar o crescimento por esporulação. Quando a
esporulação for 80% ou mais, recolher os conídios da camada micelial com espátula estéril ou outro
instrumento adequado. Os conídios estarão na parte superior da camada flutuante. Manter os conídios
em 50 mL de solução fisiológica. Determinar, experimentalmente, a quantidade de conídios para o
ensaio. A suspensão pode ser estocada, por dois meses, à temperatura não superior a 4 °C.
Transferir o micro-organismo de uma cultura estoque para meio nº 33 e incubar, por 16 a 18 horas, a
37 °C. Determinar, experimentalmente, a quantidade de micro-organismos para o ensaio. Manter essa
cultura sob refrigeração por prazo não superior a 24 horas.
Seguir o indicado no Procedimento 1. Incubar, porém, o tubo inclinado com o meio de cultura nº 19,
a 30 °C, o último por período de 48 horas. A suspensão pode ser estocada, por quatro semanas, à
temperatura não superior a 4 °C.
* os micro-organismos podem ser utilizados em condições que garantam no máximo cinco passagens
da cultura de origem.
Utilizar para dessecação dos padrões, os procedimentos indicados a seguir, e recomendados de acordo
com as informações descritas nas Tabelas 2 em 5.5.3.3.1 e 5.5.3.3.2.
Método 1: transferir quantidade suficiente de padrão para pesa-filtro tarado provido de tampa
esmerilhada. Pesar o frasco e colocá-lo em estufa sob pressão reduzida, inclinando a tampa sobre a
boca do frasco para assegurar que permaneça aberto durante a dessecação. Dessecar a 60 °C, sob
pressão de 0,67 kPa ou menos, durante três horas. Concluído o processo, introduzir ar seco na estufa,
submetendo-o a agente dessecante como ácido sulfúrico ou silica-gel. Repor a tampa e colocar o pesa-
filtro em dessecador contendo agente dessecante como pentóxido de fósforo ou sílica-gel. Deixar
esfriar à temperatura ambiente e pesar, calculando a perda porcentual de massa do padrão.
Método 2: proceder conforme o Método 1. Empregar, porém, pesa-filtro tarado provido de tampa
com tubo capilar de diâmetro interno da ordem de 0,20 mm a 0,25 mm, e dessecar sem remover a
tampa.
Método 3: proceder conforme o Método 1. Dessecar, porém, a amostra a 110 °C, sob pressão de 0,67
kPa ou menos, durante três horas.
Método 4: proceder conforme o Método 1. Dessecar, porém, a amostra a 40 °C, sob pressão de 0,67
kPa ou menos, durante duas horas.
Método 5: proceder conforme o Método 1. Dessecar, porém, a amostra a 100 °C, sob pressão de 0,67
kPa ou menos, durante quatro horas.
Método 6: proceder conforme o Método 1. Dessecar, porém, a amostra a 40 °C, sob pressão de 0,67
kPa ou menos, durante três horas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 432
Método 7: proceder conforme o Método 1. Dessecar, porém, a amostra a 25 °C, sob pressão de 0,67
kPa ou menos, durante três horas.
PROCEDIMENTO
Todo material deve ser adequado para o uso pretendido e deve ser minuciosamente limpo, após cada
utilização, para remover qualquer vestígio de antibiótico. O material deve permanecer coberto quando
não estiver em uso. Toda vidraria utilizada em contato com o micro-organismo deve ser esterilizada
em estufa, em temperatura entre 200 ºC e 220 ºC por duas horas. Na diluição da solução padrão e
amostra empregar balões volumétricos, pipetas ou equipamentos cuidadosamente calibrados.
Para cada antibiótico relacionado na Tabela 1, verificar o meio de cultura (conforme a relação dos
meios de cultura), a quantidade de meio a ser usada na camada base e na camada inoculada e o micro-
organismo de ensaio. O volume de inóculo a ser adicionado a cada 100 mL de meio de cultura deve
ser determinado experimentalmente.
Entretanto, como referência inicial, sugere-se quantidade de inóculo a ser adicionada por 100 mL de
meio.
Preparar a camada base por meio da adição de quantidade apropriada de ágar fundido nas placas de
Petri as quais devem ser especialmente selecionadas, ter fundo plano, possuir dimensões de 20 x 100
mm e tampa de material apropriado. Distribuir o ágar uniformemente nas placas, que devem ser
colocadas em superfície nivelada para que a camada de meio tenha profundidade uniforme. Colocar
a tampa de cada placa ao lado dessa; se for utilizada tampa não porosa, deixá-la levemente entreaberta
para evitar o acúmulo de umidade condensada a partir da camada de ágar quente.
Após o endurecimento do ágar, tampar as placas. Para preparar a camada inoculada - superfície,
adicionar o volume de inóculo determinado para a quantidade apropriada de meio de cultura que
tenha sido fundido e resfriado entre 46 ºC e 48 ºC. Agitar o frasco, por rotação, para obter suspensão
homogênea e adicionar a quantidade indicada do meio inoculado em cada placa de Petri, contendo a
camada base não inoculada. Espalhar uniformemente a camada, tampar as placas e permitir o seu
endurecimento sobre superfície plana.
Após o endurecimento do meio, colocar seis cilindros de aço inoxidável, com diâmetro externo de (8
± 0,1) mm, diâmetro interno de (6 ± 0,1) mm e comprimento de (10 ± 0,1) mm, sobre a superfície do
ágar inoculado, de maneira que formem entre si ângulo de 60º e com raio de 2,8 cm. Também, podem
ser utilizados cilindros confeccionados em vidro, porcelana ou alumínio e esterilizados nas condições
já descritas. Em lugar dos cilindros, podem ser perfurados, no meio, com furador estéril, poços de 5
mm a 8 mm de diâmetro. Podem, ainda, ser usados discos de papel, confeccionados com papel de
qualidade apropriada ou moldes de aço inoxidável. Quando são usados discos de papel, estes devem
ser estéreis. É recomendável para a obtenção de resultados satisfatórios que os halos formados pela
difusão do fármaco no meio tenham, no mínimo, 14 mm de diâmetro e um diâmetro máximo de modo
que não haja sobreposição entre eles.
A preparação das amostras dos antibióticos está indicada na respectiva monografia. As concentrações
do antibiótico utilizadas no ensaio devem estar em progressão geométrica; por exemplo, pela
preparação de séries de diluição na razão 2:1 ou outra determinada experimentalmente desde que seja
comprovada a relação linear entre o logaritmo da concentração do antibiótico e o diâmetro do halo
de inibição.
Na Tabela 2 está indicada para cada antibiótico, a preparação da solução padrão de trabalho e da
curva padrão, compreendendo:
a) condições de dessecação, conforme descrito no item Dessecação de substâncias antibióticas
(5.5.3.3);
b) solvente inicial para dissolução do antibiótico, caso seja necessário, e até qual concentração é
usado;
c) solução para diluição até a concentração de trabalho, conforme descrito em Soluções;
d) concentração da solução de trabalho, expressa em peso, ou Unidades Internacionais por mL de
solução;
e) prazo de validade da solução padrão de trabalho sob refrigeração;
f) solução empregada para diluição da solução de trabalho, por ocasião da preparação da curva padrão,
conforme Soluções;
g) faixas de concentração sugeridas, em peso ou Unidades Internacionais por mL, dentro das quais
podem ser encontradas as concentrações adequadas para a curva padrão.
Procedimento para delineamento retas paralelas (3 x 3 ou 2 x 2): empregar, no ensaio, pelo menos
seis placas de Petri. Dispor as soluções do padrão e amostra, em cada placa, com três concentrações
para ensaio 3 x 3 (baixa, média e alta) ou duas concentrações para ensaio 2 x 2 (baixa e alta). As
soluções devem ser distribuídas de tal forma que as soluções da preparação padrão e amostra estejam
alternadas na camada inoculada (concentração alta e baixa) para evitar a sobreposição dos halos de
inibição.
Procedimento para delineamento 5 x 1: para a curva padrão, utilizar um total de 12 placas, três para
cada uma das soluções do padrão (P1, P2, P4, P5), exceto para a concentração média da curva (P3) que
é incluída em todas as placas. Em cada conjunto de três placas, utilizar três cilindros para a
concentração média (P3) e alternar três cilindros para a concentração baixa (P1) e assim
sucessivamente com as demais soluções do padrão. Dessa maneira, obtém-se 36 halos de inibição
para a concentração (P3) e nove halos de inibição para cada uma das outras quatro concentrações da
curva. Para cada amostra, empregar três placas, onde serão colocados três cilindros para a
concentração média do padrão (P3) e três com a solução da amostra preparada na mesma concentração
do padrão (A3).
Aplicar 0,2 mL das soluções nos cilindros ou nos moldes de aço inoxidável por meio de pipeta ou
outro instrumento calibrado, caso não especificado na monografia individual. Quando for usado o
sistema de poços, o volume de líquido aplicado deve ser suficiente para enchê-los completamente.
Tabela 1 (conclusão)
Volume (mL do meio Volume do Temperatura de
Meio de cultura
Antibiótico Micro-organismo aplicado nas camadas) inóculo incubação
Base Superfície Base Superfície mL/100 mL (ºC)
Cloxacilina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 2 1 21 4 0,1 32 a 35
Colistina Bordetella bronchiseptica (ATCC 4617) 9 10 21 4 0,1 36 a 38
Dactinomicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 5 5 10 4 (1) 36 a 38
Dicloxacilina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 2 1 21 4 0,1 32 a 35
Diidroestreptomicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 5 5 21 4 (1) 36 a 38
Eritromicina Kocuria rhizophila (ATCC 9341) 11 11 21 4 1,5 32 a 35
Estreptomicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 5 5 21 4 (1) 36 a 38
Feneticilina Kocuria rhizophila (ATCC 9341) 11 11 21 4 0,5 32 a 35
Fenoximetilpenicilina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 2 1 21 4 1,0 32 a 35
Gentamicina Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 11 11 21 4 0,03 36 a 38
29 a 31 durante 48
Griseofulvina Microsporum gypseum (ATCC 14683) 20 21 6 4 (1)
horas
Mitomicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 8 8 10 4 0,5 36 a 38
Neomicina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 11 11 21 4 1,0 32 a 35
Neomicina Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 11 11 21 4 1,0 36 a 38
Nistatina Saccharomyces kudriavzevii (ATCC 2601) ̶ 19 ̶ 8 1,0 29 a 31
Novobiocona Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 2 1 21 4 4,0 34 a 36
Ofloxacino Kocuria rhizophila (ATCC 9341) 1 11 20 5 0,5 30 a 35
Oxacilina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 2 1 21 4 0,3 32 a 35
Paromomicina Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 11 11 21 4 2,0 36 a 38
Polimixina B Bordetella bronchiseptica (ATCC 4617) 9 10 21 4 0,1 36 a 38
Rifampicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 2 2 21 4 0,1 29 a 31
Rifampicina Staphylococcus aureus (ATCC 6538p) 2 2 21 4 0,1 36 a 38
Sisomicina Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 11 11 21 4 0,03 36 a 38
Tetraciclina Staphylococcus epidermidis (ATCC 12228) 1 1 20 5 2,0 33 a 37
Vancomicina Bacillus subtilis (ATCC 6633) 8 8 10 4 (1) 36 a 38
______
(1) Determinar a quantidade de inóculo, na ocasião do ensaio, através de difusão em placas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 436
Tabela 2 (conclusão)
e. Prazo de f. Solução
a. Condição de d. Concentração g. Faixa de
c. Solução para validade da para
Antibiótico dessecação b. Solvente inicial da solução de concentração
diluição (5.5.3.3) solução sob diluição
(5.5.3.3) trabalho (/mL) (/mL)
refrigeração (5.5.3.3)
Cloranfenicol 8 10 000 µg por mL 1 1 mg 30 dias 1 20 a 80 µg
em álcool etílico
Cloxacilina 8 ̶ 1 1 mg 7 dias 1 2 a 8 µg
Colistina 1 10 000 µg por mL 4 1 mg 14 dias 4 0,5 a 2 µg
em álcool etílico
Dactinomicina 1 10 000 µg por mL 2 1 mg 90 dias 2 0,5 a 2 µg
em álcool metílico
Dicloxacilina 8 ̶ 1 1 mg 7 dias 1 2,5 a 10 µg
Diidroestreptomicina 5 ̶ 2 1 mg 30 dias 2 0,5 a 2 µg
Eritromicina5 1 10 000 µg por mL 2 1 mg 14 dias 2 0,5 a 2 µg
em álcool metílico
Estreptomicina 1 ̶ 2 1 mg 30 dias 2 0,5 a 2 µg
Feneticilina 8 ̶ Água estéril 1000 U.I. 7 dias 2 0,05 a 0,2 U.I.
Fenoximetilpenicilina 8 ̶ 1 100 U.I. 4 dias 1 0,2 a 2 U.I.
Gentamicina 3 ̶ 2 1 mg 30 dias 2 0,5 a 2 µg
Grisoefulvina 8 ̶ Dimetilformamida 1 mg4 90 dias 2 2 a 10 µg
Mitomicina 8 ̶ 1 1 mg 14 dias 1 0,5 a 2 µg
Neomicina 1 ̶ 2 1 mg 14 dias 2 5 a 20 µg (S.
aureus)
Neomicina 1 ̶ 2 1 mg 14 dias 2 0,5 a 2 µg (S.
epidermidis)
Nistatina 4 ̶ Dimetilformamida 1000 U.I.2 Usar no 4 10 a 40 U.I.7
mesmo dia
Novobiocina 5 10 000 µg por mL 2 1 mg 5 dias 4 0,2 a 1 µg
em álcool etílico
Oxacilina 8 ̶ 1 1 mg 3 dias 1 2 a 10 µg
Paromomicina 1 ̶ 2 1 mg 21 dias 2 0,5 a 2 µg
Polimixina B 1 Água estéril3 4 10 000 U.I. 14 dias 4 200 a 800 U.I.
Rifampicina 8 ̶ Álcool metílico 1 mg 1 dia 1 2 a 10 µg
Sisomicina6 8 ̶ 2 1 mg 14 dias 2 0,05 a 0,2 µg
Vancomicina 1 ̶ Água estéril 1 mg 7 dias 2 5 a 20 µg
1 Diluir alíquotas da solução de trabalho com dimetilsulfóxido, para obter concentração entre 10 e 40 mg por mL conforme os pontos da curva padrão.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 438
2 Diluir alíquotas da solução de trabalho com dimetilformamida, para obter concentrações entre 10 e 40 unidades por mL conforme os pontos da curva padrão.
3 Adicionar 2 mL de água estéril para cada 5 mg de padrão.
4 Diluir alíquotas da solução de trabalho com dimetilformamida, para obter concentrações entre 40 e 200 mg por mL conforme os pontos da curva padrão.
5 Quando se empregar eritromicina sob a forma de estolato, hidrolisar a solução de trabalho, em banho-maria, a 60 ºC, durante duas horas.
6 Sisomicina é higroscópica, utilizar precauções durante a pesagem. O padrão de trabalho de permanecer a 20 ºC, em atmosfera de nitrogênio.
7 Preparar concomitantemente as soluções do padrão e amostra. As diluições da amostra devem conter a mesma quantidade de dimetilformamida que as diluições do padrão.
8 A solução padrão de trabalho deve permanecer durante uma noite à temperatura ambiente para completa dissolução.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 439
Após realizar os procedimentos adequados para o delineamento escolhido, inocular o meio de cultura
recomendado com quantidade conhecida de suspensão do micro-organismo sensível ao antibiótico,
de modo que, após incubação de aproximadamente quatro horas, a turbidez bacteriana no meio seja
de fácil medida e mantenha correlação entre a dose e a resposta da substância em análise.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 440
Na Tabela 1 estão descritos os antibióticos a serem analisados pelo método turbidimétrico com
descrição do micro-organismo, meio de cultura, volume de inóculo padronizado sugerido como
referência inicial e temperatura de incubação para cada caso.
Incubar em banho-maria, por três a quatro horas, tomando a precaução de assegurar temperatura
adequada e uniforme para todos os tubos. O tempo adequado deve ser verificado pela observação do
crescimento no tubo contendo a concentração média (P3) utilizada no ensaio. Após o período de
incubação, interromper a multiplicação dos micro-organismos pela adição de 0,5 mL de solução de
formaldeído a 12%, em cada tubo.
Determinar a absorvância para cada tubo em espectrofotômetro, no comprimento de onda de 530 nm.
Padronizar o aparelho em absorvância por meio do branco contendo a mesma quantidade de caldo
nutriente e formaldeído, a 12%.
Em ensaios de rotina, quando a linearidade do sistema foi comprovada por número adequado de
experimentos usando o ensaio de três pontos (3 x 3), pode ser empregado ensaio de dois pontos (2 x
2). Será aceito, igualmente, o delineamento 5 x 1, adotado oficialmente por outras farmacopeias de
uso internacional corrente. Todavia, em caso de controvérsia ou litígio, deve ser aplicado o ensaio de
três pontos.
Cálculo da potência
A partir dos resultados, calcular a potência da amostra e seus limites de confiança, por meio de método
estatístico padrão descrito em Procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos - ensaios
indiretos quantitativos.
A precisão de um ensaio é verificada pelo intervalo de confiança o qual garante que a verdadeira
potência está dentro dos limites especificados. Na ausência do IC na monografia do produto, é
recomendável limites de confiança superior e inferior de 5,0% ou menos, em relação à potência
calculada, sendo aceitos valores limites de até 10%.
10031)
Staphylococcus aureus (ATCC
Doxiciciclina 3 0,1 37
6538p)
Espectinomicina Escherichia coli (ATCC 10536) 3 0,1 37
Klebsiella pneumoniae (ATCC
Estreptomicina 3 0,1 37
10031)
Enterococcus hirae (ATCC
Gramicidina 3 1,0 37
10541)
Staphylococcus aureus (ATCC
Lincomicina 3 0,1 37
6538p)
Staphylococcus aureus (ATCC
Minociclina 3 0,2 37
6538p)
Staphylococcus aureus (ATCC
Oxitetraciclina 3 0,1 37
6538p)
Staphylococcus aureus (ATCC
Rolitetraciclina 3 0,1 37
6538p)
Staphylococcus aureus (ATCC
Tetraciclina 3 0,1 37
6538p)
Enterococcus hirae (ATCC
Tirotricina 3 1,0 37
10541)
Staphylococcus aureus (ATCC
Tobramicina 3 0,15 37
6538p)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 442
A quantidade de conservante utilizada em uma formulação deverá ser a mínima necessária para a
proteção do produto sem prejudicar o paciente ou consumidor.
A eficácia antimicrobiana, seja ela inerente ao produto ou devida à adição de conservantes, precisa
ser demonstrada para produtos tópicos múltipla-dose, produtos orais, oftálmicos, otológicos, nasais,
fluidos de diálise, irrigação, etc.
MICRO-ORGANISMOS UTILIZADOS
Os micro-organismos utilizados no teste devem ter, no máximo, cinco passagens contadas a partir da
cultura ATCC original. Uma passagem é definida como a transferência de uma cultura estabelecida
para um meio de cultura estéril.
Recuperar o material em meio de cultura líquido ou sólido. As condições para a preparação da cultura
estão registradas na Tabela 1.
Estocar os tubos criogênicos em nitrogênio líquido ou ultrafreezer (não mais que -50 °C).
Essa cultura estoque pode ser utilizada para inocular uma série de cultura de trabalho.
Todos os meios de cultura utilizados no teste devem ser testados quanto à capacidade de crescimento
PREPARAÇÃO DO INÓCULO
A partir da cultura estoque, inocular a superfície do meio de cultura sólido especificado na Tabela 1.
Para recolher o crescimento de bactérias e leveduras, utilizar solução salina estéril. Coletar a
suspensão obtida em um tubo ou frasco estéril apropriado e acrescentar quantidade suficiente de
solução salina estéril para obter uma concentração de 1 x 108 UFC/mL.
Para recolher o crescimento de A. niger, utilizar solução salina estéril contendo 0,05% de polissorbato
80. Coletar a suspensão obtida em um tubo ou frasco estéril apropriado e acrescentar quantidade
suficiente de solução salina estéril para obter uma concentração de 1 x 108 UFC/mL.
Alternativamente, a cultura estoque pode ser inoculada em meio líquido (Tabela 1), incubadas e
posteriormente centrifugadas. Descartar o sobrenadante e suspender o sedimento com quantidade
suficiente de solução salina estéril para obter uma concentração de 1 x 108 UFC/mL.
A suspensão de bactérias e leveduras deverá ser utilizada em 24 horas. A suspensão de bolores pode
ser utilizada em até sete dias se mantida sob refrigeração.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 445
PROCEDIMENTO
Inocular cada embalagem original ou frasco com tampa estéril, com cada um dos micro-organismos
requeridos.
A concentração do inóculo utilizado deve ser suficiente para se obter uma concentração final no
produto entre 1 x 105 e 1 x 106 UFC/g ou mL – aplicável às categorias 1, 2 e 3 (vide Tabela 2 –
coluna “Tipo de Produto”).
Para a categoria 4, a concentração do inóculo deverá ser suficiente para se obter uma concentração
final no produto entre 1 x 103 e 1 x 104 UFC/g ou mL.
O volume de inóculo a ser introduzido deve estar entre 0,5% e 1,0% em relação ao volume (amostra
líquida) ou peso (amostra sólida ou semissólida) total do produto.
Incubar as amostras inoculadas em estufa com temperatura entre (22,5 ± 2,5) °C.
Para o propósito com o teste, os produtos foram separados em quatro categorias conforme a Tabela
2, a qual estabelece os requisitos e critérios estabelecidos para a eficácia antimicrobiana.
Bactérias
Bacillus atrophaens 9372 - - - - - - - - -
Bacillus cereus var. mycoides 11778 64.52 003 - - 10230 - - - -
Bacillus pumilis 27142 77.25 - - 10692 10327 - - - -
Bacilus subtilis 6633 52.62 001 3134 8054 10400 - - - -
Bacteroides vulgatus 8482 103717 059 - - 11154 - - - -
Bordetella bronchiseptica 4617 53.157 023 - - 8347 - - - -
Clostridium sporogenes 19404 79.3 - - 532 532 - - - -
Clostridium sporogenes 11437 - 060 - - - - - - -
Enterococcus hirae 10541 - 019 - - - - - - -
Escherichia coli 8739 53.126 - 3972 8545 12923 - - - -
Escherichia coli 10536 54.127 031 - 8879 10418 - - - -
Geobacillus stearothermophilus 7953 - - - - - - - - -
Klebsiella pneumoniae 10031 53.153 030 - 9111 7427 - - - -
Kocuria rhizophila 9341 53.65 010 - - 8340 - - - -
Micrococcus yunnanensis 7468 - 009 - - - - - - -
Micrococcus luteus 10240 53.160 011 8166 7743 - - - -
Micrococcus luteus resistente a neomicina 14452 - 012 - 10418 - - - - -
Mycobacterium smegmatis 607 - 021 - - - - - - -
Pseudomonas aeruginosa 9027 82.118 - 13275 8626 - - - - -
Pseudomonas aeruginosa 25619 - 026 - - - - - - -
Salmonella entérica subsp entérica - 80.39 - 100797 - 6017 - - - -
Staphylococcus aureus 6538p 53.156 013 - 8625 7447 - - - -
Staphylococcus aureus 6538 4.83 039 13276 9518 10788 - - - -
Staphylococcus epidermidis 12228 68.21 016 - 8853 - - - - -
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 449
AMOSTRAGEM
A amostragem é uma etapa importante na avaliação da qualidade da água, uma vez que a amostra
retirada para análise deve refletir com precisão o desempenho do sistema de produção e distribuição
e a qualidade da água utilizada. Uma amostragem inadequada pode levar a uma avaliação equivocada,
gerando intervenções desnecessárias no sistema de purificação, ou comprometendo a veracidade do
estado da qualidade da água por meio de um resultado impreciso.
Considerando as particularidades de cada sistema, as amostras de água devem ser retiradas desde o
local de sua geração até os pontos de uso, visto que os resultados obtidos na geração podem não
refletir a qualidade da água nos pontos de uso.
A coleta de amostras nos pontos de uso deve ser realizada utilizando práticas idênticas àquelas
empregadas rotineiramente na utilização da água naquele ponto, minetizando a operação do sistema
(purga da válvula, utilização de mangueiras, sanitização do ponto, etc).
O plano de amostragem adotado na rotina também deve ser reavaliado periodicamente, com base nos
dados disponíveis, para reavaliar a frequência e os locais de amostragem adequados. Esta etapa
oferece uma oportunidade para melhorar a avaliação dos dados e reduzir as cargas de trabalho com
base no que os dados indicam sobre o processo e o controle de qualidade. O plano de amostragem
adotado na rotina deve ter uma base racional para a frequência e locais de amostragem estabelecidos,
a fim de justificar como os dados resultantes serão utilizados para caracterizar a operação geral do
sistema e para a liberação da água para uso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 450
As amostras devem ser coletadas em recipientes de vidro borossilicato estéreis ou bolsas plásticas
estéreis apropriadas para o uso microbiológico. O volume da amostra deve ser suficiente para realizar
todas as análises necessárias. A quantidade de amostra adicionada nos recipientes deve permitir a
homogeneização antes da realização dos ensaios, sendo sugerido um espaço de pelo menos 2,5 cm
acima da superfície da água (headspace).
Agentes desinfetantes, como cloro ou outros compostos halogenados, quando presentes nas amostras
de água, devem ser neutralizados antes da realização dos testes, para garantir uma recuperação
adequada dos micro-organismos possivelmente presentes. Um agente neutralizante comumente usado
é a solução de tiossulfato de sódio (0,1 mL de uma solução a 3% neutraliza acima de 5 mg/L de cloro
residual em uma amostra de 120 mL).
CONDIÇÕES DE ARMAZENAMENTO
Os testes devem ser realizados na amostra em até duas horas após a coleta e, caso não seja possível
proceder ao teste neste intervalo, a amostra deve ser mantida em temperatura de refrigeração na faixa
de 2 °C a 8 °C por, no máximo, 12 horas para manter as características microbiológicas até a análise.
Em situações em que nem mesmo isso seja possível (tais como quando se utiliza laboratórios
contratados fora do local), o ensaio dessas amostras refrigeradas deve ser realizado dentro do período
de 24 horas após a coleta.
MEIOS DE CULTURA
Ágar caseína-soja
Peptona de caseína pancreática 15,0 g
Farinha de soja obtida por digestão papaínica 5,0 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Ágar 15,0 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
pH 7,3 ± 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar endo C
Hidrolisado péptico de tecido animal 10,0 g
Lactose 10,0 g
Fosfato dibásico de potássio 3,5 g
Sulfito de sódio 2,5 g
Fucsina básica 0,5 g
Ágar 15,0 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
pH 7,4 + 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar M-Pa-C
L-lisina 5,0 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Extrato de levedura 2,0 g
Xilose 1,25 g
Sacarose 1,25 g
Lactose 1,25 g
Vermelho de fenol 0,08 g
Citrato de amônio e ferro III 0,8 g
Sulfato de magnésio 1,5 g
Ágar 12,0 g
Tiossulfato de sódio 5,0 g
Canamicina 8,0 mg
Ácido nalidíxico 37,0 mg
Agua purificada estéril q.s.p. 1000 mL
pH 7,1 ± 0,2. Não autoclavar. Ferver o meio por um minuto. Determinar o prazo de validade do meio
preparado.
Ágar MacConkey
Hidrolisado pancreático de gelatina 17,0 g
Hidrolisado pancreático de caseína 1,5 g
Hidrolisado péptico de tecido animal 1,5 g
Lactose 10,0 g
Sais biliares 1,5 g
Cloreto de sódio 5,0 g
Vermelho neutro 0,03 g
Cristal violeta 0,001 g
Ágar 13,5 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
pH 7,1 + 0,2. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar m-HPC
Peptona 20,0 g
Gelatina 25,0 g
Glicerol 10,0 mL
Ágar 15,0 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
Homogeneizar os reagentes, exceto o glicerol. Ajustar o pH para 7,1 ± 0,2, aquecer para solubilizar e
transferir o glicerol. Esterilizar em autoclave usando ciclo validado.
Ágar R2A
Peptona (caseína ou tecido animal) 0,5 g
Ácido Casamino 0,5 g
Extrato de Levedura 0,5 g
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 452
Caldo EC ou EC-MUG
Triptose ou tripticase 20,0 g
Lactose 5,0 g
Mistura de sais biliares 1,5 g
Fosfato de hidrogênio dipotássico 4,0 g
Fosfato de dihidrogênio potássico 1,5 g
Cloreto de sódio 5,0 g
4-metil-umbeliferil-β-D-glicoronídio (MUG) 0,05 g
Água purificada q.s.p. 1000 mL
pH 6,9 ± 0,2. Antes da esterilização, dispensar em tubos que não apresentem fluorescência em altos
comprimentos de onda da luz UV (366 nm). Não é necessário tubo de Durham. Esterilizar em
autoclave usando ciclo validado.
Existem duas categorias de meios de cultura para a contagem do número total de bactérias
heterotróficas: os com alta concentração de nutrientes, tendo como exemplos o ágar para contagem
em placa (plate count agar - PCA), ágar caseína-soja e o ágar m-HPC, sendo adequados para
isolamento geral e enumeração de bactérias heterotróficas ou copiotróficas, e os de baixa
concentração de nutrientes, como o ágar R2A, o qual é indicado para recuperação de bactérias
oligotróficas.
A temperatura e tempo de incubação são aspectos críticos para os testes microbiológicos da água,
devido aos tipos de micro-organismos encontrados nos sistemas de água. Incubações a baixas
temperaturas (por exemplo, de 20 °C a 25 °C ou de 25 °C a 30 °C) por períodos mais longos, por pelo
menos quatro dias, podem levar a recuperações mais altas de micro-organismos, do que as
temperaturas clássicas. Os meios com baixa quantidade de nutrientes requerem períodos de incubação
mais longos (pelo menos cinco dias), pois esses meios promovem crescimento mais lento. Mesmo
aqueles com alta concentração de nutrientes podem algumas vezes resultar em alta recuperação
microbiana por longos períodos de incubação e temperaturas mais baixas.
A decisão sobre o tipo de meio de cultura e a temperatura de incubação para se testar um sistema de
purificação de água deve ser baseada em estudos comparativos de cultivo usando um microbioma
nativo dos sistemas de purificação da água em análise.
PROCEDIMENTO
Meioc Ágar R2A, PCA Ágar R2A, PCA Ágar R2A, PCA
Ágar R2A: 4-7 dias (ou Ágar R2A: 4-7 dias (ou Ágar R2A: 4-7 dias (ou mais
mais longo) mais longo) longo)
Período de incubação
PCA: 48-72 horas (ou PCA: 48-72 horas (ou PCA: 48-72 horas (ou mais
mais longo) mais longo) longo)
Temperatura de Ágar R2A: 20-25 °C ou Ágar R2A: 20-25 °C ou Ágar R2A: 20-25 °C ou 30-35 °C
incubação 30-35 °C 30-35 °C PCA: 30-35 °C
PCA: 30-35 °C PCA: 30-35 °C
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 454
a
O tamanho da amostra deve ser apropriado para a esperada contagem microbiana da água para se obter contagens de
colônias estatisticamente válidas.
b
1,0 mL para profundidade em placa e 100,0 mL para filtração em membrana.
c
Para otimizar a recuperação, um meio alternativo pode ser mais adequado (m-HPC, ágar Caseína-soja).
PROCEDIMENTO
Agitar a amostra vigorosamente. Usar cinco porções de 20 mL, 10 porções de 10 mL ou uma amostra
única de 100 mL. Misturar as porções da amostra no meio agitando levemente. Incubar a (35 ± 0,5)
ºC. Após (24 ± 2) horas, agitar cada tubo levemente e observar a presença de crescimento ou formação
de gás e, se nenhum gás for evidente, reincubar os tubos e reexaminar ao final de (48 ± 3) horas.
Registrar a presença ou ausência de crescimento e gás. A turvação ou produção de gás nos tubos
dentro de (48 ±3) horas constitui uma reação presuntiva positiva. Nesse caso, prosseguir com a fase
confirmatória.
Fase confirmatória - Usar Caldo lactose bile verde brilhante. Garantir que os tubos de Durham
invertidos estejam livres de bolhas. Agitar levemente os tubos de fermentação do Caldo lauril triptose
positivos e inocular uma ou mais alçadas da cultura em Caldo bile lactose verde brilhante. Incubar os
tubos de Caldo bile lactose verde brilhante a (35 ± 0,5) ºC. O crescimento e formação de qualquer
quantidade de gás dentro de (48 ± 3) horas constitui uma fase confirmatória positiva, indicando a
presença de coliformes totais.
Para estimar a densidade de coliformes, calcular o número mais provável (NMP) a partir do número
de tubos positivos do Caldo bile lactose verde brilhante (Tabelas 3 e 4).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 455
Tabela 3 - Índice do NMP e limites de 95% de confiança para todas as combinações de resultados positivos e
negativos quando são usadas cinco porções de 20 mL da amostra.
Nº de tubos com 95% de limite de confiança (exato)
Índice de NMP/100
resultado positivo (20
mL
mL de amostra cada) Baixo Alto
0 < 1,1 - 3,5
1 1,1 0,051 5,4
2 2,6 0,40 8,4
3 4,6 1,0 13
4 8,0 2,1 23
5 > 8,0 3,4 -
Nº de tubos com
resultado positivo Índice de NMP/100 95% de limite de confiança (exato)
(10 mL de amostra mL
cada) Baixo Alto
0 < 1,1 - 3,4
1 1,1 0,051 5,9
2 2,2 0,37 8,2
3 3,6 0,91 9,7
4 5,1 1,6 13
5 6,9 2,5 15
6 9,2 3,3 19
7 12 4,8 24
8 16 5,8 34
9 23 8,1 53
10 >23 13 -
Fase completa: - Agitar levemente os tubos de fermentação do Caldo bile lactose verde brilhante
positivos e inocular uma ou mais alçadas da cultura no Caldo EC ou EC-MUG. Alternativamente, a
inoculação no Caldo EC ou EC-MUG pode ser feita a partir da cultura em Caldo lauril triptose
simultaneamente à inoculação em Caldo bile lactose verde brilhante na fase confirmatória. Incubar
os tubos de EC ou EC-MUG à temperatura de (44 ± 0,2) ºC por (24 ± 2) horas.
A observação de crescimento e produção de gás nos tubos de EC ou EC-MUG indica a presença de
coliformes fecais ou E. coli, respectivamente. Paralelamente, culturas positivas de Caldo bile lactose
verde brilhante com resultados negativos nos Caldos EC ou EC-MUG indicam a presença de
coliformes não fecais.
Testes confirmatórios utilizando meios seletivos e diferenciais e testes bioquímicos para identificação
das espécies podem ser realizados quando necessário.
C, eosina azul de metileno, etc), às temperaturas preconizadas para as pesquisas de coliformes totais
e fecais por 24 horas.
PROCEDIMENTO
Método de filtração por membrana: filtrar 200 mL da amostra através de membrana de filtração
estéril. Colocar cada membrana sobre a placa de ágar M-Pa-C de modo que não fique espaço entre a
membrana e a superfície do ágar. Inverter as placas e incubar a (41,5 ± 0,5) °C por 72 horas.
Tipicamente, as colônias de P. aeruginosa possuem de 0,8 mm a 2,2 mm de diâmetro e são
aparentemente planas com borda clara e centro de acastanhado a verde escuro. Contar as colônias
típicas, de preferência a partir do filtro contendo de 20 a 80 colônias. Confirmar a presença de P.
aeruginosa por meio de testes bioquímicos adequados. Podem ser utilizados outros métodos e meios
de cultura, desde que devidamente validados.
5.6 MÉTODOS IMUNOQUÍMICOS
Os métodos imunoquímicos baseiam-se numa ligação seletiva, reversível e não covalente entre
antígenos e anticorpos. Esses métodos são utilizados para detectar ou dosar antígenos e anticorpos. A
detecção ou doseamento do complexo antígeno-anticorpo pode ser realizada por várias técnicas. Os
requisitos desse método se aplicam aos métodos imunoquímicos utilizados, no caso de reagentes
marcados ou não.
As técnicas que utilizam substâncias marcadas devem empregar marcadores apropriados, tais como
enzimas e radioisótopos. Quando o marcador é um radioisótopo chamamos à técnica de ensaio
radioimunológico. Todas as técnicas realizadas com substâncias radioativas devem ser feitas em
conformidade com a legislação nacional e internacional para proteção contra o risco de radiações.
Imunodifusão radial simples (IDRS). É uma técnica de imunodifusão simples quantitativa. Quando
se estabelece o equilíbrio entre os reagentes externo e interno, a área da zona circular de precipitação,
originada a partir do reagente externo, é diretamente proporcional à concentração do antígeno
aplicado e inversamente proporcional à concentração de anticorpos no gel.
Métodos de difusão dupla. Os gradientes de concentração são estabelecidos para dois reagentes. Tanto
o antígeno como o anticorpo difundem a partir de locais separados num gel inicialmente neutro sob
o ponto de vista imunológico. Os métodos de imunodifusão dupla são utilizados para comparar,
qualitativamente, vários antígenos em relação a um anticorpo apropriado ou vice-versa. A
comparação é baseada na presença ou ausência de interação entre os padrões de precipitação. É
possível distinguir reações de identidade, de não identidade, ou de identidade parcial entre antígenos
e anticorpos.
teor relativamente baixo em anticorpos correspondentes ao antígeno. Para uma dada concentração de
anticorpos e espessura do gel, a relação entre a área de cada um dos picos de precipitação e a
quantidade do antígeno correspondente é linear.
Nos géis translúcidos, tais como ágar ou agarose, a linha de precipitação torna-se claramente visível
no gel, desde que a concentração de cada um dos reagentes seja apropriada.
VALIDAÇÃO DO MÉTODO
Para que esses critérios sejam verificados, a validação inclui os seguintes elementos:
a) o ensaio deve ser efetuado pelo menos em triplicata;
b) o ensaio deve incluir pelo menos três diluições diferentes do padrão e três diluições diferentes da
amostra com suposta atividade semelhante à da preparação padrão;
c) a distribuição das amostras deve ser feita ao acaso;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 459
d) se a amostra está presente no soro, ou se está misturada com outros constituintes, o padrão deve
ser preparado do mesmo modo;
e) o ensaio deve incluir uma medida de ligação não específica do reagente marcado;
f) para ensaios radioimunológicos com deslocamento: deve ser determinada a ligação máxima
(deslocamento zero) e as diluições devem cobrir a gama completa de respostas para os valores mais
próximos da ligação não específica à ligação máxima, de preferência tanto para a amostra como para
o padrão.
CÁLCULO ESTATÍSTICO
Para análise dos resultados, as curvas de resposta da amostra e do padrão podem ser analisadas pelos
procedimentos estatísticos aplicáveis aos ensaios biológicos. O não paralelismo significativo indica
que antígeno ou anticorpo distingue a amostra do padrão e implica a invalidação do resultado. Nos
imunodoseamentos com deslocamento, os valores de ligação não específica e do deslocamento
máximo a uma alta concentração da amostra ou do padrão não devem ser significativamente
diferentes. As diferenças poderão refletir efeitos devido à matriz, quer seja por inibição da ligação ou
degradação do marcador.
A determinação da resistência à tração das suturas cirúrgicas deve ser realizada em ambiente com
umidade e temperatura constantes. A umidade relativa do ar deve estar compreendida entre 60% e
80% e a temperatura entre 20 ºC e 25 °C.
EQUIPAMENTO
Na determinação da resistência à tração das suturas cirúrgicas o equipamento deve possuir motor
elétrico que aplique à sutura em análise, taxa de carga constante por unidade de tempo.
Especificações: os prendedores devem ser do tipo de rolo com superfícies planas para a fixação das
suturas. O diâmetro do rolo deve ser de 1,8 cm a 1,9 cm e as superfícies planas devem ter, no mínimo,
2,5 cm de comprimento. A distância entre os prendedores deve ser de 1,25 cm. O atrito do carro da
carga deve permitir que a pena inscritora deslize até 2,5% da capacidade de registro quando não
houver amostra. A velocidade de inclinação do plano deve ser regulada de modo a serem necessários
20 segundos a partir do início do teste para que a inclinação máxima de 30 graus seja atingida.
PROCEDIMENTO
Determinar a resistência à tração das suturas cirúrgicas com os mesmos cuidados preliminares
exigidos para o teste de determinação do diâmetro. Ajustar o peso do carro para que, no momento em
que ocorre a ruptura, a posição da pena inscritora esteja entre 20% e 80% da capacidade de registro.
Tração direta: inserir a sutura no equipamento prendendo uma das extremidades e passando a
extremidade livre pelo outro prendedor. Aplicar nessa última uma tensão equivalente a 25% da
resistência mínima exigida para a sutura em teste e apertar o prendedor. Ajustar a pena inscritora no
ponto zero do gráfico e ligar o equipamento; anotar a leitura e avaliar a resistência. Desprezar a
determinação quando houver rompimento da sutura, próximo aos prendedores.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 460
Tração sobre-nó: determinar a resistência à tração sobre-nó cirúrgico executando na sutura em teste
um nó de cirurgião (Figura 1) sobre um segmento de um tubo de borracha flexível de 5 cm de
comprimento, 6,5 mm de diâmetro interno e 8,1 mm de diâmetro externo. Colocar a sutura no
equipamento de modo que o nó se posicione de forma equidistante dos prendedores. Ajustar a pena
inscritora no ponto zero do gráfico e ligar o equipamento; anotar a leitura e avaliar a resistência.
Desprezar a determinação quando houver rompimento da sutura, próximo aos prendedores.
Execução do nó cirúrgico
Figura 1 – Nó cirúrgico.
A determinação do diâmetro das suturas cirúrgicas deve ser realizada em ambiente com umidade e
temperatura constante. A umidade relativa do ar deve estar compreendida entre 60% e 80% e a
temperatura entre 20 ºC e 25 °C. Os pesos para pré-tensão para determinação de diâmetro de fios
multifilamentares estão registrados na Tabela 1.
APARELHAGEM
O relógio comparador utilizado para determinar o diâmetro de suturas é do tipo “peso morto”,
mecânico ou eletrônico e é equipado com um mostrador de leitura direta, digital ou de saída de leitura
impressa. A resolução de escala é de pelo menos 0,002 mm e a sapata de apoio deve ter
aproximadamente (12,70 ± 0,02) mm de diâmetro. A sapata de apoio e as partes móveis conectadas
a ela devem aplicar uma carga total de (210 ± 3) g à amostra. Para suturas de número cirúrgico 9-0 e
menores, remover o peso adicional da sapata de maneira que o peso total sobre a amostra não exceda
60 g. A sapata e a base do equipamento devem apresentar paralelismo e planicidade de 0,005 mm.
Número conforme sistema métrico Número cirúrgico Suturas absorvíveis Suturas não absorvíveis
0,01 12-0 - -
0,1 11-0 - -
0,2 10-0 12,5 12
0,3 9-0 25 27
0,4 8-0 35 38
0,5 7-0 70 69
0,7 6-0 125 125
1,0 5-0 340 250
1,5 4-0 475 375
2, 3-0 885 600
3 2-0 1340 900
3,5 0 1950 1350
4 1 2540 1700
5 2 3175 2200
6 3e4 3645 3050
7 5 - 3850
8 6 - 4550
9 7 - 5650
PROCEDIMENTO
O diâmetro das suturas cirúrgicas de origem natural, acondicionadas sem líquido conservante é
determinado após sua permanência durante quatro horas, no mínimo, em atmosfera com a umidade e
temperatura anteriormente especificadas. As suturas acondicionadas com líquido conservante são
submetidas ao teste, imediatamente, após sua remoção do líquido sem secagem prévia.
Suturas multifilamentares
Para a determinação do diâmetro de suturas cirúrgicas multifilamentares, as medidas devem ser feitas
mantendo-as tensionadas com auxílio de um sistema de roldana fixa a uma mesa, conforme a Figura
1 e procedendo da seguinte forma:
a) fixar uma das pontas da sutura através de um grampo de fixação;
b) na outra ponta livre, colocar um peso com massa de acordo com a Tabela 1. Obs. Deve-se tomar
cuidado para não distorcer a sutura;
c) posicionar a sutura no relógio comparador de modo que passe pelo centro da base circular e, com
auxílio da alavanca, descer o pé da haste móvel lentamente até que toda a carga seja aplicada;
d) medir o diâmetro da sutura em três pontos, aproximadamente a 1/4, 1/2 e 3/4 de seu comprimento
total;
e) no caso de suturas trançadas de diâmetros superiores ao número cirúrgico 3-0, efetuar duas medidas
perpendiculares entre si em cada ponto.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 462
Suturas monofilamentares
Para determinação do diâmetro das suturas monofilamentares, deve-se proceder da seguinte forma:
a) efetuar a medida em suturas na forma seca ou com fluido, imediatamente, após sua remoção da
embalagem sem secagem prévia;
b) posicionar a sutura no relógio comparador, entre a base fixa e a base da trava móvel;
c) descer a alavanca lentamente de modo que toda a carga fique sob a sutura;
d) medir o diâmetro da sutura em três pontos, aproximadamente a 1/4, 1/2 e 3/4 de seu comprimento
total.
Resultado:A média das medidas realizadas nas suturas deve estar compreendida entre os limites
estabelecidos nas respectivas monografias. Os valores individuais devem estar compreendidos entre
as médias dos limites para os números cirúrgicos, imediatamente, inferior e posterior ao analisado.
A finalidade desse ensaio é avaliar a fixação dos fios para suturas em agulhas atraumáticas.
APARELHAGEM
Utilizar uma máquina universal de tração equipada com motor elétrico que aplique taxa de carga
constante por unidade de tempo. A célula de carga utilizada deve ser compatível com a força de tração
necessária para a verificação.
PROCEDIMENTO
Fixar a agulha em um dos prendedores do equipamento de modo que a parte encastoada fique livre e
alinhada com a direção em que se vai aplicar a força pelo prendedor móvel. Medir a força requerida
para desencastoar a sutura da agulha.
resultados de limite individual, e não mais de que um, não satisfizer os limites mínimos para valores
individuais, repetir o ensaio com mais dez fios. O requisito do ensaio será atendido se nenhuma das
10 amostras estiver abaixo dos limites descritos.
Para a realização dos testes de Determinação de absorção, remover o algodão da sua embalagem
original e condicioná-lo previamente, por no mínimo quatro horas, em local com umidade relativa do
ar de (65 ± 2)% e a temperatura de (21 ± 1,1) °C.
PROCEDIMENTO
Utilizar cesto, que pese no máximo 3 g, constituído de arame de cobre de aproximadamente 0,4 mm
de diâmetro, na forma de um cilindro de aproximadamente 5 cm de diâmetro e 8 cm de profundidade,
com espaços de cerca de 2 cm entre os arames. Transferir porções de algodão hidrófilo de,
exatamente, cerca de (1 ± 0,05) g, de cinco diferentes partes do pacote, através de puxões e não de
cortes da amostra. Colocar as porções combinadas no cesto e pesar. Segurar o cesto pela lateral
aproximadamente a 12 mm acima da superfície da água a (25 ± 1) °C e deixar cair na mesma.
Determinar, de preferência pelo uso de um cronômetro, o tempo em segundos requerido para
submersão completa.
Remover o cesto da água, deixá-lo drenar por 10 segundos na mesma posição horizontal, então
colocá-lo imediatamente num recipiente tarado e coberto e pesar. Calcular a massa de água absorvida
a partir da massa do cesto de teste e da massa do algodão hidrófilo.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 464
Para a realização dos testes de Determinação do comprimento da fibra, remover o algodão da sua
embalagem original e condicioná-lo previamente, por no mínimo quatro horas, em local com umidade
relativa do ar de (65 ± 2)% e a temperatura de (21 ± 1,1) °C.
Este procedimento aplica-se ao aparelho separador dúplex de fibra de algodão Suter-Webb. Com
alterações no procedimento, pode ser aplicado a dois separadores Baer arranjados em sequência, ou
a um Johannsen ou outro aparelho semelhante.
APARELHAGEM
O separador consiste em dois bancos de pentes rigidamente montados lado a lado sobre uma base
comum. Cada banco de pentes consiste em pelo menos 12 pentes individuais espaçados por 3,2 mm,
um atrás do outro e montados de modo encaixado para que, à medida que eles sejam aproximados
durante o processo de fracionamento e não mais necessários, eles possam ser soltos para caírem
abaixo do plano de trabalho. Cada pente tem uma série simples de dentes precisamente alinhados e
bem pontiagudos, de 12 mm de comprimento, consistindo em agulhas de 0,38 mm de diâmetro. Os
dentes são espaçados de 62 mm a 25 mm numa extensão de aproximadamente 50 mm.
Os acessórios consistem em fórceps separador de fibras, grade depressora de fibras, prato plano
depressor de fibras e pratos cobertos por veludo. O fórceps separador consiste em duas peças de latão,
de 75 mm de comprimento, aproximadamente, engonçado de um lado e levemente curvado,
apresentando, assim, um formato de bico para pegar as fibras que estejam fora e próximas às
superfícies dos pentes. Usualmente, uma das extremidades apanhadoras tem um estofamento de couro
ou outro material fibroso. A extremidade apanhadora tem aproximadamente 19 mm de largura.
A grade depressora de fibras consiste em séries de hastes de metal espaçadas por 3,2 mm, de modo
que elas possam ser colocadas entre os pentes para pressionar as fibras para baixo entre os dentes. O
prato plano depressor de fibras consiste em um prato de metal polido, de aproximadamente 25 mm
por 50 mm, com uma saliência arredondada ou alça na superfície superior por meio da qual o prato
pode ser aplainado sobre as fibras à medida que elas são colocadas na superfície dos pratos cobertos
por veludo. Os pratos cobertos por veludo, sobre os quais as fibras podem ser colocadas em ordem,
são placas de alumínio de aproximadamente 100 mm por 225 mm e 2,4 mm de espessura, cobertas
em ambos os lados por veludo de alta qualidade, de preferência preto.
SELEÇÃO DO ALGODÃO
Após desenrolar o algodão, preparar uma amostra representativa pela tomada, a partir de um pacote
contendo de 225 g a 450 g, de 32 amostras (cada uma com cerca de 75 mg) bem distribuídas ao longo
da peça, sendo 16 retiradas de uma metade longitudinal e o restante da outra metade.
Evitar as extremidades da peça e, cuidadosamente, assegurar que as porções sejam retiradas levando-
se em conta a espessura da peça. Para evitar a seleção de somente fibras longas ou fibras curtas,
remover todas as fibras de cada amostra e não deixar que as mesmas passem através dos dedos.
De pacotes de, no máximo, 112,5 g, pesar oito amostras e de pacotes pesando entre 112,5 g e 225 g,
pesar 16 amostras, todas bem distribuídas.
Misturar as amostras aos pares, indiscriminadamente, e combinar cada par puxando e enrolando
suavemente nos dedos. Então dividir longitudinalmente cada par combinado em duas partes
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 465
aproximadamente iguais e utilizar uma parte na mistura posterior (a outra parte pode ser descartada
ou reservada para quaisquer outros testes ou controles).
Repetir o processo descrito no parágrafo anterior com as metades sucessivas das séries bifurcadas até
que resulte somente uma amostra. Suavemente, dispor em posição paralela as fibras da amostra final,
puxando e enrolando-as nos dedos. Reter todas as fibras, incluindo, tanto como possível, as
embaraçadas e as massas de fibras trançadas, descartando somente os fragmentos de sementes
imaturos com fibras e material estranho não fibroso tal como pecíolos, folhas e fragmentos de
tegumentos.
A partir da amostra final descrita no parágrafo anterior, separar longitudinalmente uma amostra de
(75 ± 2) mg, exatamente pesados. Reter o resíduo para qualquer teste necessário.
PROCEDIMENTO
Utilizando a grade depressora de fibras, inserir cuidadosamente a amostra pesada num banco de
pentes do separador de algodão, de modo que ela se estenda através dos pentes em ângulos
aproximadamente retos.
Com o fórceps separador, segurar, pelas extremidades livres, uma pequena porção das fibras que se
estende através dos dentes do pente mais próximo ao operador; suavemente tirá-la dos pentes e
transferi-la para as pontas dos dentes do segundo banco, deitando as fibras paralelamente umas às
outras, linearmente e aproximadamente em ângulos retos em relação às faces dos pentes, liberando
tão próximo à face do pente frontal como possível.
Utilizando a grade depressora, cuidadosamente pressionar as fibras transferidas para baixo, nos dentes
dos pentes. Continuar a operação até que todas as fibras sejam transferidas para o segundo banco de
pentes. Durante esta transferência das fibras, deixar cair os pentes do primeiro banco sucessivamente
quando e enquanto todas as fibras salientes forem removidas.
Girar o equipamento em 180° e transferir as fibras de algodão de volta para o primeiro banco de
pentes à maneira descrita anteriormente.
Girar o equipamento novamente em 180º. Deixar cair pentes sucessivos, se necessário, para expor as
extremidades das fibras mais longas. Pode ser necessário redepositar algumas fibras isoladas.
Utilizando o fórceps, retirar as poucas fibras mais salientes. Desta maneira, continuar a retirar
sucessivamente as fibras salientes remanescentes de volta à face frontal do pente proximal. Deixar
cair este pente e repetir as séries de operações da mesma maneira até que todas as fibras tenham sido
retiradas. Para não perturbar seriamente a amostra e, portanto, viciar o fracionamento em grupos,
puxar diversas vezes (oito a dez) entre cada par de pentes.
Colocar os puxões sobre os pratos cobertos por veludo em paralelo uns aos outros, tão retamente
como possível, com as extremidades tão claramente definidas como possível e com as partes distais
arranjadas em linha reta, pressionando-as para baixo suavemente com o prato plano depressor de
fibras antes de liberar o puxão do fórceps. Empregar, no mínimo, 50 e, no máximo, 100 puxões para
fracionar a amostra.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 466
Agrupar todas as fibras que tenham comprimento de 12,5 mm ou mais e pesar o grupo até décimos
de miligrama. Da mesma maneira, agrupar todas as fibras que tenham comprimento de 6,25 mm ou
menos e pesar da mesma maneira. Finalmente, agrupar as fibras remanescentes, de comprimentos
intermediários e pesar. A soma dos três pesos não deve diferir do peso inicial da amostra por mais do
que 3 mg. Dividir a massa de cada um dos dois primeiros grupos pela massa da amostra para obter a
porcentagem em peso de fibra nas duas faixas de comprimento.
5.8 MÉTODOS GERAIS APLICADOS A GASES MEDICINAIS
O ensaio é realizado passando o volume necessário de gás a ser analisado através do tubo indicador.
A extensão da camada colorida ou a intensidade da mudança de cor em uma escala graduada premite
avaliar a presença de impurezas.
O usuário deve garantir a adequabilidade dos tubos detectores para o uso pretendido e sua utilização
deve ser realizada de acordo conforme o procedimento a seguir ou com as instruções do fabricante.
O suprimento do gás deve estar conectado a um regulador de pressão e a uma válvula de agulha
adequados. Conectar um tubo flexível a um T para o ajuste do fluxo do gás a ser analisado e para a
purga do tubo, de modo a obter um fluxo adequado (Figura 1). Acoplar o tubo indicador à bomba
dosadora e ligar a outra extremidade ao T. Operar a bomba de forma a passar um volume adequado
do gás a ser analisado através do tubo. Ler o valor correspondente à extensão da camada colorida ou
a intensidade da cor na escala graduada. Se o resultado for negativo, o tubo indicador pode ser
verificado por meio de um gás de calibração contendo a impureza adequada.
Monóxido de carbono: o tubo detector de monóxido de carbono deve indicar a concentração mínima
de 5 micromol/mol (ppm), com o desvio padrão relativo dos resultados de, no máximo, 15,0%.
Dióxido de carbono: o tubo detector de dióxido de carbono deve indicar a concentração mínima de
100 micromol/mol (ppm), com o desvio padrão relativo dos resultados, no máximo, de 15,0%.
Dióxido de enxofre: o tubo detector de dióxido de enxofre deve indicar a concentração mínima de 0,5
micromol/mol (ppm), com o desvio padrão relativo dos resultados, no máximo, de 15,0%.
O analisador compreende dois geradores de feixes infravermelhos idênticos: um feixe atravessa uma
cela com a amostra e o outro atravessa uma cela com o gás de referência. A radiação infravermelha
emitida por uma fonte é convertida em luz intermitente por meio de um interruptor giratório (chopper)
e entra na câmara do detector após passar por uma das celas de medida. Uma parte da radiação é
absorvida pela impureza porventura existente na cela da amostra produzindo uma diferença na
intensidade nos dois feixes que entram nas câmaras do detector. Essa diferença produz uma corrente
elétrica que é proporcional à quantidade de impureza existente na amostra.
Sempre que o equipamento for ligado, ele deverá ser ajustado conforme descrito na monografia
específica de cada gás.
O sinal paramagnético identifica o oxigênio na amostra. O princípio do método está baseado na alta
sensibilidade paramagnética da molécula do oxigênio, que exerce uma forte interação no campo
magnético, cujo sinal é medido eletronicamente, amplificado e convertido em um valor transmitido
no leitor de concentração de oxigênio.
Para a calibração do equipamento, ajustar o zero passando o gás nitrogênio padrão certificado com
pureza mínima de 99,99% v/v pelo aparelho até que uma leitura constante seja atingida; configurar
para a escala de 100% passando o gás de calibração (oxigênio padrão certificado com pureza mínima
de 99,99% v/v) com o mesmo fluxo utilizado ao realizar a calibração do zero até que uma leitura
constante seja atingida.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 468
Procedimento: passar o gás a ser analisado pelo analisador com o mesmo fluxo utilizado no ato da
calibração até que uma leitura constante seja atingida. Registrar a concentração do gás amostra lida
no instrumento. O resultado deve estar em porcentagem de volume de oxigênio.
Sempre que o equipamento for ligado, ele deverá ser calibrado conforme descrito na monografia
específica de cada gás.
O analisador opera por meio do princípio de que o óxido nítrico (NO) e o ozônio (O3) reagem
produzindo uma luminescência característica, com uma intensidade linearmente proporcional à
concentração de NO. A reação de luminescência química está descrita a seguir:
NO + O3 → NO2 + O2 + hν
Para que ocorra a reação de quimiluminescência a espécie nitrogenada deve estar na forma de NO. A
corrente de amostra é dividida em duas correntes, uma que passa por um conversor de NOx em NO
e outra corrente que não passa pelo conversor. A corrente que passa pelo conversor terá uma
concentração de NO maior que a real, e a corrente que não passa pelo conversor terá a concentração
real de NO. A diferença entre as duas revelará a concentração de NO2.
Princípio de funcionamento: a amostra entra no equipamento, atravessa o capilar e segue para uma
válvula que divide o fluxo de amostra em duas correntes, uma para a câmara de reação e outra para o
conversor de NO2 em NO. Um medidor de vazão indica a vazão de amostra que segue para a câmara.
Por outro orifício entra ar seco, passa por um controlador de vazão e segue para o gerador de ozônio
que produz o ozônio necessário para a reação de quimiluminescência. Logo na saída da câmara de
reação o PMT (photomultiplier tube) detecta a luminescência gerada. As concentrações de NO e NOx
são determinadas e a diferença entre estas concentrações é a concentração de NO2.
condutor elétrico. Uma voltagem contínua aplicada nos eletrodos produz a eletrólise da água e a
regeneração do pentóxido de difósforo. O valor obtido da corrente elétrica, que é proporcional à
concentração de vapor d’água no gás examinado, é determinado. O sistema é autocalibrável desde
que a lei de Faraday seja obedecida.
Procedimento: coletar uma amostra do gás a ser examinado e aguardar sua estabilização à
temperatura ambiente. Realizar a purga da célula continuamente até que um valor constante seja
obtido. Medir a concentração de vapor d’água no gás examinado, certificando-se de que a temperatura
é constante no sistema de introdução de gás no aparelho.
Proceder conforme descrito em Determinação de gases utilizando tubos detectores (5.8.1.1). O tubo
detector de óleo deve indicar a concentração mínima de 0,1 micromol/mol (ppm), com o desvio
padrão relativo dos resultados, no máximo, de 30%.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 470
CLASSIFICAÇÃO
Vidro tipo I. Vidro neutro do tipo borossilicato, não alcalino, de alta resistência térmica, mecânica e
hidrolítica, com alcalinidade de até 1,0 mL de H2SO4 0,01 M (ensaio em frasco de vidro moído).
Destinado ao acondicionamento de medicamentos; para aplicação intravascular e uso parenteral.
Vidro tipo II. Vidro alcalino do tipo sódico / cálcico, de resistência hidrolítica elevada, resultante do
tratamento apropriado da superfície interna do vidro tipo III, de modo que sua alcalinidade seja no
máximo 0,7 mL de H2SO4 0,01 M para frascos até 100 mL e 0,2 mL de H2SO4 0,01 M para capacidade
acima de 100 mL (ensaio em frasco de vidro inteiro). Destinado ao acondicionamento de soluções de
uso parenteral; neutras e ácidas, que não tenham seu pH alterado.
Vidro tipo III. Vidro alcalino do tipo sódico / cálcico, de resistência hidrolítica média, porém com
boa resistência mecânica, sem qualquer tratamento superficial, com alcalinidade máxima de 8,5 mL
de H2SO4 0,01 M (ensaio em frasco de vidro moído). Destinado ao acondicionamento de soluções de
uso tópico e oral; podendo ser utilizado para soluções parenterais, quando aprovado por ensaios de
estabilidade.
Vidro tipo NP (não parenteral). Vidro alcalino do tipo sódico / cálcico, de resistência hidrolítica
baixa e alta alcalinidade, de no máximo 15 mL de H2SO4 0,01 M (ensaio em frasco de vidro moído).
Indicado ao acondicionamento de produtos não parenterais, ou seja, de uso tópico e oral.
• Autoclave com controle de temperatura de (121 ± 1,0) °C, equipada com termômetro, manômetro,
válvula de segurança e prateleira para sustentação de, no mínimo, 12 frascos.
• Moinho de bolas com estritor de aço duro e esferas de aço polido ou almofariz em aço temperado
com as especificações na Figura 1.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 471
Lavar, no mínimo, seis frascos, escolhidos aleatoriamente, com água bidestilada ou deionizada, e
secá-los em corrente de ar limpo e seco.
Combinar as porções de vidro moído que passaram pela peneira nº 40 e transferir para conjunto
montado de peneiras nº 40 e nº 50. Agitar horizontalmente por cinco minutos. Recolher 12,0 g de
vidro moído que passou pela peneira nº 40, mas não passou pela peneira nº 50 e armazenar em
dessecador até ser utilizada no teste.
Espalhar a amostra de vidro moído sobre um pedaço de papel acetinado e passar o ímã, para remover
possíveis fragmentos de ferro que podem ter sido introduzidos durante o procedimento de moagem.
Transferir a amostra para erlenmeyer de 250 mL e lavar as partículas de vidro com seis porções de
30 mL de acetona PA, agitando por cerca de 30 segundos a cada procedimento, e decantar
cuidadosamente a acetona. Após a lavagem, a amostra deve estar livre de blocos de pó de vidro e a
superfície dos grãos deve estar praticamente livre da aderência de partículas finas. Secar o material
por 20 minutos a 140 °C.
A amostra deve ser testada até 48 horas após a secagem e nesse caso, deve ser mantida em dessecador.
Pesar 10,0 g do vidro moído, transferir para erlenmeyer de 250 mL, previamente preparado com água
bidestilada ou deionizada em banho a 90 °C por, no mínimo, 24 horas ou a 121 °C por uma hora, e
adicionar 50 mL de água bidestilada ou deionizada.
Como branco, utilizar erlenmeyer de 250 mL, previamente preparado em água bidestilada ou
deionizada em banho a 90 °C por, no mínimo, 24 horas ou a 121 °C por uma hora, e adicionar 50 mL
de água bidestilada ou deionizada.
Fechar os frascos erlenmeyer com o uso de béquer invertido ou papel alumínio, previamente lavado
com água bidestilada ou deionizada.
Retirar os frascos e resfriá-los, imediatamente, em água corrente. Após resfriamento, decantar a água
do erlenmeyer e lavar o vidro moído com quatro porções de 15 mL de água bidestilada ou deionizada.
Adicionar cinco gotas da solução de vermelho de metila e titular, imediatamente, com ácido sulfúrico
0,01 M. Se o volume esperado de solução que será utilizada na titulação for inferior a 10 mL, utilizar
uma microbureta. Registrar o volume de ácido sulfúrico utilizado na titulação e corrigir o valor em
relação ao volume do branco.
Limites:
O valor da alcalinidade máxima para o frasco de vidro tipo I é de 1,0 mL de H2SO4 0,01 M para 10 g
de vidro moído.
O valor da alcalinidade máxima para o frasco de vidro tipo III é de 8,5 mL de H2SO4 0,01 M para 10
g de vidro moído.
O valor da alcalinidade máxima para o frasco de vidro tipo NP é de 15 mL de H2SO4 0,01 M para 10
g de vidro moído.
Lavar frascos, escolhidos aleatoriamente, com água bidestilada ou deionizada e secá-los em corrente
de ar limpo e seco. Adicionar volume de água bidestilada ou deionizada correspondente a 90% da
capacidade total do frasco, determinada conforme descrito em Capacidade volumétrica total (6.1.3).
Fechar os frascos com papel alumínio previamente lavado com água bidestilada ou deionizada e
colocá-los na autoclave. Submetê-los ao seguinte tratamento:
• aquecer a autoclave a 100 °C, com a válvula de escape aberta, por 10 minutos;
• promover o aumento da temperatura da autoclave após o fechamento da válvula de escape, em 1
°C/minuto, até atingir (121 ± 1) °C;
• manter a temperatura de (121 ± 1) °C durante 60 minutos;
• baixar a temperatura, em 0,5 °C/minuto, até atingir 100 °C, descarregando a pressão até atingir a
pressão atmosférica;
• abrir a autoclave somente após atingir a temperatura de 95 °C;
• transferir os frascos para banho-maria a 80 °C. Adicionar água fria; tomando o cuidado de evitar a
contaminação da solução de extração, sendo que o tempo de resfriamento não deve exceder 30
minutos.
Após resfriamento, combinar a solução de extração de cada um dos frascos. Medir o volume conforme
registrado na Tabela 1 e transferir para erlenmeyer de 250 mL.
Como branco, utilizar erlenmeyer de 250 mL e adicionar o mesmo volume de água bidestilada ou
deionizada.
Transferir cinco gotas da solução de vermelho de metila para cada 25 mL de solução de extração e
titular, imediatamente, com ácido clorídrico 0,01 M, utilizando uma microbureta. Registrar o volume
de ácido clorídrico 0,01 M utilizado na titulação e corrigir o valor em relação ao volume do branco.
Limites:
O valor de alcalinidade máxima não deve exceder os valores indicados na Tabela 2.
Enxaguar três ou mais frascos, escolhidos aleatoriamente, com água bidestilada ou deionizada por
duas vezes e secá-los em corrente de ar limpo e seco. Adicionar volume de água bidestilada ou
deionizada correspondente a 90% da capacidade total do frasco, determinada conforme descrito em
Capacidade volumétrica total (6.1.3). Fechar os frascos com o uso de béquer invertido ou papel
alumínio, previamente lavado com água bidestilada, ou deionizada.
Combinar o volume de solução de extração de vários frascos, em proveta graduada e transferir 100,0
mL para erlenmeyer de 250 mL. Adicionar cinco gotas da solução de vermelho de metila e titular,
imediatamente, com ácido sulfúrico 0,01 M. Completar a titulação dentro de 60 minutos após a
abertura da autoclave. Registrar o volume de ácido sulfúrico utilizado na titulação e corrigir o valor
em relação ao volume do branco (100 mL de água bidestilada ou deionizada na mesma temperatura
e com a mesma quantidade de indicador).
Limites:
O valor da alcalinidade máxima para o frasco de vidro tipo II é de 0,7 mL de H2SO4 0,01 M para
frascos com até 100 mL de capacidade volumétrica.
O valor da alcalinidade máxima para o frasco de vidro tipo II é de 0,2 mL de H2SO4 0,01 M para
frascos com mais de 100 mL de capacidade volumétrica.
6.1.2 ARSÊNIO
• Autoclave com controle de temperatura de (121 ± 1,0) °C, equipada com termômetro, manômetro,
válvula de segurança e prateleira para sustentação de, no mínimo, 12 frascos;
• estufa para secagem com temperatura de 140 °C;
• béquer ou papel alumínio;
• erlenmeyer de 250 mL;
• proveta graduada de 100 mL;
• água bidestilada ou deionizada, com condutividade máxima de 0,15 μS/cm (ou 6,67 MΩ/cm) a 25
°C.
PROCEDIMENTO
Lavar frascos, escolhidos aleatoriamente, com água bidestilada, ou deionizada e secá-los em corrente
de ar limpo e seco. Adicionar volume de água bidestilada ou deionizada correspondente a 90% da
capacidade total do frasco, determinada conforme descrito em Capacidade volumétrica total (6.1.3).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 475
Fechar os frascos com papel alumínio previamente lavado com água bidestilada ou deionizada e
colocá-los na autoclave. Submetê-los ao seguinte tratamento:
• aquecer a autoclave a 100 °C, com a válvula de escape aberta, por 10 minutos;
• promover o aumento da temperatura da autoclave após o fechamento da válvula de escape, em 1
°C/minuto, até atingir (121 ± 1) °C;
• manter na temperatura de (121 ± 1) °C durante 60 minutos;
• baixar a temperatura, em 0,5 °C/minuto, até atingir 100 °C, descarregando a pressão até atingir a
pressão atmosférica;
• abrir a autoclave somente após atingir a temperatura de 95 °C;
• transferir os frascos para banho-maria a 80 °C. Adicionar água fria, cuidadosamente, para evitar a
contaminação da solução de extração, sendo que o tempo de resfriamento não deve exceder 30
minutos.
Após resfriamento, combinar a solução de extração de cada um dos frascos para obter 35 mL e
transferir para erlenmeyer de 250 mL.
Proceder conforme descrito para Ensaio limite para arsênio (5.3.2.5). No máximo 1 μg/g.
PROCEDIMENTO
Selecionar seis unidades aleatoriamente. Tarar a balança com o frasco seco e vazio. Encher o frasco
com água bidestilada até a superfície de vedação da terminação (região de fechamento do frasco,
também, denominada de gargalo, finish ou acabamento), mantendo a superfície externa totalmente
seca, sendo que para ampolas o enchimento deve ser realizado até a altura do ponto A (Figura 1).
Calcular o volume do frasco dividindo a massa da água pela sua densidade, na temperatura do ensaio,
com o uso dos dados registrados na Tabela 1 para água destilada.
10 0,99970 23 0,99754
11 0,99961 24 0,99730
12 0,99950 25 0,99704
13 0,99938 26 0,99678
14 0,99924 27 0,99651
15 0,99910 28 0,99623
16 0,99894 29 0,99594
17 0,99877 30 0,99565
18 0,99860 31 0,99534
19 0,99841 32 0,99503
20 0,99820 33 0,99470
21 0,99799 34 0,99437
22 0,99777 35 0,99403
RESULTADOS
Os resultados expressos em mL, com uma casa decimal, devem estar de acordo com as especificações
indicadas.
O objetivo pretendido com essa seção é estabelecer normas para materiais e componentes plásticos
utilizados para acondicionar medicamentos e correlatos. As normas e testes para as propriedades
funcionais dos recipientes e de seus componentes são fornecidas em Recipientes de plástico – Testes
de desempenho (6.2.3).
Os componentes plásticos utilizados para produtos de alto risco, tais como aqueles destinados à
inalação; preparações parenterais e oftálmicas são testadas utilizando os Testes Biológicos de
Métodos de teste (6.2.1.3).
ENSAIOS
Metais pesados e resíduo não volátil. Preparar extratos da amostra conforme descrito nos Testes
físico químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3), com amostra de área equivalente a 60 cm2, sem
considerar a espessura, para cada 20,0 mL de Meio de extração.
Metais Pesados. Os recipientes devem cumprir os requisitos para Metais pesados em Testes físico
químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3).
Resíduo não volátil. Proceder como descrito em Resíduo não volátil em Testes físico químicos em
Métodos de teste (6.2.1.3), sendo que o Branco deve ser o mesmo solvente utilizado em cada uma
das condições de teste. A diferença entre as quantidades obtidas da Preparação da amostra e do
branco não deve exceder 12,0 mg quando a água mantida a 70 °C é utilizada como Meio de extração;
não exceder 75,0 mg quando o álcool mantido a 70 °C é utilizado como Meio de extração; e não
exceder 100,0 mg quando o hexano mantido a 50 °C é utilizado como Meio de extração.
Substâncias utilizadas em contato com líquidos orais. Proceder como descrito na Capacidade
tamponante de Testes físico químicos, Métodos de testes (6.2.1.3).
Metais pesados e resíduo não volátil. Preparar extratos da amostra conforme descrito em
Preparação da amostra em Testes físico químicos de Métodos de testes, com amostra de área
equivalente a 60 cm2, sem considerar a espessura, para cada 20,0 mL de Meio de extração.
Metais pesados. Os recipientes devem cumprir os requisitos para Metais pesados de Testes físico
químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3).
Resíduo não volátil. Proceder conforme descrito em Resíduo não volátil de Testes físico químicos,
em Métodos de testes (6.2.1.3), sendo que o Branco deve ser o mesmo solvente utilizado em cada
uma das condições de teste. A diferença entre as quantidades obtidas da Preparação da amostra e do
branco não deve exceder 12,0 mg quando a água mantida a 70 °C é utilizada como Meio de extração;
não exceder 75,0 mg quando o álcool mantido a 70 °C é utilizado como Meio de extração; e não
exceder 350,0 mg quando o hexano mantido a 50 °C é utilizado como Meio de extração.
Substâncias utilizadas em contato com líquidos orais. Proceder conforme descrito na Capacidade
tamponante de Testes físico químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3).
plástico para um uso específico. A adequação de um polipropileno característico deve ser estabelecida
por meio de testes adequados.
ENSAIOS
Metais pesados e resíduo não volátil. Preparar extratos das amostras conforme descrito em
Preparação da amostra, de Testes físico químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3), com porção de 60
cm2, sem considerar a espessura, para cada 20,0 mL de Meio de extração.
Metais pesados. Os recipientes devem cumprir os requisitos para Metais pesados de Testes físico
químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3).
Resíduo não volátil. Proceder conforme descrito em Resíduo não volátil de Testes físico químicos,
em Métodos de testes (6.2.1.3), sendo que o Branco deve ser o mesmo solvente utilizado em cada
uma das condições de teste. A diferença entre as quantidades obtidas da Preparação da amostra e do
branco não deve exceder 10,0 mg quando a água mantida a 70 °C é utilizada como Meio de extração;
não exceder 60,0 mg quando o álcool mantido a 70 °C é utilizado como o Meio de extração; e não
exceder 225,0 mg quando o hexano mantido a 50 °C é utilizado como Meio de extração. Os
recipientes devem atender aos requisitos para Resíduo não volátil para todos os meios de extração.
Nota: hexano e álcool são inflamáveis. Ao evaporar esses solventes, utilizar uma corrente de ar com
banho-maria; ao secar o resíduo, utilizar estufa a prova de explosão.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 480
Substâncias utilizadas em contato com líquidos orais. Proceder conforme descrito na Capacidade
tamponante de Testes físico químicos, em Métodos de testes (6.2.1.3).
As resinas de copolímero PET têm propriedades físicas e espectrais semelhantes ao PET e, para
efeitos práticos, são tratadas como PET. Os ensaios e as especificações fornecidas nesta seção para
caracterizar resinas e recipientes de PET, aplicam-se também às resinas de copolímero e aos
recipientes fabricados a partir delas.
Geralmente, o PET e suas resinas de copolímero apresentam um grau elevado de ordem em sua
estrutura molecular. Como resultado, apresentam um comportamento térmico característico
dependente da composição, incluindo uma temperatura de transição vítrea de cerca de 76 °C e uma
temperatura de fusão de aproximadamente 250 °C. Essas resinas têm um espectro de absorção de
infravermelho particular que permite a diferenciação de outros materiais plásticos, como
policarbonato; poliestireno; polietileno e resinas poli (tereftalato de etilenoglicol) (PETG). O PET e
suas resinas de copolímero têm uma densidade entre 1,3 e 1,4 g/cm3 e uma viscosidade intrínseca
mínima de 0,7 dL/g, que corresponde a um peso molecular médio de cerca de 23 000 Da.
As resinas PETG são polímeros de alto peso molecular preparadas pela condensação do etilenoglicol
com dimetiltereftalato, ou ácido tereftálico e com 15 a 34% de 1,4-hexano-dimetanol molar. As
resinas PETG são polímeros transparentes, amorfos, com uma temperatura de transição vítrea de
cerca de 81 °C e sem um ponto de fusão cristalina, conforme determinado pela calorimetria
diferencial de varredura. As resinas PETG têm um espectro de absorção infravermelho particular que
possibilita a distinção entre outros materiais plásticos, inclusive o PET. As resinas PETG têm uma
densidade de aproximadamente 1,27 g/cm3 e uma viscosidade intrínseca mínima de 0,65 dL/g, o que
corresponde a um peso molecular médio de cerca de 16 000 Da.
As resinas PET e PETG não contêm nenhum plastificante, apoio de processamento ou antioxidantes.
Quando corantes são utilizados na fabricação de recipientes de PET e de PETG, esses não devem
migrar para o líquido.
ENSAIOS
Extração de corantes. Selecionar três recipientes para o ensaio. Cortar uma parte relativamente plana
da parede lateral de um recipiente e apará-la na medida necessária para ajustar a amostra ao suporte
do espectrofotômetro. Realizar varredura (5.2.14) para obter o espectro visível de 350-700 nm da
parede lateral. Com aproximação de 2 nm, determinar o comprimento de onda de absorvância
máxima. Preencher os dois recipientes restantes com 50% de álcool etílico para recipientes PET e
25% de álcool etílico para PETG. Preparar os recipientes com vedações impermeáveis, como uma
folha de alumínio, e fechar com as tampas. Encher com o solvente correspondente um recipiente de
vidro de mesma capacidade que os recipientes em teste, prepará-lo com vedação impermeável, como
uma folha de alumínio, e fechar com uma tampa. Incubar os recipientes em teste e o recipiente de
vidro a 49 °C por 10 dias. Retirar os recipientes e aguardar que atinjam a temperatura ambiente.
Concomitantemente, determinar as absorvâncias (5.2.14) das soluções em teste em células de 5 cm
no comprimento de onda de absorvância máxima, utilizando o solvente correspondente do recipiente
de vidro como branco. Para ambas as soluções em teste, os valores de absorvância obtidos devem ser
inferiores a 0,01.
Meios de extração.
Água purificada
Álcool etílico a 50%. Diluir 125 mL de álcool etílico em água para 238 mL de solução e
homogeneizar.
