Parasitologie Tropicale

Prins Leopold Instituut voor Tropische Geneeskunde
Institut de Médecine Tropicale Prince Léopold

Prince Leopold Institute of Tropical Medicine
Instituto de Medicina Tropical Principe Leopoldo
Nationalestraat, 155
B – 2000 Antwerpen
Stichting van Openbaar Nut 0410.057.701
PARASITOLOGIE
HUMAINE
TROPICALE
___________
(Notes pratiques)
SEPTEMBRE 2008
Philippe Gillet - Idzi Potters - Jan Jacobs
pgillet@itg.be , ipotters@itg.be , jjacobs@itg.be
090803 BIOLOGISTES MOD1et2 notes pratiques de parasitologie humaine tropicale

TABLE DES MATIERES
NOTE SUR LA TAXINOMIE UTILISÉE DANS CES NOTES DE COURS : ....................................................... 6

NOTE SUR LES MESURES DONNÉES DANS LES NOTES DE COURS : ...................................................... 6
INTRODUCTION A LA MICROSCOPIE ........................................................................................................... 7
DESCRIPTION DU MICROSCOPE : ...........................................................................................................................................7
RÉGLAGE DE BASE DU MICROSCOPE : ...................................................................................................................................8
OBJECTIF À IMMERSION : ......................................................................................................................................................8
ENTRETIEN ET MAINTENANCE D’UN MICROSCOPE : ..............................................................................................................9
LOCALISATION D’UN ÉLÉMENT DANS UN CHAMP MICROSCOPIQUE : ...................................................................................10
EXAMEN SYSTÉMATIQUE D’UNE PRÉPARATION : ................................................................................................................10
CALIBRATION DU MICROSCOPE :.........................................................................................................................................11
HELMINTHES ................................................................................................................................................ 13
TREMATODES ................................................................................................................................................................13
RÉSUMÉ DES CYCLES POUR LES TRÉMATODES ........................................................................................................................ 14
Schistosoma mansoni ....................................................................................................................................................15
Schistosoma japonicum.................................................................................................................................................16
Schistosoma mekongi ....................................................................................................................................................17
Schistosoma intercalatum .............................................................................................................................................18
Schistosoma haematobium............................................................................................................................................19
Fasciola hepatica..........................................................................................................................................................20
Fasciola gigantica.........................................................................................................................................................21
Fasciolopsis buski .........................................................................................................................................................22
Clonorchis sinensis (Opisthorchis sinensis) .................................................................................................................23
Paragonimus spp. .........................................................................................................................................................24
CESTODES .......................................................................................................................................................................25
Diphyllobothrium latum................................................................................................................................................26
Taenia saginata.............................................................................................................................................................27
Taenia solium................................................................................................................................................................28
DIAGNOSTIC DIFFERENTIEL ENTRE TAENIA SAGINATA ET TAENIA SOLIUM.......................................................................... 29
Vampirolepis nana ........................................................................................................................................................30
(Hymenolepis nana) ......................................................................................................................................................30
Hymenolepis diminuta...................................................................................................................................................31
Echinococcus granulosus..............................................................................................................................................32
NEMATODES...................................................................................................................................................................33
Ascaris lumbricoides.....................................................................................................................................................34
Anisakis spp. .................................................................................................................................................................35
Toxocara canis..............................................................................................................................................................36
Enterobius vermicularis................................................................................................................................................37
Trichuris trichiura.........................................................................................................................................................38
Capillaria philippinensis...............................................................................................................................................39
Trichinella spp. .............................................................................................................................................................40
Ancylostoma duodenale ................................................................................................................................................41
Necator americanus ......................................................................................................................................................41
Strongyloides stercoralis...............................................................................................................................................42
TABLEAU COMPARATIF DES STADES DE DÉVELOPPEMENT DES ANCYLOSTOMIDAE ET DE STRONGYLOIDES
STERCORALIS RETROUVÉS DANS LES SELLES........................................................................................................................... 43
TABLEAU COMPARATIF DE LA TAILLE DES ŒUFS DE STRONGYLOIDES STERCORALIS, D’ANCYLOSTOMIDAE, DE
TRICHOSTRONGYLUS SPP. ET D’ACARIENS :............................................................................................................................... 43
Trichostrongylus spp.....................................................................................................................................................44
Wuchereria bancrofti ....................................................................................................................................................45
Brugia malayi................................................................................................................................................................46
Brugia timori.................................................................................................................................................................47
Loa loa ..........................................................................................................................................................................48
Onchocerca volvulus.....................................................................................................................................................49
Mansonella streptocerca...............................................................................................................................................50
Mansonella ozzardi .......................................................................................................................................................51
Mansonella perstans .....................................................................................................................................................52
TABLEAU COMPARATIF DES MICROFILAIRES............................................................................................................................... 53
PROTOZOAIRES ........................................................................................................................................... 54
090803 BIOLOGISTES MOD1et2 notes pratiques de parasitologie humaine tropicale 2 / 138

AMIBES ............................................................................................................................................................................54
Entamoeba histolytica...................................................................................................................................................54
Entamoeba dispar .........................................................................................................................................................54
Entamoeba hartmanni...................................................................................................................................................54
Entamoeba coli .............................................................................................................................................................54
Endolimax nanus...........................................................................................................................................................54
Iodamoeba butschlii......................................................................................................................................................54
Entamoeba gingivalis....................................................................................................................................................54
Naegleria fowleri ..........................................................................................................................................................54
Acanthamoeba spp. .......................................................................................................................................................54
FLAGELLES.....................................................................................................................................................................54
Dientamoeba fragilis.....................................................................................................................................................54
Giardia lamblia.............................................................................................................................................................54
Chilomastix mesnili.......................................................................................................................................................54
Pentatrichomonas hominis............................................................................................................................................54
Trichomonas vaginalis..................................................................................................................................................54
Trypanosoma brucei gambiense ...................................................................................................................................54
Trypanosoma brucei rhodesiense .................................................................................................................................54
Trypanosoma cruzi........................................................................................................................................................54
Trypanosoma rangeli ....................................................................................................................................................54
Leishmania spp. ............................................................................................................................................................54
CILIES...............................................................................................................................................................................54
Balantidium coli............................................................................................................................................................54
SPOROZOAIRES..............................................................................................................................................................54
Plasmodium falciparum ................................................................................................................................................54
Plasmodium vivax .........................................................................................................................................................54
Plasmodium ovale .........................................................................................................................................................54
Plasmodium malariae ...................................................................................................................................................54
Plasmodium knowlesi....................................................................................................................................................54
TABLEAU COMPARATIF DES ESPÈCES DE PLASMODIUM EN FROTTIS SANGUIN :............................................................... 54
TABLEAU COMPARATIF DES ESPÈCES DE PLASMODIUM EN GOUTTE ÉPAISSE : ............................................................... 54
Babesia spp. ..................................................................................................................................................................54
Toxoplasma gondii........................................................................................................................................................54
Sarcocystis spp..............................................................................................................................................................54
Isospora belli ................................................................................................................................................................54
Cyclospora cayetanensis...............................................................................................................................................54
Cryptosporidium spp.....................................................................................................................................................54
CHAMPIGNONS ET BACTERIES .............................................................................................................. 54
Pneumocystis jiroveci ...................................................................................................................................................54
Borrelia spp. .................................................................................................................................................................54
CLASSIFICATION INCONNUE ...................................................................................................................... 54
Blastocystis hominis......................................................................................................................................................54
TECHNIQUES USUELLES DE DIAGNOSTIC EN PARASITOLOGIE ............................................................ 54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES : ......................................................................................................................54
Fixation des selles (SAF) ..............................................................................................................................................54
Examen macroscopique ................................................................................................................................................54
Examen direct : .............................................................................................................................................................54
Examen d’un frottis épais (technique de Kato–Katz modifiée) :...................................................................................54
Coloration au lugol :.....................................................................................................................................................54
Coloration rapide de Heine : ........................................................................................................................................54
Coloration de Ziehl-Neelsen modifiée : ........................................................................................................................54
Coloration à l’hématoxyline ferrique (coloration de Kinyoun) : ..................................................................................54
Techniques de concentration : ......................................................................................................................................54
TECHNIQUE DE CONCENTRATION PAR SÉDIMENTATION (MÉTHODE DIPHASIQUE DE RITCHIE MODIFIÉE) : ................. 54
TECHNIQUE DE CONCENTRATION PAR FLOTTATION (MÉTHODE DE WILLIS MODIFIÉE) : ................................................... 54
TECHNIQUE DE CONCENTRATION POUR LARVES DE NÉMATODES (MÉTHODE DE BAERMANN) :.................................... 54
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UNE BIOPSIE RECTALE :......................................................................................................54
SCOTCH TEST (TAPE TEST OU TEST DE GRAHAM):...............................................................................................................54
DÉCOLORATION POUR DIAGNOSTIC DIFFÉRENTIEL DES VERS ADULTES DE TÆNIA SPP. :.....................................................54
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UN LIQUIDE DUODÉNAL : ...................................................................................................54
EXAMEN PARASITOLOGIQUE DES URINES :..........................................................................................................................54
Technique de sédimentation :........................................................................................................................................54
Technique de filtration :................................................................................................................................................54
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UN CRACHAT :....................................................................................................................54
Examen direct : .............................................................................................................................................................54
Coloration au RAL-555 : ..............................................................................................................................................54

Coloration au Bleu de toluidine O (Chalvardjian et all, 1963, modifiée par Marty et all 1981): ................................54
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UNE SÉCRETION VAGINALE : ..............................................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU SANG : ..........................................................................................................................54
Examen direct : .............................................................................................................................................................54
Frottis sanguin :............................................................................................................................................................54
Goutte épaisse :.............................................................................................................................................................54
Woo :.............................................................................................................................................................................54
QBC (Quantitative Buffy-Coat) : ..................................................................................................................................54
Méthode de Knott :........................................................................................................................................................54
Méthode de Strout :.......................................................................................................................................................54
Mini colonne mAECT : .................................................................................................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DERMIQUE :........................................................................................................................54
Skin snip (biopsie cutanée exsangue): ..........................................................................................................................54
Scarification profonde : ................................................................................................................................................54
Exsudat d’une lésion cutanée : .....................................................................................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN SUC GANGLIONNAIRE :..............................................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UNE PONCTION DE MOELLE OSSEUSE : ............................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN TISSU MOU (FOIE, RATE) :..........................................................................................54
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN LIQUIDE CÉPHALO-RACHIDIEN : ................................................................................54
Numération des leucocytes : .........................................................................................................................................54
Examen direct : .............................................................................................................................................................54
Examen après centrifugation : ......................................................................................................................................54
Examen après double centrifugation : ..........................................................................................................................54
Evaluation des protéines totales : .................................................................................................................................54
Evaluation des protéines par la technique de Sicard et Cantaloube : ..........................................................................54
Evaluation des globulines par la réaction de Pandy : ..................................................................................................54
FORMOL GEL TEST : ............................................................................................................................................................54
PREPARATION DES REACTIFS ET DES COLORANTS............................................................................... 54
1. ACIDE ACETIQUE A 5 % (V/V) (POUR ÉCLAIRCISSEMENT DES PROGLOTTIS) : ......................................................54
2. ACIDE PICRIQUE (POUR COLORATION À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) :..............................................................54
3. ACIDE TRICHLOROACETIQUE A 30 % (P/V) (POUR ÉVALUATION DES PROTÉINES DU LCR) : ...........................54
4. ALBUMINE DE MAYER (POUR COLORATION À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) : ...................................................54
5. ALCOOL ACIDE DE ZIEHL À 3 %(V/V) (POUR COLORATION DE ZIEHL NEELSEN ET À L’ HÉMATOXYLINE
FERRIQUE) : ........................................................................................................................................................................54
6. ALCOOL AMMONIACAL (POUR COLORATION À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) : .................................................54
7. BLEU DE METHYLENE (POUR COLORATION DE ZIEHL-NEELSEN) : .....................................................................54
8. BLEU DE TOLUIDINE 0 (POUR COLORATION AU BLEU DE TOLUIDINE O) : ............................................................54
9. EAU FORMOLEE A 2 % (V/V) (POUR LA MÉTHODE DE KNOTT) : ...........................................................................54
10. EAU PHYSIOLOGIQUE NACL À 0,85 % (P/V) (POUR EXAMENS À FRAIS) : .......................................................54
11. EAU PHYSIOLOGIQUE FORMOLEE A 10 % (V/V) (POUR CONSERVATION DES SELLES) : ..............................54
12. EAU TAMPONNEE (POUR COLORATION DE GIEMSA) :......................................................................................54
PREPARATION A BASE DE POUDRE (selon Sorensen) :..........................................................................................54
13. EAU TAMPONNEE (POUR COLORATION DE GIEMSA) :......................................................................................54
PREPARATION A BASE DE COMPRIMES : ..............................................................................................................54
14. ETHANOL A 70 % (V/V) (ANTISEPTIQUE ET COLORATION À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) :..............................54
15. FUCHSINE DE ZIEHL (POUR COLORATION DE ZIEHL NEELSEN À CHAUD ET À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) : 54
16. GLYCEROL-VERT DE MALACHITE (POUR K ATO-K ATZ) : ...........................................................................54
17. HYDROXYDE DE POTASSIUM A 1 % (P/V) : .................................................................................................54
18. HYDROXYDE DE SODIUM A 1 % (P/V) : ........................................................................................................54
19. LUGOL FORT SELON D’ANTONI (POUR EXAMENS DES SELLES) : .......................................................................54
20. PEPSINE 2 % EN HCL 0.5 % (RECHERCHE DE TRICHINES) : ................................................................................54
21. REACTIF DE PANDY (POUR MISE EN ÉVIDENCE DES GLOBULINES DANS UN L.C.R.) : .....................................54
22. REACTIF DE SULFATATION (POUR COLORATION AU BLEU DE TOLUIDINE O) :..............................................54
23. SAF (SODIUM-ACETATE/ACETIC ACID/FORMALIN POUR FIXATION DES PARASITES DANS LES SELLES) : ..............54
24. SOLUTION D’HEMATOXYLINE FERRIQUE (POUR COLORATION À L’HÉMATOXYLINE FERRIQUE) : ............54
25. SOLUTION SATUREE EN CHLORURE DE SODIUM (WILLIS MODIFIÉE) :...................................................54
26. SOLUTION SATUREE EN SULFATE DE ZINC [33% P/V] (WILLIS MODIFIÉE) : ............................................54
27. TÜRCK (LIQUIDE DE DILUTION POUR NUMÉRATION DES GLOBULES BLANCS) : ...................................................54
ANNEXES : ................................................................................................................................................... 54
ANNEXE 1 : RELATION ENTRE LA VITESSE DE ROTATION D’UNE CENTRIFUGEUSE ET LA FORCE CENTRIFUGE.......... 54
ANNEXE 2 : TABLEAU RECAPITULATIF DES ŒUFS D’HELMINTHES .......................................................................................... 54
ANNEXE 3 : CARACTERISTIQUES IMPORTANTES POUR LE DIAGNOSTIC DES HELMINTHES PRARASITES (SAUF
FILAIRES).............................................................................................................................................................................................. 54
ANNEXE 4 : TABLEAU RECAPITULATIF DES FORMES VEGETATIVES DES PROTOZOAIRES INTESTINAUX ...................... 54
ANNEXE 5 : TABLEAU RECAPITULATIF DES KYSTES (OU DES OOCYSTES) DES PROTOZOAIRES INTESTINAUX ........... 54
ANNEXE 6 : TABLEAU COMPARATIF DES PRINCIPALES MICROFILAIRES HUMAINES ........................................................... 54
ANNEXE 7 : MORPHOLOGIE DES ELEMENTS SANGUINS SUR FROTTIS COLORE AU MAY-GRÜNWALD-GIEMSA............ 54

ANNEXE 7 : MORPHOLOGIE DES ELEMENTS SANGUINS SUR FROTTIS COLORE AU MAY-GRÜNWALD-GIEMSA............ 54
ABREVIATIONS............................................................................................................................................. 54
QUELQUES RESOURCES INTERNET .......................................................................................................... 54

NOTE SUR LA TAXINOMIE UTILISÉE DANS CES NOTES DE COURS :
Chaque espèce fait partie d’un genre. Celui-ci occupe une place déterminée au sein d’une famille, d’un ordre,
d’une classe et d’un embranchement (phylum). Les noms donnés aux classes et aux familles ne sont pas
toujours ceux recommandés par la Nomenclature Zoologique Internationales (Classification du Comité de
Nomenclature, Lévine et al., 1980), mais les dénominations les plus couramment rencontrées dans les traités
de parasitologie. Cette classification a été intentionnellement choisie pour des raisons de facilité.
Les Helminthes présentant une importance médicale font partie de deux grands embranchements :
Le phylum Plathelminthes [vers aplatis, système digestif rudimentaire, peau (ou tégument) fine par lequel se
fait une partie importante de l’absorption des aliments] qui comporte deux classes trouvant une place dans ce
cours :
• les Trématodes : Corps non segmenté, hermaphrodites (sauf schistosomes)
• et les Cestodes : Corps segmenté, hermaphrodites, chaque segment est bisexué.
Le phylum Némathelminthes [vers ronds, non segmentés, système digestif complet, à sexes séparés, peau
(ou cuticule) solide] avec une classe importante :
• les Nématodes.
Pour les Protozoaires [parasites unicellulaires], une classification simplifiée, plus pratique pour le diagnostic de
laboratoire médical est aussi utilisée : Cette classification simplifiée repose principalement sur le type de
mobilité du parasite :
• Le Groupe des Amibes : Déplacement à l’aide de pseudopodes, les formes parasitaires sont
toujours extracellulaires.
• Le Groupe des Flagellés : Déplacement par un ou des flagelle(s) qui ne sont cependant pas
toujours présents pour le stade de développement impliqué en pathologie humaine.
• Le Groupe des Ciliés : Déplacement et capture des aliments par le jeu de cils couvrant tout
l’organisme.
• Le Groupe des Sporozoaires : Pas de mode de locomotion évident, les formes parasitaires
sont généralement intracellulaires.
Pour quelques parasites, une classification n’est pas encore bien définie.
Quelques autres parasites soit bactériens, soit fongiques sont aussi abordé dans ces notes, en raison de
similitudes techniques pour les mettre en évidence.
NOTE SUR LES MESURES DONNÉES DANS LES NOTES DE COURS :

Les mesures utilisées pour les parasites dans les fiches correspondent aux dimensions minimales et maximales
que l’on peut observer (Sources OMS et/ou CDC). Dans les tableaux récapitulatifs des différents parasites, les
valeurs moyennes les plus couramment rencontrées sont données (Les valeurs moyennes sont bien
évidemment toujours incluses entres les valeurs maximales et minimales).

