Rapport TP N.A.Monogastriques
Rapport TP N.A.Monogastriques
Rapport TP N.A.Monogastriques
I. INTRODUCTION
Pour une bonne alimentation ou un bon rationnement des animaux, l’éleveur en général et le
nutritionniste en production animale en particulier, doit pouvoir fournir à ses animaux des
aliments qui répondent à leurs besoins, selon le système d’élevage pratiqué.
Les besoins « théoriques » des animaux d’élevage peuvent être obtenus par le biais des tables
alimentaires ad hoc ; néanmoins ils sont mieux explicités, dans le cas de notre filière académique,
à travers des cours spécialisés comme la Nutrition et alimentation des monogastriques, la
Nutrition et alimentation des polygastriques notamment.
Quant à la composition des aliments (valeur bromatologique), elle est généralement déterminée
par analyse chimique. Tel est donc l’objectif fondamental du cours de Méthodes d’analyse en
Nutrition animale.
Rappelons qu’au programme, ce cours a un volume horaire de 60 heures (soit 4 crédits) dont 15
heures de partie théorique (cours magistral) et 45 heures de travaux pratiques dont nous
présentons ce rapport. Ces travaux pratiques ont été d’une part dirigés par les doctorants KANA
Jean Raphaël et TENDONKENG Fernand, et les analyses suivantes ont porté sur un premier
échantillon d’aliment pour bétail :
- la matière sèche,
- les cendres (ou matières minérales),
- les lipides (ou matières grasses),
- les protéines brutes (ou matières azotées totales),
- la cellulose brute.
Pour ces analyses, la classe a été subdivisée en 3 groupes. Chaque groupe a reçu sa part
d’échantillon déjà broyé et pour lequel il devait suivre ou effectuer chacune des analyses ci-
dessus.
L’échantillon pour notre groupe a été codé « C ».
D’autre part, un deuxième échantillon d’aliment pour bétail a servi à l’analyse des fibres
alimentaires. Pour cette analyse, la classe a été maintenue en un groupe unique encadré par les
doctorants TENDONKENG Fernand, FOGANG Bienvenu et LEMOUFOUET Jules.
« Un ensemble d’analyses de base des aliments du bétail comprend la détermination des taux en
matière sèche et en protéines. Diverses autres analyses peuvent être faites selon les besoins
individuels. Elles portent notamment sur les taux en éléments minéraux, en fibres au détergent
acide, en fibres au détergent neutre, en gras, en cendres et en protéines liées ou solubles. On peut
aussi mesurer le pH. Pour les échantillons de grains on peut mesurer l’indice de Hagberg ».
(www.gnb.ca)
[L’indice de Hagberg (ou indice de chute de Hagberg) permet de mesurer l’activité amylasique
d’une farine qui peut devenir excessive s’il y a présence de grains germés. Il permet donc de
déceler la présence de grains germés et donc un excès d’activité amylasique.
(www.lamilanaise.com/qualitéfarine.html)]
Selon DROGOUL et coll. (2004), l’analyse classique, dite fourragère, correspond à un ensemble de
dosages simples universellement reconnus et appliqués ; elle constitue un compromis entre la
précision de l’information recherchée et le coût. On détermine les teneurs en eau et en matières
minérales, en matières azotées, en matières grasses et en cellulose brute. Une fraction non dosée,
l’extractif non azoté (ENA), peut être calculée par différence.
1°) Principe : Le pourcentage de matière sèche est déterminé après perte de poids de l’échantillon
par évaporation de l’eau à l’étuve jusqu’à la constance de la masse de
l’échantillon. (FOUASSIN & NOIRFALISE, 1981)
2°) Matériel :
- Creusets en porcelaine
- Dessiccateur
- Balance de précision
- Spatule
- Etuve ventilée
- Pince métallique.
A l’aide d’une pince, retirer de l’étuve 2 creusets en porcelaine et les refroidir au dessiccateur.
Peser à la balance de précision chaque creuset refroidi et l’identifier par son numéro. La tare
obtenue (Pc) vaut 25,266g pour le creuset n° 3 et 22,975g pour le creuset n° 5. Peser 0,5g de
l’échantillon dans chaque creuset taré. Nous avons pesé 0,501g (Po) dans chacun de nos 2 creusets
et que nous avons ensuite placés à l’étuve à 105°C pour séchage de l’échantillon durant une nuit.
3
Le lendemain, nous avons retiré les creusets de l’étuve, les avons refroidis au dessiccateur avant
de les peser. La pesée finale (Pf) a donné 25,700g pour le creuset n° 3 et 23,416g pour le creuset
n° 5.