Álcool etílico a 25%. Diluir 125 mL de Álcool etílico a 50% em água para 250 mL de solução e
homogeneizar.
n-Heptano.
Procedimento geral. Utilizar um meio de extração de Álcool etílico a 50% para recipientes de PET
e Álcool etílico a 25% para PETG. Para cada meio de extração, encher um número suficiente de
recipientes testes com 90% da sua capacidade nominal para obter no mínimo 30 mL. Encher um
número correspondente de recipientes de vidro com Água purificada, a mesma quantidade de
recipientes com Álcool etílico a 50%, ou Álcool etílico a 25% e o mesmo número de recipientes de
vidro com n-Heptano para ser utilizado como branco dos meios de extração. Colocar, nos recipientes,
vedações impermeáveis, como folha de alumínio, e tampá-los. Incubar os recipientes testes e os
recipientes de vidro a 49 °C por 10 dias. Retirar os recipientes testes com as amostras e os brancos
do meio de extração e armazená-los em temperatura ambiente. Não transferir as amostras do meio de
extração para recipientes de armazenamento alternativos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 482
Metais pesados. Pipetar 20 mL de Água purificada extraída dos recipientes testes, filtrada conforme
necessário, colocar em um, ou dois tubos de 50 mL para comparação de cor e guardar a Água
purificada restante para utilizar no teste de Etilenoglicol. Ajustar o pH do extrato entre 3,0 e 4,0 com
ácido acético M ou hidróxido de amônio 6 M, utilizando um papel indicador de curto intervalo de pH.
Diluir com água até cerca de 35 mL e homogeneizar. Pipetar 2 mL da Solução padrão de chumbo (10
ppm Pb) (5.3.2.3), preparada no dia do uso; transferir para um segundo tubo de comparação de cor e
adicionar 20 mL de Água purificada. Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético M ou hidróxido
de amônio 6 M, utilizando um papel indicador de curto intervalo de pH. Diluir com água até cerca de
35 mL e homogeneizar. Em cada tubo, adicionar 1,2 mL de tioacetamida SR e 2 mL de Tampão
acetato pH 3,5 (5.3.2.3) diluir com água até 50 mL de solução e homogeneizar. Qualquer cor
produzida dentro de 10 minutos no tubo que contém a Água purificada extraída dos recipientes testes,
não deve ser mais intensa do que a do tubo contendo a Solução padrão de chumbo (10 ppm Pb),
ambas visualizadas sobre uma superfície branca (limite 1 ppm).
Etilenoglicol.
Solução de ácido periódico. Solubilizar 125 mg de ácido periódico em 10 mL de água.
Ácido sulfúrico diluído. Para 50 mL de água, adicionar lentamente e em constante agitação, 50 mL
de ácido sulfúrico e aguardar que atinja a temperatura ambiente.
Solução de bissulfito de sódio. Solubilizar 0,1 g de bissulfito de sódio em 10 mL de água. Utilizar
essa solução em até sete dias.
Solução de cromotropato dissódico. Solubilizar 100 mg de cromotropato dissódico em 100 mL de
ácido sulfúrico. Proteger a solução da luz e utilizá-la em até de sete dias.
Solução padrão. Solubilizar uma quantidade, precisamente pesada, de etilenoglicol em água e diluir,
quantitativamente, passo a passo, se necessário, para obter uma solução com uma concentração de
cerca de 1,0 μg/mL.
Solução amostra. Utilizar o extrato em Água purificada.
absorvância da solução obtida a partir da Solução amostra não é superior à da solução obtida a partir
da Solução padrão, correspondendo, no máximo, 1 ppm de etilenoglicol.
MÉTODOS DE TESTES
Preparação da amostra. Cortar duas porções planas representativas da espessura média da parede
do recipiente, e apará-las conforme necessário, para obter segmentos adequados para montagem no
acessório de refletância interna múltipla. Para evitar riscar a superfície, limpar as amostras com papel
seco ou, se necessário, com um lenço macio umedecido com álcool metílico e aguardar a secagem.
Encaixar firmemente as amostras em ambos os lados da placa de reflexão interna KRS-5, garantindo
a superfície de contato adequada. Antes de colocar as amostras sobre a placa, comprimi-las obtendo
filmes finos uniformes para serem expostos a temperaturas de cerca de 177 °C, sob alta pressão (15
000 psi ou mais).
Análise térmica
Procedimento. Cortar uma seção com peso aproximado de 12 mg e colocá-la no compartimento para
a amostra. O contato próximo entre o compartimento e o termoelemento é essencial para a
reprodutibilidade dos resultados. Determinar o termograma sob nitrogênio, utilizando as condições
de aquecimento e resfriamento conforme especificadas para o tipo de resina e utilizar um
equipamento capaz de realizar as determinações.
Para polietileno. Determinar o termograma sob nitrogênio em temperaturas entre 40 °C e 200 °C, a
uma taxa de aquecimento entre 2 °C e 10 °C por minuto, seguido de resfriamento para 40 °C, a uma
taxa entre 2 °C e 10 °C por minuto.
Para polipropileno. Determinar o termograma sob nitrogênio em temperaturas que variem entre a
temperatura ambiente e 30 °C acima do ponto de fusão. Manter a temperatura por 10 minutos, em
seguida, resfriar para 50 °C abaixo da temperatura máxima de cristalização a uma taxa de 10 °C a 20
ºC por minuto.
Para poli (tereftalato de etileno). Aquecer a amostra da temperatura ambiente até 280 °C a uma taxa
de aquecimento de cerca de 20 °C por minuto. Manter a amostra a 280 °C por um minuto. Resfriar
rapidamente a amostra para a temperatura ambiente e reaquecê-la para 280 °C a uma taxa de
aquecimento de aproximadamente 5 °C por minuto.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 484
Para poli (tereftalato de etileno) glicol. Aquecer a amostra da temperatura ambiente até 120 °C a
uma taxa de aquecimento de cerca de 20 °C por minuto. Manter a amostra a 120 °C por um minuto.
Resfriar rapidamente a amostra para a temperatura ambiente e reaquecê-la para 120 °C a uma taxa de
aquecimento de aproximadamente 10 °C por minuto.
Testes biológicos
Os testes biológicos in vitro são realizados de acordo com os procedimentos estabelecidos em Testes
de reatividade biológica in vitro (6.2.5). Os componentes que satisfazem os requisitos dos testes in
vitro não precisam ser submetidos a testes adicionais. Nenhuma designação de classe de plástico é
atribuída a esses materiais. Os materiais que não cumprem os requisitos dos testes in vitro não são
adequados para uso como recipientes de medicamentos.
Se a designação de classe for necessária para plásticos e outros polímeros que atendam aos requisitos
previstos em Testes de reatividade biológica in vitro (6.2.5), realizar o teste in vivo adequado
especificado para Classificação de plásticos em Testes de reatividade biológica in vivo (6.2.6).
Testes físico-químicos
Parâmetros do teste:
Meio de extração. A menos que direcionado de outra forma em um teste específico a seguir, utilizar
Água purificada como meio de extração, mantendo a temperatura a 70 °C, durante a extração para a
Preparação da amostra.
Branco. Utilizar Água purificada onde o branco é especificado nos testes que se seguem.
Preparação da amostra. A partir de uma amostra homogênea de plástico, utilizar uma alíquota para
cada 20 mL de meio de extração, equivalente a 120 cm2 da área da superfície total (unindo ambos os
lados), e subdividida em faixas de, aproximadamente, 3 mm de largura e próximo a 5 cm de
comprimento. Transferir a amostra subdividida para uma proveta de vidro tipo I, graduada, de 250
mL com tampa e adicionar cerca de 150 mL de Água purificada. Agitar por, aproximadamente, 30
segundos, esvaziar, descartar o líquido e repetir uma segunda lavagem.
Extração para preparação da amostra. Transferir a Preparação da amostra pronta para um frasco
de extração adequado e adicionar a quantidade solicitada de meio de extração. Extrair por 24 horas
por aquecimento em um banho-maria na temperatura especificada para o meio de extração. Resfriar
para temperaturas não abaixo de 20 °C. Pipetar 20 mL do extrato preparado para um recipiente
adequado. Utilizar essa parte no teste para Capacidade tamponante. Decantar, imediatamente, o
extrato residual em um recipiente limpo adequado e fechá-lo.
sido limpo com ácido) e evaporar a parte volátil em um banho a vapor. Evaporar de forma semelhante
50 mL do Branco em outro cadinho. Se for esperado um resíduo oleoso, examinar repetidamente o
cadinho durante a evaporação e o processo de secagem e reduzir a quantidade de calor, se o óleo
tender a deslizar pela parede do cadinho. Secar a 105 ºC por uma hora. A diferença entre as
quantidades obtidas do Extrato para a preparação da amostra e o Branco não devem ser superiores
a 15 mg.
Resíduo por incineração (5.2.10). Não é necessário realizar esse teste quando o resultado do teste
de Resíduo não volátil não exceder 5 mg. Proceder com a obtenção dos resíduos, a partir do Extrato
para a preparação da amostra e Branco descrito no teste para Resíduo não volátil acima, utilizando,
se necessário, mais ácido sulfúrico para a mesma quantidade em cada cadinho. A diferença entre as
quantidades obtidas de resíduo de ignição a partir do Extrato para a preparação da amostra e do
Branco não deve ser superior a 5 mg.
Pipetar 2 mL de Solução padrão de chumbo (10 ppm Pb) (5.3.2.3), transferir para o segundo tubo
para comparação de cor e adicionar 20 mL do Branco. Ajustar o pH entre 3,0 e 4,0 com ácido acético
M ou hidróxido de amônio 6 M, utilizando um papel indicador de curto intervalo de pH. Diluir com
água até cerca de 35 mL e homogeneizar. Em cada tubo, adicionar 1,2 mL de tioacetamida SR e 2
mL de Tampão acetato pH 3,5 (5.3.2.3), diluir com água até 50 mL de solução e homogeneizar.
Qualquer cor produzida dentro de 10 minutos na preparação que contém o Extrato da preparação da
amostra extraída dos recipientes testes, não deve ser mais intensa do que na Preparação padrão,
ambas visualizadas sobre uma superfície branca (1 ppm no extrato).
Para tampas formuladas com substâncias de elastômero naturais ou sintéticas, utilizadas para
estocagem de longo prazo. Não se aplica a tampas fabricadas em elastômero de silicone, mas se aplica
a tampas tratadas com silicone, como dimeticona, e tampas revestidas com outros materiais
lubrificantes, como materiais ligados quimicamente, ou mecanicamente à tampa.
material com o intuito de transformar uma tampa que não se encontra dentro das exigências
específicas para uma que esteja em conformidade. No entanto, todos os testes físico-químicos se
aplicam à fórmula base de tais tampas, bem como às tampas laminadas ou revestidas. Os testes de
funcionalidade devem ser realizados utilizando tampas de elastômero laminadas ou revestidas. Os
testes biológicos aplicam-se aos materiais revestidos ou laminados, bem como à fórmula base. Os
testes biológicos podem ser realizados em tampas ou materiais revestidos ou laminados e em tampas
não laminadas e não revestidas, sendo que os resultados devem ser reportados, separadamente. A
fórmula base, utilizada nos testes físico-químicos, ou biológicos deve cumprir as especificações de
uma tampa com barreira de revestimento que deve ser similar ao revestimento da tampa em
configuração e tamanho.
Os testes dessa seção limitam-se às tampas de elastômero dos Tipos I e II, sendo que as do Tipo I são
utilizadas para preparações aquosas e as do Tipo II são normalmente destinadas às preparações não
aquosas. Se uma tampa não atender a todas as exigências do teste do Tipo I, mas atender às exigências
para o teste do Tipo II, a tampa recebe a classificação final do Tipo II.
Nessa seção propõe-se realizar uma triagem inicial para identificar tampas de elastômero que podem
ser apropriadas para o uso com preparações injetáveis, com base em suas compatibilidades biológicas;
nas propriedades físico-químicas de seus extratos aquosos e nas suas funcionalidades. Todas as
tampas de elastômero adequadas para uso em preparações injetáveis cumprem tanto com os limites
do teste do Tipo I como do Tipo II. No entanto, com essa especificação não se tem o intuito de servir
como um único critério de avaliação para a seleção de tais tampas.
Dentre os requisitos para avaliação de tampas que estão além do âmbito dessa seção está o
estabelecimento de testes de identificação e especificações da tampa, a verificação da tampa,
compatibilidade físico química do produto, a identificação e a determinação de segurança de tampas
filtráveis encontradas na embalagem do produto, a verificação da funcionalidade da embalagem do
produto sob condições reais de estocagem e condições de uso.
O usuário das tampas deve obter do fornecedor uma garantia de que a composição da tampa não varia
e de que é a mesma utilizada no teste de compatibilidade. Quando o fornecedor informar ao usuário
final sobre mudanças na composição, o teste de compatibilidade deve ser repetido, total ou
parcialmente, dependendo da natureza das mudanças.
CARACTERÍSTICAS
As tampas de elastômero são translúcidas, ou opacas e não tem coloração característica, dependendo
dos aditivos utilizados. São homogêneas e praticamente isentas de materiais luminosos e acidentais,
como fibras, partículas estranhas, e resíduos de borracha.
IDENTIFICAÇÃO
As tampas são fabricadas a partir de uma ampla variedade de materiais elastoméricos e revestimentos
poliméricos opcionais. Portanto, nessa seção não se especifica testes de identificação envolvendo
todas as possíveis apresentações das tampas. É de responsabilidade do fornecedor da tampa e do
fabricante do produto acabado verificar a formulação da tampa e quaisquer materiais revestidos, ou
laminados utilizados de acordo com os testes de identificação adequados. Exemplos de alguns testes
analíticos que podem ser empregadas incluem densidade específica, análise de cinzas, determinação
do conteúdo de enxofre, cromatografia em camada delgada do extrato, espectrofotometria de
absorção ultravioleta do extrato, ou espectrofotometria de absorção.
PROCEDIMENTOS DE TESTES
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 487
Para tampas que normalmente são lubrificadas com silicone antes do uso, é permitido realizar o teste
físico-químico em tampas não lubrificadas para evitar interferência potencial de método e/ou
dificuldades na interpretação dos resultados do teste. Para tampas fornecidas com outros lubrificantes
não oclusivos, todos os testes devem ser realizados utilizando a tampa revestida.
Para tampas revestidas, ou laminadas com revestimentos destinados a conferir uma função de
barreira, como PTFE, ou revestimentos envernizados, os testes físico-químicos serão aplicados ao
elastômero com base não revestida, bem como às tampas revestidas. A tampa não revestida submetida
aos testes físico-químicos deve ser similar à tampa revestida em tamanho e configuração. Os usuários
finais de tampas revestidas, também, são responsáveis em comprovar a conformidade dessas tampas
com das especificações físico-químicas, processadas ou tratadas de uma maneira que simula as
condições normalmente empregadas pelo usuário final antes do uso.
Na Tabela 1 estão resumidas as exigências dos testes das tampas e as responsabilidades do fornecedor
e do usuário final.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 488
Testes biológicos
São indicados dois estágios de teste. O primeiro estágio é a realização do teste in vitro. Os materiais
que não atendem às exigências do teste in vitro são submetidos ao segundo estágio de testes in vivo,
conforme descrito em Testes de reatividade biológica in vivo (6.2.6). Os materiais que atendem as
exigências para os testes in vitro não necessitam ser submetidos ao teste in vivo. As tampas Tipo I e
Tipo II devem estar em conformidade com os testes de reatividade biológica in vitro e in vivo.
Testes físico-químicos
Desenvolvimento da preparação S.
Colocar as tampas inteiras, não cortadas, correspondentes a uma área de superfície de (100 ± 10) cm2
em um recipiente de vidro adequado. Cobrir as tampas com 200 mL de água purificada ou água para
injetáveis. Se não for possível obter uma tampa com a área de superfície prescrita utilizando tampas
não cortadas, selecionar um número de tampas que irão se aproximar de 100 cm2, e ajustar o volume
de água utilizado para o equivalente a 2 mL para cada 1 cm2 da área de superfície real da tampa
utilizada. Ferver por 5 minutos e enxaguar cinco vezes com água purificada ou água para injetáveis
fria.
Colocar as tampas lavadas em um frasco de vidro de gargalo largo do Tipo I, adicionar a mesma
quantidade de água purificada ou água para injetáveis, inicialmente adicionada às tampas e pesar.
Cobrir a boca do frasco com um béquer de vidro do Tipo I. Esterilizar em uma autoclave, de modo
que a temperatura de (121 ± 2) °C seja atingida dentro de 20 a 30 minutos e manter essa temperatura
durante 30 minutos. Deixar esfriar até atingir a temperatura ambiente durante um período de
aproximadamente 30 minutos. Adicionar água purificada ou água para injetáveis para voltar à massa
original. Agitar, decantar imediatamente e coletar o líquido. Esse líquido deve ser agitado antes de
ser utilizado em cada um dos testes.
Preparo do branco: O preparo do branco deve ser realizado similarmente, utilizando 200 mL de água
purificada, ou água para injetáveis, omitindo as tampas.
Determinação da turbidez. A determinação da turbidez pode ser realizada por meio de comparação
visual (Procedimento A), ou instrumentalmente utilizando um turbidímetro adequado (Procedimento
B). A avaliação instrumental da turbidez fornece um teste que não depende da acuidade visual do
analista.
Solução de sulfato de hidrazina. 1,0 g de sulfato de hidrazina em água e diluir com água a 100,0 mL.
Deixar em repouso durante quatro a seis horas.
Suspensões de referência. Preparar de acordo com a Tabela 2. Misturar e agitar antes do uso.
Suspensões estáveis de formazina que podem ser utilizadas para preparar padrões estáveis estão
disponíveis comercialmente e podem ser utilizadas após a comparação com padrões preparados como
descrito.
Tabela 2 - Preparo das suspensões de referência.
Referência Referência Referência Referência
Suspensão A Suspensão B Suspensão C Suspensão D
Padrão de opalescência 5,0 mL 10,0 mL 30,0 mL 50,0 mL
Água 95,0 mL 90,0 mL 70,0 mL 50,0 mL
Unidade de turbidez 3 UTN 6 UTN 18 UTN 30 UTN
nefelométrica
Determinação da cor
Cor padrão. Preparar uma diluição 3,0 mL do Fluido de Correspondência O com 97,0 mL de ácido
clorídrico diluído.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 491
Procedimento. Utilizar tubos idênticos, de vidro neutro, incolor, transparente, com um fundo plano e
diâmetro interno de 15 a 25 mm. Colocar num tubo, a Preparação S, formando uma coluna líquida
de 40 mm de comprimento, e num segundo o Padrão de cor formando a mesma coluna líquida.
Comparar os líquidos em luz diurna difusa, visualizando, verticalmente, contra um fundo branco.
Limite. A Preparação S não deve ser mais intensamente colorida do que o Padrão de Cor.
Acidez ou alcalinidade
Absorvância
Procedimento. Realizar esse teste no espaço de tempo de cinco horas após desenvolver a Preparação
S. Filtrar a Preparação S através de um filtro com poro de 0,45 μm, descartando o primeiro mL do
filtrado. Medir a absorvância do filtrado em comprimentos de onda entre 220 e 360 nm em uma célula
de 1 cm utilizando o branco em uma célula de correspondência em um feixe de referência. Se a
diluição do filtrado é necessária antes da medida da absorvância, corrigir os resultados do teste para
a diluição.
Limite. As absorvâncias em todos esses comprimentos de onda não devem exceder 0,2 para as tampas
do Tipo I ou 4,0 para as tampas do Tipo II.
Substâncias redutoras
Procedimento. Realizar esse teste no espaço de tempo de quatro horas após desenvolver a Preparação
S. A 20,0 mL da Preparação S, transferir 1 mL de ácido sulfúrico diluído e 20,0 mL de permanganato
de potássio a 0,002 M. Ferver por três minutos. Resfriar, adicionar 1 g de iodeto de potássio, e titular,
imediatamente, com tiossulfato de sódio a 0,01 M, utilizando 25,0 mL de solução de amido TS como
indicador. Realizar a titulação utilizando 20,0 mL de branco e notar a diferença no volume de
tiossulfato de sódio a 0,01 M necessário.
Limite. A diferença entre os volumes de titulação não deve ser maior do que 3,0 mL para as tampas
do Tipo I e não deve ser maior do que 7,0 mL para as tampas do Tipo II.
Metais pesados
Procedimento. Proceder como direcionado para o Método 1 em Metais Pesados. Usar 10,0 mL da
Preparação S, na preparação problema.
Limite. 2 ppm de metais pesados como chumbo.
Zinco Extraível.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 492
Solução amostra. Preparar uma Solução amostra por meio da diluição de 10,0 mL da Preparação S
para 100 mL com ácido clorídrico a 0,1 M. Preparar o branco do teste similarmente, utilizando o
branco para a Preparação S.
Solução padrão de zinco. Preparar uma solução (10 ppm de Zn) dissolvendo sulfato de zinco em
ácido clorídrico 0,1 M.
Soluções de referência. Preparar, no mínimo, três Soluções de referência por meio da diluição da
Solução padrão de zinco com ácido clorídrico 0,1 M. As concentrações de zinco nessas Soluções de
referência são a extensão do limite esperado da Solução amostra.
Procedimento. Utilizar um espectrômetro de absorção atômica; adequado e equipado com uma fonte
de radiação eletromagnética, adequada e uma chama de ar acetileno. Um procedimento alternativo
como uma análise por espectrometria de massa ou espectrometria de emissão óptica com plasma
indutivamente acoplado, apropriadamente validada pode ser utilizado.
Avaliar cada uma das Soluções de referência em comprimento de onda para Zinco selecionado em
213,9 nm, pelo menos três vezes. Registrar as leituras estáveis. Enxaguar o equipamento com a
solução branco, toda vez para garantir que a leitura retorna ao valor inicial do branco. Preparar uma
curva de calibração a partir da média das leituras obtidas para cada Solução de referência. Registrar
a absorvância da Solução amostra. Determinar a concentração de zinco em ppm da Solução amostra
utilizando a curva de calibração.
Limite. A Preparação S contém, no máximo, 5 ppm de zinco extraível.
Amônio
Solução de tetraiodomercurato (II) de potássio alcalina. Preparar uma solução de 100 mL contendo
11 g de iodeto de potássio e 15 g de iodeto de mercúrio em água. Imediatamente antes do uso, misturar
um volume dessa solução com igual volume de uma solução a 250 g/L de hidróxido de sódio.
Solução amostra. Diluir 5 mL da Preparação S em 14 mL de água. Tornar alcalina, se necessário,
por meio da adição de hidróxido de sódio 1 M, e diluir em água a 15 mL. Adicionar 0,3 mL da solução
de tetraiodomercurato (II) de potássio alcalina, e fechar o recipiente.
Solução padrão de amônio. Preparar uma solução de cloreto de amônio em água (1 ppm de NH4).
Misturar 10 mL da solução de 1 ppm de cloreto de amônio com 5 mL de água e 0,3 mL de solução
de tetraidomercurato (II) de potássio alcalina. Fechar o recipiente.
Limite. Após cinco minutos, qualquer cor amarela na Solução amostra não deve ser mais escura do
que na Solução padrão de amônio (no máximo, 2 ppm de NH4 na Preparação S).
Sulfetos voláteis
Procedimento. Colocar as tampas, cortar se necessário, com uma área de superfície total de (20 ± 2)
cm2 em um frasco de 100 mL, e adicionar 50 mL de uma solução de ácido cítrico a 20 g/L. Da mesma
maneira e ao mesmo tempo, preparar uma solução controle em um frasco de 100 mL separado por
meio da dissolução de 0,154 mg de sulfeto de sódio em 50 mL de uma solução de ácido cítrico a 20
g/L. Colocar um pedaço de papel de acetato de chumbo sobre a boca de cada frasco, e segurar o papel
na posição, colocando sobre ele um frasco de pesagem invertido. Aquecer os frascos em autoclave a
(121 ± 2) °C por 30 minutos.
Limite. Qualquer coloração preta no papel produzida pela Preparação S não é mais intensa do que a
produzida pela solução controle.
TESTES FUNCIONAIS
As amostras tratadas como descrito para obter a Preparação S e secas ao ar devem ser utilizadas para
os testes de funcionalidade; penetrabilidade; fragmentação e capacidade auto-selante. Os testes de
funcionalidade são realizados em tampas destinadas a serem penetradas por uma agulha hipodérmica.
O teste de capacidade auto-selante é necessário apenas para tampas destinadas para recipientes de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 493
dose-múltipla. A agulha especificada para cada teste é uma agulha hipodérmica lubrificada com bisel
longo (ângulo do bisel 12 ± 2°)1.
Penetrabilidade
Procedimento. Preencher 10 frascos adequados ao volume nominal, com água, ajustar as tampas a
serem examinadas e fechar os frascos com as respectivas tampas. Utilizando uma nova agulha
hipodérmica, como já descrito, para cada tampa, perfurar a tampa com a agulha perpendicular à
superfície.
Limite. A força para perfuração de cada tampa não deve ser maior do que 10 N (1 kgf), determinada
com uma precisão de ± 0,25 N (25 gf).
Fragmentação
Tampas para preparações líquidas. Preencher 12 frascos limpos com água até 4 mL menos que a
capacidade nominal. Ajustar as tampas que serão examinadas, fechar com uma tampa e deixar em
repouso por 16 horas.
Tampas para preparações secas. Ajustar as tampas a serem examinadas em 12 frascos limpos e
fechar cada um com uma tampa.
Procedimento. Utilizando uma agulha hipodérmica como descrito anteriormente, ajustada a uma
seringa limpa, injetar dentro de cada frasco 1 mL de água, enquanto se remove 1 mL de ar. Repetir
esse procedimento quatro vezes para cada tampa, perfurar cada vez em um local diferente. Utilizar
uma nova agulha para cada tampa, verificando se ela não está rombuda durante o teste. Filtrar o
volume total do líquido em todos os frascos através de um filtro simples com tamanho nominal de
poro não maior do que 0,5 μm. Contar os fragmentos de borracha na superfície do filtro visíveis a
olho nu.
Limite. Não há mais do que cinco fragmentos visíveis. Esse limite é baseado na assunção de que os
fragmentos com um diâmetro superior a 50 μm são visíveis a olho nu. No caso de dúvidas ou
controvérsia, as partículas são examinadas microscopicamente para verificar suas naturezas e
tamanhos.
Capacidade auto-selante
Procedimento. Preencher 10 frascos adequados com água até o volume nominal. Ajustar as tampas a
serem examinadas e tampar. Utilizando uma nova agulha hipodérmica como anteriormente para cada
tampa, perfurar cada tampa 10 vezes, cada vez em um local diferente. Imergir os 10 frascos em uma
solução de azul de metileno a 0,1% (1 g/L), e reduzir a pressão externa por 27 kPa por 10 minutos.
Restaurar a pressão atmosférica, e deixar os frascos imersos por 30 minutos. Enxaguar a parte externa
dos frascos.
Limite. Nenhum dos frascos deve conter qualquer traço de solução azul.
Nessa seção estão propostos padrões para as propriedades funcionais de recipientes plásticos e seus
componentes utilizados para acondicionar medicamentos. Os testes a seguir são estabelecidos para
determinar a permeabilidade à umidade e transmissão de luz dos recipientes plásticos aplicáveis a
cada tipo de embalagem. Um recipiente destinado a fornecer proteção à luz, ou apresentado como
recipiente resistente à luz deve satisfazer a exigência de Teste de transmissão de luz (6.2.3.4), onde a
proteção ou a resistência é devido às propriedades específicas do material de que o recipiente é
1
Refere-se a ISO 7864, agulhas hipodérmicas estéreis de uso único com um diâmetro externo de 0,8 mm (calibre 21).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 494
(1000/14𝑉)[(𝑇𝐹 − 𝑇𝐼 ) − (𝐶𝐹 − 𝐶𝐼 )]
em que
V é o volume em mL do recipiente, (𝑇𝐹 − 𝑇𝐼 ) é a diferença em mg entre o peso final e inicial de cada
recipiente teste;
(𝐶𝐹 − 𝐶𝐼 ) é a diferença em mg entre a média final e a média inicial dos pesos dos dois controles.
fechados se não mais do que um dos 10 recipientes testes exceder a 2000 mg por dia por L em
permeabilidade à umidade e nenhum exceder a 3000 mg por dia por L.
Recipientes de polipropileno. Fechar os recipientes, com selos impenetráveis obtidos por meio de
selagem a quente com uma folha de alumínio laminada com polietileno ou outro fechamento
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 496
adequado. Testar os recipientes conforme descrito acima. Os recipientes atendem aos requisitos se a
permeabilidade à umidade exceder 15 mg por dia por L, no máximo, em 1 dos 10 recipientes testes e
não exceder 25 mg por dia por L em nenhum deles.
Dessecante. Secar as pastilhas dessecantes apropriadas a 110 °C durante uma hora antes do uso.
Utilizar pastilhas com peso aproximado de 400 mg cada uma e com diâmetro de, aproximadamente,
8 mm. Se necessário, devido à dimensão limitada do recipiente de dose unitária, podem ser utilizadas
pastilhas pesando menos do que 400 mg cada uma e com diâmetro inferior a 8 mm.
PROCEDIMENTO
Método I. Selar não menos do que 10 recipientes de dose unitária com uma pastilha cada um, e selar
10 unidades adicionais de recipientes de dose unitária vazios para controle, utilizando dedos de luvas
ou uma pinça almofadada para manipular os recipientes selados. Numerar os recipientes e registrar
os pesos, individualmente, com a aproximação em mg mais próxima. Pesar os controles como uma
unidade e dividir o peso total pelo número de controles para obter a média. Estocar todos os
recipientes à umidade relativa de (75 ± 3) % e à temperatura de (23 ± 2) °C. Um sistema saturado de
35 g de cloreto de sódio para cada 100 mL de água colocado no fundo de um dessecador mantém a
umidade especificada, ou outros métodos podem ser empregados para manter essas condições. Após
um intervalo de 24 horas, e em cada um de seus múltiplos, remover os recipientes da câmara, e deixar
equilibrar durante 15 a 60 minutos na área de pesagem. Novamente registrar o peso dos recipientes
individualmente e os controles combinados da mesma maneira. Se nenhuma pastilha indicadora se
tornar rosa durante os procedimentos, ou se o aumento de peso da pastilha exceder a 10%, finalizar o
teste e considerar válida apenas as primeiras determinações. Retornar os recipientes à câmara de
umidade. Calcular a taxa de penetração de umidade em mg por dia de cada recipiente utilizando a
fórmula:
(1/𝑁)[(𝑊𝐹 − 𝑊𝐼 ) − (𝐶𝐹 − 𝐶𝐼 )]
em que
N é o número de dias expirados no período de teste (começando após as 24 horas iniciais de período
de equilíbrio);
(𝑊𝐹 − 𝑊𝐼 ) é a diferença em mg entre os pesos finais e iniciais de cada recipiente teste;
(𝐶𝐹 − 𝐶𝐼 ) é a diferença em mg entre os pesos médios finais e iniciais dos controles, com os dados
calculados com relação a dois algarismos significativos. Quando a penetração mensurada for inferior
a 5 mg por dia, e quando for observado que os controles alcançam o equilíbrio em um prazo de sete
dias, a penetração individual pode ser determinada mais precisamente, utilizando o recipiente teste
do 7º dia e o recipiente controle como WI e CI, respectivamente, nos cálculos. Nesse caso, um
intervalo adequado de teste para Classe A não deve ser inferior a 28 dias a partir do período de
equilíbrio do 7º dia (um total de 35 dias).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 497
Método II. Utilizar esse procedimento para embalagens, como cartelas que podem ser perfuradas, que
incorporam um número de blisters ou recipientes de dose unitária selados, separadamente. Selar um
número suficiente de embalagens, no mínimo, 4 e um total de, no mínimo, 10 recipientes de dose
unitária ou blisters preenchidos com uma pastilha em cada unidade a ser testada. Selar um número
correspondente de embalagens vazias, cada uma contendo o mesmo número de recipientes de dose
unitária ou blisters iguais aos utilizados nas embalagens testes, como controles. Estocar todos os
recipientes em umidade relativa de (75 ± 3) % e à temperatura de (23 ± 2) °C. Um sistema saturado
de 35 g de cloreto de sódio para cada 100 mL de água, colocado no fundo do dessecador mantém a
umidade requerida, ou outros métodos podem ser empregados para manter essas condições. Após 24
horas e a cada 24 horas subsequentes, remover as embalagens da câmara e deixar que se equilibrem
à temperatura ambiente durante aproximadamente 45 minutos. Registrar os pesos das embalagens
individuais e retorná-las à câmara. Pesar as embalagens controle como uma unidade e dividir o peso
total pelo número de embalagens controle para obter o peso médio das embalagens vazias. Se
qualquer pastilha indicadora virar para a coloração rosa durante o procedimento ou se o peso médio
da pastilha exceder a 10% em qualquer uma das embalagens, finalizar o teste e considerar válidas
apenas as primeiras determinações. Calcular a taxa média de penetração de umidade, em mg por dia
para cada recipiente de dose unitária ou blister, em cada embalagem de acordo com a fórmula:
(1/𝑁𝑋)[(𝑊𝐹 – 𝑊𝐼 ) − ( 𝐶𝐹 – 𝐶𝐼 )]
em que
N é o número de dias decorridos dentro do período do teste (começando após as 24 horas iniciais de
período de equilíbrio);
X é o número de unidades seladas separadamente por embalagem;
(WF – WI) é a diferença em mg entre os pesos iniciais e finais de cada embalagem teste;
(CF – CI) é a diferença em mg entre os pesos médios finais e iniciais das embalagens controle, sendo
essas taxas calculadas até dois algarismos significativos.
Limites. Os recipientes de dose unitária individuais, como testados no Método I, são classificados
como Classe A se, no máximo, 1 dos 10 recipientes testados exceder 0,5 mg por dia em taxa de
penetração de umidade e nenhum exceder 1 mg por dia; são classificados como Classe B se, no
máximo, 1 dos 10 recipientes testados exceder 5 mg por dia e nenhum exceder 10 mg por dia; são
classificados como Classe C se, no máximo, 1 dos 10 recipientes testados exceder 20 mg por dia e
nenhum exceder 40 mg por dia e são classificados como Classe D se os recipientes testados não
cumprirem nenhum desses requisitos de taxa de penetração de umidade.
As embalagens, da forma como são testadas no Método II, são classificadas como Classe A se
nenhuma embalagem testada exceder 0,5 mg por dia de taxa de penetração de umidade média por
blister; são classificadas como Classe B se nenhuma embalagem testada exceder 5 mg por dia de taxa
de penetração de umidade em média por blister; são classificadas como Classe C se nenhuma
embalagem exceder 20 mg de taxa de umidade em média por blister e são classificadas como Classe
D se nenhuma embalagem testada cumprir os requisitos de taxa de penetração de umidade em média
por blister acima mencionados.
Com o uso do dessecante descrito no Método I e Método II, após cada 24 horas, os recipientes testes
e controles são pesados; os intervalos de teste adequados para as pesagens finais, WF e CF, devem
ser o seguinte: 24 horas para Classe D; 48 horas para Classe C; 7 dias para Classe B e, no mínimo,
28 dias para Classe A.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 498
Remover os fechamentos e com o auxílio de uma pipeta, preencher os recipientes com água até a
capacidade máxima. Montar os recipientes com as selagens e aplicar os fechamentos. Se forem
utilizadas tampas de rosca, aplicar o torque especificado na Tabela 1 em Recipientes de múltiplas
unidades para cápsulas e comprimidos (6.2.3.1) e estocar os recipientes fechados à temperatura de
(25 ± 2) ºC e umidade relativa de (50 ± 2) %. Após (168 ± 1) horas (sete dias), registrar o peso dos
recipientes individualmente. Retornar os recipientes ao local de estocagem durante mais (168 ± 1)
horas. Após decorrido o segundo período de (168 ± 1) horas, remover os recipientes, registrar os
pesos de cada sistema de recipiente, individualmente, e calcular a taxa de penetração de vapor de
água, em porcentagem de perda de peso de água, para cada recipiente por meio da fórmula:
em que
𝑊7 é o peso em mg do recipiente aos sete dias;
𝑊14 é o peso em mg do recipiente aos 14 dias;
𝑊𝑇 é o peso da tara em g;
7 é o tempo de teste em dias, após sete dias de período de equilíbrio. Os recipientes assim testados
cumprem os requisitos e são considerados como recipientes firmemente vedados se a porcentagem
de perda de peso de água exceder 2,5% por ano, no máximo, em 1 dos 10 recipientes testados e não
exceder a 5,0%, por ano, em nenhum deles.
local de estocagem durante de mais (168 ± 1) horas. Após o segundo período de (168 ± 1) horas,
remover os recipientes, registrar os pesos de cada sistema de recipiente, individualmente, e calcular
a taxa de penetração de vapor de água, em porcentagem de perda de peso de água, para cada recipiente
por meio da fórmula:
em que
𝑊7 é o peso em mg do recipiente aos sete dias;
𝑊14 é o peso em mg do recipiente aos 14 dias;
𝑊𝑇 é o peso da tara em g;
Os recipientes assim testados cumprem os requisitos e são considerados como recipientes firmemente
vedados se a porcentagem de perda de peso de água exceder 2,5% por ano, no máximo, em 1 dos 10
recipientes testados e não exceder a 5,0% em nenhum deles.
Procedimento. Selecionar secções para representar a espessura média da parede do recipiente. Cortar
secções circulares de duas ou mais áreas do recipiente e aparar o necessário para fornecer segmentos
de tamanhos convenientes para sua inserção no espectrofotômetro. Cortar, lavar e secar cada amostra,
tendo o cuidado de evitar riscos na superfície. Se a amostra for muito pequena para cobrir a abertura
no suporte de amostra, cobrir a porção descoberta da abertura com um papel opaco ou fita adesiva,
fazendo com que o comprimento da amostra seja maior do que a abertura no espectrofotômetro.
Imediatamente antes de montar o suporte da amostra, limpar a amostra com um tecido próprio para
limpar lentes. Montar a amostra com o auxílio de uma cera viscosa, ou por meio de outros meios
convenientes, tomando o cuidado de não deixar impressões digitais ou outras marcas nas superfícies
pelas quais a luz deve passar. Colocar a secção no espectrofotômetro com o seu eixo cilíndrico
paralelo ao plano de abertura e aproximadamente centralizado em relação à abertura. Quando
colocado adequadamente, o feixe de luz é normal à superfície da secção e as perdas por reflexão são
mínimas. Medir, continuamente, a transmitância da secção com referência ao ar no comprimento de
onda de interesse, com um equipamento de registro ou em intervalos de aproximadamente 20 nm com
um equipamento manual, na amplitude de onda entre 290 a 450 nm.
Limite. A transmissão de luz observada não deve exceder os limites constantes na Tabela 1 para
recipientes destinados ao uso parenteral.
20 30 12
50 15 10
Qualquer recipiente, com um tamanho intermediário dos listados na Tabela 1, apresenta uma
transmissão não maior do que o próximo tamanho maior, listado na tabela. Para recipientes maiores
do que 50 mL, aplicam-se os limites para 50 mL. A transmissão de luz observada para recipientes
plásticos para produtos destinados à administração oral ou tópica não deve exceder a 10% em
qualquer comprimento de onda no intervalo entre 290 nm a 450 nm.
6.2.4 BIOCOMPATIBILIDADE
Nessa seção há orientações sobre procedimentos de avaliação da biocompatibilidade de recipientes
plásticos para medicamentos, tampas de elastômero e correlatos. A biocompatibilidade refere-se à
tendência desses produtos permanecerem, biologicamente, inertes, quando em contato com o corpo.
Em combinação com os ensaios químicos, os processos biológicos podem ser utilizados para detectar
e identificar a toxicidade inerente ou adquirida de correlatos, antes ou durante sua fabricação e
processamento.
Ao contrário de plásticos ou outros polímeros, um material elastomérico que não atende às exigências
da primeira fase de teste in vitro, pode ser considerado um material biocompatível, se for aprovado
na segunda fase - in vivo, que consiste no teste de injeção sistêmica e o teste intracutâneo em Testes
de reatividade biológica in vitro (6.2.5). Nenhuma distinção de classe ou tipo é realizada entre os
materiais elastoméricos que atendem aos requisitos da primeira fase de teste e aqueles que cumprem
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 501
6.2.4.2 CORRELATOS
A biocompatibilidade do plástico, de outros polímeros e partes elastoméricas desses produtos é
testada de acordo com os procedimentos descritos em Testes de reatividade biológica in vitro (6.2.5).
Se, também, for necessária uma designação de classe para um plástico ou outro polímero, são
realizados os procedimentos de testes adequados descritos em Testes de reatividade biológica in vivo
(6.2.6).
Preparação de extratos
As extrações podem ser realizadas em várias temperaturas (121, 70, 50 ou 37 °C), em vários intervalos
de tempo (1, 24 ou 72 horas) e em meios de extração diferentes. A escolha do meio de extração para
testes in vitro inclui solução de cloreto de sódio injetável a 0,9%, ou meio de cultura de tecidos com
ou sem soro. Quando o meio com soro é utilizado, a temperatura de extração não pode exceder 37
°C. Ao escolher as condições de extração, selecionar a temperatura, o solvente e as variáveis de tempo
que melhor simulem as condições de uso do produto. O desempenho dos vários testes em diversas
condições pode ser utilizado para simular as variações das condições “em uso”. Uma avaliação de
biocompatibilidade é realizada com o produto, acabado e esterilizado, embora, uma seleção cuidadosa
das condições de extração permita a simulação das condições de produção e teste da matéria-prima.
Teste in vitro
Quando testes in vitro são realizados, a amostra é biocompatível, se as culturas de células não
apresentarem reatividade maior do que a suave (grau 2), conforme descrito nos Testes de reatividade
biológica in vitro (6.2.5).
de plásticos, ou outros polímeros, os extratos da substância teste são produzidos de acordo com os
procedimentos descritos em diversos meios. Para avaliar a biocompatibilidade, os extratos são
inoculados, por via sistêmica e intracutânea, em camundongos e coelhos. De acordo com os requisitos
para injeção, um plástico ou outro polímero pode ser classificado inicialmente como I, II, III, ou V.
Se, além do teste de injeção, for realizado o teste de implantação com o mesmo material, o plástico
ou o polímero pode ser classificado como classe IV ou VI.
Nas orientações internacionais há indicação de que a extensão dos testes executados para um correlato
depende dos seguintes fatores: a semelhança e a exclusividade do produto em relação aos produtos
anteriormente comercializados, como considerado no Fluxograma de decisão; a extensão e a duração
do contato entre o produto e o paciente, como descrito na Categorização de correlatos e a composição
do material do produto, como considerado nas seções Fluxograma de decisão, Testes in vivo e
Designação de classes.
FLUXOGRAMA DE DECISÃO
Figura 1 - Fluxograma de biocompatibilidade adaptado a partir do FDA Blue Book Memorandum # G95-1.
O objetivo com o fluxograma é determinar se os dados disponíveis de correlatos anteriormente
comercializados são suficientes para garantir a segurança do correlato em questão. Como indicado no
fluxograma, a composição do material e as técnicas de fabricação de um produto são comparadas
com os correlatos já comercializados, que entram em contato direto com o corpo. Além disso, no
fluxograma há exigência de uma avaliação da toxicidade de um material exclusivo que não tenha sido
utilizado anteriormente em produtos correlatos. As respostas às questões colocadas no fluxograma
levam à conclusão de que os dados disponíveis são suficientes, ou que testes adicionais são
necessários para garantir a segurança do produto. As orientações quanto à identificação dos
procedimentos apropriados para testes adicionais são fornecidas na seção Matriz de seleção de teste.
CATEGORIZAÇÃO DE CORRELATOS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 504
Para facilitar a identificação dos procedimentos de testes adequados, os correlatos estão divididos e
subdivididos, como está registrado na Tabela 1 de acordo com a natureza e a extensão do seu contato
com o corpo. As principais categorias de correlatos são de superfície, comunicação extracorpórea e
implantáveis. Depois, essas classificações são subcategorizadas e exemplos de correlatos
pertencentes a cada uma das subcategorias (Tabela 1).
Na matriz há orientações para identificação dos procedimentos adequados para testes biológicos para
as três categorias de correlatos: Testes para dispositivos de superfície (Tabela 1 em Guia para a
seleção de plástico e outros polímeros (6.2.4.5)), Testes para dispositivos de comunicação
extracorpórea (Tabela 2 em Guia para a seleção de plástico e outros polímeros (6.2.4.5)), e Testes
para dispositivos implantáveis (Tabela 3 em Guia para a seleção de plástico e outros polímeros
(6.2.4.5)). Cada categoria de correlatos é subcategorizada e subdividida conforme a duração do
contato entre o dispositivo e o corpo. A duração do contato é definida como limitada (menos de 24
horas); prolongada (24 horas a 30 dias) ou permanente (mais de 30 dias). Os efeitos biológicos que
estão incluídos na matriz são: citotoxicidade, sensibilização, irritação ou reatividade intracutânea,
toxicidade sistêmica, toxicidade subcrônica, genotoxicidade, implantação, hemocompatibilidade,
toxicidade crônica, carcinogenicidade, toxicidade reprodutiva ou de desenvolvimento e
biodegradação. Na matriz, para cada subcategoria há um quadro associado aos requisitos de teste e,
geralmente, o número de testes aumenta conforme a duração do contato entre o dispositivo e o corpo
é estendida e de acordo com a proximidade de contato entre o dispositivo e o sistema circulatório.
Dentro das subcategorias, a opção de realizar testes adicionais deve ser considerada caso a caso. As
situações específicas, como o uso de dispositivos implantáveis permanentes ou com comunicação
extracorpórea em mulheres grávidas, devem ser consideradas pelo fabricante que decidirá quanto à
inclusão do teste de reprodução ou de desenvolvimento. As orientações sobre a identificação de
eventuais procedimentos adicionais para teste são fornecidas na matriz de cada subcategoria de
correlatos.
O número da classe indicada aumenta conforme a duração de contato entre o dispositivo e o corpo
(risco). Na categoria de Dispositivos implantáveis, o uso exclusivo da classe VI é obrigatório. A
designação de classes de plástico é baseada nas matrizes de seleção de testes ilustradas nas Tabelas
1, 2 e 3.
A atribuição de classe de um plástico ou outro polímero a uma subcategoria não se destina a restringir
o uso de categorias superiores de plásticos ou outros polímeros. Embora a designação atribuída defina
a classe numérica mais baixa de plástico ou outro polímero que pode ser utilizada no correlato
correspondente, o uso de uma classe de plástico numericamente maior é opcional. Quando um
correlato pertencer a mais de uma categoria, o plástico, ou outros polímeros devem satisfazer as
exigências da classe numérica mais alta.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 507
Toxicidade reprodutiva ou
Irritação ou reatividade
Toxicidade subcrônica
Hemocompatibilidade
Duração do contato a
Toxicidade sistêmica
de desenvolvimento
Toxicidade crônica
Carcinogenicidade
Genotoxicidade
Biodegradação
Citotoxicidade
Sensibilização
intracutânea
Implantação
(subaguda)
(aguda)
Contato com o corpo
Pele A X X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
B X X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
C X X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
Mucosa A X X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
Dispositivos B X X X O O ̶ O ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
de superfície
C X X X O X X O ̶ O ̶ ̶ ̶
Superfícies A X X X O ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
comprometidas ou não-
íntegras B X X X O O ̶ O ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
C X X X O X X O ̶ O ̶ ̶ ̶
___________
a Legenda A:limitada (menos de 24 horas); B: prolongada (de 24 horas a 30 dias); C: permanente (mais de 30 dias).
b Legenda X: Testes de avaliação ISO para consideração; O: testes adicionais que podem ser aplicados.
* Adaptado do FDA’s Blue Book Memorandum #G95-1(Tabela 1. Testes de avaliação Inicial para Consideração e Tabela 2. Testes de Avaliação Complementar para Consideração).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 508
Toxicidade reprodutiva ou
Irritação ou reatividade
Toxicidade subcrônica
Hemocompatibilidade
Duração do contato a
Toxicidade sistêmica
de desenvolvimento
Toxicidade crônica
Carcinogenicidade
Genotoxicidade
Biodegradação
Citotoxicidade
Sensibilização
intracutânea
Implantação
(subaguda)
(aguda)
Contato com o corpo
Vaso sanguíneo, A X X X X ̶ ̶ ̶ X ̶ ̶ ̶ ̶
indireto
B X X X X O ̶ ̶ X ̶ ̶ ̶ ̶
C X X O X X X O X X X ̶ ̶
Dispositivos de Comunicação com A X X X O ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
comunicação tecido,
extracorpórea osso ou dentina B X X O O O X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
C X X O O O X X ̶ X X ̶ ̶
Circulação A X X X X ̶ O ̶ X ̶ ̶ ̶ ̶
sanguínea
B X X X X O X O X ̶ ̶ ̶ ̶
C X X X X X X O X X X ̶ ̶
________________
a Legenda A:limitada (menos de 24 horas); B: prolongada (de 24 horas a 30 dias); C: permanente (mais de 30 dias).
b Legenda X: Testes de avaliação ISO para consideração; O: testes adicionais que podem ser aplicados.
* Adaptado do FDA’s Blue Book Memorandum #G95-1(Tabela 1. Testes de avaliação Inicial para Consideração e Tabela 2. Testes de Avaliação Complementar para Consideração).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 509
Toxicidade reprodutiva ou
Irritação ou reatividade
Toxicidade subcrônica
Hemocompatibilidade
Duração do contato a
Toxicidade sistêmica
de desenvolvimento
Toxicidade crônica
Carcinogenicidade
Genotoxicidade
Biodegradação
Citotoxicidade
Sensibilização
intracutânea
Implantação
(subaguda)
(aguda)
Contato com o corpo
Tecido ou osso A X X X O ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
B X X O O O X X ̶ ̶ ̶ ̶ ̶
Dispositivos C X X O O O X X ̶ X X ̶ ̶
implantáveis
Sangue A X X X X ̶ ̶ X X ̶ ̶ ̶ ̶
B X X X X O X X X ̶ ̶ ̶ ̶
C X X X X X X X X X X ̶ ̶
________________
a Legenda A:limitada (menos de 24 horas); B: prolongada (de 24 horas a 30 dias); C: permanente (mais de 30 dias).
b Legenda X: Testes de avaliação ISO para consideração; O: testes adicionais que podem ser aplicados.
* Adaptado do FDA’s Blue Book Memorandum #G95-1(Tabela 1. Testes de avaliação Inicial para Consideração e Tabela 2. Testes de Avaliação Complementar para Consideração).
1 Documento da ISO 10993-1:1997 intitulado Biological Evaluation of Medical Devices ̶ Part 1: Evaluation and Testing. Avaliação Biológica de Dispositivos Médicos-Parte 1: Avaliação e Testes].
* Adaptado do FDA’s Blue Book Memorandum #G95-1(“Use of International Standard ISO-10993.’Biological Evaluation of Medical Devices-Part 1: Evaluation and Testing.’”) [(“Uso das Normas Internacionais da ISO-
10993.’Avaliação Biológica de Dispositivos Médicos-Parte 1: Avaliação e Testes.’”)]
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 510
Três ensaios são descritos: Teste de difusão em ágar, Teste de contato direto e Teste de eluição. A
decisão de qual tipo ou do número de ensaios a ser realizado para avaliar o potencial da resposta
biológica de uma amostra específica ou de um extrato, depende do material, do produto final e de
suas intenções de uso. Outros fatores que, também, podem afetar a adequação da amostra para um
uso específico são: composição polimérica; procedimentos de processamento e limpeza; meios de
contato; corantes; adesivos; absorção, adsorção e permeabilidade dos conservantes e as condições de
armazenamento. A avaliação de tais fatores deve ser realizada por ensaios específicos adicionais
apropriados, antes de determinar que um produto produzido por meio de um material específico, é
adequado para a sua intenção de uso.
Preparação da cultura celular. Em um meio essencial mínimo suplementado com soro de densidade
de semeadura de cerca de 105 células por mL, preparar culturas múltiplas de células fibroblásticas L-
929 (linhagem celular ATCC CCL 1, NCTC clone 929). Incubar as culturas a (37 ± 1) °C em uma
incubadora umidificada, com uma atmosfera de (5 ± 1) % de dióxido de carbono, por no mínimo 24
horas até a obtenção de monocamada, com confluência superior a 80%. Examinar as culturas
preparadas com um microscópio para assegurar um nível uniforme de monocamadas quase
confluentes.
Equipamentos
Autoclave. Empregar uma autoclave capaz de manter a temperatura de (121 ± 2) °C e capaz de resfriar
os recipientes de ensaio em torno de 20 °C.
Recipientes de extração. Utilizar apenas recipientes de vidro Tipo I, tais como tubo de ensaio de
cultura com tampa de rosca, ou equivalente. A tampa de rosca deve ter revestimento elastomérico
apropriado. A superfície exposta desse revestimento deve ser totalmente protegida com um disco
sólido inerte de 50-75 μm de espessura.
Preparação dos equipamentos. Limpar, completamente, toda a vidraria com solução de limpeza de
ácido crômico e, se necessário, com ácido nítrico quente, seguido de enxágue prolongado com água
estéril para injetáveis. Esterilizar e secar os recipientes e equipamentos utilizados para extração,
transferência ou administração do material de ensaio, por meio de processo adequado. Se o óxido de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 511
etileno for utilizado como agente esterilizante, aguardar pelo menos 48 horas para desgaseificação
completa.
Procedimento
Preparação da amostra para extrato. Preparar conforme descrito no Procedimento de Testes de
reatividade biológica in vivo (6.2.6).
Preparação de extratos. Preparar conforme descrito no Procedimento de Testes de reatividade
biológica in vivo (6.2.6), utilizando solução de cloreto de sódio injetável (0,9% NaCl) ou meio livre
de soro para cultura de células de mamíferos conforme descrito em Solventes de extração. Se a
extração for feita a 37 °C por 24 horas em incubadora, utilizar meios de cultura celular suplementados
com soro. Em nenhum caso, as condições de extração devem causar mudanças físicas, tais como
fusão ou derretimento das porções do material, exceto uma leve aderência.
Esse teste foi elaborado para materiais elastoméricos de diversos modelos. A camada de ágar atua
como um suporte para proteger as células de danos mecânicos, possibilitando a difusão de produtos
químicos lixiviáveis das amostras poliméricas. Em um pedaço de papel de filtro, são aplicados os
extratos de materiais a serem testados.
Preparação da amostra. Utilizar extratos preparados conforme descrito ou porções das amostras
com superfícies planas e não inferiores a 100 mm2.
Preparação do controle positivo. Proceder conforme descrito em Preparação da amostra.
Preparação do controle negativo. Proceder conforme descrito em Preparação da amostra.
Procedimento. Utilizar 7 mL da suspensão de células preparada conforme descrito na Preparação
da cultura celular e preparar as camadas em placas de 60 mm de diâmetro. Depois de realizada a
incubação, aspirar o meio de cultura das camadas e substituí-lo por meio suplementado com soro
contendo quantidades de até 2% de ágar. A qualidade do ágar deve ser adequada para sustentar o
crescimento celular. A camada de ágar deve ser suficientemente fina para possibilitar a difusão dos
produtos químicos lixiviáveis. Colocar as superfícies planas da amostra, controle negativo e controle
positivo, ou seus extratos, em contato com a superfície solidificada de ágar, em duplicata. Não utilizar
mais do que três amostras em cada placa preparada. Incubar todas as culturas a (37 ± 1) °C, por, no
mínimo, 24 horas, em incubadora apropriada. Examinar, visualmente, ou com um microscópio cada
cultura ao redor da amostra; controle negativo e controle positivo, utilizando coloração adequada, se
necessário.
Interpretação de resultados. A reatividade biológica, ou seja, má-formação e degeneração celular,
é descrita e classificada em uma escala de 0 a 4 (Tabela 1). Medir as respostas das culturas celulares
da amostra, controle negativo e controle positivo. O sistema de ensaio de cultura de células é
adequado se as respostas observadas forem classificadas como 0 (sem reatividade) para o controle
negativo e no mínimo 3 (moderada) para o controle positivo. A amostra atende aos requisitos do teste
se a resposta não for superior à classificação 2 (suavemente reativa). Repetir o procedimento, se a
adequação do sistema não for confirmada.
Tabela 1 - Classificação da reatividade para Teste de difusão em ágar e Teste de contato direto.
Classificação Reatividade Descrição da zona de reatividade
0 Nenhuma Nenhuma zona detectável ao redor ou sob a amostra.
1 Leve Algumas células mal formadas ou degeneradas sob a amostra.
2 Suave Zona limitada à área sob a amostra.
3 Moderada Zona estende-se de 0,5 a 1,0 cm além da amostra.
4 Forte Zona estende-se mais que 1,0 cm além da amostra.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 512
Esse teste é definido para materiais em diversos formatos. O procedimento possibilita extrações
simultâneas e teste de produtos químicos lixiviáveis da amostra em um meio suplementado com soro.
O procedimento não é apropriado para materiais com densidade muito alta ou muito baixa, pois pode
causar danos mecânicos às células.
Preparação da amostra. Utilizar porção da amostra com superfície plana não inferior a 100 mm2.
Preparação do controle positivo. Proceder conforme descrito em Preparação da amostra.
Preparação do controle negativo. Proceder conforme descrito em Preparação da amostra.
Procedimento. Utilizar 2 mL da suspensão de células preparada conforme descrito em Preparação
da cultura celular, preparar as camadas em placas de 35 mm de diâmetro. Após a incubação, aspirar
o meio das culturas e substituí-lo por 0,8 mL de meio de cultura fresco. Colocar uma única amostra,
controle negativo e controle positivo em cada uma das duplicatas do meio de cultura. Incubar todas
as culturas à (37 ± 1) °C, por, no mínimo, 24 horas, em incubadora apropriada. Examinar,
visualmente, ou com um microscópio cada cultura ao redor da amostra; do controle negativo e do
controle positivo, utilizando coloração adequada, se necessário.
Interpretação de resultados. Proceder conforme a interpretação de resultados do Teste de difusão
em ágar. A amostra atende aos requisitos do teste, se a resposta da amostra não for superior à
classificação 2 (suavemente reativa). Repetir o procedimento, se a adequação do sistema não for
confirmada.
TESTE DE ELUIÇÃO
Os testes a seguir são elaborados para determinar a resposta biológica de animais a materiais
elastoméricos, plásticos e outros materiais poliméricos, que entram em contato direto, ou indireto
com o paciente, ou a resposta à inoculação de extratos específicos elaborados a partir dos materiais
em teste. É essencial disponibilizar a área de superfície específica para extração. Quando a área de
superfície da amostra não puder ser determinada, utilizar 0,1 g de elastômero ou 0,2 g de plástico, ou
outro material, para cada mL de fluido de extração.
Três ensaios são descritos para classificar plásticos e outros polímeros, que são aplicáveis a materiais
e correlatos, baseando-se em ensaios de reatividade biológica in vivo. O Teste de injeção sistêmica e
o Teste intracutâneo são utilizados para materiais elastoméricos, especialmente para materiais em
que o Teste de reatividade biológica in vitro (6.2.5) adequado indicou reatividade biológica
significativa. O Teste de implante é usado para verificar a adequação de plásticos e outros polímeros,
utilizados na fabricação de recipientes e acessórios; em preparações parenterais, em correlatos,
implantes e outros sistemas.
Classificação de plásticos. Seis classes de plástico são definidas (Tabela 1), baseadas nas respostas
para uma série de ensaios in vivo no qual os extratos, materiais e vias de administração são
especificados. Esses testes estão, diretamente relacionados, com a utilização final dos artigos de
plástico. Nas preparações em que os plásticos estão susceptíveis a entrar em contato com os veículos,
a escolha da solução de extração é representativa. A classificação registrada na Tabela 1 resume os
testes a serem realizados em recipientes para injetáveis e em dispositivos médicos, caso haja
necessidade de classificação.
____________
a Testes exigidos para cada classe indicada com um “x” na coluna apropriada.
b Legenda: A (IP) Teste de Injeção Sistêmica (intraperitoneal); A (IV) Teste de Injeção Sistêmica (intravenosa); B Teste Intracutâneo (intracutânea); C
Teste de Implantação (implantação intramuscular).
Com exceção do Teste de implante, os procedimentos são baseados na utilização de extratos que, em
função da resistência térmica do material, são preparados em uma das três temperaturas padrão: 50,
70 e 121 °C. Por essa razão, a designação da classe de um plástico deve ser acompanhada por uma
indicação da temperatura de extração (por exemplo IV-121 °C, é a designação da classe IV, de um
plástico extraído a 121 °C; I-50 °C, é a designação da classe I, de um plástico extraído a 50 °C). Os
plásticos podem ser classificados nas classes de I a VI, com base nos critérios de resposta registrados
na Tabela 1.
Essa classificação não se aplica aos plásticos que são destinados a serem utilizados como recipientes
para produtos tópicos ou orais, ou que possam ser utilizados como parte integrante de uma formulação
de medicamento. As informações registradas na Tabela 1 não se aplicam aos elastômeros naturais,
que são testados somente por meio de solução de cloreto de sódio injetável e de óleos vegetais.
O Teste de injeção sistêmica e o Teste intracutâneo são elaborados para determinar, respectivamente,
as respostas biológicas sistêmicas e as locais; em animais expostos aos plásticos e outros polímeros,
pela inoculação de dose única de extratos específicos da amostra. O Teste de implante é elaborado
para avaliar a reação do tecido vivo ao plástico e outros polímeros, por meio da implantação da própria
amostra no tecido animal. A preparação adequada e a colocação das amostras em condições de
assepsia são importantes na realização do Teste de implante.
Esses testes são elaborados para aplicação em materiais nas condições em que são utilizados. Se,
antes de sua utilização final, o material deve ser exposto a qualquer processo de limpeza ou de
esterilização, os testes devem ser realizados em uma amostra submetida a tais processos.
Meios de extração
Equipamentos
Autoclave. Empregar uma autoclave capaz de manter a temperatura de (121 ± 2) °C e capaz de resfriar
os recipientes de ensaio em torno de 20 °C.
Recipientes de extração. Utilizar apenas recipientes de vidro Tipo I, tais como tubo de ensaio de
cultura com tampa de rosca, ou equivalente. A tampa de rosca deve ter revestimento elastomérico
apropriado. A superfície exposta desse revestimento deve ser totalmente protegida com um disco
sólido inerte de 50-75 μm de espessura.
Preparação dos equipamentos. Limpar completamente toda a vidraria com solução de limpeza de
ácido crômico e, se necessário, com ácido nítrico quente, seguido de enxágue prolongado com água.
Antes de utilizar na subdivisão da amostra, limpar os equipamentos cortantes por meio de um método
adequado, como limpezas sucessivas com acetona e cloreto de metileno. Limpar todos os outros
equipamentos por meio de uma lavagem completa com detergente adequado e enxágue prolongado
com água. Esterilizar e secar os recipientes e equipamentos utilizados para extração, transferência ou
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 516
administração do material de ensaio, por meio de processo adequado. Se o óxido de etileno for
utilizado como agente esterilizante, possibilitar tempo adequado para a desgaseificação completa.
Procedimento.
Preparação da amostra. O Teste de injeção sistêmica e o Teste intracutâneo podem ser realizados
com o mesmo extrato ou com extratos distintos. Selecionar e subdividir em partes a amostra do
tamanho indicado na Tabela 3. Remover o material particulado de cada amostra subdividida, ou do
controle negativo, colocando a amostra em uma proveta graduada de 100 mL, de vidro de tipo I,
limpa e com tampa, e adicionar cerca de 70 mL de água para injetáveis. Agitar por cerca de 30
segundos e drenar a água, repetir essa etapa e secar as peças preparadas para a extração com óleo em
uma estufa até 50 °C. Não limpar a amostra com pano seco ou molhado ou lavar e enxaguar com
solvente orgânico, tensoativo, etc.
Preparação de extratos. Colocar uma amostra, devidamente preparada, para ser testada em um
recipiente de extração e transferir 20 mL do meio adequado. Repetir essas instruções para cada meio
de extração necessário para o teste. Preparar, também, um branco de 20 mL de cada meio para
injeções paralelas e comparações. Extrair por aquecimento, em uma autoclave a 121 °C, por 60
minutos, e no caso de um forno a 70 °C, por 24 horas, ou a 50 °C, por 72 horas. Possibilitar tempo
suficiente para que o líquido do recipiente atinja a temperatura de extração. Em nenhum momento as
condições de extração devem causar alterações físicas, tais como fusão ou derretimento das partes de
amostra, para não resultar em uma diminuição da superfície disponível. Uma leve aderência das partes
pode ser tolerada. Transferir sempre, individualmente, as partes limpas ao meio de extração. Se os
tubos de cultura são utilizados para extração de óleo vegetal com autoclave, selar adequadamente as
tampas de rosca com fita adesiva sensível à pressão. Resfriar até a temperatura ambiente, porém, não
inferior a 20 °C, agitar, vigorosamente, por vários minutos e, imediatamente, decantar cada extrato
de forma asséptica, em um recipiente estéril e seco. Armazenar os extratos a uma temperatura entre
20 °C e 30 °C e não utilizar para testes após 24 horas.
Esse teste é elaborado para avaliar as respostas sistêmicas aos extratos de materiais testados por meio
de inoculação em camundongos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 517
Animal de teste. Utilizar camundongos albinos saudáveis, não utilizados anteriormente, pesando
entre 17 g e 23 g. Para cada grupo de teste, utilizar apenas os camundongos da mesma origem. Água
e alimentos de composição conhecidos, comumente utilizados em animais de laboratório, são
permitidos à vontade.
Procedimento. Antes de retirar a dose de inoculação, agitar, vigorosamente cada extrato para
assegurar a distribuição uniforme da matéria extraída. As partículas visíveis não devem ser
administradas por via intravenosa. Em um grupo de teste, inocular em cada um dos cinco
camundongos a amostra ou o branco, conforme descrito na Tabela 4, diluindo cada g do extrato da
amostra preparada com polietilenoglicol 400 e o branco correspondente, com 4,1 volumes de solução
de cloreto de sódio injetável, para obter uma solução com uma concentração de cerca de 200 mg de
macrogol por mL.
50 mL IP ̶
Óleo vegetal 50 mL IP ̶
___________
* IV = intravenosa (amostra aquosa e branco); IP = intraperitoneal (amostra oleosa e branco).
Observar os animais nos seguintes tempos: imediatamente após a inoculação, após quatro horas e, no
mínimo após 24, 48 e 72 horas. Se durante o período de observação, nenhum dos animais tratados
com o extrato da amostra apresentar uma reatividade biológica significativamente maior que os
tratados com o branco, a amostra satisfaz os requisitos desse teste. Se dois ou mais camundongos
morrerem ou apresentarem um comportamento anormal, como convulsões ou prostração, ou se
ocorrer perda de peso corporal superior a 2 g em três ou mais camundongos, a amostra não atende
aos requisitos do teste. Se algum animal tratado com a amostra mostrar somente leves sinais de
reatividade biológica, e se apenas um animal apresentar sintomas graves de reatividade biológica ou
morrer, repetir o teste utilizando grupos de 10 camundongos. No teste de repetição, durante o período
de observação, todos os 10 animais tratados com a amostra não devem apresentar nenhuma
reatividade biológica significativa a mais do que os tratados com o branco.
TESTE INTRACUTÂNEO
Esse teste foi elaborado para avaliar as respostas locais para os extratos dos materiais testados, após
inoculação intracutânea nos coelhos.
Animal de teste. Selecionar coelhos albinos saudáveis, cujo pelo possibilite ser preso rente à pele,
sendo essa, fina e livre de irritação ou trauma. Ao lidar com os animais durante os períodos de
observação, evitar tocar os locais de inoculação, exceto para diferenciar um edema e um resíduo de
óleo. Os coelhos anteriormente utilizados em testes independentes, como o teste de pirogênio
(5.5.2.1), e que repousaram o período previsto, podem ser utilizados para esse teste, desde que tenham
pele limpa, sem manchas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 518
Procedimento. Antes de retirar a dose de inoculação, agitar, vigorosamente, cada extrato para
assegurar a distribuição uniforme da matéria extraída. No dia do teste, prender, cuidadosamente, o
pelo das costas do animal, em ambos os lados da coluna vertebral, em cima de uma área de teste
suficientemente grande. Evitar a irritação e o trauma. Remover o pelo solto por meio de vácuo. Se
necessário, antes da inoculação, limpar levemente a pele com álcool diluído e secar. Mais do que um
extrato de um determinado material pode ser utilizado por coelho, se for determinado que os
resultados não serão afetados. Para cada amostra, utilizar dois animais e inocular via intracutânea,
utilizando um lado do animal para a amostra e o outro para o branco, conforme descrito na Tabela 5.
Diluir cada g do extrato da amostra preparada com polietilenoglicol 400, e o branco correspondente
com 7,4 volumes de solução de cloreto de sódio injetável para obter uma solução com concentração
de cerca de 120 mg de polietilenoglicol por mL.
Examinar os sítios de inoculação para evidenciar qualquer reação tecidual, tais como eritema, edema
e necrose. Se necessário, limpar levemente a pele com álcool diluído para facilitar a leitura dos locais
de inoculação. Observar todos os animais 24, 48 e 72 h após a inoculação. Classificar as observações
em uma escala numérica para o extrato da amostra e para o branco, utilizando a Tabela 2. Se
necessário, prender novamente o pelo durante o período de observação. A média de pontuação de
eritema e edema para os locais da amostra e do branco são determinadas para cada coelho e a cada
intervalo de pontuação após 24, 48 e 72 horas de inoculação. Depois da pontuação referente a 72
horas, todas as pontuações de eritema, mais as de edema são totalizadas, separadamente, para cada
amostra e branco. Dividir cada total por 12 (2 animais × 3 períodos de pontuação × 2 categorias de
pontuação) para determinar a média total para cada amostra versus cada branco correspondente. Os
requisitos do teste são cumpridos se a diferença entre a pontuação média da amostra e do branco for
inferior ou igual a 1,0. Se em qualquer período de observação, a média para a reação da amostra é
questionável por ser maior do que a média para a reação do branco, repetir o teste utilizando três
coelhos adicionais. Os requisitos do teste são cumpridos se a diferença entre a pontuação média da
amostra e do branco for igual ou inferior a 1,0.
TESTE DE IMPLANTE
O teste de implante é elaborado para avaliação de materiais plásticos e outros polímeros quando
entram em contato direto com tecido vivo. A preparação adequada das tiras de implante e a sua
implantação devem ser realizadas sob condições de assepsia. Preparar para implantação 8 tiras da
amostra e 4 tiras de padrão. Cada tira deve medir no mínimo 10 × 1 mm. As bordas das tiras devem
ser o mais suave possível, para evitar traumas mecânicos adicionais na implantação. As tiras de
tamanho mínimo especificado são implantadas por meio de uma agulha hipodérmica (calibre 15 a 19)
com ponta intravenosa e um trocarte estéril. Utilizar uma ou outra agulha pré-esterilizada em que as
tiras estéreis de plástico são inseridas, assepticamente, ou inserir cada tira limpa em uma agulha cuja
cânula e o orifício central são protegidos com uma tampa adequada e, em seguida, submetidos ao
procedimento de esterilização apropriado.
Animal de teste. Selecionar coelhos adultos saudáveis com peso mínimo de 2,5 kg, e que possuam
músculos paravertebrais suficientemente grandes para possibilitar a implantação das tiras de teste.
Não utilizar nenhum tecido muscular além daquele situado na área paravertebral. Os animais devem
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 519
ser anestesiados com um agente anestésico comumente utilizado para um grau de profundidade
suficiente para impedir movimentos musculares, como espasmos.
Procedimento. Realizar o teste em uma área limpa. No dia do teste ou até 20 horas antes, prender o
pelo dos animais em ambos os lados da coluna vertebral. Remover os pelos soltos por meio de vácuo.
Antes da inoculação, limpar levemente a pele com álcool diluído e secá-la. Implantar quatro tiras da
amostra nos músculos paravertebrais, distantes cerca de 2,5 cm uma da outra, em um lado da coluna
de cada um dos dois coelhos, de 2,5 cm a 5,0 cm da linha mediana e paralela à coluna vertebral. De
forma semelhante, implantar duas tiras padrão no músculo oposto de cada animal. Inserir um cateter
estéril na agulha para segurar a tira de implante no tecido com a retirada da agulha. Após a
implantação de uma tira, se ocorrer um sangramento excessivo, colocar um outro pedaço em duplicata
em outro local. Manter os animais por um período mínimo de 120 horas, e sacrificá-los no final do
período de observação com uma overdose de um agente anestésico ou de outros agentes adequados.
Possibilitar transcorrer um tempo suficiente para cortar o tecido, sem sangramento. Examinar
macroscopicamente a área do tecido ao redor da parte central de cada tira de implante. Utilizar uma
lente de aumento e uma fonte de luz auxiliar. Observar se há hemorragias, necroses, descolorações e
infecções nos locais de implante da amostra e do controle e registrar as observações. Se houver
encapsulamento, medir e registrar a largura da cápsula, arredondando para o 0,1 mm mais próximo,
a partir da periferia do espaço ocupado pelo implante do controle ou da amostra até a periferia da
cápsula. Pontuar o encapsulamento, conforme a Tabela 6. Calcular as diferenças entre a média de
pontuação para os sítios de amostra e de controle. Os requisitos do teste são cumpridos se a diferença
não for superior a 1, ou se a diferença para mais que um dos quatro locais de implante, não exceder a
1 em qualquer um dos animais.
7 REAGENTES
7.1 INDICADORES E SOLUÇÕES INDICADORAS
Indicadores são corantes empregados para indicar o ponto final de uma análise volumétrica ou para
avaliar o pH de soluções não coradas. Os indicadores de uso mais frequente estão listados na Tabela
1, em ordem crescente do limite inferior de sua faixa de transição de pH. Em seguida, estão descritos
os indicadores e as soluções indicadoras (SI) utilizados nos diversos procedimentos farmacopeicos.
Alaranjado de metila SI
Preparo – Dissolver 0,1 g em 100 mL de álcool etílico a 20% (v/v).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 521
Alaranjado de xilenol
CAS – [3618-43-7].
Fórmula molecular e massa molar – C31H28N2Na4O13S – 760,59.
Descrição – Pó cristalino marrom-avermelhado.
Solubilidade – Solúvel em água e álcool etílico.
Alaranjado de xilenol SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de alaranjado de xilenol em 100 mL de álcool etílico.
Mudança de cor – Em meio ácido apresenta cor amarela-pálida. Reagindo com certos metais (tais
como chumbo e zinco), forma complexo de cor vermelha intensa. Em presença de excesso de edetato
dissódico adquire cor amarela.
Alizarina
CAS – [130-22-3].
Fórmula molecular e massa molar - C14H7NaO7S.H2O – 360,27.
Descrição – Pó amarelo-alaranjado.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool etílico.
Alizarina SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de alizarina em 100 mL de água.
Amarelo de alizarina GG SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de amarelo de alizarina GG em 100 mL de água.
Faixa de pH - 10,0 - 12,0.
Mudança de cor - Fornece coloração amarelo-pálida em soluções fracamente alcalinas e coloração
marrom em soluções fortemente alcalinas.
Amarelo de dimetila SI
Preparo – Dissolver 0,2 g de amarelo de dimetila em 100 mL de álcool etílico a 90% (v/v).
Faixa de pH – 2,8 - 4,6.
Mudança de cor – Fornece coloração vermelha em soluções moderadamente ácidas e coloração
amarela em soluções fracamente ácidas e alcalinas.
Ensaio de homogeneidade – Preparar solução de amarelo de dimetila a 0,01% (p/v) em cloreto de
metileno e aplicar 0,01 mL desta solução em cromatoplaca de sílica-gel G. Usar cloreto de metileno
como eluente. O cromatograma deve apresentar uma única mancha.
Ensaio de sensibilidade – Preparar solução de 2 g de cloreto de amônio em 25 mL de água isenta de
dióxido de carbono. Esta solução, adicionada de 0,1 mL de amarelo de dimetila SI, deve apresentar
cor amarela. A coloração passa a vermelha pela adição de, no máximo, 0,1 mL de ácido clorídrico
0,1 M.
Amarelo de metanila SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de amarelo de metanila em 100 mL de álcool metílico.
Mudança de cor – Em titulações desenvolvidas em meio não aquoso muda a coloração de amarela
(meio básico) para carmim (meio ácido).
Ensaio de sensibilidade – Dissolver 0,1 mL de amarelo de metanila SI em 50 mL de ácido acético
glacial. Esta solução deve apresentar coloração vermelho-rosada. Adicionar 0,05 mL de ácido
perclórico 0,1 M. A coloração deve mudar para violeta.
Amarelo titan SI
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 523
Preparo – Dissolver 0,05 g de amarelo titan em água e completar o volume para 100 mL utilizando
o mesmo solvente.
Faixa de pH – 12,0 - 13,0.
Mudança de cor – Em soluções ácidas e moderadamente alcalinas fornece coloração amarela. Em
soluções fortemente alcalinas apresenta cor vermelha.
Ensaio de sensibilidade – Preparar mistura de 10 mL de água, 0,2 mL de solução padrão de magnésio
(10 ppm Mg) e 10 mL de hidróxido de sódio M. Adicionar 0,1 mL de amarelo titan SI. Preparar prova
em branco de maneira análoga, porém omitindo o padrão de magnésio. Comparar as duas soluções.
Uma coloração rosa intensa desenvolve-se em comparação à prova em branco.
Amido SI
Especificação – Solução de amido solúvel a 2% (p/v) em água quente. A solução pode apresentar
pequena opalescência.
Ensaio de sensibilidade - Misturar 1 mL de amido SI, 20 mL de água, aproximadamente 50 mg de
iodeto de potássio e 0,05 mL de iodo 0,01 M. Desenvolve-se coloração azul.
Amido iodetado SI
Preparo – Pesar 0,5 g de amido, acrescentar 50 mL a 60 mL de água e dissolver com aquecimento.
Dissolver 0,5 g de iodeto de potássio na solução e completar o volume para 100 mL com água.
Proteger da luz. Usar em até 24 horas após o preparo.
Azul de bromofenol
CAS – [115-39-9].
Fórmula molecular e massa molar - C19H10Br4O5S – 669,96.
Descrição – Pó amarelo-alaranjado claro.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico e facilmente solúvel
em soluções de hidróxidos alcalinos.
Azul de bromofenol SI
Preparo – Dissolver, aquecendo brandamente, 0,2 g de azul de bromofenol em 3 mL de hidróxido de
sódio 0,1 M e 10 mL de álcool etílico. Deixar esfriar e completar o volume para 100 mL com álcool
etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 524
Azul de bromotimol
CAS – [76-59-5].
Fórmula molecular e massa molar - C27H28Br2O5S – 624,38.
Descrição – Pó marrom ou vermelho-claro.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e soluções diluídas de
hidróxidos alcalinos.