INTRODUCTION A LA MICROSCOPIE
Description du microscope :
Exemple : Olympus, modèle CHK
1 Oculaires 10x (5x, 8x, 15x,…).

2 Réglage dioptrique de l’oculaire.
3 Révolver mobile porte objectif.
4 Objectifs à sec (4x, 10x, 40 x, …)
ou a immersion (100 x,…).
5 Platine porte objet.
6 Socle du microscope.
7 Interrupteur électrique.
8 Echelle de l’ajustement inter-
pupillaire.
9 Tube binoculaire (tête).
10 Vis de fixation de la tête du
microscope.
11 Statif.
12 Chariot pour fixer la préparation
sur la platine et pour la bouger
dans les deux dimensions de la
platine.
13 Ajustement de la force à exercer
sur les vis de réglage micro- et
macro-métrique.
14 Vis de réglage macrométrique
(mise au point grossière de
l’image).
15 Vis de réglage micrométrique
(mise au point fine de l’image).
16 Vis de réglage du déplacement du
chariot.
17 Repose main.
18 Cordon électrique.
19 Réglage de l’intensité de la lampe
(Potentiomètre).
20 Réglage du pré-focus.
21 Porte fusible.
22 Réceptacle du câble électrique.
23 Vis de réglage de la hauteur du
condensateur.
24 Vis de fixation du condensateur.
25 Réglage de l’ouverture du
diaphragme.
26 Porte filtre.
27 Condensateur.
28 Source de lumière : Lampe avec
porte filtre (ou miroir).

Réglage de base du microscope :
Position du Huile à Position

Objectif Diaphragme Limites et usages
condensateur immersion du Miroir
30 - 500 µm
• Recherche des œufs, des
10x Basse +/- fermé Non Plat larves et des ciliés.
• (Entomologie).
• …
5 - 30 µm
• Détails des œufs, des larves
et des ciliés.
40x Intermédiaire +/- ouvert Non Plat • Recherche de certains
protozoaires à frais.
• (Hématologie à frais).
• …
0.25 - 5 µm
• Préparations colorées, y
100x Haute Ouvert Oui Concave compris pour la recherche de
certains protozoaires.
• …
Objectif à immersion :
Les rayons lumineux qui traversent le système optique du microscope rencontrent différents milieux (air, verre,
etc.), avec des indices de réfraction différents. En passant d’un milieu à un autre, ces rayons seront déviés et
éventuellement perdus dans le système. [Le même phénomène se passe pour un bâton partiellement immergé
dans de l’eau qui apparaît comme brisé, parce que les rayons lumineux passant d’un milieu (eau) à l’autre (air)
sont réfractés (déviés) de leur chemin original]. Le degré de déviation dépend du pouvoir réfractant du milieu,
appelé indice de réfraction, dont le symbole est « n ». L’indice de réfraction est déterminé par la loi de Snell.
Quelques valeurs typiques sont données ci-dessous :
• Air : n = 1.000
• Eau : n = 1.330
• Verre à vitre normal : n = 1.500
• Huile à immersion : n = 1.515
• Baume du Canada (milieu de montages microscopiques) : n = environ 1.5
Les grossissements puissants (50x, 100x) nécessitent

une grande quantité de lumière. Pour éviter une perte
de lumière, on utilise alors une huile spéciale avec un
indice de réfraction élevé que l’on place entre la
préparation et l’objectif.
La ligne NN’ représente « la normale » du système

optique (microscope). Lorsqu’un rayon lumineux passe
d’un milieu à un autre avec un indice de réfraction moins
élevé que l’indice de réfraction précédent, il s’écarte de
la normale NN’ [partie gauche du dessin]. Si le deuxième
indice de réfraction est plus élevé, le rayon lumineux se
rapproche de la normale [partie droite du dessin].
L’utilisation d’huile permet ainsi de gagner de la lumière
et d’améliorer la résolution optique.

Entretien et maintenance d’un microscope :
Le microscope, même le plus simple, est un instrument merveilleux, fruit de recherches de nombreux savants
au cours des siècles. Il n'a cessé d'évoluer pour atteindre aujourd'hui une quasi perfection. Il comprend des
parties mécaniques d'une très grande précision et des optiques tout aussi fragiles. Référez-vous à son mode
d'emploi fourni, pour connaître la manière spécifique de le déplacer et de l'entretenir.
Le microscope est le principal outil de laboratoire en situation d’isolement. Il permet de diagnostiquer de

nombreuses infections bactériennes (tuberculose, méningites,…), parasitaires (trypanosomiases, paludisme,…)
et apporte aussi un aide au diagnostic (par la numération et l’identification des cellules dans les échantillons
biologiques par exemple).
Le microscope est également un instrument relativement coûteux qui mérite toute notre attention.
La qualité et la sensibilité des examens de laboratoire dépendent en grande partie de l’état du

microscope. Un microscope bien entretenu permettra donc d’obtenir des résultats de qualité.
Les trois grands ennemis sont la poussière, l’humidité et les chocs. Certains climats sont particulièrement
nuisibles à l’instrument de précision qu’est le microscope. La poussière ou les vents de sables peuvent
pénétrer les parties les plus délicates de la mécanique. Par ailleurs l’humidité excessive produira des
moisissures sur les surfaces optiques du verre. Pour éviter ces problèmes, Il est important de ne pas utiliser
des housses en matière plastique mais en tissu clair pour que le microscope puisse « respirer » et « recevoir »
la lumière (en coton par exemple que l’on pourra laver régulièrement). Ces housses seront suffisamment
grandes afin de pouvoir « border » l’appareil qui sera placé dans un endroit bien aéré, voir ventilé. En saison
humide, le rangement des appareils dans des armoires est à proscrire si l’on veut éviter les moisissures, sauf si
ces armoires sont ventilées et chauffées, ou asséchées par des absorbeurs d’humidité régulièrement régénérés
(cristaux de silicagel, avec indicateur de saturation). La climatisation n’est une solution que si elle est
permanente (condensation avec les sautes de température). Régler la climatisation sur une température pas
trop froide pour éviter de trop grands écarts de température lors des arrêts ou des coupures de courant.
Quelques règles de bases permettront de livrer des résultats de qualité durant de nombreuses années :
• Pour les microscopes électriques, diminuer l’intensité lumineuse au maximum (potentiomètre) avant
d’éteindre le microscope (interrupteur). Ceci permet de prolonger la durée de vie de la lampe.
• Prévoir une (des) lampe(s) de rechange. Conserver précieusement les caractéristiques et les
fournisseurs de la lampe.
• A la fin du travail, éliminer l’huile de l’objectif à immersion à l’aide d’un papier doux (un papier
hygiénique doux non pelucheux peut être utilisé). L’huile durci en séchant et rend l’image trouble.
En cas de dépôt d’huile, il est possible de nettoyer l’objectif à immersion en imbibant très
légèrement un papier doux avec très peu de xylène (ou d’un mélange alcool/éther 1/1 v/v) puis
essuyer avec un papier doux sec.
• Les autres lentilles seront aussi nettoyées avec un autre papier doux (éviter tout contact entre les
autres lentilles et l’huile). Certaines lentilles synthétiques ne résistent pas aux solvants
organiques : Vérifier le(s) type(s) de solvant(s) utilisable(s) pour chaque microscope dans
leurs notices d’utilisation.
• Ne jamais laisser le tube sans oculaires : Les poussières et les spores de champignons pourraient
entrer dans le tube.
• Eliminer la poussière à l’aide d’un petit pinceau et d’une poire en caoutchouc.
• Recouvrir le microscope de sa housse et ranger le en fonction des conditions locales.
• Protéger le microscope des chocs. En cas de transport, utiliser une boite prévue à cet effet, en y
fixant bien le microscope.

Localisation d’un élément dans un champ microscopique :
Le champ microscopique est l’image circulaire observée à travers un microscope. En considérant le champ
microscopique comme un cadran de montre, la division des heures permet de localiser un objet :
12
Exemples : 11 1
10 2
L’élément au centre est un globule rouge.
A 1 heure se situe une plaquette sanguine entre deux globules rouges.
L’élément à 2 heures est un neutrophile. 9 3
L’élément entre 4 et 5 heures est un monocyte.
L’élément entre le centre et 10 heures est un lymphocyte. 8 4
L’élément sur le bord à 8 heures est une partie de lymphocyte.
7 5
6
Examen systématique d’une préparation :

La recherche des œufs et des larves d’helminthes (et des formes végétative des ciliés) se fait à l’objectif 10 x.
La totalité de la préparation est systématiquement examinée. Un examen systématique se fait en regardant
une préparation champ après champ, puis bande après bande, sans laisser d’espace entre les champs ou les
bandes.
On commence l’examen dans un coin de la préparation (par exemple le coin supérieur gauche). Après avoir
observé ce premier champ, on prend un repère à 3 heures. On bouge la préparation latéralement jusqu’à ce
que ce repère se retrouve à 9 heures et ainsi de suite jusqu’à l’extrémité de la préparation. On prend alors un
repère à 6 heures et l’on bouge la préparation en sorte qu’il se trouve à 12 heures et l’on repart dans l’autre
sens. On continue ainsi jusqu’à avoir examiné toute la préparation.
Pour la recherche de parasites au 40 x (certains protozoaires), le même principe est utilisé, mais en se limitant
à 3 lignes contiguës.
Pour des préparations colorées, la préparation entière n’est pas examinée. La partie examinée doit cependant
former une surface contiguë sans espace entre les champs examinés.

Calibration du microscope :
Principe :
La taille est un critère important de détermination de nombreux parasites, tout particulièrement lorsqu'il
s'agit de kystes de protozoaires ou d'œufs d’helminthes. Il est possible d’avoir une première estimation
de la taille par comparaison avec le diamètre du champ microscopique observé : En divisant le champ
de vision des oculaires par le grossissement des objectifs, on obtient le vrai diamètre du champ
microscopique observé. On ne tient pas compte du grossissement des oculaires, mais on doit tenir
compte du facteur de tube. Le diamètre vrai obtenu doit encore être divisé par le facteur tube pour
obtenir le diamètre du champ observé en mm.
Le champ de vision (field of view) indique le diamètre en mm de l’image intermédiaire dans l’oculaire
(c'est-à-dire le diamètre du diaphragme circulaire qui limite l’image et se trouve approximativement au
milieu de l’oculaire. Il est indiqué généralement sur l’oculaire, juste après le grossissement (exemples :
10x/25, 10x/20, 6x/20,…). Le facteur de tube est une caractéristique du microscope (la plupart du
temps = 1, à vérifier dans la manuel d’utilisation du microscope).
Exemple : des oculaires 10x/22 sont utilisés avec un objectif 10 x sur un microscope avec un
facteur de tube de 1. Cette combinaison fournit un champ objet de (22 :10 ):1 = 2.2 mm
Soit pour nos microscopes Olympus CH2 (facteur de tube = 1) :
Diamètre du champ
Oculaires Objectifs
microscopique observé
10x 18L 4x 4.5 mm
10x 18L 10 x 1.8 mm
10x 18L 40 x 0.45 mm
10x 18L 100 x 0.18 mm
Il est également possible d’avoir une première estimation de la taille d’un parasite par comparaison
avec un élément de taille connu (parasites comme S. mansoni ou T. trichiura, globules rouges, etc.).
Pour mesurer avec précision des éléments qui se trouvent dans un champ microscopique, il est
nécessaire que l’oculaire possède une échelle de mesure (micromètre oculaire). Un micromètre
oculaire est un oculaire muni d’une lentille portant gravée une échelle, le plus souvent divisée en 100
graduations. Ces graduations auront une valeur différente selon le grossissement de l’objectif du
microscope.
Le micromètre oculaire doit donc être calibré pour chaque objectif de chaque microscope. La
calibration consiste à donner une valeur en µm pour chaque graduation et pour chaque objectif par
comparaison avec une mesure de référence. La mesure de référence est un micromètre objectif (lame
porte-objet en verre portant une graduation longue de 1 à 2 mm, dont les plus petites divisions sont
distantes de 10 µm exactement). Vu le prix et l’usage très limité d’un micromètre objectif, il peut être
remplacé, sans grande perte de précision, par une cellule de numération. Les cellules de numérations
sont utilisées en hématologie pour dénombrer des éléments. Elles se retrouvent dans chaque
laboratoire
Matériel nécessaire :
Microscope, micromètre oculaire, (micromètre objectif ou) cellule de numération, papier optique, huile à
immersion.
Calibration d’un objectif :
1. Placer une cellule de numération (Neubauer double improved par exemple) sur la platine du
microscope, et mettre la partie quadrillée de la cellule au centre du champ microscopique.
2. Enlever l’oculaire dont la dioptrie n’est pas réglable et remplacer le par le micromètre oculaire à
étalonner.

3. Faire la mise au point.
4. Tourner l’oculaire jusqu’à ce que les graduations du micromètre oculaire soient parallèles aux lignes de
la cellule de numération.
5. Ajuster le micromètre en déplaçant la platine en sorte que le trait 0 du micromètre oculaire se

superpose exactement à une ligne du quadrillage central de la cellule de Neubauer. A fort
grossissement, l’épaisseur des traits gravés peut être telle qu’il faille chercher à superposer soit le bord
gauche soit le bord droit des traits.
6. Sans déplacer le quadrillage de la cellule de Neubauer, chercher un autre point à l’extrême droite du
champ où deux autres traits se superposent exactement. Ce deuxième jeu de trait doit être le plus à
droite possible du trait 0.
7. Compter le nombre de traits du micromètre oculaire entre le trait 0 et le point où le deuxième jeu de
traits se superpose. Exemple pour la figure ci-dessous : 94 divisions du micromètre oculaire.
8. Compter le nombre de carrés de la cellule de Neubauer entre le trait 0 et le point où le deuxième jeu de
traits se superpose. Transformer ce nombre de petits carrés en µm.
Exemple pour la figure ci-dessous : 6 carrés de 250 µm + 5 carrés de 200 µm, soit 2.500 µm.
9. Calculer comme suit la longueur correspondant à une division de l’oculaire :
94 divisions du micromètre oculaire = 2.500 µm.

1 division du micromètre oculaire = 2.500 / 94 = 26,6 µm.
10. Répéter l’opération pour tous les objectifs.
11. L’étalonnage n’a besoin d’être fait qu’une fois pour chaque microscope. Attention, si le micromètre
oculaire est réglable pour la dioptrie, la calibration n’est valable que pour le réglage dioptrique utilisé (en
effet, la longueur du tube influence le grossissement).
Cellules de Neubauer
Micromètre oculaire Calibration du micromètre
(Double improved)

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

RÉSUMÉ DES CYCLES POUR LES TRÉMATODES
Furcocercaires dans l’eau,

qui traversent le derme
Métacercaires sur des

plantes aquatiques
Œufs dans les
selles, les urines
ou les crachats
Développement des
œufs dans l’eau* Développement du
miracidium miracidium dans un
mollusque sporocystes,
Métacercaires dans
rédies, cercaires
des poissons
Métacercaires
dans des crustacés
* Sauf pour Opisthorchis spp., Heterophyes spp. et Metagonimus spp., pour lesquels les œufs doivent d’abords
être ingérés par le mollusque, avant de libérer les miracidium.