La matière sèche de l’échantillon équivaut à la moyenne entre les 2 prises (creusets 3 et 5) soit :
(86,63 + 87,33) : 2 = 87,33 %.
Commentaire :
Comme la matière sèche de l’échantillon est égale à 87,33%, ceci signifie que la teneur en eau de
notre échantillon est égale à 12,67%. Cet échantillon est donc celui d’un aliment sec.
1°) Principe : La teneur en cendres d’un échantillon s’obtient classiquement par pesée, après
évaporation de l’eau et élimination des constituants organiques par calcination (ou
combustion complète) de l’échantillon dans un four à moufle. (FOUASSIN &
NOIRFALISE, 1981)
2°) Matériel :
- Creuset en porcelaine
- Dessiccateur
- Balance de précision
- Spatule
- Four à moufle
- Pince métallique.
De la même manière que pour la détermination de la matière sèche, nous avons retiré de l’étuve,
à l’aide d’une pince, 2 creusets en porcelaine que nous avons refroidis dans le dessiccateur. Peser
ensuite chaque creuset (Pc), tarer et l’identifier par son numéro. Nous avons à cet effet obtenu Pc
= 14,801g pour le creuset n° 3 et 13,052g pour le creuset n° 2. Dans chacun de ces creusets nous
4
avons pesé 0,501g de l’échantillon (Po) et tous les 2 creusets ont été minutieusement placés au
four à moufle à 500°C pendant 6 heures, pour la destruction de la matière organique contenue
dans l’échantillon (soit de 10h35 à 16h35).
A 16h35, nous avons juste arrêté le four en vue de continuer l’analyse le lendemain.
Et effectivement le lendemain, le four a été réchauffé à 100°C (pour évaporer d’éventuelles traces
d’eau de réhydratation de l’échantillon la nuit), les creusets chauds ont été alors retirés du four,
refroidis dans le dessiccateur et pesés pour un poids final, soit Pf = 14,831g pour le creuset n° 3 et
13,08g pour le creuset n° 2.
Remarque :
Selon la CCE (1971), les cendres des matières difficiles à incinérer doivent être soumises à
une première incinération de trois heures au moins, refroidies et additionnées de quelques
gouttes d'une solution à 20 % de nitrate d'ammonium (prudemment, pour éviter la
dispersion ou le collage des cendres). Poursuivre la calcination après dessiccation à l'étuve.
Répéter éventuellement l'opération jusqu'à incinération complète .
La teneur en cendres de l’échantillon correspond à la moyenne entre les 2 prises d’essai, soit :
(5,998 + 5,589) : 2 = 5,79 %.
Il est à noter que cette teneur se rapporte à 87,33 % de la matière sèche de notre échantillon.
Commentaire :
Au regard de ce pourcentage relativement bas, notre aliment n’est pas du tout un concentré
minéral. La présence ou non de la cellulose nous précisera s’il s’agit d’un aliment d’origine
végétale ou non.
5
(*) La teneur (%) dans 100% de M.S. est obtenue par l’application de la règle de 3, sachant que l’échantillon est
constitué de 87,33% de M.S. (moyenne calculée). Il en est ainsi des analyses suivantes.
II.2.3. DETERMINATION DES LIPIDES
1°) Principe : La teneur de l’échantillon en matière grasse est déterminée par la méthode de
SOXHLET. Par cette méthode, la matière grasse est directement extraite de
l’échantillon préalablement broyé, à l’aide d’un solvant approprié (éther de
pétrole, …). Ce solvant est éliminé par distillation et dessiccation à l’étuve, le résidu
(constitué de la matière grasse) est enfin pesé. ((CIRAD-UPR, 2010)
2°) Matériel :
- Appareil de Soxhlet
- Etuve ventilée
- Balance de précision
- Spatule
- Dessiccateur
- Papier Whatman n° 1
- Ballon col rodé de 250 ml
- Cartouche cellulosique
- Chauffe ballon (ou calotte chauffante)
- Pince métallique.
Le résultat chiffré obtenu de cette relation est mentionné dans le tableau ci-dessous :
Commentaire :
Au regard de ce pourcentage, l’aliment faisant l’objet de nos analyses bromatologiques est pauvre
en lipides. De ce point de vue, il ne pourrait pas être considéré comme une réserve énergétique, à
moins qu’il présente un taux élevé en cellulose et autres glucides (Extractif non azoté).