Azul de bromotimol SI
Preparo – Aquecer 1 g de azul de bromotimol com 3,2 mL de hidróxido de sódio 0,05 M e 5 mL de
álcool etílico. Após dissolução, completar o volume para 250 mL com álcool etílico.
Faixa de pH – 6,0 - 7,0.
Mudança de cor – Fornece coloração amarela em soluções fracamente ácidas e coloração azul em
soluções fracamente alcalinas. Em meio neutro fornece coloração verde.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,3 mL de azul de bromotimol SI e 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono apresenta coloração amarela. A coloração muda para azul pela adição de, no
máximo, 0,1 mL de solução de hidróxido de sódio 0,02 M.
Azul de hidroxinaftol
CAS – [63451-35-4].
Fórmula molecular e massa molar – C20H11N2Na3O11S3 – 620,46.
Azul de hidroxinaftol SI
Preparo – Dissolver 0,1 g em álcool etílico e completar o volume para 100 mL com o mesmo
solvente.
Mudança de cor – Na faixa de pH entre 12,0 e 13,0, sua solução possui cor rosa-avermelhada em
presença de íons cálcio. Diante de excesso de edetato dissódico, apresenta cor azul intensa.
Azul de oracet B
CAS – [12769-16-3].
Fórmula molecular e massa molar – C21H16N2O2 – 328,37.
Especificação - Constitui-se de uma mistura de 1-metilamino-4-anilinantraquinona e de 1-amino-4-
anilinantraquinona.
Azul de oracet B SI
Preparo – Dissolver 0,5 g de azul de oracet B em ácido acético glacial e completar o volume para
100 mL utilizando o mesmo solvente.
Mudança de cor - Quando utilizado em titulações em meio não aquoso muda de coloração azul (meio
básico) para púrpura (meio neutro) e para rosa (meio ácido).
Azul de timol
CAS – [76-61-9].
Fórmula molecular e massa molar – C27H30O5S – 466,60.
Descrição - Pó cristalino verde-amarronzado ou azul-esverdeado.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em álcool etílico e em soluções diluídas de hidróxidos
alcalinos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 525
Azul de timol SI
Preparo - Aquecer 0,1 g de azul de timol com 4,3 mL de hidróxido de sódio a 0,05% (p/v) e 5 mL de
álcool etílico a 90% (v/v). Após solubilização, completar o volume para 250 mL com álcool etílico a
20% (v/v).
Faixa de pH – 1,2 - 2,8 e 8,0 - 9,6.
Mudança de cor - Apresenta coloração vermelha em soluções fortemente ácidas (faixa de pH: 1,2 -
2,8), coloração amarela em soluções fracamente ácidas e alcalinas e coloração azul em soluções mais
alcalinas (faixa de pH: 8,0 - 9,6).
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de azul de timol SI, 100 mL de água isenta de dióxido
de carbono e 0,2 mL de hidróxido de sódio 0,02 M apresenta cor azul. A coloração altera para amarela
pela adição de, no máximo, 0,1 mL de ácido clorídrico 0,2 M.
Azul de tripano
CAS – [72-57-1]
Fórmula e massa molecular - C34H24N6Na4O14S4 – 960,81
Azul do nilo A SI
Preparo – Dissolver 1 g em ácido acético glacial e completar o volume para 100 mL utilizando o
mesmo solvente.
Faixa de pH – 9,0 – 13,0.
Mudança de cor - Confere coloração azul a soluções fortemente alcalinas e coloração vermelha a
soluções fracamente alcalinas.
Ensaio de sensibilidade - A mistura de 0,25 mL de azul do Nilo A SI em 50 mL de ácido acético
glacial apresenta cor azul. A coloração passa a azul-esverdeada pela adição de, no máximo, 0,1 mL
de ácido perclórico 0,1 M em ácido acético glacial.
Ensaio de identificação – A solução a 0,0005% (p/v) em álcool etílico a 50% (v/v) apresenta máximo
de absorção (5.2.14) em 640 nm.
Calcona
CAS – [2538-85-4].
Fórmula molecular e massa molar - C20H13N2NaO5S – 416,38.
Descrição – Pó pardo-negro com nuances violáceas.
Solubilidade - Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico e acetona.
Calcona SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de calcona em 100 mL de álcool metílico.
Mudança de cor - Fornece cor vermelho-púrpura com íons cálcio em meio alcalino. Em presença de
excesso de edetato dissódico, a solução adquire cor azul.
magnésio a 1% (p/v). A solução formada é azul, tornando-se violeta pela adição de 0,1 mL de cloreto
de cálcio a 0,15% (p/v). A adição de 0,1 mL de edetato dissódico 0,01 M fornece cor azul intensa.
Cloreto de metilrosanilínio SI
Preparo – Dissolver 0,5 g de cloreto de metilrosanilínio em 100 mL de ácido acético glacial.
Mudança de cor – Em titulações em meio não aquoso a coloração muda de violeta (meio menos
ácido) para azul-esverdeada a verde-amarelada (meio mais ácido).
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de cloreto de metilrosanilínio SI com 50 mL de ácido
acético glacial mostra coloração púrpura-azulada. A adição de 0,1 mL de ácido perclórico 0,1 M em
ácido acético altera a coloração para verde.
Cloreto férrico
CAS – [10025-77-1].
Sinonímia – Cloreto de ferro.
Fórmula molecular e massa molar – FeCl3.6H2O – 270,30.
Descrição - Massa cristalizada amarelo-alaranjada, deliquescente.
Solubilidade - Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico e éter etílico. O sal e suas soluções,
expostas à luz, sofrem redução parcial.
Corante BVF
Preparo – Dissolver 0,1 g de azul de bromotimol, 0,02 g de vermelho de metila e 0,2 g de fenolftaleína
em álcool etílico. Completar o volume para 100 mL com o mesmo solvente. Filtrar.
Difenilcarbazida
CAS – [140-22-7].
Fórmula molecular e massa molar – C13H14N4O – 242,28.
Descrição - Pó cristalino, branco ou quase branco, gradualmente torna-se rosa com a exposição ao
ar.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, solúvel em acetona, em álcool etílico e em ácido acético
glacial.
Difenilcarbazida SI
Preparo – Dissolver 1 g de difenilcarbazida em 100 mL de álcool etílico a quente. Armazenar ao
abrigo da luz.
Difenilcarbazona
CAS – [538-62-5].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 527
Difenilcarbazona SI
Preparo – Dissolver 0,1 g em 100 mL de álcool etílico. Armazenar ao abrigo da luz.
Eosina Y SI
Preparo – Dissolver 1 g de eosina Y em 100 mL de água.
Mudança de cor - A adição de 20 mL de hidróxido de sódio a 40% (p/v) sobre 10 mL de eosina Y SI
forma precipitado vermelho.
Fenolftaleína
CAS – [77-09-8].
Fórmula molecular e massa molar – C20H14O4 – 318,33.
Descrição – Pó cristalino ou amorfo, branco ou levemente amarelado. Inodoro.
Solubilidade – Insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Fenolftaleína SI
Preparo – Dissolver 0,1 g em 100 mL de álcool etílico a 80% (v/v).
Faixa de pH – 8,3 - 10,0.
Mudança de cor – Fornece soluções incolores em meio ácido e fracamente alcalino. Apresenta
coloração violeta intensa em soluções alcalinas mais fortes.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de fenolftaleína SI em 1000 mL de água isenta de
dióxido de carbono é incolor. São necessários, no máximo, 0,2 mL de hidróxido de sódio 0,02 M para
o aparecimento de coloração rósea.
Fenolftaleína, papel
Preparo – Imergir tiras de papel de filtro comum em fenolftaleína SI por alguns minutos e secar ao
ar à temperatura ambiente.
Ferroína
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 528
CAS – [14634-91-4].
Fórmula molecular e massa molar – C36H24FeN6O4S – 692,53
Ferroína SI
Preparo – Dissolver 0,7 g de sulfato ferroso heptaidratado e 1,49 g de 1,10-fenantrolina em 70 mL
de água e completar o volume para 100 mL com o mesmo solvente.
Ensaio de sensibilidade – A 50 mL de ácido sulfúrico M adicionar 0,15 mL de tetróxido de ósmio SR
e 0,1 mL de ferroína SI. Após a adição de 0,1 mL de sulfato cérico amoniacal 0,1 M SV, a coloração
passa de vermelho-alaranjada para verde pálida.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Magneson
CAS – [74-39-5].
Fórmula molecular e massa molar – C12H9N3O4 – 259,22
Descrição – Pó castanho-avermelhado.
Magneson SI
Preparo – Dissolver 0,2 g de magneson em 100 mL de tolueno.
Mudança de cor – Em titulações em meio não aquoso muda a coloração laranja (meio ácido) para
azul (meio básico), passando pela coloração rosa.
Magneson, reagente
Preparo – Solubilizar 0,1 g de magneson em 100 mL de hidróxido de sódio a 1% (p/v).
1-Naftolbenzeína
CAS – [6948-88-5].
Sinonímia – Fenilbis(4-hidroxinaftil)metanol.
Fórmula molecular e massa molar – C27H20O3 – 392,45.
Descrição – Pó marrom-avermelhado.
Solubilidade – Insolúvel em água; solúvel em benzeno, em éter etílico e em ácido acético glacial.
1-Naftolbenzeína SI
Preparo – Dissolver 0,2 g de 1–naftolbenzeína em 100 mL de ácido acético glacial.
Mudança de cor – Quando utilizado em titulações em meio não aquoso, muda a coloração azul ou
verde-azulada (meio básico) para laranja (meio neutro) e para verde-escura (meio ácido).
Ensaio de sensibilidade - Adicionar 0,25 mL de solução de 1–naftolbenzeína SI a 50 mL de ácido
acético glacial. São necessários, no máximo, 0,05 mL de ácido perclórico 0,1 M em ácido acético
glacial para efetuar a mudança da coloração amarelo-marrom para verde.
1-Naftolftaleína
CAS – [596-01-0].
Fórmula molecular e massa molar - C28H18O4 – 418,45.
Descrição – Pó incolor quando puro, usualmente é vermelho acinzentado.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
1-Naftolftaleína SI
Preparo – Dissolver 0,5 g em 100 mL de álcool etílico.
Mudança de cor – Fornece solução incolor ou vermelha-pálida nos meios ácido e neutro e coloração
azul em soluções moderadamente alcalinas.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 529
Negro de eriocromo T SI
Preparo - Dissolver 0,5 g de negro de eriocromo T e 4,5 g de cloridrato de hidroxilamina em álcool
metílico e completar o volume para 100 mL utilizando o mesmo solvente. Preparar imediatamente
antes do uso.
Mudança de cor - Em meio constituído por ácido clorídrico produz precipitado violeta-marrom; em
meio constituído por ácido sulfúrico forma precipitado azul-escuro que, diluído, muda para cor
marrom. Em solução aquosa de hidróxido de sódio apresenta cor violeta.
Oxalato de amônio
CAS – [6009-70-7].
Fórmula molecular e massa molar – C2H8N2O4.H2O – 142,11.
Descrição – Cristais incolores transparentes ou pó cristalino branco. Inodoro.
Solubilidade – Solúvel em água.
Oxalato de amônio SI
Especificação – Contém 4% (p/v) de oxalato de amônio em água.
Púrpura de bromocresol
CAS - [115-40-2].
Fórmula molecular e massa molar - C21H16Br2O5S – 540,22.
Descrição - Pó cristalino rosado.
Solubilidade - Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e soluções diluídas de
hidróxidos alcalinos.
Púrpura de bromocresol SI
Preparo - Aquecer 0,1 g de púrpura de bromocresol com 5 mL de álcool etílico a 90% (v/v) até
dissolução. Adicionar 3,7 mL de hidróxido de sódio 0,05 M e completar o volume para 250 mL com
álcool etílico a 20% (v/v).
Faixa de pH - 5,2 - 6,8.
Mudança de cor – Fornece coloração amarela em soluções fracamente ácidas e coloração azul-violeta
em soluções alcalinas, neutras e ácidas muito próximas à neutralidade.
Ensaio de sensibilidade – Misturar 0,2 mL de púrpura de bromocresol SI e 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono. Adicionar 0,05 mL de hidróxido de sódio 0,02 M. Esta solução possui a coloração
azul violácea. Para alterar a coloração para amarela são necessários, no máximo, 0,2 mL de ácido
clorídrico 0,02 M.
Preparo – Misturar volumes iguais da Solução A, Solução B e clorofórmio. Agitar durante cinco
minutos, deixar decantar e desprezar a camada clorofórmica.
Púrpura de metacresol
CAS – [2303-01-7].
Fórmula molecular e massa molar - C21H16O5S – 380,41.
Descrição – Pó cristalino verde-oliva.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em álcool etílico, ácido acético glacial e em álcool
metílico.
Púrpura de metacresol SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de púrpura de metacresol em 100 mL de hidróxido de sódio 0,001 M.
Faixa de pH – 0,5 - 2,5 e 7,5 - 9,2
Mudança de cor – Apresenta coloração vermelha em soluções fortemente ácidas (faixa de pH entre
0,5 e 2,5); coloração amarela em soluções menos ácidas e neutras; e coloração violeta em soluções
moderadamente alcalinas (faixa de pH entre 7,5 e 9,2).
Resazurina
CAS – [550-82-3].
Fórmula molecular e massa molar – C12H7NO4 – 229,19.
Descrição – Cristais pequenos vermelho-escuros com lustre esverdeado.
Solubilidade – Insolúvel em água e éter etílico, pouco solúvel em álcool etílico e solúvel em soluções
diluídas de hidróxidos alcalinos.
Resazurina SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de resazurina em 100 mL de hidróxido de sódio 0,02 M. Preparar
imediatamente antes do uso.
Faixa de pH – 5,0 - 7,0.
Mudança de cor – Fornece coloração rósea em soluções fracamente ácidas e coloração violeta em
soluções fracamente alcalinas.
Resorcinol
CAS – [108-46-3].
Sinonímia – Resorcina.
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O2 – 110,11.
Descrição – Cristais ou pó cristalino incolor ou amarelo-pálido; exposto à luz e ao ar, adquire
coloração rósea.
Solubilidade – Solúvel em água e álcool etílico.
Resorcinol SI
Preparo – Dissolver 0,2 g de resorcinol em 100 mL de benzeno. Deixar decantar.
Timolftaleína
CAS – [125-20-2].
Fórmula molecular e massa molar - C28H30O4 – 430,54.
Descrição – Pó branco ou amarelo-claro.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e em soluções de hidróxidos
alcalinos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 531
Timolftaleína SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de timolftaleína em 100 mL de álcool etílico.
Faixa de pH – 9,3 - 10,5.
Mudança de cor – É incolor em meio ácido e fracamente alcalino. Fornece coloração azul em soluções
alcalinas mais intensas.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,05 mL de timolftaleína SI com 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono é incolor. São necessários, no máximo, 0,05 mL de hidróxido de sódio 0,1 M para
mudar a coloração para azul.
Tiocianato de amônio
CAS – [1762-95-4].
Fórmula molecular e massa molar – NH4SCN – 76,12.
Descrição – Cristais incolores e deliquescentes.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Tiocianato de amônio SI
Preparo – Dissolver 7,6 g de tiocianato de amônio em 100 mL de água.
Tornassol
CAS – [1393-92-6].
Especificação – É constituído de pigmento índigo azul preparado a partir de várias espécies de
Rocella, Lecanosa ou outros liquens. O pigmento possui odor característico.
Tornassol SI
Preparo – Ferver sob refluxo, durante uma hora, 25 g de tornassol, finamente pulverizado, com 100
mL de álcool etílico a 90% (v/v). Desprezar o álcool etílico e repetir a operação por duas vezes,
utilizando em cada extração 75 mL de álcool etílico a 90% (v/v). Adicionar ao tornassol extraído 250
mL de água. Filtrar.
Faixa de pH – 5,0 - 8,0.
Mudança de cor – Fornece coloração vermelha em meio ácido e azul em meio alcalino.
Tropeolina O SI
Preparo – Dissolver 25 mg de tropeolina em 50 mL de álcool metílico e completar o volume para
100 mL com água.
Faixa de pH – 11,0 - 12,7.
Mudança de cor – Fornece soluções de coloração amarela em meio moderadamente alcalino e
coloração laranja em soluções fortemente alcalinas.
Ensaio de homogeneidade – Aplicar 10 µL de tropeolina O SI em cromatoplaca de celulose G.
Desenvolver o cromatograma com a mistura de álcool n-propílico, acetato de etila e água (5:1:4). O
cromatograma deve mostrar uma única mancha com Rf de, aproximadamente, 0,9.
Verde de bromocresol
CAS – [76-60-8].
Fórmula molecular e massa molar - C21H14Br4O5S – 698,02.
Descrição – Pó branco-amarronzado.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em álcool etílico e soluções diluídas de hidróxidos
alcalinos.
Verde de bromocresol SI
Preparo – Aquecer 0,1 g de verde de bromocresol com 2,9 mL de hidróxido de sódio 0,05 M e 5 mL
de álcool etílico a 90% (v/v). Após dissolução, completar o volume para 250 mL com álcool etílico
a 20% (v/v).
Faixa de pH – 3,6 - 5,2.
Mudança de cor – Fornece coloração amarela em soluções moderadamente ácidas e azul em soluções
fracamente ácidas e alcalinas.
Ensaio de sensibilidade - A mistura de 0,2 mL de verde de bromocresol SI e 100 mL de água isenta
de dióxido de carbono apresenta cor azul. São necessários, no máximo, 0,2 mL de ácido clorídrico
0,02 M para alterar a coloração para amarela.
Verde de malaquita SI
Preparo – Dissolver 1 g de oxalato de verde de malaquita em 100 mL de ácido acético glacial.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 533
Faixa de pH – 0,0-2,0.
Mudança de cor – Fornece coloração amarela em soluções ácidas e verde em soluções menos ácidas
e alcalinas.
Verde de metila SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de verde de metila em 100 mL de água.
Mudança de cor – Em solução de ácido sulfúrico apresenta cor amarela. Pela diluição retorna à
coloração verde.
Vermelho cresol
CAS – [1733-12-6].
Fórmula molecular e massa molar – C21H18O5S – 382,44.
Descrição – Pó cristalino marrom avermelhado.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em álcool etílico e soluções diluídas de hidróxidos
alcalinos.
Vermelho cresol SI
Preparo - Aquecer 50 mg de vermelho cresol com 2,65 mL de hidróxido de sódio 0,05 M e 5 mL de
álcool etílico a 90%. Após solubilização, completar o volume para 250 mL com álcool etílico a 20%.
Faixa de pH – 0,2 - 1,8 e 7,2 - 8,8.
Mudança de cor – Fornece coloração vermelha em soluções fortemente ácidas (faixa de pH entre 0,2
e 1,8), coloração amarela em soluções menos ácidas e neutras; em soluções moderadamente alcalinas
apresenta cor vermelha (faixa de pH entre 7,2 e 8,8).
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de vermelho cresol SI e 1000 mL de água, isenta de
dióxido de carbono, adicionada de 0,15 mL de hidróxido de sódio 0,02 M apresenta coloração
vermelho púrpura. A coloração muda para amarela pela adição de, no máximo, 0,15 mL de ácido
clorídrico 0,02 M.
Vermelho de Congo SI
Preparo – Dissolver 0,25 g de vermelho de Congo em 50 mL de álcool etílico a 90% (v/v) e completar
o volume para 250 mL com água.
Faixa de pH – 3,0 - 5,0.
Mudança de cor – Apresenta coloração azul em soluções moderadamente ácidas e coloração
vermelha em soluções fracamente ácidas e alcalinas.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,2 mL de vermelho de Congo SI, 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono e 0,3 mL de ácido clorídrico 0,1 M possui coloração azul. São necessários, no
máximo, = 0,3 mL de hidróxido de sódio 0,1 M para alterar a coloração para rósea.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 534
Vermelho de fenol
CAS – [143-74-8].
Fórmula molecular e massa molar - C19H14O5S – 354,38.
Descrição – Pó cristalino vermelho-claro ou vermelho-escuro.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Vermelho de fenol SI
Preparo - Aquecer 0,1 g de vermelho de fenol com 1,42 mL de hidróxido de sódio 0,2 M e 5 mL de
álcool etílico a 90% (v/v). Após solubilização, completar o volume para 250 mL com álcool etílico a
20% (v/v).
Faixa de pH – 6,8-8,4.
Mudança de pH – Fornece coloração amarela em meio neutro e vermelha em solução fracamente
alcalina.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de vermelho de fenol SI e 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono apresenta cor amarela. São necessários, no máximo, 0,1 mL de hidróxido de sódio
0,02 M para alterar a coloração para violeta-avermelhada.
Vermelho de metila SI
Preparo - Aquecer 0,1 g de vermelho de metila com 1,85 mL de hidróxido de sódio 0,2 M e 5 mL de
álcool etílico a 90% (v/v). Após solubilização, completar o volume para 250 mL com álcool etílico a
50% (v/v).
Faixa de pH – 3,0 - 4,4.
Mudança de cor – Fornece coloração vermelha em soluções fracamente ácidas e coloração amarela
em soluções muito fracamente ácidas e alcalinas.
Ensaio de sensibilidade – A mistura de 0,1 mL de vermelho de metila SI, 100 mL de água isenta de
dióxido de carbono e 0,05 mL de ácido clorídrico 0,02 M apresenta cor vermelha. São necessários,
no máximo, 0,1 mL de hidróxido de sódio 0,02 M para mudar a coloração para amarela.
Vermelho de quinaldina
CAS – [117-92-0].
Fórmula molecular e massa molar - C21H23IN2 – 430,33.
Descrição – Pó azul-escuro.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Vermelho de quinaldina SI
Preparo – Dissolver 0,1 g de vermelho de quinaldina em 100 mL de álcool metílico.
Mudança de cor – Ocorre mudança de coloração carmim para quase incolor. Utilizado em titulações
de bases com ácido perclórico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 535
Acetal
CAS – [105-57-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H14O2 – 118,18.
Descrição – Líquido incolor, límpido e volátil.
Características físicas – Densidade (20 ººC): cerca de 0,824.
Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,382. Temperatura de ebulição: cerca de 103 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Acetaldeído
CAS – [75-07-0].
Sinonímia – Etanal.
Fórmula molecular e massa molar – C2H4O – 44,05.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,788.
Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,332. Temperatura de ebulição: cerca de 21 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Segurança – Inflamável.
Acetanilida
CAS – [103-84-4].
Sinonímia – N-Fenilacetamida.
Fórmula molecular e massa molar – C8H9NO – 135,17.
Descrição – Pó branco cristalino, inodoro.
Característica física – Faixa de fusão: 114 ºC a 116 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em clorofórmio e álcool etílico, solúvel em
água em ebulição, éter etílico e glicerina.
Conservação – Em recipientes fechados.
Acetato de amônio
CAS – [631-61-8].
Fórmula molecular e massa molar – C2H7NO2 – 77,08.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores, muito deliquescentes, de fraco odor acético.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Acetato de amônio SR
Especificação – Contém 15% (p/v) de acetato de amônio em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Acetato de bornila
CAS – [5655-61-8].
Fórmula molecular e massa molar – C12H20O2 – 196,29.
Descrição – Cristais incolores ou líquido incolor.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 536
Acetato de butila
CAS – [123-86-4].
Fórmula molecular e massa molar – C6H12O2 – 116,16.
Descrição – Líquido incolor e inflamável com odor adocicado de fruta.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,88. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,395.
Faixa de ebulição: 125 ºC a 126 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água; miscível com álcool etílico e éter etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Acetato de celulose
CAS – [9004-35-7].
Especificação – Celulose parcialmente acetilada, com graus de acetilação variados.
Descrição – Sólido amorfo branco.
Categoria – Adsorvente em cromatografia em camada delgada.
Acetato de clorexidina
CAS – [56-95-1].
Fórmula molecular e massa molar – C26H38Cl2N10O4 – 625,56.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco a creme pálido; inodoro.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 537
Acetato de cobre
CAS – [142-71-2].
Fórmula molecular e massa molar – C4H6CuO4.H2O – 199,65.
Descrição – Pó ou cristais verde-azulados.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água em ebulição, solúvel em água e em álcool etílico pouco
solúvel em glicerol.
Acetato de cortisona
CAS – [50-04-4].
Fórmula molecular e massa molar – C23H30O6 – 402,49.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p) em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores fracamente amarelados ou pó cristalino branco ou quase branco.
Inodoro; inicialmente insípido, depois amargo.
Características físicas – Temperatura de fusão: aproximadamente 240 ºC. Rotação óptica específica:
+ 209 a + 219 (determinar em solução a 1,0% (p/v) em dioxano).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Classe terapêutica – Corticosteroide.
Acetato de desoxicortona
CAS – [56-47-3].
Sinonímia – Acetato de desoxicorticosterona.
Fórmula molecular e massa molar – C23H32O4 – 372,51.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p), calculado sobre a substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco. Inodoro.
Características físicas – Faixa de fusão: 157 ºC a 161 ºC. Rotação óptica específica: +171 a +179
(determinar em solução a 1,0% (p/v) em dioxano).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Classe terapêutica – Corticosteroide.
Acetato de etila
CAS – [141-78-6].
Fórmula molecular e massa molar – C4H8O2 – 88,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,9% (p/v).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 538
Acetato de fenilmercúrio
CAS – [62-38-4].
Fórmula molecular e massa molar – C8H8HgO2 – 336,74.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Cristais pequenos ou pó cristalino branco ou cor creme, brilhante.
Característica física – Faixa de fusão: 149 ºC a 153 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Tóxico. Poluente.
Acetato de indofenol SR
Sinonímia – 2,6-Diclorofenolindofenol sódico em tampão acetato.
Preparo – Diluir 12 mL da solução padrão de 2,6-diclorofenol-indofenol sódico em 100 mL de água.
A esta solução adicionar 100 mL de tampão acetato pH 7,0.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Utilizar em, no máximo, duas semanas.
Armazenamento – Manter sob refrigeração.
Acetato de magnésio
CAS – [16674-78-5].
Fórmula molecular e massa molar – C4H6MgO4.4H2O – 214,45.
Descrição – Cristais incolores e deliquescentes.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Acetato de mentila
CAS – [2623-23-6].
Fórmula molecular e massa molar – C12H22O2 – 198,31.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,92. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,447.
Temperatura de ebulição: cerca de 228 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Acetato de mercúrio
CAS – [1600-27-7].
Sinonímia – Acetato mercúrico.
Fórmula molecular e massa molar – C4H6HgO4 – 318,68.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco ou quase branco, com fraco odor acético.
Característica física – Faixa de fusão: 178 ºC a 180 ºC (sob aquecimento resulta em decomposição).
Conservação – Em recipientes bem fechados
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Tóxico.
Acetato de mercúrio SR
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 539
Preparo – Dissolver 6 g de acetato de mercúrio em ácido acético glacial e completar o volume para
100 mL com o mesmo solvente.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz solar direta.
Acetato de metila
CAS – [79-20-9].
Fórmula molecular e massa molar – C3H6O2 – 74,08.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,933. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,361.
Faixa de ebulição: 56 ºC a 58 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Acetato de potássio
CAS – [127-08-2].
Fórmula molecular e massa molar – C2H3KO2 – 98,14.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro ou de odor acético fraco.
Deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 292 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Acetato de potássio SR
Especificação – Contém 10 g de acetato de potássio em 100 mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Acetato de prednisolona
CAS – [52-21-1].
Fórmula molecular e massa molar – C23H30O6 – 402,49.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p) calculado em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco. Inodoro. Amargo.
Características físicas – Temperatura de fusão: aproximadamente 247 ºC. Rotação óptica específica:
+112 a +119 (determinar em solução a 1,0% (p/v) em dioxano).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Classe terapêutica – Corticosteroide.
Acetato de sódio
CAS – [6131-90-4].
Fórmula molecular e massa molar – C2H3NaO2.3H2O – 136,08 (se anidro – 82,03).
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro ou de odor acético fraco. Eflorescente.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Acetato de uranila
CAS – [6159-44-0].
Fórmula molecular e massa molar – C4H6O6U.2H2O – 424,15.
Descrição – Pó cristalino amarelo, de odor acético fraco.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 540
Acetato de zinco
CAS – [5970-45-6].
Fórmula molecular e massa molar – C4H6O4Zn.2H2O – 219,50.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou brancos, ou escamas cristalinas ou grânulos, de odor acético fraco,
de sabor metálico adstringente. Eflorescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 237 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante.
Acetilacetona
CAS – [123-54-6].
Fórmula molecular e massa molar – C5H8O2 – 100,12.
Descrição – Líquido límpido, incolor ou amarelado, de odor aromático.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 139 ºC. Densidade:
aproximadamente 0,97. Índice de refração (20 ºC): 1,4505 a 1,4525.
Miscibilidade – Miscível com acetona e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Inflamável.
Acetona
CAS – [67-64-1].
Fórmula molecular e massa molar – C3H6O – 58,08
Especificação - Contém, no mínimo, 98,0% (p/v).
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor característico.
Características físicas – Densidade: 0,790 a 0,793. Índice de refração (20 ºC): 1,358 a 1,360.
Temperatura de ebulição: aproximadamente 56 ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Inflamável. Irritante e tóxico.
Acetona desidratada
Especificação – Acetona, desidratada em sulfato de sódio anidro.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Acetona tamponada SR
Preparo – Dissolver 8,15 g de acetato de sódio tri-hidratado e 42 g de cloreto de sódio em água,
adicionar 68 mL de ácido clorídrico 0,1 M e 150 mL de acetona. Completar o volume para 500 mL
com água.
Acetonitrila
CAS – [75-05-8].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 541
Ácido acético M
Especificação – Contém 6% (p/v) de ácido acético glacial em água.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Informação adicional – Antes de usar, confirmar o título.
Ácido acético 6 M
Especificação – Contém 34,8% (p/v) de ácido acético glacial em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Corrosivo. Inflamável.
Ácido acético SR
Especificação – Contém 30% (p/v) de ácido acético glacial em água. Corresponde ao ácido acético 5
M.
Descrição – Líquido límpido, incolor, de odor irritante.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Ácido 7-aminodesacetoxicefalosporânico
CAS – [22252-43-3].
Sinonímia – 7-ADCA.
Fórmula molecular e massa molar – C8H10N2O3S – 214,24
Ácido ascórbico
CAS – [50-81-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H8O6 – 176,12.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco. Inodoro.
Características físicas – Solução a 5% (p/v) apresenta pH de 2,2 a 2,5. Temperatura de fusão:
aproximadamente 190 ºC, com decomposição. Rotação óptica específica: entre +20,5 e +21,5º,
determinar em solução aquosa a 1% (p/v).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 542
Ácido barbitúrico
CAS – [67-52-7].
Sinonímia - 1H,3H,5H-Pirimidino-2,4,6-triona.
Fórmula molecular e massa molar – C4H4N2O3 – 128,09.
Descrição – Pó branco ou quase branco.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em água em ebulição e em ácidos diluídos.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 253 ºC.
Ácido benzoico
CAS – [65-85-0].
Fórmula molecular e massa molar – C7H6O2 – 122,12.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, de odor característico.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 122 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em água em ebulição e facilmente solúvel em álcool
etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido bórico
CAS – [10043-35-3].
Fórmula molecular e massa molar – H3BO3 – 61,83.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/p).
Descrição – Cristais incolores brilhantes ou pó fino cristalino branco, untuoso ao tato, de sabor
fracamente ácido e amargo.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico, facilmente solúvel em água em ebulição.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido bromídrico
CAS – [10035-10-6].
Fórmula molecular e massa molar – HBr – 80,91.
Especificação – Contém 48,0% (p/v).
Descrição – Líquido incolor ou fracamente amarelo, de odor forte e irritante. Escurece lentamente
pela exposição ao ar e à luz.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do ar e da luz.
Segurança – Irritante. Corrosivo.
Ácido cafeico
CAS – [331-39-5].
Fórmula molecular e massa molar – C9H8O4 – 180,16.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 225 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água quente e álcool etílico, ligeiramente solúvel em água fria.
Ácido calconcarboxílico
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 543
CAS – [3737-95-9].
Fórmula molecular e massa molar – C21H14N2O7S – 438,41.
Descrição – Pó marrom-preto.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, muito pouco solúvel em acetona e em álcool etílico,
ligeiramente solúvel em soluções diluídas de hidróxido de sódio.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido ciclobutano-1,1-dicarboxílico
CAS – [5445-51-2].
Fórmula molecular e massa molar – C6H10O4 – 146,14.
Descrição – Cristais brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 160 ºC.
Conservação – Em recipientes fechados.
Ácido 1,2-cicloexileno-dinitrilo-tetracético
CAS – [125572-95-4].
Sinonímia – Ácido 1,2-cicloexileno-diamino-tetracético, CDTA.
Fórmula molecular e massa molar – C14H22N2O8.H2O – 364,35.
Descrição – Pó branco.
Conservação – Recipientes bem fechados, protegidos do calor.
Segurança – Irritante.
Ácido cinâmico
CAS – [140-10-3].
Fórmula molecular e massa molar – C9H8O – 132,16.
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: 133 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Ácido clorídrico
CAS – [7647-01-0].
Sinonímia – Cloreto de hidrogênio e ácido clorídrico concentrado.
Fórmula molecular e massa molar – HCl – 36,46.
Especificação – Contém, no mínimo, 35,0% (p/p) constituído de solução de HCl gasoso em água.
Descrição – Líquido límpido, incolor, fumegante, de odor irritante.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,18.
Conservação – Em recipientes herméticos, de material inerte ao reagente.
Armazenamento – Proteger do calor (manter em temperaturas inferiores a 20 ºC).
Segurança – Corrosivo. Evitar contato externo, olhos e pele, inalação e ingestão.
Ácido clorídrico M
Especificação – Contém 10,3% (p/v) de ácido clorídrico em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Proteger do calor.
Segurança – Corrosivo.
Informação adicional – Antes de usar, confirmar o título.
Ácido clorídrico SR
Especificação – Contém 27,4% (p/v) de ácido clorídrico concentrado em água.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,05.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Proteger do calor.
Segurança – Corrosivo.
Ácido clorídrico-estanho SR
Preparo – Misturar 1 mL de cloreto estanoso SR1 com 100 mL de ácido clorídrico.
Ácido clorogênico
CAS – [327-97-9].
Fórmula molecular e massa molar – C16H18O9 – 354,31.
Descrição – Agulhas ou pó cristalino branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 208 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água em ebulição, em acetona e em álcool etílico.
Ácido cloroplatínico
CAS – [18497-13-7].
Sinonímia – Cloreto platínico, cloreto de platina, ácido cloroplatínico(IV).
Fórmula molecular e massa molar – H2PtCl6.6H2O – 517,90
Especificação – Contém, no mínimo, 37,0% (p/p) de platina.
Descrição – Massa cristalina amarelo-amarronzada, muito deliquescente.
Características físicas – Densidade: 2,431. Temperatura de fusão: 60 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Tóxico.
Ácido crômico
Usar trióxido de cromo (CrO3).
Ácido 3,5-dinitrobenzoico
CAS – [99-34-3].
Fórmula molecular e massa molar – C7H4N2O6 – 212,12
Descrição – Cristais praticamente incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 206 ºC.
Ácido edético
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 545
CAS – [60-00-4].
Sinonímia – Ácido etilenodiaminotetracético, EDTA.
Fórmula molecular e massa molar – C10H16N2O8 – 292,24
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Decompõe-se em torno de 220 ºC, podendo descarboxilar a 150 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido fenoldissulfônico SR
CAS – [96-77-5].
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O7S2 – 254,24.
Descrição – Líquido límpido a marrom-claro.
Preparo – Dissolver 2,5 g de fenol em 15 mL de ácido sulfúrico. Adicionar 7,5 mL de ácido sulfúrico
fumegante. Aquecer a 100 ºC por duas horas. Transferir o produto fluido para recipiente adequado.
Para uso, liquefazer em banho de água.
Conservação – Recipiente de vidro com tampa esmerilhada.
Segurança – Irritante. Corrosivo.
Ácido fenoxiacético
CAS – [122-59-8].
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O3 – 152,15.
Descrição – Cristais quase brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 98 ºC.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico e ácido acético
glacial.
Ácido fluorídrico
CAS – [7664-39-3].
Fórmula molecular e massa molar – HF – 20,01.
Especificação – Contém, no mínimo, 40% (p/p) de HF.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Conservação – Em recipientes de polietileno bem fechados.
Ácido fórmico
CAS – [64-18-6].
Sinonímia – Ácido metanoico.
Fórmula molecular e massa molar – CH2O2 – 46,03.
Especificação – A forma anidra contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Líquido incolor, muito cáustico, de odor picante.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 100,5 ºC. Densidade: aproximadamente 1,22.
Índice de refração (20 ºC): 1,3714. Solidifica a 70 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Cáustico.
Ácido fosfomolíbdico
CAS – [51429-74-4].
Sinonímia – Ácido molibdofosfórico.
Fórmula molecular – Aproximadamente 12MoO3.H3PO4.xH2O.
Descrição – Cristais fracamente amarelados.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido fosfomolíbdico SR
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 546
Ácido fosfórico
CAS – [7664-38-2].
Sinonímia – Ácido ortofosfórico.
Fórmula molecular e massa molar – H3PO4 – 97,99.
Especificação – Contém, no mínimo, 85,0% (p/p).
Descrição – Líquido límpido, incolor, inodoro. Higroscópico. Consistência xaroposa.
Característica física – Densidade (20 ºC): aproximadamente 1,7.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Corrosivo. Evitar contato com pele, mucosas e membranas.
Ácido fosfórico SR
Preparo – Misturar quantidade correspondente a 15 g de ácido fosfórico concentrado com água até
completar 100 mL.
Característica física – Densidade: aproximadamente 1,15.
Ácido fosfotúngstico SR
Preparo – Aquecer sob refluxo por três horas, a mistura de 10 g de tungstato de sódio com 8 mL de
ácido fosfórico e 75 mL de água. Deixar resfriar e diluir para 100 mL com água.
Ácido ftálico
CAS – [88-99-3].
Fórmula molecular e massa molar – C8H6O4 – 166,13.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Solubilidade – Solúvel em água quente e em álcool etílico.
Ácido gálico
CAS – [5995-86-8].
Fórmula molecular e massa molar – C7H6O5.H2O – 188,14.
Descrição – Agulhas longas ou pó cristalino incolor ou amarelo-claro.
Características físicas – Perde água de cristalização à temperatura de 120 ºC e funde em cerca de 206
ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em água, facilmente solúvel em água quente, em álcool etílico e em glicerol.
Ácido p-hidroxibenzoico
CAS – [99-96-7].
Fórmula molecular e massa molar – C7H6O3 – 138,12.
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Faixa de fusão: 213 ºC a 214 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido hipofosforoso
CAS – [6303-21-5].
Sinonímia – Ácido hipofosforoso diluído.
Fórmula molecular e massa molar – H3PO2 – 66,00.
Especificação – Contém, no mínimo, 48% (p/v) de H3PO2.
Descrição – Líquido incolor ou ligeiramente amarelo.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Ácido iodídrico
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 547
CAS – [10034-85-2].
Fórmula molecular e massa molar – HI – 127,91.
Descrição – Solução aquosa de ácido iodídrico. Quando recém preparado, é incolor, mas com a
exposição ao ar e à luz, apresenta cor amarelada a marrom.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do contato com o ar. Manter em temperatura inferior a 30 ºC.
Ácido láctico
CAS – [50-21-5].
Sinonímia – Ácido 2-hidroxipropanoico.
Fórmula molecular e massa molar – C3H6O3 – 90,08.
Especificação – Mistura do ácido 2-hidroxipropanoico e seus produtos de condensação. O equilíbrio
entre o ácido láctico e os ácido poliláticos é dependente da concentração e da temperatura. O ácido
láctico normalmente é um racemato ((RS)-ácido láctico)c.
Descrição – Líquido viscoso incolor ou levemente amarelo.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Ácido metafosfórico
CAS – [10343-62-1].
Fórmula molecular e massa molar – (HPO3)n, monômero – 79,98.
Especificação – Contém certa proporção de metafosfato de sódio.
Descrição – Sólido ou massa vítrea, incolor. Higroscópico. Em solução aquosa, transforma-se
lentamente em ácido fosfórico (H3PO4).
Característica física – Volatiliza sob aquecimento intenso.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Ácido metafosfórico-acético SR
Especificação – Contém 3 g de ácido metafosfórico e 8 mL de ácido acético glacial em água,
completando o volume para 100 mL.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Limitada a dois dias.
Armazenamento – Manter sob refrigeração.
Ácido metanossulfônico
CAS – [75-75-2].
Fórmula molecular e massa molar – CH4O3S – 96,11.
Descrição – Líquido límpido e incolor (solidifica a 20 ºC).
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,48. Índice de refração: cerca de 1,430.
Temperatura de fusão: 20 ºC.
Solubilidade – Miscível com água; pouco solúvel em tolueno e praticamente insolúvel em hexano.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante.
Ácido metoxifenilacético
CAS – [7021-09-2].
Fórmula molecular e massa molar – C9H10O3 – 166,18
Sinonímia – (RS)-2-Methoxi-2-ácido fenilacético.
Descrição – Pó branco e cristalino ou cristais brancos ou quase brancos.
Característica física – temperatura de fusão: aproximadamente 70 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, muito solúvel em álcool etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 548
Ácido nítrico
CAS – [7697-37-2].
Fórmula molecular e massa molar – HNO3 – 63,01.
Especificação – Contém, no mínimo, 63,0% (p/p).
Descrição – Solução límpida, praticamente incolor, de odor característico.
Característica física – Densidade (20 ºC): 1,384 a 1,416.
Conservação – Em recipientes herméticos, ao abrigo da luz.
Segurança – Corrosivo.
Ácido nítrico SR
Especificação – Contém, cerca de 12,5% (p/v) de ácido nítrico.
Característica física – Densidade: aproximadamente 1,5.
Ácido 4-nitrobenzoico
CAS – [62-23-7].
Fórmula molecular e massa molar – C7H5NO4 – 167,12.
Descrição – Cristais amarelos.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 240 °C.
Ácido oxálico
CAS – [6153-56-6].
Sinonímia – Ácido etanodioico.
Fórmula molecular e massa molar – C2H2O4.2H2O – 126,06.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 101 ºC.
Segurança – Veneno!
Ácido oxálico SR
Especificação – Solução a 6,3% (p/v) de ácido oxálico em água.
Ácido perclórico
CAS – [7601-90-3].
Fórmula molecular e massa molar – HClO4 – 100,46.
Especificação – Contém, no mínimo, 70,0% (p/p) e, no máximo, 72,0% de ácido perclórico.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil e de odor picante. Higroscópico.
Característica física – Densidade: aproximadamente 1,7.
Conservação – Decompõe-se espontaneamente, podendo explodir especialmente em contato com
substâncias oxidáveis.
Segurança – Irritante. Corrosivo.
Ácido perclórico M
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 549
Especificação – Contém 8,5 mL de ácido perclórico em água, completando o volume para 100 mL.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Ácido perclórico SR
Usar ácido perclórico M.
Ácido perfórmico
CAS – [107-32-4].
Sinonímia – Ácido peroxifórmico.
Fórmula molecular e massa molar – CH2O3 – 62,02.
Preparo – Misturar 1 mL de peróxido de hidrogênio a 30,0% (v/v), ou 9,0% (p/p), com 90 mL da
ácido fórmico.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Irritante. Pode explodir em contato com metais, seus óxidos, substâncias redutoras, ou
na destilação.
Ácido periódico
CAS – [10450-60-9].
Fórmula molecular e massa molar – H5IO6 – 227,93.
Descrição – Cristais brancos a incolores.
Características físicas – Temperatura de fusão: 122 º C. Decompõe entre 130 ºC e 140 ºC, formando
I2O5, H2O e O2.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Ácido pícrico
CAS – [88-89-1].
Sinonímia – 2,4,6-Trinitrofenol.
Fórmula molecular e massa molar – C6H3N3O7 – 229,10.
Especificação – Cristais amarelos ou placas umedecidas com água.
Conservação – Em recipientes bem fechados, misturado com igual massa de água.
Armazenamento – Em temperatura ambiente.
Segurança – Explode quando aquecido rapidamente ou submetido a choque. Para transporte seguro,
10% a 20% de água são geralmente adicionados.
Ácido pícrico SR
Preparo – Adicionar 0,25 mL de hidróxido de sódio 10 M em 100 mL de solução saturada de ácido
pícrico em água.
Ácido rosmarínico
CAS – [20283-92-5].
Fórmula molecular e massa molar – C18H16O8 – 360,32.
Descrição – Pó vermelho-alaranjado.
Característica física – Faixa de fusão: 170 ºC a 174 ºC.
Ácido salicílico
CAS – [69-72-7].
Sinonímia – Ácido 2-hidroxibenzoico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 550
Ácido selenioso
CAS – [7783-00-8].
Fórmula molecular e massa molar – H2SeO3 – 128,97.
Especificação – Contém, no mínimo, 93,0% (p/p) de ácido selenioso.
Descrição – Cristais brancos ou incolores. Eflorescente ao ar seco e higroscópico ao ar úmido.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido sulfâmico
CAS – [5329-14-6].
Sinonímia – Ácido amidossulfônico.
Fórmula molecular e massa molar – H3NO3S – 97,09.
Especificação – Cristais brancos ou pó cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 205 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, ligeiramente solúvel em acetona, em álcool etílico e em
álcool metílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados de vidro âmbar.
Segurança – Moderadamente irritante para pele e mucosas.
Ácido sulfanílico
CAS – [6101-32-2].
Sinonímia – Ácido 4-aminobenzenossulfônico.
Fórmula molecular e massa molar – C6H7NO3S.H2O – 191,20; anidro – 173,19.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó branco.
Característica física – O ácido monoidratado decompõe-se sem fundir a, aproximadamente, 288 ºC.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água, praticamente insolúvel em álcool etílico.
Ácido sulfanílico SR
Preparo – Dissolver 0,5 g de ácido sulfanílico finamente pulverizado, em água. Adicionar 6 mL de
ácido clorídrico 6 M. Completar o volume para 100 mL com água.
Ácido sulfúrico
CAS – [7664-93-9].
Fórmula molecular e massa molar – H2SO4 – 98,07.
Especificação – Contém, no mínimo 95,0% (p/p).
Descrição – Líquido incolor, cáustico, de consistência oleosa, muito higroscópico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 551
Ácido sulfúrico SR
Especificação – Contém 10% (p/v) de ácido sulfúrico em água.
Preparo – Adicionar, cuidadosamente, 57 mL de ácido sulfúrico em 100 mL de água, resfriar e
completar o volume para 1000 mL com água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ácido sulfuroso
CAS – [7782-99-2].
Fórmula molecular e massa molar – H2SO3 – 82,07.
Especificação – Contém 5,0 a 6,0% (p/p) de dióxido de enxofre puro. Preparar de acordo com o
consumo.
Descrição – Líquido ácido, límpido, incolor, de odor sufocante de dióxido de enxofre. Ao ar oxida-
se paulatinamente a ácido sulfúrico.
Conservação – Em recipientes quase cheios, bem fechados, em local frio.
Ácido tartárico
CAS – [87-69-4].
Sinonímia – Ácido L-(+)-tartárico.
Fórmula molecular e massa molar – C4H6O6 – 150,09.
Descrição – Cristais ou pós cristalinos brancos.
Características físicas – Faixa de fusão: 168 ºC a 170 ºC. Densidade (20 ºC): 1,756.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 552
Ácido tioglicólico
CAS – [68-11-1].
Sinonímia – Ácido mercaptoacético.
Fórmula molecular e massa molar – C2H4O2S – 92,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 79,0% (p/p).
Descrição – Líquido incolor ou próximo a incolor, de odor forte desagradável.
Característica física – Densidade: aproximadamente 1,33.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Proteger do ar.
Segurança – Pode causar graves queimaduras na pele.
Informação adicional – Sua decomposição libera gás sulfídrico.
Ácido p-toluenossulfônico
CAS – [6192-52-5].
Fórmula molecular e massa molar – C7H8O3S.H2O – 190,21.
Especificação – Contém, no mínimo, 87,0% de ácido p-toluenossulfônico (C7H8O3S).
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco ou quase branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Ácido tricloroacético
CAS – [76-03-9].
Fórmula molecular e massa molar – C2HCl3O2 – 163,39.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou massa cristalina, deliquescente, de odor característico fracamente
pungente, irritante.
Característica física – Faixa de fusão: 55 a 61 ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor e da umidade.
Segurança – Ácido muito corrosivo.
Ácido tricloroacético-cloramina-T SR
Solução A – Cloramina-T a 3% (p/v).
Solução B – Ácido tricloroacético a 25% (v/v) em álcool etílico absoluto.
Preparo – Misturar 10 mL da Solução A com 40 mL da Solução B.
Ácido trifluoracético
CAS – [76-05-1].
Sinonímia – Ácido trifluoroacético.
Fórmula molecular e massa molar – C2HF3O2 – 114,02.
Descrição – Líquido incolor, volátil, de odor irritante e característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 72,4 ºC. Densidade: 1,535.
Miscibilidade – Miscível com acetona, benzeno, álcool etílico, éter etílico, hexano e tetracloreto de
carbono.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Corrosivo. Inflamável. Proteger olhos, pele e mucosas.
Acrilamida
CAS – [79-06-1].
Sinonímia – 2-Propenamida.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 553
Ágar
CAS – [9002-18-0].
Sinonímia – Ágar-agar, gelose.
Especificação – Polissacarídeo extraído de Gelidium cartilagineum (L) Gaillon (Gelidiaceae),
Gracilaria confervoides (L) Greville (Sphaerococcaceae) e algas vermelhas afins (Rhodophyceae).
Descrição – Pó fino, incolor ou ligeiramente amarelado, seco, hidrofílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Agarose, gel
CAS – [9012-36-6].
Especificação – Polissacarídeo linear, neutro, componente do ágar.
Descrição – Pó branco ou quase branco.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água fria e muito pouco solúvel em água quente.
Uso – Eletroforese.
Água de bromo SR
Preparo – Misturar 3 mL de bromo com 100 mL de água até saturação. Agitar antes do uso. Após
decantação, usar a solução sobrenadante límpida.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Conservar com excesso de bromo e ao abrigo da luz.
Segurança – Tóxico.
Água de cloro SR
Especificação – Solução saturada de cloro em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do ar. Manter em local frio e escuro.
Preparo – Transferir 0,1 mL de ácido sulfúrico 96% (p/p) para 100 mL de água e destilar utilizando
equipamento com paredes isentas de amônia.
Albumina bovina
CAS – [9048-46-8].
Sinonímia – Albumina sérica de origem bovina.
Descrição – Pó branco ou marrom-amarelado claro.
Especificação – Contém, no mínimo, 96% de proteínas.
Água (5.2.20.3) – Determinar em 0,8 g da amostra. No máximo, 30%.
Armazenamento – Em temperaturas entre 2 ºC e 8 ºC.
Albumina humana
Sinonímia – Albumina sérica humana.
Especificação – Contém, no mínimo, 96% de albumina.
Álcool butílico
CAS – [71-36-3].
Sinonímia – 1-butanol, n-butanol, álcool n-butílico.
Fórmula molecular e massa molar – C4H10O – 74,12.
Descrição – Líquido límpido, incolor, retrativo, de odor característico.
Características físicas – Faixa de ebulição: 117 ºC a 118 ºC. Densidade (20 ºC): 0,810. Índice de
refração (20 ºC): 1,3993.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Inflamável.
Álcool etílico
CAS – [64-17-5].
Sinonímia – Etanol.
Fórmula molecular e massa molar – C2H6O – 46,07.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (v/v).
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 78 ºC. Densidade: 0,803 a
0,808.
Miscibilidade – Miscível com água e com cloreto de metileno.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
Álcool isoamílico
CAS – [123-51-3].
Sinonímia – 3-Metilbutan-1-ol.
Fórmula molecular e massa molar – C5H12O – 88,15.
Descrição – Líquido incolor.
Característica física – Temperatura de ebulição: cerca de 130 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Álcool isobutílico
CAS – [78-83-1].
Sinonímia – 2-Metilpropanol, 2-metil-1-propanol, isobutanol.
Fórmula molecular e massa molar – C4H10O – 74,12.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,80. Índice de refração (15 ºC): 1,397 a 1,399.
Temperatura de ebulição: cerca de 107 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável.
Álcool isopropílico
CAS – [67-63-0].
Sinonímia – Isopropanol, 2-propanol.
Fórmula molecular e massa molar – C3H8O – 60,10.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0%.
Descrição – Líquido incolor, de odor característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 82 ºC. Densidade:
aproximadamente 0,785. Indice de refração (20 ºC): 1,376 a 1,378.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável.
Álcool metílico
CAS – [67-56-1].
Sinonímia – Metanol.
Fórmula molecular e massa molar – CH4O – 32,04.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/v).
Descrição – Líquido límpido, incolor, inflamável, de odor característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 64 ºC a 65 ºC. Densidade: 0,791 a 0,793. Índice
de refração (20 ºC): 1,328 a 1,330.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 556
Álcool n-amílico
CAS – [71-41-0].
Sinonímia – 1-Pentanol, pentan-1-ol.
Fórmula molecular e massa molar – C5H12O – 88,15.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,41. Temperatura de ebulição: cerca de
137 ºC. Temperatura de fusão: cerca de -79 ºC.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante.
Álcool n-propílico
CAS – [71-23-8].
Sinonímia – 1-Propanol, propanol.
Fórmula molecular e massa molar – C3H8O – 60,10.
Descrição – Líquido límpido, incolor, de fraco odor alcoólico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 97 ºC Densidade (20 ºC): 0,802
a 0,806.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável.
Álcool polivinílico
CAS – [9002-89-5].
Fórmula molecular – (C2H4O)n.
Descrição – Pó branco.
Solubilidade – Solúvel em água e insolúvel em solventes orgânicos.
Álcool terc-amílico
CAS – [75-85-4].
Sinonímia – 2-Metil-2-butanol.
Fórmula molecular e massa molar – C5H12O – 88,15.
Descrição – Líquido límpido e incolor. Volátil.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,81. Temperatura de fusão: cerca de -8 ºC.
Temperatura de ebulição: 102 ºC.
Miscibilidade – Facilmente miscível com água. Miscível com álcool etílico e em glicerol.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Inflamável.
Álcool tert-butílico
CAS – [75-65-0].
Sinonímia – 2-Metil-2-propanol.
Fórmula molecular e massa molar – C4H10O – 74,12.
Descrição – Líquido incolor e límpido, ou massa cristalina de odor canforado.
Características físicas – Densidade (25 ºC): 0,778 a 0,782. Temperatura de fusão: 25,7 ºC.
Temperatura de ebulição: 82,5 ºC a 83,5 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água; miscível com álcool etílico e com éter etílico.
Alumínio, metálico
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 557
CAS – [7429-90-5].
Elemento e massa atômica – Al – 26,98.
Descrição – Metal branco ou quase branco a azulado, maleável, flexível. Disponível em barra, pó,
tiras ou fios.
Aluminon
CAS – [569-58-4].
Fórmula molecular e massa molar – C22H23N3O9 – 473,44.
Descrição – Cristais marrom-avermelhados.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Amaranto
Usar vermelho amaranto.
Amido iodetado SR
Usar amido iodetado SI.
Amido solúvel
Sinonímia – Amilodextrina, amilogênio.
Descrição – Pó branco, fino, inodoro, insípido.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Amido SR
Usar amido SI.
Amidos
Descrição – Extraídos de cariopses maduras de Zea mays L., Triticum aestivum L. ou Oryza sativa
L. (fam. Graminiae). Pó branco, fino, inodoro, insípido e que produz ligeira crepitação quando
comprimido.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Informação adicional – A rotulagem deve indicar a origem botânica.
4-Aminoantipirina
CAS – [83-07-8].
Sinonímia – Aminopirazolona.
Fórmula molecular e massa molar – C11H13N3O – 203,24
Descrição – Cristais ou pó cristalino, amarelo-claro.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 109 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Aminobutanol
CAS – [96-20-8].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 558
Sinonímia – 2-Amino-1-butanol.
Fórmula molecular e massa molar – C4H11NO – 89,14.
Descrição – Líquido oleoso.
Característica física – Temperatura de ebulição: em torno de 180 ºC.
Solubilidade – Miscível com água; solúvel em álcoois.
2-Aminoeptano
CAS – [123-82-0].
Sinonímia – 2-Heptanamina; 2-heptilamina; 1-metilexanamina.
Fórmula molecular e massa molar – C7H17N – 115,22.
Descrição – Líquido volátil.
Característica física – Temperatura de ebulição: em torno de 143 ºC.
Miscibilidade – Pouco miscível com água, facilmente miscível com clorofórmio, álcool etílico e éter
etílico.
4-Aminofenol
CAS – [123-30-8].
Fórmula molecular e massa molar – C6H7NO – 109,13.
Descrição – Pó cristalino branco ou um pouco colorido devido a exposição ao ar e luz.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 186 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
2-Aminopiridina
CAS – [504-29-0].
Sinonímia – α-Aminopiridina, 2-piridinamina.
Descrição – Cristais grandes ou folhetos.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 58 ºC.
Amônia SR
Descrição – Contém 37,5 mL da solução concentrada de amônia em 100 mL de solução aquosa.
Especificação – Contém, no mínimo, 10% (p/v) de hidróxido de amônio (aproximadamente 6 M).
Amônia 6 M
Usar amônia SR.
Amônia 10 M
Preparo – Diluir 56 mL de amônia para 100 mL com água.
Anetol
CAS – [4180-23-8].
Sinonímia – trans-Anetol.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 559
Descrição – Massa cristalina branca ou quase branca em temperatura entre 20 ºC e 21 ºC, líquido em
temperatura acima de 23 ºC.
Características físicas – Índice de refração (25 ºC): cerca de 1,56. Temperatura de ebulição: cerca de
230 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e solúvel em
acetato de etila e éter de petróleo.
Anidrido acético
CAS – [108-24-7].
Fórmula molecular e massa molar – C4H6O3 – 102,09.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p).
Descrição – Líquido móvel, incolor, odor acético intenso e irritante.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,075. Faixa de ebulição: 136 a 142 ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Facilmente combustível. Irritante forte.
Anidrido acético-piridina SR
Sinonímia – Mistura anidrido acético-piridina SR.
Descrição – Misturar cautelosamente, e sob refrigeração, 25 g (ou 23 mL) de anidrido acético em 50
mL de piridina anidra.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do ar e da luz.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Segurança – Tóxico.
Anidrido ftálico
CAS – [85-44-9].
Fórmula molecular e massa molar – C8H4O3 – 148,12.
Descrição – Flocos brancos ou quase brancos.
Característica física – Faixa de fusão: 130 ºC a 132 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Anidrido propiônico
CAS – [123-62-6].
Fórmula molecular e massa molar – C6H10O3 – 130,14.
Descrição – Líquido incolor de odor pungente.
Características físicas – Densidade: 1,01. Temperatura de ebulição: em torno de 167 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico.
Anilina
CAS – [62-53-3].
Fórmula molecular e massa molar – C6H7N – 93,13.
Descrição – Líquido incolor ou levemente amarelado.
Características físicas – Densidade (20 °C): 1,02. Temperatura de ebulição: 183 °C a 186 °C.
Conservação – Sob proteção da luz.
Anisaldeído
CAS – [123-11-5].
Sinonímia – Aldeído anísico e p-metoxibenzaldeído.
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O2 – 136,15.
Descrição – Líquido oleoso, incolor e amarelado, de odor aromático.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 560
Anisaldeído, solução
Preparo – Misturar, na seguinte ordem: 0,5 mL de anisaldeído, 10 mL de ácido acético glacial, 85
mL de álcool metílico e 5 mL de ácido sulfúrico.
Anisaldeído SR
Preparo – A 10 mL de anisaldeído adicionar 90 mL de álcool etílico, misturar, adicionar 10 mL de
ácido sulfúrico e homogeneizar.
Anisaldeído SR1
Preparo – Misturar 25 mL de ácido acético glacial com 25 mL de álcool etílico, adicionar 0,5 mL de
anisaldeído e 1 mL de ácido sulfúrico.
Antitrombina III
CAS – [90170-80-2].
Especificação – A antitrombina III é purificada a partir do plasma humano por cromatografia em
gelose-heparina e deve ter atividade específica de, no mínimo, 6 UI/mg.
Antitrombina III SR
Preparo – Reconstituir a antitrombina III segundo as indicações do fabricante e diluir com tampão
de triscloreto de sódio de pH 7,5, para obter solução a 1 UI/mL.
Aprotinina
CAS – [9087-70-1].
Descrição – Pó quase branco.
Solubilidade – Solúvel em água e em soluções isotônicas, praticamente insolúvel em solventes
orgânicos.
Asparagina
CAS –[5794-13-8].
Fórmula molecular e massa molar – C4H8N2O3.H2O – 150,13.
Descrição – Cristais incolores, inodoros.
Características físicas – Isômero L: Temperatura de fusão: 234-235 ºC. Isômero D: Temperatura de
fusão: 215 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, praticamente insolúvel em álcool etílico e em cloreto de
metileno.
Azida sódica
CAS – [26628-22-8].
Fórmula molecular e massa molar – NaN3 – 65,01.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco ou quase branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Azul ácido 83
CAS – [6104-59-2].
Sinonímia – Azul brilhante.
Fórmula molecular e massa molar – C45H44N3NaO7S2 – 825,97.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 561
Descrição – Pó castanho.
Solubilidade – Insolúvel em água fria, pouco solúvel em água em ebulição e em álcool etílico, solúvel
em ácido sulfúrico e em ácido acético glacial, solúvel em soluções diluídas dos hidróxidos de metais
alcalinos.
Azul ácido 90
CAS – [6104-58-1].
Fórmula molecular e massa molar – C47H48N3NaO7S2 – 854,04.
Descrição – Pó castanho-escuro, com reflexos violáceos e partículas com reflexos metálicos.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Azul de astra
CAS – [82864-57-1].
Fórmula molecular e massa molar - C47H52CuN14O6S3 – 1068,75.
Azul de Coomassie SR
Preparo – Preparar uma solução de azul ácido 83 a 0,125% (p/v) em uma mistura de ácido acético
glacial, álcool metílico e água (1:4:5) e filtrar.
Azul de tetrazólio
CAS – [1871-22-3].
Fórmula molecular e massa molar – C40H32N8O2Cl2 – 727,65.
Descrição – Cristais amarelos.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 245 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em clorofórmio, álcool etílico e álcool
metílico, insolúvel em acetona e éter etílico.
Bálsamo do Canadá
CAS – [8007-47-4].
Descrição – Líquido oleoso amarelo ou esverdeado, extraído da Abies balsames L., Pinaceae. Com
odor agradável de pinho. Se exposto ao ar, solidifica-se gradativamente em massa não cristalina.
Características físicas – Densidade: 0,987 a 0,994. Índice de refração: 1,53.
Miscibilidade – Miscível com água, benzeno, clorofórmio e xileno.
Informação adicional – Usado para fixar lâminas para microscópio.
Barbaloína
CAS – [1415-73-2].
Sinonímia – Aloína.
Descrição – Agulhas amarelas ou pó cristalino amarelo a amarelo-escuro. Escurece com a exposição
ao ar e à luz.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e em álcool etílico, solúvel em acetona, em amônia e
soluções de hidróxidos alcalinos.
Barbital
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 562
CAS – [57-44-3].
Fórmula molecular e massa molar – C8H12N2O3 – 184,20.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), calculado em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor fracamente amargo.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 190 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em água em ebulição e em álcool etílico.
Barbital sódico
CAS – [144-02-5].
Fórmula molecular e massa molar – C8H11N2NaO3 – 206,18
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalizado branco, inodoro, de sabor amargo e fracamente
cáustico.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Benzeno
CAS – [71-43-2].
Sinonímia – Benzol.
Fórmula molecular e massa molar – C6H6 – 78,11.
Descrição – Líquido límpido, incolor, refrativo, volátil, de odor característico.
Características físicas – Faixa de ebulição: 79 ºC a 81 ºC. Densidade: 0,878 a 0,880. Índice de
refração: 1,5016.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Altamente inflamável. Cancerígeno.
Informação adicional – Sempre que possível usar tolueno.
Benzenossulfonamida
CAS – [98-10-2].
Fórmula molecular e massa molar – C6H5SO2NH2 – 157,19.
Descrição – Cristais brancos ou bege-pálidos.
Característica física – Faixa de fusão: 150 ºC a 153 ºC.
Benzil
CAS – [134-81-6].
Sinonímia – Difeniletanodiona.
Fórmula molecular e massa molar – C14H10O2 – 210,23.
Descrição – Pó cristalino amarelo.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 95 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico, acetato de etila e tolueno.
Benzoato de benzila
CAS – [120-51-4].
Descrição – Líquido oleoso, límpido e incolor. Pelo resfriamento, forma cristais incolores.
Características físicas – Temperatura de congelamento: cerca de 17 ºC. Temperatura de ebulição:
cerca de 324 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 563
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e glicerol; miscível com álcool etílico, éter etílico e
clorofórmio.
Benzoato de colesterila
CAS – [604-32-0].
Fórmula molecular e massa molar – C34H50O2 – 490,77.
Descrição – Sólido branco.
Solubilidade – Insolúvel em água.
Benzoato de metila
CAS – [93-58-3].
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O2 – 136,15.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 1,088.
Temperatura de ebulição: cerca de 200 ºC.
Benzofenona
CAS – [119-61-9].
Fórmula molecular e massa molar – C13H10O – 182,22.
Descrição – Pó cristalino branco.
Características – Temperatura de fusão: em torno de 48 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico.
Benzoína
CAS – [119-53-9].
Sinonímia – 2-Hidroxi-1,2-difeniletanona.
Fórmula molecular e massa molar – C14H12O2 – 212,25.
Descrição – Cristais ligeiramente amarelos.
Solubilidade – Muito pouco solúvel e água, facilmente solúvel em acetona, solúvel em álcool etílico
aquecido.
Bicarbonato de sódio
CAS – [144-55-8].
Sinonímia – Carbonato ácido de sódio, hidrogenocarbonato de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – NaHCO3 – 84,01.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% e, no máximo 101,0% (p/p), em relação à substância
dessecada.
Descrição – Pó cristalino branco, inodoro, de sabor salgado e fracamente alcalino. Pelo aquecimento,
transforma-se em carbonato de sódio.
Solubilidade – Solúvel em água, praticamente insolúvel em álcool etílico.
Bicinconinato dissódico
CAS – [979-88-4].
Fórmula molecular e massa molar – C20H10N2Na2O4 – 388,29.
Biftalato de potássio
CAS – [877-24-7].
Sinonímia – Ftalato ácido de potássio, hidrogenoftalato de potássio, diftalato de potássio.
Fórmula molecular e massa molar – C8H5KO4 – 204,22.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,9% e, no máximo, 100,3% (p/p), em relação à substância
dessecada a 120 ºC durante duas horas.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 564
Bissulfato de potássio
CAS –[7646-93-7].
Sinonímia – Hidrogenossulfato de potássio; sulfato ácido de potássio.
Fórmula molecular e massa molar – KHSO4 – 136,16.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou massa branca. Higroscópico.
Características físicas – Solução aquosa com caráter fortemente ácido. Temperatura de fusão: 197
ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, resultando em uma solução muito ácida.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Bissulfato de sódio
CAS – [7681-38-1].
Sinonímia – Sulfato ácido de sódio, hidrogenossulfato de sódio, pirossulfato de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – NaHSO4 – 120,06.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 315 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, muito solúvel em água em ebulição. Decompõe em álcool
etílico, formando sulfato de sódio e ácido sulfúrico livre.
Bissulfito de sódio
CAS – [7631-90-5].
Sinonímia – Hidrogenossulfito de sódio, sulfito ácido de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – NaHSO3 – 104,06.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco. A exposição ao ar, pode causar perda de dióxido
de enxofre e a substância é gradualmente oxidada para sulfato.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e ligeiramente solúvel em álcool etílico.
Bitartarato de sódio
CAS – [6131-98-2].
Sinonímia – Ácido tartarato de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – C4H5NaO6.H2O – 190,08.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco.
Solubilidade – Solúvel em água.
Bitartarato de sódio SR
Preparo – Dissolver 1 g de bitartarato de sódio em água e completar o volume para 10 mL. Preparar
imediatamente antes do uso.
Biureto
CAS – [108-19-0].
Fórmula molecular e massa molar– C2H5N3O2 – 103,08.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos. Higroscópicos.
Característica física – Faixa de fusão: 188 ºC a 190 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em água, ligeiramente solúvel em álcool etílico, muito pouco solúvel em éter
etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 565
Biureto, reagente
Preparo – Dissolver 1,5 g de sulfato cúprico penta-hidratado e 6 g de tartarato de sódio e potássio em
500 mL de água. Adicionar 300 mL de solução de hidróxido de sódio a 10% (p/v) isenta de carbonato,
completar para o volume para 1000 mL com a mesma solução e misturar.
Boldina
CAS – [476-70-0].
Fórmula molecular e massa molar – C19H21NO4 – 327,38.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 163 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, solúvel em álcool etílico e em soluções ácidas diluídas.
Conservação – Em recipientes fechados.
Borneol
CAS – [507-70-0].
Fórmula molecular e massa molar – C10H18O – 154,25.
Descrição – Cristais incolores, sublimam rapidamente.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 208 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e em éter de
petróleo.
Bromato de potássio
CAS – [7758-01-2].
Fórmula molecular e massa molar – KBrO3 – 167,00.
Descrição – Cristais ou pó granular branco ou quase branco.
Solubilidade – Solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Bromelina
CAS – [37189-34-7].
Especificação – Concentrado de enzimas proteolíticas derivadas da Ananas comosus Merr.
Descrição – Pó amarelado.
Bromelina SR
Preparo – Solubilizar 1 g de bromelina em 100 mL de uma mistura constituída por tampão fosfato
pH 5,5 e solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v) (1:9).
Brometo de dimídio
CAS – [518-67-2].
Fórmula molecular e massa molar – C20H18BrN3 – 380,29.
Descrição - Cristal vermelho-escuro.
Solubilidade – Pouco solúvel em água a 20 ºC, ligeiramente solúvel em água a 60 ºC e em álcool
etílico.
Brometo de hexadimetrina
CAS – [28728-55-4].
Fórmula molecular – (C13H30Br2N2)n.
Descrição – Pó branco ou quase branco. Higroscópico. Polímero amorfo.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes fechados.
Brometo de iodo
CAS – [7789-33-5].
Fórmula molecular e massa molar – IBr – 206,80.
Descrição – Cristais marrom-escuros ou azul-escuros.
Características físicas – Temperatura de ebulição: cerca de 116 ºC. Temperatura de fusão: cerca de
40 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, em álcool etílico e em ácido acético glacial.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Brometo de iodo SR
Preparo – Dissolver 13,2 g de iodo em ácido acético glacial e completar o volume para 1000 mL com
o mesmo solvente. Determinar o teor de iodo em 20 mL desta solução, mediante titulação com
tiossulfato de sódio 0,1 M SV. Ao restante da solução de iodo (980 mL), adicionar quantidade de
bromo equivalente ao iodo determinado.
Conservação – Em recipientes de vidro bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Brometo de potássio
CAS – [7758-02-3].
Fórmula molecular e massa molar – KBr – 119,00.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, de sabor acentuadamente salgado.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em glicerol, pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Brometo de tetrabutilamônio
CAS – [1643-19-2].
Fórmula molecular e massa molar – C16H36BrN – 322,38.
Descrição – Pó branco cristalino.
Característica física – Faixa de fusão: entre 103 ºC e 105 ºC.
Brometo de tetraeptilamônio
CAS – [4368-51-8].
Fórmula molecular e massa molar – C28H60BrN – 490,70.
Descrição – Pó branco, escamoso.
Característica física – Faixa de fusão: entre 89 ºC e 91 ºC.
Brometo mercúrico
CAS – [7789-47-1].
Sinonímia – Brometo de mercúrio(II).
Fórmula molecular e massa molar – Br2Hg – 360,40.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 567
Bromo
CAS – [7726-95-6].
Fórmula molecular e massa molar – Br2 – 159,81.
Descrição – Líquido vermelho-marrom, irritante, sufocante e fumegante.
Característica física – Densidade (20 ºC): aproximadamente 3,1.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos ou ampolas.
Segurança – Tóxico.
Bromo SR
Preparo – Dissolver 30 g de bromo e 30 g de brometo de potássio em água e completar o volume
para 100 mL com o mesmo solvente.
Butanossulfonato de sódio
CAS – [2386-54-1].
Fórmula molecular e massa molar – C4H9NaO3S – 160,16.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: maior que 300 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água.
Butil hidroxianisol
CAS – [25013-16-5].
Sinonímia – BHA.
Fórmula molecular e massa molar – C11H16O2 – 180,245.
Especificação – Mistura de dois isômeros: 2-terc-butil-4- hidroxianisol e 3-terc-butil-4-hidroxianisol
Descrição – Sólido de aspecto ceroso.
Característica física – Faixa de fusão: de 48 ºC a 55 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em éter de petróleo.
Conservação – Em recipientes fechados.
Butilamina
CAS – [109-73-9].
Sinonímia – n-Butilamina.
Fórmula molecular e massa molar – C4H11N – 73,14.
Descrição – Líquido incolor, de odor amoniacal.
Característica física – Temperatura de ebulição: em torno de 78 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Informação adicional – Destilar e utilizar em, no máximo, 30 dias.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 568
Butilparabeno
CAS – [94-26-8].
Fórmula molecular e massa molar – C11H14O3 – 194,23.
Descrição – Pó cristalino branco.
Característica física – Faixa de fusão: de 68 ºC a 69 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e facilmente solúvel em acetona, éter etílico e
clorofórmio.
Conservação – Em recipientes fechados.
Calciferol
CAS – [50-14-6].
Sinonímia – Ergocalciferol, vitamina D2.
Fórmula molecular e massa molar – C28H44O – 396,66.
Especificação – 1 g corresponde, em atividade antirraquítica, a 40 000 000 de Ul.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico, solúvel em óleos
graxos.
Conservação – Em recipientes herméticos, sob gás inerte.
Armazenamento – Proteger do calor e da luz.
Canfeno
CAS – [79-92-5].
Fórmula molecular e massa molar – C10H16 – 136,24.
Cânfora
CAS – [76-22-2].
Fórmula molecular e massa molar – C10H16O – 152,24.
Caolim leve
CAS – [1332-58-7].
Especificação – Silicato de alumínio natural, hidratado, purificado. Contém um agente dispersante
apropriado.
Descrição – Pó branco, pouco denso, isento de partículas granulosas, untuoso ao tato.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e em ácidos inorgânicos.
Partículas grossas – Adicionar 5 g da amostra em uma proveta com rolha (de 160 mm de
comprimento e 35 mm de diâmetro interno) e adicionar 60 mL de solução de pirofosfato de sódio a
1% (p/v). Agitar vigorosamente e deixar em repouso durante cinco minutos. Utilizando uma pipeta,
retirar 50 mL do líquido sobrenadante, a partir de uma posição em torno de 5 cm abaixo da superfície
da preparação. Ao líquido restante, adicionar 50 mL de água, agitar, deixar em repouso durante cinco
minutos e retirar 50 mL do líquido da mesma forma que foi descrito anteriormente. Repetir o processo
até retirar um total de 400 mL. Transferir a suspensão para uma cápsula de porcelana, evaporar até
secura em banho-maria e dessecar em temperatura entre 100 ºC e105 ºC até peso constante. A massa
do resíduo não é superior a 25 mg (0,5%).
Partículas finas – Dispersar 5 g da amostra em 250 mL de água, agitar vigorosamente durante 2
minutos e transferir, imediatamente, para uma proveta de vidro (de 50 mm de diâmetro interno).
Utilizando uma pipeta, transferir 20 mL do líquido para um vidro de relógio. Evaporar até secura em
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 569
banho-maria e dessecar em temperatura entre 100 ºC e105 ºC até peso constante (m1). Deixar em
repouso a 20 ºC durante quatro horas a suspensão restante. Retirar 20 mL do líquido, a partir de uma
posição em torno de 5 cm abaixo da superfície da preparação, evitando dispersar o sedimento.
Transferir para um vidro de relógio, evaporar até secura em banho-maria e dessecar em temperatura
entre 100 ºC e105 ºC até peso constante (m2). O valor de m2 não é inferior a 70% do valor de m1.
Carbonato de amônio
CAS – [506-87-6].
Fórmula molecular e massa molar – (NH4)2CO3 – 96,09.
Especificação – Mistura em proporções variáveis de bicarbonato de amônio (NH4HCO3 – 79,06) e
carbamato de amônio (H2NCOONH4 – 78,07). Contém, no mínimo, 30,0% de NH3 (MM – 17,03)
(p/p).
Descrição – Massas cristalinas brancas, translúcidas, de odor amoniacal forte.
Solubilidade – Solúvel em água. Decompõe em água em ebulição.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor.
Carbonato de amônio SR
Especificação – Contém 15,8 g de carbonato de amônio em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor.
Carbonato de cálcio
CAS – [471-34-1].
Fórmula molecular e massa molar – CaCO3 – 100,09.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,5% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó branco, inodoro e insípido.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Carbonato de estrôncio
CAS – [1633-05-2].
Fórmula molecular e massa molar – SrCO3 – 147,63.
Descrição – Pó branco, inodoro e sem sabor.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Carbonato de lítio
CAS – [554-13-2].
Fórmula molecular e massa molar – Li2CO3 – 73,89.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,5%, em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó branco, leve, inodoro.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e muito pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Carbonato de potássio
CAS – [584-08-7].
Fórmula molecular e massa molar – K2CO3 – 138,20.
Descrição – Pó granular ou grânulos brancos ou quase brancos. Higroscópico.
Característica física – Temperatura de fusão: 891 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 570
Carbonato de sódio
CAS – [497-19-8].
Formula e massa molecular – Na2CO3 – 105,99.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó branco, higroscópico.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Carbonato de sódio SR
Especificação – Contém 10,6 g de carbonato de sódio em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Carvona
CAS – [2244-16-8].
Fórmula molecular e massa molar – C10H14O – 150,22.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,965. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,500.
Temperatura de ebulição: cerca de 230 ºC. Poder rotatório (20 ºC): cerca de +61º.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Catequina
CAS – [154-23-4].
Fórmula molecular e massa molar – C15H14O6.xH2O – 290,27 (para a substância anidra)
Características físicas – Faixa de fusão: 93 ºC a 96 ºC, ou 175 ºC a 177 ºC quando na forma anidra.
Cefalina
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 571
Especificação – Consiste em ésteres de ácido glicerofosfórico com ácidos graxos de cadeia longa,
sendo o grupo fosfato esferificado com etanolamina.
Descrição – Substância amorfa amarelada, de odor e sabor característicos.
Categoria – Hemostático local e reagente laboratorial em testes de função hepática.