Famille : Classe :
Schistosoma mansoni Schistosomatidae Trématodes
Distribution géographique : Nom commun : Pathologie :
• Afrique tropicale Schistosome intestinal • Bilharziose intestinale ou rectale (F)

• Amérique tropicale • Intestinal or rectal schistosomiasis (En)
• Moyen Orient • Bilarciasis intestinal, Esquistosomiasis intestinal (Es)
Hôtes définitifs : Hôtes intermédiaires : Mode de contamination :
Transcutané par contact avec de l’eau douce contaminée

• Homme Mollusques d’eau par des furcocercaires (ou très exceptionnellement trans-
• Rongeurs (Amérique douce : muqueuse via de l’eau de boisson contaminée).
principalement)
• Singes (Afrique Biomphalaria spp. Localisation de l’adulte :
principalement)
Veines mésentériques inférieures (gros intestin).
Méthodes diagnostiques :
• Recherche des œufs dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation,
[technique de Kato-Katz : Pour enquêtes épidémiologiques].
• Recherche des œufs dans une biopsie rectale.
• Sérologie (sur base des CAA circulating anodic antigen et des CCA circulating cathodic antigen) :
- Recherche des anticorps (différentes techniques).
- Recherche des complexes immuns circulants (différentes techniques).
• [Recherche des antigènes dans les URINES (CCA, détection sur strip lateral flow through ou en ELISA)]
Morphologie des œufs :
Dimensions : 110-175 µm x 45-70 µm.
Forme : Ovoïde ou asymétrique en

forme de bouteille.
Coque : Lisse, très fine.
Contenu : Embryonné : miracidium

(parfois mobile).
Couleur : Gris jaune.
Caractéristiques : Eperon latéral au-dessus

du pôle arrondi.
NB : Œufs alcoolo-acido résistants (colorés en rouge au

Ziehl-Neelsen).
Autres signes biologiques associés : Confusions possibles :
• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 % • Œufs des autres espèces de Schistosomes.

(phase d’invasion), puis subnormale voire • Œufs de Fasciolidae.
normale. • Spores de Psorospermum haeckeli (sporozoaire
• Hyperleucocytose en phase prépatente. infestant les écrevisses d’Europe de l’est).
• (Bilan des lésions : Bilan hépatique, signes
d’hypertension portale).
Remarques :
1. Si l’éperon n’est pas visible, il est possible de retourner l’œuf en appuyant délicatement sur la lamelle pour le faire apparaître.
2. Comme les œufs ne se libèrent pas facilement de la paroi intestinale, des examens de selles répétés ou une biopsie rectale sont à envisager.
3. Il est parfois possible de retrouver des œufs de S. mansoni dans les urines (ponte dans les veines vésicales). La coloration de Ziehl-Neelsen
peut alors être utile.
4. Les tests sérologiques sont groupe-spécifiques. Des réactions croisées avec d’autres trématodes sont possibles. La combinaison de deux
tests sérologiques pour la recherche des anticorps circulant, un test Elisa et un test IHA donne une sensibilité de l’ordre de 90 %. Les
anticorps peuvent persister des années après un traitement efficace.
5. Les œufs apparaissent dans les selles 25 à 60 jours après l’infestation (période pré patente). La ponte quotidienne est de l’ordre de 100 à 300
œufs par femelle adulte. La durée de vie du ver adulte est estimée entre 2 et 18 ans.

Famille : Classe :
Schistosoma japonicum Schistosomatidae Trématodes
Extrême orient Schistosome • Bilharziose artérioso-veineuse (F)

(Chine, Corée, Intestinal • Asiatic schistosomiasis, Katayama disease (En)
Philippines, Sulawesi, …) • Enfermedad de Katayama (Es)
• Homme Transcutané par contact avec de l’eau douce

• Animaux domestiques Mollusque amphibie contaminée par des furcocercaires (ou très
(chien, chat, chèvre, d’eau douce : exceptionnellement trans-muqueuse via de l’eau de
porc, cheval, bœuf, boisson contaminée).
buffle,…) Oncomelania spp.
Localisation de l’adulte :
• Animaux sauvages :
(Rongeurs et carnivores) Veines mésentériques supérieures (intestin grêle).
• [Recherche des œufs dans une biopsie rectale].
• [Recherche des antigènes dans les URINES (CCA, détection sur strip lateral flow through ou en ELISA).]
Dimensions : 68 – 100 µm x 45 – 80 µm.
Forme : Rond ou ovale.
Coque : Très mince, lisse.

(parfois mobile).
Couleur : Transparent ou jaune clair.
Caractéristiques : Petit éperon latéral (rarement

visible) localisé dans une
dépression.

Ziehl-Neelsen).
• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 %
(phase d’invasion), puis subnormale voire normale. • Œufs de Schistosoma mekongi (plus petit).
• Hyperleucocytose en phase prépatente. • Œufs d’Ascaris spp. (décortiqué).
• (Bilan des lésions : Bilan hépatique, signes • Œufs de Paragonimus spp.
Remarques :
1. La différentiation microscopique de S. mekongi et S. japonicum est très difficile (distinction géographique).
2. Les œufs de S. japonicum ont un éperon peu réfringent, les rendant peu caractéristiques dans un examen microscopique.
3. La technique de Kato-Katz est peu utilisable pour S. japonicum et S. mekongi (miracidium rapidement invisible et forme générale de l’œuf peu
typique).
4. Il est parfois possible de retrouver des œufs de S. japonicum dans les urines (ponte dans les veines vésicales).
6. Les œufs apparaissent dans les selles environ 30 jours après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 1.500 à 3.500 œufs par
femelle adulte. Cette production élevée rend la biopsie rectale peu utile. La durée de vie du ver adulte est estimée à plus de 25 ans.

Famille : Classe :
Schistosoma mekongi Schistosomatidae Trématodes
Le long du Mékong (Laos, • Bilharziose artérioso-veineuse (F)

Cambodge, Thaïlande), Malaisie Schistosome intestinal • Intestinal schistosomiasis, Katayama disease (En)
• Enfermedad de Katayama (Es)

Transcutané par contact avec de l’eau douce
• Homme
Mollusque d’eau contaminée par des furcocercaires (ou très
• Animaux domestiques
douce : exceptionnellement trans-muqueuse via de l’eau de
(chien, chat, chèvre,
boisson contaminée).
porc, cheval, bœuf,
buffle,…) Tricula aperta. Localisation de l’adulte :
• Animaux sauvages :
(Rongeurs et carnivores) Veines mésentériques supérieures (intestin grêle).
• Recherche des œufs dans une biopsie rectale (peu utile).
Forme : Rond ou ovale.
Coque : Très mince, lisse.

(parfois mobile).
Couleur : Transparent ou jaune clair.
Caractéristiques : Petit éperon latéral (rarement

visible) localisé dans une
dépression.
Ziehl-Neelsen).
• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 %

(phase d’invasion), puis subnormale voire normale. • Œufs de Schistosoma japonicum (plus grand).
• Hyperleucocytose en phase prépatente. • Œufs d’Ascaris spp. (décortiqué).
• (Bilan des lésions : Bilan hépatique, signes • Œufs de Paragonimus spp.
Remarques :
1. La différentiation microscopique de S. mekongi et S. japonicum est très difficile (distinction géographique).
2. Les œufs de S. mekongi ont un éperon peu réfringent, les rendant peu caractéristiques dans un examen microscopique.
3. La technique de Kato-Katz est peu utilisable pour S. japonicum et mekongi (miracidium rapidement invisible et forme générale de l’œuf peu
typique).
4. Il est parfois possible de retrouver des œufs de S. mekongi dans les urines (ponte dans les veines vésicales).
6. Les œufs apparaissent dans les selles 30 à 60 jours après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 1.500 à 3.500 œufs par femelle
adulte. Cette production élevée rend la biopsie rectale peu utile. La durée de vie du ver adulte est estimée à plus de 25 ans.

Famille : Classe :
Schistosoma intercalatum Schistosomatidae Trématodes
Afrique centrale : Congo, République • Bilharziose intestinale ou rectale (F).

Centrafricaine, Gabon, Nigeria, Schistosome • Intestinal or rectal schistosomiasis (En).
Cameroun, Burkina Faso, Mali,... intestinal • Bilharziasis intestinal (Es).
[petits foyers limités à quelques
villages].
Hôtes définitifs : Hôtes Mode de contamination :
intermédiaires :
contaminée par des furcocercaires (ou très
Mollusques d’eau exceptionnellement trans-muqueuse via de l’eau de
• Homme
douce : boisson contaminée).
• Rongeurs ?
Bulinus spp.
Veines rectales.
• Recherche des œufs dans une biopsie rectale.
Forme : Symétrique, en losange, un

pôle arrondi.
Coque : Mince, lisse.
Contenu : Embryonné : Miracidium

(parfois mobile).
Couleur : Gris jaune, foncé.
Caractéristiques : Grand éperon terminal.

NB : Œufs alcoolo-acido résistants (colorés en rouge
au Ziehl-Neelsen).
• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 % (phase • Œufs d’autres espèces de schistosomes

d’invasion), puis subnormale voire normale. (S. haematobium).
• Hyperleucocytose en phase prépatente. • Œufs de Fasciolidae.
• (Bilan des lésions : Bilan hépatique, signes • Spores de Psorospermum haeckeli
d’hypertension portale). (sporozoaire infestant les écrevisses d’Europe
de l’est).
Remarques :
1. Comme les œufs ne se libèrent pas facilement de la paroi intestinale, des examens de selles répétés ou une biopsie rectale sont à envisager.
2. Il est parfois possible de retrouver des œufs de S. intercalatum dans les urines (ponte dans les veines vésicales). La différentiation peut se
faire au Ziehl-Neelsen.
3. Il existe aussi des hybrides naturels entre S. haematobium et S. intercalatum.
5. Les œufs apparaissent dans les selles 50 à 60 jours après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 150 à 400 œufs par femelle
adulte. La durée de vie du ver adulte n’est pas connue.

Famille : Classe :
Schistosoma haematobium Schistosomatidae Trématodes

Afrique • Bilharziose vésicale (F).
Moyen Orient • Urinary or vesical schistosomiasis (En).
Indes. Schistosome vésical
• Bilharziasis urinaria (Es).
(Portugal : petits foyers ?)
Mollusques d’eau douce : contaminée par des furcocercaires (ou très
exceptionnellement trans-muqueuse via de l’eau de
• Homme
Bulinus spp. boisson contaminée).
• (Singes)
• (Porcs) Localisation de l’adulte :
Veines du plexus vésicales.
• Recherche des œufs dans les urines : Technique de concentration par sédimentation ou par filtration.
• Recherche des antigènes dans les URINES (CCA, détection sur strip lateral flow through ou en ELISA).
Forme : Symétrique, ovoïde, un pôle

bien arrondi.
Coque : Lisse, très mince
Contenu : Embryonné : Miracidium

(parfois mobile).
Couleur : Gris jaune.
Caractéristiques : Petit éperon terminal.

NB : Œufs non alcoolo-acido résistants (colorés en
bleu au Ziehl-Neelsen).
• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 % (phase • Œufs d’autres espèces de schistosomes

d’invasion), puis sub-normale voire normale. (S. intercalatum).
• Hématurie, et protéinurie. • Cellules épithéliales.
• Hyperleucocytose en phase prépatente. • Spores de Psorospermum haeckeli
retrouvées dans les selles (sporozoaire
• (Bilan des lésions rénales).
infestant les écrevisses d’Europe de l’est).
Remarques :
1. Le nombre d’œufs présents dans les urines varie au cours de la journée et montre un pic entre 10 et 14 heures.
2. Les œufs sont plus facilement retrouvés en fin de miction. Un stress de la vessie (mouvements, gonflement) aide au décollement des œufs.
3. Même chez des patients infectés massivement, les œufs ne sont pas toujours présents dans les urines. Il peut donc être important de répéter
l’examen.
4. Si les urines ne sont pas examinées rapidement, il est possible de retrouver des miracidies très mobiles.
5. Les œufs apparaissent dans les urines 6 à 8 semaines après infestation.
6. Il est parfois possible de retrouver des œufs de S. haematobium dans les selles (ponte dans les veines mésentériques, ou fistules). La
différentiation peut se faire au Ziehl-Neelsen.
7. Il existe aussi des hybrides naturels entre S. haematobium et S. intercalatum.
9. Les œufs apparaissent dans les urines 54 à 84 jours après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 20 à 300 œufs par femelle
adulte. La durée de vie du ver adulte est estimée entre 3 et 7 ans.

Famille : Classe :
Fasciola hepatica Fasciolidae Trématodes

• Distomatose du foie (F)
Cosmopolite Fasciolasis, liver fluke infection (En)
Douve du foie •
• Distomatosis hepatica (Es)
Consommation de plantes aquatiques contaminées

• Herbivores Mollusques amphibies par des métacercaires (exemple : cresson de rivière).
• Homme d’eau douce
• Rongeurs, porcs
carnivores,… Lymnea spp.
Voies biliaires.
• Recherche des œufs dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation.
• Recherche des œufs dans un liquide de tubage duodénal.
• Sérologie : Recherche d’anticorps dirigés contre les produits d’excrétion et de sécrétion (ES antigens).
• [Recherche de coproantigènes (ES antigens)].
Forme : Ovoïde, symétrique, pôles

bien arrondis. Un pôle plus
effilé.
Coque : Lisse et fine, à double ligne.
Contenu : Jamais embryonné, masse

de cellules peu nettes.
Couleur : Jaune ou brun foncé.
Caractéristiques : Opercule (peu visible)
• Phase d’invasion : Hyperéosinophilie (jusqu’à 80 %), • Œufs de Fasciola gigantica.

hyperleucocytose. • Œufs de Fasciolopsis buski.
• Phase d’état : Hyperéosinophilie, altérations du bilan • Œufs de Schistosoma spp.
hépatique. • Œufs d’acariens.
Remarques :
1. Le nombre d’œufs présent dans les selles est souvent limité. Les examens répétés, les techniques de concentration ou le
tubage duodénal sont donc à envisager.
2. La distinction microscopique entre F. gigantica, F. hepatica et Fasciolopsis buski est presque impossible. De plus, il existerait
aussi des hybrides naturels de F. gigantica et de F. hepatica. Une réponse du type présence d’œufs de Fasciolidae est donc
la plus correcte.
3. Il est possible d’ouvrir, sous microscope, l’opercule de l’œuf (« œuf à la coque ») en appuyant délicatement sur la lamelle,
confirmant ainsi le diagnostic de Fasciolidae.
4. Il est possible d’observer des œufs de passage (œufs résultant non d’une infestation, mais de la consommation de foie
d’animaux contaminés par le ver adulte). Des examens de selles répétés après une diète alimentaire peuvent exclure cette
hypothèse (pseudo distomatose).
5. Durant la phase d’invasion (migration des stades larvaires dans le parenchyme du foie [7 à 11 semaines]), on observe une
pathologie, mais sans présence d’œufs dans les selles. Les tests sérologiques sont donc très importants durant cette période.
Si la sensibilité est bonne (95 % 2 à 4 semaines après l’infestation), il existe des réactions croisées avec d’autres trématodes.
Des infestations non traitées avec des douves dans les canaux biliaires peuvent cependant devenir progressivement
séronégative en 1 an, vraisemblablement en raison de la suppression de la stimulation antigénique.
6. Les œufs apparaissent dans les selles 11 à 17 semaines après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 25.000
œufs par adulte hermaphrodite (mais peu arriveraient dans les selles [30 œufs par jours ?]]). La durée de vie du ver adulte est
estimée à plus de 25 ans.

Famille : Classe :
Fasciola gigantica Fasciolidae Trématodes
Surtout en Afrique centrale et • Distomatose du foie (F)

du sud. Grande douve du foie • Fasciolasis, giant liver fluke infection (En)
Plus rarement Pacifique de • Distomatosis gigantica (Es)
l’ouest, Haïti et Asie.
• Herbivores Mollusques aquatiques : Consommation de plantes aquatiques contaminées

• Homme par des métacercaires.
• Rongeurs, porcs Lymnea spp.
carnivores,…
Voies biliaires.
• Recherche des œufs dans le liquide de tubage duodénal.
• Sérologie : Recherche d’anticorps dirigés contre les produits d’excrétion et de sécrétion (ES
antigens).
• [Recherche de coproantigènes (ES antigens)].

effilé.
Coque : Lisse et fine, à double ligne.