1°) Principe : La teneur en azote total de l’échantillon est déterminée par la méthode de
KJELDAHL. Par cette méthode, la matière organique contenue dans l’échantillon est
minéralisée par l’acide sulfurique, en présence d’un catalyseur. L’azote organique est
réduit en ammoniac sous forme de sulfate d’ammonium ; une distillation du digestat
par neutralisation avec la soude permet le dégagement de l’ammoniac qui, récupéré
dans de l’acide borique, est titré par pH-métrie. La teneur en protéines brutes est
7
2°) Matériel
- Distillateur Kjeldahl avec tube à essai de digestion de 250 ml
- Plaque de minéralisation
- Ballons de minéralisation
- Burette de précision
- Erlenmeyer de 250 ml
- Agitateur magnétique avec un barreau aimanté
- Fiole jaugée de 100 ml
- Etuve ventilée
- Balance de précision
- Spatule
- Dessiccateur
- Pince métallique.
3°) Produits
- Acide borique 40% mélangé aux indicateurs colorés (rouge de méthyle et vert de
bromocrésol)
- Solution de NaOH 40%
- Acide sulfurique concentré
- Acide chlorhydrique 0,01 N
- Sulfate de cuivre.
b) Distillation
- Dans le gros tube du distillateur Kjeldahl, on met d’abord 10 ml (Vc) prélevés sur les 100 ml
du minéralisât, ensuite 20 ml de NaOH 40%.
- Dans un erlenmeyer de 250 ml, mettre 20 ml d’acide borique 40% mélangé avec les
indicateurs colorés (rouge de méthyle et vert de bromocrésol) : ce mélange est de couleur
rose clair.
- Placer les 2 solutions susmentionnées (tube et erlenmeyer), chacune sur son site
approprié, dans le distillateur Kjeldahl (tel qu’on nous le démontre sur la photo à la page
suivante) et mettre celui-ci en marche : la distillation se fait par entraînement à la vapeur
8
d’eau qui arrache l’azote dans le tube sous forme de (NH 4)2SO4 en solution pour l’entraîner
vers l’erlenmeyer sous forme de NH3, base qui réagit avec l’acide borique. Distiller jusqu’à
atteindre 150 ml dans l’erlenmeyer, on obtient une solution finale verdâtre.
- Il convient de noter que les extrémités des tuyaux flexibles de canalisation de la vapeur
plongent jusqu’au fond du gros tube (effet de barbotage) du distillateur et de l’erlenmeyer
qui recueille l’ammoniac.
c) Titrage
- Prendre l’erlenmeyer contenant les 150 ml (distillat), y introduire un barreau magnétique
et le placer sur un agitateur magnétique.
- Dans une burette graduée de 50 ml, mettre le HCl 0,01 N et titrer le distillat sous agitation
magnétique jusqu’ à la décoloration complète : la solution passe de la coloration verdâtre
jusqu’à devenir incolore. Noter le volume d’acide utilisé à ce point de virage : nous avons
utilisé 10,6 ml (V) de HCl 0,01 N pour notre échantillon et 0,1 ml (Vo) pour le blanc.
A l’issue de la distillation, la teneur en azote de l’échantillon est obtenue par la formule suivante :
(V-Vo) x 100 x 0,14.10-3
N(%) = x 100
m x Vc
Le remplacement de chaque terme de cette formule par sa valeur donne le résultat mentionné
dans le tableau ci-dessous :
Tabl. 4 : Données et résultats de la détermination de l’azote total et des protéines brutes
Blan - - 0,1 ml - - -
c
Commentaire :
Cette teneur en protéines est vraiment élevée pour un échantillon d’origine végétale (confirmée
par la présence de la cellulose dont le résultat est donné par l’analyse ci-dessous – II.2.5). Il s’agit
donc d’un aliment protéique.
C’est donc à juste titre, les analyses le prouvent, que nos encadreurs nous ont dit à la fin des
analyses qu’il s’agissait d’un échantillon de graines de légumineuses.
Le blanc qui n’était constitué que par les réactifs utilisés n’a donné aucune teneur en azote, sinon
on devait en tenir compte pour une correction éventuelle du résultat de l’échantillon.
2°) Matériel :
- Etuve ventilée
- Balance de précision
- Spatule
- Dessiccateur
- Creuset filtrant de 50 ml et de porosité 2
- Dispositif de filtration sous vide
- Four à moufle
- Pince métallique.
- Peser sur un verre de montre 1g d’échantillon (Po) et introduire cette quantité dans un
erlenmeyer (codé n° 8 pour notre groupe) de 250 ml. Ajouter 50 ml du réactif de SHEERER.