Cefalina SR
Preparo - Adicionar 20 mL de acetona a uma quantidade de 0,5 a 1 g de pó de cérebro de boi, deixar
em repouso durante duas horas. Centrifugar durante dois minutos e decantar o líquido sobrenadante.
Secar o resíduo sob pressão reduzida. Adicionar 20 mL de clorofórmio ao material seco. Deixar em
repouso durante duas horas, com agitação ocasional. Depois de eliminar o material sólido, por
filtração ou centrifugação, evaporar o clorofórmio sob pressão reduzida. Colocar o resíduo em
suspensão em 5 a 10 mL de solução de cloreto de sódio a 0,9 % (p/v). Os solventes utilizados para
preparar este reagente contêm um antioxidante apropriado, tal como o butil hidroxianisol a 0,002%
(p/v).
Conservação – Utilizar em até três meses, após congelamento ou liofilização.
Celulose cromatográfica
CAS – [9004-34-6].
Sinonímia – Celulose para cromatografia.
Descrição – Pó fino, branco, homogêneo. O tamanho médio de partículas é de, no mínimo, 30 μm.
Categoria – Suporte para cromatografia.
Cianeto de potássio
CAS – [151-50-8].
Fórmula molecular e massa molar – KCN – 65,12.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino, massas ou grânulos brancos; deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 634 ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz.
Estabilidade – Decompõe-se gradualmente por exposição ao ar, dióxido de carbono e umidade.
Segurança – Veneno!
Cianeto de potássio SR
Preparo – Dissolver 50 g de cianeto de potássio em água destilada e completar o volume para 100
mL. Remover o chumbo dessa solução pela extração com porções sucessivas de solução extratora de
ditizona. Extrair a ditizona remanescente na solução de cianeto agitando com clorofórmio. Diluir a
solução de cianeto com água destilada suficiente para que, cada 100 mL, contenha 10 g de cianeto de
potássio
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Veneno!
Cianeto-amônia SR
Preparo – Dissolver 2 g de cianeto de potássio em 15 mL de hidróxido de amônio e diluir para 100
mL com água destilada.
Cianoacetato de etila
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 572
CAS – [105-56-6].
Fórmula molecular e massa molar – C5H7NO2 – 113,12.
Descrição – Líquido incolor ou amarelo-pálido.
Características físicas – Densidade (25 ºC): 1,056. Faixa de ebulição: 205 ºC a 209 ºC, com
decomposição.
Solubilidade – Pouco solúvel em água; miscível com álcool etílico e éter etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cicloexano
CAS – [110-82-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H12 – 84,16.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor característico (semelhante ao da gasolina).
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 80 ºC. Densidade:
aproximadamente 0,78. Índice de refração (20 ºC): 1,426 a 1,427.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com solventes orgânicos.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável.
Cinamato de benzila
CAS – [103-41-3].
Fórmula molecular e massa molar – C16H14O2 – 238,29.
Descrição – Cristais incolores ou amarelados.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 39 ºC.
Cinamato de metila
CAS – [103-26-4].
Fórmula molecular e massa molar – C10H10O2 – 162,19.
Descrição – Cristais incolores.
Características físicas – Faixa de fusão: 34 ºC a 36 ºC.
Temperatura de ebulição: cerca de 260 ºC. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,56.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Cinchonina
CAS – [118-10-5].
Fórmula molecular e massa molar – C19H22N2O – 294,40.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Características físicas – Poder rotatório específico (20 ºC): +225º a +230º, determinado em uma
solução a 5% (p/v) em álcool etílico. Temperatura de fusão: cerca de 263 ºC.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
1,8-Cineol
CAS – [470-82-6].
Sinonímia – Eucaliptol.
Fórmula molecular e massa molar – C10H18O – 154,25.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 0,922 a 0,927. Índice de refração (20 ºC): 1,456 a 1,459.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Citral
CAS – [5392-40-5].
Fórmula molecular e massa molar – C10H16O – 152,24.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 573
Citrato de amônio SR
Preparo – Dissolver 40 g de ácido cítrico em 90 mL de água destilada. Acrescentar duas ou três gotas
de vermelho de fenol a 0,1% (p/v) em álcool etílico. Adicionar, cuidadosamente, hidróxido de amônio
até que a solução adquira coloração avermelhada. Remover qualquer chumbo presente pela extração
com porções de 20 mL de solução extratora de ditizona até que a coloração verde-alaranjada na
solução de ditizona seja mantida.
Citrato cúprico SR
Preparo – Dissolver 25 g de sulfato cúprico penta-hidratado; 50 g de ácido cítrico monoidratado e
144 g de carbonato de sódio em água e diluir para 1000 mL com o mesmo solvente.
Citrato de sódio
CAS – [6132-04-3].
Sinonímia – Citrato trissódico.
Fórmula molecular e massa molar – C6H5Na3O7.2H2O – 294,10.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor salgado, refrescante. Deliquescente.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Citronelal
CAS – [106-23-0].
Fórmula molecular e massa molar – C10H18O – 154,25.
Descrição – Líquido incolor ou amarelo-claro.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 0,848 a 0,856. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,446.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Citronelol
CAS – [106-22-9].
Fórmula molecular e massa molar – C10H20O – 156,27.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 0,857. Índice de refração (20 ºC): 1,456. Faixa de
ebulição: 220 ºC a 222 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Cloramina-T
CAS – [7080-50-4].
Sinonímia – Sal sódico tri-hidratado da N-cloro-ptoluenossulfonamida.
Fórmula molecular e massa molar – C7H7ClNNaO2S.3H2O – 281,69.
Descrição – Cristais eflorescentes brancos ou levemente amarelados ou pó cristalino.
Característica física – Faixa de fusão: 167 ºC a 170 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 574
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, solúvel em álcool etílico com decomposição, insolúvel
em benzeno, clorofórmio e éter etílico.
Conservação – Em recipientes perfeitamente fechados, protegidos da luz, em refrigerador.
Clorato de potássio
CAS – [3811-04-9].
Fórmula molecular e massa molar – KClO3 – 122,55.
Descrição – Cristais, grânulos ou pó, branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: 368 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Evitar o contato com materiais orgânicos ou outras substâncias oxidáveis.
Cloreto cobaltoso
CAS – [7791-13-1].
Sinonímia – Cloreto de cobalto(II).
Fórmula molecular e massa molar – CoCl2.6H2O – 237,93.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino ou cristais vermelho-violáceos.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto cobaltoso SR
Especificação – Contém 6,5 g de cloreto cobaltoso, adicionados de 70 mL de ácido clorídrico SR e
água suficiente para completar 100 mL.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto de acetila
CAS – [75-36-5].
Fórmula molecular e massa molar – C2H3ClO – 78,50.
Descrição – Líquido límpido e incolor. Inflamável. Decompõe em contato com água e com álcool
etílico.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,10. Temperatura de ebulição: 52 ºC.
Miscibilidade – Miscível com cloreto de etileno, éter etílico e ácido acético glacial.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante para os olhos.
Cloreto de alumínio SR
Preparo – Dissolver duas partes de cloreto de alumínio hexa-hidratado em água suficiente para três
partes. Tratar a solução com carvão ativado, filtrar e, se necessário, ajustar o pH para 1,5 com
hidróxido de sódio a 1% (p/v).
Cloreto de amônio
CAS – [12125-02-9].
Fórmula molecular e massa molar – NH4Cl – 53,49.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor salgado. Higroscópico.
Característica física – Sublima sem fundir a 338 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Cloreto de amônio SR
Especificação – Contém 10,7 g em 100 mL de solução aquosa (aproximadamente 2 M).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto de bário
CAS – [10326-27-9].
Fórmula molecular e massa molar – BaCl2.2H2O – 244,27.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Tóxico.
Cloreto de bário SR
Especificação – Contém 10 g em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto de benzalcônio
CAS – [8001-54-5].
Fórmula molecular e massa molar – [C6H5CH2 N(CH3 )2R]+ Cl- - 360,00 (média)
Composição química – Mistura de cloretos de alquildimetilbenzilamônio, em que R representa
alquila, a partir de n-C8H17 e homólogos superiores: n-C12H25, n-C14H29, n-C16H33, em maior
proporção.
Especificação – Contém, no mínimo, 95,0% em relação à substância dessecada. Conteúdo dos
homólogos alquilados presentes, em relação ao total calculado sobre base seca: n-C12H25: no mínimo
40,0% (p/p); n-C14H29: no mínimo 10,0% (p/p); soma dos dois homólogos: no mínimo 70,0% (p/p).
Descrição – Pó amorfo ou massa gelatinosa branca ou branco-amarelada, de odor aromático e de
sabor amargo.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico. Em solução aquosa, forma espuma sob
agitação.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 576
Cloreto de benzetônio
CAS – [121-54-0].
Fórmula molecular e massa molar – C27H42ClNO2.H2O – 466,10.
Descrição – Cristais incolores ou pó fino, branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 163 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Cloreto de benzila
CAS – [100-44-7].
Sinonímia – Clorometilbenzeno.
Fórmula molecular e massa molar – C7H7Cl – 126,58.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 1,100. Temperatura de ebulição: 179 ºC. Faixa de fusão:
-48 ºC a -43 ºC.
Solubilidade – Insolúvel em água; miscível com álcool etílico, clorofórmio e éter etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor.
Cloreto de cálcio
CAS – [10043-52-4].
Fórmula molecular e massa molar – CaCl2 –110,98.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0%(p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Grânulos brancos e secos. Deliquescentes.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Categoria – Dessecante.
Cloreto de cálcio SR
Especificação – Contem 7,35 g de cloreto de cálcio em 100 mL de solução aquosa (aproximadamente
0,5 M).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto de césio
CAS – [7647-17-8].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 577
Cloreto de magnésio
CAS – [7791-18-6].
Fórmula molecular e massa molar – MgCl2 6H2O – 203,30.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0 % (p/p).
Descrição – Cristais incolores, de sabor amargo. Higroscópico.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Cloreto de mercúrio(II)
CAS – [7487-94-7].
Sinonímia – Cloreto mercúrico.
Fórmula molecular e massa molar – HgCl2 – 271,50.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0%(p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco ou quase branco, ou massa cristalizada;
inodoro.
Característica física – Temperatura de fusão: 277 ºC (volatiliza à temperatura de, aproximadamente,
300 ºC).
Solubilidade – Solúvel em água e em glicerol, facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Irritante. Cáustico. Tóxico. Poluente.
Informação adicional – Antídoto: dimercaprol.
Cloreto de metileno
CAS – [75-09-2].
Sinonímia – Diclorometano.
Fórmula molecular e massa molar – CH2Cl2 – 84,93.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor semelhante ao do clorofórmio.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 40 ºC. Densidade:
aproximadamente 1,32. Índice de refração (20 ºC):1 ,424.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Irritante. Tóxico.
Cloreto de metiltionínio
CAS – [7220-79-3].
Sinonímia – Cloreto de metiltionínio tri-hidratado, azul de metileno.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 578
Cloreto de metiltionínio SR
Sinonímia – Azul de metileno SR.
Preparo – Dissolver 23 mg de cloreto de metiltionínio em quantidade suficiente de água para preparar
100 mL.
Cloreto de níquel(II)
CAS – [7791-20-0]
Fórmula molecular e massa molar – NiCl2.6H2O – 237,68.
Descrição – Pó cristalino verde. Higroscópico.
Cloreto de nitrobenzoíla
CAS – [122-04-3].
Fórmula molecular e massa molar – C7H4ClNO3 – 185,57.
Descrição – Cristais amarelos, de odor pungente.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 73 ºC.
Cloreto de ouro
CAS – [16961-25-4].
Fórmula molecular e massa molar – HAuCl4.3H2O – 393,82.
Descrição – Cristais monoclínicos amarelo-avermelhado a amarelo-dourado. Muito higroscópio e
deliquescente.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Cloreto de ouro SR
Preparo – Dissolver 1 g de cloreto de ouro em 35 mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Cloreto de paládio
CAS – [7647-10-1].
Fórmula molecular e massa molar – PdCl2 – 177,32.
Especificação – Contém, no mínimo, 59,0% (p/p) de paládio.
Descrição – Pó cristalino marrom-avermelhado.
Característica física – Em altas temperaturas decompõe-se em paládio e cloro.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Tóxico.
Cloreto de potássio
CAS – [7447-40-7].
Fórmula molecular e massa molar – KCl – 74,55.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0%(p/p), em relação à substância dessecada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 579
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor salino, fracamente amargo.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloreto de sódio
CAS – [7647-14-5].
Fórmula molecular e massa molar – NaCI – 58,44.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor salino.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Informação adicional – Sal isento de aditivo.
Cloreto estanoso
CAS – [10025-69-1].
Fórmula molecular e massa molar – SnCl2.2H2O – 225,64.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou quase incolores.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico, em ácido acético glacial,
e em ácido clorídrico diluído e concentrado.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do ar e do calor.
Cloreto estanoso SR
Especificação – Contém 10% (p/v) de cloreto estanoso em ácido clorídrico.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger da luz.
Cloreto férrico
CAS – [10025-77-1].
Sinonímia – Cloreto de ferro hexaidratado.
Fórmula molecular e massa molar – FeCl3.6H2O – 270,30.
Especificação – Contém, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Massa cristalizada, amarelo-alaranjada ou marrom. Deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 37 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 580
Cloreto platínico SR
Sinonímia – Cloreto de platina SR.
Preparo – Dissolver 2,6 g de ácido cloroplatínico em água e completar o volume para 20 mL.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Cloridrato de benzoíla
CAS – [98-88-4].
Fórmula molecular e massa molar – C7H5ClO – 140,57.
Descrição – Líquido incolor. Decompõe em água e álcool etílico.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,21. Temperatura de ebulição: cerca de 197 ºC.
Cloridrato de (2-cloroetil)dietilamina
CAS – [869-24-9].
Fórmula molecular e massa molar – C6H14ClN.HCl – 172,10.
Descrição – Pó cristalino branco.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool metílico, facilmente solúvel em cloreto de
metileno, praticamente insolúvel em n-hexano.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 211 ºC.
Cloridrato de dimetil-p-fenilenodiamina
CAS – [536-46-9].
Sinonímia – Dicloridrato de N,N-dimetil-p-fenilenodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C8H12N2.2HCl – 209,12.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco. Higroscópico.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Cloridrato de o-fenilenodiamina
CAS – [615-28-1].
Sinonímia – Dicloridrato de 1,2-benzenodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C6H8N2.2HCl – 181,06.
Descrição – Pó branco ou levemente rosado.
Cloridrato de p-fenilenodiamina
CAS – [624-18-0].
Sinonímia – Dicloridrato de 1,4-benzenodiamina.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 581
Cloridrato de fenilidrazina
CAS – [59-88-1].
Fórmula molecular e massa molar – C6H8N2.HCl – 144,60.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco, torna-se marrom pela exposição ao ar.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 245 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Protegido da luz.
Cloridrato de fenilidrazina SR
Preparo - Dissolver 0,9 g de cloridrato de fenilidrazina em 50 mL de água. Descorar com carvão
ativado e filtrar. Recolher o filtrado em balão volumétrico de 250 mL, adicionar 30 mL de ácido
clorídrico e completar o volume com água.
Cloridrato de hidrastina
CAS – [5936-28-7].
Fórmula molecular e massa molar – C21H22ClNO6 – 419,86.
Descrição – Pó branco ou quase branco. Higroscópico.
Características físicas – Poder rotatório (17 ºC): cerca de +127º. Temperatura de fusão: cerca a 116
ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico.
Cloridrato de hidroxilamina
CAS – [5470-11-1].
Fórmula molecular e massa molar – NH4ClO – 69,49.
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 151 ºC .
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Cloridrato de hidroxilamina SR
Preparo – Dissolver 5 g em 5 mL de água quente. Completar o volume para 100 mL com álcool
etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável.
Cloro SR
Especificação – Solução saturada de cloro em água.
Conservação – Em frascos completamente cheios e bem fechados.
Armazenamento – Em local frio, protegido da luz e do ar.
Estabilidade – Preparar a solução imediatamente antes do uso.
Informações adicionais – A solução tende a se deteriorar mesmo se protegida da luz e do ar.
p-Cloroacetanilida
CAS – [539-03-7].
Fórmula molecular e massa molar – C8H8ClNO – 169,61.
Descrição – Pó cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 178 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Clorobenzeno
CAS – [108-90-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H5Cl – 112,56.
Descrição – Líquido incolor, refringente, de odor característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 132 ºC. Densidade:
aproximadamente 1,11. Índice de refração (20 ºC): 1,5251.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
1-Cloro-2,4-dinitrobenzeno
CAS – [97-00-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H3ClN2O4 – 202,55.
Descrição – Cristais amarelo-pálidos ou pó cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 51 ºC.
Clorofórmio
Sinonímia – Triclorometano.
Fórmula molecular e massa molar – CHCl3 – 119,37.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,9 % (p/p).
Descrição – Líquido móvel, incolor, odor adocicado.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,48. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 62 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Tóxico.
Clorotiazida
CAS – [58-94-6].
Fórmula molecular e massa molar – C7H6ClN3O4S2 – 295,73.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco, inodoro.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 340 ºC, com decomposição.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 583
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, ligeiramente solúvel em acetona, pouco solúvel em
álcool etílico. Solúvel em soluções diluídas de de hidróxidos alcalinos.
Cobaltinitrito de sódio
CAS – [13600-98-1].
Fórmula molecular e massa molar – Na3CoN6O12 – 403,93.
Descrição – Pó cristalino amarelo-alaranjado.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados
Cobaltinitrito de sódio SR
Especificação – Contém 10 g de cobaltinitrito de sódio em 100 mL de água.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Cobre
CAS – [7440-50-8].
Elemento e massa atômica – Cu – 63,546.
Descrição – Lâmina, fio, pó ou fragmento, de cor avermelhada e lustre metálico.
Conservação – Em recipientes não metálicos.
o-Cresol
CAS – [95-48-7].
Sinonímia – 2-Metilfenol.
Fórmula molecular e massa molar – C7H8O – 108,14.
Descrição – Líquido ou sólido, incolor a amarelo-marrom, que se cora pela luz e na presença de
oxigênio, de odor fenólico. Deliquescente.
Características físicas – Temperatura de fusão: aproximadamente 30 ºC. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 191 ºC. Densidade: aproximadamente 1,03. Índice de refração (20 ºC): 1,540 -
1,550.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e solúvel em soluções de hidróxidos alcalinos; miscível
com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz, umidade e oxigênio.
Segurança – Irritante. Cáustico. Tóxico.
Categoria – Desinfetante.
Cromato de potássio
CAS – [7789-00-6].
Fórmula molecular e massa molar – K2CrO4 – 194,19.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais ou pó cristalino amarelo.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Oxidante. Poluente.
Cromato de potássio SR
Especificação – Contém 10% (p/v) de cromato de potássio em água.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 584
Cromotropato dissódico
CAS – [5808-22-0].
Sinonímia – Sal dissódico do ácido cromotrópico di-hidratado.
Fórmula molecular e massa molar – C10H6Na2O8S2.2H2O – 400,28.
Descrição – Pó branco-amarelado.
Solubilidade – Solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Desoxicolato de sódio
CAS – [302-95-4].
Fórmula molecular e massa molar – C24H39NaO4 – 414,56.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Dextrana
CAS – [9004-54-0]
Descrição – Pó.
Solubilidade – Solúvel em água.
Dextrana 5%
Preparação – Pesar 5 g de dextrana e transferir para um balão volumétrico de 100 mL. Acrescentar
água destilada em quantidade suficiente para 100 mL. Se possível, manter a solução estéril usando
sistema de filtração esterilizante com filtros de porosidade de 0,22 µm.
Dextrose
Usar glicose.
Diacetato de clorexidina
Usar acetato de clorexidina.
1,8-Diaminonaftaleno
CAS – [479-27-6].
Sinonímia – 1,8-Naftalenodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C10H10N2 – 158,20.
Descrição – Cristais sublimáveis.
Característica física – Faixa de fusão: 63 ºC a 67 ºC.
Diaveridina
CAS – [5355-16-8].
Sinonímia – 5-[(3,4-Dimetoxifenil)metil]-2,4- pirimidinodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C13H16N4O2 – 260,30.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 233 ºC.
2,6-Dibromoquinona-4-clorimida
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 585
CAS – [537-45-1].
Fórmula molecular e massa molar – C6H2Br2ClNO – 299,35.
Descrição – Pó cristalino amarelo.
Característica física – Faixa de fusão: entre 82 ºC e 84ºC.
Solubilidade – Insolúvel em água e solúvel em álcool etílico e em soluções de hidróxidos alcalinos
diluídas.
Conservação – Em recipientes fechados.
Dibutilamina
CAS – [111-92-2].
Fórmula molecular e massa molar – C8H19N – 129,25.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Temperatura de ebulição: cerca de 159 ºC. Índice de refração (20 ºC): cerca
de 1,417.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Dicloreto de etileno
CAS – [107-06-2].
Sinonímia – 1,2-Dicloroetano.
Fórmula molecular e massa molar – C2H4Cl2 – 98,96.
Descrição – Líquido incolor e límpido, de odor similar ao do clorofórmio.
Características físicas – Temperatura de ebulição: em torno de 83 ºC. Densidade (20 ºC): em torno
de 1,25. Índice de refração (20 ºC): 1,444.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Tóxico. Inflamável.
Dicloridrato de N-(1-naftil)etilenodiamina
CAS – [1465-25-4].
Sinonímia – Dicloridrato de N-1-naftalenil-1,2- etanodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C12H14N2.2HCl – 259,18.
Descrição – Pó branco ou branco-amarelado.
Caraterística física – Faixa de fusão: 188 ºC a 190 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Dicloridrato de N-(1-naftil)etilenodiamina SR
Sinonímia – Reagente de Bratton-Marshall.
Preparo – Dissolver 0,1 g de dicloridrato de N-(1-naftil)etilenodiamina em 100 mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
2,6-Dicloroquinona-4-clorimida
CAS – [101-38-2].
Sinonímia – Reagente de Gibbs, 2,6-dicloro-4- (cloroimino)-2,5-cicloexadien-1-ona.
Fórmula molecular e massa molar – C6H2Cl3NO – 210,45.
Descrição – Pó cristalino amarelo ou alaranjado.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 66 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e em soluções alcalinas
diluídas.
Sinonímia – 1-(2,6-diclorofenil)indolin-2-ona.
Fórmula molecular e massa molar – C14H9Cl2NO – 278,14.
Descrição – Pó cristalino branco.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
2,6-Dicloroindofenol sódico
CAS – [620-45-1].
Sinonímia – 2,6-Diclorofenolindofenol sódico.
Fórmula molecular e massa molar – C12H6Cl2NNaO2 – 290,08.
Descrição – Pó verde-escuro. A solução aquosa apresenta coloração azul-escura e quando acidificada
torna-se rosa.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Dicromato de potássio
CAS – [7778-50-9].
Fórmula molecular e massa molar – K2Cr2O7 – 294,18.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,8%o (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais vermelho-alaranjados. Inodoro.
Solubilidade – Solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Cáustico. Oxidante. Poluente.
Dicromato de potássio SR
Especificação – Contém 5% (p/v) de dicromato de potássio em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Cáustico. Oxidante. Poluente.
Dietilamina
CAS – [109-89-7].
Fórmula molecular e massa molar – C4H11N – 73,14.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor amoniacal, fortemente alcalina.
Características físicas – Faixa de ebulição: 55 ºC a 58 ºC. Índice de refração (20 ºC): 1,386.
Densidade (20 ºC): aproximadamente 0,707.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Inflamável.
Dietilaminoetildextrano
CAS – [9015-73-0].
Fórmula molecular e massa molar – C12H28N2O – 216,37.
Descrição – Pó.
Solubilidade – Solúvel em água.
Dietilditiocarbamato de prata
CAS – [1470-61-7].
Fórmula molecular e massa molar – C5H10AgNS2 – 256,13.
Descrição – Pó amarelo-claro a amarelo-acinzentado.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em piridina.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 587
Dietilditiocarbamato de prata SR
Especificação – Contém 0,5% (p/v) de dietilditiocarbamato de prata em piridina.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Segurança – Tóxico.
Dietilditiocarbamato de sódio
CAS – [20624-25-3].
Fórmula molecular e massa molar – C5H10NNaS2.3H2O – 225,30.
Descrição – Cristais brancos,quase brancos ou incolores.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
N,N-dietiletilenodiamina
CAS – [100-36-7].
Sinonímia – N,N-Dietil-1,2-diaminoetano.
Fórmula molecular e massa molar – C6H16N2 – 116,21.
Descrição – Líquido de aparência levemente oleosa, incolor ou levemente amarelado, com forte odor
amoniacal, irritante para a pele, olhos e membranas mucosas.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 0,827. Faixa de ebulição: 145 ºC a 147 ºC.
Água (5.2.20.1) – Determinar em 0,5 g. No máximo 1,0%.
Dietilftalato
CAS – [84-66-2].
Fórmula molecular e massa molar – C12H14O4 – 222,24.
Descrição – Líquido oleoso incolor e praticamente inodoro.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Características físicas – Densidade: 1,118. Temperatura de ebulição: 295 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água, álcool etílico, éter etílico e outros solventes orgânicos.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante.
Difenilamina
CAS – [122-39-4].
Fórmula molecular e massa molar – C12H11N – 169,23.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Características físicas – Temperatura de fusão: cerca de 55 ºC. Temperatura de ebulição: 302 ºC.
Perde a cor em presença de luz.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico. Forma sal em solução com ácidos
fortes.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Difenilamina SR
Preparo – Dissolver 1 g de difenilamina em 100 mL de ácido sulfúrico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Difenilbenzidina
CAS – [531-91-9].
Sinonímia – N,N’-Difenilbenzidina.
Fórmula molecular e massa molar – C24H20N2 – 336,44.
Descrição – Pó cristalino branco ou levemente cinza.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 248 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 588
Difenilborato de aminoetanol
CAS – [524-95-8].
Fórmula molecular e massa molar – C14H16BNO – 225,10.
Descrição – Pó cristalino branco ou amarelado.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 193 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Difenilborato de aminoetanol SR
Preparo – Dissolver 1 g de difenilborato de aminoetanol em álcool metílico e completar o volume
para 100 mL com o mesmo solvente.
Difenilcarbazida
CAS – [140-22-7].
Fórmula molecular e massa molar – C13H14N4O – 242,28.
Descrição – Pó cristalino branco; torna-se róseo pela exposição ao ar.
Característica física – Faixa de fusão: 168 ºC a 171 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, solúvel em acetona, em álcool etílico e ácido acético
glacial.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz e do ar.
Difenilcarbazida SR
Especificação – Contém 1% (p/v) de difenilcarbazida em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Inflamável.
Difenilcarbazona
CAS – [538-62-5].
Fórmula molecular e massa molar – C13H12N4O – 240,27.
Descrição – Cristais de coloração laranja-avermelhada.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 157 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Difenilcarbazona-azul de bromofenol SR
Preparo – Em balão volumétrico de 25 mL, dissolver 12 mg de difenilcarbazona e 12,5 mg de azul
de bromofenol em 15 mL de álcool etílico. Completar o volume com álcool etílico.
Conservação – Acondicionar a solução em recipiente de vidro âmbar em temperatura entre 4 ºC e 8
ºC.
Difenilcarbazona mercúrica SR
Solução A – Dissolver 0,1 g de difenilcarbazona em álcool etílico e completar o volume para 50 mL
com o mesmo solvente.
Solução B – Dissolver 1 g de cloreto de mercúrio(II) em álcool etílico e completar o volume para 50
mL com o mesmo solvente.
Preparo – Misturar volumes iguais das Soluções A e B no momento do uso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 589
N,N’-Di-isopropiletilenodiamina
CAS – [4013-94-9]
Fórmula molecular e massa molar – C8H20N2 – 144,26.
Descrição – Líquido incolor ou amarelado. Corrosivo, inflamável e higroscópico.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,798. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,429.
Temperatura de ebulição: cerca de 170 ºC.
Dimetilacetamida
CAS – [127-19-5].
Fórmula molecular e massa molar – C4H9NO – 87,12.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Temperatura de ebulição: cerca de 165 ºC. Índice de refração (20 ºC): cerca
de 1,437. Densidade (20 ºC): cerca de 0,94.
Miscibilidade – Miscível com água e com a maioria dos solventes orgânicos.
Conservação – Em recipientes fechados.
p-Dimetilaminobenzaldeído
CAS – [100-10-7].
Sinonímia – 4-Dimetilaminobenzaldeído e Reagente de Ehrlich.
Fórmula molecular e massa molar – C9H11NO – 149,19.
Descrição – Pó cristalino, branco a fracamente amarelado.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 74 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico e em soluções ácidas diluídas.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
p-Dimetilaminobenzaldeído SR
Preparo – Dissolver, sem aquecimento, 0,2 g de p-dimetilaminobenzaldeído em mistura de 4,5 mL
de água e 5,5 mL de ácido clorídrico. Preparar imediatamente antes do uso.
p-Dimetilaminobenzaldeído SR1
Preparo – Dissolver 0,2 g de p-dimetilaminobenzaldeído em 20 mL de álcool etílico e adicionar 0,5
mL de ácido clorídrico. Agitar a solução com carvão ativado e filtrar. A coloração da solução é menos
intensa do que uma solução de iodo a 0,0001 M recentemente preparada. Utilizar imediatamente após
o preparo.
p-Dimetilaminobenzaldeído SR2
Sinonímia – Reagente de Wasicky.
Preparo – Dissolver 0,5 g de p-dimetilaminobenzaldeído em 8,5 mL de ácido sulfúrico e adicionar,
cuidadosamente, a 8,5 mL de água.
4-Dimetilaminocinamaldeído
CAS – [6203-18-5].
Fórmula molecular e massa molar – C11H13NO – 175,23.
Descrição – Cristais alaranjados ou marrom-alaranjados ou pó.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 138 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico, acetona e benzeno.
2,6-Dimetilanilina
CAS – [87-62-7].
Sinonímia – 2,6-Xilidina.
Fórmula molecular e massa molar – C8H11N – 121,18.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 590
N,N-Dimetilanilina
CAS – [121-69-7].
Sinonímia – N,N-Dimetilbenzenamina.
Fórmula molecular e massa molar – C8H11N – 121,18.
Descrição – Líquido oleoso, límpido, praticamente incolor, escurece durante o armazenamento.
Característica física –Faixa de destilação: 192 ºC a 194 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e éter etílico.
1,1-Dimetiletilamina
CAS – [75-64-9].
Sinonímia – terc-Butilamina.
Fórmula molecular e massa molar – C4H11N – 73,14.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,694.
Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,378. Temperatura de ebulição: cerca de 46 ºC.
2,5-Dimetilfenol
CAS – [95-87-4].
Sinonímia – p-Xilenol.
Fórmula molecular e massa molar – C8H10O – 122,17.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 74,5 ºC.
Dimetilformamida
CAS – [68-12-2].
Fórmula molecular e massa molar – C3H7NO – 73,10.
Descrição – Líquido límpido, incolor, com odor semelhante ao de aminas.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 153 ºC. Densidade:
aproximadamente 0,95. Índice de refração (20 ºC): 1,428.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Tóxico.
Dimetilsulfóxido
CAS – [67-68-5].
Sinonímia – DMSO.
Fórmula molecular e massa molar – C2H6OS – 78,13.
Descrição – Líquido incolor e inodoro. Higroscópico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 189 ºC. Densidade:
aproximadamente 1,10. Índice de refração (20 ºC): 1,479.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenagem – Proteger da umidade e da exposição à luz.
Segurança – Irritante.
1,3-Dinitrobenzeno
CAS – [99-65-0].
Fórmula molecular e massa molar – C6H4N2O4 – 168,11.
Descrição – Cristais amarelados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 591
1,3-Dinitrobenzeno SR
Especificação – Contém 1% (p/v) de 1,3-dinitrobenzeno em álcool etílico.
Conservação – Recipiente bem fechado.
Dioxano
CAS – [123-91-1].
Sinonímia – 1,4-Dioxano, dióxido de etileno, dioxano.
Fórmula molecular e massa molar – C4H8O2 – 88,11.
Descrição – Líquido límpido, incolor, com odor semelhante ao de éter etílico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: em torno de 101 ºC. Densidade: em torno de 1,03.
Índice de refração (20 ºC): 1,421 a 1,424.
Miscibilidade – Miscível com água e com a maioria dos solventes orgânicos.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante. Tóxico. Inflamável.
Dióxido de enxofre
CAS – [7446-09-5].
Sinonímia – Anidrido sulfuroso.
Fórmula molecular e massa molar – SO2 – 64,06.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0%(v/v).
Descrição – Gás incolor, de odor característico, sufocante.
Conservação – Em cilindros pressurizados.
Segurança – Irritante. Tóxico.
Dióxido de manganês
CAS – [1313-13-9].
Fórmula molecular e massa molar – MnO2 – 86,94.
Descrição – Pó fino preto ou marrom-escuro.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Oxidante enérgico.
Dipropilenoglicol
CAS – [25365-71-8].
Sinonímia – 1,1’-Óxido-2-propanol.
Fórmula molecular e massa molar – C6H14O3 – 134,18.
Descrição – Líquido incolor, praticamente sem odor.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,02. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 230 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Em locais bem ventilados.
Dissulfeto de carbono
CAS – [75-15-0].
Fórmula molecular e massa molar – CS2 – 76,14.
Descrição – Líquido incolor ou amarelado.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,26. Faixa de ebulição: 46 ºC a 47 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e miscível com álcool etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 592
Ditiol
CAS – [496-74-2].
Sinonímia – 1,2-Dimercapto-4-metilbenzeno; tolueno-3,4-ditiol.
Fórmula molecular e massa molar – C7H8S2 – 156,27.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: 31 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool metílico e em soluções de hidróxidos alcalinos.
Ditiol SR
Especificação – Contém 0,5 g de ditiol em 100 mL de álcool etílico.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Segurança – Inflamável.
Ditiotreitol
CAS – [3483-12-3].
Fórmula molecular e massa molar – C4H10O2S2 – 154,24.
Descrição – Cristais brancos.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, em acetona e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ditizona
CAS – [60-10-6].
Sinonímia – Difeniltiocarbazona.
Fórmula molecular e massa molar – C13H12N4S – 256,33.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino marrom-escuro.
Característica física – Temperatura de fusão: 168 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Ditizona SR
Especificação – Contém 0,05% (p/v) de ditizona em tetracloreto de carbono.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Veneno!
Edetato dissódico
CAS – [6381-92-6].
Sinonímia – EDTA dissódico; Sal dissódico di-hidratado do ácido(etilenodinitrila) acético
Fórmula molecular e massa molar – C10H14N2Na2O8.2H2O – 372,24.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino branco, de sabor salino fraco.
Solubilidade – Solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Quelante.
Emodina
CAS – [518-82-1]
Fórmula molecular e massa molar – C15H10O5 – 270,25
Descrição – Agulhas vermelho-alaranjadas.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e em soluçõesde hidróxidos
alcalinos.
Enxofre
CAS – [7704-34-9]
Elemento e massa atômica – S – 32,1
Descrição – Pó leve, amarelo acinzentado, ou amarelo esverdeado.
Escina
CAS – [11072-93-8]
Especificação – Mistura de saponinas obtidas de sementes de Aesculus hippocastanum L.
Descrição – Pó amorfo, fino, quase branco, ou avermelhado, ou amarelado.
Estanho metálico
CAS – [7440-31-5]
Elemento e massa atômica – Sn – 118,71
Especificação – Pureza de, no mínimo, 99,5%.
Descrição – Grânulos cinzas.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 231,9 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz e do calor.
Segurança – Irritante.
Estearato de metila
CAS – [112-61-8]
Fórmula molecular e massa molar – C19H38O2 – 298,50
Descrição – Cristais brancos ou massa cristalina branca ou amarelo–pálida.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 38 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 594
Estolato de eritromicina
CAS – [3521-62-8]
Fórmula molecular e massa molar – C52H97NO18S – 1056,43.
Característica física – Faixa de fusão:135 ºC a 138 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico, solúvel em
acetona. É praticamente insolúvel em ácido clorídrico diluído.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz e calor.
Classe terapêutica – Antibacteriano.
Éter de petróleo
CAS – [8032-32-4].
Sinonímia – Benzina.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, de odor característico. Não fluorescente.
Características físicas – Faixa de ebulição: 40 ºC a 60 ºC. Densidade: 0,630 a 0,656.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Segurança – Inflamável.
Éter etílico
CAS – [60-29-7].
Fórmula molecular e massa molar – C4H10O – 74,12
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (v/v).
Descrição – Líquido límpido, incolor, muito volátil, de odor característico, pungente. Higroscópico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 35 ºC. Densidade:
aproximadamente 0,715. Índice de refração (20 ºC): 1,355.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor (não exceder a temperatura de 15 ºC).
Categoria – Anestésico.
Segurança – Inflamável. Risco de explosão.
Éter isopropílico
CAS – [108-20-3].
Sinonímia – Éter di-isopropílico.
Fórmula molecular e massa molar – C6H14O – 102,18.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Faixa de ebulição: 67 ºC a 69 ºC. Densidade (20 ºC): 0,723 a 0,728.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 595
Etilenoglicol
CAS – [107-21-1].
Sinonímia – 1,2-Etanodiol.
Fórmula molecular e massa molar – C2H6O2 – 62,07.
Descrição – Líquido viscoso, incolor.
Características físicas – Temperatura de ebulição: em torno de 196 ºC. Densidade (20 ºC): 1,113 a
1,115.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Etilparabeno
CAS – [120-47-8].
Fórmula molecular e massa molar – C9H10O3 – 166,18.
Descrição – Cristais pequenos e incolores ou pó branco.
Características físicas – Temperatura de fusão: 116 ºC. Faixa de ebulição: 297 ºC a 298 ºC, com
decomposição.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em acetona, álcool etílico e éter etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Categoria – Conservante.
Eugenol
CAS – [97-53-0].
Fórmula molecular e massa molar – C10H12O2 – 164,20.
Descrição – Líquido oleoso, incolor ou levemente amarelado. Escurece e torna-se mais viscoso com
a exposição à luz e com o contato com o ar.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,07. Temperatura de ebulição: cerca de 250 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico, óleos graxos e óleos
essenciais.
Armazenamento – A preparação liofilizada deve ser armazenada a uma temperatura de -20 ºC. A
preparação congelada deve ser armazenada a uma temperatura inferior a -20 ºC.
1,10-Fenantrolina
CAS – [5144-89-8].
Sinonímia – Ortofenantrolina.
Fórmula molecular e massa molar – C12H8N2.H2O – 198,23.
Descrição – Pó cristalino branco.
Característica física – Faixa de fusão: 100 ºC a 104 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em acetona e em álcool etílico.
Categoria – Indicador para sistemas de oxirredução; reagente para colorimetria.
DL-Fenilalanina
CAS – [150-30-1].
Fórmula molecular e massa molar – C9H11NO2 – 165,19.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0%.
Descrição – Cristais monoclínicos.
Característica física – Sublima no vácuo.
Fenol
CAS – [108-95-2].
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O – 94,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p).
Descrição – Massa cristalina ou cristais. Incolores,fracamente róseos ou amarelados, de odor
característico. Deliquescente.
Características físicas – Temperatura de fusão: aproximadamente 43 ºC. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 180 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água, muito solúvel em álcool etílico, em glicerol e em cloreto de metileno.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor.
Rotulagem – Deve indicar o nome e a quantidade do estabilizante.
Categoria – Desinfetante.
Segurança – Cáustico. Tóxico.
Fenolftaleína
CAS – [77-09-8].
Fórmula molecular e massa molar – C20H14O4 – 318,33.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino ou amorfo, branco ou levemente amarelado. Inodoro.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 258 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Indicador ácido-base.
2-Fenoxietanol
CAS – [122-99-6].
Fórmula molecular e massa molar – C8H10O2 – 138,17.
Descrição – Líquido incolor, fracamente viscoso, de odor aromático fraco e de sabor ardente.
Características físicas – Densidade (20 ºC): aproximadamente 1,11. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 245 ºC. Índice de refração (20 ºC): 1,534.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Conservante.
Ferricianeto de potássio
CAS – [13746-66-2].
Fórmula molecular e massa molar – K3Fe(CN)6 – 329,25.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,9% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais vermelhos.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Ferricianeto de potássio SR
Especificação – Contém 5% (p/v) de ferricianeto de potássio em água.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger da luz.
Ferrocianeto de potássio
CAS – [14459-95-1].
Fórmula molecular e massa molar – K4Fe(CN)6.3H2O – 422,39.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais transparentes ou pó cristalino, amarelo. Eflorescente. Torna-se anidro a 100 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Ferrocianeto de potássio SR
Especificação – Contém 5,3% (p/v) de ferrocianeto de potássio em água (aproximadamente 0,125
M).
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
Fibrinogênio
CAS – [9001-32-5].
Ver monografia de Fibrinogênio humano liofilizado.
Floroglucina SR
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 598
Preparo – Dissolver 1 g de floroglucinol em álcool etílico e diluir para 100 mL com o mesmo
solvente.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Floroglucinol
CAS – [6099-90-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O3.2H2O – 162,14.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco, ou amarelo-claro.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico e éter etílico.
Fluoreto de amônio
CAS – [12125-01-8].
Fórmula molecular e massa molar – NH4F – 37,04.
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 100 ºC.
Conservação – Proteger da luz, calor e umidade.
Segurança – Irritante.
Fluoreto de cálcio
CAS – [7789-75-5].
Fórmula molecular e massa molar – CaF2 – 78,07.
Descrição – Cristais ou pó branco.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Fluoreto de sódio
CAS – [7681-49-4].
Fórmula molecular e massa molar – NaF – 41,99.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 599
Fluoreto de sódio SR
Preparo – Secar, aproximadamente, 0,5 g de fluoreto de sódio à temperatura de 200 ºC, por quatro
horas. Pesar, com exatidão, cerca de 0,222 g de material seco,dissolver em água e completar o volume
para 100 mL com o mesmo solvente. Pipetar 10 mL desta solução, transferir para balão volumétrico
de 1000 mL e completar o volume com água. Cada mL desta solução equivale a 10 μg de flúor.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Formaldeído, solução
Sinonímia – Formol, formalina.
Fórmula molecular e massa molar – CH2O – 30,03.
Especificação – Contém, no mínimo, 34,0% (p/v) e, no máximo, 37,0% (p/v).
Descrição – Líquido incolor, límpido. Produz vapores irritantes.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,08. Índice de refração (20 ºC): 1,374.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz, do ar e de temperatura abaixo de 9 ºC.
Estabilidade – Pode conter álcool metílico como estabilizante.
Segurança – Irritante. Tóxico.
Categoria – Desinfetante.
Formamida
CAS – [75-12-7].
Fórmula molecular e massa molar – CH3NO – 45,04.
Descrição – Líquido límpido, incolor, viscoso, de odor amoniacal fraco.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 210 ºC. Densidade (20 ºC):
aproximadamente 1,13. Índice de refração (20 ºC) 1,447.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Segurança – Irritante.
Formato de amônio
CAS – [540-69-2].
Fórmula molecular e massa molar – CH5NO2 – 63,06.
Descrição – Grânulos e cristais deliquescentes.
Característica física – Faixa de fusão: entre 119 ºC a 121 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Fosfato de codeína
CAS – [41444-62-6].
Sinonímia – Fosfato de codeína hemi-hidratado.
Fórmula molecular e massa molar – C18H21NO3.H3PO4.1/2H2O – 406,37.
Descrição – Pó cristalino branco ou quase branco, ou cristais pequenos e incolores.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água. Pouco ou muito pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Fosfato de potássio
CAS – [7778-53-2].
Sinonímia – Fosfato de potássio tribásico.
Fórmula molecular e massa molar – K3PO4 – 212,27.
Fosfato de tetrabutilamônio
CAS – [5574-97-0].
Fórmula molecular e massa molar – C16H38NO4P – 339,46.
Descrição – Pó branco ou quase branco. Higroscópico.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipiente fechados.
Fosfato de tributila
CAS – [126-73-8].
Fórmula molecular e massa molar – C12H27O4P – 266,32.
Descrição – Líquido incolor ou pouco amarelado, e inodoro.
Solubilidade – Pouco solúvel em água.
Fosfato-púrpura de bromocresol SR
Solução A – Dissolver 38 g de fosfato de sódio monobásico e 2 g de fosfato de sódio dibásico em
água e diluir para 1000 mL com o mesmo solvente. Ajustar o pH, se necessário, para 5,3 ± 0,1
utilizando hidróxido de sódio 5 M ou ácido fosfórico.
Solução B – Dissolver 400 mg de púrpura de bromocresol em 30 mL de água, adicionar 6,3 mL de
hidróxido de sódio 0,1 M e diluir com água para 500 mL.
Preparo – No dia da utilização, misturar as Soluções A e B e clorofórmio (1:1:1) em funil de
separação. Agitar e desprezar a fase orgânica. Repetir a extração com porções iguais de clorofórmio
até que a camada orgânica se apresente incolor. Utilizar a fase aquosa.
Fósforo vermelho
CAS – [7723-14-0].
Descrição – Pó vermelho-escuro.
Solubilidade – Insolúvel em água e em ácidos diluídos.
Segurança – Inflamável.
Frutose
CAS – [57-48-7].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 603
Ftalaldeído
CAS – [643-79-8].
Fórmula molecular e massa molar – C8H6O2 – 134,13.
Descrição – Pó cristalino amarelo.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 55 ºC.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz e do contato com o ar.
Ftalato de dibutila
CAS – [84-74-2].
Sinonímia – Éster dibutílico do ácido ftálico, ftalato de din- butila e dibutil ftalato.
Fórmula molecular e massa molar – C16H22O4 – 278,35.
Ftalazina
CAS – [253-52-1].
Fórmula molecular e massa molar – C8H6N2 – 130,15
Descrição – Cristais amarelo-pálidos.
Característica física – Faixa de fusão: entre 90 ºC e 91 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico absoluto, em acetato de etila e
em álcool metílico.
Fucsina descorada SR
Sinonímia – Reagente de Schiff.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 604
Preparo – Dissolver 1 g de fucsina básica em 600 mL de água, adicionar 100 mL de sulfito de sódio
a 10% (p/v). Resfriar externamente com gelo, sob agitação. Adicionar, lentamente, 10 mL de ácido
clorídrico, diluir com água para 1000 mL e filtrar. Se a solução escurecer, agitar com 0,2 a 0,3 g de
carvão ativado até descoloração e filtrar imediatamente. Se ainda permanecer a coloração rósea,
adicionar de 2 a 3 mL de ácido clorídrico e agitar.
Conservação – Deixar em repouso durante uma hora antes da utilização, manter ao abrigo da luz.
Galactose
CAS – [59-23-4].
Fórmula molecular e massa molar – C6H12O6 – 180,16.
Descrição – Pó branco cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: 167 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Gelatina
CAS – [9000-70-8].
Especificação – É a mistura de proteínas hidrossolúveis obtidas por extração de material contendo
colágeno.
Descrição – Pó, grânulos, escamas ou folhas transparentes, brilhantes, incolores ou levemente
amarelados. Higroscópico, de odor característico e sabor pouco pronunciado.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor e umidade.
Gelatina glicerinada
Preparo – Dissolver 1 g de gelatina em 100 mL de água aquecida à temperatura não superior a 30 ºC.
Acrescentar 1 mL de salicilato de sódio a 2% (p/v) e 15 mL de glicerina; agitar bem e filtrar a mistura
aquecida em lã de vidro.
Gelatina SR
Preparo – Dissolver 2,5 g de gelatina em 100 mL de água quente. Utilizar após resfriamento até
temperatura ambiente.
Glicerol
CAS – [56-81-5].
Sinonímia – Glicerina.
Fórmula molecular e massa molar – C3H8O3 – 92,09.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p).
Descrição – Líquido viscoso, límpido, incolor, inodoro, higroscópico, de sabor adocicado.
Características físicas – Densidade: 1,255 a 1,263. Índice de refração (20 ºC): 1,470 a 1,474.
Solubilidade – Miscível com água e com álcool etílico; pouco solúvel em acetona e praticamente
insolúvel em óleos graxos e óleos essenciais.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger de oxidantes.
Glicina
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 605
CAS – [56-40-6].
Fórmula molecular e massa molar – C2H5NO2 – 75,07.
Descrição – Pó cristalino branco e inodoro.
Característica física – Faixa de fusão: 232 ºC a 236 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico e muito pouco solúvel
em éter etílico.
Glicose
CAS – [50-99-7].
Sinonímia – Dextrose.
Fórmula molecular e massa molar – C6 H12O6 – 180,16.
Descrição – Pó cristalino, branco, inodoro, de sabor adocicado.
Característica física – Poder rotatório específico (20 ºC): + 52,5º a + 53,0º (dissolver 10 g de glicose
em 100 mL de água e adicionar 0,2 mL de amônia).
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e ligeiramente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Glioxal-hidroxianil
CAS – [1149-16-2].
Sinonímia – Glioxal di(2-hidroxianil).
Fórmula molecular e massa molar – C14H12N2O2 – 240,26.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 200 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico quente.
Glutaraldeído
CAS – [111-30-8].
Fórmula de massa molecular – C5H8O2 – 100,12.
Descrição – Líquido oleoso.
Características físicas – Índice de refração (25 ºC): cerca de 1,434. Temperatura de ebulição: cerca
de 188 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água.
Guaiacol
CAS – [95-05-1].
Sinonímia – 2-metoxifenol, metilcatecol.
Fórmula molecular e massa molar – C7H8O2 – 124,14.
Descrição – Cristais brancos ou levemente amarelados, ou líquido incolor ou levemente amarelado.
Higroscópico.
Características físicas – Temperatura de fusão: cerca de 28 ºC. Temperatura de ebulição: cerca de
205 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, muito solúvel em cloreto de metileno e facilmente solúvel em
álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 606
Guanina
CAS – [73-40-5].
Fórmula molecular e massa molar – C5H5N5O – 151,13.
Descrição – Pó branco ou quase branco, amorfo.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico. Dissolve em soluções
de hidróxidos alcalinos diluídas.
Heparina sódica
CAS – [9041-08-1].
Descrição – Consiste em mistura de princípios ativos, possuindo a propriedade de prolongar o tempo
de coagulação do sangue. Obtida, normalmente, de mucosa intestinal, pulmões ou outro tecido
adequado de mamíferos domésticos usados para alimento do homem.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Rotulagem – O rótulo deve conter o órgão e a espécie de origem. A potência deve ser indicada em
UI.
Classe terapêutica – Anticoagulante.
Heptano
Especificação – Contém usualmente mistura de hidrocarbonetos – fração de petróleo – com
predomínio de n -heptano.
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, altamente inflamável, de odor característico.
Características físicas – Faixa de ebulição: 95 a 99 ºC. Densidade: aproximadamente 0,69.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e miscível com álcool etílico absoluto. Miscível com
éter etílico, clorofórmio, benzeno e com a maioria dos óleos voláteis e não-voláteis.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor. Manter distante de chama/centelha.
Segurança – Irritante do trato respiratório. Inflamável.
n-Heptano
CAS – [142-82-5].
Fórmula molecular e massa molar – C7H16 – 100,21.
Especificação – Principal componente de heptano.
Descrição – Líquido límpido e inflamável.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 98,4 ºC. Densidade: 0,684. Índice de refração (20
ºC): 1,3855.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água;miscível com álcool etílico absoluto.
Heptanossulfonato de sódio
CAS – [22767-50-6].
Fórmula molecular e massa molar – C7H15NaO3S – 202,25.
Descrição – Massa cristalina branca ou quase branca.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Hexano
Especificação – Contém usualmente mistura de isômeros de C6H14, predominantemente n-hexano e
metilciclopentano (C6H12).
Descrição – Líquido límpido, incolor, volátil, altamente inflamável, de odor característico.
Características físicas – Faixa de ebulição: 67 a 70 ºC . Densidade: 0,66.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor. Manter distante de chama/centelha.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 607
n–Hexano
CAS – [110-54-3].
Fórmula molecular e massa molar – C6H14 – 86,18.
Especificação – Principal componente de éter de petróleo e de hexano.
Descrição – Líquido límpido, volátil, de odor semelhante ao do petróleo.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 69 ºC. Densidade: 0,66. Índice de refração (20
ºC): 1,375.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico absoluto.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger do calor. Manter distante de chama/centelha.
Segurança – Inflamável.
1-Hexanossulfonato de sódio
CAS – [2832-45-3].
Fórmula molecular e massa molar – C6H13NaO3S – 188,22.
Descrição – Pó branco ou quase branco.
Hexilamina
CAS – [111-26-2].
Sinonímia – Hexanamina.
Fórmula e massa molar – C6H15N – 101,19.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,766. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,418.
Temperatura de ebulição: 127 ºC a 131 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Hidrato de cloral
CAS – [302-17-0].
Sinonímia – Cloral hidratado.
Fórmula molecular e massa molar – C2H3Cl3O2 – 165,40.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,5% (p/p).
Descrição – Cristais transparentes, incolores, de odor pungente característico e de sabor picante e
fracamente amargo. Deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 57 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor.
Segurança – Irritante à pele.
Classe terapêutica – Sedativo, hipnótico.
Hidrazina, hidrato
CAS – [7803-57-8].
Fórmula molecular e massa molar – N2H4.H2O – 50,06.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Miscibilidade – Miscível com água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Hidróxido de amônio
Usar amônia, solução concentrada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 608
Hidróxido de bário
CAS – [12230-71-6].
Fórmula molecular e massa molar – Ba(OH)2.8H2O – 315,46.
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: 78 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Hidróxido de cálcio
CAS – [1305-62-0].
Fórmula molecular e massa molar – Ca(OH)2 – 74,09.
Especificação – Contém, no mínimo, 93,0% (p/p).
Descrição – Pó ou grânulos brancos moles, inodoros.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do dióxido de carbono.
Hidróxido de cálcio SR
Especificação – Contém 0,15 g de hidróxido de cálcio em 100 mL de preparação com água isenta de
dióxido de carbono (solução saturada).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger do dióxido de carbono.
Categoria – Adstringente.
Hidróxido de lítio
CAS – [1310-66-3].
Fórmula molecular e massa molar – LiOH.H2O – 41,96.
Descrição – Pó granular branco ou quase branco.
Solubilidade – Solúvel em água, formando uma solução fortemente alcalina. Ligeiramente solúvel
em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Corrosivo.
Hidróxido de potássio
CAS – [1310-58-3].
Fórmula molecular e massa molar – KOH – 56,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 85,0% (p/p), calculado como KOH, e, no máximo, 3,5% de
K2CO3.
Descrição – Massa branca, dura, seca, de estrutura cristalina, inodora e muito higroscópica.Absorve
dióxido de carbono. Liquefaz - se ao ar. Apresentado nas formas de lentilhas, cilindros ou escamas.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos, inertes.
Armazenamento – Proteger da umidade e do dióxido de carbono.
Segurança – Muito cáustico.
Hidróxido de sódio
CAS – [1310-73-2].
Sinonímia – Soda cáustica.
Fórmula molecular e massa molar – NaOH – 40,00.
Especificação – Contém, no mínimo, 95,0% (p/p) de álcali total, calculado como NaOH, e, no
máximo, 3,0% (p/p) de Na2CO3.
Descrição – Massa dura, de estrutura cristalina, branca sob a forma de pedaços, lentilhas e bastonetes.
Deliquescente e absorve dióxido de carbono.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade e do dióxido de carbono.
Segurança – Cáustico, corrosivo.
Hidróxido de sódio SR
Especificação – Contém 8% (p/v) de hidróxido de sódio em água.
Conservação – Vide hidróxido de sódio M.
Hidróxido de sódio M
Especificação – Contém 40 g de hidróxido de sódio em 1000 mL de preparação com água isenta de
dióxido de carbono.
Conservação – Em recipientes de vidro álcali-resistentes ou de polietileno.
Armazenamento – Proteger da umidade e do dióxido de carbono.
Hidróxido de tetrabutilamônio
CAS – [2052-49-5].
Fórmula molecular e massa molar – (C4H9)4NOH – 259,48.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Solubilidade – Solúvel em água.
Hidróxido de tetrametilamônio
CAS – [75-59-2].
Fórmula molecular e massa molar – C4H13NO – 91,15.
Descrição – É uma base mais forte que a amônia e absorve rapidamente dióxido de carbono do ar.
Uma preparação em meio aquoso a 25% (p/v), é límpida e incolor.
Característica física – Temperatura de fusão: 63 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 610
Hidróxido tetrametilamônio SR
Especificação – Contém, no mínimo, 10% (p/p) de hidróxido de tetrametilamônio.
Descrição – Líquido claro, incolor ou amarelo-claro.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Preparo – A 1,000 g adicionar 50 mL de água e titular com ácido sulfúrico 0,05 M SV, utilizando 0,1
mL de vermelho de metila SI como indicador. Cada mL de ácido sulfúrico 0,05 M SV equivale a
9,12 mg de C4H13NO.
D-α-4-hidroxifenilglicina
CAS – [22818-40-2].
Fórmula molecular e massa molar – C8H9NO3 – 167,16.
Descrição – Folhetos brilhantes.
Característica física – Faixa de decomposição: entre 220 ºC e 247 ºC.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água, em álcool etílico, éter etílico e acetona. Solúvel em
minerais alcalinos e ácidos.
Hidroximetilfurfural
CAS – [67-47-0].
Sinonímia – 5-Hidroximetilfurfural.
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O3 – 126,11.
Descrição – Cristais em forma de agulhas.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, acetona e álcool, solúvel em éter etílico.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 32 ºC
Hidroxiquinolina
CAS – [148-24-3].
Sinonímia – 8-hidroxiquinolina.
Fórmula molecular e massa molar – C9H7NO – 145,16.
Descrição – Pó cristalino branco ou levemente amarelado.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 75 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em acetona, em álcool etílico e em soluções
diluídas de ácidos minerais.
Hidroxitolueno butilado
CAS – [128-37-0].
Sinonímia – BHT.
Fórmula molecular e massa molar – C15H24O – 220,36.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino branco ou branco-amarelado.
Características físicas – Temperatura de congelamento: não menos que 69,2 ºC. Temperatura de
ebulição: 265 ºC. Densidade: 1,048.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, muito solúvel em acetona, facilmente solúvel em
álcool etílico e em óleos vegetais.
Segurança – Pode causar dermatite por contato.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 611
Hiperosídeo
CAS – [482-36-0].
Fórmula molecular e massa molar – C21H20O12 – 464,38.
Descrição – Agulhas amarelo-pálidas.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 240 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em álcool metílico.
Hipoclorito de sódio
CAS – [7681-52-9].
Fórmula molecular e massa molar – NaClO – 74,44.
Descrição – Cristais brancos. Normalmente é obtido na forma penta-hidratada, sendo que sua forma
anidra é explosiva.
Característica física – Temperatura de fusão: 18 ºC (forma penta-hidratada).
Solubilidade – Muito solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Irritante.
Hipoclorito de sódio SR
Ver monografia de Hipoclorito de sódio solução diluída.
Hipofosfito de sódio
CAS – [10039-56-2].
Fórmula molecular e massa molar – NaH2PO2.H2O – 105,99.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó granulado ou cristalino branco ou cristais incolores, inodoros, de sabor salino.
Higroscópico.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do calor.
Hipofosfito de sódio SR
Especificação – Contém 5 g de hipofosfito de sódio em 10 mL de água, acrescidos a 50 mL com
ácido clorídrico. Separar eventuais cristais formados. A solução deve ser límpida e incolor.
Imidazol
CAS – [288-32-4].
Sinonímia – Glioxalina.
Fórmula molecular e massa molar – C3H4N2 – 68,08.
Descrição – Pó cristalino branco.
Característica física – Faixa de fusão: 90 ºC a 91 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Iminodibenzila
CAS – [494-19-9].
Fórmula molecular e massa molar – C14H13N – 195,27.
Descrição – Pó cristalino amarelo-pálido.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 106 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e facilmente solúvel em acetona.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Inosina
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 612
CAS – [58-63-9].
Fórmula molecular e massa molar – C10H12N4O5 – 268,23.
Característica física – Temperatura de fusão: 222 ºC a 226 ºC.
Iodato de potássio
CAS – [7758-05-6].
Fórmula molecular e massa molar – KIO3 – 214,00.
Descrição – Cristais brancos, inodoros, ou pó cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 560 ºC, com decomposição parcial.
Solubilidade – Solúvel em água, insolúvel em álcool etílico.
Categoria – Agente oxidante.
Iodeto de mercúrio(II)
CAS – [7774-29-0].
Sinonímia – Bi-iodeto de mercúrio, iodeto de mercúrio vermelho.
Fórmula molecular e massa molar – HgI2 – 454,39.
Descrição – Pó cristalino, vermelho-escarlate, denso, inodoro e quase insípido.
Característica física – Temperatura de fusão: 259 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, ligeiramente solúvel em acetona e em álcool etílico, solúvel
em solução de iodeto de potássio em excesso.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Veneno!
Iodeto de potássio
CAS – [7681-11-0].
Fórmula molecular e massa molar – KI – 166,00.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores, ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor salgado e amargo.
Fracamente deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 680 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em glicerol, solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e da umidade.
Iodeto de potássio SR
Especificação – Contém 16,5% (p/v) de iodeto de potássio em água.
Conservação – Em recipientes opacos bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Iodeto de propídeo
CAS – [25535-16-4]
Fórmula e massa molecular - C27H34I2N4 – 668,39
Segurança – Carcinogênico
Preparo – Pesar 0,1 mg do reagente e adicionar 10 mL de bidestilada. Misturar bem.
Iodeto de sódio
CAS – [7681-82-5].
Fórmula molecular e massa molar – NaI – 149,89.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino branco ou cristais incolores, higroscópicos, inodoros.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Iodeto de tetrabutilamônio
CAS – [311-28-4].
Sinonímia – Iodeto de tetra-n-butilamônio.
Fórmula molecular e massa molar – C16H36IN – 369,37.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco ou pouco colorido.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Índigo carmim
CAS – [860-22-0].
Fórmula molecular e massa molar – C16H8N2Na2O8S2 – 466,36.
Descrição – Grânulos azuis com brilho de cobre, ou pó azul ou azul-violeta.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água, praticamente solúvel em álcool etílico. Precipita em
soluções aquosas de cloreto de sódio.
Índigo carmim SR
Preparo – Em uma mistura de 10 mL de ácido clorídrico e 990 mL de ácido sulfúrico a 20% (p/v),
adicionar 0,2 g de índigo carmim.
Iodo
CAS – [7553-56-2].
Fórmula molecular e massa molar – I2 – 253,80.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 614
Iodo SR
Sinonímia – Solução aquosa de iodo – iodetada, reativo de lugol.
Especificação – Contém 1 g de iodo e 2 g de iodeto de potássio em 100 mL de preparação aquosa.
Preparo – Dissolver 1 g de iodo em 100 mL de água, acrescentar 2 g de iodeto de potássio, agitar,
deixar em repouso por algumas horas e filtrar em lã de vidro.
Conservação – Em recipientes de vidro âmbar bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Iodo 0,05 M
Preparo – Dissolver 20 g de iodeto de potássio na mínima quantidade de água, adicionar 13 g de
iodo, em seguida, adicionar água para completar o volume para 1000 mL.
Iodobismutato de potássio
Usar iodobismutato de potássio aquo-acético.
lodobismutato de potássio SR
Preparo – Dissolver 16,6 g de ácido tartárico em 67 mL de água e adicionar 1,41 g de subnitrato de
bismuto. Agitar durante uma hora, adicionar 33 mL de solução aquosa de iodeto de potássio a 40%
(p/v). Agitar durante mais uma hora. Deixar em repouso por 24 horas. Filtrar.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Iodossulfuroso SR
Preparo – Utilizar balão redondo de 3 L a 4 L, com três tubuladuras, um agitador, um termômetro e
um tubo de secagem. O balão deve estar seco e fechado durante a preparo. Misturar 700 mL de
piridina com 700 mL de metoxietanol; adicionar, com agitação, 220 g de iodo, finamente pulverizado
e seco anteriormente, sob pentóxido de fósforo. A agitação deve ser mantida até completa dissolução
(por cerca de 30 minutos.). Resfriar a -10 ºC e, com agitação, introduzir rapidamente 190 g de dióxido
de enxofre líquido. A temperatura não deve ultrapassar 30 ºC. Resfriar.
Doseamento – Determinar o título no momento da utilização, trabalhando sempre ao abrigo da
umidade. Introduzir em um erlenmeyer cerca de 20 mL de álcool metílico e proceder a Determinação
da água pelo método semimicro (5.2.20.3), com a amostra, até o ponto final da titulação. Introduzir
no erlenmeyer uma quantidade de água exatamente medida e efetuar uma nova titulação. Calcular o
equivalente em água da amostra, em mg/mL. Cada mL de iodossulfuroso SR equivale a, no mínimo,
3,5 mg de água.
Conservação – Em recipiente seco.
Irganox 1010
CAS – [6683-19-8].
Fórmula molecular e massa molar – C73H108O12 – 1177,66.
Descrição – Pó branco a ligeiramente amarelado. Inodoro, insípido.
Características físicas – Faixa de fusão: 110 ºC a 125 ºC. Cristaliza em duas formas: forma alfa, faixa
de fusão 120 ºC a 125 ºC; e forma beta, faixa de fusão 110 ºC a 115 ºC A faixa de fusão varia de
acordo com a proporção das formas cristalinas na mistura; esta proporção não influi na eficiência do
produto.
Categoria – Estabilizador para substâncias orgânicas, tais como polietileno e polipropileno,
protegendo-as contra degradação termo–oxidativa.
Irganox 1076
CAS – [2082-79-3].
Fórmula molecular e massa molar – C35H62O3 – 530,88.
Descrição – Pó branco a ligeiramente amarelado. Inodoro, estável à luz.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 616
Irganox PS 800
CAS – [123-28-4].
Fórmula molecular e massa molar – C30H58O4S – 514,85.
Descrição – Cristais brancos.
Característica física – Faixa de fusão: 38 ºC a 40 ºC
Categoria – Estabilizador de poliolefinas, especialmente polipropileno e polietileno de alta
densidade.
Iso-octano
CAS – [540-84-1].
Sinonímia – 2,2,4-Trimetilpentano.
Fórmula molecular e massa molar – C8H18 – 114,23.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): 0,691 a 0,696. Índice de refração (20 ºC): 1,391 a 1,393.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Segurança – Inflamável.
Isotiocianato de fluoresceína
CAS – [27072-45-3].
Fórmula molecular e massa molar – C21H11NO5S – 389,38.
Especificação – Mistura de isômeros: 5-isotiocianato e 6-isotiocianato.
Descrição – Sólido alaranjado, decompõe com aquecimento.
Lactose
CAS – [5989-81-1].
Sinonímia – Lactose monoidratada.
Fórmula molecular e massa molar – C12H22O11.H2O – 360,31.
Descrição – Pó cristalino ou grânulos brancos. Inodoro, de fraco sabor adocicado.
Características físicas – Rotação óptica específica (20 ºC): +52,2º a + 52,8º (determinar em solução
de lactose anidra a 0,1 g/mL). Temperatura de fusão: 202 ºC
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Informação adicional – Adsorve odores estranhos.
Laurato de metila
CAS – [111-82-0].
Fórmula molecular e massa molar – C13H26O2 – 214, 35.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/v).
Descrição – Líquido incolor ou amarelado.
Características físicas – Densidade (20 ºC): aproximadamente 0,870. Índice de refração (20 ºC):
aproximadamente 1,431. Temperatura de fusão: aproximadamente 5 ºC
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 617
Laurilsulfato de sódio
CAS – [151-21-3].
Sinonímia – Sulfato dodecil sódico, dodecilsulfato de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – C12H25NaO4S – 288,38.
Especificação – Mistura de, no mínimo, 85,0% (p/p), de alquilsulfatos de sódio, consistindo
principalmente de laurilsulfato de sódio [CH3(CH2)10.H2SO4.Na]. O teor total de cloreto de sódio e
de sulfato de sódio é, no máximo, 8,0% (p/p).
Descrição – Pó, escamas ou cristais brancos ou amarelo-claro, odor fraco e característico.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e parcialmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Laurilsulfato de sódio SR
Descrição – Contém 1 g de laurilsulfato de sódio em 100 mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Lecitina
Especificação – Mistura de diglicerídeos, principalmente dos ácidos esteárico, palmítico e oleico,
ligados ao éster fosfórico da colina. Estrutura e composição variáveis de acordo com a fonte de
obtenção.
Descrição – Massa gordurosa amarelo-amarronzada a marrom, de odor fraco característico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Rotulagem – Especificar origem.
Liga de níquel-alumínio
Descrição – Pó fino cinza.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em ácidos minerais com formação de sal.
Linalol
CAS – [78-70-6].
Fórmula molecular e massa molar – C10H18O – 154,25.
Descrição – Líquido. Mistura de dois estereoisômeros (licareol e coriandrol).
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,860. Temperatura de ebulição: cerca de 200
ºC. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,462.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água.
Lítio
CAS – [7439-93-2].
Elemento e massa atômica – Li – 6,94.
Solubilidade – Reage violentamente com a água. Solúvel em álcool metílico, formando metóxido de
lítio. Praticamente insolúvel em éter de petróleo.
Macrogol 300
CAS – [25322-68-3].
Sinonímia – PEG 300, polietilenoglicol 300.
Fórmula molecular e massa molar – H(OCH2CH2)nOH – Massa molar não inferior a 95,0% do valor
nominal rotulado. Apresenta número médio de 6 ou 7 grupos oxietileno (n = 6 ou 7).
Especificação – Mistura de produtos de policondensação de óxido de etileno e água.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 618
Descrição – Líquido viscoso, límpido, incolor ou quase incolor, de odor fraco e característico.
Higroscópico.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,125. Índice de refração (20 ºC):
aproximadamente 1,465. Viscosidade: aproximadamente 80 cP.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Rotulagem – Deve conter a massa molar média.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Macrogol 1000
CAS – [25322-68-3].
Sinonímia – PEG 1000, polietilenoglicol 1000.
Fórmula molecular e massa molar - H(OCH2CH2)nOH – Massa molar não inferior a 95,0% do valor
nominal rotulado.
Descrição – Sólido branco ou quase branco com aparência de cera. Higroscópico.
Características físicas – Densidade: aproximadamente 1,080. Faixa de congelamento: entre 35 ºC e
40 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e em cloreto de metileno.
Praticamente insolúvel em óleos graxos e em óleos minerais.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Rotulagem – Deve conter a massa molar média.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Magneson
CAS – [74-39-5].
Fórmula molecular e massa molar – C12H9N3O4 – 259,22.
Descrição – Pó castanho-avermelhado.
Categoria – Indicador para magnésio e molibdênio.
Melamina
CAS – [108-78-1].
Fórmula molecular e massa molar – C3H6N6 – 126,12.
Descrição – Pó amorfo, branco ou quase branco.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e em álcool etílico.
2-Mercaptoetanol
CAS – [60-24-2].
Fórmula molecular e massa molar – C2H6OS – 78,14.
Descrição – Líquido límpido e incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,116. Temperatura de ebulição: cerca de 157
ºC.
Miscibilidade – Miscível com água.
Mercaptopurina
CAS – [6112-76-1].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 619
Mercúrio
CAS – [7439-97-6].
Elemento e massa atômica – Hg – 200,59.
Especificação – Metal líquido, móvel, denso, prateado, de superfície espelhada.
Características físicas – Densidade (ºC): aproximadamente 13,5. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 357 ºC.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Veneno! Volátil à temperatura ambiente.
Metabissulfito sódico
CAS – [7681-57-4].
Sinonímia – Dissulfito de sódio, pirossulfito de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – Na2S2O5 – 190,10.
Especificação – Contém, no mínimo, 95% (p/p). Contém quantidade de metabissulfito sódico
equivalente a, no mínimo, 65,0% e, no máximo, 67,4% de dióxido de enxofre (SO2).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco ou branco-creme, de odor sulfuroso e de sabor
ácido e salino.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados e cheios.
Armazenamento – Proteger do calor excessivo, do ar e da umidade.
Estabilidade – Oxida lentamente a sulfato, por exposição ao ar e, à umidade, com desintegração dos
cristais.
Metenamina
CAS – [100-97-0].
Sinonímia – Hexametilenotetramina.
Fórmula molecular e massa molar – C6H12N4 – 140,19.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), após dessecação em atmosfera de pentóxido de
fósforo durante quatro horas.
Descrição – Pó cristalino incolor.
Características físicas – Sublima sem fundir e com parcial decomposição a aproximadamente 263
ºC. O pH da solução a 0,2 M é de 8,4.
Solubilidade – Muito solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Classe terapêutica – Antisséptico urinário.
Metilcelulose 450
CAS – [9004-67-5].
Especificação – Celulose parcialmente O-metilada com viscosidade de 450 mPa/segundo.
Descrição – Grânulo ou pó, branco, branco amarelado ou branco acinzentado. Higroscópico.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água quente, em acetona, álcool etílico absoluto e tolueno.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 620
4,4-Metilenobis-N,N-dimetilanilina
CAS – [101-61-1].
Sinonímia – Tetrametildiaminodifenilmetano.
Fórmula molecular e massa molar – C17H22N2 – 254,38.
Descrição – Cristais ou folhetos, brancos ou branco-azulados.
Característica física – Faixa de fusão: 90 ºC a 91 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico e solúvel em ácidos
minerais.
Conservação – Em recipientes fechados.
Metilenobisacrilamida
CAS – [110-26-9].
Sinonímia – N,N’-metilenobisacrilamida, metilenobispropenamida.
Fórmula molecular e massa molar – C7H10N2O2 – 154,17.
Descrição – Pó fino branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: acima de 300 ºC, com decomposição.
Metil-etil-cetona
CAS – [78-93-3].
Sinonímia – Etilmetilcetona, 2-butanona.
Fórmula molecular e massa molar – C4H8O – 72,11.
Descrição – Líquido límpido e incolor. Odor característico de acetona.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,81. Temperatura de ebulição: 79,6 ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
Metilisobutilcetona
CAS – [108-10-1].
Sinonímia – 4-Metil-2-pentanona, isopropilacetona.
Fórmula molecular e massa molar – C6H12O – 100,16.
Descrição – Líquido incolor, de odor cetônico e canforado.
Características físicas – Temperatura de ebulição: em torno de 115 ºC
Metilparabeno
CAS – [99-76-3].
Sinonímia – Éster metílico do ácido 4-hidroxibenzoico.
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O3 – 152,15.
Descrição – Cristais brancos, pouco solúveis em água, facilmente solúveis em acetona, em álcool
etílico e em éter etílico.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico e em álcool
metílico.
Categoria – Conservante.
4-Metilpentan-2-ol
CAS – [108-11-2].
Fórmula molecular e massa molar – C6H14O – 102,18.
Descrição – Líquido incolor, límpido e volátil.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,802. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,411.
Temperatura de ebulição: cerca de 132 ºC.
3-Metil-2-pentanona
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 621
CAS – [565-61-7].
Fórmula molecular e massa molar – C6H12O – 100,16.
Descrição – Líquido incolor e inflamável.
Características físicas – Temperatura de ebulição: cerca de 118 ºC. Densidade (20 ºC): cerca de
0,815. Índice de Refração (20 ºC): cerca de 1,400.
Conservação – Em recipientes fechados.
Metoxiazobenzeno
CAS – [2396-60-3].
Fórmula molecular e massa molar – C13H12N2O – 212,25.
Descrição – Lâminas alaranjadas.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico, em éter de petróleo e em
outros solventes orgânicos.
Cromatografia em camada delgada (5.2.17.1) – Aplicar, em placa de sílica-gel G, solução de 5 mg
de metoxiazobenzeno em benzeno e desenvolver cromatograma com o mesmo solvente. Aparece uma
única mancha com Rf em torno de 0,6.
Metoxiazobenzeno SR
Especificação – Solução a 0,2% (p/v) em mistura de um volume de benzeno e quatro volumes de éter
de petróleo.
Metóxido de potássio
CAS – [865-33-8].
Fórmula molecular e massa molar – CH3OK – 70,13.
Estabilidade – Preparação extemporânea.
Metóxido de sódio
CAS – [124-41-4].
Fórmula molecular e massa molar – CH3ONa – 54,02.
Descrição – Pó branco fino. Reage violentamente com a água com formação de calor. Sensível ao ar.
Pode apresentar-se na forma de: CH3ONa.2CH3OH, pó branco. Em solução pode ser preparado in
situ.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico e em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Metoxietanol
CAS – [109-86-4].
Sinonímia – 2-Metoxietanol, éter etilenoglicol monometil.
Fórmula molecular e massa molar – C3H8O2 – 76,10.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,9663. Índice de refração (20 ºC): cerca de
1,4028. Temperatura de ebulição: cerca de 125 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água, acetona e álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Venenoso! Usar em ambientes com ventilação adequada.
Miristato de metila
CAS – [124-10-7].
Fórmula molecular e massa molar – C15H30O2 – 242,40.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/v).
Descrição – Líquido incolor ou fracamente amarelado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 622
Características físicas – Densidade (20 ºC): aproximadamente 0,868. Índice de refração (20 ºC):
aproximadamente 1,437. Temperatura de fusão: aproximadamente 20 ºC.
Miscibilidade – Miscível com álcool etílico e éter de petróleo.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Mistura redutora
Preparo – Pulverizar as substâncias, adicionadas na seguinte ordem, de modo a obter uma mistura
homogênea: 20 mg de brometo de potássio, 0,5 g de sulfato de hidrazina e 5 g de cloreto de sódio.
Mistura sulfocrômica
Preparo – Dissolver 50 g de dicromato de potássio em cerca de 50 mL de água e adicionar 1000 mL
de ácido sulfúrico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Molibdato de amônio
CAS – [12054-85-2].
Fórmula molecular e massa molar – (NH4)6Mo7O24.4H2O –
1235,92.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores até levemente amarelos ou verde-azulados, brilhantes.
Solubilidade – Solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Características físicas – Pelo aquecimento perde água e amônia.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Molibdato de amônio SR
Especificação – Contém 10 g de molibdato de amônio em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Molibdato de sódio
CAS – [10102-40-6].
Fórmula molecular e massa molar – Na2MoO4.2H2O – 241,95.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino, branco ou quase branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Molibdovanádio SR
Sinonímia – Reagente molibdatovanadato, reagente molibdovanádio.
Preparo – Usando substâncias finamente pulverizadas, preparar suspensão de 4 g de molibdato de
amônio e 0,1 g de vanadato de amônio em 70 mL de água. Adicionar 20 mL de ácido nítrico.
Completar o volume para 100 mL com água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Morfolina
CAS – [110-91-8].
Sinonímia – Tetraidro-2H-1,4-oxazina, dietileno oximida.
Fórmula molecular e massa molar – C4H9NO – 87,12.
Descrição – Líquido incolor. Higroscópico.