Caractéristiques : Opercule (peu visible)
• Phase d’invasion : Hyperéosinophilie (jusqu’à 80 %), • Œufs de Fasciola hepatica.

hyperleucocytose. • Œufs de Fasciolopsis buski.
• Phase d’état : Hyperéosinophilie, altérations du bilan • Œufs de Schistosoma spp.
hépatique. • Œufs d’acariens.
Remarques :
1. Les vers adultes de F. gigantica sont la plupart du temps stériles, la recherche des antigènes est alors une alternative diagnostique importante.
2. Si ce n’est pas le cas, le nombre d’œufs présent dans les selles est souvent limité. Les examens répétés, les techniques de concentration ou le tubage
duodénal sont donc parfois nécessaires.
3. La distinction microscopique entre F. gigantica, F. hepatica et Fasciolopsis buski est presque impossible (Il existerait aussi des hybrides naturels de F.
gigantica et de F. hepatica). Une réponse du type présence d’œufs de Fasciolidae est donc la plus correcte.
4. Il est possible d’ouvrir, sous microscope, l’opercule de l’œuf (« œuf à la coque ») en appuyant délicatement sur la lamelle, confirmant ainsi le diagnostic
de Fasciolidae.
5. Il est possible d’observer des œufs de passage (œufs résultant non d’une infestation, mais de la consommation de foie d’animaux contaminés par le
ver adulte). Des examens de selles répétés après une diète alimentaire peuvent exclure cette hypothèse (pseudo distomatose).
6. Durant la phase d’invasion (migration des stades larvaires dans le parenchyme du foie [7 à 11 semaines]), on observe une pathologie, mais sans
présence d’œuf dans les selles. Les tests sérologiques sont donc très importants durant cette période. Si la sensibilité est bonne (95 % 2 à 4 semaines
après l’infestation), il existe des réactions croisées avec d’autres trématodes. Des infestations non traitées avec des douves dans les canaux biliaires
peuvent cependant devenir progressivement séronégative en 1 an, vraisemblablement en raison de la suppression de la stimulation antigénique.
7. Les œufs apparaissent dans les selles 12 à 15 semaines après l’infestation. La ponte quotidienne retrouvée dans les selles serait de l’ordre de 30 œufs
par adulte hermaphrodite. L’espérance de vie du ver adulte est estimée à plus de 11 ans.

Famille : Classe :
Fasciolopsis buski Fasciolidae Trématodes
Chine, Asie du sud et de l’est, • Distomatose intestinale (F)

continent Indien, Douve intestinale • Fasciolopsiasis, Busk’s fluke infection (En)
Extrême Orient, Europe centrale • Distomatosis intestinal (Es)
• Homme Consommation de plantes aquatiques contaminées

Mollusque d’eau douce : par des métacercaires (exemple : Châtaigne d’eau).
• Porc
• Singe Hippeutis spp., Localisation de l’adulte :
• Lapin
(Chien) Segmentina spp.
• Intestin grêle.

effilé.
Coque : Mince, une seule ligne.

Caractéristiques : Opercule (peu visible).

• Œufs de Fasciola gigantica.
• Œufs de Fasciola hepatica.
• Hyperéosinophilie.
• Œufs de Schistosoma spp.
• Œufs d’acariens.
Remarques :
1. Ces œufs sont très similaires aux Fasciola spp., mais habituellement présents en grand nombre dans les selles.
Cette haute production rend les techniques de concentration peu utiles.
2. La distinction microscopique entre F. gigantica, F. hepatica et Fasciolopsis buski est presque impossible. Une
réponse du type présence d’œufs de Fasciolidae est donc la plus correcte.
3. Il est possible d’ouvrir, sous microscope, l’opercule de l’œuf (« œuf à la coque ») en appuyant délicatement sur la
lamelle, confirmant ainsi le diagnostic de Fasciolidae.
4. Les œufs apparaissent dans les selles 12 à 20 semaines après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre
de 16.000 œufs par ver adulte. La survie des vers adultes chez l’homme est estimée à 6 mois (contre jusqu’à 25
ans pour F. hepatica). Ces infestations seraient peu (pas) symptomatiques. Dans des cas extrêmement rares, les
vers adultes se localisent dans le cerveau ou le myocarde.

Famille : Classe :
Clonorchis sinensis
Opisthorchidae Trématodes
(Opisthorchis sinensis)
Mer de Chine : Japon, Corée, • Distomatose de Chine (F)

Hong-Kong, Taiwan, Chine, Douve de Chine. • Chinese live fluke disease, Clonorchiasis (En)
Kamchatka, ... • Distomatosis hepatica chinesco (Es)
• Homme. 1. Mollusques d’eau Consommation de poisson infesté par des

• Mammifères douce. (Parafossarulus métacercaires vivantes.
piscivores. spp., Alocinma spp.,
Bithynia spp.) Localisation de l’adulte :
2. Poissons d’eau douce. Voies biliaires.
• Recherche des œufs dans le liquide d’aspiration d’un tubage duodénal (obstruction des voies biliaires).
• Recherche des anticorps sériques (ELISA).
Dimensions : 26–35 µm x 12-14 µm.
Forme : Amphore asymétrique,

(ovoïde).
Coque : Lisse, double, lignes fines.
Contenu : Embryonné (miracidium,

parfois mobile).
Couleur : Brun jaunâtre, assez clair.
Caractéristiques : Opercule bien visible avec

une petite protubérance non
centrale au pôle opposé.
• Hyperéosinophilie (jusqu’à 20 %). • Œufs des autres espèces d’Opisthorchis spp.

• Les Heterophyidae.
Remarques :
1. Le nombre d’œufs présent dans les selles est souvent peu élevé, nécessitant des examens répétés et/ou des techniques de
concentration (sédimentation).
2. Il est très difficile de distinguer microscopiquement les œufs d’Opisthorchis sinensis de ceux d’autres espèces de douves
hépatiques infectant principalement les animaux : Opisthorchis felineus (tenuicollis) [Sud-est de l’Europe, Europe centrale],
Opisthorchis viverrini [Sud-est de l’Asie, Malaisie]. La biologie et la pathologie associée à toutes ces douves hépatiques sont
comparables. Une réponse du type présence d’œufs d’Opisthorchidae/Heterophyidae est donc la plus correcte.
3. Il est très difficile de distinguer microscopiquement les œufs d’Opisthorchis sinensis de ceux d’autres douves dont les œufs
se retrouvent dans les selles : Heterophyes heterophyes [bassin méditerranéen, Moyen-Orient et Afrique occidentale],
Metagonimus yokogawai [Extrême-Orient, partie orientale de l’ex-URSS et Espagne (?)] et 13 autres espèces d’Heterophyidae
décrites [Sud et Sud-est Asiatique, Australie, îles du Pacifique, bassin méditerranéen, Sud et Est de l’Europe, Afrique
Occidentale]. En raison de la courte durée de vie du stade adulte, de sa localisation et de la faible réponse immunitaire de
l’hôte, les douves intestinales sont peu pathogènes.
4. La salaison ou la fumaison du poisson ne sont pas toujours suffisantes pour tuer les métacercaires.
5. Les œufs apparaissent dans les selles environ 1 à 4 semaines après l’infestation. La ponte quotidienne est de l’ordre de 1.000
à 4.000 œufs par ver adulte. La durée de vie du ver adulte est estimée jusqu’à plus de 25 ans.
6. Les tests sérologiques sont peu utiles par manque de spécificité.
7. Clonorchis sinensis est l’ancien nom d’Opisthorchis sinensis.

Famille : Classe :
Paragonimus spp. Troglotrematidae Trématodes
Sud–est Asiatique (Japon, Laos,

Corée, Taiwan, Chine, Thaïlande, Douve du poumon, • Distomatose pulmonaire (F)
Malaisie, Philippines, Indes, Népal, …) Douve pulmonaire. • Oriental lung fluke disease (En)
Afrique : Cameroun, Libéria, Nigeria, • Distomatosis pulmonar, duela
Congo, RDC, Afrique du Sud, …) pulmonar (Es)
Amérique latine et du nord.

1. Mollusque d’eau Consommation de crustacés infectés par des
douce : Oncomelania métacercaires vivantes.
• Homme, spp, Thiaridae spp.
• Félidés, canidés,
• Singes, mangoustes, 2. Crustacés d’eau Localisation de l’adulte :
• Mustélidés (loutres,…) douce : Crabes,
Poumons, (cerveau, autres organes).
écrevisses, crevettes.
• Recherche des œufs dans les crachats : Concentration par sédimentation après liquéfaction du crachat.
• [Sérologie : Recherche des anticorps contre Paragonimus westermani.]
Forme : Irrégulière ou ovoïde.
Coque : Epaisseur inégale.
Contenu : Jamais embryonné, amas

cellulaire de taille variable.
Couleur : Brun jaune ou gris, foncé.
Caractéristiques : Opercule (très peu visible).
DANS LES SELLES
• Hyperéosinophilie (phase invasive). • Œufs d’Ascaris spp. (non fécondé).

• Crachats sanglants (phase chronique). • Œufs de Diphyllobothrium latum.
• Œufs de Schistosoma japonicum ou
mekongi.
• Œufs de Fasciolidae.
Remarques :
1. En raison du risque de production d’aérosols dangereux durant l’examen parasitologique, éliminer la possibilité d’une
tuberculose avant recherche parasitologique dans un crachat.
2. La recherche des œufs dans les crachats est assez difficile, rendant la sérologie intéressante, surtout pour de faibles
parasitémies. Les tests sérologiques n’ont malheureusement pas de protocole standardisé.
3. Les œufs ne se retrouvent dans les crachats que 2 à 3 mois après l’infestation. L’espérance de vie du ver adulte est estimée
entre 10 et 20 ans.
4. Il est possible d’ouvrir, sous microscope, l’opercule de l’œuf (« œuf à la coque ») en appuyant délicatement sur la lamelle,
confirmant ainsi le diagnostic.
5. Plusieurs parasites font un passage pulmonaire au stade larvaire (Ascaris, Ancylostomes, Strongyloides, …). Un examen de
crachats n’est cependant pas indiqué pour retrouver ces parasites.
6. Une recherche des œufs dans les selles n’est pas indiquée (les œufs éventuellement ingérés sont trop dilués et ressemble
fortement à des œufs d’Ascaris non fécondés). Par contre, si les œufs sont retrouvés dans les selles, un examen de crachat
est recommandé (surtout pour exclure les confusions possibles).
7. La distinction morphologique des différentes espèces de Paragonimus n’est pas possible. [P. westermani, P. heterotremus, P.
miyazakii et P. skyrjabini (Asie, Afrique ?, Amérique du sud ?), P. africanus et uterobilateralis (Afrique), P. kellicotti (Amérique
du nord), P. mexicanus (Amérique latine), …]. Une réponse du type Paragonimus spp. serait donc plus correcte.

HELMINTHES
(métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Famille : Classe :
Diphyllobothrium latum Diphyllobothriidae Cestodes

Cosmopolite. Plus répandu dans
les régions froides et tempérées.
• Bothriocéphalose ou diphyllobothriose (F)
Europe du nord, Russie, Pologne Ténia du pécheur • Broad fish tapeworm infection (En)
Italie, Suisse, Sibérie, Japon, • Diphyllobotriasis (Es)
Taiwan, Philippines.
Amérique du nord et du sud
1. Petits crustacés : Consommation de poissons d’eau douce infestés par

• Homme. (Cyclops spp. et des larves plérocercoïdes vivantes.
• Mammifères piscivores. Diatomus spp.).
2. Poissons d’eau
douce (truites, Intestin.
saumons,…)
• Recherche des œufs dans les selles : Examen direct, (technique de concentration par sédimentation).
• (Identification de segments gravides éventuellement présents dans les selles).
Forme : Ovoïde.
Coque : Mince.

foncée.
Couleur : Assez foncé.
Caractéristiques : Opercule bien visible, parfois

petite protubérance (mucron)
au pôle opposé.
• Anémie mégaloblastique pernicieuse, [avitaminose

B12 (5 % des cas, Finlande principalement)]. • Œufs de Paragonimus spp. (dans les selles).
• Leucopénie, thrombocytopénie et hyperéosinophilie • Œufs d’Ancylostomes.
inconstantes (jusqu’à 30 %). • Œufs d’acariens.
• VS élevée, hypoprotidémie, hypoalbuminémie,
hypergammaglobulinémie.
Remarques :
1. Pas de distinction morphologique possible entre Diphyllobothrium latum, Diphyllobothrium cordatum (Europe du nord, Amérique du nord,…),
Diphyllobothrium pacificum (Amérique du sud), … qui infestent l’homme. Plus de 50 espèces de Diphyllobothrium sont décrites dont 13 peuvent infestée
l’homme. La réponse parasitologique correcte est donc Diphyllobothrium spp.
2. Comme les segments gravides du vers sont le plus souvent décomposés dans l’intestin, ils ne se retrouvent qu’exceptionnellement dans les selles.
Contrairement au Taeniidae, les proglottis mûrs éventuellement retrouvés dans les selles sont plus larges que longs (2-4 mm x 10-12 mm).
3. En raison de la grande production journalière d’œufs (35.000 à 100.000 œufs par jours et par ver adulte), les techniques de concentration sont peu
utiles. L’espérance de vie d’un vers adulte dans l’intestin peut aller jusqu’à 30 ans.
4. Les œufs apparaissent dans les selles environ 30 à 45 jours après l’infestation.
5. Les larves plérocercoïdes sont tuées par la congélation du poisson à -10 °C pendant 24 heures. La salaison et le fumage ne sont pas toujours suffisants
pour tuer les larves.
6. La sparganose (ou plérocercoïdose) est une infestation dans laquelle l’homme est infesté accidentellement par des larves procercoïdes ou
plérocercoïdes d’espèces de Diphyllobothrium n’ayant que des animaux comme hôtes définitifs (ou des espèces apparentées : Sparganum spp. et
Spirometra spp.). L’homme joue alors le rôle d’hôte paraténique (hôte dans lequel le développement du parasite n’est pas complet) et les œufs ne sont
jamais retrouvés dans les selles. [Assez fréquent en extrême orient ou traditionnellement des grenouilles fraîchement écorchées sont appliquées sur les
yeux infectés ou les plaies].

Famille : Classe :
Taenia saginata Taeniidae Cestodes

Cosmopolite (rare si peu de Ver solitaire • Téniase (F)
consommation de viande de ou • Beef tapeworm infection (En)
bœuf [Hindous] ou contrôles Ténia inerme
vétérinaires systématiques) • Teniasis (Es)
Consommation de viande de bœuf infestée par des

Les bovidés : cysticerques vivants (Cysticercus bovis).
• Homme
(bœuf, buffle, zébu) Localisation de l’adulte :
Intestin grêle.
• Identification macroscopique de segments gravides éliminés en dehors des défécations (ou dans
les selles). [cf. tableau comparatif avec T. solium]
• Découverte des œufs dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation.
• Découverte des œufs dans un scotch test anal.
• (Détection de coproantigènes en « dipstick » : Bonne sensibilité, pas de différentiation d’espèce).
• (Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques).
• (Recherche d’ADN spécifique par PCR sur extraits fécaux avec différentiation d’espèce).
Dimensions : 31 – 43 µm.
Forme : Rond ou ovoïde.
Coque : Très épaisse, lisse, avec

stries radiaires (objectif 40x).
Contenu : Larve hexacanthe : Masse

granuleuse entourée d’une fine
membrane, contenant 3 paires
de crochets réfringents (pas
toujours tous visibles).
Couleur : Gris foncé
Caractéristiques : L’œuf est parfois entouré d’un

sac transparent (membrane
périovulaire).

• Œufs de Taenia solium.
• Hyperéosinophilie modérée (de l’ordre de 20 %)
• Bulles d’air.
durant la phase de maturation.
• Grains de pollens (Troène).
Remarques :
1. L’examen des selles n’est pas toujours positif : Les segments gravides (ou proglottis) sont libérés intacts (même entre les défécations). Ceci
est moins vrai pour Taenia solium. Les œufs ou les segments matures se retrouvent dans les selles environ 10 à 12 semaines après
l’infestation (phase de maturation).
2. La morphologie des œufs ne permet pas de distinguer Taenia saginata de Taenia solium. D’autres cestodes du genre Echinococcus spp. (ver
solitaire du chien,…) produisent aussi des œufs morphologiquement identiques. Ces œufs ne sont cependant jamais retrouvés chez l’homme.
Seule l’identification des segments gravides (ou du scolex) permet la distinction d’espèce. La réponse parasitologique correcte pour des œufs
retrouvés dans les selles est Taenia spp.
3. Un ver adulte est composé de +/- 200 segments. Chaque proglottis contient environ 100.000 œufs. Un adulte peut produire jusqu’à 600
millions d’œufs par an.
4. Les cysticerques sont tués par une cuisson approfondie de la viande ou une congélation de plus de 24 heures à -20°C.
5. Le terme solitaire est impropre : Plusieurs vers adultes peuvent infester un homme en même temps.
6. La longévité d’un ver adulte est estimée jusqu’à plus de 35 ans.