Chauffer (mijoter) pendant 30 minutes, l’erlenmeyer étant surmonté d’une boule de
réfrigération dans laquelle circule l’eau courante. Cette réfrigération est nécessaire pour
que le réactif ne se volatilise et se perde en l’air. Parallèlement, chauffer de l’eau qui
servira à la filtration.
- A l’issue de 30 minutes de chauffage de l’échantillon, la solution chaude est filtrée sous
vide (à l’aide de la trompe à eau) sur le creuset filtrant (portant le n° 2 pour notre groupe).
10
Le constituant de l’échantillon retenu par le creuset filtrant est lavé à l’eau chaude durant
la filtration pour évacuer toute la matière organique soluble ; le retentât du filtre étant
constitué par de la cellulose et des minéraux.
- Porter le creuset filtrant et son contenu à l’étuve à 105°C durant une nuit.
- Le lendemain, nous avons retiré notre creuset de l’étuve, l’avons refroidi dans le
dessiccateur et pesé, soit P1 = 48,988g.
- Ensuite nous l’avons introduit dans le four à moufle pour une incinération de la cellulose à
450°C pendant 3 heures, soit de 10h16 à 13h16.
- Au bout de ce temps, notre creuset a été sorti du four, refroidi dans le dessiccateur et
pesé, soit P2 = 48,932g.
Commentaire :
Cette teneur en cellulose confirme bien qu’il s’agit d’un échantillon d’origine végétale.
Consécutivement au commentaire du tableau 2, et en parcourant les tables de composition des
matières premières (BOURDON et coll. ; 1989), notamment la partie concernant les céréales, les
matières glucidiques et fruits, les racines et tubercules, autres sous-produits industriels,
protéagineux et oléoprotéagineux, tourteaux, matières premières diverses d’origine végétale ;
nous trouvons au regard de la rubrique « Cellulose brute » (CB) que les teneurs qui se rapprochent
de notre échantillon sont celles du tourteau de soja 48 (5,6% CB), soja graine entière (6,0% CB) et
tourteau de soja 44 (7,4% CB).
Quant à la CDA (2007), « Il n'existe pas de méthode d'analyse globale des sucres comme il en
existe pour les lipides, les protides (protéines), les matières minérales (cendres), etc.
Dans le domaine des glucides, les dosages globaux que l'on peut effectuer concernent:
- les sucres réducteurs (y compris le dosage du saccharose),
- les fibres alimentaires, composées principalement de polysaccharides non assimilables.
La mesure de la quantité totale de glucides (ou hydrates de carbone assimilables) d'une
denrée est généralement faite par calcul (différence avec les autres nutriments). »
La CDA poursuit en ces termes :
« Lorsqu'il n'est pas nécessaire de connaître les différents sucres présents dans une denrée,
on peut se contenter de calculer la teneur globale en glucides (ou hydrates de carbone
11
Glucides = Total - [eau + lipides + protides + matières minérales (cendres) + fibres alimentaires,
éventuellement ] »
Comme on le voit, les considérations de DROGOUL & coll. et de la CDA se rejoignent pratiquement
lorsque l’ENA est exprimé sur base de matière sèche.
Ainsi, pour notre échantillon, nous avons calculé l’ENA, considéré aussi comme le dernier élément
de la décomposition d’un aliment selon la méthode de WEENDE, comme suit :
→ ENA (%) = 87,33% - [17,94% + 2,78% + 5,6% + 5,59%] = 55,42% (dans l’échantillon).
= 100% - [20,56% + 3,18% + 6,4% + 6,4%] = 63,46% (dans 100% M.S.).
Au regard de ce résultat, bien que relativement pauvre en cellulose, la teneur en d’autres glucides
(ENA) de notre aliment analysé est tout de même élevée. Considérant sa valeur bromatologique
telle que déterminée par nos analyses, il peut être un bon aliment de base pour les
monogastriques.
« Les fibres alimentaires sont des polymères glucidiques d’origine végétale, associées ou non dans
la plante, à de la lignine ou à d’autres constituants non glucidiques (polyphénols, cires, saponines,
cutine, phytates, phytostétols, …) ». (AFSSA ; 2002)
La même source met en exergue les précisions suivantes : les fibres alimentaires sont des
polymères glucidiques d’origine végétale. Il s’agit principalement de composés glucidiques
constitutifs des parois des cellules végétales notamment la cellulose, les hémicelluloses et les
substances pectiques, mais également d’autres polysaccharides ou oligosaccharides d’origine
végétale tels que les gommes végétales, l’inuline, les mucilages ou les amidons résistants
d’origine végétale.