Característica física – Temperatura de ebulição: em torno de 128 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Morina
CAS – [6472-38-4].
Fórmula molecular e massa molar – C15H10O7.2H2O – 338,27.
Naftaleno
CAS – [91-20-3].
Fórmula molecular e massa molar – C10H8 – 128,17.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Características físicas – Temperatura de fusão: cerca de 80 ºC. Faixa de ebulição: entre 217 ºC e 219
ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em álcool etílico e facilmente solúvel em
benzeno e clorofórmio.
Conservação – Recipientes bem fechados.
1,3-Naftalenodiol
CAS – [132-86-5].
Fórmula molecular e massa molar – C10H8O2 – 160,17.
Descrição – Pó cristalino, geralmente, violeta-amarronzado.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 125 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool etílico.
2,7-Naftalenodiol
CAS – [582-17-2].
Fórmula molecular e massa molar – C10H8O2 – 160,17.
Descrição – Pó ou sólido cristalino amarelo a quase branco.
Características físicas – Faixa de fusão: 187 ºC e 191 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Naftalenodiol, reagente
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 624
1-Naftilamina
CAS – [134-32-7].
Sinonímia – α-Naftilamina.
Fórmula molecular e massa molar – C10H9N – 143,19.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco. Pela exposição ao ar e à luz, torna-se
avermelhado. Odor desagradável.
Característica física – Faixa de fusão: 49 ºC a 51 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do ar.
Segurança – Vapor e pó nocivos.
1-Naftol
CAS – [90-15-3].
Sinonímia – Alfanaftol, α-naftol.
Fórmula molecular e massa molar – C10H8O – 144,17.
Descrição – Cristais incolores, brancos ou quase brancos; ou pó cristalino branco ou quase branco.
Escurece com a exposição à luz.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 95 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
1-Naftol SR
Especificação – Contém 20% (p/v) de 1-naftol em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger da luz.
2-Naftol
CAS – [135-19-3].
Sinonímia – Betanaftol, b-naftol.
Fórmula molecular e massa molar – C10H8O – 144,17
Descrição – Pó cristalino branco a levemente róseo, de odor fenólico fraco.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 122 ºC
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e muito solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
2-Naftol SR
Sinonímia – Betanaftol SR, b-naftol SR.
Especificação – Contém 1 g de 2-naftol em 100 mL de hidróxido de sódio a 1% (p/v).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Armazenamento – Proteger da luz.
2-Naftol SR1
Sinonímia – Betanaftol SR1, b-naftol SR1.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 625
Naringina
CAS – [10236-47-2].
Fórmula molecular e massa molar – C27H32O14 – 580,54.
Descrição – Pó cristalino branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 171 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, solúvel em álcool metílico e em dimetilformamida.
Ninidrina
CAS – [485-47-2].
Sinonímia – Ninhidrina.
Fórmula molecular e massa molar – C9H4O3.H2O – 178,14
Especificação – Contém, no mínimo, 96,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino branco a amarelo fracamente pálido.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Ninidrina SR
Sinonímia – Ninhidrina SR.
Especificação – Contém 0,2% (p/v) em mistura de álcool butílico e ácido acético 2 M (95:5).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Inflamável.
Nitrato de amônio
CAS – [6484-52-2].
Fórmula molecular e massa molar – NH4NO3 – 80,04.
Descrição – Cristais incolores, deliquescentes, ou pó branco, de sabor salgado.
Características físicas – Temperatura de fusão: aproximadamente 155 ºC, decompõe-se ao redor de
210 ºC em água e óxidos de nitrogênio.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em álcool metílico e solúvel em álcool
etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de amônio SR
Especificação – Contém 5 g de nitrato de amônio em 100 mL de solução aquosa.
Nitrato de bário
CAS – [10022-31-8].
Fórmula molecular e massa molar – BaN2O6 – 261,34.
Descrição – Cristais ou pó cristalino.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 590 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, muito pouco solúvel em álcool etílico e em acetona.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Veneno!
Nitrato de cádmio
CAS – [10022-68-1].
Fórmula molecular e massa molar – Cd(NO3)2.4H2O – 308,48.
Descrição – Cristais incolores. Higroscópicos.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em acetona e em álcool etílico.
Nitrato de chumbo
CAS – [10099-74-8].
Sinonímia – Nitrato de chumbo(II).
Fórmula molecular e massa molar – Pb(NO3)2 – 331,21.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores, translúcidos ou pó cristalino branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Veneno!
Nitrato de cobalto(II)
CAS – [10026-22-9].
Sinonímia – Nitrato cobaltoso.
Fórmula molecular e massa molar – CoN2O6.6H2O – 291,03.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 627
Nitrato de cobalto(II) SR
Descrição – Contém 1,0% (p/v) de nitrato de cobalto(II) em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Inflamável. Tóxico.
Nitrato de lantânio
CAS – [10277-43-7].
Fórmula molecular e massa molar – LaN3O9.6H2O – 433,01.
Descrição – Cristais incolores, deliquescentes.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de lantânio SR
Especificação – Contém 5% (p/v) de nitrato de lantânio em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de magnésio
CAS – [13446-18-9].
Fórmula molecular e massa molar – Mg(NO3)2.6H2O – 256,40.
Descrição – Cristais incolores e deliquescentes.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de mercúrio(I)
CAS – [14836-60-3].
Sinonímia – Nitrato mercuroso.
Fórmula molecular e massa molar – Hg2N2O6.2H2O – 561,22.
Descrição – Cristais incolores, normalmente com fraco odor de ácido nítrico.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 70 ºC, com decomposição.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Veneno!
Nitrato de mercúrio(I) SR
Sinonímia – Nitrato mercuroso SR.
Especificação – Contém 15 g de nitrato de mercúrio(I) em mistura de 90 mL de água e 10 mL de
ácido nítrico a 10% (v/v).
Conservação – Em recipientes fechados de vidro âmbar.
Estabilidade – Adicionar um pequeno glóbulo de mercúrio metálico.
Armazenamento – Proteger da luz.
Nitrato de mercúrio(II)
CAS – [7783-34-8].
Sinonímia – Nitrato mercúrico.
Fórmula molecular e massa molar – HgN2O6.H2O – 342,61.
Descrição – Cristais incolores ou fracamente corados. Higroscópico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 628
Nitrato de potássio
CAS – [7757-79-1].
Fórmula molecular e massa molar – KNO3 – 101,10.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/p).
Descrição – Cristais incolores e transparentes, ou pó branco, cristalino ou granular.
Solubilidade – Muito solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de prata
CAS – [7761-88-8].
Fórmula molecular e massa molar – AgNO3 – 169,87.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores transparentes, ou pó cristalino branco. Inodoro.
Característica física – Temperatura de fusão: 212 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes não metálicos fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Cáustico. Veneno!
Nitrato de prata SR
Especificação – Contém 4,25 % (p/v) de nitrato de prata em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Nitrato de sódio
CAS – [7631-99-4].
Fórmula molecular e massa molar – NaNO3 – 84,99.
Descrição – Cristais incolores e transparentes ou, grânulo ou pó branco ou quase branco.
Deliquescente.
Característica física – Temperatura de fusão: 308 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de sódio SR
Especificação – Contém 10 g de nitrato de sódio em 100 mL de solução aquosa.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 629
Nitrato de tório
CAS – [13470-07-0].
Fórmula molecular e massa molar – ThN4O12.4H2O – 552,12.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco, levemente deliquescente.
Solubilidade – Muito solúvel em água e álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Nitrato de zirconila
CAS – [14985-18-3].
Sinonímia – Nitrato de zircônio.
Fórmula molecular – ZrO(NO3)2.xH2O.
Descrição – Cristais, ou pó branco, ou quase branco.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato de zirconila SR
Preparo – Dissolver 0,1 g de nitrato de zirconila em uma mistura de 60 mL de ácido clorídrico e 40
mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Nitrato fenilmercúrico
CAS – [55-68-5].
Sinonímia – Nitrato básico de fenilmercúrio e nitrato de fenilmercúrio.
Fórmula molecular e massa molar – C6H5HgNO3 – 339,70.
Especificação – Consiste em mistura de nitrato e hidróxido de íon fenilmercúrio (C6H5Hg+). Contém,
no mínimo, 87,9% (p/p) de íon fenilmercúrico e, no mínimo, 62,75% (p/p) de mercúrio (Hg) .
Descrição – Pó cristalino branco, ou escamas brancas lustrosas. Inodoro.
Característica física – Faixa de fusão: entre 175 ºC e 190 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico, pouco solúvel em água quente. Solúvel em
glicerol e óleos graxos.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz.
Nitrazepam
CAS – [146-22-5].
Fórmula molecular e massa molar – C15H11N3O3 – 281,27.
Descrição – Pó cristalino amarelo.
Característica física – Faixa de fusão: 226 ºC a 230 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Nitrito de sódio
CAS – [7632-00-0].
Fórmula molecular e massa molar – NaNO2 – 69,00.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores, ou pó granulado branco, ou levemente amarelado. Higroscópico.
Características físicas – Temperatura de fusão: 271ºC. Decompõe-se acima de 320 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Oxida-se ao ar muito lentamente formando nitrato.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 630
Nitrito de sódio SR
Especificação – Contém 10 g de nitrito de sódio em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Preparar imediatamente antes do uso.
p-Nitroanilina
CAS – [100-01-6].
Fórmula molecular e massa molar – C6H6N2O2 – 138,13.
Descrição – Pó cristalino claro.
Característica física – Faixa de fusão: de 146 ºC a 148 ºC.
Solubilidade – Insolúvel em água e solúvel em álcool etílico e éter etílico. Forma um sal solúvel em
solução aquosa com ácido mineral forte.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
2-Nitrobenzaldeído
CAS – [552-89-6].
Fórmula molecular e massa molar – C7H5NO3 – 151,12.
Descrição – Cristais amarelos, de odor semelhante ao de óleo de amêndoas.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 42 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Nitrobenzeno
CAS – [98-95-3].
Sinonímia – Nitrobenzol.
Fórmula molecular e massa molar – C6H5NO2 – 123,11.
Descrição – Líquido incolor a amarelo-pálido, de odor semelhante ao de óleo de amêndoas.
Características físicas – Temperatura de ebulição: aproximadamente 211ºC. Densidade:
aproximadamente 1,20.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Veneno!
Nitrometano
CAS – [75-52-5].
Fórmula molecular e massa molar – CH3NO2 – 61,04.
Descrição – Líquido oleoso incolor, de odor característico.
Característica física – Temperatura de ebulição: em torno de 102 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água; e miscível com álcool etílico.
Nitroprusseto de sódio
CAS – [13755-38-9].
Sinonímia – Pentacianonitrosilferrato(III) dissódico di-hidratado, nitroprussiato de sódio,
nitroferrocianeto de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – Na2[Fe(CN)5(NO)].2H2O – 297,95.
Descrição – Pó ou cristais transparentes, vermelho-escuros.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 631
1-Octanossulfonato de sódio
CAS – [5324-84-5].
Fórmula molecular e massa molar – C8H17NaO3S – 216,27.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% de C8H17NaO3S.
Descrição – Flocos ou pós cristalinos, brancos ou quase brancos.
Octilsulfato de sódio
CAS – [142-31-4].
Fórmula molecular e massa molar – C8H17NaO4S – 232,27.
Descrição – Flocos ou pó cristalino, branco ou quase branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e solúvel em álcool metílico.
Octoxinol 10
CAS – [9002-93-1].
Fórmula molecular e massa molar – (C2H4O)10C14H22O – 646,86.
Descrição – Líquido viscoso, límpido, amarelo-claro.
Solubilidade – Miscível com água, acetona e álcool etílico; solúvel em tolueno.
Conservação – Em recipiente bem fechado.
Óleo de oliva
CAS – [8001-25-0].
Especificação – Óleo fixo obtido do fruto maduro de Olea europaea L. – Oleaceae.
Descrição – Óleo amarelo-pálido ou amarelo-esverdeado.
Característica física – Densidade: 0,910 a 0,915.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em álcool etílico; miscível com clorofórmio, éter etílico e éter
de petróleo.
Oxalato de amônio
CAS – [6009-70-7].
Fórmula molecular e massa molar – C2H8N2O4.H2O – 142,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores transparentes ou pó cristalino branco. Inodoro.
Característica física – Temperatura de fusão: 212 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Cáustico. Corrosivo. Veneno!
Oxalato de amônio SR
Usar oxalato de amônio SI.
Oxalato de potássio
CAS – [6487-48-5].
Fórmula molecular e massa molar – K2C2O4.H2O – 184,23, se anidro – 166,21.
Descrição – Cristais incolores, inodoros, eflorescentes ao ar seco e quente.
Característica física – Perde sua água a aproximadamente 160 ºC
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Segurança – Veneno!
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 632
Oxalato de sódio
CAS – [62-76-0].
Fórmula molecular e massa molar – Na2C2O4 – 134,00.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Solubilidade – Solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Óxido de alumínio
CAS – [1344-28-1].
Sinonímia – Alumina.
Fórmula molecular e massa molar – Al2O3 – 101,96.
Descrição – Pó granulado fino, branco.
Característica física – O pH (5.2.19) da suspensão a 10,0% (p/v) encontra-se entre 9,0 e 10,0.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Óxido de hólmio
CAS – [12055-62-8].
Fórmula molecular e massa molar – Ho2O3 – 377,86.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,9% (p/p).
Descrição – Pó amarelado.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Óxido de magnésio
CAS – [1309-48-4].
Sinonímia – Óxido de magnésio leve ou pesado.
Fórmula molecular e massa molar – MgO – 40,30.
Especificação – Contém, no mínimo, 95,0% (p/p).
Descrição – Pó amorfo fino, branco, inodoro, de sabor alcalino fraco.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do contato com o ar e com a umidade.
Óxido de prata
CAS – [20667-12-3].
Fórmula molecular e massa molar – Ag2O – 231,74.
Descrição – Pó cinza-escuro.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e em álcool etílico, facilmente solúvel em ácido nítrico
diluído e em hidróxido de amônio.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Óxido mercúrico
CAS – [21908-53-2].
Sinonímia – Óxido amarelo de mercúrio, óxido de mercúrio(II).
Fórmula molecular e massa molar – HgO – 216,59.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 633
Palmitato de metila
CAS – [112-39-0].
Fórmula molecular e massa molar – C17H34O2 – 270,46.
Descrição – Massa cristalina branca ou amarela.
Características físicas – Densidade (30 ºC): aproximadamente 0,86. Temperatura de fusão: cerca de
30 ºC.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico e em éter de petróleo.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Papel de prata-manganês
Preparo – À mistura de volumes iguais de nitrato de prata 0,1 M e de sulfato de manganês 1,5% (p/v)
adicionar, gota a gota, hidróxido de sódio 0,1 M até que se forme precipitado persistente. Filtrar.
Mergulhar tiras de papel de filtro na solução, durante 15 minutos. Secar à temperatura ambiente, ao
abrigo da luz e de vapores ácidos ou alcalinos. O papel de prata-manganês deve ser incolor.
Ensaio de sensibilidade – Em proveta de, aproximadamente, 40 mL, introduzir 1 mL de cloreto de
amônio a 1% (p/v). Adicionar 9 mL de água e 1 g de óxido de magnésio. Fechar imediatamente o
recipiente com tampa de polietileno, sob a qual se coloca o papel de prata-manganês. Agitar a solução,
tomando-se o cuidado para que as partículas de magnésio não entrem em contato com o papel. Manter
a proveta a 50 ºC a 60 ºC durante uma hora. Aparece cor cinza no papel reagente.
Parafina líquida
Especificação – Mistura purificada de hidrocarbonetos saturados líquidos obtidos do petróleo.
Descrição – Líquido oleoso incolor e transparente.
Características físicas – Densidade: 0,827 a 0,890. Viscosidade: 110 mPa a 230 mPa. Solubilidade –
Praticamente insolúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico; miscível com hidrocarbonetos.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Pentóxido de fósforo
CAS – [1314-56-3].
Sinonímia – Anidrido fosfórico.
Fórmula molecular e massa molar – P2O5 – 141,94.
Descrição – Pó branco, amorfo, muito deliquescente.
Características físicas – Temperatura de fusão: 340 ºC Temperatura de sublimação: 360 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 634
Pentóxido de vanádio
CAS – [1314-62-1].
Fórmula molecular e massa molar – V2O5 – 181,88.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/p).
Descrição – Pó fino, amarelo a amarelo-alaranjado.
Característica física – Temperatura de fusão: 690 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em ácidos minerais fortes e soluções de hidróxidos
alcalinos com formação de sais.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Pepsina purificada
Especificação – Derivada da mucosa estomacal do porco, com atividade de 800 a 2500 unidades/mg
de proteína.
Descrição – Pó cristalino ou amorfo, branco ou amarelado. Higroscópio.
Solubilidade – Solúvel em água, praticamente insolúvel em álcool etílico. A solução em água pode
ficar um pouco opalescente com uma pequena quantidade de ácido.
Conservação – Em recipiente fechado.
Armazenamento – Protegido da luz e em temperatura entre 2 ºC e 8ºC.
Rotulagem – Deve expressar a atividade da pepsina.
Peptona
Especificação – Mistura de produtos de natureza polipeptídica oriundos de proteínas animais (carne,
caseína). A origem determina as características físicas, composição e processo de produção.
Descrição – Pó amarelo-claro a marrom. Odor e sabor característicos. Teor mínimo em nitrogênio:
12,0% (p/p) de caseína e 14,2% (p/p) de carne.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Rotulagem – Deve expressar origem e teor em nitrogênio.
Perclorato de sódio
CAS – [7791-07-3].
Sinonímia – Sal sódico monoidratado do ácido perclórico.
Fórmula molecular e massa molar – NaClO4.H2O – 140,45.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores, deliquescentes.
Solubilidade – Muito solúvel em água, solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Periodato de potássio
CAS – [7790-21-8].
Sinonímia – Metaperiodato de potássio.
Fórmula molecular e massa molar – KIO4 – 229,99.
Descrição – Pó branco cristalino ou cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: 582 ºC.
Segurança – Altamente irritante à pele, olhos e mucosas.
Periodato de sódio
CAS – [7790-28-5].
Sinonímia – Metaperiodato de sódio.
Fórmula molecular e massa molar – NaIO4 – 213,89.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p) de periodato de sódio.
Descrição – Cristais brancos tetragonais.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 300 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em água, ácido acético, ácido nítrico e ácido sulfúrico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Em locais ventilados.
Segurança – Oxidante forte.
Permanganato de potássio
CAS – [7722-64-7].
Fórmula molecular e massa molar – KMnO4 – 158,03.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais violeta-escuros, com brilho metálico, inodoros, de sabor adocicado, adstringente.
Solubilidade – Solúvel em água fria e facilmente solúvel em água em ebulição.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – A substância e suas soluções apresentam risco de explosão, quando em contato com
materiais oxidáveis.
Categoria – Oxidante enérgico.
Peróxido de carbamida
CAS – [124-43-6].
Sinonímia – Peróxido de hidrogênio e ureia.
Fórmula molecular e massa molar – CH6N2O3 – 94,07.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco. Decompõe ao contato com o ar em ureia, oxigênio e
água.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Agente oxidante.
Peróxido de sódio
CAS – [1313-60-6].
Fórmula molecular e massa molar – Na2O2 – 77,98.
Descrição – Pó granular branco-amarelado.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, formando hidróxido de sódio e peróxido de hidrogênio,
que decompõe a gás oxigênio e água.
Conservação – Em recipientes bem fechados, protegido de substâncias orgânicas e oxidáveis.
Persulfato de amônio
CAS – [7727-54-0].
Sinonímia –Peroxidissulfato de amônio.
Fórmula molecular e massa molar – H8N2O8S2 – 228,19.
Especificação – Contém, no mínimo, 95,0% (p/p).
Descrição – Cristais ou pó granulado branco. Inodoro. Estável durante meses quando puro e seco;
decompõe-se em presença de umidade.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade, do calor e de matéria orgânica.
Informação adicional – Agente fortemente oxidante.
Persulfato de potássio
CAS – [7727-21-1].
Fórmula molecular e massa molar – K2S2O8 – 270,32.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco ou quase branco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 637
Persulfato de sódio
CAS – [7775-27-1].
Fórmula molecular e massa molar – Na2O8S2 – 238,09.
Descrição – Pó cristalino branco. Decompõe-se lentamente com umidade e pelo calor.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade e do calor.
Segurança – Irritante.
Piperazina
CAS – [110-85-0],
Fórmula molecular e massa molar – C4H10N2 – 86,14.
Descrição – Grumos ou flocos, brancos ou quase brancos. Odor amoniacal.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico, insolúvel em éter etílico.
Piridina
CAS – [110-86-1].
Fórmula molecular e massa molar – C5H5N – 79,10.
Descrição – Líquido incolor, de odor característico e desagradável.
Características físicas – Faixa de ebulição: 115 ºC a 116 ºC
Densidade (25 ºC): aproximadamente 0,980. Índice de refração (20 ºC): 1,5092.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Segurança – Inflamável. Tóxico.
Piridina anidra
Especificação – Contém, no máximo, 0,01% (p/p) de água.
Preparo – Secar a piridina com carbonato de sódio anidro. Filtrar e destilar.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Segurança – Inflamável. Tóxico.
Piroantimoniato de potássio SR
Preparo - Dissolver 2 g de piroantimoniato de potássio em 85 mL de água quente. Resfriar
rapidamente e adicionar 50 mL de solução de hidróxido de potássio 50% (p/v) e 1 mL de solução de
hidróxido de sódio 8,5 % (p/v). Deixar em repouso por 24 horas, filtrar e diluir com água até 150 mL.
Pirofosfato de sódio
CAS – [13472-36-1].
Fórmula molecular e massa molar – Na4P2O7.10H2O – 446,05.
Descrição – Cristais incolores pouco eflorescentes.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 638
Pirogalol
CAS – [87-66-1].
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O3 – 126,11.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos. Tornando-se marrom em exposição ao ar e à luz.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 131 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico. Soluções aquosas tornam-se marrons em
exposição ao ar.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Poliacrilamida
CAS – [9003-05-8].
Sinonímia – Polímero de acrilamida.
Fórmula molecular e massa molar – (C3H5NO)n; monômero – 71,08.
Especificação – Polímero de várias formas, solúveis e insolúveis em água, obtidos pelo aquecimento
com vários catalisadores de polimerização.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Altamente tóxico e irritante. Causa paralisia do sistema nervoso central. Pode ser
absorvido pela pele íntegra.
Polisacarose
CAS – [26873-85-8]
Fórmula molecular – (C12H22O11.C3H5ClO)n
Descrição – Pó branco ou quase branco.
Polissorbato 20
Ver monografia de Polissorbato 20.
Polissorbato 80
Especificação – Mistura de oleatos do sorbitol e seus anidridos copolimerizados com,
aproximadamente, 20 M de óxido de etileno para cada mol de sorbitol e anidrido.
Descrição – Líquido claro, amarelado ou amarelo-escuro. Oleoso. Fraco odor característico.
Características físicas – Densidade: em torno de 1,08. Viscosidade: aproximadamente 400 cP.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Tensoativo.
Prednisolona
CAS – [50-24-8].
Fórmula molecular e massa molar – C21H28O5 – 360,45.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 639
Prednisona
CAS – [53-03-2].
Fórmula molecular e massa molar – C21H26O5 – 358,43.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino, branco ou quase branco.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 233ºC, com decomposição.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico e em cloreto de
metileno.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Classe terapêutica – Corticoide.
Preto brilhante BN
CAS – [2519-30-4].
Fórmula molecular e massa molar – C28H17N5Na4O14S4 – 867,69.
Descrição – Cristais finos, pó azul violáceo ou preto acinzentado. Indicador de oxirredução. Forma
oxidada: azul-violácea. Forma reduzida: amarelo-marrom.
Característica física – Absortividade específica A (1%, 1 cm) é maior que 0,390 em 570 nm.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Propilenoglicol
CAS – [57-55-6].
Sinonímia – 1,2-Propanodiol.
Fórmula molecular e massa molar – C3H8O2– 76,10.
Descrição – Líquido incolor, viscoso, higroscópico.
Características físicas – Densidade (25 ºC): 1,035 a 1,037. Faixa de ebulição: 187 ºC a 189 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Propilparabeno
CAS – [94-13-3].
Sinonímia – Éster propílico do ácido 4-hidroxibenzoico.
Fórmula molecular e massa molar – C10H12O3 – 180,20.
Descrição – Cristais brancos.
Solubilidade – Muito pouco solúveis em água, facilmente solúveis em álcool etílico e em éter etílico.
Categoria – Conservante.
Púrpura de ftaleína
CAS – [2411-89-4].
Sinonímia – Metalftaleína.
Fórmula molecular e massa molar – C32H32N2O12 – 636,61.
Descrição – Pó amarelo-claro a marrom. Pode ser encontrado na forma de sal sódico: pó amarelo-
claro a rosa.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 640
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e solúvel em álcool etílico. Na forma de sal sódico é
solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Ensaio de sensibilidade – Dissolver 10 mg de púrpura de ftaleína em 1 mL de solução concentrada
de amônia e diluir para 100 mL com água. A 5 mL da solução, adicionar 95 mL de água, 4 mL de
solução concentrada de amônia, 50 mL de álcool etílico e 0,1 mL de cloreto de bário 0,1 M SV. A
solução apresenta coloração azul-violeta. Adicionar 0,15 mL de edetato dissódico 0,1 M SV. A
solução deve ficar incolor.
Quinidina
CAS – [56-54-2].
Fórmula molecular e massa molar – C20H24N2O2 – 324,42.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Características físicas – Poder rotatório específico (20 ºC): cerca de +260º, determinado em uma
solução a 1% (p/v) de quinidina em álcool etílico. Temperatura de fusão: cerca de 172 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, ligeiramente solúvel em álcool etílico e pouco solúvel
em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz
Quinidrona
CAS – [106-34-3].
Fórmula molecular e massa molar – C12H10O4 – 218,21.
Descrição – Cristais lustrosos ou pó cristalino verde-escuro.
Característica física – Temperatura de fusão: 170 ºC, pode sublimar e se decompor parcialmente.
Solubilidade – Pouco solúvel em água fria, solúvel em água quente, amônia e éter etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Quinina
CAS – [130-95-0].
Fórmula molecular e massa molar – C20H24N2O2 – 324,42.
Descrição – Pó microcristalino branco ou quase branco.
Características físicas – Poder rotatório específico (20 ºC): cerca de -167º, determinado em uma
solução a 1% (p/v) de quinina em álcool etílico. Temperatura de fusão: cerca de 175 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, pouco solúvel em água em ebulição e muito solúvel em
álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Raponticina
CAS – [155-58-8].
Fórmula molecular e massa molar – C21H24O9 – 420,41.
Descrição – Pó cristalino cinza-amarelado.
Solubilidade – Solúvel em álcool etílico e em álcool metílico.
Reagente de aluminon
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 641
Reagente de coloração
Preparo – Misturar 50 mL de ácido acético glacial e 50 mL de ácido sulfúrico. Deixar em repouso
por duas horas antes do uso. Estocar em geladeira por, no máximo, 24 horas.
Reagente de Folin-Denis
Preparo – A 75 mL de água adicionar l0 g de tungstato de sódio, 2 g de ácido fosfomolíbdico e 5 mL
de ácido fosfórico. Manter a mistura em refluxo por duas horas, resfriar e completar o volume para
100 mL com água. A solução apresenta coloração esverdeada.
Reagente de Hantzach
Preparo – Dissolver 150 g de acetato de amônio em 500 mL de água destilada contendo 3 mL de
ácido acético e 2 mL de acetilacetona. Completar o volume para 1000 mL.
Conservação – Em recipiente fechado de vidro âmbar.
Reagente de Jones
Preparo – A 40 mL de água adicionar 5,3 g de trióxido de cromo e 24 mL de mistura de água e ácido
sulfúrico (1:1).
Reagente de Marquis
Preparo – Misturar 4 mL de solução de formaldeído com 100 mL de ácido sulfúrico.
Reagente de xantidrol
Preparo – Dissolver 0,125 g de xantidrol em 100 mL de ácido acético glacial. Adicionar 1 mL de
ácido clorídrico antes de usar.
Reagente fosfomolibdotúngstico
Preparo – Dissolver 100 g de tungstato de sódio e 25 g de molibdato de sódio em 700 mL de água.
Adicionar 100 mL de ácido clorídrico e 50 mL de ácido fosfórico. Aquecer a mistura sob refluxo em
aparatos de vidro, durante 10 horas. Adicionar 150 g de sulfato de lítio, 50 mL de água e algumas
gotas de bromo. Ferver para remover o excesso de bromo (por cerca de 15 minutos), deixar esfriar e
diluir para 1000 mL com água. Filtrar. O reagente apresenta coloração amarela. Se a solução
apresentar coloração esverdeada, não deve ser utilizada, devendo ser regenerada com a adição de
algumas gotas de bromo ao reagente em ebulição. Posteriormente ferver o reagente para eliminar o
excesso de bromo.
Armazenamento – Manter em temperatura entre 2 ºC e 8 ºC.
Reagente iodoplatinado
Preparo – Misturar volumes iguais de ácido cloroplatínico a 0,3% (p/v) e de iodeto de potássio a 6%
(p/v).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 642
Reagente metoxifenilacético
Preparo – Dissolver 2,7 g de ácido metoxifenilacético em 6 mL de solução de hidróxido
tetrametilamônio e adicionar 20 mL de álcool etílico absoluto.
Armazenamento – Em recipiente de polietileno.
Reagente sulfomolíbdico
Preparo – Dissolver, com aquecimento, 2,5 g de molibdato de amônio em 20 mL de água. Diluir 28
mL de ácido sulfúrico em 50 mL de água e esfriar. Misturar as duas soluções e completar o volume
para 100 mL com água.
Reineckato de amônio
CAS – [13573-16-5].
Sinonímia – Tetratiocianatodiaminocromato de amônio.
Fórmula molecular e massa molar – C4H10CrN7S4.H2O – 354,45.
Descrição – Cristais vermelho-escuros ou pó vermelho-cristalino.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água gelada, solúvel em água quente e álcool etílico.
Decompõe-se lentamente em solução.
Reineckato de amônio SR
Preparo – Agitar, constantemente, cerca de 0,5 g de reineckato de amônio em 20 mL de água durante
uma hora e filtrar.
Estabilidade – Usar em, no máximo, dois dias.
Resazurina
CAS – [550-82-3].
Sinonímia – Diazorresorcinol.
Fórmula molecular e massa molar – C12H7NO4 – 229,19.
Descrição – Cristais, ou pó cristalino vermelho-escuro.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Resorcinol
CAS – [108-46-3].
Sinonímia – Resorcina.
Fórmula molecular e massa molar – C6H6O2 – 110,11.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais, ou pó cristalino incolor ou amarelo-pálido. Exposto à luz e ao ar, adquire
coloração rósea.
Característica física – Faixa de fusão: 109 ºC a 111 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz e do ar.
Ristocetina
CAS – [1404-55-3].
Sinonímia – Ristocetina A.
Fórmula molecular e massa molar – C94H108N8O44 – 2053,91.
Descrição – Sólido branco. Encontrado, também, como ristocetina sulfatada.
Rodamina B
CAS – [81-88-9].
Sinonímia – Tetraetilrodamina, Violeta básico 10.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 643
Rutina
CAS – [153-18-4].
Fórmula molecular e massa molar – C27H30O16 – 610,52.
Descrição – Cristais em forma de agulhas amarelo-pálidas. Escurece na presença da luz.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 210 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água e solúvel em piridina.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Sacarose
CAS – [57-50-1].
Fórmula molecular e massa molar – C12H22O11 – 342,30.
Especificação – É obtida da Saccharum officinarum Linné (Família Gramineae), Beta vulgares Linné
(Família Chenopodiaceae) e outras fontes.
Descrição – Cristais brancos ou incolores; pó cristalino ou massa cristalina ou blocos brancos.
Inodoro. Sabor adocicado. Estável ao ar. Finamente dividido é higroscópico e absorve até 1% de
umidade. Não contém aditivos.
Característica física – Decomposição: entre 160 ºC e 186 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico e praticamente insolúvel em
álcool etílico absoluto.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Safranina O
CAS – [477-73-6].
Descrição – Pó vermelho-escuro. Consiste de mistura de cloreto de 3,7-diamino-2,8-dimetil-5-
fenilfenazínio (C20H19ClN4 – 350,85) e cloreto de 3,7-diamino-2,8-dimetil-5,o-tolilfenazínio
(C21H21ClN4 – 364,88). Indicador de oxirredução. Forma oxidada: meio ácido, cor violeta–azulada;
meio alcalino, cor parda. Forma reduzida: incolor tanto em meio ácido quanto alcalino.
Característica física – No espectro de absorção no ultravioleta (5.2.14), há máximo entre 530 nm e
533 nm.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Salicilato de sódio
CAS – [54-21-7].
Fórmula molecular e massa molar – C7H5NaO3 – 160,10.
Descrição – Cristais incolores pequenos; ou pó cristalino branco; ou flocos brilhantes.
Característica física – Temperatura de fusão: 440 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e ligeiramente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 644
Santonina
CAS – [481-06-1].
Fórmula molecular e massa molar – C15H18O3 – 246,31.
Descrição – Cristais incolores. Se expostos à luz, podem adquirir coloração amarela.
Característica física – Faixa de fusão: 174 ºC a 176 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico a quente e
ligeiramente solúvel em álcool etílico.
Saponinas
CAS – [8047-15-2].
Descrição – Pó amarelo-claro.
Solubilidade – Solúvel em água, e sob agitação, forma espuma.
Conservação – Em recipientes fechados.
Sílica, dessecada
CAS – [7631-86-9].
Fórmula molecular e massa molar – SiO2 – 60,08.
Especificação – Ácido silícico coloidal, polimerizado, previamente desidratado; contém cloreto de
cobalto como indicador.
Descrição – Grânulos vítreos, amorfos, de granulometria variável, com grânulos impregnados com
indicador de capacidade de adsorção pela cor azul a rósea.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Categoria – Dessecante.
Sílica-gel “G”
CAS – [112926-00-8].
Sinonímia – Gel de sílica “G”.
Especificação – Contém, aproximadamente, 13,0% (p/p) de sulfato de cálcio hemi-hidratado.
Descrição – Pó fino branco de granulometria variável entre 10 μm e 40 μm, homogêneo.
Característica física – O pH (5.2.19) da suspensão a 10% (p/v) em água isenta de dióxido de carbono,
obtida por agitação durante 15 minutos é de, aproximadamente, 7,0.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Suporte para cromatografia.
Sílica-gel “GF254”
Sinonímia – Gel de sílica “GF254”.
Especificação – Contém, aproximadamente, 13,0% (p/p) de sulfato de cálcio hemi-hidratado e,
aproximadamente, 1,5% (p/p) de indicador de fluorescência de intensidade máxima a 254 nm.
Descrição – Pó fino branco de granulometria variável entre 10 μm e 40 μm, homogêneo.
Característica física – Conforme descrito para sílica-gel “G”.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Suporte para cromatografia.
Sílica-gel “H”
Sinonímia – Gel de sílica “H”.
Descrição – Pó fino branco, de granulometria variável entre 10 μm e 40 μm, homogêneo.
Característica física – Conforme descrito para sílica-gel “G”.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Suporte para cromatografia.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 645
Sílica-gel “HF254”
Sinonímia – Gel de sílica “HF254”.
Especificação – Contém, aproximadamente, 1,5% (p/v) de indicador de fluorescência de intensidade
máxima a 254 nm.
Descrição – Pó fino branco de granulometria variável entre 10 μm e 40 µm, homogêneo.
Característica física – Conforme descrito para sílica-gel “G”.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Categoria – Suporte para cromatografia.
Sílica kieselguhr
Descrição – Pó branco ou amarelo-claro.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, soluções ácidas diluídas e solventes orgânicos.
Solução de Jeffrey
Preparo – Misturar partes iguais de ácido nítrico a 10% (p/v) e ácido crômico a 10% (p/v).
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Solução de Karl-Fischer
Sinonímia – Reagente iodo-sulfurado.
Especificação – Constituído por duas soluções.
Solução 1: a uma mistura de 70 mL de álcool metílico e 35 mL de piridina, isenta de água, adicionar,
sob refrigeração e ausência de umidade, dióxido de enxofre seco até obter acréscimo em peso de 9 g.
Homogeneizar.
Solução 2: contém 12,6 g de iodo em 100 mL de solução com álcool metílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Estabilidade – Decompõe–se continuamente.
Armazenamento – Proteger da umidade e da luz. Manter sob refrigeração.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
Informação adicional – Para determinação do teor de água.
Especificação – Contém 1,318 g de cloreto de sódio em 1000mL de solução aquosa. Diluir 1 volume
dessa solução em 100 volumes de água, imediatamente antes do uso.Conservação – Em recipientes
bem fechados.
Preparo – Dissolver 0,440 g de sulfato de zinco em água contendo 1 mL de ácido acético 5 M e diluir
para 100 mL com água. Imediatamente antes do uso, diluir 1 volume para 10 volumes com água.
Solução redutora
Preparo – Dissolver 5 g de tetraidroborato de sódio em 500 mL de hidróxido de sódio a 1% (p/v).
Subnitrato de bismuto
CAS – [1304-85-4].
Sinonímia – Oxinitrato de bismuto.
Fórmula molecular e massa molar – Bi5O(OH)9(NO3)4 – 1461,98.
Especificação – É sal básico que contém, no mínimo, o equivalente a 79,0% de trióxido de bismuto
(Bi2O3) (p/p).
Descrição – Pó branco, denso, higroscópico, inodoro e sem gosto. Apresenta reação alcalina diante
do papel de tornassol.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Classe terapêutica – Antiácido.
Substituto de plaquetas
Preparo – A uma quantidade entre 0,5 g e 1 g de fosfolípidos, adicionar 20 mL de acetona, e agitar a
mistura, frequentemente, durante duas horas. Centrifugar durante dois minutos e eliminar o líquido
sobrenadante. Secar o resíduo com auxílio de uma trompa de água, adicionar 20 mL de clorofórmio
e agitar durante duas horas. Filtrar sob pressão reduzida e suspenda o resíduo obtido em 5 mL a 10
mL de solução de cloreto de sódio a 0,9% (p/v).
Determinação da atividade do Fator IX – Preparar uma diluição em solução de cloreto de sódio a
0,9% (p/v), tal que a diferença entre os tempos de coagulação das diluições sucessivas da preparação
de referência seja cerca de 10 segundos.
Conservação – As suspensões diluídas podem ser usadas durante as seis semanas que se seguem ao
preparo, se conservadas a -30 ºC.
Substrato de plasma
Preparo – Separar o plasma do sangue humano ou bovino colhido em 1/9 do seu volume de solução
de citrato de sódio a 3,8% (p/v), ou em 2/7 do seu volume de uma solução contendo 2% (p/v) de
citrato ácido de sódio e 2,5% (p/v) de glicose. No primeiro caso, o substrato é preparado no dia da
coleta do sangue; no último caso, o substrato de plasma pode ser preparado nos dois dias que se
seguem à coleta.
Conservação – Em tubos plásticos, em pequenas quantidades, a uma temperatura igual ou inferior a
-20 ºC.
Substrato de plasma1
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 649
Substrato de plasma2
Preparo – Preparar a partir do sangue humano que tenha um teor em Fator IX inferior a 1 % do teor
normal. Recolher o sangue em 1/9 do seu volume de uma solução de citrato de sódio a 3,8% (p/v).
Conservação – Em tubos plásticos, em pequenas quantidades, a uma temperatura igual ou inferior a
-30 ºC.
Sudan III
CAS – [85-86-9].
Fórmula molecular e massa molar– C22H16N4O – 352,40.
Descrição – Pó vermelho-marrom.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sudan III SR
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 650
Preparo – Dissolver 0,5 g de Sudan III em 100 mL de álcool etílico a 80% (v/v), aquecido a 60 ºC,
esfriar e filtrar.
Sudan IV
CAS – [85-83-6].
Fórmula molecular e massa molar – C24H20N4O – 380,45.
Descrição – Pó marrom ou marrom-avermelhado.
Características físicas – Faixa de fusão: 181 ºC a 188 ºC. Decompõe completamente a 260 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em parafina e fenol, pouco solúvel em
acetona e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sudan IV SR
Preparo – Dissolver 2 g de Sudan IV em 100 mL de álcool etílico a 92% (v/v), aquecido a 60 ºC,
esfriar, filtrar e adicionar 5 mL de glicerina.
Sulfamato de amônio
CAS – [7773-06-0].
Fórmula molecular e massa molar – NH4SO3NH2 – 114,13.
Descrição – Pó cristalino branco ou cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 131 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes perfeitamente fechados.
Sulfanilamida
CAS – [63-74-1].
Sinonímia – 4-Aminobenzenossulfonamida.
Fórmula molecular e massa molar – C6H8N2O2S – 172,20.
Descrição – Cristais ou pó fino branco ou branco-amarelados.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 165 ºC.
Solubilidade – Solúvel em glicerol e praticamente insolúvel em clorofórmio e em éter etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Classe terapêutica – Antibacteriano.
Sulfato cérico
CAS – [13590-82-4].
Sinonímia – Dissulfato cérico.
Fórmula molecular e massa molar – Ce(SO4)2 – 332,23.
Descrição – Cristal ou pó amarelo-alaranjado.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 350 ºC.
Conservação – Proteger da luz, calor e umidade.
Segurança – Tóxico e oxidante.
Sulfato cúprico SR
Especificação – Contém 12,5 g de sulfato cúprico pentahidratado em 100 mL de solução aquosa.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sulfato de amônio
CAS – [7783-20-2].
Fórmula molecular e massa molar – (NH4)2SO4 – 132,13.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores, inodoros.
Característica física – Decompõe-se em temperaturas acima de 280 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água, praticamente insolúvel em acetona e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sulfato de bário
CAS – [7727-43-7].
Fórmula molecular e massa molar – BaSO4 – 233,39.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,5% (p/p).
Descrição – Pó branco, fino e denso. Inodoro e insípido.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, em solventes orgânicos e em ácidos e soluções de
hidróxidos alcalinos.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Classe terapêutica – Contraste radiológico para o trato gastrintestinal.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 652
Sulfato de cádmio
CAS – [7790-84-3].
Fórmula molecular e massa molar – 3CdSO4.8H2O – 769,52.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino, incolor e inodoro.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sulfato de cálcio SR
Preparo – Agitar 5 g de sulfato de cálcio hemi-hidratado com 100 mL de água, durante uma hora.
Filtrar antes do uso.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Sulfato de N,N-dimetil-p-fenilenodiamina
CAS – [536-47-0].
Sinonímia – Sulfato de N,N-dimetil-1,4-benzenodiamina.
Fórmula molecular e massa molar – C8H12N2.H2SO4 – 234,28.
Característica física – Faixa de fusão: 200 ºC a 205 ºC, com decomposição.
Armazenamento – Proteger da luz.
Segurança – Tóxico.
Sulfato de dimetila
CAS – [77-78-1].
Sinonímia – Dimetil sulfato, DMS.
Fórmula molecular e massa molar – (CH3)2SO4 – 126,13.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Temperatura de ebulição: cerca de 188 ºC, com decomposição. Índice de
refração (20 ºC): 1,3874.
Miscibilidade – Miscível com água (com hidrólise) e com éter etílico e acetona.
Conservação – Em recipientes fechados.
Segurança – Corrosivo. Venenoso!
Sulfato de hidrazina
CAS – [10034-93-2].
Fórmula molecular e massa molar – H6N2O4S – 130,12.
Descrição – Cristais incolores.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água fria, solúvel em água quente (50 ºC) e facilmente
solúvel em água em ebulição. Praticamente insolúvel em álcool etílico.
Sulfato de lítio
CAS – [10102-25-7].
Fórmula molecular e massa molar – Li2SO4.H2O – 127,95.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 653
Sulfato de manganês
CAS – [10101-68-5].
Fórmula molecular e massa molar – MnSO4.4H2O – 223,05.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p) de MnSO4, em relação à substância dessecada à
temperatura entre 450 ºC e 500 ºC
Descrição – Cristais ou pó cristalino de cor rósea. Inodoro. Efloresce lentamente.
Característica física – Perde água a, aproximadamente, 450 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, muito solúvel em água em ebulição e praticamente
insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Informação adicional – O produto comercial normalmente é mistura de sulfato de manganês
tetraidratado e pentaidratado.
Sulfato de 4-metilaminofenol
CAS – [55-55-0].
Fórmula molecular e massa molar – C14H20N2O6S – 344,38.
Descrição – Cristais incolores.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 260 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Muito solúvel em água e pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipiente bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Sulfato de 4-metilaminofenol SR
Preparo – Dissolver 0,35 g de sulfato de 4-metilaminofenol em 50 mL de água. Adicionar 20 g de
bissulfito de sódio e homogeneizar. Diluir para 100 mL com água.
Sulfato de potássio
CAS – [7778-80-5].
Fórmula molecular e massa molar – K2SO4 – 174,25.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, de sabor amargo.
Características físicas – Solução aquosa com caráter neutro. Temperatura de fusão: 1067 ºC.
Conservação – Em recipientes fechados.
Sulfato de protamina
CAS – [9009-65-8].
Especificação – Consiste em mistura de proteínas simples, obtidas de esperma e testículos de espécies
adequadas de peixes. Possui a propriedade de neutralizar a heparina.
Descrição – Pó cristalino fino, branco ou amorfo fracamente corado.
Conservação – Em recipientes bem fechados, sob refrigeração.
Armazenamento – Proteger do calor.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 654
Sulfato de sódio
CAS – [7757-82-6].
Fórmula molecular e massa molar – Na2SO4 – 142,04.
Especificação – Preparado a partir do Na2SO4.10H2O por aquecimento a, aproximadamente, 100 ºC.
Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó fino, branco, inodoro, de sabor salgado fracamente amargo. Higroscópico.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 800 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Sulfato de tetrabutilamônio
CAS – [32503-27-8].
Sinonímia – Sulfato de N,N,N-tributil-1-butanamínio, hidrogenossulfato de tetrabutilamônio
Fórmula molecular e massa molar – C16H36N.HSO4 – 339,54.
Descrição – Pó cristalino branco.
Característica física – Faixa de fusão: 169 ºC a 173 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool metílico.
Sulfato férrico
CAS – [10028-22-5].
Sinonímia – Perssulfato férrico.
Fórmula molecular e massa molar – Fe2(SO4)3.xH2O.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 655
CAS – [7782-63-0].
Sinonímia – Sulfato de ferro, heptaidratado.
Fórmula molecular e massa molar – FeSO4.7H2O – 278,01.
Especificação – Contém, no mínimo, 98,0% (p/p) de FeSO4.7H2O.
Descrição – Cristais azul–esverdeados; ou grânulos, ou pó cristalino verde. Inodoro. Eflorescente.
Oxida–se pela umidade e luminosidade a sulfato básico de ferro(III) de cor marrom.
Característica física – A partir da temperatura de 65 ºC, transforma–se em monoidratado.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, muito solúvel em água em ebulição e praticamente
insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger do ar e da umidade.
Informação adicional – Não usar quando tiver cor marrom.
Sulfato ferroso SR
Especificação – Contém 8% (p/v) de sulfato ferroso heptaidratado em água fria, recentemente fervida.
Preparar imediatamente antes do uso.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz, do ar e do calor.
Sulfeto de amônio SR
Preparo – Saturar 60 mL de amônia SR com sulfeto de hidrogênio e adicionar 40 mL de amônia SR.
Preparar imediatamente antes do uso.
Conservação – Em recipiente pequeno, bem cheio e fechado.
Armazenamento – Proteger da luz e do calor.
Estabilidade – Diante de precipitação abundante de enxofre, desprezar a solução.
Sulfeto de hidrogênio
CAS – [7783-06-4].
Sinonímia – Ácido sulfídrico.
Fórmula molecular e massa molar – H2S – 34,08.
Especificação – Produzido pelo tratamento de sulfeto ferroso (ou outros sulfetos) com ácido sulfúrico
ou ácido clorídrico diluídos.
Descrição – Gás incolor de odor característico e sabor adocicado; mais denso que o ar.
Características físicas – Densidade relativa ao ar: 1,19. Temperatura de ignição: 260 ºC.
Segurança – Inflamável. Tóxico. Veneno!
Sulfeto de hidrogênio SR
Especificação – A solução aquosa saturada a 20 ºC, contém em torno de 0,4 a 0,5% (p/v). Preparada
pela passagem de sulfeto de hidogênio em água fria.
Característica física – O pH (5.2.19) da solução aquosa recém preparada é de 4,5.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Segurança – Inflamável. Tóxico. Veneno!
Sulfeto de sódio
CAS – [1313-84-4].
Fórmula molecular e massa molar – Na2S.9H2O – 240,18.
Descrição – Cristais incolores deliquescentes, que se amarelam pela exposição ao ar ou pela ação da
luz. Odor semelhante ao do sulfeto de hidrogênio.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 50 ºC.
Conservação – Recipiente bem fechado, no frio.
Armazenamento – Proteger do ar, da luz e do calor.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 657
Sulfeto de sódio SR
Especificação – Contém 10% (p/v) de sulfeto de sódio em água.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Sulfito de sódio
CAS – [7757-83-7].
Fórmula molecular e massa molar – Na2SO3 – 126,04.
Descrição – Pó branco, ou quase branco, inodoro.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e muito pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tanino
CAS – [1401-55-4].
Sinonímia – Ácido tânico.
Especificação – Obtido de cascas de diversas plantas, consistindo, especialmente, de mistura de
substâncias polifenólicas.
Descrição – Pó amarelo a marrom. Odor fracamente característico e sabor adstringente.
Solubilidade – Muito solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e solúvel em acetona.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Rotulagem – A rotulagem deve indicar a fonte botânica.
Tartarato de sódio
CAS – [6106-24-7].
Fórmula molecular e massa molar – C4H4O6Na2.2H2O – 230,08.
Especificação – Contém 84,34% de C4H4O6Na2 e 15,66% de água. Aquecido a 150 ºC, perde, no
mínimo, 15,6% e, no máximo, 15,7% de seu peso.
Descrição – Cristais brancos ou quase brancos.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e praticamente insolúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tartarato ferroso SR
Preparo – Dissolver 1 g de sulfato ferroso heptaidratado, 2 g de tartarato de sódio e potássio e 0,1 g
de bissulfito de sódio em água. Completar o volume para 100 mL com água. Preparar imediatamente
antes do uso.
Tetraborato sódico
CAS – [1303-96-4].
Sinonímia – Borato sódico, borato de sódio, bórax.
Fórmula molecular e massa molar– Na2B4O7.10H2O – 381,37.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco, inodoro, de sabor cáustico. Eflorescente.
Solubilidade – Solúvel em água, muito solúvel em água em ebulição e facilmente solúvel em glicerol.
Conservação – Em recipientes bem fechados; efloresce ao ar seco.
Armazenamento – Proteger do ar.
Tetracloreto de carbono
CAS – [56-23-5].
Fórmula molecular e massa molar – CCl4 – 153,82.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Descrição – Líquido incolor, límpido, denso e de odor característico.
Características físicas – Faixa de ebulição: 76 ºC a 77 ºC. Densidade: 1,588 a 1,590. Índice de
refração (20 ºC): 1,4607.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água; miscível em álcool etílico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 659
Tetradecano
CAS – [629-59-4].
Fórmula molecular e massa molar – C14H30 – 198,39.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5% (p/p).
Descrição – Líquido límpido e incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,76. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,429.
Temperatura de fusão: cerca de -5 ºC. Temperatura de ebulição: cerca de 252 ºC.
Conservação – Em recipientes fechados.
Tetrafenilborato de sódio
CAS – [143-66-8].
Fórmula molecular e massa molar – NaB(C6H5)4 – 342,22.
Descrição – Pó ou cristais brancos ou quase brancos.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em acetona.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tetraidroborato de sódio
CAS – [16940-66-2].
Fórmula molecular e massa molar – NaBH4 – 37,83.
Descrição – Cristais incolores e higroscópicos.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, solúvel em álcool etílico absoluto.
Armazenamento – Em recipientes bem fechados.
3,3’-Tetraidrocloreto de diaminobenzidina
CAS – [7411-49-6].
Fórmula molecular e massa molar – C12H18Cl4N4– 360,12.
Descrição – Cristais brancos ou amarelados, ocasionalmente púrpura.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 280 ºC, com decomposição.
Solubilidade – Solúvel em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados, sob refrigeração.
Segurança – Irritante.
3,3’-Tetraidrocloreto de diaminobenzidina SR
Especificação – Contém 1 g de 3,3’-tetraidrocloreto de diaminobenzidina em 200 mL de água.
Conservação – Em recipientes bem fechados, sob refrigeração.
Segurança – Irritante.
Tetraidrofurano
CAS – [109-99-9].
Fórmula molecular e massa molar – C4H8O – 72,11.
Especificação – O produto é adicionado de estabilizantes (p–cresol, hidroquinona) na proporção 0,05
% a 0,1 % (p/v), para evitar a formação excessiva de peróxidos.
Descrição – Líquido incolor. Odor intenso e semelhante ao do éter etílico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 65 ºC a 66 ºC. Densidade (20 ºC):
aproximadamente 0,889. Índice de refração (20 ºC): 1,4070.
Miscibilidade – Miscível com água e com álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados, pequenos e cheios.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 660
1,1,3,3-Tetrametilbutilamina
CAS – [107-45-9].
Fórmula molecular e massa molar – C8H19N – 129,25.
Descrição – Líquido incolor e límpido.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 0,805. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,424.
Temperatura de ebulição: cerca de 140 ºC.
Tetrametiletilenodiamina
CAS – [110-18-9].
Sinonímia –– N,N,N’,N’-Tetrametiletilenodiamina, TEMED.
Fórmula molecular e massa molar – C6H16N2 –116,21.
Especificação – Qualidade apropriada para eletroforese.
Descrição – Líquido incolor.
Características físicas – Densidade (20 ºC): aproximadamente 1,418. Temperatura de ebulição:
aproximadamente 121 ºC.
Miscibilidade – Miscível com água, com álcool etílico e com éter etílico.
Tetraoxalato de potássio
CAS – [6100-20-5].
Fórmula molecular e massa molar– C4H3KO8.2H2O – 254,19.
Descrição – Pó cristalino branco ou cristais incolores ou brancos.
Solubilidade – Ligeiramente solúvel em água e solúvel em água em ebulição, pouco solúvel em álcool
etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tetróxido de ósmio
CAS – [20816-12-0].
Fórmula molecular e massa molar – OsO4 – 254,20.
Descrição – Massa cristalina amarela, ou agulhas amarelo-claras, higroscópicas, sensíveis à luz.
Solubilidade – Solúvel em água, álcool etílico e éter etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Vapores venenosos!
Tetróxido de ósmio SR
Especificação – Contém 0,25% (p/v) g de tetróxido de ósmio em ácido sulfúrico 0,05 M.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Timerosal
CAS – [54-64-8].
Fórmula molecular e massa molar – C9H9HgNaO2S – 404,81.
Descrição – Pó cristalino amarelo-claro.
Solubilidade – Muito solúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Timidina
CAS – [50-89-5].
Sinonímia – 1-(2-Desoxi-β-D-ribofuranosil)-5-metiluracila.
Fórmula molecular e massa molar – C10H14N2O5 – 242,23.
Descrição – Cristais em forma de agulhas, ou pó branco.
Solubilidade – Solúvel em água, em álcool etílico a quente e em ácido acético glacial.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 661
Timina
CAS – [65-71-4].
Sinonímia – 5-Metil-2,4-(1H,3H)-pirimidinodiona.
Fórmula molecular e massa molar – C5H6N2O2 – 126,12.
Descrição – Placas ou cristais em forma de agulhas pequenas.
Solubilidade – Pouco solúvel em água fria, solúvel em água quente. Dissolve em soluções diluídas
de hidróxidos alcalinos.
Timol
CAS – [89-83-8].
Sinonímia – 5-Metil-2-(1-metiletil)fenol.
Fórmula molecular e massa molar – C10H14O – 150,22.
Descrição – Cristais incolores, de odor aromático.
Característica física – Temperatura de fusão: em torno de 50 ºC.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água, muito solúvel em álcool etílico, facilmente solúvel em
óleos essenciais e em óleos graxos, ligeiramente solúvel em glicerol. Dissolve em soluções de
hidróxidos alcalinos.
Tioacetamida
CAS – [62-55-5].
Fórmula molecular e massa molar– C2H5NS –75,13.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco, ou quase branco. Fraco odor de mercaptana.
Característica física – Temperatura de fusão: 113 ºC a 114 ºC.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tioacetamida SR
Preparo – Misturar 0,2 mL da solução de tioacetamida a 4% (p/v) e 1 mL da seguinte mistura: 1,5
mL de hidróxido de sódio M, 0,5 mL de água e 2 mL de glicerol a 85% (p/v). Aquecer em banho-
maria durante 20 segundos.
Estabilidade – Preparar imediatamente antes do uso.
Tiocianato de amônio
CAS – [1762-95-4].
Sinonímia – Sulfocianato de amônio.
Fórmula molecular e massa molar – NH4SCN – 76,12.
Descrição – Cristais incolores e deliquescentes.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 149 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da umidade.
Tiocianato de amônio SR
Especificação – Contém 8% (p/v) de tiocianato de amônio em água.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tiocianato de mercúrio
CAS – [592-85-5].
Fórmula molecular e massa molar – Hg(SCN)2 – 316,76.
Descrição – Pó cristalino branco ou quase branco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 662
Solubilidade – Muito solúvel em água, pouco solúvel em álcool etílico, solúvel em soluções de cloreto
de sódio.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Tiocianato de mercúrio SR
Preparo – Dissolver 0,3 g de tiocianato de mercúrio em álcool etílico. Completar o volume para 100
mL com o mesmo solvente.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Estabilidade – Limitada em uma semana.
Tiocianato de potássio
CAS – [333-20-0].
Sinonímia – Sulfocianato de potássio.
Fórmula molecular e massa molar– KSCN –97,18.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p).
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 173 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Pode causar erupções cutâneas.
Tioglicolato de sódio
CAS – [367-51-1].
Fórmula molecular e massa molar – C2H3NaO2S – 114,09.
Especificação – Contém, no mínimo, 95,0% (p/p).
Descrição – Pó cristalino branco, higroscópico, de odor fraco característico. Oxida em contato com
o ar.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água e em álcool metílico, pouco solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Armazenamento – Proteger da luz e do ar.
Tionina SR
Preparo – Adicionar 1 g de tionina a 2,5 g de fenol e completar o volume para 100 mL com água.
Conservação – Em recipientes fechados.
Tionina SR1
Preparo: preparar uma solução de acetato de tionina a 0,2% em álcool etílico 25% (v/v) por imersão
da amostra seca na solução. Após 15 minutos, lavar o excesso de reagente com álcool etílico 25%
(v/v).
Tiossulfato de sódio
CAS – [10102-17-7].
Sinonímia – Hipossulfito de sódio R.
Fórmula molecular e massa molar – Na2S2O3.5H2O – 248,17.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 663
Tioureia
CAS – [62-56-6].
Fórmula molecular e massa molar – CH4N2S – 76,12.
Descrição – Cristais, ou pó cristalino branco, ou quase branco.
Característica física – Faixa de fusão: de 176 ºC a 178 ºC.
Solubilidade – Solúvel em água e em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes fechados.
Tirosina
CAS – [60-18-4].
Fórmula molecular e massa molar – C9H11NO3 – 181,19.
Descrição – Cristais incolores, ou brancos, ou quase brancos, ou pó cristalino branco, ou quase
branco.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, praticamente insolúvel em acetona e em álcool etílico, solúvel
em ácido clorídrico diluído e soluções de hidródidos alcalinos.
p-Tolualdeído
CAS – [104-87-0].
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O – 120,15.
Descrição – Líquido límpido, incolor ou amarelado.
Característica física – Índice de refração (20 ºC): entre 1,544 e 1,546.
Tolueno
CAS – [108-88-3].
Sinonímia – Metilbenzeno, toluol.
Fórmula molecular e massa molar – C7H8 – 92,14.
Descrição – Líquido incolor de odor característico.
Características físicas – Temperatura de ebulição: 110 ºC a 111 ºC. Densidade: aproximadamente
0,87. Índice de refração (20 ºC): 1,4967.
Solubilidade – Muito pouco solúvel em água; miscível com álcool etílico.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
p-Toluidina
CAS – [106-49-0].
Sinonímia – 4-Metilanilina.
Fórmula molecular e massa molar – C7H9N – 107,16.
Descrição – Cristais ou flocos brancos ou levemente amarelados.
Características físicas – Temperatura de fusão: cerca de 44 ºC. Densidade (20 ºC): 1,046.
Solubilidade – Facilmente solúvel em álcool etílico, álcool metílico, acetona e em ácidos diluídos, e
pouco solúvel em água.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 664
Torina
CAS – [3688-92-4].
Sinonímia – Naftarson.
Fórmula molecular e massa molar – C16H11AsN2Na2O10S2–576,30.
Descrição – Pó vermelho.
Solubilidade – Solúvel em água.
Torina SR
Preparo – Dissolver 0,2% (p/v) de torina em água.
Conservação – Em recipiente fechado.
Armazenamento – Proteger da luz.
Estabilidade – Utilizar em, no máximo, uma semana após o preparo.
Tricina
CAS – [5704-04-1].
Fórmula molecular e massa molar – C6H13NO5 – 179,17.
Especificação – Qualidade apropriada para eletroforese.
Característica física – Temperatura de fusão: cerca de 183 ºC.
1,1,1-Tricloroetano
CAS – [71-55-6].
Fórmula molecular e massa molar – C2H3Cl3 – 133,40.
Descrição – Líquido não inflamável.
Características físicas – Densidade (20 ºC): cerca de 1,34. Temperatura de ebulição: cerca de 74 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em acetona e em álcool metílico.
Tricloroetileno
CAS – [79-01-6].
Sinonímia – Tricloroeteno.
Fórmula molecular e massa molar – C2HCl3 – 131,39.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,5 % (p/p).
Descrição – Líquido incolor, odor característico.
Características físicas – Densidade (20ºC): cerca de 1,46. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,477.
Temperatura de ebulição: aproximadamente 87 ºC.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água, solúvel em acetona e em álcool metílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Tóxico.
Trietanolamina
CAS – [102-71-6].
Sinonímia – 2,2’,2”-nitrilotrietanol.
Fórmula molecular e massa molar – C6H15NO3 – 149,19.
Descrição – Líquido incolor, viscoso, muito higroscópico, torna-se marrom pela exposição ao ar.
Característica física – Densidade: aproximadamente 1,13.
Miscibilidade – Miscível com água, acetona, álcool etílico e álcool metílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados ao abrigo da luz.
Trietilamina
CAS – [121-44-8].
Fórmula molecular e massa molar – C6H15N – 101,19.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 665
Trifenilmetanol
CAS – [76-84-6].
Fórmula molecular e massa molar – C19H16O - 260,34.
Descrição – Cristais incolores, ou pó branco, ou quase branco.
Solubilidade – Praticamente insolúvel em água e facilmente solúvel em álcool etílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados
Trifluoreto de boro
CAS – [7637-07-2].
Fórmula molecular e massa molar – BF3 – 67,81.
Descrição – Gás incolor, de odor pungente e sufocante.
Trinitrofenol SR
Usar ácido pícrico SR1.
Trióxido de arsênio
CAS – [1327-53-3].
Sinonímia – Óxido arsenioso.
Fórmula molecular e massa molar – As2O3 – 197,84.
Descrição – Pó cristalino, branco ou transparente, ou massa amorfa.
Solubilidade – Pouco solúvel em água e solúvel em água em ebulição.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Segurança – Veneno!
Trióxido de cromo
CAS – [1333-82-0].
Sinonímia – Anidrido crômico.
Fórmula molecular e massa molar – CrO3 – 99,99.
Descrição – Cristais ou pó granulado ou escamas marrom-avermelhadas, deliquescentes.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 197 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água.
Conservação – Em recipientes de vidro herméticos.
Armazenamento – Evitar proximidade com inflamáveis.
Segurança – Oxidante enérgico. Irritante.
Trombina bovina
CAS – [9002-04-4].
Especificação – Preparado biológico obtido de plasma bovino, contendo enzima que converte
fibrinogênio em fibrina.
Descrição – Pó branco-amarelado.
Conservação – Em recipientes fechados.
Armazenamento – Em temperaturas abaixo de 0 ºC.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 666
Trombina humana
CAS – [9002-04-4].
Especificação – Preparado biológico obtido de plasma humano, por técnicas de fracionamento
apropriadas.
Descrição – Pó amorfo de cor creme.
Conservação – Em recipientes bem fechados, sob refrigeração, especificando data do preparo e
potência.
Armazenamento – Proteger da luz, da umidade e do oxigênio.
Categoria – Enzima. Hemostático local.
Tromboplastina
CAS – [9035-58-9].
Sinonímia – Fator III (coagulação sanguínea).
Especificação – Preparado biológico de origem animal, obtido por extração de determinados órgãos:
cérebro, pulmão.
Descrição – Pó ou suspensão de cor amarelada, de odor característico.
Característica física – Na presença de concentrações apropriadas de íons cálcio, apresenta atividade
tromboquinase na coagulação sanguínea.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Rotulagem – Especificar na composição: íons e agentes antimicrobianos, suas concentrações, bem
como origem, data do preparo e atividade.
Armazenamento – Proteger do calor e umidade. Manter sob refrigeração.
Categoria – Preparo com atividade enzimática. Hemostático local.
Tromboplastina, reagente
Preparo – Agitar 1,5 g de pó de cérebro de boi, seco com acetona, com 60 mL de água a 50 ºC,
durante 10 a 15 minutos. Centrifugar a 1500 rpm, durante dois minutos e decantar o líquido
sobrenadante.
Conservação – O extrato, armazenado em temperatura inferior a 0 ºC, conserva a atividade durante
vários dias. Pode ser adicionado cresol, na quantidade de 3 g/L, como antimicrobiano.
Trometamina
CAS – [77-86-1].
Fórmula molecular e massa molar – C4H11NO3 – 121,14.
Sinonímia –Trometamol, tris(hidroximetil)aminometano.
Especificação – Contém, no mínimo, 99,0%, em relação à substância dessecada.
Descrição – Cristais ou pó cristalino branco ou quase branco.
Características físicas – Faixa de fusão: 168 ºC a 172 ºC. O pH (5.2.19) da solução de trometamina
a 0,1 M é 10,4.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, ligeiramente solúvel em álcool etílico e muito pouco
solúvel em acetato de etila.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Tungstato de sódio
CAS – [10213-10-2].
Fórmula molecular e massa molar – Na2WO4.2H2O – 329,85.
Descrição – Cristais incolores ou pó cristalino branco ou quase branco.
Solubilidade – Facilmente solúvel em água, formando uma solução límpida, e praticamente insolúvel
em álcool etílico.
Ureia
CAS – [57-13-6].
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 667
Sinonímia – Carbamida.
Fórmula molecular e massa molar – (NH2)2CO – 60,06.
Descrição – Cristais ou pó branco, odor forte.
Característica física – Temperatura de fusão: aproximadamente 132,7 ºC.
Solubilidade – Muito solúvel em água, solúvel em álcool etílico e praticamente insolúvel em cloreto
de metileno.
Conservação – Em recipientes bem fechados, em locais ventilados.
Segurança – Pode causar dano se aspirado ou inalado.
Vanadato de amônio
CAS – [7803-55-6].
Fórmula molecular e massa molar – NH4VO3 – 116,98.
Descrição – Pó cristalino branco ou amarelo-claro.
Solubilidade – Pouco solúvel em água.
Vanilina
CAS – [121-33-5]
Fórmula molecular e massa molar – C8H8O3 – 152,15.
Descrição – Cristais em forma de agulhas, ou pó cristalinos brancos ou amarelados.
Característica física – Faixa de fusão: entre 81 ºC e 84 ºC.
Solubilidade – Pouco solúvel em água, facilmente solúvel em álcool etílico e álcool metílico.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Vanilina SR
Preparo – Dissolver 1 g de vanilina em álcool etílico e completar o volume para 100 mL com o
mesmo solvente. Adicionar, cuidadosamente, 2 mL de ácido sulfúrico e homogeneizar. Utilizar a
solução em 48 horas.
Vanilina sulfúrica SR
Preparo – Dissolver 1 g de vanilina em 100 mL de álcool metílico. Adicionar 4 mL de ácido clorídrico
e 5 mL de ácido sulfúrico.
Varfarina sódica
CAS – [129-06-6].
Fórmula molecular e massa molar – C19H15NaO4 – 330,31.
Especificação – Contém, no mínimo, 97,0% (p/p), em relação à substância dessecada.
Descrição – Pó cristalino ou amorfo, de sabor fracamente amargo.
Solubilidade – Muito solúvel em água e em álcool etílico, solúvel em acetona, muito solúvel em
cloreto de metileno.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Classe terapêutica – Anticoagulante.
Verde de bromocresol SR
Solução A – Dissolver 0,2 g de verde de bromocresol em 30 mL de água e 6,5 mL de hidróxido de
sódio 0,1 M.
Solução B – Dissolver 38 g de fosfato de sódio monobásico e 2 g de fosfato de sódio dibásico em
água e completar o volume para 1000 mL com o mesmo solvente.
Preparo – Diluir a Solução A para 500 mL utilizando a Solução B como diluente e homogeneizar. Se
necessário, ajustar o pH para 4,6 ± 0,1 com ácido clorídrico 0,1 M.
CAS – [915-67-3].
Fórmula molecular e massa molar – C20H11N2Na3O10S3 – 604,46.
Descrição – Pó fino, facilmente solúvel em água, praticamente insolúvel em álcool etílico, acetona,
éter etílico e clorofórmio.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Vermelho de fenol SR
Solução A - Dissolver 33 mg de vermelho de fenol em 1,5 mL de hidróxido de sódio 2 M e diluir para
100 mL com água.
Solução B – Dissolver 25 mg de sulfato de amônio em 235 mL de água. Adicionar 105 mL de
hidróxido de sódio 2 M e 135 mL de ácido acético 2 M.
Preparo – Adicionar 25 mL da Solução A na Solução B. Se necessário, ajustar o pH para 4,7.
Conservação – Em recipientes pequenos e resistentes a álcalis.
Vitexina
CAS – [3681-93-4].
Fórmula molecular e massa molar – C21H20O10 – 432,38.
Descrição – Pó amarelo.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Armazenamento – Proteger da exposição à luz.
Xantidrol
CAS – [90-46-0].
Fórmula molecular e massa molar – C13H10O2 – 198,22.
Especificação – Contém, no mínimo, 90,0% (p/p) de xantidrol.
Descrição – Pó branco ou amarelo-claro.
Solubilidade – Muito solúvel em água, solúvel em álcool etílico em ácido acético glacial.
Armazenamento – Proteger da luz.
Xileno
CAS – [1330-20-7].
Sinonímia – Xilol.
Fórmula molecular e massa molar – C8H10 – 106,17.
Especificação – Mistura de isômeros: o- xileno, p- xileno e m-xileno, com o predomínio de m-xileno.
Descrição – Líquido límpido e incolor.
Características físicas – Densidade (20ºC): cerca de 0,867. Índice de refração (20 ºC): cerca de 1,497.
Temperatura de ebulição: cerca de 138ºC.
Conservação – Em recipientes herméticos.
Segurança – Tóxico. Inflamável.
Zinco, ativado
Preparo – Cobrir uma quantidade de zinco granulado com solução de ácido cloroplatínico a 50
mg/mL. Deixar em repouso durante 10 minutos. Após lavar, escorrer e secar imediatamente.
Conservação – Em recipientes bem fechados.
Zinco, granulado
CAS – [7440-66-6].
Elemento e massa atômica – Zn – 65,38.
Descrição – Metal lustroso branco-azulado. Estável ao ar seco. Converte-se em carbonato básico
quando exposto à umidade.
Características físicas – Torna–se maleável entre 100º C e 150 ºC. Queima em presença do ar
apresentando chama verde-azulada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 669
Os reagentes empregados devem possuir grau quimicamente puro e, quando necessário, ser
submetidos à dessecação. As soluções volumétricas são padronizadas e usadas a temperaturas ao
redor de 25 ºC. Diante de variações significativas de temperatura, a solução volumétrica deve ter
título confirmado na mesma temperatura ou ser aferida mediante fator de correção.
Ácido clorídrico M SV
Especificação – Contém 85 mL de ácido clorídrico em 1000 mL de solução aquosa.
Padronização – Pesar, com exatidão, cerca de 1,5 g de carbonato de sódio anidro. Acrescentar 100
mL de água e duas gotas de vermelho de metila SI. Adicionar o ácido lentamente, a partir de bureta,
até coloração rósea fraca. Aquecer a solução até ebulição, esfriar e continuar a titulação. Repetir essa
sequência de operações até que o aquecimento não afete a coloração rósea. Calcular a molaridade.
Cada 52,99 mg de carbonato de sódio equivalem a 1 mL de ácido clorídrico M.
Conservação - Recipientes herméticos.
Armazenamento - Proteger do calor.
Ácido sulfúrico M SV
Especificação – Contém 98,07 g de ácido sulfúrico em 1000 mL de solução aquosa.
Preparo – Adicionar 800 mL de água em balão volumétrico de 1000 mL e acrescentar,
cuidadosamente, no centro da camada líquida, 54 mL de ácido sulfúrico. Homogeneizar, resfriar até
temperatura ambiente, completar o volume com água e homogeneizar.
Padronização – Pesar, com exatidão, cerca de 3 g de carbonato de sódio anidro. Acrescentar 100 mL
de água e duas gotas de vermelho de metila SI. Adicionar o ácido lentamente, a partir da bureta, até
coloração rósea fraca. Aquecer a solução até ebulição, esfriar e continuar a titulação. Repetir essa
sequência de operações até que o aquecimento não afete a coloração rósea. Calcular a molaridade.
Cada 105,98 mg de carbonato de sódio anidro equivalem a 1 mL de ácido sulfúrico M.
Bromo 0,05 M SV
Preparo – Dissolver 3 g de bromato de potássio e 15 g de brometo de potássio em água e completar
o volume para 1000 mL com o mesmo solvente. Homogeneizar.
Padronização – Transferir 25 mL da solução de bromo para erlenmeyer de 500 mL com tampa e
acrescentar 120 mL de água. Adicionar 5 mL de ácido clorídrico, tampar e agitar suavemente.
Adicionar 5 mL de iodeto de potássio SR, tampar novamente, agitar e deixar em repouso por cinco
minutos ao abrigo da luz. Titular o iodo liberado com tiossulfato de sódio 0,1 M SV, adicionando 3
mL de amido SI próximo ao ponto final. Calcular a molaridade. Cada mL bromo 0,05 M SV equivale
a 1 mL de tiossulfato de sódio 0,1 M SV.
Conservação – Recipientes de vidro âmbar bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
Diclorofenol-indofenol SV
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 671
Hidróxido de potássio M SV
Preparo – Dissolver 60 g de hidróxido de potássio em água e completar o volume para 1000 mL com
o mesmo solvente. Adicionar solução saturada de hidróxido de bário, recentemente preparada, até
que não se forme mais precipitado. Agitar e deixar em repouso durante, aproximadamente, 12 horas.
Decantar o líquido límpido, ou filtrar, e transferir para recipientes de material inerte (tipo polietileno).
Padronização – Usar o mesmo procedimento adotado para o hidróxido de sódio M SV.
Conservação – Em recipientes bem fechados, inertes (tipo polietileno).
Segurança – Cáustico.
Hidróxido de sódio M SV
Preparo – Preparar solução de hidróxido de sódio a 50% (p/v) com água isenta de dióxido de carbono.
Esfriar à temperatura ambiente e deixar sedimentar. Retirar 82 mL do sobrenadante e diluir com água,
completando o volume para 1000 mL com o mesmo solvente.
Padronização – Pesar, com exatidão, cerca de 5 g de biftalato de potássio dessecado e dissolver em
75 mL de água isenta de dióxido de carbono. Adicionar duas gotas de fenolftaleína SI e titular com a
solução de hidróxido de sódio até formação permanente de cor rósea. Cada mL de hidróxido de sódio
M SV equivale a 204,220 mg de biftalato de potássio.
Conservação – Recipientes bem fechados, inertes (tipo polietileno). Rolhas providas de tubo
contendo a mistura hidróxido de sódio e óxido de cálcio.
Armazenamento – Proteger da exposição ao dióxido de carbono.
Segurança – Cáustico.
Informação adicional – Conferir o título com frequência.
Índigo carmim SV
Preparo – Triturar 4 g de índigo carmim com sucessivas porções de água até dissolução, sem
ultrapassar 900 mL. Transferir para balão volumétrico de 1000 mL, adicionar 2 mL de ácido sulfúrico
e completar o volume com água. Homogeneizar.
Padronização – A 10 mL de solução padrão de nitrato (100 ppm NO3) adicionar 10 mL de água, 0,05
mL de índigo carmim SV e, cuidadosamente, 30 mL de ácido sulfúrico. Titular imediatamente com
índigo carmim SV até viragem para coloração azul estável. O volume total, em mL, de índigo carmim
SV requerido é equivalente a 1 mg de NO3.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 673
Iodo 0,005 M SV
Preparo - Dissolver cerca de 1,3 g de iodo em 10 mL de iodeto de potássio a 3,6% (p/v). Adicionar
três gotas de ácido clorídrico e completar o volume para 1000 mL com água.
Padronização - A 25 mL da solução de iodo, adicionar 1 mL de ácido clorídrico M e titular com
tiossulfato de sódio 0,01 M SV até coloração amarelo-pálida. Adicionar três gotas de amido SI e
prosseguir com a titulação até desaparecimento da cor azul. Calcular a molaridade.
Conservação - Recipientes de vidro bem fechados.
Armazenamento - Proteger da luz.
Iodo 0,05 M SV
Preparo – Dissolver 13 g de iodo em 100 mL de solução de iodeto de potássio a 20% (p/v). Adicionar
três gotas de ácido clorídrico e diluir para 1000 mL com água.
Padronização – Dissolver, com exatidão, cerca de 0,15 g de trióxido de arsênio em 20 mL de
hidróxido de sódio M. Aquecer se necessário. Adicionar 40 mL de água, duas gotas de alaranjado de
metila e ácido clorídrico até cor rósea. Adicionar 50 mL de carbonato de sódio a 4% (p/v), 3 mL de
amido SI e titular com iodo 0,05 M SV até cor azul permanente. Cada mL de iodo 0,05 M SV equivale
a 4,946 mg de trióxido de arsênio.
Conservação – Em recipiente de vidro bem fechado e ao abrigo da luz.
Iodo 0,1 M SV
Preparo – Dissolver cerca de 13 g de iodo em 100 mL de iodeto de potássio a 3,6% (p/v). Adicionar
três gotas de ácido clorídrico e completar o volume para 1000 mL com água.