Famille : Classe :
Taenia solium Taeniidae Cestodes
Cosmopolite (rare si peu de Ver solitaire • Téniase, [cysticercose, neurocysticercose] (F)
consommation de viande de ou • Pork tapeworm infection, cysticercosis (En)
porc [Musulmans] ou contrôles Ténia armé • Teniasis, cisticercosis (Es)
vétérinaires systématiques).
Le porc. • Consommation de viande de porc infestée par des

cysticerques vivants (Cysticercus cellulosae).
L’homme (cysticercose) • Ingestion d’œufs de Tænia solium (contamination
• Homme fécale ou anti-péristaltisme de segments gravides)
Chiens, chats, ovins, cysticercose.
primates.
Intestin grêle.
• Identification macroscopique de segments gravides dans les selles (cf. tableau comparatif avec T.
saginata).
• Découverte des œufs dans les selles : Examen direct, (technique de concentration par sédimentation).
• (Découverte des œufs dans un scotch test anal).
• (Détection de coproantigènes en « dipstick » : Bonne sensibilité, pas de différentiation d’espèce).
• (Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques par Western Blot dans le sérum ou le LCR, uniquement
pour la cysticercose).
• (Recherche d’ADN spécifique par PCR sur extraits fécaux avec différentiation d’espèce).
• Imagerie médicale (principalement utile pour la cysticercose)
Forme : Rond.
Coque : Très épaisse, lisse, avec
stries radiaires (objectif 40 x).
Contenu : Masse granuleuse entourée
d’une fine membrane,
contenant 3 paires de crochets
réfringents (larve hexacanthe).
Couleur : Gris foncé
Caractéristiques : L’œuf est parfois entouré d’un
sac transparent (membrane
périovulaire).
• Hyperéosinophilie modérée (de l’ordre de 20 %) • Œufs de Taenia saginata.

durant la phase de maturation. • Bulles d’air.
• Grains de pollens (Troène).
Remarques :
1. L’examen direct n’est pas toujours positif : Les œufs de Tænia solium sont plus rarement retrouvés libre dans les selles que ceux de Tænia
saginata (segments gravides intacts expulsés par groupes de 3 à 6). Les œufs ou les segments matures se retrouvent dans les selles environ
5 à 12 semaines après l’infestation. (phase de maturation).
2. La morphologie des œufs ne permet pas de distinguer Tænia saginata de Tænia solium. D’autres cestodes du genre Echinococcus spp. (ver
solitaire du chien,…) produisent aussi des œufs morphologiquement identiques. Ces œufs ne sont cependant jamais retrouvés chez l’homme.
Seule l’identification des segments gravides (ou du scolex) permet la distinction d’espèce. La réponse parasitologique correcte pour des œufs
retrouvés dans les selles est Tænia spp.
3. En cas de cysticercose, on retrouve dans 40 % des cas une localisation cérébrale (hyperéosinophilie). Une localisation oculaire (éosinophilie
modérée) ou une localisation musculaire ou sous-cutanée plus asymptomatique sont aussi possibles. Les tests sérologiques peuvent être
négatifs, surtout dans le cas d’anciennes infestations. Leur sensibilité est de l’ordre de 90 %, pour une spécificité proche de 97 %.
4. Les cysticerques sont tués par une cuisson approfondie de la viande ou une congélation de plus de 24 heures à -20°C.
5. Le terme solitaire est impropre : Plusieurs vers adultes peuvent infester un homme en même temps.
6. La longévité d’un ver adulte est estimée jusqu’à plus de 25 ans.

DIAGNOSTIC DIFFERENTIEL ENTRE TAENIA SAGINATA ET TAENIA SOLIUM
Sur base du ver adulte ou de segments (proglottis) gravides
CARACTERISTIQUES Tænia saginata Tænia solium
Taille du ver adulte De 5 à 10 mètres de long De 3 à 5 mètres de long
Scolex Entre 1 et 2 mm de large De l’ordre de 1 mm de large

4 ventouses 4 ventouses
Pas de Rostre, pas de crochets Rostre muni de crochets
Anneaux gravides : Taille De 12 à 15 mm de long De 10 à 12 mm de long

Utérus (branches unilatérales) Très ramifié : Peu ramifié :
De 15 à 32 ramifications unilatérales De 7 à 16 ramifications unilatérales
Ramifications fines Ramifications épaisses
Mobilité des anneaux gravides Mobiles : Immobiles ou peu mobiles :
(sortent spontanément de l’anus) (expulsion avec les selles)
N.B. : Bovins Porc (et l’homme)

Cysticerques dans les Cysticercus bovis Cysticercus cellulosae
Peu de cysticerques Beaucoup de cysticerques
muscles Pas de crochets Crochets
(ou dans le Système Nerveux
Central)
MUSCLES MUSCLES OU SNC
Remarques :
1. Les œufs ne permettent pas de faire un diagnostic d’espèce.
2. En raison du risque de cysticercose en cas d’ingestion d’œufs (Tænia solium), manipuler les
vers adultes ou les segments de vers adultes avec grande prudence. Toujours manipuler les
segments à l’aide d’une pince. L’usage de gants doit être systématique.
3. Le diagnostic d’espèce se fait sur l’aspect macroscopique des segments gravides (plus rarement sur le
scolex) :
• Des proglottis très mobiles donnent un diagnostic de certitude de Tænia saginata.
• En cas de proglottis immobiles ou peu mobiles, il faut se baser sur les ramifications de l’utérus
(après décoloration à l’acide acétique). Peu ramifié pour Tænia solium, très ramifié pour Tænia
saginata. Pour éviter les doutes en cas de 15 ou 16 ramifications unilatérales, examiner si
possible plusieurs segments.

Vampirolepis nana Famille : Classe :
Hymenolepididae Cestodes
(Hymenolepis nana)
Cosmopolite, principalement « Ténia nain » • Hyménolépiase (F)

pourtour méditerranéen, • Dwarf tapeworm infection, hymenolepiasis (En)
Russie, Inde et Amérique. Petit ver solitaire • Himenolepiasis (Es)
Seul cestode infestant • Ingestion des œufs.

• Homme l’homme sans hôte • (ingestion de vers de farine infestés par des larves
intermédiaire cysticercoïdes ?).
• (Rongeurs [?] : Rats,
souris, … ) Vecteur : Localisation de l’adulte :
Vers de farine ? Intestin grêle.
• (Ver adulte retrouvé dans les selles)
Forme : Ovoïde ou rond, symétrique.
Coque : Mince et lisse.
Contenu : Embryophore avec deux

bouchons polaires et quelques
filaments partant des bouchons.
Couleur : Transparent, gris très clair.
Caractéristiques : Larve hexacanthe avec

crochets bien visible
• Œufs d’Hymenolepis fraterna.

• Hyperéosinophilie modérée.
• Œufs d’Hymenolepis diminuta.
• Grains de pollen (Orge).
Remarques :
1. Hymenolepis nana est l’ancien nom de Vanpirolepis nana.

2. Les Hymenolepis sp. du rat et de la souris (Hymenolepis fraterna) sont morphologiquement identiques : Elles ont
cependant besoin d’un hôte intermédiaire (puces, blattes et vers de farine). Ces souches peuvent aussi infecter
l’homme. Une réponse du type « présence d’œufs d’Hymenolepididae serait donc parasitologiquement plus
correcte.
3. En raison de l’autoinfestation, on retrouve souvent une intensité parasitaire importante (surtout chez les enfants).
Le nombre d’œufs retrouvé dans les selles est souvent très important, ne justifiant pas une technique de
concentration.
4. Les segments gravides sont détruits au niveau intestinal, libérant les œufs qui se retrouvent dans les selles.
5. Les œufs se retrouvent dans les selles environ 20 jours après l’infestation.
6. Le ver adulte est un ver segmenté de 1,5 à 4 cm de long avec un scolex muni de 4 ventouses et de nombreux
crochets. Les vers adultes ont une durée de vie estimée à quelques mois.

Famille : Classe :
Hymenolepis diminuta Hymenolepididae Cestodes
Cosmopolite
mais très rare (zoonose). • Hyménolépiase (F).
Favorisé par un habitat Petit ver solitaire • rat tapeworm infection, hymenolepiasis (En).
précaire augmentant les • Himenolepiasis (Es).
contacts entre les rongeurs et
la nourriture humaine.
Arthropodes : Ingestion de nourriture contaminée par des insectes

• Rongeurs infestés par des larves cysticercoïdes de H. diminuta.
• Homme (Zoonose) Puces des rats, vers de
farines, coléoptères, Localisation de l’adulte :
scarabées.
Intestin grêle.
technique de concentration par flottaison.
• (Ver adulte retrouvé dans les selles).
Forme : La plupart du temps rond,

rarement un peu ovoïde.
Coque : Assez épaisse, lisse, couronne

de filaments en interne
Contenu : Embryophore sans bouchon

polaire.
Couleur : Brun, brun jaune.
Caractéristiques : Larve hexacanthe avec

crochets bien visible

• Œufs d’Hymenolepis nana.
• Œufs d’Hymenolepis fraterna.
• Hyperéosinophilie modérée
• Œufs d’Ascaris lumbricoides (œufs non
fécondés et semi-décortiqués)
• Grains de pollen (crocus ou laurier)
Remarques :
1. Les segments gravides sont détruits au niveau intestinal, libérant les œufs qui se retrouvent dans les selles.
2. Le ver adulte est un petit ver segmenté de 20 à 60 cm de long avec un scolex muni de 4 ventouses (sans
crochets). Les segments sont plus longs que larges.
3. Les œufs se retrouvent dans les selles environ 20 jours après l’infestation. L’espérance de vie du ver est estimée
entre 5 et 7 semaines.
4. Jusqu’en 2005, moins de 100 cas d’infestation humaine par Hymenolepis diminuta ont été publiés.

Famille : Classe :
Echinococcus granulosus Taeniidae Cestodes
Cosmopolite, principalement • Echinococcose, hydatidose (F)

dans des régions où l’élevage Kyste hydatique • Echinococcosis, hydatid disease, hydatidosis (En)
du mouton est important. • Hidatidosis , quiste hidatídico(Es)
Ingestion des œufs (contact avec un carnivore [chien], ou

• Ongulés aliments souillés)
• Les carnivores
Localisation des Kystes (stades larvaires):
(sauf l’homme) • Homme Foie (75 % des cas), poumons (10 %),
rate (3 %), reins (2 %), muscles (5 %),
cerveau et moelle épinière (3 %), os (2 %).
• Clinique.
• Imagerie médicale.
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques :
Test de dépistage par Indirect HémAgglutination (IHA), Indirect Fluorescent Antibody Test
(IFAT), ou Enzyme ImmunoAssays (EIA).
Test de confirmation par immunoblot démontrant « l’arc 5 en double diffusion »
• (Identification de protoscolex et de crochets libres dans un liquide de ponction.
Éléments retrouvés dans un kyste hydatique :
Liquide clair « eau de roche » contenant de très nombreux

protoscolex [approximativement 170 µm x 110 µm] et
crochets libres [approximativement 20 µm] formant le
« sable hydatique »
• Hyperéosinophilie surtout en début d’évolution • Autres échinococcoses.
Remarques :
1. Il faut formellement déconseiller la ponction des kystes pour la détection des protoscolex et des crochets libres
(risque très important d’essaimage). Cette ponction expose aussi le patient à un risque de choc anaphylactique.
2. Les œufs des Echinococcus spp. (identiques à ceux de Taenia spp.) ne sont jamais retrouvés dans des selles humaines.
3. Une sérologie négative n’exclu pas le diagnostic (sensibilité de l’ordre de 90 %) : Anticorps indétectables en fonction de la
localisation, de l’intégrité et de la vitalité des larves. La sensibilité est meilleure pour les localisations hépatiques ou osseuses
que pour les autres localisations. Les patients avec des kystes calcifiés, morts ou en dégénérescence sont souvent
séronégatifs.
4. La sérologie peut être faussement positive en cas d’infestation par d’autres helminthes, de cancer ou de désordres
immunologiques chroniques. Une réaction faussement positive est aussi retrouvée dans 5 à 25 % des patients avec une
neurocysticercose (Taenia solium) et pour des patients atteints par Echinococcus multilocularis, Echinococcus vogeli et
Echinococcus oligarthrus.
5. D’autres échinococcoses avec des cycles presque identiques peuvent se retrouver plus rarement chez l’homme : E.
multilocularis (échinococcose alvéolaire, hémisphère nord (Suisse, France, Allemagne, Autriche), Taenia du renard avec
comme hôtes intermédiaires les rongeurs [homme] 8 cas humains en Belgique (Wallonie) entre 1998 et 2005, affection
gravissime, localisation hépatique et plus rarement pulmonaire, rénale ou méningée). E. vogeli (échinococcose polykystique,
Amérique centrale et du sud, Taenia du chien sauvage avec comme hôtes intermédiaires des rongeurs [homme], localisations
principales hépatiques ou pulmonaires). E. oligarthrus (échinococcose extrêmement rare, Amérique centrale et du sud,
Taenia des félidés avec comme hôtes intermédiaires des rongeurs [homme], localisation variables).

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Super Famille : Classe :
Ascaris lumbricoides Ascaridoidea Nématodes
• Ascaridiase (F)
Cosmopolite. Ascaris. • Giant Roundworm infection, Ascariasis (En)
• Ascaridiasis (Es)
• Homme. Sans hôte intermédiaire Féco-oral : Ingestion des œufs embryonnés.

• Porc
Et Localisation de l’adulte :
• Autres espèces
animales ? sans vecteur Intestinale (intestin grêle).
• Recherche des œufs dans les selles : Examen direct, (technique de concentration par sédimentation).
• Identification macroscopique de vers adultes dans les selles ou les vomissements.
• Radiographie (principalement pour des infestations par des vers adultes mâles).
• Sérologie : recherche d’anticorps spécifiques (pour le stade larvaire ou les infestations par des vers adultes mâles).
Morphologie des œufs fécondés:
Forme : Ovalaire et symétrique,
(sphérique)
Coque : Lisse, incolore, épaisse, en général
entourée d’une couche albumineuse
mamelonnée, brune ou grise.
Contenu : Masse centrale granuleuse unique et
ronde (zygote).
Couleur : Brun jaunâtre, moins colorés si
semi-décortiqués.
Caractéristiques : Existence d’œufs semi-
décortiqués, sans couche externe (albumine).
Morphologie des œufs non fécondés:
Forme : Ellipsoïdale ou irrégulière
Coque : Lisse, incolore, épaisse en général
entourée d’une couche albumineuse
mamelonnée, brune ou grise.
Contenu : Granulations (gouttes) très
réfringentes (cellules vitellines).
Couleur : Brun jaunâtre, moins colorés si semi-
décortiqués.
Caractéristiques : Existence d’œufs semi-
décortiqués, sans couche externe (albumine).
• Œufs de Schistosoma japonicum ou S.
mekongi.
• Cellules végétales ou spores (carie du blé,
• Hyperleucocytose et hyperéosinophilie sévère (stade lycopode, ascospore de truffe,…)
larvaire) ou modérée (stade adulte) [courbe de • Pollens (Safran, artichaut,…).
Lavier]. • Ancylostomidae (œufs décortiqués).
• Œufs de Fasciolidae.
• Œufs de Paragonimus spp.
• Œufs d’Ascaris suum (ascaris du porc).
• Dioctophyma spp (dans les urines ?).
Remarques :
1. Il doit s’agir de l’œuf le plus difficile à identifier en raison de sa grande variabilité morphologique et de sa ressemblance avec des cellules végétales.
2. Les œufs n’apparaissent dans les selles que 2 à 3 mois après l’infestation (migration somatique et maturation sexuelle).
3. Les œufs nécessitent une maturation avant de devenir infestants : Durée variable en fonction de la température et de l’humidité (minimum 18 jours).
4. Le nombre d’œufs retrouvés dans les selles est souvent très important (un ver femelle pond environ 200.000 œufs par jour). Les techniques de concentration sont
donc peu utiles.
5. Des formes larvaires d’Ascaris lumbricoides peuvent être retrouvées dans les crachats (technique non indiquée comme diagnostic).
6. Les Ascaris adultes, principalement les mâles sont très sensibles au stress (variation de température corporelle, prise de médicaments, …) : Ils quittent le corps
par tous les orifices possibles. La durée de vie d’un vers adulte dans l’intestin est estimée à maximum 2 à 3 ans (20 ans ?).
7. L’ascaris du porc (Ascaris suum) peut infester l’homme, mais il n’arrive généralement pas à maturité. Cette infestation se manifeste donc habituellement par une
larva migrans viscérale. Dans ce cas, les œufs ne sont jamais retrouvés dans les selles.