Les substances intimement « associées » (lignine principalement, mais également des fractions
protéiques, des composés phénoliques, des cires, saponines, phytates, …) aux polysaccharides
végétaux et très souvent extraites avec les polysaccharides lors d’un certain nombre de dosages
des fibres ne sont incluses dans la définition des fibres que dans la mesure où elles sont
effectivement associées à la fraction poly- ou oligosaccharide des fibres.
Les fibres alimentaires ne sont ni digérées ni absorbées dans l’intestin grêle.
Selon le CNERNA-CNRS (2003), les fibres alimentaires ont montré des effets suivants vis-à-vis de
fonctions et de maladies digestives :
- Stimulation de la croissance et/ou de l’activité d’une flore intestinale bénéfique : effets
prébiotiques,
- Prévention et traitement des constipations,
- Prévention de la maladie diverticulaire,
- Effets préventifs possibles du cancer colorectal,
- Effets préventifs possibles de maladies cardiovasculaires.
12
Nous référant à notre cours de Nutrition et alimentation des polygastriques, le vocable « fibres
alimentaires » regroupe des composés de nature glucidique des aliments qui ne sont pas attaqués
par les enzymes des sucs digestifs des animaux. Cette fraction des aliments comprend les
hémicelluloses, les substances pectiques, les gommes, les mucilages, la cellulose, la lignine et les
autres substances glucidiques mal définies ou même inconnues.
Ces substances peuvent être fermentées à un degré variable par la microflore intestinale des
monogastriques et oiseaux. Cette fermentation s’accompagne d’une production de gaz (méthane,
hydrogène et carbonique) et d’acides organiques.
L’ingestion en grande quantité de glucides fermentescibles et non digérées peut provoquer chez le
non-ruminant une diarrhée dite nutritionnelle et des douleurs abdominales dues à la production
excessive de gaz par les bactéries intestinales à la suite de la dégradation de ces glucides.
Chez les ruminants, les fibres assurent le bon fonctionnement du rumen parce qu’elles :
- constituent un substrat énergétique pour plusieurs espèces microbiennes,
- fournissent le volume et la masse nécessaires au développement des parois du complexe
gastrique,
- permettent le maintien des conditions nécessaires au bon déroulement de la fermentation
tout en évitant des problèmes comme la réduction des matières grasses du lait, l’acidose
lactique.
2. DOSAGE
« Il existe plusieurs méthodes de dosage des fibres alimentaires, toutes basées sur l’un ou l’autre
des deux principes suivants :
- Les méthodes gravimétriques qui procèdent par élimination de substances « non fibres »
(protéines, amidon, lipides, …) par voie chimique ou enzymatique suivie de la pesée du
résidu ;
- Les méthodes chimiques ou directes dosant individuellement les constituants des fibres ».
(CDA ; 2007)
La détermination des différentes fractions fibreuses selon VAN SOEST est la technique analytique
initialement mise au point pour l’étude des fourrages. (CORNU et DELPEUCH ; 1986)
C’est donc cette technique que nous avons utilisée dans l’analyse de nos échantillons pour la
détermination respectivement de NDF, ADF et ADL (cf. Principe et Procédé opératoire).
Ajoutons à ce sujet que selon PUGLIESE et coll. (1976), VAN SOEST est l’auteur d’une méthode
d’analyse des fourrages, originale et séduisante par sa logique. Il distingue dans la matière sèche
des fourrages deux fractions :
- La « fibre », d’une part, correspondant aux parois cellulaires du végétal, insoluble dans un
complexe détergent neutre, encore dénommé N.D.F. (neutral-detergent-fiber). Il s’agit, en
fait d’une fraction composée essentiellement de cellulose et hémicelluloses, utilisables par
l’animal, et de lignine, théoriquement indigestible.
- Le « contenu cellulaire », d’autre part, soluble dans le réactif détergent, fraction
éminemment digestible composée de carbohydrates, de lipides et de protéines.
Selon DROGOUL et coll. (2004), la méthode de VAN SOEST est une méthode d’analyse par
fractionnement des différents constituants de la paroi végétale. Elle repose sur l’utilisation de
détergent et permet de quantifier trois résidus :
- Le résidu 1 = Parois cellulaires ou NDF (Neutral Detergent Fiber), il contient la majeure
partie des parois ;
- Le résidu 2 = Lignocellulose ou ADF (Acid Detergent Fiber), il correspond à une estimation
de l’ensemble lignine et cellulose ;
- Le résidu 3 = Lignine ou ADL (Acid Detergent Lignin), constitué de la lignine.