Padronização – Pesar, com exatidão, cerca de 150 mg de trióxido de arsênio. Dissolver em 20 mL de
hidróxido de sódio M, aquecendo se necessário. Adicionar 40 mL de água, duas gotas de alaranjado
de metila S1 e ácido clorídrico diluído até cor rósea. Adicionar 50 mL de carbonato de sódio a 4%
(p/v) e 3 mL de amido SI. Titular com a solução de iodo, a partir de bureta, até cor azul permanente.
Calcular a molaridade. Cada 4,946 mg de trióxido de arsênio equivalem a 1 mL de iodo 0,1 M.
Conservação – Recipientes de vidro bem fechados.
Armazenamento – Proteger da luz.
7.4 TAMPÕES
Certos ensaios farmacopeicos exigem o ajuste ou a manutenção de pH. Para tal, empregam-se
soluções denominadas tampões, capazes de suportar variações na atividade de íons hidrogênio. Os
componentes utilizados para o preparo das soluções tampão encontram-se descritos no item
Reagentes. Os componentes de natureza cristalina devem ser previamente dessecados em estufa entre
110 ºC e 120 ºC, por uma hora. Para o preparo das soluções tampão, utilizar água isenta de dióxido
de carbono. O armazenamento deve ser feito em recipientes herméticos e apropriados. Considerar a
estabilidade no preparo das quantidades para consumo. A seguir, relacionam-se as soluções em ordem
crescente de valores de pH. Outros tampões com características particulares são descritos nos textos
dos respectivos ensaios.
vezes com água, imediatamente antes do uso. O pH da solução diluída deve estar compreendido entre
8,1 e 8,8.
8 INFORMAÇÕES GERAIS
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 685
A inativação de micro-organismos por meios físicos ou químicos segue uma lei exponencial e,
portanto, há uma probabilidade estatística de que micro-organismos possam sobreviver ao processo
de esterilização. Para um determinado processo, a probabilidade de sobrevivência é determinada pelo
número, tipo e resistência dos micro-organismos presentes e pelo ambiente durante a esterilização. O
nível de garantia de esterilidade de um processo de esterilização traduz a segurança com que o
processo em questão esteriliza um conjunto de itens, sendo expresso como a probabilidade de um
item não estéril naquela população. O nível de garantia de esterilidade de 10−6, por exemplo, indica a
probabilidade de não mais que um micro-organismo viável em 1 × 106 itens esterilizados do produto
final. O nível de garantia de esterilidade de um processo para um determinado produto é estabelecido
por meio de estudos de validação apropriados e geralmente é aceito que produtos injetáveis ou
dispositivos críticos estéreis submetidos à esterilização terminal alcancem uma probabilidade de
sobrevivência microbiana de 10–6. Com produtos termoestáveis, a abordagem frequente é exceder o
tempo crítico necessário para conseguir a probabilidade de sobrevivência microbiana de 10–6
(sobremorte). Contudo, para produtos termossensíveis, a abordagem de sobremorte não pode ser
empregada e o desenvolvimento do ciclo de esterilização depende do conhecimento da carga
microbiana do produto.
O valor D, tempo de redução decimal, é o tempo em minutos necessário para reduzir a população
microbiana em 90%, ou 1 ciclo logarítmico, a uma condição específica, isso é, para uma fração
sobrevivente de 1/10. Portanto, onde o valor D de uma preparação de indicador biológico de, por
exemplo, esporos de Geobacillus stearothermophilus é de 1,5 minutos sob os parâmetros totais de
processo, isto é, a 121 °C, se for tratado por 12 minutos sob as mesmas condições, pode-se declarar
que o incremento de letalidade é de 8 D. A aplicação desse incremento na esterilização do produto
depende da carga microbiana inicial. Assumindo que a carga microbiana do produto apresenta
resistência ao processo de esterilização igual à resistência do indicador biológico e que a carga inicial
do produto é de 102 micro-organismos, o incremento de letalidade de 2 D reduziria a carga microbiana
a 1 (teoricamente 100) e, consequentemente, 6 D adicionais resultaria em uma probabilidade de
sobrevivência microbiana calculada de 10-6. Sob as mesmas condições, um incremento de letalidade
de 12 D pode ser usado como abordagem típica para obtenção da sobremorte. Geralmente, a
probabilidade de sobrevivência da carga microbiana no material, cujo processo de validação da
esterilização está sendo realizado, não é a mesma do indicador biológico. Para o uso válido, portanto,
é essencial que a resistência do indicador biológico seja maior que aquela da biocarga do material a
ser esterilizado, sendo necessário assumir a situação de pior caso durante a validação. O valor D do
indicador biológico a ser empregado deve ser determinado ou verificado para cada programa de
validação e, também, na ocorrência de alteração desse programa.
alcançar fração negativa. Esses números podem ser usados tanto para determinar a letalidade do
processo sob condições de produção quanto para estabelecer ciclos de esterilização apropriados. Um
indicador biológico adequado, tal como a preparação de Geobacillus stearothermophilus, também,
deve ser usado durante a esterilização de rotina. Qualquer método de carga microbiana, utilizado para
a garantia de esterilidade requer vigilância adequada da resistência microbiana do item para detectar
quaisquer mudanças.
MÉTODOS DE ESTERILIZAÇÃO
Com um método de esterilização tem-se por finalidade remover, ou destruir todas as formas de vida,
animal ou vegetal, macroscópica ou microscópica, saprófitas ou não, do produto considerado, sem
garantir a inativação de toxinas e enzimas celulares. O procedimento selecionado para atingir o nível
de garantia de esterilidade depende do conhecimento da natureza do material a ser esterilizado; do
processo de esterilização a ser empregado e das alterações que podem ocorrer no material, em função
da esterilização. O conhecimento do tipo, da quantidade e da fonte dos contaminantes nos produtos,
antes da esterilização, e a aplicação de métodos para minimizar tal contaminação e preveni-la pós-
processamento contribuem para assegurar o êxito da esterilização.
Nesse capítulo estão registrados conceitos e princípios envolvidos no controle e garantia da qualidade
de produtos que devem cumprir a exigência de esterilidade e inclui descrição dos métodos de
esterilização e instruções para processo asséptico.
MÉTODOS FÍSICOS
ESTERILIZAÇÃO POR CALOR
O calor é o agente esterilizante mais simples, econômico e seguro de que se dispõe, contudo a
sensibilidade dos diferentes micro-organismos à ação do calor é bastante variada, sendo as formas
esporuladas as mais resistentes. A eficiência na inativação dos micro-organismos é dependente da
temperatura, tempo de exposição e presença de água, pois na presença dessa são exigidos menores
tempos de exposição e temperaturas. A esterilização pelo calor úmido causa a coagulação das
proteínas celulares dos micro-organismos, enquanto a esterilização pelo calor seco se dá em função
de processos oxidativos, que necessitam de altas temperaturas e longo tempo de exposição.
Calor úmido
necessário para fornecer a letalidade equivalente àquela fornecida a 121 °C durante um referido
tempo. F0 é uma medida da eficácia esterilizante, isso é, é o número de minutos de esterilização
térmica por vapor à determinada temperatura fornecida a um recipiente ou unidade de produto num
dado valor Z.
Para garantir a eficiência do processo de esterilização, a distribuição da carga na câmara deve ser feita
de maneira a propiciar o contato do vapor com as regiões de mais difícil acesso. Para materiais
esterilizados por calor úmido, é aceitável que se alcance uma probabilidade de sobrevivência
microbiana da ordem de 10-6. Para produtos termoestáveis, o tempo necessário para atingir a condição
anterior pode ser excedido, resultando em sobremorte, o que não se aplica a produtos que possam
sofrer alteração em função da exposição excessiva ao calor. Nessa situação, o desenvolvimento do
ciclo de esterilização depende, especialmente, do conhecimento da carga microbiana no produto, que
deve ser determinada em quantidade substancial de lotes do produto, anteriormente à esterilização. O
valor D do indicador biológico adequado usado, como Geobacillus stearothermophilus, deve ser
avaliado no programa de validação e na ocorrência de alguma alteração desse programa.
Calor seco
A esterilização térmica por calor seco é realizada em estufa com distribuição homogênea do calor,
que pode ser obtida por circulação forçada de ar. Podem ser esterilizados artigos como vidros, metais,
pós, vaselinas, gorduras, ceras, soluções e suspensões oleosas, e tecidos especiais. Esse processo é
aplicado, principalmente, para materiais sensíveis à esterilização por calor úmido. Para esse método
de esterilização, a condição de referência é uma temperatura mínima de 160 °C por, pelo menos, duas
horas. Combinações distintas de tempo e temperatura podem ser utilizadas, contanto que validadas e
que demonstrem a eficácia do processo escolhido, proporcionando um nível adequado e reprodutível
de letalidade quando operado rotineiramente dentro das tolerâncias estabelecidas.
O processo empregando o calor seco, também, pode ser usado para esterilização e despirogenização
como parte integrante do processo de enchimento asséptico, em que se requer temperaturas muito
altas devido ao menor tempo de exposição ao calor. Nos processos contínuos, usualmente, há
necessidade de um estágio de resfriamento anterior ao processo de envase. Em função do menor
tempo de exposição do material, o programa de validação deve abranger parâmetros como a
uniformidade de temperatura e o tempo de permanência.
O calor seco em temperaturas maiores que 220 °C pode ser utilizado para a esterilização e
despirogenização de vidraria. Nesse caso, um desafio com endotoxina bacteriana deve fazer parte do
programa de validação, demonstrando uma redução de no mínimo três ciclos logarítmicos de
endotoxina resistente ao calor, ou seja, testar materiais inoculados com no mínimo 1000 unidades de
endotoxina bacteriana. O teste, com lisado de Limulus, pode ser usado para demonstrar que a
endotoxina foi inativada a não mais do que 1/1000 da quantidade original, sendo que o remanescente
de endotoxina é medido para garantir a redução de 3 ciclos logarítmicos.
As radiações ionizantes são emissões de alta energia, sob a forma de ondas eletromagnéticas ou
partículas, que ao se chocarem com os átomos do material irradiado alteram sua carga elétrica por
deslocamento de elétrons, transformando os átomos irradiados em íons positivos ou negativos.
Quando essas radiações atravessam as células criam hidrogênio livre; radicais hidroxilas e alguns
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 688
peróxidos, que por sua vez podem causar diferentes lesões intracelulares. As principais fontes de
radiação são: raios alfa; beta; gama e raios X. Os dois tipos de radiação ionizante em uso são
decaimento de radioisótopo (radiação gama) e radiação por feixe de elétrons. Os produtos são
expostos a uma radiação ionizante na forma de radiação gama de uma fonte radioisotópica adequada
(por exemplo, cobalto 60) ou de um feixe de elétrons energizados por meio de um acelerador de
elétrons.
Para validar a eficácia dessa esterilização, especialmente quando se utilizam doses menores, é
necessário determinar a resistência à radiação da carga microbiana do produto. Padrões de
carregamento de produto específico e a distribuição de doses mínimas e máximas absorvidas devem
ser estabelecidos. As doses absorvidas são normalmente medidas por meio de dosímetros específicos,
como suporte plástico padronizado que mostra intensificação da cor proporcional à quantidade de
radiação absorvida. A abordagem de ciclo fracionado fornece os dados utilizados para determinar o
valor D10 do indicador biológico, informação aplicada para extrapolar a quantidade de radiação
absorvida, para estabelecer uma probabilidade adequada de sobrevivência microbiana. Atualmente, a
dose se baseia na resistência à radiação da carga microbiana heterogênea natural contida no produto
a ser esterilizado. Os procedimentos de validação podem usar a exposição de produto inoculado,
usando organismos resistentes, como Bacillus pumilus, ou exposição de amostras de produto acabado
da linha de produção à dose subletal de processo.
O procedimento para seleção da dose de radiação, baseado na avaliação da resistência dos micro-
organismos constituintes da carga microbiana do produto a ser esterilizado, possibilita uma
determinação mais representativa da resistência dessa ao se trabalhar com micro-organismos com
diferentes suscetibilidades à radiação. Esse procedimento exige a enumeração da população
microbiana em amostragem representativa de diferentes lotes de produto. Com o conhecimento da
carga microbiana, a dose de radiação é estabelecida baseando-se em tabela disponível na literatura.
Um outro método que possibilita o estabelecimento da dose de radiação baseia-se no emprego de
incrementos de doses de radiação até obter-se, no máximo, uma amostra positiva em 100 unidades
irradiadas. Essa informação provê a base para extrapolação dessa dose e obtenção da dose de radiação.
Avaliações periódicas devem ser feitas para garantir que os valores estabelecidos continuam sendo
efetivos (referência: ISO 11137-1: 2006 - Sterilization of health care products - Radiation - Part 1:
Requirements for development, validation and routine control of a sterilization process for medical
devices).
A eficiência do ciclo de esterilização deve ser avaliada, periodicamente, pela determinação da carga
microbiana do produto, ou pelo emprego de indicador biológico e pelo uso de dosímetros calibrados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 689
A filtração é empregada para esterilização de soluções termossensíveis por remoção física dos micro-
organismos contaminantes. O material filtrante não pode liberar fibras ou materiais extraíveis
indesejáveis para a solução filtrada, o que restringe a natureza do elemento filtrante a vidro, metal,
polímeros sintetizados e membranas poliméricas.
O tamanho dos poros das membranas filtrantes é estimado por valor nominal que reflete a capacidade
da membrana do filtro de reter micro-organismos representados por cepas específicas. A filtração
para fins de esterilização é, normalmente, realizada com membranas de graduação de tamanho de
poro nominal de 0,2 mm, ou menor. Essas membranas de filtração esterilizante, classificadas como
0,22 mm ou 0,2 mm, dependendo do fabricante, são capazes de reter 100% de uma cultura contendo
107 micro-organismos de Brevundimonas diminuta ATCC 19146, por cm2 de superfície de membrana
filtrante, sob uma pressão mínima de 30 psi (2,0 bar).
O usuário é responsável pela escolha do filtro em função da natureza do material a ser filtrado, que
atenda à necessidade do processo de esterilização, devendo, também, determinar se os parâmetros
empregados na produção influenciarão a eficiência da retenção microbiana. Uma vez que a eficiência
do processo de filtração, também, é influenciada pela biocarga da solução a ser filtrada, é importante
a determinação da qualidade microbiana das soluções antes da filtração, bem como o estabelecimento
de parâmetros como pressão; taxa de fluxo e características da unidade filtrante.
O valor de redução logarítmica, também, pode ser utilizado para avaliar a capacidade de retenção da
membrana filtrante. Por exemplo, um filtro de 0,2 mm, que pode reter 107 micro-organismos de uma
cepa específica, terá um valor de redução logarítmica de, no mínimo, 7, sob condições declaradas.
O sistema de filtração deve ser testado antes e após o processo de filtração para garantir a manutenção
de sua integridade durante o processo de filtração. Testes típicos de uso incluem o teste do ponto de
bolha, o teste de fluxo de ar difusivo, o teste de retenção sob pressão e o teste de fluxo progressivo.
O teste de ponto de bolha consiste em teste não destrutivo, cuja denominação decorre da visualização
de bolhas após a aplicação de uma determinada pressão sobre o filtro. Como exemplo, após a filtração
de cerca de dois litros de água destilada estéril, aplica-se pressão constante de nitrogênio, durante
cinco minutos para membranas de éster de celulose de 0,2 mm. Para cada tipo de filtro há um valor
limite de pressão a ser suportado, sem que apresente a formação de bolhas, indicando a resistência do
material filtrante. Os testes devem ser correlacionados com a retenção de micro-organismos. Testes
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 690
adicionais realizados pelo fabricante do filtro, como o de desafio microbiano, não são normalmente
repetidos pelo usuário.
MÉTODO QUÍMICO
ESTERILIZAÇÃO POR GÁS ÓXIDO DE ETILENO
A esterilização por gás pode ser o método de escolha para materiais que não resistem a altas
temperaturas como no processamento por calor seco ou calor úmido. O agente ativo geralmente
empregado na esterilização por gás é o óxido de etileno. Entre as desvantagens desse agente
esterilizante estão suas propriedades mutagênicas; a possibilidade de resíduos tóxicos nos materiais
tratados e sua natureza altamente inflamável, exceto quando em certas misturas com gases inertes. O
processo de esterilização é geralmente realizado em uma câmara pressurizada projetada de forma
semelhante à autoclave, mas com características específicas como sistema para desgaseificação após
a esterilização e minimização da exposição dos operadores ao gás.
O programa de qualificação do processo de esterilização com óxido de etileno é mais amplo que de
outros processos de esterilização, visto que além da temperatura, devem ser controlados a umidade;
vácuo / pressão positiva e a concentração de óxido de etileno. É importante determinar e demonstrar
que todos os parâmetros críticos do processo estão adequados no interior da câmara de esterilização
durante todo o ciclo. Como os parâmetros de esterilização aplicados aos produtos a serem processados
são críticos, é recomendável o pré-condicionamento da carga para minimizar o tempo de exposição à
temperatura requerida.
O controle de resíduos em produtos esterilizados por óxido de etileno é necessário para garantir um
risco mínimo para o paciente na utilização do produto. Os níveis residuais de óxido de etileno (OE),
etilenocloridrina (ECH) e etilenoglicol (EG) devem ser acompanhados para minimizar a exposição
de profissionais e pacientes.
São apresentados os resíduos máximos admissíveis para OE e ECH. Efeitos locais, como irritação,
são considerados e incorporados no limite de contato tolerável (LCT). Não há limite definido para
EG, pois a avaliação de risco disponível indica que os níveis calculados admissíveis são mais altos
do que os níveis residuais que podem ser encontrados nos produtos.
Nos limites descritos, considerou-se a proteção contra os efeitos sistêmicos. O nível residual de OE
é considerado no momento da liberação do produto.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 691
Para estabelecer as doses diárias máximas de OE e ECH, os produtos devem ser classificados de
acordo com a duração do contato com o paciente:
Exposição limitada
Produtos com uso ou contato cumulativo único, múltiplo ou repetido de até 24 horas;
Exposição prolongada
Produtos com uso ou contato cumulativo único, múltiplo ou repetido de longa duração - de 24 horas
a 30 dias;
Contato permanente
Produtos com uso ou contato cumulativo único, múltiplo ou repetido de longa duração - acima de 30
dias.
A utilização múltipla significa o uso repetido do mesmo tipo de produto, como, por exemplo,
cartuchos dialisadores.
Se um produto for classificado em mais de uma categoria de duração, as considerações mais rigorosas
de teste e/ou avaliação devem ser aplicadas. Para as exposições múltiplas, a classificação deve levar
em conta o efeito cumulativo potencial, considerando o período de tempo em que essas exposições
ocorrem.
Os limites para produtos de contato permanente e de exposição prolongada são expressos como doses
diárias médias máximas. Se os dados estiverem disponíveis, deve considerar-se a redução
proporcional de limites caso múltiplos produtos sejam usados de uma só vez, ou o aumento
proporcional de limites quando o produto é usado apenas em parte do período de exposição.
Para produtos de contato permanente, a dose diária média de OE é no máximo 0,1 mg. A dose máxima
de OE é 4 mg nas primeiras 24 horas; 60 mg nos primeiros 30 dias e 2,5 g durante a vida. A dose
diária média de ECH é no máximo 0,4 mg. A dose máxima de ECH é 9 mg nas primeiras 24 horas;
60 mg nos primeiros 30 dias e 10 g durante a vida.
Para produtos de exposição prolongada, a dose diária média de OE é, no máximo, 2 mg. A dose
máxima de OE é 4 mg nas primeiras 24 horas e 60 mg nos primeiros 30 dias. A dose diária média de
ECH é, no máximo, 2 mg/dia. A dose máxima de ECH é 9 mg nas primeiras 24 horas e 60 mg nos
primeiros 30 dias.
Para produtos de exposição limitada, a dose diária média de OE é, no máximo, 4 mg e a dose diária
média de ECH é, no máximo, 9 mg.
O limite de contato tolerável (LCT) é estabelecido para prevenir a irritação localizada pela liberação
de OE ou ECH do produto, sendo expresso em unidades de microgramas por centímetro quadrado
(μg/cm2) para OE e em miligramas por centímetro quadrado (mg/cm2) para ECH, em que a unidade
de centímetro quadrado representa a área superficial da interface do produto com o paciente.
Estão descritos, na norma ISO 10993-7, os limites aceitáveis para situações especiais, como lentes
intraoculares; separadores de células sanguíneas, usados na coleta de sangue; oxigenadores e
separadores sanguíneos; produtos usados em procedimentos de bypass cardiopulmonar; produtos de
purificação sanguínea, extracorpóreos e gazes.
Um método validado de extração e medição deve ser utilizado para determinar os níveis residuais de
OE e ECH no produto. Muitos métodos analíticos têm sido investigados e a grande variedade de
materiais e formatos de produtos estéreis podem eventualmente apresentar problemas para determinar
os resíduos. Portanto, qualquer método analítico deve ser validado antes do uso.
Quando os resíduos estão dentro dos requisitos para os produtos testados por extração exaustiva, não
há necessidade de testar o produto por extração de uso simulado desde que os resultados estejam
abaixo dos limites especificados. Quando a extração exaustiva é utilizada, atenção deve ser dada aos
limites para as primeiras 24 horas e para os primeiros 30 dias. Produtos pequenos devem ser extraídos
em um recipiente adequado. Quando um produto for muito grande para ser extraído em sua totalidade,
pode ser necessário extrair muitas porções representativas dos componentes do produto para garantir
a confiabilidade dos dados derivados.
Muitos fatores influenciam os níveis iniciais de resíduos e sua taxa de dissipação e cuidados devem
ser observados, como o momento da retirada da amostra da carga esterilizada; transporte para o
laboratório; efeitos das condições de laboratório sobre a taxa de aeração, bem como a segurança do
analista e do operador. As amostras devem permanecer com a carga de produto até o dia de análise
ou até que as amostras de teste sejam retiradas e congeladas imediatamente. As amostras devem ser
lacradas, enviadas em gelo seco e armazenadas sob congelamento até sua análise. As amostras de
teste podem também ser retiradas diretamente da carga de produto no intervalo desejado de aeração
e, imediatamente, colocadas em frasco de espaço confinado (headspace) lacrado e enviado ao
laboratório para análise. Alternativamente, as amostras podem ser extraídas e o fluido de extração
enviado para análise. Se o fluido de extração for água, o envio deve ser feito de forma que o líquido
seja mantido em baixas temperaturas (<10 °C) até sua chegada ao laboratório. O teste deve ser
realizado para medir a hidrólise de OE para EG.
As amostras devem ser colocadas em uma capela de exaustão, removidas da embalagem, preparadas
de acordo com as instruções de uso do produto e as extrações devem ser iniciadas logo após a remoção
da embalagem ou a conclusão dos preparativos de pré-uso.
Um branco da amostra deve ser testado para verificar a presença de interferências. O branco deve ser
preparado usando uma amostra não esterilizada submetida ao mesmo procedimento aplicado às
amostras testes. As condições cromatográficas devem ser modificadas para separar o pico de
interferência do pico do analito, ou um procedimento analítico alternativo pode ser usado quando os
tempos de retenção são conflitantes ou sobrepostos.
A natureza e tamanho da amostra do produto serão considerados para estabelecer o volume de fluido
ideal para a extração, sendo que as razões de amostra/fluido de extração não devem comprometer a
sensibilidade de detecção. Para maximizar a sensibilidade analítica, uma quantidade mínima de fluido
de extração deve ser utilizada, sendo que produtos com materiais altamente absorventes podem exigir
razões de amostra/fluido de extração aumentado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 693
Dois métodos de extração básica são usados na determinação de resíduos de OE: extração de uso
simulado e extração exaustiva. O método escolhido deve ser adequado ao uso do produto e exemplos
podem ser verificados na norma ISO 10993-7.
As temperaturas e os tempos de extração devem ser determinados com base na natureza da exposição
do paciente e da duração de contato com o produto. A norma ISO 10993-12 é uma referência para
temperaturas de extração.
Para determinados produtos, a extração de uso simulado pode resultar em volumes de eluição
relativamente grandes, podendo aumentar significativamente o limite de detecção para o material
residual, comprometendo a determinação de conformidade. Em produtos muito grandes, a extração
de porções representativas pode ser utilizada para assegurar a confiança nos dados.
A extração aquosa de uso simulado é o método de referência, pois é o único que produz resultados
diretamente comparáveis com os limites especificados.
As quantidades de OE ou ECH extraídas por meio da simulação de uso normal do produto não são
necessariamente iguais ao conteúdo residual total do produto.
Os métodos de extração exaustiva são destinados a recuperar todo o conteúdo residual do produto,
sendo alternativa aceitável em certas situações.
Uma variedade de fluidos de extração pode ser utilizada para a recuperação exaustiva de OE residual,
sendo sua seleção dependente da composição do material do produto e dos seus componentes.
A norma ISO 10993-7 é um guia detalhado para avaliação de resíduos da esterilização por OE e indica
como converter a concentração de resíduo observada nos extratos para a quantidade administrada a
um paciente, em miligramas.
Curvas de dissipação podem ser usadas para estimar o tempo de pós-esterilização requerido para os
produtos ou famílias de produtos similares, para alcançar os limites de resíduos, principalmente para
o OE. Os produtos devem ser liberados de acordo com os tempos e condições de pós-esterilização,
pré-determinados e definidos por curvas de dissipação experimentais de modo que os níveis alvo de
resíduos de OE para o produto sejam assegurados. As preocupações de aeração de produtos devem
ser consideradas reunindo dados de cargas de esterilização coletados do armazenamento de
quarentena ou aeração em diferentes épocas do ano, caso as temperaturas de aeração sejam diferentes.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 694
Quando os dados da curva de dissipação não estão disponíveis, o produto pode ser liberado se os
dados foram obtidos a partir de testes realizados de acordo com procedimentos e cumprir os limites
descritos para o OE e, se aplicável, para o ECH.
O produto está em conformidade quando satisfaz aos limites descritos para o OE e, se aplicável, para
o ECH.
Uma vez o processo validado, ele deverá ser revalidado, periodicamente, e após alterações de produto,
equipamentos e processo, que possam comprometer o nível de garantia de esterilidade especificado.
QUALIFICAÇÃO DE INSTALAÇÃO
A fim de atender aos parâmetros e limites recomendados para a esterilização, é necessário o emprego
de instrumentação apropriada para monitorar e controlar os parâmetros críticos como temperatura,
tempo, umidade, concentração do gás esterilizante ou radiação absorvida. Esses instrumentos devem
ser avaliados na qualificação de instalação.
Nos procedimentos documentados para a qualificação de instalação deve estar especificado como
cada elemento da qualificação é planejado, realizado e revisado. A documentação que proporciona
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 695
QUALIFICAÇÃO DE OPERAÇÃO
Para autoclaves e outros esterilizadores que empregam processo térmico, devem ser realizados
estudos de distribuição do calor em diferentes posições considerando o tamanho da câmara e a carga.
Deve confirmar-se que a câmara (vazia e cheia) opera dentro dos parâmetros críticos em todos os
seus principais locais. O número e posição dos termopares são determinados pelo tipo e configuração
da carga; tamanho de equipamento; tipo de instrumento e ciclo empregado. Uma faixa aceitável de
temperatura na câmara vazia é ± 1 °C quando a temperatura da câmara é 121 °C. Para esterilizadores
a óxido de etileno, a umidade relativa, a concentração do gás e a temperatura devem ser monitorados
por sensores distribuídos em posições adequadas. Sistemas de segurança aplicáveis devem ser
testados. Softwares de controle devem ser validados e desafiados em condições de falha. A penetração
e distribuição da radiação ionizante na carga deve ser realizada e monitorada por dosímetros. A
operação de qualificação de filtros esterilizantes é feita por meio do teste de integridade dos filtros,
medidas de pressão diferencial e velocidade de fluxo. Como os fluidos esterilizados por membranas
filtrantes podem ser expostos ao ambiente durante o processamento seguinte, o controle ambiental e
a qualificação e/ou validação da área de manuseio asséptico devem ser parte integrante do processo
de esterilização por filtração.
QUALIFICAÇÃO DE DESEMPENHO
Nos estudos físicos devem ser considerados: critérios como carga teste representativa do processo;
embalagem idêntica ao produto; pré-condicionamento; perfil de temperatura e temperatura no ponto
de referência; resposta de indicadores químicos; integridade de embalagem; documentação; entre
outros. A carga para esterilização deve ser estabelecida e documentada, levando em consideração
parâmetros como configuração, distribuição, orientação, densidade, dimensão, composição do
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 696
material, uso e tipo de pallets. O produto ou material com características similares ao produto
(produto simulado) usado para a qualificação deve ter embalagem idêntica ao produto e representar,
no mínimo, o pior caso da carga de rotina de produção, ou seja, a configuração mais difícil de
esterilizar. Critérios para reutilização de carga devem ser definidos, sendo que ela deve ser equilibrada
às condições ambientais ou aeradas antes do reuso. Com os dados gerados deve demonstrar-se a
conformidade com os parâmetros físicos e químicos aplicáveis. A relação entre as condições de
posições de monitoramento durante a qualificação e a rotina deve ser estabelecida.
Na qualificação microbiológica deve seguir-se requisitos específicos para cada agente esterilizante.
Diferentes métodos podem ser usados na validação do processo de esterilização e incluem três
categorias: processo baseado na inativação da carga microbiana natural (biocarga); processo
combinado com base na inativação de micro-organismo referência e conhecimento da carga
microbiana (biocarga e indicador biológico) e processo baseado na inativação de micro-organismo
referência (sobremorte ou overkill). Indica-se que o desafio microbiano seja executado nos
parâmetros mínimos de processo e deve atender o nível de garantia de esterilidade para todas as
combinações de carga, podendo usar o pior caso de produto representante das famílias. Para cada tipo
de carga a ser esterilizada, a reprodutibilidade do processo deve ser demonstrada empregando-se, pelo
menos, três ciclos consecutivos. Os indicadores biológicos usados devem ser posicionados no e/ou
sobre o produto em localização definida.
A qualificação de desempenho deve ser repetida quando alterações significativas forem propostas,
como mudanças em desenho e embalagem do produto; configuração ou densidade de carga e
equipamento ou processo de esterilização. Os efeitos dessas mudanças nos estágios de validação do
processo de esterilização devem ser avaliados.
A revisão documentada dos dados de validação, gerados nas qualificações de instalação, operação e
desempenho, deve ser feita para confirmar a aceitabilidade do processo de esterilização e definir a
especificação do processo, incluindo parâmetros e tolerância.
O estágio final do programa de validação requer a documentação dos dados de apoio desenvolvidos
na execução desse programa.
INDICADORES BIOLÓGICOS
O indicador biológico é definido como uma preparação caracterizada de micro-organismo específico
que fornece uma resistência definida e estável a um determinado processo de esterilização. Bactérias
formadoras de esporos são os micro-organismos reconhecidos como apropriados para emprego como
indicadores biológicos uma vez que, com exceção da radiação ionizante, esses micro-organismos são,
significativamente, mais resistentes aos processos de esterilização do que os micro-organismos da
carga microbiana natural do produto.
Há, pelo menos, três tipos de indicadores biológicos, sendo que cada tipo incorpora uma espécie
microbiana com resistência conhecida ao processo de esterilização.
Um tipo de indicador biológico inclui os esporos que são adicionados a um suporte ou carreador
(disco, ou tira de papel de filtro, vidro, plástico, ou outro material) embalado de forma a manter a
integridade e viabilidade do material inoculado. Os carreadores e embalagens primárias não devem
conter qualquer tipo de contaminação química, física ou microbiológica que possa comprometer o
desempenho e estabilidade do indicador biológico e não podem sofrer alteração em função do
processo de esterilização submetido. Os carreadores e embalagens primárias devem resistir ao
transporte e manuseio até o momento do uso e devem evitar a perda do inóculo original durante o
transporte, manuseio e armazenamento até o vencimento do período de validade.
Outro tipo de indicador biológico consiste de uma suspensão de esporos inoculada em unidades
representativas do produto a ser esterilizado. Quando não for possível o emprego do produto real,
pode inocular-se um produto simulado, que difere do produto real em algumas características, mas se
comporta de forma semelhante quando submetido às condições de teste, ou de esterilização. Uma
suspensão de esporos de valor D conhecido deve ser utilizada para inoculação do produto real ou
simulado, garantindo que ao ser usado o produto simulado, esse não comprometa a resistência do
indicador biológico. A configuração física do produto a ser inoculado (real ou simulado) pode afetar
a resistência da suspensão microbiana inoculada. No caso de produtos líquidos é recomendável a
determinação do valor D e valor Z do indicador biológico no produto líquido especificado. A
população, valor D, valor Z onde aplicável e tempo de destruição do micro-organismo devem ser
determinados. Valor Z é a elevação de temperatura em graus, necessária para reduzir o valor D em
90%, ou produzir a redução de um ciclo logarítmico na curva de resistência térmica.
O terceiro tipo é o indicador biológico autocontido, apresentado de tal forma que a embalagem
primária destinada para incubação após a esterilização contenha o meio de crescimento requerido
para a recuperação do micro-organismo. Nesse caso, o sistema constituído pelo indicador biológico
e o meio de crescimento do micro-organismo deve ser resistente ao processo de esterilização e deve
possibilitar a penetração do agente esterilizante. O valor D, tempo de destruição do micro-organismo
e o tempo de sobrevivência devem ser determinados para o sistema e não somente para a tira ou disco
de papel que contém os micro-organismos. Após a esterilização, é permitido o contato das tiras ou
discos, contendo os micro-organismos, com o meio de cultura.
O indicador biológico autocontido, também, pode consistir de uma suspensão de esporos em um meio
de cultura contendo indicador de pH que permita visualizar a presença ou a ausência de crescimento
após a incubação. A resistência do sistema autocontido é dependente da penetração do agente
esterilizante na embalagem, que deve ser controlada pelo fabricante por meio do desenho e
composição do material que constitui a embalagem, ampola ou recipiente. O indicador biológico
autocontido na forma de ampola pode ser incubado diretamente após a exposição ao processo de
esterilização, nas condições especificadas. A ausência ou a presença do crescimento microbiano é
determinada visualmente, a partir da mudança de coloração de um indicador incorporado ao meio, ou
pela turbidez decorrente do desenvolvimento do micro-organismo; ou ainda, pelo exame
microscópico do meio inoculado. O indicador biológico autocontido deve suportar o transporte e o
manuseio durante o uso sem que ocorram quebras ou perda do inóculo original. Durante ou após o
processo de esterilização, o material do qual é constituído o sistema autocontido não deve reter ou
liberar qualquer substância que possa inibir o crescimento de micro-organismos sobreviventes. A
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 698
Todas as operações envolvidas na preparação de indicadores biológicos devem ser monitoradas por
meio de um sistema da qualidade documentado que possibilite a rastreabilidade de todos os materiais
e componentes incorporados à suspensão microbiana, o carreador inoculado ou o indicador biológico.
A preparação de suspensões estoque dos esporos dos micro-organismos selecionados como
indicadores biológicos requer o desenvolvimento de procedimentos apropriados incluindo seu
cultivo, coleta, purificação e manutenção. As suspensões estoque devem conter, predominantemente,
esporos latentes (não germinativos) mantidos em líquido não nutritivo. O produto final fornecido
pelos fabricantes (suspensão microbiana, carreador inoculado ou indicador biológico) não deve conter
micro-organismo diferente do micro-organismo teste em número suficiente que possa afetar o
produto. O sistema para minimizar a presença de micro-organismos diferentes do micro-organismo
teste deve ser validado, monitorado e registrado.
O uso eficiente dos indicadores biológicos para desenvolvimento do ciclo, processo e validação, ou
para monitoramento do processo de esterilização de rotina requer conhecimento do material a ser
esterilizado incluindo seus componentes e material de embalagem. Apenas indicadores biológicos
reconhecidos e especificados nas monografias devem ser usados no desenvolvimento ou validação
de um processo de esterilização para garantir que o indicador biológico selecionado propicie um
desafio maior ao processo de esterilização do que a carga microbiana no produto.
Nos casos do uso de indicadores biológicos com características diferentes daqueles comercialmente
disponíveis, pode cultivar-se micro-organismos descritos em literatura científica para preparo de
indicadores biológicos. O usuário deve ser capaz de determinar os valores D e Z para os indicadores
domésticos. Quando indicador biológico não comercial for utilizado, a população, pureza e validade
devem ser confirmadas para garantir a legitimidade dos testes a serem realizados usando esse
indicador.
Quando a definição do processo de esterilização é baseada na carga microbiana do produto, essa deve
ser quantificada e as resistências do indicador biológico e da carga microbiana devem ser comparadas.
O processo de esterilização deve resultar em nível de garantia de esterilidade de no mínimo 10-6.
Para a validação do processo de esterilização, por via calor seco, podem ser empregados esporos de
Bacillus atrophaeus. Durante a validação podem ser realizados estudos para avaliação da
despirogenização no lugar da inativação microbiana, uma vez que a taxa de inativação de endotoxinas
bacterinas é bem mais lenta que a inativação dos esporos de Bacillus atrophaeus. Na prática, uma
redução da ordem de pelo menos três ciclos logarítmicos do nível de endotoxina resulta em uma
probabilidade de não esterilidade menor que 10-6.
Para o processo de esterilização por óxido de etileno são comumente utilizados esporos de
subespécies de Bacillus atrophaeus var. niger, quando se emprega óxido de etileno 100%, ou
diferentes misturas de gases.
AVALIAÇÃO DE DESEMPENHO
PRODUTOS COMERCIAIS
Após o recebimento de um lote de indicador biológico, o usuário deve quantificar a carga de esporos
por unidade e proceder à verificação da morfologia e pureza dos micro-organismos, confirmando,
pelo menos, o gênero do micro-organismo. As informações referentes ao valor D; às condições de
armazenagem; ao prazo de validade e à estabilidade do indicador biológico devem ser observadas e
registradas. O usuário pode considerar a necessidade de auditar o valor D antes da aceitação do lote
de indicador biológico. Para armazenamento por longo período, é importante verificar o valor D e a
estabilidade da contagem. No caso de armazenamento da suspensão de esporos, por período superior
a 12 meses, sob condições documentadas, a confirmação da contagem e a comprovação da resistência
dos esporos devem ser realizadas, a menos que o desempenho de uma cultura anterior tenha sido
validado após longo período de armazenamento. Os resultados dos ensaios de resistência e contagem
de esporos devem estar dentro da faixa de aceitação estabelecida durante a aprovação do lote de
suspensão de esporos.
Os registros da identificação das suspensões de esporos devem ser mantidos por produtores
comerciais ou não comerciais e devem incluir informações sobre a fonte da cultura inicial de micro-
organismos; a identificação; a rastreabilidade da cultura mãe de esporos; a frequência de subcultura;
o meio de cultura utilizado para a esporulação; as mudanças ocorridas na preparação do meio; as
observações sobre contaminação da suspensão; os dados anteriores e posteriores ao choque térmico;
os registros do uso da suspensão de esporos e a resistência à esterilização (particularmente, valores D
e Z, onde aplicável).
Pode ser necessário, por meio de estudos laboratoriais, determinar se os componentes do produto são
mais difíceis de esterilizar do que, por exemplo, uma solução, ou medicamento nele contido. A fase
de qualificação de desempenho do produto deve identificar os parâmetros mais importantes do
processo para inativação dos micro-organismos nos locais mais difíceis de esterilizar. A
sobrevivência do indicador biológico é consequência da resistência e tamanho da população
microbiana. Portanto, nem sempre um indicador biológico com população de 106 é necessário para
confirmar um nível de garantia de esterilidade de 10-6. O uso apropriado dos indicadores biológicos
é para confirmar que os parâmetros estabelecidos no processo de esterilização garantem o nível de
segurança de esterilidade desejado. Na esterilização por calor úmido, o emprego do indicador
biológico confirma a letalidade determinada por parâmetros físicos. Indicadores biológicos com valor
D relevante e populações substancialmente menores que 106 são adequados para validar muitos
processos de esterilização e descontaminação. É importante que os usuários estejam capacitados para
justificar, cientificamente, a escolha de um indicador biológico.
PROCESSO ASSÉPTICO
Embora a esterilização terminal de um produto embalado seja o procedimento que garanta riscos
mínimos de contaminação microbiana na produção de um lote, existem classes de produtos que não
podem ser esterilizados no seu acondicionamento final e que devem ser preparados empregando
processo asséptico. Esse processo é projetado de forma a prevenir a contaminação dos componentes
estéreis por micro-organismos viáveis, ou ainda, na fase intermediária da produção, quando algum
componente deve ser fornecido isento de micro-organismos. Um produto definido como processado
assepticamente consiste de componentes que foram esterilizados por um dos processos de
esterilização como, por exemplo, a filtração, no caso de tratar-se de um líquido. No caso de material
de acondicionamento constituído por vidro, pode ser empregado o calor seco e, quando se tratar de
material de acondicionamento polimérico, como tampas, pode ser utilizada a autoclavação ou óxido
de etileno.
deve incluir o exame periódico de filtro ambiental, o monitoramento de rotina de material particulado
e viável e o enchimento simulado com meio de cultura estéril.
Media fill é um teste para simulação das operações assépticas em que o produto é substituído por um
meio de cultura e serve para assegurar que os processos utilizados são capazes de conduzir a produtos
estéreis.
Há métodos alternativos para avaliar e controlar o estado microbiológico de salas e zonas limpas,
com variedade de equipamentos e métodos para amostragem microbiológica. A aplicação imprópria
de amostragem e análises microbiológicas pode causar variabilidade significativa e potencial para
contaminação inadvertida. Um grande número de produtos estéreis é fabricado por processamento
asséptico, que depende da exclusão de micro-organismos da linha de processamento e, portanto, a
prevenção da entrada dos micro-organismos em recipientes abertos durante o envase e a carga
microbiana do produto e do ambiente de fabricação são fatores importantes relacionados ao nível de
garantia de esterilidade destes produtos.
A aplicação dessa norma tem sido usada por fabricantes de salas e zonas limpas para orientar a
construção, a preparação e a manutenção dessas instalações. Contudo, não fornece relação entre o
número de partículas não viáveis e a concentração de micro-organismos viáveis.
Na Tabela 1 estão descritas as classes de limpeza de ar de acordo com a norma ABNT NBR ISO
14644-1, que está baseada em limites de partículas com tamanhos de 0,1 a 5 μm. Na Tabela 2 há a
relação entre os diferentes sistemas de classificação de salas limpas.
É aceitável que, se um menor número de partículas estiver presente na sala limpa ou ambiente
controlado, a contagem microbiana sob condições operacionais será menor, desde que não haja
mudanças no fluxo de ar, na temperatura e na umidade. Salas limpas são mantidas sob um estado de
controle operacional com base em dados dinâmicos (operacionais).
Tabela 1 - Classes de limpeza do ar para partículas em suspensão, selecionadas para salas e zonas limpas.
Número de Limites máximos de concentração (partículas/m3 de ar) para partículas iguais
classificação ou maiores que os tamanhos considerados
Programas de monitoramento microbiológico para salas e zonas limpas devem avaliar a efetividade
das práticas de limpeza e desinfecção que podem ter impacto sobre a carga microbiana do ambiente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 704
Quando o nível microbiológico especificado para um ambiente controlado for excedido, revisão da
documentação e investigação devem ocorrer. A investigação deve incluir a revisão da documentação
de manutenção da área; da documentação de desinfecção; dos parâmetros físicos ou operacionais
inerentes, tais como, mudanças na temperatura ambiental e umidade relativa e o estágio de
treinamento dos funcionários envolvidos. Em seguida à investigação, as ações adotadas podem incluir
o reforço no treinamento das pessoas para enfatizar o controle microbiológico do ambiente; a
amostragem adicional em frequência aumentada; a desinfecção adicional; os testes adicionais de
produto; a identificação do contaminante microbiano e sua possível fonte e a reavaliação e
revalidação dos atuais procedimentos operacionais padronizados, se necessário. Com base na revisão
da investigação e nos resultados dos testes, o significado do nível microbiológico excedido e a
aceitabilidade das operações ou produtos processados sob aquela condição podem ser definidos. Toda
investigação e justificativa das ações devem ser documentadas e fazer parte do sistema de
gerenciamento da qualidade.
Sala e zona limpa são definidas por certificação de acordo com a norma aplicável, sendo que os
parâmetros avaliados incluem integridade de filtros, diferenciais de pressão e velocidade, padrões e
mudanças do ar. Um exemplo de método para conduzir o teste de desafio de partículas para o sistema
consiste em aumentar a concentração de partículas no ambiente por meio de fumaça no entorno de
áreas de trabalho críticas e visualizar os movimentos do ar. A presença de vórtices e zonas turbulentas
podem ser visualizados e o padrão de fluxo de ar pode ser finamente ajustado para eliminar ou
minimizar efeitos indesejáveis. Essa avaliação é feita sob condições de produção simuladas, porém
com equipamentos e funcionários no local.
O teste e a otimização apropriados das características físicas da sala limpa ou ambiente controlado
são essenciais antes de concluir a validação do programa de monitoramento microbiológico. A
garantia de que o ambiente está operando adequadamente e de acordo com suas especificações dará
maior garantia de que a carga microbiana do ambiente será apropriada para processamento asséptico.
Esses testes devem ser repetidos durante a certificação de rotina da sala ou zona limpa e sempre que
alterações consideradas significativas forem feitas na operação, tais como mudanças no fluxo de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 705
Seguem algumas definições de sistemas usados para reduzir a taxa de contaminação no processo
asséptico.
Barreiras: dispositivo que restringe o contato entre o operador e o campo asséptico. Barreiras não
podem ser esterilizadas e nem sempre possuem sistemas de transferência que permite a passagem de
materiais para dentro ou fora do sistema sem exposição ao ambiente ao redor. Há diferentes tipos de
barreiras, desde cortinas de plástico em zonas críticas até barreiras rígidas em equipamentos, que
podem incorporar elementos como suporte de luvas e porta de transferência.
Isoladores: tecnologia usada para dupla proposta, de proteger o produto da contaminação do ambiente
e de pessoas durante envase e fechamento e de proteger pessoas de produtos tóxicos ou deletérios
durante sua produção. Essa tecnologia é baseada no princípio de colocar materiais previamente
esterilizados, como recipientes, produtos e tampas, em um ambiente estéril, que permanecem estéreis
durante toda operação, uma vez que pessoas ou componentes não estéreis não estão dentro do
isolador. A barreira do isolador é uma barreira absoluta que não permite trocas entre ambientes
protegidos e não protegidos. Isoladores podem ser fisicamente selados contra a entrada de
contaminantes externos ou podem ser efetivamente selados pela aplicação contínua de sobrepressão.
Manipulação de material por funcionários é realizada por meio de luvas ou vestimentas completas ou
parciais. O ar que entra no isolador passa através de um filtro HEPA ou ULPA e a exaustão de ar
normalmente passa por um filtro HEPA. Vapores de peróxido de hidrogênio ou ácido peracético
normalmente são usados para esterilização das superfícies ou ambiente interno. A esterilização do
interior dos isoladores e todo conteúdo são normalmente validados para um nível de garantia de
esterilidade de 10-6.
A introdução de equipamentos, componentes e materiais pode ser feita de diversas maneiras, como
uso de autoclave de porta dupla, introdução contínua de componentes através de uma esteira que
passa por túnel de esterilização ou uso de um sistema de doca. É necessário monitorar a integridade,
calibração e manutenção do isolador.
Sistemas de barreiras requerem alguma forma de ambiente controlado. Em função dos numerosos
tipos e aplicações, os requisitos para o ambiente adjacente podem variar. As estratégias de desenho e
operação para o ambiente onde circulam esses sistemas devem ser desenvolvidas pelos produtores
usando um critério lógico e racional e a capacidade do sistema de fornecer produtos estéreis deve ser
validada de acordo com critérios pré-estabelecidos.
Em isoladores, o ar entra através dos filtros integrais de qualidade HEPA, ou melhor, e seu interior é,
tipicamente, esterilizado com um nível de garantia de esterilidade de 10-6. Portanto, isoladores que
contêm ar estéril não trocam ar com o ambiente ao redor e são livres de operadores humanos.
Entretanto, quando o isolador está em um ambiente controlado, o potencial de produto contaminado
é reduzido na eventualidade de um vazamento nas luvas ou vestimentas.
TREINAMENTO DE PESSOAL
Produtos processados assepticamente exigem muita atenção aos detalhes, disciplina rigorosa e
supervisão estrita das pessoas, a fim de manter o nível de qualidade ambiental apropriado para a
garantia de esterilidade do produto.
O treinamento de todos os funcionários que trabalham em salas e zonas limpas é crítico. Esse
treinamento, também, é importante para as pessoas responsáveis pelo programa de monitoramento
microbiológico, uma vez que a contaminação da área de trabalho pode ocorrer inadvertidamente
durante a amostragem microbiológica, por uso de técnicas impróprias. Em operações altamente
automatizadas, o monitoramento pode ser realizado por pessoas que têm contato mais direto com
zonas críticas dentro da área de processamento. O monitoramento dos funcionários deve ser
conduzido antes e depois do trabalho na área de processamento.
O gerenciamento da instalação deve garantir que todas as pessoas envolvidas em operações nas salas
e zonas limpas conheçam princípios microbiológicos relevantes, incluindo princípios básicos do
processamento asséptico e a relação dos procedimentos de fabricação e manipulação com fontes
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 707
potenciais de contaminação do produto. Também, devem ter conhecimento sobre princípios básicos
de microbiologia; fisiologia microbiana; limpeza, desinfecção e esterilização; seleção e preparação
de meios de cultura, de acordo com o envolvimento dos funcionários no processo. As pessoas
envolvidas na identificação microbiana requerem treinamento especializado nos métodos
laboratoriais aplicáveis. Treinamento adicional no gerenciamento dos dados ambientais coletados
deve ser fornecido. Conhecimento e compreensão dos procedimentos operacionais padrão aplicáveis
são críticos, especialmente aqueles relacionados com as medidas corretivas que são tomadas quando
as condições ambientais exigirem. A compreensão das políticas de adesão às exigências regulatórias
e a responsabilidade de cada indivíduo, relativas às Boas Práticas de Fabricação devem ser parte
integrante do programa de treinamento, bem como treinamento sobre como conduzir investigações e
analisar dados.
Um meio de cultura de crescimento microbiológico geral como o meio de caseína-soja, deve ser
adequado na maioria dos casos. Esse meio pode ser suplementado com aditivos para contornar ou
minimizar os efeitos dos agentes desinfetantes ou de antibióticos, se usados ou processados nesses
ambientes. A detecção e quantificação de leveduras e bolores devem ser consideradas. Meios
geralmente aceitos são tais como Sabouraud e Sabouraud modificado. Outros meios validados para
promover o crescimento de fungos podem ser usados, tal como Ágar caseína-soja. Em geral, a análise
de micro-organismos anaeróbicos obrigatórios não é realizada na rotina, a não ser que condições ou
investigações exijam. A capacidade dos meios de cultura selecionados para detectar e quantificar os
micro-organismos anaeróbicos ou microaerófilos deve ser avaliada.
Os processos de esterilização usados para preparar meios de cultura para o programa ambiental devem
ser validados e devem ser examinados para esterilidade e promoção de crescimento. Os meios devem
ser capazes de manter o crescimento quando inoculados com menos de 100 UFC. A seleção de tempo
e temperatura de incubação é feita uma vez que os meios apropriados tenham sido selecionados.
Tipicamente, temperaturas de incubação nos intervalos de (22,5 ± 2,5) °C e (32,5 ± 2,5) °C têm sido
usadas com tempos de incubação de 72 horas e 48 horas, respectivamente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 708
O programa de controle ambiental deve incluir identificação e avaliação dos locais de amostragem e
validação dos métodos de amostragem microbiológica do ambiente.
Durante a fase inicial de atividades, assim como, na preparação de uma sala limpa, ou outro ambiente
controlado, locais específicos para amostragem de ar ou de superfícies devem ser determinados. Deve
considerar-se a proximidade do produto, se o ar e as superfícies existentes na sala estão em contato
com ele ou com superfícies internas dos sistemas de fechamento dos recipientes.
À medida que intervenções manuais durante a operação e o potencial de contato pessoal com o
produto aumentam, cresce a importância do programa de monitoramento ambiental. Esse é mais
crítico para produtos processados assepticamente do que para aqueles submetidos à esterilização
terminal. Quando o ciclo de esterilização terminal não se basear no conceito de sobremorte, o
programa de carga microbiana anterior à esterilização é crítico. Os planos de amostragem devem ser
dinâmicos com frequências de monitoramento e localizações ajustados com base no desempenho de
tendência. É apropriado aumentar ou diminuir a amostragem com base nesse desempenho.
Os princípios e conceitos de controle de processos estatísticos são úteis para estabelecer níveis de
alerta e ação, assim como mecanismos para controle de tendências.
Em uma instalação nova, esses níveis geralmente se baseiam na experiência anterior de instalações e
processos similares e em dados obtidos no decorrer de várias semanas. Esses níveis são normalmente
reexaminados para adequação a uma frequência estabelecida. Tendências a uma deterioração da
qualidade ambiental requerem atenção para determinar a causa e para instituir um plano de ação
corretiva, a fim de trazer as condições de volta aos níveis esperados. Uma investigação deve ser
implementada, e a avaliação do impacto potencial sobre o produto deve ser efetuada.
O método utilizando placas de sedimentação é ainda o mais amplamente disseminado devido a sua
simplicidade e baixo custo e fornece informações qualitativas sobre o ambiente de exposição por
tempo prolongado, porém, a exposição de placas de Petri abertas e contendo meio de ágar não é para
avaliação quantitativa dos níveis de contaminação microbiana de ambientes críticos.
Uma das principais limitações dos amostradores de ar mecânicos é o tamanho da amostra de ar que
está sendo testada, pois o nível de micro-organismos no ar de um ambiente controlado é normalmente
reduzido e um grande volume de ar deve ser testado para que o resultado seja preciso e exato, o que,
muitas vezes, não é prático. Para demonstrar que as contagens microbianas no ambiente não estão
aumentando depois da amostragem, ela pode ser estendida para determinar se o tempo de amostragem
é um fator limitante para obter uma amostra representativa. Há equipamentos capazes de amostrar
altas taxas de volume de ar, mas deve considerar-se a ruptura do fluxo de ar em áreas críticas ou a
criação de turbulência que possam aumentar a probabilidade de contaminação.
Amostradores centrífugos demonstram seletividade para partículas maiores e, portanto, o uso desses
equipamentos pode resultar em contagens maiores de partículas no ar. Ao usar esses amostradores,
deve considerar-se seu efeito na linearidade do fluxo de ar na zona controlada onde é posicionado
para a amostragem. A utilização de sondas remotas requer que seja determinado se o tubo extra usado
não tem efeito adverso na contagem de partículas viáveis, pois esse efeito deve ser eliminado, ou um
fator de correção deve ser usado para os resultados obtidos.
O monitoramento é realizado normalmente nas áreas que entram em contato com o produto e em
áreas adjacentes. Placas de contato com ágar nutriente são usadas para amostrar superfícies planas e
são incubadas em temperatura adequada para quantificação de partículas viáveis. Ágar específico
pode ser usado para quantificar fungos, esporos, etc. O swab é empregado em superfícies irregulares,
especialmente nos equipamentos. O swab é colocado em um diluente adequado e a estimativa de
contagem microbiana é feita plaqueando uma alíquota apropriada em ágar nutriente específico. A
área a ser amostrada usando swab é definida usando um molde de tamanho apropriado estéril, em
geral entre 24 cm2 a 30 cm2. O resultado é dado por placa de contato, ou por swab.
Salas e zonas limpas são monitoradas por um programa de monitoramento ambiental apropriado. Para
garantir carga microbiana mínima, informação adicional na avaliação do estado microbiológico do
ambiente pode ser obtida por meio do teste de envase asséptico de meio de cultura (media fill). O
teste de media fill é empregado para avaliar o processamento asséptico usando meio de cultura estéril
no lugar do produto. Resultados satisfatórios de media fill demonstram a adequação da linha para a
fabricação do produto. Entretanto, outros fatores são importantes, como construção das áreas,
monitoramento ambiental e treinamento de pessoas.
Uma vez que o media fill é realizado para simular o processamento asséptico de um produto, é
importante que seja realizado em condições normais de produção. Isso inclui número máximo de
pessoas e uso de todas as etapas e materiais usados no processo de produção normal. Durante a
condução do media fill, intervenções pré-documentadas conhecidas devem ser planejadas durante as
corridas normais de produção, como troca de bicos de envase, componentes de fixação, etc.
Alternativamente, para adicionar uma margem de segurança, uma combinação de condições possíveis
pode ser usada e exemplos incluem paradas frequentes, reparos não esperados, troca de filtros, etc.
A qualificação de um processo asséptico deve ser feita para todos os produtos e para cada linha. Desde
que a geometria do recipiente (como tamanho e abertura) e a velocidade da linha sejam fatores
variáveis, a combinação apropriada desses fatores, preferencialmente nos extremos, deve ser usada
na qualificação. Uma análise racional dos produtos usados deve ser documentada.
Recomenda-se que o media fill seja realizado para cobrir todos os turnos de produção para
linha/produto/combinações de recipientes para qualificação inicial e revalidações periódicas. O
programa de media fill deve simular práticas de produção em tempos prolongados e pode ser realizado
no final do turno de produção.
Meios de cultura ricos podem ser usados, como caldo caseína-soja. Após o processamento asséptico
do meio de cultura, esses devem ser incubados a (22,5 ± 2,5) °C ou (32,5 ± 2,5) °C, por no mínimo
14 dias. Se duas temperaturas forem usadas para a incubação das amostras de meio de cultura, esses
devem ser incubados, no mínimo, sete dias em cada uma delas. Após incubação, as amostras devem
ser inspecionadas para crescimento. Isolados devem ser identificados para gênero e, quando possível,
para espécie a fim de propiciar a investigação das fontes de contaminação.
Pontos críticos na realização do media fill são número de recipientes para qualificar o processo
asséptico; número de unidades enchidas para o media fill; interpretação de resultados e
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 711
implementação de ações corretivas. Normalmente três corridas de media fill são usadas para
qualificação inicial, ou início de uma área para demonstrar consistência na linha de envase asséptico.
O número mínimo para demonstrar a taxa de contaminação de não mais que 0,1%, critério de
aceitação para corrida de media fill, é de, no mínimo, 3000 unidades. Plantas pilotos que preparam
pequenos lotes podem usar número menor de unidades.
Uma vez que os funcionários são uma fonte crítica de contaminação em salas limpas, documentação
visual pode ser útil para verificar correlação de atividades de produção com eventos de contaminação.
PROCEDIMENTOS DE LIBERAÇÃO
Deve ser estabelecido um programa de garantia da qualidade que descreva, detalhadamente as etapas
e a documentação requerida para a liberação da carga ou lote. A liberação dos produtos esterilizados
dependerá de liberação que pode ser convencional ou paramétrica.
Quatro processos de esterilização podem ser qualificados para a liberação paramétrica: calor úmido,
calor seco, óxido de etileno e radiação ionizante. Os produtos submetidos à esterilização terminal
representam a categoria de menor risco dentre os produtos farmacêuticos estéreis. Ao contrário de
produtos estéreis obtidos por produção asséptica em ambientes controlados, produtos submetidos à
esterilização terminal apresentam nível de garantia de esterilidade mensurável.
Os produtos estéreis obtidos por esterilização terminal devem atender a um nível de garantia de
esterilidade de 10-6, ou seja, não mais que uma unidade contaminada em um milhão de unidades
produzidas. A aplicação apropriada dos métodos usados para desenvolvimento de processo terminal
requer amplo conhecimento científico do método de esterilização selecionado, dentro de três
categorias, para uso com produto específico:
a) processo baseado na carga microbiana (biocarga);
b) processo combinado: indicador biológico e biocarga;
c) processo de sobremorte.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 712
O processo baseado na biocarga requer amplo conhecimento da carga microbiana do produto. Deve
ser observado que diversos procedimentos de estabelecimento de dose no processo de esterilização
por radiação utilizam o conhecimento da carga microbiana do produto e sua resistência à radiação.
Esse método exige, também, um nível de garantia de esterilidade de pelo menos 10-6. O método
baseado na determinação da biocarga necessita que sejam desenvolvidos pontos críticos de controle
do processo quanto à carga microbiana do produto. Procedimentos de análise de risco, como Análise
de Perigos e Pontos Críticos de Controle (HACCP), são úteis para estabelecer condições de controle
de manufatura e parâmetros apropriados de controle em processo.
Para os produtos que possibilitam a sobrevivência da carga microbiana são necessários ambientes de
produção mais controlados e controles de processo mais precisos. Esse processo é mais indicado para
produtos limpos, com reduzido nível de carga microbiana e baixa frequência de micro-organismos
formadores de esporos. Esse processo, também, pode ser útil para produtos que podem sofrer
alterações quando submetidos a processos de esterilização mais drásticos.
O processo combinado que usa indicador biológico e biocarga é geralmente empregado para produtos
que podem perder atributos ao usar processo de sobremorte e quando se deseja um processo de
esterilização que demonstre a inativação de altos números de micro-organismos dos indicadores
biológicos, reconhecidamente mais resistentes ao processo de esterilização. Esse processo requer o
conhecimento da carga microbiana do produto e dados relativos à sua resistência ao processo de
esterilização. A resistência relativa do indicador biológico selecionado deve ser estabelecida pela
inoculação dos esporos microbianos no produto. Normalmente são usados indicadores biológicos
com 106 esporos e valor D maior que um minuto. Ciclos fracionados são usados para determinar a
resistência (valor D) relativa entre produto inoculado com os micro-organismos do indicador
biológico e com aqueles, frequentemente, encontrados na carga microbiana. Esse processo é
empregado geralmente para desenvolvimento de ciclos de esterilização de produtos parenterais
empregando esterilização terminal e esterilização de correlatos por óxido de etileno.
Uma vez que a eficácia do processo de esterilização terminal definido em função da biocarga está
associada com o número e a resistência dos micro-organismos no produto, um dos componentes da
liberação paramétrica é o programa ativo de controle microbiológico para monitorar a contagem e
resistência da carga microbiana do produto. O controle da carga microbiana e sua enumeração não é
um fator crucial quando se emprega o método de sobremorte, pois, em geral, o método de sobremorte
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 713
não requer extensa avaliação da carga microbiana no decorrer do processo e exige menor controle em
processo do ambiente de produção.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 714
Símbolo Definição
a1...z1 doses das preparações ensaiadas (amostras) A...Z.
a significância estatística de um resultado ou medida estimada do grau em que este
resultado é “verdadeiro”.
b0 interseção das respostas (y) sobre log doses (x) na linha de regressão.
b, b1 estimativa da inclinação da linha de regressão da resposta (y) em relação ao logaritmo
da dose (x).
bl número de blocos (animais) em um ensaio cruzado.
c’ constante utilizada na avaliação dos limites de confiança (Tabela 15).
d número de níveis de doses para cada preparação num ensaio balanceado.
f número de diferenças nas respostas pareadas entre padrão e amostra, nos ensaios
realizados pelo delineamento 5 x 1.
gl graus de liberdade.
h número de preparações em um ensaio, incluindo a preparação padrão.
h’ número de amostras ensaiadas.
k número de tratamentos diferentes dentro de um ensaio k = dh.
k’ número de logaritmos de potências nos ensaios realizados pelo delineamento 5 x 1, para
uma mesma amostra.
n número de réplicas para cada tratamento.
n’ número de estimativas individuais da potência.
n’’ graus de liberdade utilizado para estimar a variância s2M no ensaio 5 x 1
p probabilidade
p1p2p3 doses menor, média e maior da preparação padrão P; em ensaios com somente dois
níveis de doses, p2 representa a dose maior.
r coeficiente de correlação de Pearson
s2 estimativa da variância fornecida pelo quadrado médio do erro na análise da variância.
Também usado com uma letra índice, por exemplo, s2M representa a variância do log
potência M.
s estimativa do desvio padrão, ou seja, a raiz quadrada de s2.
t estatística de Student (Tabela 3).
t’ estatística de Dunnett (Tabela 12).
v variância para heterogeneidade entre ensaios.
w coeficiente de ponderação.
x log dose – também usado com índice para indicar uma preparação particular.
média dos log dose.
y resposta individual ou resposta individual transformada.
y’ resposta calculada para substituir um valor perdido.
P... Z média das respostas para as preparações padrão e amostra.
A...Z amostras ensaiadas.
A1A2A3 soma das respostas para as doses menor, média e maior da amostra A. Para um ensaio
com dois níveis de doses, A2 representa a resposta para a dose maior. Similarmente para
outras amostras ensaiadas.
B1...B2n soma das respostas para cada sujeito (1 a 2n) em ensaio duplo cruzado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 715
Símbolo Definição
B´ total incompleto das respostas em fila ou bloco que tem um valor perdido.
C estatística usado no cálculo dos limites de confiança (Fórmula 14).
C1...Cn soma de respostas em cada coluna (1 a n) em delineamento quadrado latino.
C’ soma incompleta das respostas em uma coluna de delineamento em quadrado latino
com um valor perdido.
CV coeficiente de variação.
χ2 constante estatística da Tabela 18.
χ2M constante estatística para testar homogeneidade de estimativas individuais de logaritmo
da potência.
E soma de quadrados para regressão (Tabela 10).
F razão de duas estimativas de variâncias indepententes (Tabelas 4 e 5).
FI, FII soma das respostas na fase I ou fase II num ensaio cruzado.
F1...Fn soma das respostas em cada uma das filas 1 a n em delineamento de quadrado latino,
ou em cada bloco de um delineamento em blocos ao acaso.
G1, G2, G3 estatística utilizada no teste de valores aberrantes.
G’ total incompleto das respostas em um ensaio com exclusão do valor perdido.
I intervalo entre log doses adjacentes, no ensaio de retas paralelas.
K termo de correção utilizado na análise de variância K = (∑y)2/N.
L intervalo de confiança em logaritmos.
LC intervalo de confiança em logaritmos para média semiponderada.
LP...LZ contrastes lineares para as preparações padrão e amostra.
M estimativa do log da potência ou do log da razão de potência usada com uma letra índice
em um ensaio múltiplo, para denotar uma preparação particular (M = log R).
M i , Ms limites de confiança da estimativa do log da potência.
média de várias estimativas independentes de M.
M´ estimativa do log da potência da amostra A ou do log da razão de potências antes de
corrigir pela potência suposta (M’ = log R’).
M´s, M’i limites superior e inferior da estimativa do log da potência, antes de corrigir pela
potência suposta.
N número total de respostas do ensaio.
NP, NA número total de respostas para as preparações P e A.
P preparação padrão.
P soma das respostas para a preparação padrão.
P1, P2, P3 soma das respostas para as doses inferior, média e superior da preparação padrão P.
Para ensaio de somente dois níveis de dosagem, P2 representa as respostas para a dose
maior.
Q soma de quadrados para linearidade na mesma direção (Tabela 10).
QM soma de quadrados devido a uma fonte de variação dividido pelo respectivo grau de
liberdade.
QP...QZ contraste quadrático para as preparações padrão e amostra (Tabela 9).
R estimativa da potência da amostra.
Ri , Rs limites de confiança inferior e superior da estimativa de potência.
R’ estimativa da razão de potências antes da correção pela potência suposta.
R+ constante específica para testar valores atípicos (Tabela 2).
SA potência suposta para a amostra A, quando se preparam as doses.
SQ soma de quadrados devido a uma fonte de variação.
T’ total incompleto das respostas para um tratamento excluindo o valor perdido.
V = 1/W variância do logaritmo de potência individual.
X diferenças nas respostas pareadas entre amostra e padrão, divididas pelo coeficiente de
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 716
FUNDAMENTOS
ENSAIOS BIOLÓGICOS
São procedimentos destinados a avaliar a potência de princípios ativos contidos nas matérias primas
e preparações farmacopeicas, utilizando reagentes biológicos tais como micro-organismos, animais,
fluidos e órgãos isolados de animais. A característica dos reativos biológicos é sua variabilidade.
Enquanto os reativos físico-químicos podem ser definidos e padronizados para fornecerem resultados
idênticos em todos os laboratórios, é impossível definir totalmente os reagentes biológicos, apesar
dos esforços de entidades internacionais nesse sentido. Essa variabilidade inerente aos reativos
biológicos torna imprescindível: 1) o emprego de padrões de referência adequados para se obter
potências relativas e 2) o emprego de métodos estatísticos para os delineamentos experimentais e
analise dos resultados.
DELINEAMENTOS EXPERIMENTAIS
ACASO E VÍCIO
Deve se fazer distribuição ao acaso utilizando aparelho empregado em jogos de azar ou tabela de
números aleatórios. Convém assinalar que esse procedimento não elimina todos os vícios. Por
exemplo, por efeito do acaso, os animais de maior peso poderão ser destinados à determinada dose e
essa diferença de pesos viciar os resultados. Portanto, deverá ser criado o equilíbrio, ou seja, devem
classificar-se os animais por faixa de peso e distribuir, ao acaso, aqueles de mesmo peso para todas
as doses e preparações (padrão e amostra).
ANÁLISE ESTATÍSTICA
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 717
RESULTADOS
Expressar os resultados de avaliação biológica como estimativa da potência suposta para uma amostra
(R), que será a expressão da verdadeira potência relativa da amostra em relação ao padrão (ρ). Essa
última é impossível de ser calculada com precisão devido à variabilidade dos reativos biológicos. Tal
estimativa da potência suposta (R) deve ser acompanhada pelos limites de confiança inferior e
superior (Ri, Rs), ou intervalo que abrange a verdadeira potência relativa da amostra (ρ). Nas
monografias estão estabelecidas especificações para a amplitude aceitável desses intervalos em
relação à potência estimada. Essas especificações levam em conta a dificuldade dos métodos e a
necessidade prática de estimar-se a verdadeira potência com determinada precisão. Para alcançar os
limites de confiança especificados deve, às vezes, realizar-se mais de um ensaio. Para se obter uma
estimativa da potência com intervalo de confiança reduzido, devem combinar-se, estatisticamente, os
resultados desses ensaios independentes.
A probabilidade, que mede o grau de confiança de que a potência esteja fora dos limites de confiança
superior e inferior, é dada pela significância estatística (α) de um resultado ou medida estimada do
grau em que esse resultado é “verdadeiro”. O nível de significância mais utilizado em ensaios
biológicos é de 5% (α = 0,05) ou 1% (α = 0,01). Nos casos não especificados explicitamente entender-
se-á que o nível de significância utilizado no cálculo dos limites é α = 0,05.
Os procedimentos de cálculo são planejados para o ensaio em amostra única. No caso de serem
ensaiadas várias amostras, simultaneamente, empregar as modificações descritas nesse volume.
VALORES ATÍPICOS
Todas as respostas obtidas sem obedecer estritamente ao protocolo pré-estabelecido devem ser
eliminadas. Quando, após o registro das respostas, se observarem valores aparentemente atípicos, a
decisão de mantê-los ou eliminá-los deve basear-se em critérios estatísticos, como os descritos a
seguir:
Em média, para, relativamente, poucas respostas idênticas dentro do grupo, serão desprezadas
observações válidas em 2% ou 4% das provas. Começando com o valor supostamente atípico, indicar
as respostas em ordem de magnitude de 𝑦1 a 𝑦𝑛 , onde n representa o número de observações no grupo
ou réplicas do mesmo tratamento. Calcular:
Critério que contempla a amplitude de uma série K = 2 ou mais grupos de igual tamanho
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 718
Os grupos podem receber diferentes tratamentos, porém todas as n respostas dentro de cada grupo
decorrem do mesmo tratamento. Nesse teste, estuda-se a variação dos valores para cada tratamento
que é obtida pela diferença entre o maior e menor valor. O valor obtido com maior diferença deve ser
dividido pela soma de todas as diferenças e não deve exceder o valor tabelado de (R+) na Tabela 2
para k = número de doses e n = número de réplicas. Se o valor calculado exceder o valor tabelado, a
coluna suspeita deve ser investigada para detectar o valor discrepante. Se k for menor ou igual a 10,
usar os valores apresentados na Tabela 2; se maior, multiplicar R+ por (k + 2) e interpolar, se
necessário, entre os valores apresentados na Tabela 2a.
Se R+ exceder o valor tabelado ou interpolado, o grupo com intervalo maior é suspeito (α = 0,05) e a
observação de seus dados permitirá identificar o valor que, então, se considera atípico. O
procedimento pode ser repetido com os demais intervalos se houver suspeita de valor atípico em um
segundo grupo.
ENSAIOS DIRETOS
Medem-se, diretamente, as doses de cada preparação (padrão e amostra) necessárias para produzir
respostas pré-determinadas em cada unidade experimental de dois grupos equivalentes de animais ou
outros reativos biológicos. Exemplo típico é o ensaio biológico de digital. Preparar as soluções do
padrão e amostra de modo que contenham aproximadamente a mesma potência, levando em
consideração a atividade declarada da amostra ou a estimada em ensaios prévios (𝑆𝐴 ). Transformar
cada resultado (dose eficaz) em logaritmos (x) e calcular os valores médios dos logaritmos das doses
eficazes para o padrão (𝑥̅𝑃 ) e para a amostra (𝑥̅𝐴 ). Calcular a potência relativa da amostra (R’), antes
de ajustar pela potência suposta, como o antilogaritmo de M’, em que:
M ′ = 𝑥̅ 𝑃 − 𝑥̅𝐴 (1)
Calcular a variância de M’ como a soma das variâncias das duas médias, a partir da equação
2 2 1 1
sM ′ = s𝑥 ( +N ) (2)
N P A
em que
2 2
[∑P 𝑥P −(∑P 𝑥P )2 ⁄NP ]+[∑A 𝑥A −(∑A 𝑥A )2 ⁄NA ]
s𝑥2 = (3)
NP +NA −2
NP e NA são números de animais tratados como padrão e amostra; e representam somatório dos
resultados calculados para as duas preparações. Calcular os limites de confiança como:
R′s
R′i
= antilog(M ′ ± t sM′ ) (4)
Obter o valor apropriado de t na Tabela 3, de acordo com os graus de liberdade (gl) dados pelo
denominador da equação (3).
R = antilog M (5)
em que
M = M ′ + log SA (6)
R′s
R′i
= antilog(M ′ ± t sM′ ) (7)
Para que o ensaio seja válido, a variância de xP deve ser a mesma de xA, diferindo somente por erros
de amostragem. Para testar, calcular as variâncias e dividir a maior pela menor. Desse modo, obtém-
se uma relação de variâncias (F).
(8)
A distribuição da razão de variâncias (F) encontra-se nas Tabelas 4 e 5, porém para esse teste os
valores na Tabela 4 correspondem aos níveis de significância α = 0,05 e os na Tabela 5 a α = 0,01.
O valor F do ensaio não deve ultrapassar o valor na tabela, correspondente aos graus de liberdade do
numerador e denominador com que se obteve F. Os graus de liberdade são aqueles dos denominadores
das variâncias das equações (8) e (8a).
Em geral não é possível medir diretamente a dose eficaz. Por essa razão, a potência é determinada
indiretamente, comparando as respostas produzidas em escala quantitativa, por exemplo, peso, por
doses conhecidas do padrão com aquelas produzidas por uma ou mais doses de amostra.
Cada tratamento consiste de uma dose fixa do padrão (p1 , p2 , p3 , etc.) ou da amostra (a1 , a2 , a3 , etc.)
e é administrado a um certo número (n) de unidades experimentais (animais, órgãos, culturas, tubos
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 720
etc.). Registrar n respostas, ou seja, uma para cada unidade experimental. Para que os métodos
apresentados nesse capítulo sejam válidos, devem-se cumprir as seguintes condições:
1) as unidades experimentais correspondentes a cada tratamento devem ser selecionadas ao acaso;
2) para cada tratamento, as respostas ou as suas transformações utilizadas no cálculo (y) constituem
amostra de distribuição normal;
3) o desvio padrão da resposta ou de sua transformação é independente do nível de resposta, ou seja,
é igual para todos os tratamentos, só diferindo pelos erros de amostragem;
4) a resposta, ou sua transformação utilizada nos cálculos (y), tem re1ação linear com o logaritmo da
dose (x) no intervalo de doses utilizadas;
5) a linha reta correspondente a uma ou mais amostras deve ser paralela à do padrão.
A partir de estudos preliminares do método de ensaio, é possível supor o cumprimento das condições
2 e 3. De posse dos resultados de cada ensaio, pode-se testar as condições 4 e 5. A condição 4
(linearidade) só pode ser verificada em ensaios em que se aplicam pelo menos três diluições de cada
preparação. Quando se realiza ensaio com somente duas diluições, presume-se que a linearidade do
sistema foi, previamente, estabelecida. A condição 5 (paralelismo) deve ser testada em cada ensaio.
Nesse, nunca devem ser utilizadas menos de duas diluições de cada preparação.
Se não for cumprida qualquer das condições de 1 a 5, os métodos de cálculo descritos nesse capítulo
não podem ser aplicados e tornam-se necessários estudos para que se estabeleçam as condições
recomendadas.
É conveniente que a amostra seja ensaiada com doses cujas respostas sejam aproximadamente iguais
àquelas obtidas com as correspondentes doses do padrão. Isso aumenta a precisão do resultado.
Denominar a potência suposta para a amostra SA .
Para simplificar os cálculos da análise estatística apresentados nesse capítulo, é necessário impor as
seguintes restrições ao delineamento dos ensaios:
a) testar cada preparação, padrão e amostra, com o mesmo número de diluições. Apresentam-se
fórmulas para ensaios farmacopeicos, utilizando dois e três níveis de doses para cada preparação
assim como o delineamento 5 x 1;
b) manter constante em cada ensaio a razão de doses consecutivas para todos os tratamentos e
c) obter o mesmo número de respostas para cada tratamento. Caso alguma resposta for perdida, essa
pode ser estimada pelos métodos apropriados a cada delineamento apresentado nesse capítulo; se
houver perda de um tratamento, atender ao especificado na seção de Ensaios parcialmente
balanceados.
TIPOS DE DELINEAMENTO
Ao acaso
Quando as unidades experimentais forem, na sua totalidade, razoavelmente homogêneas e não houver
indicação de que a variabilidade da resposta poderá ser menor em certos subgrupos, proceder à
distribuição das unidades experimentais para os diferentes tratamentos ao acaso.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 721
Blocos ao acaso
Possibilita segregar uma fonte de variação tal como a sensibilidade de diferentes ninhadas de animais
ou a variação entre as placas de Petri no ensaio microbiológico por difusão. Esse planejamento obriga
que cada tratamento seja aplicado uma vez em cada bloco (ninhada, placa, etc.) e só pode ser realizado
quando o bloco for suficientemente grande para acomodar todos os tratamentos.