Anisakis spp. Ascaridoidea Nématodes
Cosmopolite • Anisakidose larvaire, Anisakiase (F).

• Herring worm disease, Anisakiasis (En).
(lié à la consommation de Ascaris du hareng • Anisaquis (Es).
poisson de mer crus)
Ingestion de poisson de mer infesté par des larves L3

• Mammifères marins : 1. Crustacés vivantes (macroscopiquement bien visible dans le
hareng, la sardine, le maquereau,…).
phoques, marsouins, …
2. Poissons de mer Localisation des larves :
(HOMME)
(hôte paraténique) Impasse parasitaire, seules les larves peuvent survivent
transitoirement dans le tube digestif de l’homme.
• Clinique.
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques.
• Mise en évidence de larves dans les tissus : Endoscopie, gastroscopie, biopsie sous endoscope).
Dimensions :
Forme :
Coque :
Contenu :
Couleur :
Caractéristiques :
• Autres larva currens (Strongyloides stercoralis).

• Hyperéosinophilie. • Autres larva migrans (Ancylostoma spp.,
Toxocara spp., …).
Remarques :
1. Comme le parasite ne se développe pas jusqu’au stade adulte chez l’homme (hôte paraténique), les œufs
ne sont jamais retrouvés dans des selles humaines.
2. Le diagnostic sérologique bien que peu sensible reste d’intérêt diagnostique.
3. Les larves peuvent survivre à basse température (-5°C), au saumurage et à la fumaison jusqu’à 50 °C. Une
congélation de 24 heures à – 20 °C tue les larves.
4. Anisakis simplex et Anisakis marina rencontré très rarement aux Pays-Bas depuis que l’on congèle suffisamment
et systématiquement le poisson (maatjes).
5. Contracoecum, Phocanema et Pseudoterranova provoquant aussi des anisakiases sont fréquents au Japon, mais
également retrouvés rarement aux Belgique, au Chili, en Belgique, en Belgique et en Belgique.

Toxocara canis Ascaridoidea Nématodes
Distribution Nom commun : Pathologie :

géographique :
• Larva migrans viscérale ou oculaire, Toxocarose (F)
• Visceral or ocular larva migrans, Toxocariasis (En).
Cosmopolite • Larva migrans visceral o ocular, Toxocariasis (Es).
• Canidés Sans hôte Intermédiaire Ingestion d’œufs embryonnés.
• (Homme, en tant Et Localisation des larves :

qu’hôte paraténique)
Sans vecteur Larves dans le sang et les tissus. Pas de développement
jusqu’au stade adulte.
• Clinique.
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques par différentes techniques.
• (Mise en évidence de larves fixées dans l’œil).
UNIQUEMENT DANS LES SELLES DE CANIDES
Dimensions : 75 – 90 µm. (65 – 75 pour T. cati)
Forme : Ovoïde.
Coque : Epaisse, un peu mamelonnée.
Contenu : Non embryonné, une seule cellule

granuleuse.
Couleur : Brunâtre, foncé.
Caractéristiques :
• Autres larva currens (Strongyloides stercoralis).

• Hyperéosinophilie. • Autres larva migrans (Ancylostoma spp., Anisakis
spp., …).
Remarques :
1. Comme le parasite ne se développe pas jusqu’au stade adulte chez l’homme, les œufs ne sont jamais
retrouvés dans des selles humaines. La présence d’autres œufs d’helminthes dans les selles du patient,
comme des œufs d’Ascaris spp. ou de Trichuris spp., indique cependant une exposition fécale, augmentant la
probabilité de Toxocara spp. dans les tissus en cas de suspicion clinique.
2. Toxocara cati (ascaris du chat) et Baylisascaris procyonis (ascaris du raton laveur) peuvent aussi produire des
larva migrans viscérales ou oculaires (moins fréquent).
3. La sérologie n’est utile qu’en confirmation d’un diagnostic clinique. Les tests sérologiques basés sur les TES
(Toxocara Excretory-Secretory antigens) seraient préférables (meilleure spécificité). Des réactions croisées avec
d’autres nématodes existent cependant. L’évaluation de la sensibilité (de l’ordre de 90 %) et de la spécificité de
ces tests n’est pas facile en raison du manque de méthodes parasitologiques pour mettre en évidence Toxocara.

Enterobius vermicularis Oxyuroidea Nématodes
• Oxyurose (F).
Cosmopolite, plus fréquent en Oxyure • Pinworm infection, threadworm infection,
zone tempérée. enterobiasis (En).
• Enterobiasis, Oxiuriasis humana (Es).
Sans hôte intermédiaire Ingestion des œufs (auto infestation aussi possible).
• Homme
Et Localisation de l’adulte :
sans vecteur
Colon, appendice.
• Recherche des œufs par scotch test (tape test ou Test de Graham).
• Observation des vers adultes sur la peau péri-anale (principalement la nuit)
• (Découverte des œufs dans selles : Examen direct ou technique de concentration par sédimentation)
Morphologie des œufs (en scotch test) :
Forme : Asymétrique, ovoïde ou en

forme de tranche de pain.
Coque : Lisse, transparente, à double

ligne.
Contenu : Embryonné (masse granuleuse

ou petite larve repliée).
Couleur : Transparent.
Caractéristiques : Très transparent et sans

couleur ou rarement rose-
verdâtre très pâle.
• Hyperéosinophilie modérée avec de faibles • Bulles d’air (œufs).

oscillations durant l’infestation. • Fibres végétales non digérées (adultes).
Remarques :
1. Le scotch test doit être réalisé le matin, avant défécation ou toilette matinale. Trois tests réalisés sur une semaine
permettent de déceler 95 % des infestations.
2. Des œufs de Taenia spp sont aussi parfois retrouvés en tape test.
3. Les œufs d’Enterobius spp. sont rarement retrouvés dans les selles.
4. Les vers adultes (8 à 15 mm pour la femelle) doivent être différenciés de fibres végétales (débris alimentaires) ou
de petits morceaux de papier hygiénique.
5. Il est assez fréquent de retrouver les œufs d’oxyure dans les urines (principalement chez les fillettes, localisation
ectopique vaginale de l’oxyure femelle).
6. Ce parasite se développe entièrement dans la lumière de l’intestin en 3 semaines. Il n’y a donc pas de migration
somatique. Si la durée de vie des adultes est inférieure à 55 jours, les auto-infestations expliquent un portage
prolongé. Un ver femelle adulte produit environ 10.000 œufs durant sa vie (soit une production journalière de
l’ordre de 500 œufs).
7. Une seconde espèce, Enterobius gregorii est décrite pour l’Europe, l’Asie et l’Afrique. Sa morphologie, son cycle,
sa présentation clinique et son traitement sont identiques.

Trichuris trichiura Trichuroidea Nématodes
Cosmopolite, • Trichocéphalose, trichuriase (F)

surtout dans les pays Trichocéphale • Whipworm infection, Trichuriasis (En)
Chauds et humides • Tricocefalosis (Es)
Féco-oral : Ingestion d’œufs embryonnés

• Homme Sans hôte
Intermédiaire Localisation de l’adulte :
Et
sans vecteur Caecum, (colon, appendice).
• Découverte de vers adultes à la surface des selles.
Forme : En forme de citron.
Coque : Epaisse, lisse sans structure

interne, brunâtre.
Contenu : Non embryonné, granuleux
Couleur : Brun jaune ou brun orange,

foncé.
Caractéristiques : A chaque pôle, bouchon

transparent, arrondi et saillant.
• Hyperéosinophilie de l’ordre de 15 %. • Œufs de Trichuris vulpis ou de Trichuris suis.

• Anémie hypochrome ferriprive (charge parasitaire • Œufs de Capillaria spp. (hepatica,
importante). philippinensis, aerophila).
• Pollen d’iris.
Remarques :
1. Des œufs de plus grande taille, ayant une forme ou une épaisseur de coque anormale se retrouvent parfois dans les
selles. Cette déformation se présente sous antihelminthiques ou lors de l’ingestion de Trichuris vulpis (parasite du
chien, œufs de passage [70 – 90 x 32 – 41]).
2. Trichuris suis, parasite du porc est étudié comme traitement non conventionnel pour les colites ulcératives ou la maladie
de Crohn. Dans le cadre de ces traitements, un développement en adultes matures avec production d’œufs chez
l’homme a été décrit.
3. La maturation des œufs nécessite de 10 jours à plusieurs mois en fonction de la température et de l’humidité du milieu
extérieur.
4. Les œufs n’apparaissent dans les selles que 30 à 90 jours après l’infestation (maturation du ver adulte). Certaines
études donnent une période prépatente pouvant aller jusqu’à 130 jours.
5. Ponte quotidienne entre 3.000 et 20.000 œufs par femelle adulte. Comme la sévérité des symptômes est liée à la
charge parasitaire, un comptage des œufs peut-être utile (certaines personnes seraient cependant hypersensibles).
6. Ce parasite ce développerait complètement dans la lumière intestinale. Il n’y a donc pas de migration somatique.
7. Le ver adulte de 3 à 5 cm de long à une forme très typique : La partie antérieure du corps est très effilée et ressemble à
un fouet. La durée de vie de l’adulte est estimée entre 1 à 4 ans en moyenne (avec des extrêmes publiés allant jusqu’à
20 ans).

Capillaria philippinensis Trichuroidea Nématodes
Philippine et Thaïlande • Capillariose intestinale (F).

(endémique), rarement Asie, • Intestinal capillariasis (En).
Colombie et Moyen orient. • Capillariasis intestinal (Es)
Ingestion de poisson infesté par des larves.

• Oiseaux piscivores Poissons d’eau douce
• Homme (rare)
Intestin grêle.
• Recherche œufs ou des larves dans les selles : Examen direct, technique de concentration par
sédimentation.
• Découverte des vers adultes dans les selles.
Dimensions : 50 – 60 µm x 20 – 30 µm
Forme : Ovoïde, en forme de tonneau.
Coque : Epaisse, structure dense,

souvent radiale.
Contenu : Non embryonné, granuleux.
Couleur : Brun jaune, brun gris.
Caractéristiques : Deux bouchons polaires ne

dépassant pas le bord externe
de la coque.
• Œufs de Trichuris trichiura.

• Hyperéosinophilie. • Œufs des autres Capillaria
(C. hepatica ou aerophila)
Remarques :
1. Il est impossible de distinguer microscopiquement les différentes espèces de Capillaria : Capillaria
philippininensis, Capillaria aerophila (cosmopolite, sans hôte intermédiaire, ingestion des œufs embryonnés,
infestant les chiens, chats, renards et mustélidés et exceptionnellement l’homme), Capillaria hepatica
(cosmopolite, sans hôte intermédiaire, ingestion des œufs embryonnés, infestant différents animaux dont les
rongeurs et exceptionnellement l’homme). Pour ces deux dernières espèces, moins de 100 infestations humaines
ont été décrites dans la littérature. La réponse parasitologique correcte pour des œufs retrouvés dans les selles
est donc Capillaria spp.
2. Les femelles pondent des œufs non embryonnés dans l’intestin. Certains d’entres eux peuvent s’embryonnés et
libérés des larves qui peuvent ainsi causés une auto-infestation, entraînant une infestation massive.
3. Les vers adultes sont des petits nématodes de 2,5 à 4,3 mm.
4. L’espérance de vie du ver adulte est estimée entre 1 et 4 mois pour Capillaria hepatica et environ 1 an pour
Capillaria aerophila. Les œufs apparaissent dans les selles 2 à 3 semaines après l’infestation (Capillaria hepatica)

Trichinella spp. Trichuroidea Nématodes
Cosmopolite • Trichinose, Trichinellose (F).

Trichines • Trichinosis, Trichinellosis (En).
sauf Australie • Triquonosis, Triquinosis (Es).
Ingestion de viande contenant des larves

Sans hôte Intermédiaire (trichines) vivantes.
Et (Localisation des adultes :)

• Mammifères (Homme).
(Intestin grêle).
Sans vecteur
Localisation des larves :
Larves enkystées dans les muscles striés.
• Clinique suggestive.
• Recherche des larves dans des biopsies musculaires.
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques contre les antigènes ES, …
• (Identification des adultes ou des larves dans les selles).
Morphologie des trichines :
BIOPSIE MUSCULAIRE
Dimensions : 400 – 500 µm x 250 µm.
Forme : Ovoïdes, parallèle aux

fibres musculaires.
Contenu : Larves enroulée
Caractéristiques : Larves typiques enkystées

dans les muscles striés.
Calcification possible.
• Hyperéosinophilie de l’ordre de 50 % (principalement

durant la phase de migration). • Autres Trichinella spp.
• Elévation des enzymes musculaires (PK, LDH, Aldolase)
Remarques :
1. Les vers adultes (1 - 4 mm x 60 – 75 µm) ou les larves (80 – 120 µm) peuvent exceptionnellement se retrouver
dans les selles. Les vers adultes survivent peu de temps dans l’intestin (maximum 4 mois). Durant leur vie, les
vers adultes femelles produisent entre 1.000 et 2.000 larves qui vont s’enkyster dans les muscles striés. Les
larves intracellulaires détournent le fonctionnement cellulaire à leur profit (Nurse cell).
2. Les trichines sont tuées par une congélation de la viande de plus de 10 jours à -18°C, par une cuisson prolongée
(10 minutes à 80 °C) ou par une saumure importante (6 semaines dans 19 % de NaCl).
3. Trichinella spiralis (Cosmopolite, mammifères et omnivores) est le plus souvent incriminée dans les infestations
humaines. [En 2004, un sanglier tué à Mettet (Belgique) était infesté]. D’autres espèces de Trichinella sont
parfois retrouvées chez l’homme : Trichinella pseudospiralis (Cosmopolite, infectant les mammifères et les
oiseaux), Trichinella nativa (Ours arctiques), Trichinella nelsoni (Prédateurs africains), Trichinella britovi
(Carnivores d’Europe et de l’ouest asiatique), ...
4. Pour les tests sérologiques, l’antigène ES TSL-1 serait préféré. Il est en effet conservé au sein des différentes
espèces de Trichinella. La sérologie ne se positive habituellement que 3 à 5 semaines après l’infestation.
5. La biopsie musculaire est examinée entre deux lames à faible grossissement. Il est possible de faire un
enrichissement par digestion de la biopsie (digestion par pepsine à 2 % en HCl 0,5 %, pendant 2 heures à 37 °C,
puis sédimentation sur gaze pour éliminer les gros débris).

Ancylostoma duodenale Super Famille : Classe :
Ancylostomatoidea Nématodes
Necator americanus
Ancylostoma duodenale :
Europe, Afrique du nord, Asie.
• Ankylostomiase (F).
Necator americanus : Ver du mineur • Ancylostomiasis, Hookworm infection (En).
Amériques, Afrique, Chine, • Uncinariasis, anemia de los mineros (Es).
Indonésie, Australie.
Transcutanée par contact avec de la boue contaminée par
• Homme des larves infestantes. (+ voie orale pour A. duodenale).
Sans hôte Intermédiaire
[transmission verticale possible de la mère à son enfant
• Pour A. duodenale : pour A. duodenale].
Et
Singes, porcs, félidés Localisation de l’adulte :
et canidés.
Sans vecteur
Jéjunum, duodénum (caecum).
• (Identification de larves strongyloides ou rhabditoïdes dans les selles.)
FORME FREQUENTE dans les selles
(cf. tableau comparatif avec S. stercoralis)
Forme : Ovoïde, symétrique
Coque : Mince, simple
Contenu : de 4 (Ancylostoma sp.) à 8
(Necator sp.) blastomères.
Couleur : Incolore.
Caractéristiques : En général contient des
blastomères, parfois une
morula ou un embryon
Morphologie des larves rhabditoïdes : Morphologie des larves Strongyloides (filariformes ) :
FORME RARE dans les selles FORME TRES RARE dans les selles
(cf. tableau comparatif avec S. stercoralis) (cf. tableau comparatif avec S. stercoralis)
Dimensions : 200 – 300 µm. x 14 – 17 µm. Dimensions : 500 – 700 µm. x 20 – 24 µm.
Caractéristiques : Cavité buccale longue (aussi Caractéristiques : Cavité buccale longue (aussi
longue que la largeur du corps longue que la largeur du corps
de la larve. de la larve.
Œsophage avec un bulbe. Œsophage sans bulbe.
Queue pointue. Queue pointue.
• Strongyloides stercoralis (œufs et larves).
• Trichostrongylus spp. (œufs).
• Hyperéosinophilie de l’ordre de 30 %. • Acariens (œufs).
• Anémie hypochrome microcytaire, diminution du • Enterobius vermicularis. (œufs).
fer sérique (atteinte chronique). • Ascaris lumbricoides semi décortiqué (œufs).
• Heterodera marioni (œufs) [nématodes des plantes]
• Poils végétaux (larves).
Remarques :
1. Il est impossible de distinguer microscopiquement A. duodenale, A. ceylanicum N. americanus. Les œufs seront rapportés comme œufs d’Ancylostomidés.
2. La distribution géographique n’est pas un critère de distinction des espèces : En effet, la répartition des deux espèces se chevauche suite à des importations. Les
températures optimales de développement sont cependant un peu différentes (21 à 27 °C pour Ancylostoma spp., 25 à 35 °C pour Necator sp.).
3. Oesophagostomum bifurcum, parasite zoonotique retrouvé au nord du Togo et au Ghana, responsable de la « multinodular disease », produit aussi des œufs indistinguables
microscopiquement des ancylostomidés.
4. Les stades larvaires ne sont retrouvés que dans des échantillons de selles qui sont examinés longtemps après émission (plus de 12 heures).
5. La quantité de sang absorbée ou gaspillée quotidiennement par A. duodenale est estimée à 0.2 ml par ver adulte (0.02 ml pour N. americanus).
6. Ponte journalière de 5.000 à 22.000 œufs par jours et par femelle adulte (3.000 à 6.000 pour N. americanus.).
7. Les œufs n’apparaissent dans les selles que 15 à 40 jours après l’infestation (migration somatique du parasite et maturation sexuelle). Des formes larvaires peuvent être
retrouvées dans les crachats durant la phase pulmonaire (technique non indiquée pour le diagnostic).
8. La durée de vie de l’adulte est estimée entre 4 à 20 ans pour N. americanus et entre 1 et 9 ans pour A. duodenale.
9. D’autres espèces d’Ancylostomes infectant normalement les animaux peuvent aussi parasiter l’homme : A. ceylanicum [hamster] qui est morphologiquement et
pathologiquement identique à A. duodenale, et d’autres espèces du type A. braziliense qui ne peuvent se développer complètement et provoquent des larva migrans cutanée.