13
a) Matériel
b) Réactifs :
- NDS (Neutral Detergent Solution)
- ADS ( Acid Detergent Fiber)
- H2SO4 72 %
- Réactif de SHEERER
Contrairement aux analyses précédentes, les 3 groupes ont été réunifiés en un seul groupe
correspondant à la classe entière. Au total 6 prises d’essai ont été prélevées pour l’analyse des
fibres dont les étapes successives des manipulations sont les suivantes :
1°) Prélèvement des aliquotes (prises d’essai), des réactifs et mise en réaction
- Tarer, identifier 6 béchers et peser 0,5 g d’échantillon dans chaque bécher. Les données
d’identification des béchers et de la pesée des échantillons sont reprises dans le tableau 6
ci-dessous (page suivante).
14
Tabl. 6 : Numérotation des ballons, poids de l’échantillon dans chaque ballon et analyses
correspondantes
- Prélever dans une éprouvette graduée 50 ml d’ADS qu’on ajoute respectivement dans les
béchers 1 et 5. L’ADS permet de déterminer l’ADF.
- Rincer l’éprouvette et prélever 500 ml de NDS qu’on ajoute respectivement aux béchers 14
et 30. Le NDS permet de déterminer le NDF.
- Rincer l’éprouvette et prélever 50 ml du réactif de SHEERER qu’on ajoute respectivement
aux béchers 3 et 57. Le réactif de SHEERER sert à la détermination de la cellulose brute-CB
(cette analyse est reprise ici étant donné que les fibres sont dosées dans un échantillon
distinct du précédent).
- Placer les 6 béchers sur une rampe chauffante et régler le chauffage à un degré permettant
une douce ébullition, en ayant surmonté chaque bécher d’une boule réfrigérante dans
laquelle circule alors de l’eau courante. (Cf. photo ci-dessous)
- Rincer enfin le bécher avec de petites quantités successives d’eau bouillante qu’on déverse
ensuite au creuset filtrant pour parfaire la filtration.
3°) Etuvage
16
- Sécher tous les creusets filtrants et leurs contenus respectifs (rétentats de la filtration) à
l’étuve à 105°C pendant une nuit.
- Retirer le lendemain les creusets de l’étuve, les refroidir au dessiccateur et les peser. Les
valeurs pondérales obtenues sont (Tableau 8) :
Tabl. 8 : Poids des creusets filtrants avec leurs contenus respectifs après étuvage
REMARQUE :
A l’issue de l’étuvage, les échantillons se démarquent par leur coloration :
Les échantillons traités au réactif de SHEERER et donc destinés à la détermination
de la cellulose brute sont jaunes (creusets filtrants 3 et 7) ;
Les échantillons traités au NDS (et destinés à la détermination du NDF) ont une
coloration brune (creusets 6 et 22).
A cette étape de l’analyse, deux résidus sont obtenus. Selon que cela a été mentionné par
DROGOUL et coll. (op.cit.), le 1er résidu de la méthode VAN SOEST équivaut au NDF. Ainsi
pour les creusets 6 et 22, la pesée à l’issue de l’étuvage correspond à la pesée finale (P1 =
Pf). Il ne reste plus qu’à procéder aux calculs du taux de NDF dans l’échantillon. Quant au
2ème résidu, il équivaut à l’ADF (aussi P1 = Pf). Toutefois, celui-ci doit encore être traité à
l’H2SO4 72 % pour donner le 3ème résidu qui est l’ADL.
- Introduire chacun des creusets 12 et 15 (au contenu noirci) dans un bécher de 250 ml.
- Déverser de l’H2SO4 72% dans chaque creuset de manière à immerger toutes les particules
de l’échantillon contenues dans le creuset. Gratter ces particules à l’aide d’une baguette en
verre placée dans chaque creuset en vue de favoriser le contact avec l’acide.
- Maintenir le contact acide-échantillon (i.e. laisser agir) pendant 3 heures. On ajoutera de
l’acide au creuset après chaque 1 heure. Néanmoins on peut même le faire plus tôt si
l’acide traverse rapidement le creuset car l’échantillon ne doit pas s’assécher, il doit
constamment baigner dans l’acide durant les 3 h.
- Après 3 h, laver chaque échantillon à l’eau bouillante sur le dispositif de filtration sous
vide. Au début du lavage, le filtrat est mousseux. On arrête le lavage lorsque le filtrat sort
clair et non plus mousseux.