Cruzado
Utilizar esse planejamento quando o experimento puder ser ajustado em blocos. Contudo, só é
possível aplicar dois tratamentos por bloco. Por exemplo, um bloco pode ser um animal possível de
ser testado em duas ocasiões diferentes. Tem-se como objetivo aumentar a precisão, eliminando a
influência da variação dos animais, ao mesmo tempo que se equilibram os efeitos de qualquer
diferença entre os níveis gerais de resposta, nas duas etapas do ensaio. Denominar duplo cruzado o
ensaio com duas doses do padrão e da amostra, e triplo cruzado aquele de três doses de cada
preparação. Proceder o ensaio em duas fases conforme o período de tempo definido no método.
Distribuir os animais em quatro ou seis grupos e realizar um tratamento em cada grupo na primeira
fase. Na segunda fase, os animais que receberam uma preparação receberão outra; os animais que
receberam doses menores, nessa etapa receberão as maiores. Seguir o esquema da Tabela 6.
Quadrado latino
Adequado quando a resposta pode ser afetada por duas fontes de variação, cada qual podendo ter k
níveis diferentes. Por exemplo, se realiza o experimento em k dias diferentes e por k
experimentadores, ou se realiza um ensaio de antibióticos por difusão em placa, no qual os
tratamentos podem ser aplicados num esquema de k × k, onde cada tratamento só ocorre uma vez em
cada fila e em cada coluna. Utilizar somente quando o número de colunas, filas e tratamentos forem
iguais.
Para qualquer delineamento, a distribuição das unidades experimentais nos blocos deve ser feita por
procedimento ao acaso, sendo as unidades mantidas o mais uniformemente possível antes e durante
o experimento.
ANÁLISE DE VARIÂNCIA
Ao realizar essa análise tem-se como objetivo estudar a validade do ensaio e calcular o erro residual.
Com exceção do cálculo do erro residual, a análise dos dados de um ensaio é idêntica para os
delineamentos ao acaso, blocos ao acaso e quadrado latino. A seguir, serão descritas as fórmulas para
a análise de cada tipo de ensaio. Consultar o glossário de símbolos. As fórmulas são apropriadas para
o caso em que se esteja comparando uma única amostra (A) contra o padrão de referência (P), como,
também, para o caso de ensaios múltiplos onde estejam incluídas h-1 amostras (A...Z). As fórmulas
para os ensaios cruzados não se enquadram no esquema geral e serão apresentadas separadamente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 722
Se necessário, transformar as respostas (y) para cumprir as condições de validade descritas. Somar
todos os valores y para cada tratamento e para cada preparação, como se observa nas Tabelas 8 e 9.
A partir desses dados, obter os contrastes lineares relacionados com as inclinações das linhas dose-
resposta.
Quando são ensaiadas três doses de cada preparação, se obtêm, também, contrastes quadráticos que
representam a curvatura das linhas. Ver fórmulas nas Tabelas 8 e 9.
A variação total de respostas decorrente dos diferentes tratamentos pode ser como se mostra na
Tabela 10. As somas de quadrados são obtidas a partir dos valores das Tabelas 8 ou 9. K representa
o quadrado da soma de todas as respostas obtidas no ensaio dividido pelo número total delas:
TESTES DE VALIDADE
Para testar a significância das fontes de variação relacionadas na Tabela 10, cada soma de quadrado
reduzida obtida na tabela deve ser dividida pelo correspondente grau de liberdade para se obter o
quadrado médio. O quadrado médio do erro residual (s2) é quociente similar, obtido da linha
apropriada na Tabela 11.
Para obter a razão conhecida como F, dividir o quadrado médio de cada fonte de variação a ser testada
pela variância (s2). Calcular a significância de cada fonte e comparar com os valores tabelados
(Tabelas 4 e 5) ao nível de significância de 5% (α = 0,05) e 1% (α = 0,01). Os valores de F são
obtidos na coluna correspondente ao número de graus de liberdade associado ao quadrado médio da
fonte ensaiada (𝑔𝑙1 ) e na fila da tabela correspondente ao número de graus de liberdade associado
com s2 (𝑔𝑙2 ). Se o valor de F calculado for maior que o valor tabelado, a fonte de variação ensaiada
é considerada “significativa” para o nível de probabilidade utilizada.
LP −LA
t′ = (9)
2s√𝑛
Cada t’ calculado deve ser comparado com o valor da Tabela 12, onde 𝑔𝑙1 = h -1 e 𝑔𝑙2 é igual ao
número de graus de liberdade associado com s2. Se encontrar valor de t “significativo” para alguma
amostra, todos os dados relativos a essa preparação devem ser eliminados do ensaio e a análise
repetida desde o início.
Em ensaios com erro residual muito grande, uma razão F “significativa” para o termo preparações
pode indicar que a suposição de potência que serviu de base para a preparação das diluições não foi
correta. Isso não é condição de invalidade. Chegando-se a essa conclusão, a potência estimada no
ensaio pode ser usada como potência suposta em ensaios posteriores.
Nos testes de paralelismo e quadráticos podem ocorrer por acaso valores de F muito baixos, menores
que 1. Se isso acontecer, repetidamente, pode ser indicação de que não se cumpriram as condições
supostas, o que deve ser investigado mais profundamente.
Delineamento 5 x 1
No caso de ensaios cruzados, com esquema de cálculo especial, as fórmulas a utilizar encontram-se
nas Tabelas 13 e 14.
Existem três termos de interações devidos às réplicas dentro de cada grupo: Fases X Preparações,
Fases X Regressão e Fases X Paralelismo.
Como nos delineamentos anteriormente discutidos, cada soma de quadrados reduzida deve ser
dividida pelo número correspondente de graus de liberdade para se obter os quadrados médios.
No caso do delineamento duplo cruzado, obtêm-se dois quadrados médios correspondentes aos erros
I e II, que se denominam s 2 I e s2 II . Dividir o quadrado médio de cada fonte de variação pelo s2
apropriado para se obter a razão F.
Para as fontes Paralelismo, Fases X Preparações, Fases X Regressão, utiliza-se s2 I . Para as outras
fontes, utiliza-se s2 II .
Calcular a significância da fonte utilizando as Tabelas 4 e 5. Se F calculado for maior que o valor
tabelado, para os graus de liberdade da fonte ensaiada (𝑔𝑙1 ) e do s2 correspondente (𝑔𝑙2 ), a fonte de
variação é considerada “significativa” para o nível de significância utilizado (α = 0,05 ou α = 0,01).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 724
Para que o ensaio seja válido, a regressão deve ser significativa e o paralelismo e as três interações
não devem ser significativos. No ensaio cruzado, o teste de paralelismo não é muito sensível, pois
depende da variação entre blocos (animais).
Estabelecida a validade estatística dos ensaios feitos com qualquer delineamento, calcular a potência
e os limites de confiança pelos métodos descritos a seguir.
P
𝑦̅P = (10)
NP
Chamando-se de I o intervalo em logaritmo das concentrações, para cada preparação, nos ensaios
com duas doses obtém-se a inclinação comum (b), a partir da equação
LP +LA +⋯LZ
b= (11)
I𝑛ℎ
Para ensaios com três doses de cada preparação, o denominador Inh deve ser substituído por 2 Inh.
𝑦̅A −𝑦̅P
M′A = (12)
b
em que
C = E/(E − s2 t 2 ) (14)
Obter E da Tabela 10. O s2 é o erro residual da Tabela 11 dividido por seus graus de liberdade e t se
encontra na Tabela 3 de acordo com os graus de liberdade de s2.
Para ensaios balanceados de duas e três doses por preparação, a fórmula para os limites da equação
13 pode simplificar-se:
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 725
M′As
= CM′A ± √(C − 1)(CM ′ 2A + c ′ I2 ) (15)
M′A
i
No método por difusão em ágar, medir os halos de inibição para cada uma das concentrações do
padrão (P1, P2, P3, P4, e P5) nos quatro conjuntos de placas. A média das 36 leituras da concentração
intermediária do padrão (P3 ) é utilizada para corrigir as médias de cada uma das outras concentrações
do padrão P1, P2, P4, P5.
Exemplo:
Construir a tabela com as respostas corrigidas para as respectivas concentrações (P1 a P5) de acordo
com a Tabela 19 e efetuar a análise de variância. Confirmado a validade dos resultados, calcular a
diferença nas respostas pareadas entre amostra e padrão no ponto central da curva pela equação
m que 𝑦𝐴 é uma das respostas da amostra dentre as f repetições, 𝑦𝑃 é a resposta pareada do padrão e
b1 é o coeficiente de regressão dado pela Tabela 20.
onde f é o número de diferenças nas respostas pareadas entre a amostra e o respectivo padrão.
Quando um número de ensaios da mesma amostra é obtido através da mesma curva, calcule o
coeficiente de variação (CV) para os resultados das amostras.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 726
desvio padrão (s)
CV = ̅) de cada amostra
× 100 (18)
média (y
∑y2 −(∑y)2 /N
onde s = √ e y é resposta de 1 a N para uma mesma amostra. (18a)
N−1
2 ∑ X2 −∑(Tx2 ⁄f)
sM = (19)
n′′
2𝑠𝑀 𝑡
L= (20)
√k′
onde s é o desvio padrão para o total de diferenças X, t se encontra na Tabela 3 com os graus de
2
liberdade de sM e k’ é o número de diferenças pareadas por amostra ensaiada.
M′As
= M′A ± 1/2 L (21)
M′A
i
Obter a razão de potência (RA) e os limites de confiança (Rs, Ri) tomando os antilogaritmos dos
valores obtidos a partir das fórmulas 12 e 15 (delineamento retas paralelas 3 x 3 ou 2 x 2) e 17 e 21
(delineamento 5 x 1), após somar log SA a ambos:
Valores perdidos
1) reduzir o número de observações nos grupos maiores até que o número de respostas seja o mesmo
para cada tratamento. Se o delineamento for totalmente ao acaso, pode-se subtrair a média de cada
grupo maior, tantas vezes quantas forem necessárias, ou eliminar uma ou mais respostas de cada
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 727
grupo maior, selecionando-as ao acaso. Para ensaio de blocos ao acaso, conservar somente os blocos
completos;
2) alternativamente, um grupo, casualmente, menor pode ser recomposto ao tamanho original, quando
o número de respostas perdidas não for maior que um em qualquer tratamento ou 5% no total do
ensaio. Nesse caso, calcular a substituição do valor perdido. Perde-se um grau de liberdade na
variância do erro s2 para cada valor substituído:
a) se o delineamento é totalmente ao acaso, substituir o valor perdido pela média das respostas
restantes do grupo incompleto;
em que B’ é o total incompleto das respostas no bloco que contém o valor perdido, T’ é o total
incompleto das respostas no tratamento que contém o valor perdido, G’ é a soma total das respostas
obtidas no ensaio. Como se definiu anteriormente, n é o número de blocos e k é o número de
tratamentos ou doses;
c) se o ensaio estiver baseado em delineamento de quadrado latino, o valor perdido (y’) se obtém pela
equação
em que B´ e C´ são as somas das respostas nas filas e colunas, respectivamente, que contêm o valor
perdido. Nesse caso, k = n.
Se houver perda de mais do que um valor, substituir, temporariamente, pela média do tratamento
respectivo, todos os lugares vazios, exceto um. Substituir esse lugar com o valor y’, calculado pela
equação 27. Substituir um por um os valores que haviam sido colocados, temporariamente, pela média
até se obter conjunto estável de valores para todas as respostas perdidas.
Se o número de valores substituídos for pequeno em relação ao número total de observações no ensaio
(menor que 5%), a aproximação decorrente das substituições descritas e da redução dos graus de
liberdade, equivalente ao número de valores substituídos, é geralmente satisfatória. Porém, a análise
deve ser interpretada com cuidado, sobretudo se existe predominância de valores perdidos em um
tratamento ou bloco particular. O mesmo é válido para o caso de valores perdidos nos planejamentos
cruzados.
Se a potência presumida das amostras (usada para calcular as doses do ensaio) for muito diferente da
verdadeira potência, é possível que a dose maior forneça resposta máxima ou que a dose menor
forneça resposta muito baixa ou nula. Essas respostas estarão fora da zona linear da curva log dose-
resposta e os testes de validade indicarão curvatura e/ou desvio de paralelismo “significativo”.
Nesse caso, as respostas à dose maior ou menor da amostra podem ser desprezadas, calculando-se um
valor de potência relativa a partir dos dados remanescentes. Essa potência pode ser tomada como
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 728
potência suposta para selecionar doses de amostra para outro ensaio, com o objetivo de se obterem
respostas similares ao padrão e, desse modo, aumentar a precisão do resultado. A equação que se
emprega para calcular a potência é:
̅A −y
y ̅P 𝐼
M′A = ± (28)
b 2
Essa fórmula é similar à fórmula 12, porém, subtrai-se a metade do intervalo log dose quando se
omitirem as respostas da dose menor e adiciona-se o mesmo intervalo quando se desprezar a dose
maior.
As respostas médias 𝑦̅A e 𝑦̅P são obtidas da mesma fórmula que nos ensaios totalmente balanceados
(fórmula 10), porém deve-se introduzir modificação no cálculo da inclinação (b) de acordo com o
delineamento do ensaio.
Para ensaios múltiplos, que, obrigatoriamente, teriam duas doses de cada preparação, os contrastes
lineares (LP ... LZ) devem se formar excluindo LA (como as respostas para a1 ou a2 foram eliminadas,
não é possível formar um contraste LA). Calcular a inclinação a partir da média dos valores de L
dividida por In:
LP +⋯+LZ
b= (29)
I𝑛(ℎ−1)
LP
b= (30)
I𝑛
Para ensaios múltiplos com três doses de cada preparação, obter LA e os demais contrastes da Tabela
9. A equação para a inclinação é:
2LP +LA
b= (32)
5I𝑛
MÉDIAS MÓVEIS
No caso particular do ensaio biológico da heparina, o intervalo entre a dose que possibilita a
coagulação e aquela que a inibe é tão pequeno que a curva dose-resposta não pode ser determinada
explicitamente. Para interpolar o logaritmo da dose correspondente a 50% da coagulação, tanto para
o padrão quanto para a amostra, utilizam-se as médias móveis.
Cálculo da potência
Transformar em logaritmo os volumes da preparação padrão usados em cinco ou seis tubos que
constituem a série, de modo que dois ou três tubos apresentem graus de coagulação iguais ou menores
que 0,5 e dois ou três tubos tenham graus iguais ou maiores que 0,5.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 729
A partir dos dados emparelhados obtidos nos tubos da amostra, calcular do mesmo modo a mediana
do logaritmo do volume xA. O logaritmo da potência da amostra é:
𝑀𝐴 = 𝑥𝑃 + 𝑥𝐴 + log 𝑆𝐴 (34)
Repetir o ensaio, independentemente, e calcular a média de dois ou mais valores de M para obter M̅.
Caso a segunda determinação de M difira da primeira mais que 0,05, continuar realizando ensaios até
que o logaritmo do intervalo de confiança, calculado conforme final da seção Combinação de
estimativas de potência, não exceda 0,20.
̅
R = antilog M
As fórmulas das somas de quadrados para os testes de validade são as mesmas utilizadas nos ensaios
indiretos quantitativos (Tabela 10), tomando n = 1, com exceção do termo erro (s2), que tem graus
de liberdade iguais a infinito, e se calcula como:
𝑘
s2 = (35)
𝑛∑w
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 730
Calcular a potência e os limites de confiança usando as fórmulas 12 e 25. Esse método aproximado é
útil quando o ensaio é delineado de modo que as respostas em porcentagem correspondentes às doses
menores e maiores estejam uniformemente espaçadas ao redor de 50%. Se uma das doses testadas
fornecer respostas zero ou 100%, essas podem ser desprezadas. Nesse caso, obter a estimativa de
potência pelos métodos descritos na seção Ensaios parcialmente balanceados.
Supor que foram analisados resultados de n ensaios para se fornecerem n’ valores de M com limites
de confiança (em logaritmos) associados a cada valor de M, obtidos segundo as equações 13 a 15 e
22 a 25. Para cada ensaio, obter o intervalo de confiança logarítmico (L), subtraindo o limite inferior
do superior. Calcular, também, uma ponderação (W) para cada valor de M a partir da equação 36,
onde t é o mesmo valor empregado no cálculo do intervalo de confiança:
4t2
W= (36)
L2
Para cada ensaio, calcular o produto WM e dividir seu somatório pelo somatório de todas as
ponderações a fim de se obter o logaritmo da potência média ponderada (M), conforme a equação 37:
̅ = ∑ WM/ ∑ W
M
𝑛´ 𝑛´
̅ = √1/ ∑𝑛′ W
sM (38)
SM
̅ = √1/ ∑ W
𝑛´
Calcular os limites de confiança aproximados (α = 0,05), a partir do antilogaritmo dos valores obtidos
por meio da fórmula 39:
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 731
̅ ± tsM
M ̅ (39)
Obtém-se o valor de t na Tabela 3, com graus de liberdade equivalentes à soma dos graus de liberdade
da variância do erro dos ensaios individuais.
2
𝜒M ̅ )2
= ∑𝑛′ W(M − M (40)
2
𝜒M ̅ )2
= ∑ W(M − M
𝑛′
2
Se o valor de 𝜒M calculado for menor que o correspondente na Tabela 18 para (n’ - 1) graus de
liberdade, considera-se que não há elementos para suspeitar da heterogeneidade de potências. Nesse
caso, a potência média e os limites calculados são corretos.
2
Se o valor de 𝜒M for maior que o da Tabela 18, considera-se que as potências são heterogêneas, ou
seja, que a dispersão dos valores individuais de M é maior que a esperada, de acordo com os
respectivos limites de confiança. Nesse caso, não aplicar as fórmulas 37 e 39, averiguar a origem
̅ usando semiponderações W’:
dessa heterogeneidade e, caso se considerar adequado, calcular M
W ′ = 1/(V + v) (41)
em que
L2
V = 1/W = (42)
4t2
Quando V varia de tal maneira que v calculado é número negativo, pode-se calcular v aproximado,
omitindo-se o termo após o sinal negativo na equação 43.
̅ = ∑𝑛′(W ′ M) / ∑𝑛′ W′
M (44)
̅ = ∑(W ′ M) / ∑ W′
M
𝑛′ 𝑛′
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 732
Pode-se considerar esse valor de (M̅ ) próximo ao centro de um intervalo de confiança de tamanho
′
aproximado L𝑐 , que é a raiz quadrada de:
L′2 2
𝑐 = 4t / ∑ W′ (45)
em que t, da Tabela 3, tem graus de liberdade iguais ao somatório de graus de liberdade da variância
do erro dos n’ ensaios individuais.
No caso especial do ensaio de heparina, todos os logaritmos de potência (M) têm a mesma
̅ se determina como
ponderação e o intervalo de confiança de logaritmo da estimativa da potência M
segue:
L = 2st/√𝑛′ (47)
em que
s = √s2 , t (Tabela 3) com n’ – 1 graus de liberdade, n = número de estimativas individuais da potência.
̅ + 1/2 L
Ms = M (48)
̅ − 1/2 L
Mi = M (49)
R s = antilog Ms (50)
R i = antilog Mi (51)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 733
TABELAS ESTATÍSTICAS
Tabela 1 - Tabela G para valores atípicos.
n 3 4 5 6 7
G1 0,976 0,846 0,729 0,644 0,586
n 8 9 10 11 12 13
G2 0,780 0,725 0,678 0,678 0,605 0,578
n 14 15 16 16 18 19 20 21 22 23 24
G3 0,602 0,579 0,559 0,559 0,527 0,514 0,502 0,491 0,481 0,472 0,464
1 0,158 0,325 0,510 0,727 1,000 1,376 1,963 3,078 6,314 12,706 31,821 63,657 636,619
2 0,142 0,289 0,445 0,617 0,816 1,061 1,386 1,886 2,920 4,303 6,965 9,925 31,598
3 0,137 0,277 0,424 0,584 0,765 0,978 1,250 1,638 2,353 3,182 4,541 5,541 12,924
4 0,134 0,271 0,414 0,569 0,741 0,941 1,190 1,533 2,132 2,776 3,747 4,604 8,610
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 734
5 0,132 0,267 0,408 0,559 0,727 0,920 1,156 1,476 2,015 2,571 3,365 4,032 6,869
6 0,131 0,265 0,404 0,553 0,718 0,906 1,134 1,440 1,943 2,447 3,143 3,707 5,959
7 0,130 0,263 0,402 0,549 0,711 0,896 1,119 1,415 1,895 2,365 2,365 3,499 5,408
8 0,130 0,262 0,399 0,546 0,706 0,889 1,108 1,397 1,860 2,896 2,896 3,355 5,041
9 0,129 0,261 0,398 0,543 0,703 0,883 1,100 1,383 1,833 2,821 2,821 3,250 4,781
10 0,129 0,260 0,397 0,542 0,700 0,879 1,093 1,372 1,812 2,764 2,764 3,169 4,587
11 0,129 0,260 0,396 0,540 0,697 0,876 1,088 1,363 1,796 2,718 2,718 3,106 4,437
12 0,128 0,259 0,395 0,539 0,695 0,873 1,083 1,356 1,782 2,681 2,681 3,055 4,318
13 0,128 0,259 0,394 0,538 0,694 0,870 1,079 1,350 1,771 2,650 2,650 3,012 4,221
14 0,128 0,258 0,393 0,537 0,692 0,868 1,076 1,345 1,761 2,624 2,624 2,977 4,140
15 0,128 0,258 0,393 0,536 0,691 0,866 1,074 1,341 1,753 2,602 2,602 2,947 4,073
16 0,128 0,258 0,392 0,535 0,690 0,865 1,071 1,337 1,746 2,583 2,583 2,921 4,015
17 0,128 0,257 0,392 0,534 0,689 0,863 1,069 1,333 1,740 2,567 2,567 2,898 3,965
18 0,127 0,257 0,392 0,534 0,688 0,862 1,067 1,330 1,734 2,552 2,552 2,878 3,922
19 0,127 0,257 0,391 0,533 0,688 0,861 1,066 1,328 1,729 2,539 2,539 2,861 3,883
20 0,127 0,257 0,391 0,533 0,687 0,860 1,064 1,325 1,725 2,528 2,528 2,845 3,850
21 0,127 0,257 0,391 0,532 0,686 0,859 1,063 1,323 1,721 2,518 2,518 2,831 3,819
22 0,127 0,256 0,390 0,532 0,686 0,858 1,061 1,321 1,717 2,508 2,508 2,819 3,792
23 0,127 0,256 0,390 0,532 0,685 0,858 1,060 1,319 1,714 2,500 2,500 2,807 3,767
24 0,127 0,256 0,390 0,531 0,685 0,857 1,059 1,318 1,711 2,492 2,492 2,797 3,745
25 0,127 0,256 0,390 0,531 0,684 0,856 1,058 1,316 1,708 2,485 2,485 2,787 3,726
26 0,127 0,256 0,390 0,531 0,684 0,856 1,058 1,315 1,706 2,479 2,479 2,779 3,707
27 0,127 0,256 0,389 0,531 0,684 0,855 1,057 1,314 1,703 2,473 2,473 2,771 2,690
28 0,127 0,256 0,389 0,530 0,683 0,855 1,056 1,311 1,699 2,462 2,462 2,756 3,674
29 0,127 0,256 0,389 0,530 0,683 0,854 1,055 1,310 1,697 2,457 2,457 2,750 3,659
30 0,127 0,255 0,389 0,530 0,683 0,854 1,055 1,310 1,697 2,457 2,457 2,750 3,646
40 0,126 0,254 0,388 0,529 0,681 0,851 1,050 1,303 1,684 2,423 2,423 2,704 3,551
60 0,126 0,254 0,387 0,527 0,679 0,848 1,046 1,296 1,671 2,390 2,390 2,660 3,460
120 0,126 0,253 0,386 0,526 0,677 0,845 1,041 1,289 1,658 2,358 2,358 2,617 3,373
∞ 0,126 0,256 0,385 0,524 0,674 0,842 1,036 1,282 1,645 2,326 2,326 2,576 3,291
1 2 3 4 5 6 8 12 24 ∞
1 161,40 199,50 215,70 224,60 230,20 234,00 238,90 243,90 249,00 254,30
2 18,51 19,00 19,16 19,25 19,30 19,33 19,37 19,41 19,45 19,50
3 10,13 9,55 9,28 9,12 9,01 8,94 8,84 8,74 8,64 8,53
4 7,71 6,94 6,59 6,39 6,26 6,16 6,04 5,91 5,77 5,63
5 6,61 5,79 5,41 5,19 5,05 4,95 4,82 4,68 4,53 4,36
6 5,99 5,14 4,76 4,53 4,39 4,28 4,15 4,00 3,84 3,67
7 5,59 4,74 4,35 4,12 3,97 3,87 3,73 3,57 3,41 3,23
8 5,32 4,46 4,07 3,84 3,69 3,58 3,44 3,28 3,12 2,93
9 5,12 4,26 3,86 3,63 3,48 3,37 3,23 3,07 2,90 2,71
10 4,96 4,10 3,71 3,48 3,33 3,22 3,07 2,91 2,74 2,54
11 4,84 3,98 3,59 3,36 3,20 3,09 2,95 2,79 2,61 2,40
12 4,75 3,88 3,49 3,26 3,11 3,00 2,85 2,69 2,50 2,30
13 4,67 3,80 3,41 3,18 3,02 2,92 2,77 2,60 2,42 2,21
14 4,60 3,74 3,34 3,11 2,96 2,85 2,70 2,53 2,35 2,13
15 4,54 3,68 3,29 3,06 2,90 2,79 2,64 2,48 2,29 2,07
16 4,49 3,63 3,24 3,01 2,85 2,74 2,59 2,42 2,24 2,01
17 4,45 3,59 3,20 2,96 2,81 2,70 2,55 2,38 2,19 1,96
18 4,41 3,55 3,16 2,93 2,77 2,66 2,51 2,34 2,15 1,92
19 4,38 3,52 3,13 2,90 2,74 2,63 2,48 2,31 2,11 1,88
20 4,35 3,49 3,10 2,87 2,71 2,60 2,45 2,28 2,08 1,84
21 4,32 3,47 3,07 2,84 2,68 2,57 2,42 2,25 2,05 1,81
22 4,30 3,44 3,05 2,82 2,66 2,55 2,40 2,23 2,03 1,78
23 4,28 3,42 3,03 2,80 2,64 2,53 2,38 2,20 2,00 1,76
24 4,26 3,40 3,01 2,78 2,62 2,51 2,36 2,18 1,98 1,73
25 4,24 3,38 2,99 2,76 2,60 2,49 2,34 2,16 1,96 1,71
26 4,22 3,37 2,98 2,74 2,59 2,47 2,32 2,15 1,95 1,69
27 4,21 3,35 2,96 2,73 2,57 2,46 2,30 2,13 1,93 1,67
28 4,20 3,34 2,95 2,71 2,56 2,44 2,29 2,12 1,91 1,65
29 4,18 3,33 2,93 2,70 2,54 2,43 2,28 2,10 1,90 1,64
30 4,17 3,32 2,92 2,69 2,53 2,42 2,27 2,09 1,89 1,62
40 4,08 3,23 2,84 2,61 2,45 2,34 2,18 2,00 1,79 1,51
60 4,00 3,15 2,76 2,52 2,37 2,25 2,10 1,92 1,70 1,39
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 736
120 3,92 3,07 2,68 2,45 2,29 2,17 2,02 1,83 1,61 1,25
∞ 3,84 2,99 2,60 2,37 2,21 2,10 1,94 1,75 1,52 1,00
1 4052 4999 5403 5625 5764 5859 5982 6106 6234 6366
2 95,50 99,00 99,17 99,25 99,30 99,33 99,37 99,42 99,46 99,50
3 34,12 30,82 29,46 28,71 28,24 27,91 27,49 27,05 26,60 26,12
4 21,20 18,00 16,69 15,98 15,52 15,21 14,80 14,37 13,93 13,46
5 16,26 13,27 12,06 11,39 10,97 10,67 10,29 9,89 9,47 9,02
6 13,74 10,92 9,78 9,15 8,75 8,47 8,10 7,72 7,31 6,88
7 12,25 9,55 8,45 7,85 7,46 7,19 6,84 6,47 6,07 5,65
8 11,26 8,65 7,59 7,01 6,63 6,37 6,03 5,67 5,28 4,86
9 10,56 8,02 6,99 6,42 6,06 5,80 5,47 5,11 4,73 4,31
10 10,04 7,56 6,55 5,99 5,64 5,39 5,06 4,71 4,33 3,91
11 9,65 7,20 6,22 5,67 5,32 5,07 7,74 4,40 4,02 3,60
12 9,33 6,93 5,95 5,41 5,06 4,82 4,50 4,16 3,78 3,36
13 9,07 6,70 5,74 5,20 4,86 4,62 4,30 3,96 3,59 3,16
14 8,86 6,51 5,56 5,03 4,69 4,46 4,14 3,80 3,43 3,00
15 8,68 6,36 5,42 4,89 4,56 4,32 4,00 3,67 3,29 2,87
16 8,53 6,23 5,29 4,77 4,44 4,20 3,89 3,55 3,18 2,75
17 8,40 6,11 5,18 4,67 4,34 4,10 3,79 3,45 3,08 2,65
18 8,28 6,01 5,09 4,58 4,25 4,01 3,71 3,37 3,00 2,58
19 8,18 5,93 5,01 4,50 4,17 3,94 3,63 3,30 2,92 2,49
20 8,10 5,85 4,94 4,43 4,10 3,87 3,56 3,23 2,86 2,42
21 8,02 5,78 4,87 4,37 4,04 3,81 3,51 3,17 2,80 2,36
22 7,94 5,72 4,82 4,31 3,99 3,76 3,45 3,12 2,75 2,31
23 7,88 5,66 4,76 4,26 3,94 3,71 3,41 3,07 2,70 2,26
24 7,82 5,61 4,72 4,22 3,90 3,67 3,36 3,03 2,66 2,21
25 7,77 5,57 4,68 4,18 3,86 3,63 3,32 2,99 2,62 2,17
26 7,72 5,53 4,64 4,14 3,82 3,59 3,29 2,96 2,58 2,13
27 7,68 5,49 4,60 4,11 3,78 3,56 3,26 2,93 2,56 2,10
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 737
28 7,64 5,45 4,57 4,07 3,75 3,53 2,23 2,90 2,52 2,06
29 7,60 5,42 4,54 4,04 3,73 3,50 3,20 2,87 2,49 2,03
30 7,56 5,39 4,51 4,02 3,70 3,47 3,17 2,84 2,47 2,01
40 7,31 5,18 4,31 3,83 3,51 3,29 2,99 2,66 2,29 1,80
60 7,08 4,98 4,13 3,65 3,34 3,12 2,82 2,50 2,12 1,60
120 6,85 4,79 3,95 3,48 3,17 2,96 2,66 2,34 1,95 1,38
∞ 6,64 4,60 3,78 3,32 3,02 2,80 2,51 2,18 1,79 1,00
Contraste linear P3 ̶ P1 = LP A3 ̶ A1 = LA Z3 ̶ Z1 = LZ
Contraste quadrático P1 ̶ 2P2 + P3 = QP A1 ̶ 2A2 + A3 = QA Z1 ̶ 2Z2 + Z3 = QZ
P2 + A2 + ⋯ + Z2 P2 + A2 + ⋯ + Z2
Preparações h̶1 −K −K
2𝑛 3𝑛
(LP + LA + ⋯ LZ )2 (LP + LA + ⋯ LZ )2
Regressão 1 =𝐸 =𝐸
2𝑛ℎ 2𝑛ℎ
L2 P + L2 A + ⋯ L2 Z L2 P + L2 A + ⋯ L2 Z
Paralelismo h̶1 −E
2𝑛 2𝑛
(Q P + Q A + ⋯ Q Z )2
Quadrático 1 - =Q
6𝑛ℎ
Q2 P + Q2 A + ⋯ + Q2 Z )2
Diferença de Quadráticos h̶1 - 6𝑛
−Q
TOTAL N-1 ∑ 𝑦2 ̶ K ∑ 𝑦2 ̶ K ∑ 𝑦2 ̶ K
* Obtida subtraindo, da soma de quadrados reduzida total, todas as outras somas de quadrados reduzidas calculadas para o delineamento correspondente.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 739
Tabela 12 – Tabela de t’ para comparação bicaudal entre (h-1) amostras e um padrão para um coeficiente de
confiança conjunto de p = 0,95.
gl1 = (h-1) = número de amostras (excluindo padrão)
gl2
1 2 3 4 5 6 7 8 9
5 2,57 3,03 3,29 3,48 3,62 3,73 3,82 3,90 3,97
6 2,45 2,86 3,10 3,26 3,39 3,49 3,57 3,64 3,71
7 2,36 2,75 2,97 3,12 3,24 3,33 3,41 3,47 3,53
8 2,31 2,67 2,88 3,02 3,13 3,22 3,29 3,35 3,41
9 2,26 2,61 2,81 2,95 3,05 3,14 3,20 3,26 3,32
10 2,23 2,57 2,76 2,89 2,99 3,07 3,14 3,19 3,24
11 2,20 2,53 2,72 2,84 2,94 3,02 3,08 3,14 3,19
12 2,18 2,50 2,68 2,81 2,90 2,98 3,04 3,09 3,14
13 2,16 2,48 2,65 2,78 2,87 2,94 3,00 3,06 3,10
14 2,14 2,46 2,63 2,75 2,84 2,91 2,97 3,02 3,07
15 2,13 2,44 2,61 2,73 2,82 2,89 2,95 3,00 3,04
16 2,12 2,42 2,59 2,71 2,80 2,87 2,92 2,97 3,02
17 2,11 2,41 2,58 2,69 2,78 2,85 2,90 2,95 3,00
18 2,10 2,40 2,56 2,68 2,76 2,83 2,89 2,94 2,98
19 2,09 2,39 2,55 2,66 2,75 2,81 2,87 2,92 2,96
20 2,09 2,38 2,54 2,65 2,73 2,80 2,86 2,90 2,95
24 2,06 2,35 2,51 2,61 2,70 2,76 2,81 2,86 2,90
30 2,04 2,32 2,47 2,58 2,66 2,72 2,77 2,82 2,86
40 2,02 2,29 2,44 2,54 2,62 2,68 2,73 2,77 2,81
60 2,00 2,27 2,41 2,51 2,58 2,64 2,69 2,73 2,77
120 1,98 2,24 2,38 2,47 2,55 2,60 2,65 2,69 2,73
∞ 1,96 2,21 2,35 2,44 2,51 2,57 2,61 2,65 2,69
L2 I + L2 II
Fases X Regressão 1 −E
2𝑛
B 2 I + B 2 2 + ⋯ + B 2 2𝑛
Blocos (animais) bl ̶ 1 −K
2
P2 + A2
Preparações 1 −K
2𝑛
(LP + LA )2
Regressão 1 =E
N
F 2 I + F 2 II
Fases 1 −K
2𝑛
L2 PI +L2 PII +L2 AI +L2 AII
̶ E ̶ Paralelismo – (Fases X
Fases X Paralelismo 1 𝑛
Regressão)
TOTAL N–1 ∑ y2 ̶ K
K = (∑y)2/N
N = número total de respostas
n = número total de réplicas por dose incluídas as duas fases
bl = número de blocos (animais)
B = soma das duas respostas para cada bloco (animal)
4 5/2
5 3
3 1 8/3
2 4
3 16/3
4 20/3
5 8
Tabela 20 - Tabela de Análise de variância para o modelo de regressão linear simples – delineamento 5 x 1.
Y = b0 + b1x
b0 = ̶ b1
Fonte de
gl Soma de quadrados Quadrado médio F calculado
variação
Regressão 1 SQreg = b1∑xy + b0∑y – (∑y)2/N QMreg = SQreg QMreg/QMres
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 743
SQres
Erro residual N–2 SQres = ∑y2 – b1∑xy – b0∑y QMres = −2 ---
N
SQ
Desvio linear 3 SQdesv = SSres - SQep QMdesv = desv.
3
QMdesv/QMep
SQep
Erro puro (ep) N-5 SQep = ∑y2 – (∑yi)2/k’ QMep = −5 ---
N
Total N-1 SQreg + SQres ---
(∑yi)2 = (y11 + y12 + y13 + ... + y19)2 + ... + (y51 + y52 + y53 + ... + y59)2
Ensaio de digital pelo método da parada cardíaca em cobaia. A solução do padrão foi usada na
concentração de 0,0658 UI/mL. Uma diluição equivalente de amostra foi preparada a partir da
potência suposta de SA = 1,3 UI/100 mg.
As cobaias foram perfundidas aleatoriamente com solução padrão ou amostra. Registrando-se o
volume justamente necessário para produzir a parada cardíaca em cada animal.
Da equação 1:
M’ = 1,3974 – 1,4089 = - 0,0115
Da equação 6:
M = - 0,0115 + log 1,3 = 0,1024
Da equação 5:
R = antilog 0,1024 = 1,2660
Da equação 3:
1 19,56412 14,08902
s2x = 22 [(1,44042 + ⋯ + 1,33042 − 14 ) + (1,53172 + ⋯ + 1,40722 − )]
10
= 1/22[27,3829 – 27,3396 + 19,8879 – 19,8500]
= 0,003691
Da equação 2:
1 1
S2M = 0,003691 (14 + 10) = 0,000632
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 744
SM = √0,000632 = 0,0251
Da equação 7:
𝑅𝑠
𝑅𝑖
= antilog[0,1024 ± (2,07 × 0,0251)]
Ensaio de gonadotrofina coriônica humana pelo método do aumento de peso de vesículas seminais
As doses utilizadas do padrão foram: p1 = 1,0 UI/mL, p2 = 2,0 UI/mL e p3 UI/mL. Doses equivalentes
da amostra foram preparadas a partir da potência suposta SA = 3000 UI/mg. Os ratos foram injetados
subcutâneamente com 0,20 mL da solução respectiva, durante três dias consecutivos, num total de
0,6 mL/rato.
N = 48
n=8
K = (∑y)2/N = 7 651,25
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 746
∑y2 = 8 031,21
287,422 +318,62
Preparações = – 7651,25 = 20,26
24
(36,8+49,0)2
Regressão = = 230,05 = E
32
36,82 +49,02
Paralelismo = - 230,05 = 4,65
16
[5,96+(−15,6)]2
Quadrático = = 0,97 = Q
96
5,962 +(−15,6)2
Diferença de quadráticos = – 0,97 = 4,84
48
78,402 +93,832 +⋯+128,102
Tratamentos = - 7651,25 = 160,77
8
Validade do ensaio:
318,60
yA = = 13,27
24
287,42
= = 11,97
24
13,27−11,97
• = = 0,1460
8,90
C’ = 8/3, da Tabela 15
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= 1,05 × 0,146 ± √(1,05 − 1)[1,05(0,146)2 + 8/3(0,3010)2 ]
M’s = 0,2679
M’i = 0,0381
As doses utilizadas do padrão foram: p1 = 0,25 UI/mL, p2 = 0,50 UI/mL e p3 = 1,00 UI/mL.
Doses equivalentes da amostra foram preparadas com base na potência suposta SA = 1 650 UI/mg. Os
diâmetros dos halos de inibição encontram-se na Tabela 25.
N = 42
n=7
K = (∑ y)2 /N = 15101,26
∑ y2 = 15 535,96
397,82 +398,62
Preparações = ̶ 15101,2610 = 0,0152
21
(53,7+53,1)2
Regressão = = 407,3657 = E
28
53,72 +53,12
Paralelismo = ̶ 407,3657 = 0,0129
14
[−1,5+(−1,9)]2
Quadrático = = 0,1376 = Q
84
−1,52 +(−1,9)2
Diferença de quadráticos = ̶ 0,1376 = 0,0019
42
Validade do ensaio
398,6
= = 18,98
21
397,8
= = 18,94
21
18,92−18,94
M ´= = 0,003157
12,672
SA = 1650 UI/mg
M’s = 0,0235
M’i = -0,0171
1 38 43 35 40 F1 = 156
2 38 30 44 38 F2 = 150
3 39 45 37 40 F3 = 161
4 45 38 45 37 F4 = 165
Total Coluna C1 = 160 C2 = 156 C3 = 161 C4 = 155
Total das doses P1 = 142 P2 = 166 A1 = 150 A2 = 174
Total 15 256,0
N = 16
n =4
K = (∑y)2/N = 6322/16 = 24 964
3082 + 3242
Preparações = – 24964,0 = 16,0
8
(24+24)2
Regressão = = 144,0 = E
2×4×2
242 + 242
Paralelismo = = 144,0 = 0
2×4
A análise não apresentou diferenças significativas (p > 0,05) entre filas e entre colunas.
Validade do ensaio
O ensaio cumpre as condições de validade:
a) regressão significativa, F calculado 14,9 é maior que o valor crítico da Tabela 5 para α = 0,01,
gl1 = 1 e gl2 = 6;
324
= = 40,5
8
308
= = 38,5
8
40,5−38,5
M’ = = 0,0323
61,91
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 752
SA = 10 log SA = 1
M = 0,0323 + 1 = 1,0323
c’ = 1, da Tabela 15
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= 1,67 × 0,0323 ± √(1,67 − 1,0)[1,67(0,0323)2 + 1(0,09691)2 ]
M’s = 0,1402
M’i = -0,0324
Tabela 32 - Exemplo 5: concentração de glicose sanguínea (mg/100 mL), quarenta minutos após injeção.
Grupo 1 Grupo 2 Grupo 3 Grupo 4
p1 a2 total p2 a1 total a1 p2 total a2 p1 Total
37,1 16,6 53,7 32,4 32,4 80,8 36,8 17,0 53,8 30,9 52,1 83,0
35,2 40,1 75,3 35,2 35,2 103,0 53,2 24,9 78,1 27,8 59,4 87,2
43,1 33,9 77,0 35,3 35,3 108,4 71,2 58,2 129,4 35,4 39,1 74,5
41,3 16,2 57,5 32,9 32,9 78,1 37,1 24,8 61,9 49,8 79,0 128,8
54,2 33,2 87,4 31,9 31,9 65,0 45,9 22,7 68,6 28,2 37,3 65,5
41,4 13,1 54,4 51,2 51,2 113,6 82,2 42,7 124,9 49,9 51,1 101,0
48,6 32,7 81,3 38,2 38,2 114,4 64,8 33,9 98,7 28,3 59,5 87,8
57,8 50,4 108,2 39,7 39,7 89,8 49,1 37,6 86,7 39,6 55,8 95,4
71,1 47,3 118,4 37,0 37,0 110,8 44,1 10,4 54,5 32,2 40,6 72,8
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 753
60,8 26,1 86,9 38,9 38,9 103,5 64,7 34,7 99,4 55,1 68,2 123,3
78,2 50,9 129,1 42,6 42,6 97,2 88,0 61,6 149,6 40,6 61,4 102,0
76,1 54,4 130,5 30,4 30,4 80,0 90,1 60,3 150,4 43,5 52,8 96,3
N = 96
n =24
bl = 48
K = (∑y)2/N = 4 484,02/96 = 209 440,17
∑y2 = 237 201,30
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 754
2175,72 + 2308,32
Preparação = – 209440,17 = 183,15
48
2279,12 +2204,92
Fase = – 209440,17 = 57,35
48
[(−426,7)+(−555,9)]2
Regressão = = 10057,32 = E
96
(−426,7)2 +(−555,9)2
Paralelismo = = 10057,32 = 173,88
48
(−465,1)2 +(−517,5)2
Fase × Regressão = – 10057,32 = 28,60
48
Validade do ensaio:
O ensaio cumpre com as condições de validade:
a) regressão significativa, F calculado 165,52 é maior que o valor crítico da Tabela 5, para α = 0,01,
gl1 = 1 e gl2 = 44;
b) paralelismo não significativo, F calculado 0,53 é menor que o valor crítico da Tabela 4, para α
= 0,05, gl1 = 1 e gl2 = 44.
c) Nenhuma das três interações foi significativa – os três valores de F calculados: 0,13, 0,09 e 0,00
foram menores que o valor crítico da Tabela 4 para α = 0,05, gl1 = 1 e gl2 = 44.
2175,7
= = 45,33
2 × 24
2308,3
= = 48,09
2 × 24
48,09−45,33
M’ = = -0,0406
− 68,01
c’ = 1, da Tabela 15
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= 1,025(̶ 0,0406) ± √(1,025 − 1)[1,025(−0,0406)2 + 1(0,301)2 ]
Ensaio de heparina pelo método de inibição da coagulação de plasma ovino citratado: As doses
utilizadas do padrão, em mL, foram: p1 = 0,78; p2 = 0,76; p3 = 0,74; p4 = 0,72; p5 = 0,70 e p6 = 0,68.
Doses equivalentes (a) da amostra foram preparadas a partir da potência suposta SA = 140,6 UI/mg.
O ensaio foi desenvolvido conforme está descrito no método de avaliação de heparina nesse volume.
Foram realizados três ensaios. A título de exemplo do cálculo de M, somente se desenvolverá o ensaio
Nº 1.
8691−0,8807
xA = 0,8807 + (0,333 – 0,5) 0,333−0,667 = 0,8749
SA = 140,6 UI/mg
Supondo que outros dois ensaios realizados com a mesma amostra forneceram as estimativas:
M2 = 2,1995 e M3 = 2,1805, calcular
= (2,1392 + 2,1995 + 2,1805)/3 = 2,1731
R = anti log = 149,0 UI/mg = (2,1392+2,1995+2,1805)/3 = 2,1731 = antilog M = 149,0 UI/mg
L/2 = 0,0784
Ms = 2,1731 + 0,0784 = 2,2515
Mi = 2,1731 – 0,0784 = 2,0947
Rs = 178,4
Ri = 124,4
Exemplo 7: ensaio microbiológico com cinco doses do padrão e uma dose da amostra (5 x 1).
Totais:
N = 45
∑x = -9,983205
∑ y = 896,936
∑ y2 = 19.076,73
∑ (∑yi2)/9= 19.070,78 ∑ xy = -100,374
∑(x ̶ )(y ̶ ) = 98,61069
∑(x ̶ )2 = 8,155715 ∑(y ̶ )2 = 1.199,081
= 0,4305 = 5,2203
b0 = 22,61426 b1 = 12,09086
A1 P3 A2 P3 A3 P3
19,66 19,78 19,57 18,73 18,69 18,57
19,49 19,45 18,91 19,12 19,04 18,89
19,94 19,50 19,02 19,70 19,28 19,12
19,38 19,68 19,41 19,55 19,38 19,14
19,88 19,90 19,32 19,38 19,22 19,40
19,88 19,91 19,55 19,74 19,22 19,10
19,74 19,45 19,41 19,33 20,03 19,45
19,15 19,04 19,47 19,68 19,33 19,45
19,45 19,32 19,48 19,46 19,45 19,45
∑yi2 = ∑yi2 = ∑yi2 = ∑yi2 = ∑yi2 =
∑yi2 = 30.516,6
31.176,96 30.986,56 30.324,74 30.150,85 29.780,40
Tabela 41 - Exemplo 7: diferenças nas respostas pareadas ou X = (yA – yP)/b1 (fórmula 16)
X1 X2 X3 X4
- 0,0099256 0,0694789 0,0099256 - 0,0198511
0,0033085 - 0,0173697 0,0124069 - 0,0256410
0,0363937 - 0,0562448 0,0132341 0,03300852
- 0,0248139 - 0,0115798, 0,0198511 - 0,0281224
- 0,0016543 - 0,0049628 - 0,0148883 0,0066170
- 0,0024814 - 0,0157155 0,0099256 0,0016543
0,0239868 0,0066170 0,0479735 - 0,0281224
0,0090984 - 0,0173697 - 0099256 0,0645161
0,0107527 0,0016543 0,0000000 - 0,0264682
Tx = 0,044665 Tx = - 0,04549 Tx = 0,088503 Tx = - 0,02233
2 2 2
Tx /9 = 0,000222 Tx /9 = 0,00023 Tx /9 = 0,00087 Tx2/9 = 0,0000554
t = 2,042 k’ = 9 f=9 n = 32
0,024058−0,001377
SM2 = = 0,00071 (fórmula 19) s = 0,02662
32
Tabela 42 - Exemplo 7: logaritmo da razão de potência e limites de confiança para as amostras A 1, A2, A3 e A4.
A1 A2 A3 A4
Logaritmo da
razão de potência 0,004963 - 0,00505 0,009833 - 0,00248
(log)
M’AS e M’AI 0,02308 - 0,1316 0,01307 0,01564 0,01564 0,02795 0,01564 - 0,02060
Ensaio de insulina pelo método de convulsão em camundongos: As doses utilizadas do padrão foram
p1 = 18 mUI/camundongo e p2 = 30 mUI/camundongo. Doses equivalentes da amostra (a1 = 18
mUI/camundongo e a2 = mUI/camundongo) foram preparadas com base na potência suposta SA = 40
UI/ mL.
Os camundongos, divididos ao acaso em quatro grupos, foram submetidos à injeção subcutânea com
0,25 mL/camundongo da respectiva solução.
(𝑃+A)2 20,152
K= = = 101,5056
𝑘 4
9,752 +10,42
Preparações = = - 101,5056 = 0,1056
2
(0,79+0,94)2
Regressão = = 0,7482 = E
4
0,792 +0,942
Paralelismo = – 0,748 = 0,0056
2
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 761
𝑘 4
s2 = = = 0,0616
∑𝑤𝑛 30(0,576)+28(0,619)+28(0,619)+24(0,540)
Soma de
Fonte de variação gl Quadrado médio F p
quadrados
Preparação 1 0,1056 0,1056 1,71 > 0,05
Regressão 1 0,7482 0,7482 12,15 < 0,01
Paralelismo 1 0,0056 0,0056 0,09 > 0,05
Erro Infinito s2 = 0,0616
9,75
= = 4,87
2
10,4
= = 5,20
2
5,20−4,87
M’ = = 0,0839
3,9318
SA = 40,0
log SA = 1,6021
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 762
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= 1,4625 × 0,0839 ± √0,4625[1,425(0,0839)2 + (0,2219)2 ]
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= 0,1227 ± 0,1658
Ms = 0,2885
Mi = -0,0431
∑ 𝑀W 2058,6174
= ∑W
= 1474,0148 = 13966
Como χ2 calculado é menor que o valor crítico, não se tem elementos para suspeitar de
heterogeneidade.
𝑀′𝑠
𝑀′𝑖
= ± 1,98 × 0,0260
Ms = 1,4226
Mi = 1,3700
Rs = 26,5
Ri = 23,5
8.3 RADIOFÁRMACOS
GLOSSÁRIO
N × 0,693
S= desintegrações/s/g
W ou M × T1⁄2
em que
S = radioatividade específica;
N = número de Avogadro;
W = peso atômico;
M = peso molecular.
Carreador
Concentração radioativa
Decaimento radiativo
Os núcleos dos elementos radioativos (radionuclídeos) sofrem perda de partículas e/ou de energia
segundo suas características próprias. Essas características incluem a velocidade de decaimento e o
tipo de emissão. A emissão de partículas pelos núcleos determina modificação de seu número de
massa. Quando a partícula emitida é portadora de carga positiva ou negativa o núcleo sofre mudança
de número atômico e, consequentemente, o número de elétrons na eletrosfera do átomo que lhe
corresponde, determinando mudança nas propriedades químicas do átomo. A radioatividade decai em
razão exponencial, que é característica para cada radionuclídeo. A atividade em qualquer tempo pode
ser calculada pela expressão:
𝐴 = 𝐴0 𝑒 −𝜆𝑡
em que
A = atividade no tempo t;
A0 = atividade inicial;
λ = constante de decaimento - também denominada de constante de desintegração ou constante de
transformação, i.e., a fração de átomos radiativos que sofrem transformações na unidade de tempo,
desde que este tempo seja curto em comparação com a meia-vida física;
t = tempo decorrido;
e = base de logaritmos neperianos.
Desintegração
Gerador
Sistema que incorpora um radionuclídeo pai que, por decaimento, produz um radionuclídeo filho que
pode ser removido por eluição ou por algum outro método para ser utilizado como parte integrante
de um radiofármaco.
Isótopos
Nuclídeos de um mesmo elemento químico cujos núcleos têm o mesmo número atômico e massa
atômica diferente.
Material de partida
Meia-vida efetiva
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 765
Tempo necessário para um radionuclídeo em um organismo diminuir sua atividade pela metade como
um resultado combinado da eliminação biológica e do decaimento radioativo. A meia-vida efetiva é
importante para o cálculo da dose ótima do radiofármaco a ser administrada e no monitoramento da
quantidade de exposição à radiação. Pode ser calculado a partir da fórmula:
𝑇1/2𝑝 × 𝑇1/2𝑏
𝑇1/2𝑒 =
𝑇1/2𝑝 + 𝑇1/2𝑏
em que
T1/2e = tempo de meia-vida efetiva do radiofármaco;
T1/2p = tempo de meia-vida física do radionuclideo;
T1/2b = tempo de meia-vida biológica do radiofármaco.
Meia-vida física
Tempo necessário para metade de uma população de átomos de um radionuclídeo decair para outra
forma nuclear. A meia-vida é relacionada à constante de decaimento (λ) pela equação:
0,693
𝑇1⁄2 =
𝜆
Neutrino
Partícula de difícil detecção, com massa desprezível, neutra, porém dotada de energia, emitida
simultaneamente à emissão de partícula beta. A soma das energias da partícula beta e do neutrino
corresponde a valor quantificado para cada processo de desintegração beta.
Nuclídeos
Espécies de átomos caracterizados pela constituição do seu núcleo, em particular pelo seu número de
prótons e nêutrons e, também, por seu estado de energia nuclear.
Geralmente, esses precursores não são produzidos em larga escala. Alguns precursores são
sintetizados pelo laboratório de produção de radiofármacos, outros são fornecidos por laboratórios
produtores especializados. Testes para identidade, para pureza química e ensaio devem ser realizados
por meio de procedimentos validados. Quando lotes de precursores são aceitos utilizando-se os
certificados de análise, evidências adequadas devem ser estabelecidas para demonstrar a
confiabilidade da análise do fornecedor e pelo menos um teste de identidade deve ser realizado.
Recomenda-se testar materiais precursores antes de seu uso na rotina de produção do radiofármaco,
para garantir que sob condições de produção especificadas, o precursor possibilita a preparação do
radiofármaco na quantidade e qualidade especificada.
Prazo de validade
Data limite especificada pelo fabricante para a utilização de um radiofármaco, antes e após a
reconstituição e/ou marcação radioativa do produto, levando em conta produtos de degradação
químicos, radioquímicos e radionuclídicos, sendo mantidas as condições de armazenagem e
transporte estabelecidos.
Pureza química
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 766
Razão percentual da massa da molécula do composto de interesse em seu estado químico indicado,
em relação à massa total da preparação. As impurezas químicas relevantes estão listadas com seus
limites nas monografias individuais.
Pureza radionuclídica
Pureza radioquímica
Radioatividade específica
Radioatividade total
Expressa a radioatividade do nuclídeo expressa por unidade (frasco, cápsula, ampola, gerador, etc.).
Radioisótopos
Isótopos radioativos ou radionuclídeos. São isótopos instáveis os quais sofrem decaimento radioativo
e transmutam-se em novo elemento. São átomos que se desintegram por emissão de radiação
corpuscular (partícula) ou eletromagnética. Todo radioisótopo é caracterizado pelo seu tempo de
meia-vida (T1/2), expresso em unidades de tempo (segundos, minutos, horas, dias e anos) e pela
natureza e energia de sua radiação. A energia pode ser expressa em eletronvolts (eV), kilo-
elétronvolts (keV) ou mega-elétronvolts (MeV).
INTRODUÇÃO
Radiofármacos são preparações farmacêuticas com finalidade diagnóstica ou terapêutica que, quando
prontas para o uso, contêm um ou mais radionuclídeos. Os radiofármacos compreendem, também, os
componentes não-radioativos para marcação e os radionuclídeos, incluindo os componentes extraídos
dos geradores de radionuclídeos.
A produção dos radiofármacos deverá atender os requisitos das Boas Práticas de Fabricação (BPF)
de Radiofármacos, além de atender às especificações farmacopeicas. Os radiofármacos têm a sua
produção, suprimento, estocagem, uso e despejo regulamentados pela legislação nacional vigente.
O radiofármaco contém o radionuclídeo numa das seguintes formas: como um elemento atômico ou
molecular, um íon ou incluído ou ligado as moléculas orgânicas, por processo de quelação ou por
ligação covalente.
ou com partículas e sistemas geradores de radionuclídeos que envolvem a separação física ou química
de um radionuclídeo filho, de meia-vida mais curta do que o radionuclídeo pai.
ARMAZENAGEM
ESTABILIDADE
CONSERVANTES
As preparações radiofarmacêuticas injetáveis com período de vida útil maior que um dia e que não
contenham um conservante antimicrobiano devem ser fornecidas em frascos de dose única. Se,
contudo, a preparação for fornecida num recipiente multidose, deve ser utilizada dentro de 24 horas
após a retirada da primeira dose, de forma asséptica.
As preparações radiofarmacêuticas injetáveis para as quais o período de vida útil é maior que um dia
e que contenham conservante antimicrobiano podem ser fornecidas em recipientes multidose. Após
a retirada da primeira dose, de forma asséptica, o recipiente deve ser armazenado em temperatura na
faixa de 2 °C a 8 °C e os conteúdos utilizados no prazo de sete dias.
DILUIÇÃO
Caso necessário fazer diluição é preferível utilizar veículos de mesma composição que os presentes
na preparação. Em caso de radiofármacos injetáveis devem ser utilizados soluções e materiais
estéreis, livres de partículas e de traços de matéria orgânica.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 768
A quantidade de material radioativo presente na preparação é frequentemente muito pequena para ser
medida pelos métodos químicos ou físicos disponíveis.
Considerando a fórmula:
em que,
Smax = atividade específica máxima,
W = peso atômico,
T1/2 = tempo de meia-vida em horas.
Verifica-se que, por exemplo, para solução de pertecnetato de sódio (99mTc) com a concentração
radioativa de 37 MBq (1 mCi) por mL, a concentração do pertecnetato pode ser tão baixa quanto 3 x
10-10 g/mL. O comportamento de massas tão pequenas em soluções muito diluídas pode requerer a
adição de carreador inerte para limitar a adsorção à superfície do recipiente assim como facilitar as
reações químicas de preparação de radiofármacos.
CONTROLE BIOLÓGICO
Esterilidade (5.5.3.2.1)
Radiofármacos injetáveis devem ser preparados de acordo com as Boas Práticas de Fabricação, de
modo a assegurar a esterilidade, atendendo aos critérios do Teste de esterilidade. Em função das
características radioativas das preparações, não é tecnicamente viável aguardar o tempo de incubação
do ensaio, para utilização do produto. Desta forma, os resultados dos testes de esterilidade fornecem
apenas evidência retrospectiva confirmatória para a garantia da esterilidade, que, portanto, sua
qualidade está relacionada aos controles realizados durante a fabricação e nos procedimentos de
validação e certificação. No caso de radiofármacos preparados em pequenos lotes e para os quais a
execução do teste de esterilidade apresenta grau elevado de risco radiológico, a quantidade de amostra
requerida no teste de esterilidade deve ser considerada. Se a preparação radiofarmacêutica é
esterilizada por filtração ou processada assepticamente, a validação do processo é necessária.
RADIOATIVIDADE
Propriedade que certos nuclídeos têm de emitir radiação por transformações espontâneas de seus
núcleos. Geralmente o termo “radioatividade” é usado para descrever o fenômeno de decaimento
radioativo e para expressar a quantidade física (atividade) desse fenômeno. A atividade de uma
preparação é o número de transformações nucleares por unidade de tempo que ocorrem na preparação.
Essas transformações podem envolver a emissão de partículas carregadas, captura de elétrons ou
transição isomérica. As partículas carregadas emitidas pelo núcleo podem ser partículas alfa (núcleos
de hélio, de número de massa 4) ou partículas beta (elétrons de carga negativa ou positiva,
respectivamente -1β – négatron ou +1β – pósitron). A emissão de partículas beta é acompanhada da
emissão de neutrino.
A emissão de partículas carregadas pode ser acompanhada de raios gama, os quais, também, são
emitidos no processo de transição isomérica. Essa emissão de raios gama pode ser parcialmente
substituída pela ejeção de elétrons, conhecidos como elétrons de conversão interna. Esse fenômeno,
assim como o processo de captura de elétrons, causa emissão secundária de raios X, devido à
reorganização de elétrons no átomo. Essa emissão secundária causa, também, a ejeção de elétrons de
baixa energia conhecidos como elétrons Auger. Raios X, eventualmente acompanhados pelos raios
gama, são emitidos no processo de captura de elétrons. Partículas +1β são aniquiladas em contato
com outro elétron (-1e) presente na matéria, sendo esse processo acompanhado pela emissão de dois
fótons gama, cada um com energia de 511 keV, geralmente emitidos a 180° um do outro e que se
denomina radiação de aniquilação.
O poder penetrante de cada radiação varia consideravelmente de acordo com sua natureza e energia.
Partículas alfa são completamente absorvidas por espessuras de sólidos ou líquidos que variam de
alguns a dezenas de micrometros; partículas beta são absorvidas completamente na espessura de
alguns milímetros a vários centímetros. Raios gama não são completamente absorvidos, mas somente
atenuados, e uma redução de dez vezes pode requerer, por exemplo, alguns centímetros de chumbo.
Quanto mais denso é o absorvente, menor é o alcance de partículas alfa e beta e maior a atenuação de
raios gama.
Medida da radioatividade
A medida absoluta da radioatividade de uma amostra pode ser efetuada se o esquema de decaimento
do nuclídeo é conhecido, mas na prática muitas correções são requeridas para se obter resultados
acurados. Por essa razão é comum realizar medidas utilizando-se uma fonte padrão primária.
Padrões primários podem não existirem para radionuclídeos de meia-vida curta, como por exemplo,
emissores de pósitrons. Os instrumentos de medida são calibrados utilizando-se padrões apropriados
para radionuclídeos emissores de partículas.
O contador Geiger-Müller pode ser utilizado para medir emissores beta e beta-gama. Contadores de
cintilação, semicondutores ou câmaras de ionização podem ser utilizados para medir raios gama.
Emissores beta de baixa energia necessitam de contador de cintilação líquido.
Nesse caso, a amostra é dissolvida na solução de uma ou mais (geralmente duas) substâncias
orgânicas fluorescentes (cintiladores primários e secundários), que convertem parte da energia de
desintegração em fótons de luz, os quais são detectados e convertidos em impulsos elétricos no
fotomultiplicador. Quando se utiliza o contador de cintilação líquido, medidas comparativas devem
ser corrigidas devido aos efeitos de interferência da luz. Medidas diretas devem ser feitas em
condições que assegurem que as condições geométricas sejam constantes (volumes idênticos dos
recipientes e soluções).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 770
Qualquer que seja o equipamento usado é essencial que se trabalhe em condições geométricas
extremamente bem definidas, de modo que a fonte radioativa esteja sempre na mesma posição no
aparelho e, consequentemente, sua distância do dispositivo de medição seja constante e permaneça a
mesma, enquanto a amostra é substituída pelo padrão.
Todas as medidas de radioatividade devem ser corrigidas pela subtração da atividade da radiação de
fundo, devida à radiatividade do meio e aos sinais espúrios gerados no próprio aparelho. Em certos
equipamentos, nos quais a contagem é feita em altos níveis de atividade, a correção pode ser
necessária em razão das perdas por coincidência, devidas ao tempo de resolução do detector e do
equipamento eletrônico associado.
Para sistema de contagem com tempo morto fixo (τ), após cada contagem a correção é dada pela
equação:
em que,
N = taxa de contagem real por segundo;
N0 = taxa de contagem medida por segundo;
τ = tempo morto em segundos.
A atividade decai em razão exponencial, que é característica de cada radionuclídeo. Sua determinação
somente é verdadeira no tempo de referência especificado. A atividade em outros tempos pode ser
calculada a partir da equação exponencial ou pela tabela de decaimento ou, ainda, pode ser obtida
graficamente da curva estabelecida para cada radionuclídeo. Todas as determinações de atividade
devem ser acompanhadas de declaração da data e, se necessário, da hora em que as medidas foram
feitas. A medida da atividade de amostra em solução é calculada em relação ao seu volume original
e expressa por unidade de volume - concentração radioativa.
Unidades de radioatividade
No Sistema Internacional (SI) a radioatividade é expressa em becquerel (Bq) que significa uma
transformação por segundo. A unidade histórica de atividade é o curie (Ci) que é equivalente a 3,7 x
1010 Bq.
Os fatores de conversão entre becquerel e curie e seus submúltiplos são assinalados na Tabela 1.
por segundo
1 1 Bq 27 picocurie (pCi)
1000 1 kilobecquerel (Kbq) 27 nanocurie (nCi)
6
1 x 10 1 megabecquerel (MBq) 27 microcurie (µCi)
1 x 109 1 gigabecquerel (GBq) 27 millicurie (mCi)
37 37 Bq 1 (nCi)
37.000 37 KBq 1 (µCi)
7
3,7 x 10 37 MBq 1 (mCi)
3,7 x 1010 37 GBq 1 Ci
Identificação de radionuclídeos
O radionuclídeo é, geralmente, identificado pela meia-vida física ou pela natureza e energia de sua
radiação ou radiações, ou por ambos.
Determinação da meia-vida
A meia-vida é medida com auxílio de aparelhos de detecção tais como câmara de ionização, contador
Geiger- Müller, contador de cintilações ou detector semicondutor. A quantidade de radioatividade,
consideradas as condições experimentais, deve ser suficientemente alta para permitir a detecção
durante várias meias-vidas presumíveis, porém não alta demais, para evitar o fenômeno de perda por
coincidência devida, por exemplo, ao tempo morto do equipamento.
A fonte radioativa é preparada de modo a evitar perdas durante sua manipulação. Amostras líquidas
devem estar contidas em frascos ou tubos selados. Produtos sólidos devem ser protegidos por capa
de folha adesiva de acetato de celulose, ou outro material cuja massa por unidade de área seja
desprezível para evitar a atenuação de quantidade significativa da radiação em estudo. A mesma fonte
é medida em condições geométricas idênticas e em intervalos que correspondem usualmente à metade
da meia-vida e pelo tempo correspondente a aproximadamente três meias-vidas. O funcionamento
correto do equipamento é verificado por meio do uso de uma fonte permanente e as variações da
contagem são corrigidas, se necessário, conforme descrito em
Para realizar a medida da radioatividade, traça-se uma curva lançando-se o tempo no eixo das
abscissas e no eixo das ordenadas, o logaritmo do número de contagens por unidade de tempo, ou a
corrente elétrica, conforme o tipo do equipamento usado. A meia-vida calculada a partir dessa curva
deve atender à especificação descrita na respectiva monografia.
A natureza e a energia da radiação emitida podem ser determinadas por diversos procedimentos que
incluem a elaboração da curva de atenuação e o uso de espectrometria. A curva de atenuação é usada
geralmente para a determinação da energia da radiação beta e a espectrometria é usada principalmente
para determinação da energia da radiação gama.
A curva de atenuação é elaborada para emissores beta puros ou para emissores beta-gama quando não
há disponibilidade de espectrômetro de raios gama. Esse método de determinação de energia máxima
da radiação beta fornece apenas valores aproximados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 772
A contagem da fonte é, então, medida. Entre a fonte e o contador são colocados pelo menos seis
absorvedores de alumínio, de massa crescente por unidade de área, até que a taxa de contagem não
seja afetada pela adição de absorvedores adicionais. Os absorvedores são inseridos de modo tal que
as condições geométricas sejam mantidas constantes.
Constrói-se uma curva colocando em abscissas a massa por unidade de área do absorvedor expressa
em mg cm-2 e, em ordenadas, o logaritmo do número de contagens por unidade de tempo para cada
um dos absorvedores utilizados. Curva idêntica é elaborada utilizando-se o padrão. O coeficiente de
atenuação de massa é calculado em relação à parte mediana, praticamente retilínea, das curvas.
O coeficiente de atenuação da massa, expresso em cm2 mg-1, depende da energia da emissão beta e
das propriedades físicas e químicas do absorvedor. Isso possibilita a identificação de emissão beta e
o coeficiente é calculado, a partir de curvas construídas como descrito anteriormente, pela expressão:
2,303
µ𝑚 = (log 𝐴1 − log 𝐴2 )
𝑚2 − 𝑚1
em que
m1 = massa por unidade de área, do absorvedor mais leve;
m2 = massa por unidade de área, do absorvedor mais pesado (medir m1 e m2 dentro da parte retilínea
da curva);
A1 = taxa de contagem para massa por unidade de área m1;
A2 = taxa de contagem para massa por unidade de área m2.
O coeficiente de atenuação assim calculado não deve diferir em mais de 10% do coeficiente obtido
em condições idênticas com o padrão do mesmo radionuclídeo.
A espectrometria gama é usada para identificar radionuclídeos pela energia e intensidade dos raios X
ou gama. Baseia-se na propriedade que certas substâncias (cintiladores) têm de emitirem luz quando
interagem com radiação eletromagnética. O número de fótons produzido é proporcional à energia
absorvida pelo cintilador. A luz é transformada em impulsos elétricos de amplitude aproximadamente
proporcional à energia dissipada pelos fótons gama.
Com a análise dos impulsos de saída por porcentagem obtém-se, com auxílio do analisador de pulsos,
o espectro de energia da fonte. Nos espectros de cintilação de raios gama há um ou mais picos
característicos correspondentes às energias da radiação gama na fonte. Esses picos são acompanhados
por outros, mais ou menos largos, devidos a efeitos secundários da radiação no cintilador ou ao
material em torno dele. A forma do espectro varia de acordo com o equipamento utilizado, tornando-
se necessário calibrá-lo com auxílio de padrão do radionuclídeo em questão.
O espectro de raios gama do radionuclídeo que os emite é próprio dele, sendo caracterizado pelo
número de raios gama de energia individualizada produzida por transformação. Essa propriedade
pode ser utilizada para identificar quais radionuclídeos estão presentes na fonte e as quantidades de
cada um deles. Possibilita, também, avaliar o grau de impurezas presentes, pela detecção dos picos
estranhos àqueles esperados.
apresentem resolução menor, também, podem ser usados. A saída de cada um desses detectores ocorre
na forma de pulsos elétricos, cuja amplitude é proporcional à energia dos raios gama detectados. Após
amplificação, esses pulsos são analisados em analisador multicanal, que fornece o espectro de energia
gama da fonte. A relação entre energia gama e o número do canal pode ser facilmente estabelecida
utilizando-se fontes de raios gama de energia conhecida. O sistema de detecção deve ser calibrado,
pois a eficiência do detector é função da energia da radiação gama, da forma da fonte e da distância
da fonte ao detector. A eficiência da detecção pode ser medida com auxílio de fonte calibrada do
radionuclídeo em questão ou, para trabalho mais genérico, pode ser construída uma curva de
eficiência versus energia gama a partir de uma série de fontes calibradas de vários radionuclídeos.
Se, numa fonte, a impureza radioativa de meia-vida diferente estiver presente, ela é facilmente
detectável pela identificação de picos característicos, cujas amplitudes decrescem em taxas diferentes
daquelas do radionuclídeo esperado. A determinação da meia-vida de picos interferentes por medidas
repetidas da amostra ajudará na identificação da impureza. É possível estabelecer a taxa de
decaimento da radioatividade usando espectrometria gama desde que os picos diminuam em
amplitude em função da meia-vida.
PUREZA RADIONUCLÍDICA
Na monografia estão estabelecidas as exigências gerais para a pureza radionuclídica (por exemplo, o
espectro de raios gama não deve diferir significativamente daquele da fonte padrão) e pode
estabelecer limites para impurezas radionuclídicas específicas (por exemplo, molibdênio-99 em
tecnécio-99m). Essas exigências são necessárias embora elas por si só não sejam suficientes para
assegurar que a pureza radionuclídica da preparação seja adequada para uso humano. O fabricante
deve analisar seus produtos, especialmente as preparações de radionuclídeos de meia-vida curta,
quanto à presença de impurezas de meia-vida longa, após período conveniente de decaimento. Dessa
maneira, podem ser obtidas informações sobre a adequação dos processos de fabricação e dos
procedimentos de controle.
PUREZA RADIOQUÍMICA
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 774
Na determinação da pureza radioquímica podem ser usados métodos analíticos de separação, tais
como métodos cromatográficos (cromatografia em papel, em camada delgada, de exclusão molecular,
cromatografia gasosa ou cromatografia a líquido de alta eficiência), eletroforese e extração por
solventes.
Na cromatografia, o volume da amostra a ser utilizado depende da técnica adotada. É preferível não
diluir a preparação em análise, mas é importante utilizar quantidade de radioatividade tal que perdas
de contagem por coincidência não venham a ocorrer durante a medida da radioatividade.
Considerando as massas muito pequenas do material radioativo aplicado aos cromatogramas, o uso
de carreadores é, às vezes, necessário e eles podem ser adicionados quando a monografia assim o
prescrever.
As posições das manchas ou áreas permitem identificação química por comparação com soluções das
mesmas substâncias químicas (não radioativas), visualizadas por reação de cor ou exame sob luz
ultravioleta. A visualização pela reação de cor direta da amostra radioativa nem sempre é possível ou
desejável, já que a revelação pode causar difusão da substância radioativa para além das manchas ou
áreas identificadas.
Medidas de radioatividade podem ser feitas por integração, utilizando-se equipamento automático ou
contador digital. As proporções das áreas abaixo dos picos fornecem as relações das concentrações
radioativas das substâncias químicas. Quando as fitas são cortadas em porções, as razões das
quantidades de radioatividade medidas fornecem as proporções das concentrações de espécies
químicas radioativas.
Como a pureza radioquímica pode mudar com o tempo, principalmente por causa da decomposição
por radiação, o resultado do teste deve indicar que o produto apresenta valores especificados durante
todo o prazo de validade do radiofármaco.
ATIVIDADE ESPECÍFICA
A atividade específica muda com o tempo, devendo ser expressa tendo como referência a data e, se
necessário, a hora. A especificação deve ser garantida durante todo o período de validade do
radiofármaco.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 775
Tabela 2 – Informações sobre as características físicas dos radionuclídeos de relevância na produção de radiofármacos.
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Césio-137 30,1 a + 0,512 94,6 Via 2,6 min 137mBa 85,1 9,5
1,174 5,4 0,662 8 (Ba K Raio-X)
0,032-0,038
Carbono-11 1223,1 s + 0,960 99,76 0,511 Proveniente de aniquilação
Carbono-14 5730 a - 0,158 100 - -
Cromio-51 27,7 d c.e. 100 0,320 9,83
0,005-0,006 ~22 (V K Raio X)
Cobalto-57 270 d c.e. 100 0,114 9,4
0,122 85,2
0,136 11,1
0,570 0,02
0,692 0,16
outros baixa intensidade
0,006-0,007 ~55% (Fe K Raio-X)
Cobalto-58 70,8 d + 0,475 15,0 0,511 +
c.e. 85 0,811 99,4
0,864 0,7
1,675 0,5
0,006-0,007 ~26 (Fe K Raio-X)
Cobalto-60 5,27 a - 0,318 99,9 1,173 99,86 0,02
1491 0,1 1,333 99,98 0,01
outros <0,01
Disprosio-165 2,32 h +, 0,205 0,1 0,046 2,5
0,290 1,6 0,047 4,6
1,190 14,6 0,053 1,8
1,285 83,4 0,094 3,5
0,279 0,5
0,361 0,8
0,545 0,16
Érbio-169 9,4 d +, 0,341 45 0,008 0,15
0,350 55
Fluorine-18 111 min +, K 0,649 97 0,511 Proveniente de aniquilação
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 776
Tabela 2 (continuação)
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Gálio-67 78,3 h c.e. 100 0,091 3,6 0,3
0,185 23,5 0,4
0,209 2,6 0,02
0,300 16,7 0,06
0,394 4,4 0,01
0,494 0,1
0,704 0,02
0,795 0,06
0,888 0,17
0,008-0,010 43 (Zn Raio-X)
via 9,2 s 67mZn
0,093 37,6 32,4
0,008-0,010 13 (Zn Raio-X)
Holmio-166 27,3 h -, 0,191 0,2 0,007 7,6
0,394 1 0,048 2,8
1,773 48 0,049 5,0
1854 51 0,055 2,0
0,080 6,2
1,379 0,9
1,581 0,18
0,12
1,662
Índio-111 2,81 d c.e. 100 0,172 89,6 10,4
0,247 94 6
Índio-113 m 99,5 min t.i. 100 0,392 64,9 35,1
0,024-0,028 24 (em K Raio-X)
Iodo-123 13,2 h c.e. 100 0,159 83,0 16,3
0,347 0,10
0,440 0,35
0,506 0,26
0,529 1,05
0,539 0,27
0,027-0,032 ~86 (Te K Raio-X)
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 777
Tabela 2 (continuação)
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Iodo-124 4,1 d -, , K 1,53 0,511 and Proveniente de aniquilação
2,13 0,605 66
0,644 12
0,730 14
1,320 1,0
1,510 4,2
1,695 14
2,09 2,0
2,26 1,5
Iodo-125 60,0 d c.e. 100 0,035 7 93
0,027-0,032 138 (Te K Raio-X)
Iodo-131 8,06 d - 0,247 1,8 0,080 2,4 3,8
0,304 0,6 0,284 5,9 0,3
0,334 7,2 0,364 81,9 1,7
0,606 89,7 0,637 7,2
0,806 0,7 0,723 1,8
1,3% de 131I decaem via
12d 131mXe
100
(Xenônio-131m) t.i. (porcentagem relativa à 0,164 2 98
desintegração do 131mXe)
Ferro-59 44,6 d - 0,084 0,1 0,143 0,8
0,132 1,1 0,192 2,8
0,274 45,8 0,335 0,3
0,467 52,7 0,383 0,02
1,566 0,3 1,099 55,8
1,292 43,8
1,482 0,06
Kriptônio-81m 13 s - - 0,193 82
Lutécio-177 6,71 d ,
- 0,175 12,3 0,071 0,16
0,384 9,0 0,113 6,3
0,497 78,7 0,208 11,0
0,250 0,2
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 778
0,321 0,2
Tabela 2 (continuação)
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Molibdênio-99 66,2 h - 0,454 18,3 0,041 1,2 4,8
0,866 1,4 0,141 5,4 0,7
1,232 80 0,181 6,6 1,0
outros 0,3 0,366 1,4
0,412 0,02
0,529 0,05
0,621 0,02
0,740 13,6
0,778 4,7
0,823 0,13
0,961 0,1
Tabela 2 (continuação)
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Rubídio-81 4,7 h +, , K 0,33 0,253
0,58 0,450
filha 81mKr 1,05 1,10
Samário-153 47 h -, 0,26 0,1 0,0058 11,8
0,632 34,1 0,0409 17,2
0,702 44,1 0,0415 31,2
0,81 21 0,0470 12,2
0,0696 5,1
0,103 28,3
0,422 0,2
Selênio-75 118,5 d c.e. 100 0,066 1,1
0,097 2,9
0,121 15,7
0,136 54
0,199 1,5
0,265 56,9
0,280 18,5
0,401 11,7
outros <0,05 cada
0,010-0,012 ~50 (como K Raio-X)
Tabela 2 (conclusão)
Transições
Meia-vida Tipo de Energia Probabilidade de
Radionuclídeo Energia do fóton (MeV) Fótons emitidos (%) Internamente
física decaimento (MeV) transição (%)
Convertidas (%)
Tálio-201 73,5 h c.e. 100 0,031 0,29 10,1
0,032 0,25 9,6
0,135 2,9 8,9
0,166 0,13 0,2
0,167 8,81 16
Alumínio-113 115 d c.e. 100 0,255 21 0,1
0,024-0,028 73 (em K Raio-X)
filha 131mIn
3
Trítio ( H) 12,35 a - 0,0186 100
Tungstênio-188 69,5 d - 0,3 0,227
0,291
filhas 188m+188Re
Xenônio-131m 11,9 d t.i. 100 0,164 2 98
0,029-0,035 ~52 (Xe K Raio-X)
Xenônio-133 5,25 d - 0,266 0,9 0,080 0,4 0,5
0,346 99,1 0,081 36,6 63,3
0,160 0,05
0,030-0,036 ~46 (Cs K Raio-X)
Xenônio-133m 2,26 d t.i. 100 0,233 8 92
0,029-0,035 ~59 (Xe K Raio-X)
filha 133Xe
Ytérbio-169 32,0 d c.e. 100 0,021 0,21 12,3
0,063 45,16 50,4
0,094 0,78 12,3
0,110 3,82 56,2
0,117 0,04
0,118 1,90 3,2
0,131 11,42 13,5
0,177 17,31 17,7
0,198 26,16 25,7
0,240 0,12
0,261 1,74
0,308 11,04 0,7
Ytrio-90 64,5 h - 2,281 100 - -
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 782
Nesse capítulo são abordados aspectos científicos e técnicos relacionados aos ensaios de Equivalência
Farmacêutica, Dissolução, Biodisponibilidade e Bioequivalência aplicáveis a medicamentos, com
ênfase às formas farmacêuticas sólidas de liberação imediata (FFSLI) de uso oral e suspensões, no
contexto da intercambialidade entre medicamentos. Medicamentos biológicos (vacinas, soros,
derivados de sangue, etc), biotecnológicos, radiofármacos e fitoterápicos requerem outras
considerações e, portanto, não são abordados.