Strongyloides stercoralis Rhabdiasoidea Nématodes

Pays tropicaux ou sub- • Anguillulose (F)
tropicaux Threadworm infection, strongyloidiasis (En)
Anguillule •
Sporadique en zone froide ou • Estrongiloidiasis (Es)
tempérée (mines, tunnels, …)
Transcutanée par contact avec de la boue contaminée

• Homme Sans hôtes intermédiaire par des larves strongyloides infestantes.
• Chimpanzé, chien, Auto-infestation trans-intestinale ou trans-péri-anale.
chats. Et
sans vecteur
Duodénum.
• Recherche des larves dans les selles : Examen à frais, technique de concentration par sédimentation,
technique de concentration spécifique de Baermann, culture en agar.
• (Recherche des larves dans un liquide d’intubation duodénale ou dans un Enterotest ®).
• Identification des œufs présents dans les selles.
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques (antigènes provenant de larves filariformes).
Morphologie des larves rhabditoïdes :
FORME TRES FREQUENTE dans les selles
(cf. tableau comparatif avec A. duodenale)
Dimensions : 200 - 300 µm. x 16 – 20 µm.
Caractéristiques : Cavité buccale courte (⅓ - ½ de

la largeur du corps de la larve).
Œsophage avec un bulbe.
Queue pointue.
Morphologie des œufs : Morphologie des larves Strongyloides (filariformes):
FORME TRES RARE dans les selles FORME RARE dans les selles
(cf. tableau comparatif avec A. duodenale) (cf. tableau comparatif avec A. duodenale)
Dimensions : 50 – 76 µm x 35 – 47 µm. Dimensions : 450 - 550 µm. x 20 – 24 µm.
Forme : Ovoïde, symétrique
Coque : Mince, simple, lisse. Caractéristiques : Cavité buccale courte (⅓ - ½ de
Contenu : Embryonné. la largeur du corps de la larve).
Couleur : Incolore. Œsophage sans bulbe.
Caractéristiques : En général contient un embryon, Queue bifide.
rarement une morula.
• Ancylostoma spp. (œufs)
• Trichostrongylus spp. (œufs).
• Hyperéosinophilie oscillante de 5 à 30 %.
• Acariens (œufs).
• Présence fréquente de cristaux de Charcot-Leyden
• Enterobius vermicularis (œufs).
dans les selles.
• Ascaris lumbricoides semi décortiqué (œufs).
• Fibres et poils végétaux (larves).
Remarques :
1. Les œufs ne se retrouvent habituellement qu’en cas de diarrhée profuse.
2. Dans des selles fraîches, les larves observées sont généralement rhabditoïdes, après plus de 12 heures, ces larves peuvent muées en strongyloïdes. La
présence de larves strongyloïdes (aussi appelées larves filariformes) dans des selles fraîches peut être l’indication d’une hyper infestation généralisée (auto-
infestation chez des personnes immuno déprimées).
3. Les larves apparaissent dans les selles 2 à 3 semaines après l’infestation. Si la durée de vie des adultes assez est courte, les auto-infestations expliquent un
portage prolongé (> 25 ans).
4. Des formes larvaires peuvent être retrouvées dans les crachats (technique non indiquée pour le diagnostic).
5. En cas d’auto-infestation trans-péri-anale, le passage sous la peau des larves d’anguillule provoque une forme particulière de larva migrans cutanée : la larva
currens qui se caractérise par une reptation de quelques centimètres par heures (région péri-anale puis lombes et abdomen).
6. D’autres espèces de Strongyloides infestant les Chimpanzés et les babouins [S. fuelleborni] peuvent aussi infester l’homme, mais avec une pathologie plus limitée.
On retrouve alors plutôt les œufs au stade de blastomères. Le mode de contamination chez l’animal est aussi trans-mammaire (aussi pour l’homme ?).
7. D’autres espèces de Strongyloides infestant les animaux peuvent seulement évoluer en larva migrans cutanée chez l’homme.
8. La sérologie offre une sensibilité de l’ordre de 90%. En cas de traitement efficace, on observe une diminution importante du titre en 9 à 12 mois.

TABLEAU COMPARATIF DES STADES DE DÉVELOPPEMENT DES ANCYLOSTOMIDAE ET DE
STRONGYLOIDES STERCORALIS RETROUVÉS DANS LES SELLES
Ancylostoma duodenale
Stades Strongyloides stercoralis
Necator americanus
Forme TRES RARE dans les selles Forme FREQUENTE dans les selles
Œufs < 1 heure 12 heures
Généralement entre 50 - 55 µm Généralement entre 60 - 65 µm

(minimum 50 µm, maximum 76 µm) (minimum 60 µm, maximum 80 µm)
Généralement embryonné Généralement blastomères ou morula
Forme FREQUENTE dans les selles Forme RARE dans les selles
Larves 10 jours
qq heures
rhabditoïdes
Généralement 225 µm de long sur 18 µm Généralement 250 µm de long sur 16 µm

CAVITE BUCCALE COURTE CAVITE BUCCALE PROFONDE
Bulbe Bulbe
Queue peu pointue Queue très pointue
Forme RARE dans les selles Forme TRES RARE dans les selles
Larves
strongyloïdes
Ou
Larves
filariformes
Généralement entre 500 µm sur 22 µm Généralement 700 µm de long sur 22 µm

CAVITE BUCCALE COURTE CAVITE BUCCALE PROFONDE
Sans bulbe Sans bulbe
Queue bifide Queue pointue
TABLEAU COMPARATIF DE LA TAILLE DES ŒUFS DE STRONGYLOIDES STERCORALIS,

D’ANCYLOSTOMIDAE, DE TRICHOSTRONGYLUS spp. ET D’ACARIENS :
> 100 µm
80 µm
60 µm
50 µm
Strongyloides stercoralis Ancylostoma spp. Trichostrongylus spp. Acariens

Trichostrongylus spp. Trichostrongyloidea Nématodes
• Trichostrongylose (F)
Cosmopolite • Trichostrongyliasis (En)
• Trichostrongiliasis (Es)
• Ovins, caprins, bovins Sans hôte intermédiaire Ingestion de larves Strongyloides infestantes.
• Camélidés, Cheval, porc Localisation de l’adulte :
Et
• Homme (Zoonose) Lumière Intestinale.
Sans vecteur
• Recherche des larves dans les selles : Examen à frais, technique de concentration par sédimentation.
(cf. tableau comparatif avec

A. duodenale et S. stercoralis)
Forme : Ovoïde, pôles inégaux, un pôle

plus arrondi que l’autre.
Coque : Mince, lisse.
Contenu : Nombreux blastomères ou

une morula, grisâtre.
Couleur : Incolore.
Caractéristiques : Une des parois latérales est

souvent aplatie.
• Ancylostoma spp. (œufs).

• Hyperéosinophilie. • Strongyloides stercoralis (œufs).
• Anémie hypochrome microcytaire, diminution du fer • Enterobius vermicularis (œufs).
sérique (atteinte chronique). • Ascaris lumbricoides semi décortiqué (œufs).
• Acariens (œufs).
Remarques :
1. Après l’infestation orale, il n’y a pas de migration somatique. Les vers adultes s’établissent et se développent dans l’intestin.
2. Les espèces de cette super famille infestant l’homme sont toutes zoonotiques. Certaines d’entre-elles n’infestent qu’occasionnellement
l’homme, d’autres peuvent être responsables d’infestations de masse. Il s’agit d’un parasite peut pathogène pour l’homme.

Wuchereria bancrofti Filarioidea Nématodes
Régions tropicales et • Wuchereriase (F)

subtropicales (sauf désert). Filariose de Bancroft. • Bancroftian filariasis, lymphatic filariasis (En)
Turquie (petit foyer résiduel ?). • Wuchereriasis, filariasis linfática (Es)
Pénétration transcutanée active (généralement via la

Vecteurs : Culicidés : piqûre) des larves métacycliques infestantes
déposées lors de la piqûre par un vecteur infecté.
• Homme. Culex spp.,
Aedes spp., Localisation de l’adulte :
Mansonia spp., Organes lymphatiques.
Anopheles spp..
Localisation des microfilaires :
Sang.
• Recherche des microfilaires dans le sang
- à frais dans une goutte de sang (peu sensible, pas d’identification de l’espèce).
- en goutte épaisse colorée au Giemsa [hématoxyline ou Carazzi] (identification de l’espèce).
- en Woo à frais (pas d’identification de l’espèce).
- en Knott coloré (technique de concentration, étirement des microfilaires).
- après filtration sur membrane et coloration (très sensible. Usage plus épidémiologique).
• Recherche d’antigènes filariens dans le sang (dipstick, sensibilité proche de celle du Knott).
• Recherche des anticorps sériques [principalement IgG4].
• Recherche d’ADN spécifique par PCR.
• Détection des vers adultes et des dilatations lymphatiques anormales par imagerie médicale.
Morphologie de la microfilaire (GE, Giemsa) :
Dimensions : 240 à 300 µm.
Diamètre : 7.5 – 10 µm.
Gaine : Oui, mais très rarement

colorée en rose au Giemsa.
Queue : Effilée, pointue, sans noyaux,

souvent repliée.
Espace céphalique : Court (Aussi long que large).

Caractéristiques : Noyaux bien individualisés,
petits, sauf premiers et
derniers noyaux très ovoïdes,
queue pointue et vide.
• Autres microfilaires sanguines ou dermiques.
• Fibres végétales (coton, …).
• Hyperéosinophilie persistante durant l’infestation. • Larves d’helminthes durant leur migration
somatique.
• Champignons (Helicosporium).
• Zoonose (Dirofilaria spp, Microfilaria spp.).
Remarques :
1. Ces microfilaires sont à périodicité nocturne ou parfois sub-périodiques. Les prélèvements sanguins doivent être effectués entre 23 heures et
4 heures du matin (pour les personnes ayant une activité diurne).
2. Les microfilaires n’apparaissent dans le sang que 8 à 12 mois après l’infestation maturation (jusqu’au stade adulte). Les vers adultes peuvent
survivre plus de 25 ans chez l’homme et les microfilaires plus de 70 jours.
3. En cas d’éléphantiasis (symptôme tardif), il est presque impossible de retrouver des microfilaires dans le sang. Si cette éléphantiasis touche
les jambes, elle affectera le dessus et le dessous des genoux.
4. Il est aussi possible de retrouver des microfilaires dans les urines (chylurie).
5. Les tests sérologiques ne permettent pas de faire une distinction d’espèce. Il existe des réactions croisées avec d’autres nématodes et E.
granulosus.

Brugia malayi Filarioidea Nématodes
• Filariose Brugia (F)

Asie (sud et est)
Filariose malaise. • Malayan filariasis (En)
Inde
• Filariasis de Malaia (Es)
Pénétration transcutanée active (généralement via

la piqûre) des larves infestantes déposées lors de la
• Homme. Vecteurs : Culicidés piqûre par un vecteur infecté.
• Certains singes. Mansonia spp. Organes lymphatiques.
• Chats ? Anopheles, spp. Localisation des microfilaires :
Sang.
• Recherche d’antigènes filariens dans le sang.
Diamètre : 5 – 6 µm.
Gaine : Oui, souvent (sauf sub-
périodiques) colorée en rose
au Giemsa (fines ponctuations).
Queue : Effilée, souvent repliée, avant
dernier et dernier noyaux très
espacés.
Espace céphalique : Long : 2 x plus long que
large.
Caractéristiques : Souvent fort repliée dans la
préparation (sauf Knott).
somatique.
• Zoonose (Dirofilaria spp, Microfilaria spp.)
Remarques :
1. Ces microfilaires sont à périodicité nocturne. Les prélèvements sanguins doivent être effectués entre 23 heures et 4 heures du matin (pour les
personnes ayant une activité diurne). Sauf dans certaines parties de l’Indonésie, de la Malaisie, des Philippines et de la Thaïlande (subpériodicité
nocturne).
2. La gaine se perd dans 50 % des microfilaires du type sub-périodique. Elle est généralement visible pour les microfilaires du type périodique. La gaine
empêche parfois la coloration correcte des noyaux.
3. En cas d’éléphantiasis (symptôme tardif), il est presque impossible de retrouver des microfilaires dans le sang. Si cette éléphantiasis touche les jambes
cela affectera le dessous des genoux.
4. Le développement jusqu’au stade adulte nécessite entre 67 et 98 jours. Les vers adultes ont une durée de vie estimée à plus de 15 ans.
5. Il est aussi possible de retrouver des microfilaires dans les urines.
6. Les tests sérologiques ne permettent pas de faire une distinction d’espèce. Il existe des réactions croisées avec d’autres nématodes et E. granulosus.

Brugia timori Filarioidea Nématodes
Archipel indonésien : De • Filariose du Timor (F)

Timor à Bali et aux petites îles Filariose • Timorean filariasis (En)
de la Sonde. • Filariasis de Timor (Es)

piqûre) des larves infestantes déposées lors de la
Vecteurs : Culicidés piqûre par un vecteur infecté.
• Homme.
? Anopheles, spp.
• Organes lymphatiques.

Sang.
• Recherche d’antigènes filariens dans le sang (dipstick disponibles).

Diamètre : 4.4 – 6.8 µm.
Gaine : Oui, (non colorée au Giemsa).
Queue : Effilée, souvent repliée, avant
dernier et dernier noyaux très
espacés.
Espace céphalique : Très long : (2) 3 x plus long
que large.
Caractéristiques : Souvent fort repliée dans la
préparation (sauf Knott). Sur
1/3 du corps, noyaux peu
colorés donnant une impression
de « vide ».
• Larves d’helminthes durant leur migration
• Hyperéosinophilie persistante durant l’infestation. somatique.
Remarques :
1. Ces microfilaires sont à périodicité nocturne stricte. Les prélèvements sanguins doivent être effectués entre 23 heures et 4 heures du matin (pour les personnes
ayant une activité diurne).
2. En cas d’éléphantiasis (symptôme tardif), il est presque impossible de retrouver des microfilaires dans le sang. Si cette éléphantiasis touche les jambes affectera le
dessous des genoux.
3. Il est aussi possible de retrouver des microfilaires dans les urines.
4. Les tests sérologiques ne permettent pas de faire une distinction d’espèce. Il existe des réactions croisées avec d’autres nématodes et E. granulosus.

Loa loa Filarioidea Nématodes
Afrique centrale, • Loase (F).

Afrique de l’ouest. Filariose • Loiasis, eye worm disease (En).
(zone forestière) • Loasis (Es).

• Homme. Vecteurs : Taons piqûre par un vecteur infecté.
Chrysops spp. Localisation de l’adulte :

• Primates.
Tissus sous-cutanés et conjonctives.