- Sécher les 2 échantillons à l’étuve à 105°C pendant une nuit.
- Retirer le lendemain les échantillons de l’étuve, les refroidir au dessiccateur et les peser
(Pf). Les valeurs obtenues sont : 49,710 g pour le creuset 12 ;
49,278 g pour le creuset 15.
- A l’issue de la calcination, retirer les échantillons du four (la température du four étant
retombée à près de 100°C), les refroidir au dessiccateur et les peser (Pf).
Les valeurs pondérales obtenues sont : 48,894 g et 47,768 g respectivement pour les
creusets 3 et 7.
* Résultat faux car Pf qui ne représente que la lignine ne peut être dans ce cas supérieur à P 1 qui
correspond à la fraction ligno-cellulosique ; d’où un résultat négatif d’ADL à rejeter (**), l’analyse
est absolument à reprendre dans ce cas (même si les contraintes d’emploi de temps ne nous ont
pas permis de le faire durant nos travaux pratiques).
Commentaire :
De ces différentes valeurs obtenues des constituants pariétaux, la teneur en NDF nous paraît très
élevée. Il est possible qu’une erreur éventuelle soit intervenue au cours de la manipulation
opératoire notamment durant la filtration. En effet, en dépit du renforcement de l’action
aspirante de la trompe à eau par un mouvement alternatif de la main de l’analyste sur le creuset
filtrant (comme expliqué antérieurement), la filtration se déroulait toujours très lentement, ou
plutôt difficilement.
Ainsi plusieurs autres substances différentes des fibres ont pu certainement être retenues sur le
creuset filtrant et prises conséquemment comme fibres.
Si certaines de ces substances étaient de nature organique, elles ont donc été détruites au cours
de la calcination qui a lieu dans le dosage de la cellulose ou par l’acide sulfurique (attaque acide
suivie d’une nouvelle filtration) dans le dosage de l’ADL. C’est pourquoi les résultats de l’ADL et de
la cellulose peuvent être crédibles.
La somme de l’ADL et de la cellulose devrait, logiquement pour un même échantillon d’aliment,
donner une valeur proche de l’ADF (ligno-cellulose). Le résultat de l’ADF obtenu par nos analyses
donne une valeur qui ne s’éloigne tout de même pas de cette approximation.
Pour le NDF, sa valeur quoique logiquement supérieure, ne devrait pas tout de même surpasser
outre-mesure la somme de l’ADF et la cellulose ; ce qui n’est pas le cas pour nos résultats.
Dans le cas ce résultat de NDF serait fondé, un fourrage qui renfermerait 95 % de NDF dans la
matière sèche est un fourrage de mauvaise qualité car sûrement déficient en PDIN et autres
nutriments « non fibres ». Il pourrait s’agir hypothétiquement de graminée cultivée sur sol pauvre
ou récoltée trop âgée, le tissu parenchymateux étant presqu’entièrement résorbé et pour les
autres tissus (soutien et protection), les parois cellulaires se sont logiquement développées au prix
de l’extinction et/ou disparition du noyau et organites cytoplasmiques. Dans ce cas aussi, la valeur
de l’ADL s’élèverait de manière conséquente.
Somme toute, une reprise de cette analyse constituerait la meilleure solution pour infirmer ou
confirmer tout résultat sujet au doute.
Sans toutefois être exhaustif, signalons enfin à ce sujet que, comparant les teneurs moyennes en
fibres de 9 fourrages, ARAB et coll. (2009) a obtenu le taux le plus élevé de 70,89 % NDF sur MS de
Cynodon dactylon (chiendent) ; tandis que pour 3 graminées et 2 légumineuses étudiées, la valeur
de NDF la plus élevée obtenue par PAMO et coll. (2005) est de 80,26 % dans les feuilles de
Trypsacum laxum.
Quant aux tables consultées en rapport avec la valeur alimentaire des fourrages et sous-produits,
elles ne comportent pas explicitement la rubrique NDF.
19
REMARQUE :
Les creusets filtrants étant réutilisables dans les analyses futures, ils doivent, comme pour tout
autre matériel de laboratoire, être nettoyés après chaque usage. A cet effet, le résidu organique
qu’ils contiennent est détruit au four à moufle à 500° C pendant 3 heures. Ils sont ensuite lavés au
détergent (le DECON 90) et à l’eau, et enfin séchés à l’étuve pendant 6 heures.