Os medicamentos genéricos foram implantados no Brasil em 1999, enquanto que em 2003 publicou-
se uma regulamentação técnica específica para o registro de similares e outra para a adequação do
registro de medicamentos similares que já eram comercializados no país. Os medicamentos similares
que estavam no mercado haviam sido registrados segundo normas que permitiam seu registro
sanitário por meio do conceito de similaridade a um medicamento anteriormente registrado, sem a
necessidade de apresentação, por ocasião do registro, dos resultados de ensaios in vitro ou in vivo
relacionados à comprovação da eficácia e segurança. As novas regulamentações para medicamentos
similares publicadas em 2003 destinaram-se ao estabelecimento da isonomia de critérios para registro
e renovação de registro de medicamentos não inovadores (genéricos e similares), tendo como base os
preceitos da garantia da qualidade, eficácia e segurança.
EQUIVALÊNCIA FARMACÊUTICA
Devem ser formulados para cumprir com as mesmas especificações atualizadas da Farmacopeia
Brasileira e, na ausência dessas, com as de outros códigos autorizados pela legislação vigente ou,
ainda, com outros padrões aplicáveis de qualidade, relacionados à identidade, teor, pureza, potência,
uniformidade de conteúdo, tempo de desintegração e dissolução, quando for o caso. Entretanto,
podem diferir em características como aspecto, excipientes, mecanismo de liberação, embalagem,
prazo de validade e, dentro de certos limites, rotulagem.
A BDA aplica-se a medicamentos inovadores que são desenvolvidos como formas farmacêuticas para
administração por vias extravasculares. Em geral, corresponde a um ensaio cruzado, realizado em
voluntários sadios, constituído por dois períodos separados por um intervalo de tempo denominado
washout.
Quando determinada para uma forma farmacêutica administrada por via oral, por exemplo, a BDA
corresponde à fração sistêmica calculada em relação à dose administrada por via intravascular, cuja
biodisponibilidade é, por definição, igual a 100%. Caso seja possível administrar a mesma dose do
medicamento pelas vias oral e intravascular e a BDA calculada for igual a 80%, isso significa que o
aproveitamento da dose por via oral não é completo, havendo perda de 20% que pode estar
relacionada às características do fármaco, do indivíduo ou da formulação.
De forma geral, os principais fatores que podem alterar a biodisponibilidade de medicamentos estão
relacionados ao indivíduo (idade, sexo, peso corporal, fatores fisiopatológicos associados) e às
características do medicamento (fármaco, formulação e processo de fabricação). No caso dos fatores
ligados ao indivíduo, sua influência deve ser minimizada ao máximo, o que ocorre quando o
planejamento do ensaio de biodisponibilidade é bem executado, por meio de critérios de inclusão e
exclusão bem definidos, a seleção de um grupo de voluntários representativo em relação à população
para o estudo e o emprego de um desenho experimental adequado.
Entre as formas farmacêuticas mais comumente utilizadas na terapêutica, as formas sólidas de uso
oral são aquelas que estão mais sujeitas a variabilidade dos resultados de biodisponibilidade devido
às características do fármaco, da formulação, dos processos empregados na fabricação e da via de
administração. Nesses casos, após a administração, o processo de dissolução do fármaco é
fundamental para que ele esteja em solução e possa ser absorvido, podendo ser um fator limitante
para a absorção. Da mesma forma, as suspensões de uso oral ou intramuscular podem gerar desafios,
uma vez que ocorre o processo de dissolução do fármaco que sofre a influência dos fatores citados.
PERFIL DE DISSOLUÇÃO
O perfil de dissolução pode ser definido como um ensaio in vitro que permite a construção da curva
de porcentagem de fármaco dissolvido em função do tempo, sendo proposto a partir das condições
estabelecidas no teste de dissolução descrito na monografia do medicamento inscrita na Farmacopeia
Brasileira ou, na sua ausência, em outros compêndios autorizados pela legislação vigente. No caso de
inexistência de método de dissolução farmacopeico, a empresa solicitante do registro deve
desenvolver método analítico adequado ao produto.
Nesse capítulo são considerados como água para uso farmacêutico os diversos tipos de água
empregados na síntese de fármacos; na formulação e produção de medicamentos; em laboratórios de
ensaios; diagnósticos e demais aplicações, relacionadas à área da saúde, inclusive como principal
componente na limpeza de utensílios, equipamentos e sistemas.
A estrutura química da água é peculiar, com um momento dipolo e grande facilidade em formar
ligações de hidrogênio. Essas propriedades tornam a água um excelente meio para solubilizar,
absorver, adsorver ou suspender diversos compostos, inclusive para carrear contaminantes e
substâncias indesejáveis, que podem alterar a pureza e eficácia de um produto farmacêutico.
Nesse capítulo não se esgota o tema e não há o propósito de substituir a legislação ou monografias
oficiais já existentes sobre água para fins farmacêuticos. Tem-se como finalidade apresentar subsídios
que possibilitem aos usuários um melhor entendimento de pontos fundamentais relativos à qualidade
da água no momento da obtenção e durante a distribuição e uso.
O controle da contaminação da água é crucial, uma vez que a água tem grande capacidade de agregar
compostos e, também, de se contaminar novamente após a purificação. Os contaminantes da água são
representados por dois grandes grupos: químico e microbiológico.
Contaminantes químicos
Esses contaminantes podem ser avaliados, principalmente, pelos ensaios de carbono orgânico total –
COT (5.2.30) e de condutividade (5.2.24). A condutividade, medida em microsiemens/cm, é
recomendada para avaliar água com grande quantidade de íons e o seu recíproco, a resistividade, em
megohm.cm, é medida quando há baixa concentração de íons dissolvidos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 788
A maioria dos compostos orgânicos pode ser removida por osmose reversa, entretanto, aqueles com
baixo peso molecular demandam técnicas adicionais, como a resina de troca iônica,
eletrodeionização, carvão ativado ou oxidação por ultravioleta ou ozônio, para serem removidos.
Contaminantes microbiológicos
São representados principalmente por bactérias e apresentam um grande desafio à qualidade da água.
São originários da própria microbiota da fonte de água e de alguns equipamentos de purificação.
Podem surgir, também, devido a procedimentos de limpeza e sanitização inadequados, que
possibilitam a formação de biofilmes e, por consequência, instalam um ciclo contínuo de crescimento
a partir de compostos orgânicos que, em última análise, são os próprios nutrientes para os micro-
organismos.
As bactérias podem afetar a qualidade da água por desativar reagentes ou alterar substratos por ação
enzimática, aumentar o conteúdo em COT, alterar a linha de base (ruído de fundo) em análises
espectrais e produzir pirogênios, como as endotoxinas.
Para atender a esses limites, as estações de tratamento utilizam processos de desinfecção com
substâncias químicas contendo cloro ou outros oxidantes, empregadas há décadas, e consideradas
relativamente seguras para os seres humanos. Entretanto, esses oxidantes podem reagir com o
material orgânico de origem natural e gerar produtos secundários da desinfecção, como
trihalometanos, cloraminas ou ainda deixar resíduos dos próprios desinfetantes. Esses produtos
indesejáveis requerem atenção especial, por parte dos legisladores e usuários.
Além desses dois grupos fundamentais de contaminantes, existem os particulados, constituídos por
sílica, resíduos da tubulação ou coloides e que, além de ser um risco à qualidade da água purificada,
podem provocar entupimentos e prejudicar gravemente o processo de purificação, por reduzir seu
desempenho, ou até mesmo causar danos irreversíveis aos equipamentos. Podem ser detectados por
filtração combinada com gravimetria ou microscopia. Em geral não é necessário identificar o tipo de
partícula, apenas removê-la.
Nesse capítulo são abordadas algumas considerações acerca dos principais sistemas de purificação
normalmente utilizados na produção da água para uso farmacêutico; suas principais aplicações;
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 789
TIPOS DE ÁGUA
Basicamente, há três tipos de água para uso farmacêutico: a água purificada (AP); a água para
injetáveis (API) e a água ultrapurificada (AUP), cujas monografias encontram-se nessa Farmacopeia.
Compêndios oficiais internacionais especificam, além desses, outros tipos de água, como:
acondicionadas em frascos, estéreis ou bacteriostáticas, para irrigação ou inalação. Porém, todas
possuem características de pureza semelhante aos tipos fundamentais já mencionados.
Além destas, há a água potável, que é amplamente utilizada e tem aplicação direta em instalações
farmacêuticas, principalmente em procedimentos gerais de limpeza. Assim, são considerados os
quatro tipos de água a seguir, em relação às suas características principais e as sugestões de aplicação.
As monografias específicas, quando disponíveis, detalham os parâmetros de pureza estabelecidos
para cada tipo.
Água potável
Como diretriz fundamental, o ponto de partida para qualquer processo de purificação de água para
fins farmacêuticos é a água potável. Esta é obtida por tratamento da água retirada de mananciais, por
meio de processos adequados para atender às especificações da legislação brasileira relativas aos
parâmetros físicos, químicos, microbiológicos e radioativos, para um determinado padrão de
potabilidade e, portanto, não possui monografia específica nesse compêndio.
A água potável é empregada, normalmente, nas etapas iniciais de procedimentos de limpeza e como
fonte de obtenção de água de mais alto grau de pureza. Pode ser utilizada, também, na climatização
térmica de alguns aparatos e na síntese de ingredientes intermediários.
A água purificada é produzida a partir da água potável e deve atender às especificações estabelecidas
na respectiva monografia. Não contém qualquer outra substância adicionada. É obtida por uma
combinação de sistemas de purificação, em uma sequência lógica, tais como: múltipla destilação;
troca iônica; osmose reversa; eletrodeionização; ultrafiltração, ou outro processo capaz de atender,
com a eficiência desejada, aos limites especificados para os diversos contaminantes.
porcentagem). É utilizada nos ensaios e determinações que indiquem o emprego de água, a não ser
que haja especificação em contrário quanto ao nível de pureza requerido, como por exemplo, alguns
métodos analíticos instrumentais e análises que exijam água apirogênica ou de pureza química
superior. Pode ser empregada em cromatografia a líquido de alta eficiência, quando confirmado que
o seu emprego não afeta a exatidão nem a precisão dos resultados.
Dependendo da aplicação, pode ser esterilizada, sem necessariamente atingir o limite de endotoxinas
bacterianas estabelecido para a Água para injetáveis.
Ainda que seja especificada uma contagem microbiana máxima de 100 UFC/mL na monografia, cada
instalação deverá estabelecer o seu limite de alerta ou de ação, caso as características específicas de
utilização sejam mais restritivas.
A água ultrapurificada possui baixa concentração iônica, baixa carga microbiana e baixo nível de
COT. Essa modalidade de água é requerida em aplicações mais exigentes, principalmente em
laboratórios de ensaios, para diluição de substâncias de referência, em controle de qualidade e na
limpeza final de equipamentos e utensílios utilizados em processos que entrem em contato direto com
a amostra que requeira água com esse nível de pureza. É ideal para métodos de análise que exijam
mínima interferência e máxima precisão e exatidão. A utilização de água ultrapurificada em análises
quantitativas de baixos teores de analito é essencial para obtenção de resultados analíticos precisos.
Outros exemplos de aplicação da água ultrapurificada são: análises de resíduos, dentre eles os traços
de elementos minerais, endotoxinas, preparações de calibradores, controles, substância química de
referência, espectrometria de absorção atômica em geral, ICP/IOS, ICP/MS, espectrometria de massa,
procedimentos enzimáticos, cromatografia a gás, cromatografia a líquido de alta eficiência
(determinação de resíduos em ppm ou ppb), métodos em biologia molecular e com cultivo celular
etc. Deve ser utilizada no momento em que é produzida, ou no mesmo dia da coleta.
O laboratório deve utilizar o mesmo tipo de água requerida para a leitura final da análise na
preparação das amostras, na obtenção da curva padrão, de controles, preparo de soluções, brancos,
lavagem final do material e em toda a vidraria que estará em contato direto com a amostra, sempre
que for apropriado.
A água ultrapurificada caracteriza-se por condutividade de, no máximo, 0,1 µS/cm a 25,0 oC
(resistividade > 18,0 MW-cm), COT ≤ 0,50 mg/L, endotoxinas < 0,25 UE/mL (quando alta qualidade
biológica é requerida) e contagem total de bactérias ≤ 10 UFC/100 mL.
Água para injetáveis é utilizada como excipiente na preparação de produtos farmacêuticos parenterais
de pequeno e grande volume, na fabricação de princípios ativos de uso parenteral, de produtos
estéreis, demais produtos que requeiram o controle de endotoxinas e não são submetidos à etapa
posterior de remoção. É utilizada ainda na limpeza e preparação de processos, equipamentos e
componentes que entram em contato com fármacos e medicamentos estéreis durante sua produção.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 791
A água para injetáveis deve atender aos ensaios físico-químicos preconizados para a água purificada,
além dos testes de contagem total de bactérias ≤ 10 UFC/100 mL e de endotoxinas bacterianas, cujo
valor deve ser menor que 0,25 UE/mL.
Alguns parâmetros de qualidade e sugestões de aplicações são registrados, na Tabela 1, para cada
tipo de água para uso farmacêutico.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 792
Água ultrapurificada Para análises que exigem mínima interferência e Condutividade máxima de 0,1 µS/cm a 25,0 °C Dosagem de resíduos minerais ou orgânicos,
máxima precisão e exatidão. Baixa concentração (resistividade > 18,0 MΩ-cm); endotoxinas, preparações de calibradores,
iônica, baixa carga microbiana e baixo nível de COT ≤ 0,50 mg/L; Contagem do número total de controles, SQR, espectrometria de absorção
carbono orgânico total. bactérias heterotróficas: no máximo, 10 UFC/100 atômica, ICP/IOS, ICP/MS, espectrometria
Água purificada tratada por processo mL. Endotoxinas: < 0,25 UE/mL (quando alta de massa, procedimentos enzimáticos,
complementar. cromatografia a gás, CLAE (ppm ou ppb),
qualidade biológica é requerida)
biologia molecular e cultivo celular etc.
Ausência de Pseudomonas sp e coliformes. Eventualmente em preparações farmacêuticas
que requeiram água de alta pureza.
Os projetos, instalações e operação de sistemas para produção de água purificada (AP), água
ultrapurificada (AUP) e a água para injetáveis (API) possuem componentes, controles e
procedimentos similares. A diferença reside na presença do parâmetro endotoxinas bacterianas na
água para injetáveis e nos seus métodos de preparação, especificamente no último estágio. Essas
similaridades de parâmetros de qualidade possibilitam estabelecer uma base comum para o projeto
de sistemas destinados à obtenção de AP, AUP ou API, sendo pontos críticos diferenciais o grau de
controle do sistema e os estágios finais de purificação necessários para remover bactérias,
endotoxinas bacterianas e reduzir a condutividade.
Para produzir a água para injetáveis, há novas e promissoras aplicações validáveis devido ao
desenvolvimento de novos materiais para tecnologias como osmose reversa e ultrafiltração, que
permitem operar e sanitizar em temperatura mais elevada, possibilitando uma redução microbiana
mais efetiva.
Pré-filtração
Essa tecnologia emprega a capacidade de adsorção do carvão vegetal ativado em contato com
compostos orgânicos ou contaminantes, como as cloraminas. Além disso, remove agentes oxidantes
por redução química, em especial o cloro livre, que afeta outras tecnologias baseadas em membrana,
como a osmose reversa ou a ultrafiltração.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 794
O uso de aditivos químicos refere-se àqueles que se destinam a ajustar o pH ou a remover carbonatos
e amônia, para a proteção de outras tecnologias, entre elas a osmose reversa.
Como aditivos químicos podem ser empregados o ozônio, comumente usado no controle de micro-
organismos, e o metabissulfito, aplicado como agente redutor para cloro livre, em substituição ao
carvão vegetal ativado.
Nos casos em que a água de alimentação é “dura”, torna-se necessário usar os abrandadores. Essa
tecnologia emprega resinas regeneráveis de troca iônica, que capturam os íons cálcio e magnésio, e
liberam íons sódio na água. O abrandamento é utilizado na proteção de tecnologias sensíveis à
incrustação, como a osmose reversa.
Osmose reversa
Existem os sistemas de osmose reversa de duplo passo, em que a água purificada pelo primeiro estágio
alimenta o segundo estágio, incrementando e complementando a purificação.
Ultrafiltração
A ultrafiltração é frequentemente utilizada em sistemas de água para uso farmacêutico para a remoção
de endotoxinas. A ultrafiltração é realizada utilizando-se uma membrana especial com a propriedade
de reter moléculas conforme o seu peso molecular e estereoquímica. Denomina-se de Corte Nominal
de Peso Molecular “cut off” a faixa utilizada para a separação das partículas, caracterizado pelo
tamanho do peso molecular. Na remoção de endotoxinas são utilizados filtros na faixa de 10 000 Da,
que retêm moléculas com massa molecular, maior ou igual a 10 000 Da.
Essa tecnologia pode ser usada em uma etapa final ou intermediária do sistema de purificação, desde
que validada, e, da mesma forma que a osmose reversa, requer um pré-tratamento, um controle
adequado das condições operacionais e procedimentos apropriados de limpeza e sanitização, para
manter a qualidade da água conforme o estabelecido.
Esse tipo de filtração emprega cargas positivas na superfície das membranas e destina-se a reduzir os
níveis de endotoxinas que possuem natureza elétrica negativa. Apresentam uma capacidade marginal
de remoção de micro-organismos, porém sua maior eficiência é devido à remoção de endotoxinas.
Apresenta uma limitação importante: quando as cargas estão totalmente neutralizadas, por saturação
pela captura das endotoxinas, a remoção se paralisa. Por essa razão, filtros com carga eletrostática
são extremamente difíceis de validar, dada essa imprevisibilidade, quanto ao momento em que
efetivamente não mais retêm esses contaminantes.
Essa tecnologia utiliza membranas microporosas, com uma especificação de tamanho de poro de 0,2
ou 0,22 μm. Devem ser validadas quanto à retenção, por meio de um teste bacteriológico, que
determina o valor da redução logarítmica dos micro-organismos nas membranas. O modelo usado
emprega uma suspensão de Brevundimonas diminuta a 107 UFC/cm2 de área filtrante e testa a
esterilidade do filtrado. Ainda que a membrana seja especificada como 0,2 ou 0,22 μm de diâmetro
de poro, não necessariamente será esterilizante se não produzir um filtrado estéril por meio desse
teste, ou seja, um valor de redução logarítmica igual a 7. Caso a redução logarítmica obtida não seja
da ordem de sete, a membrana pode ser utilizada para reduzir a contagem microbiana, porém não
deve ser utilizada para esterilizar.
Para a oxidação de orgânicos a água deve estar no estágio final da purificação, e essa remoção será
mais efetiva quanto menor for a carga de contaminantes. Deve-se monitorar a intensidade da lâmpada
e considerar a profundidade/espessura do leito e o fluxo de água no local da radiação.
Destilação
Distribuição
Não devem ser utilizados filtros de retenção microbiológica na saída, ou no retorno dos sistemas de
distribuição, pois são repositórios de micro-organismos retidos e, portanto, uma fonte crítica para a
formação de endotoxinas. Os pontos de uso devem ser projetados de forma a evitar volumes mortos
e possibilitar que a água recircule totalmente neles quando estiverem fechados.
Sanitização
Como agentes químicos, geralmente são usados oxidantes, como os compostos halogenados,
peróxido de hidrogênio, ozônio ou uma combinação desses. A frequência da sanitização é
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 797
determinada pelo histórico dos resultados do monitoramento e das curvas de tendência, de forma que
o sistema funcione sem exceder o limite de alerta.
Armazenamento
As condições de estocagem devem ser adequadas à qualidade da água. A água ultrapurificada não
deve ser armazenada por período superior a 24 horas. A diretriz fundamental para o armazenamento
da água purificada, da água ultrapurificada ou da água para injetáveis é ponderar que, quanto maior
o grau de purificação da água, mais rapidamente ela tende a se recontaminar.
Sendo assim, a água deve ser mantida em recirculação constante, por meio de seu sistema de
distribuição, sempre que aplicável. As primeiras porções de água produzida por um sistema de
purificação que tenha ficado inativo por mais de quatro horas devem ser desprezadas
proporcionalmente ao volume morto do recipiente. Essas variáveis devem ser validadas para as
condições específicas de cada sistema bem como devem ser estabelecidos os parâmetros a serem
considerados na validação.
O reservatório utilizado para a sua manutenção deve ser apropriado aos fins a que se destina, sendo
composto por material inerte, limpo e não servir de fonte de contaminação ao conteúdo. O material
de construção deve apresentar características e rugosidade apropriadas para dificultar a aderência de
resíduos, a formação de biofilme e a corrosão pelos agentes sanitizantes. O aço inoxidável 316L
eletropolido, com rugosidade menor que 0,5 microRA, é a escolha mais frequente para atender a essas
exigências. O reservatório deve estar protegido de fontes de luz e calor impróprios e a geometria deve
permitir seu esgotamento total pelo fundo, sem volumes mortos.
Procedimentos adequados devem ser adotados para evitar a contaminação por particulados, orgânicos
ou micro-organismos. Deve possuir um filtro de “respiro”/ventilação para evitar que haja
contaminação do volume do tanque pela admissão de ar/umidade contaminados e evitar uma
recontaminação por essa via.
Em particular, mas não exclusivamente, reservatórios de água para injetáveis devem ser encamisados
para manter a água circulante em temperatura superior a 80 ºC, o que restringe significativamente o
crescimento bacteriano.
Validação
Os equipamentos e aparatos utilizados nas verificações devem ser capazes de fornecer a leitura na
faixa requerida para a pureza estabelecida. Os equipamentos utilizados devem estar devidamente
calibrados. As verificações realizadas devem ser registradas em formulário próprio, em que conste,
pelo menos, o(s) parâmetro(s) medido(s), a data da medição, o valor obtido, a faixa de aceitação e o
responsável pela leitura. O pessoal que realiza essa tarefa deve conhecer o plano de amostragem e os
métodos utilizados, bem como os limites de alerta e de ação estabelecidos. Caso o usuário terceirize
esse controle, deve garantir que o terceirizado cumpra com os requisitos e procedimentos definidos.
Os dados obtidos são comparados com as especificações típicas e os limites de alerta e de ação. Esses
são estabelecidos pelo usuário, com base nos dados da validação, no histórico do sistema de
purificação e distribuição e nas exigências de qualidade para uma determinada aplicação.
O usuário deve definir os limites de alerta e de ação, de forma a evitar a obtenção do produto com
especificação de qualidade inferior à requerida para uma dada aplicação. O limite de alerta indica que
um desvio na qualidade pode acontecer e não necessariamente requer uma medida corretiva. Pode ser
estabelecido com base em uma análise estatística do histórico de tendências, utilizando dois desvios-
padrão, por exemplo, ou cerca de 70% do limite de ação, ou 50% da contagem do número de unidades
viáveis, o que for menor. O limite de ação indica que o desvio da qualidade excedeu os parâmetros
toleráveis e requer interrupção da atividade para a correção. Resultados não conformes requerem uma
intervenção extraordinária no local, em adição às operações normais, a fim de restaurar o sistema para
que o padrão de qualidade esperado seja mantido.
MONITORAMENTO FÍSICO-QUÍMICO
MONITORAMENTO MICROBIOLÓGICO
A importância do controle da água para uso farmacêutico está em garantir sua qualidade de modo a
atender aos parâmetros determinados em cada monografia e evitar o carreamento da contaminação
para os produtos. Sendo assim, requer rigoroso controle de qualidade microbiológico, visto que, por
suas características intrínsecas e pelos processos envolvidos na sua produção, é altamente suscetível
à contaminação microbiana.
O PRef é estabelecido e distribuído por autoridades farmacopeicas, cujo valor atribuído a uma ou
mais de suas propriedades é aceito sem necessitar comparação com outro padrão, destinado ao uso
em ensaios específicos descritos nas monografias farmacopeicas. Incluem substâncias químicas de
referência, produtos biológicos, extratos e pós vegetais, radiofármacos, entre outros. A expressão
relacionada mais usada é: Substância Química de Referência Farmacopeica.
As SQR-FB são estabelecidas e monitoradas de acordo com os princípios da OMS, com a colaboração
de laboratórios públicos e privados, por meio de estudos interlaboratoriais que utilizam um protocolo
analítico previamente desenvolvido e validado, originando um produto de elevada qualidade, cujo
valor atribuído a uma ou mais de suas propriedades físicas e/ou químicas não necessita comparação
com outra SQR.
As SQR-FB são desenvolvidas para auxiliar na execução de ensaios descritos nas monografias da FB.
Seu grau de pureza pode variar de acordo com o ensaio ao qual se destina. O valor declarado é
específico para o ensaio descrito na FB.
As quantidades fornecidas em cada frasco de SQR-FB são adequadas para um determinado número
de análises, a fim de evitar problemas com a exposição excessiva do material. Contudo, as
quantidades e o seu valor destinam estimular o uso direto de SQR-FB, sem a necessidade do
estabelecimento de padrões derivados.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 801
Quando indicada a secagem do material antes do uso, esse procedimento nunca será realizado em sua
embalagem original, mas sim transferindo parte do material para outro recipiente. Após o uso, o
material dessecado não deve ser retornado ao frasco original, evitando possíveis contaminações.
A validade de determinado lote deve ser acompanhada pelo usuário através do sítio da Farmacopeia
Brasileira na internet, que informará o lote vigente, a retirada de lotes em uso e a disponibilidade de
novos lotes. Nesse sítio constam, também, as informações para a aquisição dos padrões de referência
farmacopeicos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 802
A diferença básica entre pigmentos e corantes está no tamanho de partícula e na solubilidade no meio
em que é inserido. Os pigmentos possuem, no geral, tamanho de partícula maior e são insolúveis em
água, enquanto que corantes são moléculas solúveis em água. Pode afirmar-se que os corantes são
empregados em soluções e os pigmentos em suspensões. Além disso, os pigmentos têm maior
estabilidade química e térmica que os corantes.
A solubilidade do corante pode ser determinada pela presença de certos grupos químicos na estrutura
do composto, os quais podem ocasionar as diferenciações entre pigmentos e corantes.
Os corantes utilizados são, na sua maioria, de origem sintética e podem ser, de modo geral,
classificados em um dos sete grupos químicos, descritos a seguir:
• Grupo Indigoide;
• Grupo Xantina;
• Grupo Azo:
• Grupo Nitro;
• Grupo Trifenilmetano;
• Grupo Quinolona;
• Grupo Antraquinona;
Os corantes também podem ser subdivididos em corantes azoicos (os que contêm grupamentos -N=N-
) e não azoicos (que pertencem a uma ampla variedade de classes químicas). A maioria dos corantes
de uso mais frequente é do tipo não azoico, sendo a eritrosina, o índigo / carmim e o amarelo de
quinolina os três mais amplamente conhecidos.
Dos pigmentos, dois são os tipos utilizados: óxido de ferro (preto, vermelho e amarelo), e dióxido de
titânio, que é branco e também é empregado no revestimento de comprimidos, para prevenir a
fotodegradação de componentes da formulação sensíveis à luz, ou ainda, para obter invólucros de
cápsulas opacos.
Os corantes podem ser classificados, de acordo com o Food and Drug Administration (FDA) em:
• corantes designados como Food, Drug and Cosmetics (FD&C) podem ser empregados em
alimentos, medicamentos e cosméticos;
• corantes designados como Drugs and Cosmetics (D&C) são autorizados para uso em medicamentos
e cosméticos;
• corantes D&C de uso externo apresentam emprego restrito aos medicamentos e cosméticos
aplicados externamente;
Aos medicamentos destinados à aplicação por via oral, retal, vaginal ou cutânea podem ser
adicionadas substâncias corantes constantes da relação a seguir (Tabela 1) ou da mistura destas
substâncias nos casos e em quantidades compatíveis com as boas práticas de fabricação farmacêutica.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 803
Na mesma tabela, são identificados corantes para uso em correlatos como: lentes de contato, suturas
em cirurgia geral, suturas em cirurgia oftálmica, lentes intraoculares (para coloração das alças),
cimento ósseo e lentes de contato gelatinosas (para identificar direito ou esquerdo).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 804
amarelo (1E,6E)-1,7-bis(4-hydroxy-3-
turmeric
Amarelo curcumina 458-37-7 curcumina; methoxyphenyl) hepta-1,6-diene-3,5- 75300 73615 E100 Utilizado em alimentos.
oleoresin
cúrcuma dione
7,8-dimethyl-10-[(2S,3S,4R)-2,3,4,5-
vitamina B2
Amarelo riboflavina 83-88-5 riboflavin tetrahydr0xypentyl] benzo[G]pteridine- N/C 73.450 E101 Utilizado em alimentos.
lactoflavina
2,4-dione
amarelo de
Utilizado em alimentos, cosméticos e medicamentos
tartrazina
aluminum; 4-[[3-carboxy-5-oxo-1-(4- de uso externo e interno.
laca de
tartrazina, sulfophenyl)-4H-pyrazol-4-YL]diazenyl] Não permitido em dispositivos médicos e formas
alumínio; FD&C yellow #5
Amarelo laca de 12225-21-7 benzenesulfonate; 4-[[3-carboxy-5-oxo- 19140:1 741.705 E102 farmacêuticas injetáveis.
amarelo 5 aluminum lake
alumínio 1-(4-sulfophenyl)-4H-pyrazol-4-YL] Produtos para uso humano por via oral, nasal, retal,
laca de
diazenyl] benzenesulfonate ou vaginal, ou para utilização na área dos olhos,
alumínio
devem declarar especificamente o corante no rótulo.
INS 103
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 806
acid blue 1;
food blue 3;
methylthioniniu
cloreto de azul de 3,7-bis(dimethylamino) phenothiazin-5- Utilizado em medicamentos, incluindo corante
Azul 61-73-4 m chloride; basic 52015
metiltionínio metileno ium chloride bacteriológico, indicado em contraste.
blue 9
Utilizado em medicamentos.
carbonato de carbonato de Não permitida utilização na área dos olhos, em
Branco 471-34-1 calcium caronate calcium carbonate 77220 731.070 N/C
cálcio cálcio dispositivos médicos e formas farmacêuticas
injetáveis.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 808
1,3,3-trimethyl-2-
Utilizado em medicamentos de uso externo
[(1E,3E,5E,7E,9E,11E,13E,15E,17E)-
(incluindo área dos olhos) e interno (excluindo área
beta laranja 3,7,12,16-tetramethyl-18-(2,6,6-
Laranja 7235-40-7 betacarotene 40800 731.095 E160E dos olhos).
caroteno alimento 5 trimethylcyclohexen-1-yl) octadeca-
Não permitida utilização em dispositivos médicos e
1,3,5,7,9,11,13, 15,17-
formas farmacêuticas injetáveis.
nonaenyl]cyclohexene
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 809
clorofila INS
Verde clorofila 1406-65-1 chlorophyll mistura de clorofilas A e B 75810 N/C E140(I) Utilizado em medicamentos e cosméticos.
140I
magnesium; 3-[18-(dioxidomethylidene)-
8-ethenyl-13-ethyl-3,7,12,17-tetramethyl-
Verde clorofilina 15611-43-5 INS 140II chlorophyllins 20-(2-oxido-2-oxoethyl)-2,3- 75810 N/C E140(II) Utilizado em medicamentos e cosméticos.
dihydroporphyrin-23-id-2-yl]propanoate;
hydron
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 810
Utilizado em cosméticos e medicamentos (incluindo
área dos olhos).
Pode ser usado para a coloração de nylon 66 e 6 de
disodium 5-methyl-2-[[4-(4-methyl-2- suturas cirúrgicas em cirurgia geral sujeito às
verde verde
Verde 4403-90-1 D&C green # 5 sulfonatoanilino)-9,10-dioxoanthracen-1- 61570 741.205 N/C seguintes restrições: a quantidade de aditivo de cor
brilhante alizarina
yl]amino] benzenesulfonate não exceda 0,6% , em peso, do fio de sutura; não ser
absorvido por tecidos circundantes.
Não permitida utilização em formas farmacêuticas
injetáveis.
ethyl-[4-[ [4-[ethyl-[(3-
sulfophenyl)methyl]amino]phenyl]-(4- Utilizado em alimentos e medicamentos de uso
verde
Verde verde rápido 2353-45-9 FD&C green # 3 hydroxy-2-sulfophenyl) methylidene]-1- 42053 741.203 N/C externo (incluindo área dos olhos).
alimento 3
cyclohexa-2,5-dienylidene]-(3- Não permitida utilização em suturas cirúrgicas e
sulfophenyl) methyl] azanium formas farmacêuticas injetáveis.
eritrosina
laca de
alumínio; Utilizado em alimentos (incluindo suplementos
dialuminum; 1’,3’,6’,8’-tetraiodo-3-
vermelho n. dietéticos), cosméticos e medicamentos de
eritrosina, oxospiro[2-benzofuran- 1,9'-xanthene]-
3 laca de FD&C red #3 administração oral.
Vermelho laca de 12227-78-0 2',7'-diolate; 1’,3’,6‘,8’-tetraiodo-3- 45430 741.303 E127
alumínio; aluminum lake Não permitida utilização na área dos olhos, em
alumínio oxospiro[2-benzofuran-1,9’- xanthene]-
eritrosina dispositivos médicos e formas farmacêuticas
2',7'-diolate
sódica laca injetáveis.
de alumínio
INS 127
FD&C
Utilizado em alimentos (incluindo suplementos
vermelho n. disodium (5E)-5-[(2-methoxy-5-methyl- 74.340
dietéticos), cosméticos e medicamentos em geral.
Vermelho vermelho 40 25956-17-6 40; vermelho FD&C red #40 4-sulfonatophenyl) hydrazinylidene]-6- 16035 74.1340 E129
Não permitido em dispositivos médicos e formas
alura AC oxonaphthalene-2-sulfonate 74.2340
farmacêuticas injetáveis.
INS 129
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 814
vermelho 40
laca de
laca de alumínio ou de cálcio e alumínio, Utilizado em alimentos (incluindo suplementos
vermelho 40, alumínio; 74.340
FD&C red #40 em substrato de sal dissódico do ácido 6- dietéticos), cosméticos e medicamentos em geral.
Vermelho laca de 68583-95-9 vermelho 16035:1 74.1340 E129
aluminum lake hidroxi-5-(2-metoxi-5-metil-4-sulfofenil) Não permitido em dispositivos médicos e formas
alumínio alura AC 74.2340
azo-2-naftalenossulfônico farmacêuticas injetáveis.
laca de
alumínio
vermelho 7
Utilizado em cosméticos e medicamentos em geral.
laca de
Em medicamentos a combinação de D&C RED # 6
vermelho 7, cálcio; D&C red #7 calcium (4Z)-4-[(4-methyl-2-
74.1307 e D&C RED # 7 não deve ser mais que 5mg/dose
Vermelho laca de 09/04/5281 vermelho calcium lake; sulfonatophenyl) hydrazinylidene]-3- 15850:1 N/C
74.2307 diária de medicamento.
cálcio lítio rubim D&C red # 7 oxonaphthalene-2-carboxylate
Não permitido na área dos olhos, em dispositivos
laca de
médicos e formas farmacêuticas injetáveis.
cálcio
(2S)-4-[2-[(2S)-2-carboxy-6-hydroxy-5-
vermelho de
vermelho [(2S,3R,4S,5S,6R)-3,4,5-trihydroxy-6-
beterraba; beet powder Utilizado em alimentos.
Vermelho beterraba, 7659-95-2 (hydroxymethyl)oxan-2-yl] oxy-2,3- N/C N/C E162
betanina INS beetroot red Não permitido para crianças.
betanina dihydroindol-1-yl] ethenyl]-2,3-
162
dihydropyridine-2,6-dicarboxylicacid
carmin de
3,5,6,8-tetrahydroxy-1-methyl-9,10-
cochonilha;
vermelho de carmine dioxo-7-[3,4,5-trihydroxy-6-
Vermelho 1260-17-9 carmin; 75470 731.100 E120 Utilizado em medicamentos em geral.
cochonilha cochineal (hydroxymethyl)-oxan-2-yl]anthracene-2-
natural red 4
carboxylic acid)
INS 120
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 815
ponceau 4R;
Utilizado em medicamentos e alimentos.
vermelho 2
trisodium (8Z)-7-oxo-8-[(4- Pode causar eczema, reações alérgicas e/ou
vermelho sulfonatonaphthalen-1-yl) intolerância, urticária, especialmente em indivíduos
Vermelho 2611-82-7 INS 124 ponceau 4R 16255 N/C E124
ponceau 4R hydrazinylidene]naphthalene-1,3- com intolerância a aspirina.
disulfonate Não permitido para crianças.
Proibido na Noruega e Estados Unidos.
1
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 817
O objetivo pretendido com esse capítulo é apresentar as informações básicas e necessárias para a
interpretação das monografias dos principais gases e misturas utilizados em Serviços de Saúde; dos
gases componentes das misturas utilizadas nos testes clínicos e dos gases utilizados na preservação
de material biológico.
Esse capítulo abrange os gases classificados pela ANVISA como medicamentos e os demais gases
utilizados em Serviços de Saúde e em laboratórios clínicos.
Os gases utilizados em Serviços de Saúde podem ser acondicionados comprimidos sob pressão;
liquefeitos sob alta pressão (pressão de vapor saturada); liquefeitos a baixa pressão (gases
criogênicos); ou produzidos no local de consumo.
As misturas podem consistir de duas ou mais substâncias ou uma substância ativa diluída em um gás
excipiente. A fórmula percentual (v/v) é obtida a partir das condições normais de temperatura e
pressão (CNTP). A densidade ou o fator de compressibilidade para cada gás sob condições padrão
(21 °C, 1 atm) são obtidos a partir de dados científicos.
Nas monografias estão descritos os métodos de análise e os padrões de referência para a garantia da
qualidade do produto fabricado e incluem detalhes do estado físico, peso molecular, número de
registro CAS (Chemical Abstracts Service), número de DCB (Denominação Comum Brasileira) da
pureza mínima, das impurezas e das características físicas e organolépticas para cada gás,
armazenamento e rotulagem.
APLICAÇÕES
Os gases medicinais descritos nesse capítulo representam os principais gases existentes no mercado.
Na prática médica, com o uso do oxigênio objetiva-se manter a respiração do paciente em condição
de saturação no sangue arterial igual ou superior a 90% v/v. Nas situações em que o oxigênio é
administrado diluído em outro gás, sua concentração mínima na mistura deve ser de 21% v/v. O
oxigênio medicinal é utilizado principalmente na terapia intensiva e nos procedimentos anestésicos,
como suporte ventilatório de pacientes com insuficiência respiratória de origens clínicas diversas.
Nas situações de emergências respiratórias agudas, possibilita a reanimação cardiorrespiratória de
pacientes. Em uso domiciliar, é utilizado na oxigenoterapia, nos casos de enfermidades pulmonares.
O oxigênio é também utilizado na terapia hiperbárica e como veículo na administração de
medicamentos por nebulização ou inalação.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 818
O óxido nitroso é utilizado na medicina e na odontologia como um gás analgésico e, quando associado
a outros agentes anestésicos nos procedimentos de anestesia, como um anestésico de potência regular.
Não deve ser administrado em altas concentrações (acima de 79% v/v) a pacientes, devido ao risco
de hipóxia. O óxido nitroso, nas misturas com diversas concentrações, é sempre diluído com oxigênio
medicinal. As principais aplicações do óxido nitroso medicinal estão nos procedimentos de anestesia
inalatória, sempre em conjunto com outros anestésicos voláteis, nos procedimentos odontológicos
como analgésico leve e como auxiliar no controle do nível de tensão de pacientes.
O dióxido de carbono é utilizado na área médica principalmente nas cirurgias endoscópicas, onde
atua como insuflador, como exemplo, na laparoscopia exploratória. Nas situações em que o gás é
misturado com oxigênio e nitrogênio, produz-se uma atmosfera próxima à fisiológica, aplicada na
criação de atmosferas anaeróbicas e aeróbicas, para culturas de micro-organismos. As misturas de
dióxido de carbono com nitrogênio ou com nitrogênio e oxigênio ou o gás de dióxido de carbono
puro, são utilizados para calibração de aparelhos de análise sanguínea e de difusão pulmonar.
O nitrogênio medicinal tem aplicação na prática médica no estado gasoso e no estado líquido
criogênico. No estado gasoso, é utilizado como agente de impulsão para equipamentos pneumáticos
nas cirurgias ortopédicas, neurológicas e outras. Como líquido criogênico é utilizado nos processos
de congelamento de hemoderivados, células e embriões, medula óssea e na conservação de órgãos.
Também pode ser utilizado nas técnicas cirúrgicas denominadas criocirurgias, por exemplo, em
tratamento cirúrgico de dermatoses infecciosas.
Com essa mistura tem-se como objetivo principal diminuir o nível de tensão do paciente e,
consequentemente, aumentar a tolerância à dor. A mistura de gás comprimido v/v 50% de N2O +
50% de O2 é utilizada em procedimentos de analgesia, tais como: trauma ortopédico; queimaduras;
tratamentos estéticos e pediátricos. Essa mistura não deve ser utilizada em equipamentos e
misturadores para procedimentos de analgesia, como óxido nitroso medicinal puro ou oxigênio
medicinal puro.
MÉTODOS DE FABRICAÇÃO
Ar comprimido medicinal
Por meio de compressores. O ar atmosférico pode ser comprimido por meio de bombas e
compressores. O ar atmosférico comprimido é obtido a partir de compressores onde o ar atmosférico
é succionado e comprimido. Os pontos de sucção devem estar fora de locais contaminados, como por
exemplo, fontes de combustão, escapamento de veículos, lixo hospitalar e ou ambientes com descarga
de saída de dutos de ar condicionado e outros pontos de descarga. É necessário investimento em
compressores, filtros, secadores e outros equipamentos que lhe dão a qualidade adequada ao uso.
Ar sintético medicinal
O processo de fabricação do ar sintético para uso medicinal é composto de uma mistura binária de
oxigênio e nitrogênio grau medicinal. O oxigênio é introduzido nos cilindros e em seguida é
adicionado o nitrogênio. A introdução do nitrogênio e em seguida do oxigênio não altera nem
modifica a composição final, devendo ficar a sua concentração final em conformidade com a
monografia desse compêndio.
A fabricação do óxido nitroso medicinal, também conhecido como protóxido de azoto, protóxido de
nitrogênio, gás hilariante ou gás do riso, ocorre a partir da decomposição térmica do nitrato de
amônio. O nitrato de amônio é transportado em duas formas: em escamas sólidas acondicionadas em
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 820
O óxido nitroso é purificado em torres com permanganato de potássio, ácido sulfúrico e hidróxido de
sódio. O óxido nitroso purificado é armazenado em tanques fixos onde ocorre a transferência para os
caminhões tanques ou então utilizados para envasamentos em cilindros, ambos destinados à aplicação
final.
Trata-se de uma mistura gasosa comprimida, homogeneizada, acondicionada sob alta pressão. O
processo de fabricação da mistura binária para uso medicinal é realizado pela adição de oxigênio
medicinal ao óxido nitroso medicinal. O óxido nitroso medicinal é inicialmente introduzido no
cilindro, seguido pela adição do oxigênio medicinal. A introdução do oxigênio medicinal e em
seguida do óxido nitroso medicinal não altera nem modifica a composição final, porém, a pressão
final da mistura será reduzida em função da pressão crítica do óxido nitroso.
O oxigênio 93% v/v para o uso hospitalar pode ser obtido por sistema concentrador de oxigênio
(SCO). Nesse sistema, o concentrador de oxigênio é instalado nas dependências do Serviço de Saúde
e possibilita a concentração do oxigênio ao submeter o ar atmosférico a uma peneira molecular sob
baixa pressão. O processo retém nitrogênio do ar que será descartado e possibilita que o oxigênio, na
concentração nominal de 93% v/v, atravesse o leito adsorvente (peneira molecular) como produto.
Para a utilização em Serviços de Saúde, é indispensável a monitoração da concentração do oxigênio
(por meio de analisadores de oxigênio) durante os procedimentos.
MANUSEIO E SEGURANÇA
Para os gases medicinais há diversas recomendações para seu manuseio apropriado de forma a
garantir a segurança na utilização dos produtos. Existem recomendações específicas que variam
conforme o tipo de acondicionamento e o tipo do gás medicinal.
Os cilindros para gases medicinais, por se constituírem de um recipiente cilíndrico estreito e pesado,
devem sempre ser utilizados na posição vertical, devidamente fixados ou sobre suportes na sua base.
Permite-se exceção aos cilindros destinados para transporte, em que suas dimensões e pesos são
menores.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 821
Dependendo do tipo de gás, podem ser altamente comburentes, asfixiantes ou tóxicos. Recomenda-
se que o ambiente de utilização dos gases medicinais possua boa ventilação natural ou uma boa
renovação do sistema de ar ambiente.
As monografias de gases medicinais da Farmacopeia Brasileira requerem que os padrões usados para
as determinações analíticas sejam materiais de referência certificados (MRC), com rastreabilidade
metrológica declarada. Estes MRC são produzidos por institutos de metrologia de diversos países ou
por organizações, brasileiras ou estrangeiras, reconhecidas como produtores de materiais de
referência certificados. Na ausência destes MRC, podem ser utilizados outros materiais de referência
(MR) produzidos de acordo com normas e guias internacionalmente reconhecidos, como ISO 17034
- General requirements for the competence of reference material producers.
FORMAS DE ACONDICIONAMENTO
Envase ou enchimento
São, usualmente, fabricados em material metálico, como por exemplo o aço carbono ou o alumínio,
sem costuras ou emendas e equipados com válvulas em seu topo. Tais válvulas possuem conexões
com roscas diferenciadas para cada tipo de gás de forma a impedir a aplicação indevida do gás. As
roscas dessas conexões são de diâmetros e passos diferentes, internas ou externas, à direita ou à
esquerda para minimizar a possibilidade de se conectar cilindros contendo gases incompatíveis com
a aplicação.
Os cilindros para gases possuem diferentes tamanhos e suportam diferentes níveis de pressão, que
determinam a capacidade de armazenamento do gás na forma comprimida. Normalmente o gás puro
é armazenado nos cilindros numa faixa entre 125 a 200 bar podendo, entretanto, variar em faixas
maiores ou menores para algumas aplicações específicas. Em cilindros para gases podem existir gases
medicinais na forma comprimida, sob alta pressão, ou na forma liquefeita, onde o produto é envasado
como líquido e consumido na forma gasosa.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 822
A confecção dos cilindros segue normas internacionais DOT 3AA, DOT 3A e normas brasileiras
ABNT EB 1199, ABNT EB 926 e outras, proporcionando segurança para as pessoas que os
manuseiam conforme os procedimentos corretos de segurança.
(1) Válvula; (1a) Volante da válvula; (1b) Conexão CGA; (1c) Dispositivo de segurança; (2) Capacete do cilindro; (3)
Colarinho; (4) Especificação da fabricação do cilindro; (5) Número de série; (6) Número de registro do fabricante no
DOT; (7) Capacidade hidráulica; (8) Tara do cilindro; (9) Símbolo do fabricante; (10) Data do último teste de pressão
hidrostática; (11) Código da entidade certificadora; (12) Processo de fabricação; (13) Pressão máxima de serviço
A válvula é a parte do conjunto menos robusta, por isso, quando o cilindro não estiver em uso,
recomenda-se mantê-lo com o capacete ou outro dispositivo de proteção para protegê-la em caso de
queda do cilindro ou outros imprevistos. Na Figura 2 há um exemplo de uma válvula de cilindro
utilizada para gases medicinais.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 823
Tanques criogênicos
Em algumas situações, o gás medicinal é utilizado sob a forma líquida, como por exemplo, para
gotejamento de nitrogênio para tratamentos dermatológicos ou para armazenamento de nitrogênio
líquido para conservação de amostras biológicas de longa preservação.
Os tanques criogênicos podem ser do tipo fixo ou estacionário. Os tanques criogênicos fixos são
instalados em serviços de saúde e são reabastecidos com gases medicinais por meio de caminhões
tanque. O reabastecimento dos tanques criogênicos móveis, contendo gases medicinais na forma
líquida, não é realizado no Serviço de Saúde, pois são substituídos após o consumo.
Dispositivo de segurança
Os gases medicinais acondicionados nas formas descritas acima devem estar em equipamentos com
dispositivos de segurança que possibilitem aliviar a pressão gasosa, caso ocorra uma elevação acima
do previsto, evitando assim acidentes graves. A pressão de alívio ou ruptura desses dispositivos é
calculada em função das características do gás e do cilindro em questão. Basicamente, há quatro tipos
de dispositivos de segurança:
Bujão fusível. Contém liga de baixo ponto de fusão que em caso de aquecimento do cilindro
possibilita a passagem do gás.
Disco de ruptura. É um disco metálico calculado para romper-se à determinada pressão e possibilitar
o esgotamento total do cilindro ou do tanque.
FORMAS DE TRANSPORTE
Os gases medicinais liquefeitos são transportados em caminhões tanques, que se constituem de duas
câmaras, uma dentro da outra, isolados por vácuo e outros revestimentos que garantem a conservação
da temperatura a níveis criogênicos. Com os gases medicinais transportados dessa forma se realiza o
abastecimento dos tanques criogênicos fixos instalados nos serviços de saúde.
Estão relacionados a seguir alguns cuidados que devem ser obedecidos no transporte de cilindro de
gases:
• ao manusear os cilindros, deve manter-se as mãos e as luvas isentas de óleo ou graxa;
• proteger os cilindros contra choques. Não os deixar cair e sofrer impactos;
• transportar os cilindros sempre com o dispositivo de proteção da válvula;
• nunca os utilizar como roletes ou suportes de apoio, mesmo vazios;
• não elevar ou transportar os cilindros por meio de cabos de aço adaptados à válvula e/ou ao capacete;
• verificar, antecipadamente, se todas as válvulas estão completamente fechadas e se não existem
vazamentos;
• desconectar dos cilindros todos os equipamentos (reguladores, mangueiras) antes de seu transporte;
• todos os cilindros devem ser adequadamente fixados nos veículos, sempre em posição vertical.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 825
Ressalta-se, ainda, que os aspectos científicos e técnicos apresentados estão em consonância com
aqueles preconizados internacionalmente, bem como com a regulamentação técnica vigente no Brasil
relacionada aos temas abordados. Nesse contexto, é importante salientar que os atos de registro e pós-
registro de medicamentos são responsabilidade da autoridade sanitária competente.
BIOISENÇÃO
O SCB foi proposto por Amidon e colaboradores em 1995 e consiste de quatro classes de acordo com
as características de solubilidade e permeabilidade do IFA (Quadro 1).
I Alta Alta
II Baixa Alta
IV Baixa Baixa
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 826
Um IFA é considerado altamente solúvel quando sua maior dose administrada oralmente como uma
forma farmacêutica de liberação imediata (dose máxima por administração descrita em bula)
solubiliza-se completamente em até 250 mL de cada uma das soluções tampão utilizadas dentro da
faixa de pH fisiológico (1,2 a 6,8), a (37 ± 1) ºC. Insumos farmacêuticos ativos de alta permeabilidade
são aqueles cuja extensão da absorção em humanos é igual ou superior a 85%.
SOLUBILIDADE EM EQUILÍBRIO
A solubilidade em equilíbrio de um IFA é um tipo de equilíbrio dinâmico que ocorre quando o IFA
no estado sólido está em equilíbrio com a sua solução. Pode ser obtida pela determinação da
concentração do IFA em uma solução saturada, após determinado tempo e sob agitação.
No método da agitação orbital em frasco, mais conhecido como “shake flask”, a solubilidade em
equilíbrio é avaliada por meio da adição de excesso do IFA a ter sua solubilidade determinada em
soluções aquosas tamponadas com pH entre 1,2 e 6,8. Deve-se adicionar o IFA à solução aquosa e
submeter à agitação em velocidade e temperatura controladas. Após ser atingido o estado de equilíbrio
da solução saturada, a solubilidade em equilíbrio pode ser determinada. Para confirmação da obtenção
do equilíbrio entre as fases, a solubilidade deve ser constante em determinações realizadas em tempos
consecutivos. Durante os experimentos, não retirar alíquotas da solução tampão que, ao serem
somadas, ultrapassem 10% do volume total de solução, pois, ao realizar a reposição do volume
retirado, pode ocorrer diluição. Esse procedimento é necessário para manter a hidrodinâmica do
sistema e a quantidade de IFA acima do ponto de saturação.
Para os estudos de solubilidade, algumas regras devem ser observadas: elevada pureza dos solventes;
manutenção da temperatura a 37 °C durante todo o experimento; a saturação deve ser atingida e o
método para quantificação do analito na solução saturada deve ser validado. Imediatamente após a
coleta de alíquota de meio contendo o analito, é necessária a filtração, certificando-se de que não
ocorra adsorção do IFA pelos componentes do sistema de filtração.
Para insumos farmacêuticos ativos reconhecidamente de alta solubilidade (classes I e III do SCB),
pode haver necessidade de grande quantidade de IFA para observar a formação de sólido não
dissolvido. Nesses casos, para evitar o uso de grande quantidade do IFA, é aceitável a demonstração
de que a dose máxima do IFA por administração descrita em bula se dissolva em até 250 mL das três
soluções tampão na faixa de pH fisiológico estabelecida.
Parte experimental
Equipamento: agitador (tipo shaker) com movimentação orbital, por mancais e eixo excêntrico com
controle de temperatura ajustado para 37,0 ºC e variação de, no máximo, 1,0 ºC.
Soluções tampão: para a determinação da solubilidade em equilíbrio, devem ser utilizados: solução
de HCl 0,1 M ou fluido gástrico simulado sem enzimas pH 1,2; solução tampão acetato 0,05 M pH
4,5 e solução tampão fosfato de pH 6,8 ou fluido intestinal simulado sem enzimas pH 6,8 descritos
em Reagentes (14). Caso as soluções tampão descritas não sejam adequadas por motivos de natureza
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 827
física ou química, outras soluções tampão podem ser utilizadas mantendo-se os valores de pH
especificados, desde que tecnicamente justificado.
PROCEDIMENTO
A partir dos dados de solubilidade do IFA disponíveis na literatura, pesar um excesso de, no mínimo,
10% em massa e transferir para erlenmeyer contendo volume adequado das soluções tampão pH 1,2;
4,5 e 6,8. Verificar a presença de sólido não dissolvido.
No caso de ausência de dados de solubilidade em literatura, pesar quantidade suficiente para verificar
a presença de sólido não dissolvido. Homogeneizar e medir o valor de pH e, caso ocorra alteração em
relação ao valor de pH da solução tampão sem o IFA, utilizar uma solução cuja capacidade
tamponante mantenha o valor de pH especificado para o meio. Tampar o erlenmeyer e adaptá-lo ao
agitador orbital.
Ajustar a temperatura para (37,0 ± 1,0) °C e a velocidade de agitação entre 50 e 150 rpm. A velocidade
de agitação deve ser estabelecida de acordo com o volume de meio, de modo a favorecer o equilíbrio
entre as fases, porém evitando a formação de vórtice. Ao retirar alíquotas e realizar a reposição da
solução, evitar que a soma dos volumes repostos ultrapasse 10% do total de meio. Após esse
procedimento, filtrar a alíquota e quantificar o IFA.
Determinar a quantidade de IFA dissolvido em função do tempo e traçar um gráfico, que apresentará
uma linha ascendente seguida de um platô, que irá indicar o equilíbrio entre o IFA dissolvido e a
solução saturada. A determinação da solubilidade deverá ser realizada no tempo e com a quantidade
de IFA utilizados para atingir o platô definido neste ensaio. Medir o valor de pH das soluções tampão
após a definição do tempo para obtenção do equilíbrio.
Pesar, com exatidão, no mínimo em triplicata, para cada condição de pH que será avaliada, quantidade
de IFA, no mínimo, 10% acima da massa determinada durante o ensaio preliminar e transferir para
erlenmeyer contendo volume adequado de soluções tampão pH 1,2; 4,5 e 6,8. Homogeneizar e medir
o valor de pH. Retirar alíquota e quantificar o IFA. Adaptar os erlenmeyers ao agitador orbital, ajustar
a temperatura para (37,0 ± 1,0) °C e a velocidade de agitação. Coletar alíquota da solução
sobrenadante no tempo previamente determinado, no qual o equilíbrio foi estabelecido. Filtrar e
quantificar o IFA por meio de método previamente validado e indicativo de estabilidade. Anotar o
valor de pH da solução ao final do experimento. Não deve ocorrer variação superior a 0,1 unidade
entre o pH medido no início e final do teste. O pH do meio não deve ser ajustado durante o
procedimento, uma vez que pode deslocar o equilíbrio de dissociação, alterando a solubilidade.
Cálculos
Determinar a solubilidade em mg/mL. Calcular o desvio padrão relativo (DPR) entre os resultados de
solubilidade obtidos. Os resultados de DPR devem ser de, no máximo, 5% entre as replicatas de cada
condição de ensaio.
Para classificação do IFA quanto à solubilidade, de acordo com o SCB, é necessário calcular a razão
entre a dose máxima do IFA por administração descrita em bula de uma única vez (em mg) e a sua
solubilidade (em mg/mL). Com resultados menores ou iguais a 250 mL, o IFA é classificado como
de alta solubilidade. Resultados maiores que 250 mL indicam que o IFA é de baixa solubilidade.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 828
Deve-se validar o método analítico para quantificação do IFA nos três meios utilizados. Para tal deve
observar-se a adequação dos resultados dos seguintes parâmetros de validação: linearidade, precisão,
exatidão, limite de quantificação e seletividade. É necessário também atestar que o método proposto
é capaz de quantificar o IFA independentemente de possíveis produtos de degradação originados
durante os experimentos.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 829
Há grandes vantagens com a aplicação desses ensaios, mas é necessário um entendimento adequado
do seu potencial de aplicação e uma prévia e criteriosa validação devidamente documentada.
TIPOS DE TESTES
Os testes microbiológicos alternativos podem ser agrupados em quantitativos, qualitativos e de
identificação. Os testes quantitativos são aqueles utilizados quando se tem como objetivo determinar
a quantidade de micro-organismos em uma amostra. Com os testes qualitativos evidencia-se a
presença ou ausência de micro-organismos. Os testes de identificação, por sua vez, são utilizados com
objetivo de caracterizar o micro-organismo presente.
PRINCIPAIS MÉTODOS
Métodos baseados no crescimento
Bioluminescência. A adenosina trifosfato (ATP) está presente em todas as células vivas e sua
detecção é um indicador da presença de micro-organismos viáveis. O ensaio consiste em extrair ATP
das células microbianas, seguido pelo ensaio quantitativo ou qualitativo utilizando-se o sistema
enzimático luciferina/luciferase e medir a luz gerada por um luminômetro, ou uma câmera com
dispositivo de carga acoplado. A luz relativa (medida em unidade relativa de luz - URL) é diretamente
proporcional à quantidade de ATP presente na amostra e depende de fatores como a sensibilidade dos
reagentes e o número de micro-organismos presentes. No caso de reduzido número de micro-
organismos na amostra, isso é, menos que 102 - 103, pode haver necessidade de uma etapa de pré-
incubação do sistema. Pode ser necessário ainda aprimorar as etapas de preparação da amostra para
reduzir a presença de ATP não microbiano, empregando-se, por exemplo, um pré-tratamento da
amostra com as enzimas apirase ou somase. A extração ideal do ATP deve ser rápida e ativa, a fim
de evitar sua degradação, garantindo assim parâmetros eficientes de sensibilidade e reprodutibilidade.
Como a reação que gera bioluminescência é de natureza enzimática, está sujeita a interferências de
produtos que possam inibir ou diminuir a atividade enzimática, devendo ser investigada durante a
validação do processo.
Epifluorescência direta. Nesse método, assim como na citometria de fase sólida, as amostras são
filtradas e coradas com um indicador de viabilidade fluorescente, como o corante alaranjado de
acridina ou o 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI). Os micro-organismos são detectados por
microscopia epifluorescente. A epifluorescência possibilita a detecção rápida de micro-organismos e
sua sensibilidade depende do volume filtrado e do número de campos examinados. Sistemas com
análise de imagens aumentam a utilidade do método. A técnica de filtração epifluorescente direta é
aplicável a produtos líquidos e fluidos de baixa viscosidade, podendo também ser aplicável a produtos
particulados previamente diluídos. Uma modificação desse método emprega amostragem usando uma
folha adesiva para a coleta de células de superfície, coloração na folha e subsequente observação
direta em microscópio epifluorescente.
Englobam métodos nos quais a expressão de alguns componentes celulares fornece a medida indireta
da presença microbiana. Há alto grau de especificidade e possibilitam resultados rápidos. Pode ser
necessário elevado número de células.
Fenotípico
O teste ELISA (do inglês Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, ensaio de imunoabsorção ligado à
enzima) é uma técnica de marcação para indicar presença ou ausência de um anticorpo ou antígeno.
Nessa técnica há pelo menos um anticorpo com especificidade para um antígeno em particular. A
amostra contendo o antígeno é imobilizada em um suporte sólido (normalmente placa de
microtitulação em poliestireno). Após a imobilização do antígeno o anticorpo ligado a uma enzima é
adicionado e forma um complexo com o antígeno. Em seguida, é adicionado um substrato enzimático
que produz um sinal visível, em geral por mudança de cor, que indica a presença de antígeno na
amostra.
Perfil de ácidos graxos. O perfil de ácidos graxos celular é único e estável, com alto grau de
homogeneidade e reprodutibilidade dentro de um grupo taxonômico. A diferenciação e identificação
de grande variedade de micro-organismos podem ser feitas por meio da quantidade e tipos de ácidos
graxos extraídos da amostra microbiana. Os ácidos graxos de cadeia ramificada são comuns em
muitas bactérias Gram-positivas, enquanto que as bactérias Gram-negativas são compostas
predominantemente de ácidos graxos de cadeia linear. O isolado é cultivado em meio de cultura
padrão, sendo importante o uso de culturas de entre 22 e 26 horas, para garantir que as células estejam
em fase de crescimento exponencial. Os ácidos graxos são extraídos por processo de saponificação,
seguido de metilação para convertê-los no respectivo éster metílico (FAME – Fatty Acid Methyl
Ester), que é extraído da fase aquosa pelo uso de solvente orgânico e o extrato resultante é analisado
por cromatografia gasosa de alta resolução. O perfil de ésteres metílicos dos ácidos graxos extraídos
de uma amostra é comparado com isolados conhecidos, num banco de dados. Essa técnica requer alto
grau de padronização, incluindo os meios de cultura, temperatura de incubação e condições de
operação.
Testes preliminares de diferenciação, como a coloração de Gram, possibilitam decidir pela utilização
adequada da série de reações bioquímicas e/ou enzimáticas. Normalmente suspensões microbianas
são testadas usando kits de testes bioquímicos. Esses ensaios requerem colônias puras com até 3 dias
de cultivo. O sistema é de fácil operação, mas a interpretação dos resultados pode ser subjetiva. O
resultado pode ser rápido, dependendo do sistema usado e do micro-organismo investigado.
Genotípico
O objetivo principal pretendido com esse item é fornecer orientações gerais para a validação de
métodos microbiológicos alternativos, para demonstrar a não inferioridade entre esse e o tradicional.
Antes da validação formal, deve ser realizada avaliação crítica do método alternativo que se deseja
validar. Alguns aspectos devem ser verificados, como a compatibilidade do método alternativo com
o produto e sua adequabilidade à rotina. Além disso, é necessário avaliar o processo produtivo para
identificar as possíveis fontes de contaminação microbiana e seu perfil microbiológico. Essa
avaliação deve levar em consideração, por exemplo, os micro-organismos isolados das matérias-
primas; o controle em processo ou no desenvolvimento do processo; o monitoramento ambiental;
bem como os micro-organismos de crescimento lento e os micro-organismos contaminantes comuns
ao produto, relatados na literatura. Essa avaliação será importante para determinar as amostras mais
adequadas e identificar os tipos e número de micro-organismos associados com o processo que devem
ser abordados na validação do novo método. Independente do novo método a ser validado, o
equipamento, quando utilizado, incluindo o hardware e o software do computador, deve ser
qualificado/validado de acordo com as Boas Práticas. Alguns métodos alternativos dependem do uso
de banco de dados. A extensão da cobertura desse banco precisa estar descrita no objetivo pretendido
com a validação. Conforme a natureza do ensaio microbiológico os parâmetros de validação seguem
a Tabela 1.
Na validação do método alternativo, a não inferioridade em relação ao método tradicional deve ser
comprovada. Com esse atributo tem-se como propósito demonstrar que o método alternativo não é
menos sensível e é tão eficaz quanto o método tradicional, considerando uma margem de tolerância
fixada previamente, denominada margem de não inferioridade (M).
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 835
A não inferioridade de um método alternativo (A) em relação ao método tradicional (T) é estabelecida
a partir da construção de intervalos de confiança bilaterais, IC 95%, ou unilaterais, IC 97,5%, nos
quais o limite superior para a diferença T - A é menor que a margem (M).
As hipóteses, nula (H0) e alternativa (H1), relativas aos estudos de não inferioridade são,
respectivamente:
PARÂMETROS
Especificidade
Limite de detecção
O limite de detecção é o menor número de micro-organismos em uma amostra que pode ser detectado
sob as condições experimentais estabelecidas. Refere-se ao número de micro-organismos presentes
na amostra original antes de qualquer diluição ou incubação.
O método alternativo e o método tradicional devem ser avaliados usando um inóculo contendo uma
baixa concentração de micro-organismos. A concentração desse inóculo deve ser ajustada ao longo
do estudo para que pelo menos 50% dos resultados obtidos pelo método tradicional seja positivo. Um
número mínimo de cinco replicatas deve ser utilizado para cada concentração escolhida.
A não inferioridade com o método tradicional deve ser demonstrada por meio da comparação
estatística do número de resultados positivos e negativos obtidos entre os dois métodos. O teste de
Chi-Quadrado pode ser utilizado para esse propósito. O limite de detecção atingido deve ser
compatível com a finalidade proposta para o método, como por exemplo, deve haver significante
confiança para que um método proposto para a análise de esterilidade seja capaz de detectar 1 UFC
na amostra a ser testada.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 836
Limite de quantificação
Exatidão
Para demonstrar a não inferioridade, nos dois métodos, não é necessário obter graus de recuperação
estatisticamente iguais. A verificação de que os resultados obtidos com o método alternativo atendem
ao critério de aceitação é suficiente na maioria das vezes. Entretanto, os resultados obtidos com o
método alternativo podem ser comparados com os resultados com o método tradicional para
determinar qual é mais exato. Para tanto a normalidade dos dados deve ser verificada por meio de
algum teste estatístico para esse fim. Uma vez encontrada a normalidade dos dados pode ser realizado
o teste F de Snedecor, para verificar a igualdade das variâncias. Caso essas sejam iguais, a
comparação das médias de recuperação pode ser realizada pelo teste de T de Student ou Análise de
Variância (ANOVA).
Precisão
A precisão deve ser determinada com, no mínimo, duas concentrações, sendo uma situada no limite
de quantificação e outra no limite da especificação do produto para cada micro-organismo e em 10
replicatas para cada concentração. Para a avaliação da precisão intermediária, o experimento deve ser
repetido em outro dia de trabalho.
Para os testes de identificação, a precisão deve ser determinada com 10 replicatas em dias diferentes
de trabalho.
Geralmente, valores menores que 30% para o coeficiente de variação demonstram uma precisão
aceitável para os métodos. A não inferioridade, entretanto, entre o método alternativo e o tradicional
deve ser demonstrada por meio de um teste estatístico apropriado.
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 837
Linearidade
Esse parâmetro deve ser determinado com, no mínimo, cinco concentrações microbianas para cada
micro-organismo e em cinco replicatas para cada concentração.
Deve-se atentar para as limitações dos métodos existentes, tanto para o método alternativo quanto
para o tradicional, para que as concentrações utilizadas não produzam resultados sobrepostos.
Portanto, ajustes no número de concentrações podem ser realizados caso o limite de trabalho seja
restrito.
A avaliação da linearidade pode ser realizada por meio do cálculo do quadrado do coeficiente de
correlação, r2, a partir de uma análise de regressão linear dos dados gerados. Apesar do coeficiente
de correlação não fornecer uma estimativa da linearidade, ele é comumente aplicado para dar uma
ideia de relação. O método alternativo não deve possuir um valor de r2 menor do que 0,95.
Intervalo
O intervalo é a faixa entre a menor e a maior concentração de micro-organismos que tenham sido
determinadas com precisão, exatidão e linearidade seguindo as instruções no método. O intervalo é
determinado a partir dos estudos de precisão, exatidão e linearidade.
Robustez
A robustez é o grau de reprodutibilidade dos resultados obtidos no teste por análise da mesma amostra
com variações das condições normais do teste, tais como: instrumentos, lotes de reagentes e
laboratórios. Possibilita estabelecer a viabilidade da técnica face às variações deliberadas nos
parâmetros operacionais.
PRINCIPAIS APLICAÇÕES
A escolha do método microbiológico alternativo requer o conhecimento sobre a sua base científica e
deve considerar a finalidade do teste e a sua compatibilidade com o produto a ser analisado. Na
Tabela 2, estão relacionadas orientações/sugestões de aplicações dos métodos disponíveis.
A Tabela A.1 é recomendada pela International Union of Pure and Applied Chemistry – IUPAC,
2016. As massas atômicas se baseiam na massa do 12C = 12.
Note que o índice de refração e a permeabilidade relativa são exemplos de grandezas adimensionais,
para as quais a unidade do SI é o número um (1), embora esta unidade não seja escrita.
Algumas unidades derivadas recebem nome especial, sendo esse simplesmente uma forma compacta
de expressão de combinações de unidades de base que são usadas frequentemente. Então, por
exemplo, o joule, símbolo J, é por definição, igual a m2 kg s-2. Existem atualmente 22 nomes especiais
para unidades aprovados para uso no SI, que estão listados na Tabela B.3.
Embora o hertz e o becquerel sejam iguais ao inverso do segundo, o hertz é usado somente para
fenômenos cíclicos, e o becquerel, para processos estocásticos no decaimento radioativo.
A unidade de temperatura Celsius é o grau Celsius, oC, que é igual em magnitude ao kelvin, K, a
unidade de temperatura termodinâmica. A grandeza temperatura Celsius t é relacionada com a
temperatura termodinâmica T pela equação t/oC = T/K – 273,15.
O sievert, também, é usado para as grandezas: equivalente de dose direcional e equivalente de dose
individual.
Os quatro últimos nomes especiais das unidades da Tabela B.3 foram adotados especificamente para
resguardar medições relacionadas à saúde humana.
Para cada grandeza, existe somente uma unidade SI (embora possa ser expressa frequentemente de
diferentes modos, pelo uso de nomes especiais). Contudo, a mesma unidade SI pode ser usada para
expressar os valores de diversas grandezas diferentes (por exemplo, a unidade SI para a relação J/K
pode ser usada para expressar tanto o valor da capacidade calorífica como da entropia). Portanto, é
importante não usar a unidade sozinha para especificar a grandeza. Isto se aplica tanto aos textos
científicos como aos instrumentos de medição (isto é, a leitura de saída de um instrumento deve
indicar a grandeza medida e a unidade).
Quando os prefixos são usados, o nome do prefixo e o da unidade são combinados para formar uma
palavra única e, similarmente, o símbolo do prefixo e o símbolo da unidade são escritos sem espaços,
para formar um símbolo único que pode ser elevado a qualquer potência. Por exemplo, pode-se
escrever: quilômetro, km; microvolt, μV; femtosegundo, fs; 50 V/cm = 50 V(10-2 m)-1 = 5000 V/m.
Quando as unidades de base e as unidades derivadas são usadas sem qualquer prefixo, o conjunto de
unidades resultante é considerado coerente. O uso de um conjunto de unidades coerentes tem
vantagens técnicas. Contudo, o uso dos prefixos é conveniente porque ele evita a necessidade de
empregar fatores de 10n, para exprimir os valores de grandezas muito grandes ou muito pequenas.
Por exemplo, o comprimento de uma ligação química é mais convenientemente expresso em
nanômetros, nm, do que em metros, m, e a distância entre Londres e Paris é mais convenientemente
expressa em quilômetros, km, do que em metros, m.
O quilograma, kg, é uma exceção, porque embora ele seja uma unidade de base o nome já inclui um
prefixo, por razões históricas. Os múltiplos e os submúltiplos do quilograma são escritos combinando-
se os prefixos com o grama: logo, escreve-se miligrama, mg, e não microquilograma, μkg.
UNIDADES FORA DO SI
O SI é o único sistema de unidades que é reconhecido universalmente, de modo que ele tem uma
vantagem distinta quando se estabelece um diálogo internacional. Outras unidades, isso é, unidades
não SI, são geralmente definidas em termos de unidades SI. O uso do SI, também, simplifica o ensino
da ciência. Por todas essas razões o emprego das unidades SI é recomendado em todos os campos da
ciência e da tecnologia.
Embora algumas unidades não SI sejam ainda amplamente usadas, outras, a exemplo do minuto, da
hora e do dia, como unidades de tempo, serão sempre usadas porque elas estão arraigadas
profundamente na nossa cultura. Outras são usadas, por razões históricas, para atender às
necessidades de grupos com interesses especiais, ou porque não existe alternativa SI conveniente.
Os cientistas devem ter a liberdade para utilizar unidades não SI se eles as considerarem mais
adequadas ao seu propósito. Contudo, quando unidades não SI são utilizadas, o fator de conversão
para o SI deve ser sempre incluído. Algumas unidades não SI estão listadas na Tabela B.5, com o
seu fator de conversão para o SI.
Os símbolos das unidades começam com letra maiúscula quando se trata de nome próprio (por
exemplo, ampere, A; kelvin, K; hertz, Hz; coulomb, C). Nos outros casos eles sempre começam com
letra minúscula (por exemplo, metro, m; segundo, s; mol, mol). O símbolo do litro é uma exceção: a
letra maiúscula é usada para evitar confusão entre a letra minúscula l e o número um (1). O símbolo
da milha náutica é apresentado aqui como M; contudo não há um acordo geral sobre nenhum símbolo
para a milha náutica.
Na Tabela B.6 estão listados outros exemplos de unidades fora do SI e de uso, ainda corrente, mas
que devem ser evitadas. Quando mencionadas num documento convém indicar sua equivalência com
a unidade SI.
Os símbolos das unidades são impressos em tipo romano (vertical), independentemente do tipo usado
no restante do texto. Eles são entidades matemáticas e não abreviaturas. Eles nunca são seguidos por
um ponto (exceto no final de uma sentença) nem por um s para formar o plural. É obrigatório o uso
da forma correta para os símbolos das unidades, conforme ilustrado pelos exemplos apresentados na
publicação completa do SI. Algumas vezes os símbolos das unidades podem ter mais de uma letra.
Eles são escritos em letras minúsculas, exceto que a primeira letra é maiúscula quando o nome é de
uma pessoa. Contudo, quando o nome de uma unidade é escrito por extenso, deve começar com letra
minúscula (exceto no início de uma sentença), para distinguir o nome da unidade do nome da pessoa.
Ao se escrever o valor de uma grandeza, como o produto de um valor numérico e uma unidade,
ambos, o número e a unidade devem ser tratados pelas regras ordinárias da álgebra. Por exemplo, a
equação T = 293 K pode ser escrita igualmente T/K = 293. Esse procedimento é descrito como o uso
do cálculo de grandezas, ou a álgebra de grandezas. Às vezes essa notação é útil para identificar o
Farmacopeia Brasileira, 6ª edição 849
cabeçalho de colunas de tabelas, ou a denominação dos eixos de gráficos, de modo que as entradas
na tabela ou a identificação dos pontos sobre os eixos são simples números.
Na formação de números o marcador decimal pode ser ou um ponto ou uma vírgula, de acordo com
as circunstâncias apropriadas. Para documentos na língua inglesa é usual o ponto, mas no Brasil e
para muitas línguas da Europa continental e em outros países, a vírgula é de uso mais comum.
Quando um número tem muitos dígitos é usual grupar-se os algarismos em blocos de três, antes e
depois da vírgula, para facilitar a leitura. Isso não é essencial, mas é feito frequentemente, e
geralmente é muito útil. Quando isso é feito, os grupos de três dígitos devem ser separados por apenas
um espaço estreito; não se deve usar nem um ponto e nem uma vírgula entre eles. A incerteza do
valor numérico de uma grandeza pode ser convenientemente expressa, explicitando-se a incerteza dos
últimos dígitos significativos, entre parênteses, depois do número. Exemplo: 123 456,789 0
ANEXO D – ALCOOMETRIA