Signalons qu’un état défectueux des creusets (pores obturés par exemple) se répercuterait sur la
qualité et la fiabilité des résultats. D’où la nécessité de renouveler régulièrement le matériel de
laboratoire.
III. CONCLUSION
Nos séances de travaux pratiques du cours de Méthodes d’analyse en Nutrition animale, pour
lesquels ce rapport est présenté, ont comporté 2 grandes parties :
- les analyses classiques d’un échantillon de fourrage selon la méthode de WEENDE et
permettant de déterminer la matière sèche, la matière grasse (ou extrait éthéré), les
matières minérales, les protéines brutes, la cellulose brute et l’extractif non azoté ;
- la détermination des constituants pariétaux selon la méthode de VAN SOEST. Il s’agit du
NDF, de l’ADF et de l’ADL.
Toutes les analyses que nous avons effectuées au cours de ces travaux pratiques figurent sur le
schéma assorti sur la photographie ci-dessous, lequel schéma se trouve affiché sur le mur à
l’intérieur du laboratoire de Nutrition animale (où, rappelons-le, se sont déroulés ces travaux).
20
Hormis la dégradation in vitro et la détermination élémentaire des minéraux, c’est une analyse
physico-chimique quasiment complète (sans pour autant la prétendre exhaustive) d’échantillons
d’aliments pour bétail que nous avons pu effectuer et qui permet à un Nutritionniste du domaine
de production animale d’avoir une certaine maîtrise sur la valeur nutritive de tout aliment qu’il
aura à manipuler pour l’alimentation des animaux.
Quel que soit le système d’élevage (extensif ou intensif), l’espèce animale élevée (monogastrique
ou ruminant), le type de production adopté (viande, lait, œuf, …) ou de reproduction, la
connaissance de la valeur bromatologique de chaque aliment permettra au Nutritionniste d’établir
un équilibre entre les besoins alimentaires de l’animal et le mode d’alimentation (tout en tenant
compte d’autres facteurs environnementaux tels que le climat, la conjoncture économique
(notamment en rapport avec le marché des aliments pour animaux et des produits animaux), etc.
Le cours de Méthodes d’analyse en Nutrition animale revêt donc une importance capitale en
Production animale. Les analyses effectuées durant nos travaux pratiques nous permettent de
bénéficier de cette importance dont les effets pratiques se concrétiseront durant notre exercice
professionnel.
En effet, une production efficiente suppose à la fois une bonne connaissance de l’animal et une
bonne connaissance de ses aliments. L’analyse chimique est l’un des moyens permettant de
connaître les aliments dans leur constitution organique et inorganique. Ainsi le Nutritionniste
outillé en analyse alimentaire ne pourrait, sauf en cas de contrainte majeure, servir à des animaux
sous sa responsabilité, des aliments (nouveaux particulièrement) sans en connaître la valeur
nutritionnelle.
Enfin, pour clore ce rapport, nous tenons à rassurer tous ceux là qui ont concouru à nous
dispenser cette unité d’enseignement et dont les noms sont mentionnés sur la couverture que, de
notre humble avis, l’objectif du cours a bel et bien été atteint.
Pour leur bienséance avérée, nous demeurons disposé de continuer à travailler ensemble, tant du
point de vue de la rectification éventuelle de nos failles que de l’acquisition de nouvelles
connaissances.
21
- CCE (1971) : Méthodes d’analyse des composants des aliments des animaux ; Première
directive de la Commission des communautés européennes (CCE) portant fixation de
méthodes d’analyse communautaires pour le contrôle des aliments des animaux ;
71/250/CEE.
- CIRAD-UPR (2010) : Manuel des Techniques d’analyses des aliments pour animaux ;
Laboratoire d’alimentation animale, Campus International de Baillarguet, Montpellier,
France.
- CNERNA-CNRS (2003) : Les apports nutritionnels conseillés pour la population française.
http://www.synpa.org/upload/gelit
- DROGOUL, C. et coll. (2004) : Nutrition et alimentation des animaux d’élevage. Tome 1 :
Les bases théoriques de l’alimentation - Les principes de raisonnement de l’alimentation ;
2ème éd. Educagri , DIJON, France.
- PUGLIESE, P.L. et coll. (1976) : Nutrition des bovins tropicaux dans le cadre des élevages
extensifs sahéliens : Mesures de consommation et appréciation de la digestibilité et de la
valeur alimentaire des fourrages, in Revue d’élevage et de médecine vétérinaire des pays
tropicaux, N° 3, Ed. Vigot Frères, Paris.