Sang.
• Visualisation du ver adulte dans l’œil (et identification après extraction). [Jusqu’à 7 cm de long].
• Recherche des anticorps sériques.
• Recherche d’ADN spécifique PCR.
Gaine : Oui, mais non colorée au
Giemsa
Queue : Effilée et arrondie, avec
noyaux jusqu’à l’extrémité.
Espace céphalique : Court (aussi long que large).
Caractéristiques : Présence de 2 hernies parfois
rosâtres, presque toujours
visibles, noyaux ovoïdes
jusqu’à l’extrémité.
somatique.
Remarques :
1. Ces microfilaires sont à périodicité diurne. Les prélèvements sanguins doivent être effectués entre 11 heures et 16 heures.
2. Le développement dans l’homme jusqu’au stade adulte nécessite de 6 à 12 mois. La longévité des vers adultes est estimée entre 4 et 7 ans
(jusqu’à 25 ans pour certains auteurs).
3. La microfilarémie est aléatoire. La recherche de microfilaires est assez souvent négative (principalement durant les premières années
d’infestation).
4. Il est aussi possible de retrouver exceptionnellement ces microfilaires dans les urines.
granulosus.

Onchocerca volvulus Filarioidea Nématodes

Afrique centrale et de l’ouest, • Onchocercose, cécité des rivières (F)
Yémen. Ver des aveugles • River Blindness, onchocerciasis (En)
Amérique centrale, nord-est du • Oncocercosis (Es)
Brésil, nord-est du Venezuela.

Vecteurs : piqûre par un vecteur infecté.
• Homme. Simulium spp.
Derme, tissus sous-cutanés. Soit libres soit dans des
nodules.
Peau.
• Recherche de microfilaires dans une biopsie cutanée exsangue (Skin snip) à frais ou après coloration
au Giemsa [hématoxyline ou Carazzi].
• Recherche de microfilaires dans une scarification dermique profonde après coloration au Giemsa.
• Test de Mazzotti (essai pathognomique, technique contre indiquée, risque de réactions allergiques).
• Visualisation des microfilaires dans l’œil (lampe à fentes)
• Recherche des filaires adultes dans les nodules (biopsie ou ponction). La ponction est cependant
contre indiquée en raison d’un risque de réaction allergique.
• Recherche des anticorps sériques, principalement IgE.
Morphologie de la microfilaire (Giemsa) :
Gaine : Non
Queue : Effilée, pointue, sans noyaux,
souvent recourbée.
Espace céphalique : Long (plus long que large
[2/1]).
Caractéristiques : Noyaux ovoïdes peu visibles
individuellement ou rarement
bien visibles, premiers et
derniers noyaux presque
toujours visibles et ovoïdes,
queue pointue et vide.
• Hyperéosinophilie persistante durant l’infestation. • Fibres végétales (coton, …).
Remarques :
1. Microfilaire apériodique.
2. Il est aussi possible de retrouver O. volvulus dans les urines et dans le sang (surtout en cas d’utilisation de Diethylcarbamazine Citrate (DEC),
non en cas d’utilisation d’ivermectine) ou dans les liquides d’hydrocèle.
3. Le développement jusqu’au stade adulte nécessite plus de 6 mois. La longévité des vers adultes est estimée à plus de 15 ans. Les
microfilaires peuvent survivre jusqu’à 2 ans dans la peau
4. Les scarifications profondes sont toujours contaminées par du sang. Il est donc aussi possible d’y retrouver des microfilaires sanguines.
granulosus.

Mansonella streptocerca Filarioidea Nématodes
Afrique de l’ouest,
Afrique centrale Filariose NON (PEU) PATHOGENE.
(forêt).

• Homme. Vecteurs : Maringouins piqûre par un vecteur infecté.
Certains singes. Culicoides spp.
• Derme, tissus sous-cutanés.
Peau.
• Identification de microfilaires retrouvées dans une biopsie cutanée exsangue (Skin snip) à frais ou après
coloration au Giemsa.
• Identification de microfilaires retrouvées dans une scarification dermique profonde après coloration au
Giemsa.
Gaine : Non.
Queue : Arrondie, noyaux jusqu’à

l’extrémité.
Espace céphalique : Très court (moins long que

large).
Caractéristiques : Minimum 8 noyaux en file

indienne à l’extrémité
caudale. La queue est
presque toujours recourbée
en « crosse d’évêque ».
NON (PEU) PATHOGENE • Autres microfilaires sanguines ou dermiques.

• Hyperéosinophilie persistante durant l’infestation. • Champignons (Helicosporium).
Remarques :
1. Microfilaire non périodique.
2. Les deux microfilaires dermiques (M. streptocerca et O. volvulus) ne se situent pas toujours dans la même zone du corps.
3. Microfilaire non recherchée [puisque non (peu) pathogène, mais à différencier des microfilaires pathogènes].
4. Souvent rencontrée en présence d’autres microfilaires.
5. Dipetalonema est l’ancien nom pour Mansonella.
granulosus.

Mansonella ozzardi Filarioidea Nématodes
Amérique centrale, Amérique

du sud, îles du pacifique, Filariose NON (PEU) PATHOGENE
Caraïbes.

piqûre) des larves métacycliques infestantes
• Homme Vecteur : déposées lors de la piqûre par un vecteur infecté.
1. Maringouins Localisation de l’adulte :

Certains singes (Culicoides spp.)
• Cavité mésentérique, tissus sous péritonéal.
2. Simulium spp. Localisation des microfilaires :
Sang.
• Identification des microfilaires retrouvées dans le sang :
- à frais dans une goutte de sang (peu sensible, pas d’identification).
- en Woo à frais (pas d’identification).
Gaine : Non.
Queue : Effilée, pointue, sans

noyaux (parfois peu ou pas
bien visible).
Espace céphalique : Très court : Moins long

que large.
Caractéristiques : Queue vide, noyaux en

mosaïques.

• Hyperéosinophilie constante durant l’infestation. • Larves d’helminthes durant leur migration
somatique.
Remarques :
4. Les tests sérologiques ne permettent pas de faire une distinction d’espèce. Il existe des réactions croisées avec d’autres
nématodes et E. granulosus.

Mansonella perstans Filarioidea Nématodes
Afrique tropicale et du nord,

Amérique centrale Filariose NON (PEU) PATHOGENE.
Amérique du sud

piqûre) des larves métacycliques infestantes déposées
• Homme Vecteurs : Maringouins lors de la piqûre par un vecteur infecté.
Culicoides spp. Localisation de l’adulte :

• Certains singes
Cavité abdominale, cavité pleurale, (péricarde).
Sang.
• Identification des microfilaires retrouvées dans le sang :
- à frais dans une goutte de sang (peu sensible, pas d’identification).
- en Woo à frais (pas d’identification).
Gaine : Non.
Queue : Arrondie, noyaux jusqu’à

l’extrémité.
Espace céphalique : Très court (moins long que

large).
Caractéristiques : Noyaux angulaires, maximum 4

noyaux en file indienne à
l’extrémité caudale. Dernier
noyau plus gros ou plus foncé.

somatique.
Remarques :
2. En goutte épaisse sur du sang prélevé sans anticoagulant, ces microfilaires sont fortement enroulées. Elles sont souvent étirées en présence
d’un anticoagulant.
4. Souvent rencontrée en présence d’autres microfilaires.
5. Le développement jusqu’au stade adulte nécessite quelques mois.
granulosus.

TABLEAU COMPARATIF DES MICROFILAIRES
Espèces Wuchereria Brugia Brugia Loa Mansonella Mansonella Mansonella Onchocerca

Caractéristiques bancrofti malayi timori loa ozzardi perstans streptocerca volvulus
Régions tropicales Asie du sud-est, Archipel indonésien Afrique centrale Amérique centrale Afrique Afrique de l'ouest Afrique centrale
et subtropicales Inde De Timor à Bali Afrique de l'ouest Amérique du sud Amérique centrale Afrique centrale Afrique de l'ouest
Distributions (sauf désert), et aux (zone forestière) Pacifique (îles) Amérique du sud (forêts) Yémen
géographiques Turquie (petit foyer petites îles de la Caraïbes Amérique centrale
résiduel ?) sonde N-E Brésil
N-E Vénézuéla
Moustiques Moustiques Moustiques Taons Moucherons Moucherons Moucherons Mouches noires
Vecteurs
(Culicidés) (Culicidés) (Culicidés) (Chrysops spp.) (Mouches noires) (Culicoides spp.) (Culicoides spp.) (Simulium spp.)
Signes Signes Signes
Prurit
lymphatiques lymphatiques lymphatiques ? ? ? Dermite
Pathogénécité Œdème fugace
(Œdèmes, (Œdèmes, (Œdèmes, Cécité
Cardiaque
Eléphantiasis) Eléphantiasis) Eléphantiasis)
Localisation de Tissus sous
L’adulte Lymphatique Lymphatique Lymphatique cutanés Mésentère Mésentère Derme Derme
Localisation de la
microfilaire Sang Sang Sang Sang Sang Sang Derme Derme
Diagnostic Examen du sang Examen du sang Examen du sang Examen du sang Examen du sang Examen du sang Peau Peau
1 2 3
Périodicité Nocturne Nocturne Nocturne Diurne Apériodique Apériodique Apériodique Apériodique
Gaine Oui Oui Oui Oui Non Non Non Non
Diamètre 7,5 - 10 µm 5 – 6 µm 4,4 – 6,8 µm 5 – 7 µm 3 – 5 µm 3 – 5 µm 5 – 6 µm 5 – 9 µm
Longueur
Frottis et GE 260 [240 - 300] 220 [175 – 230] 290 [265 – 325] 240 [230 – 250] 180 [160 – 205] 195 [150 – 200] - -
Formol 300 [275 - 320] 270 [240 – 300] 360 [330 – 385] 280 [270 – 300] 225 [200 – 255] 200 [180 – 225] - -
Biopsie - - - - - - 210 [180 – 240] 310 [280 – 320]
Effilée Effilée Effilée Effilée, légèrement Pointue Arrondie Arrondie Effilée
Sans noyaux Avant dernier et Avant dernier et arrondie Sans noyaux Noyaux jusqu’à Noyaux jusqu’à Sans noyaux
Queue dernier noyaux très dernier noyaux très Noyaux jusqu’à l’extrémité l’extrémité Recourbée
espacés espacés l’extrémité « crosse
d’évêque »
Court : 1/1 Long : 2/1 Très long : 3/1 Court : 1/1 Long
Espace céphalique Aussi long que 2 x plus long que (2) 3 x plus long Aussi long que Très court Très court Très court Plus long que large
large large que large large
Noyaux bien 2 noyaux à 2 noyaux à Hernies Queue vide 4 noyaux en file 8 noyaux en file Queue pointue et
individualisés se l’extrémité caudale l’extrémité caudale Rangée simple de indienne à indienne à vide
terminant avant Gaine souvent Gaine non colorée noyaux jusqu’à l’extrémité l’extrémité
Caractéristiques l’extrémité colorée en rose au au Giemsa l’extrémité Noyaux angulaires.
Gaine rarement Giemsa (sauf sub- Gaine non colorée Dernier noyau plus
colorée en rose au périodiques) au Giemsa gros ou plus foncé
Giemsa
1
Si les microfilaires sont retrouvées uniquement durant la nuit, il s’agit d’une microfilaire à périodicité nocturne [maximum entre 23 heures et 4 heures], Si les microfilaires ne circulent dans le sang que durant la journée, il s’agit de
microfilaires à périodicité diurne [maximum entre 11 heures et 16 heures]. Les microfilaires subpériodiques sont retrouvées tant le jour que la nuit, mais avec une augmentation significative soit le jour (subpériodicité diurne) soit la
nuit (subpériodicité nocturne).
2
Subpériodicité diurne en Nouvelle Calédonie et en Polynésie, subpériodicité nocturne en Thaïlande.
3
Subpériodicité nocturne dans certaines parties de l’Indonésie, de la Malaisie, des Philippines et de la Thaïlande.
HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Famille : Classe :
Entamoeba histolytica Entamoebidae Rhizopodea
• Amibiase (F).
Cosmopolite • Amebiasis (En).
• Amibiasis (Es).
Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.
• Homme Sans hôte intermédiaire Contacts sexuels : Kystes et trophozoïtes
• Primates Localisation des trophozoïtes et des kystes :
et
• Autres animaux : Forme magna : Muqueuse et sous-muqueuse intestinale, (foie,
sans vecteur poumon, système nerveux central, etc.).
(Chiens, chats,…).
Forme minuta : Lumière intestinale (Colon).
• Recherche des formes végétatives hématophages dans les selles, (dans des pus d’abcès, dans des biopsies rectales ou dans
les crachats) : Examen direct.
• Recherche des kystes dans les selles : Examen direct, coloration au lugol, technique de concentration par sédimentation.
• Recherche de coproantigènes en Elisa (galactose adhesins : N-acetyl-D-galactosamine-binding lectin).
• Recherche d’ADN spécifique par PCR (différents prélèvements)
• Sérologie : Recherche d’anticorps sériques. (IFAT, ELISA, IHA, agglutination directe).
• Différentiation entre E. histolytica de E. dispar sur différents prélèvements: PCR, ELISA (galactose adhesins).
Morphologie des trophozoïtes :
Dimensions : 10 – 60 µm. > 20 µm pour les
formes invasives.
Mouvements : Pseudopodes fins et arrondis,
déplacement orienté et vif.
Noyau : Peu visible, caryosome central,
grains de chromatine périphérique
réguliers.
Contenu : Granuleux.
Forme magna Forme minuta
Caractéristiques : Globules rouges ingérés pour
20-60 µm 10-60 µm les formes hématophages.
Morphologie des kystes :
Forme : Sphérique ou ovoïde.
Paroi : Mince.
Noyaux : Maximum 4 noyaux, le plus souvent
1 à 2, caryosome souvent central.
Caractéristiques : Kyste jeune à 1 noyau, parfois
corps chromatoïde à extrémités
arrondies et une masse diffuse
de glycogène.
• Entamoeba dispar (kystes et formes végétatives).
• Amibiase extra intestinale : Hyperleucocytose • Autres kystes de protozoaires.
neutrophiles, VS augmentée. • Autres formes végétatives d’amibes
• Diarrhée sanglante sans fièvre. • Macrophages mobiles (formes végétative).
• Leucocytes (kystes).
Remarques :
1. La distinction morphologique sur base des kystes et des trophozoïtes entre une forme jamais pathogène (E. dispar) et une forme parfois pathogène (E. histolytica) n’est pas
possible : seule la présence de trophozoïtes hématophages (forme magna) donne un diagnostic de certitude d’amibiase. Une différentiation par PCR ou par ELISA peut aussi
être envisagée.
2. Entamoeba dispar est largement plus répandue chez l’homme qu’Entamoeba histolytica : Parmi les infestations observées pour les patients de la polyclinique de l’Institut de
Médecine Tropicale, environ 94 % des infestations à E. histolytica/ ou dispar sont en fait des infestations à E. dispar).
3. Les trophozoïtes hématophages ne sont retrouvés que dans les selles glairo-sanglantes. Les selles doivent être examinées très rapidement après émission (immobilisation rapide des
trophozoïtes, qui deviennent alors introuvables). Les formes hématophages apparaissent 2 à 4 semaines après l’infestation. Les formes hématophages (magna) peuvent aussi être
retrouvées dans des pus (généralement colorés : jaunes, bruns ou chocolats). L’examen parasitologique d’un pus est cependant souvent négatif puisque les trophozoïtes se trouvent à la
périphérie du kyste et que la ponction se fait souvent au centre.
4. E. histolytica (forme minuta) vit dans la lumière du caecum, du côlon et du rectum. Le parasite devient parfois pathogène (forme magna ou histolytica) avec invasion de la muqueuse et de la
sous muqueuse du côlon et du rectum. Un essaimage vers le foie, les poumons, le système nerveux central et d’autres organes est alors possible. E. dispar n’est jamais pathogène. Seuls
les trophozoïtes E. histolytica minuta et E. dispar peuvent s’enkyster. En cas d’amibiase intestinale, les kystes ne seront jamais présents dans les selles.
5. Entamoeba dispar est largement plus répandue chez l’homme qu’Entamoeba histolytica : Parmi les infestations observées pour les patients de la polyclinique de l’Institut de Médecine
Tropicale, plus de 97 % des infestations à E. histolytica/ ou dispar sont en fait des infestations à E. dispar).
6. La sérologie n’est utile que dans les amibiases invasives : la sensibilité est de l’ordre de 95 % pour les amibiases extra intestinales, de l’ordre de 70 % pour les amibiases intestinales
invasives et de l’ordre de 10 % pour des porteurs asymptomatiques de kystes d’E. histolytica. La spécificité est de l’ordre de 95 %. Après guérison, la sérologie reste positive quelques mois.
7. La distinction entre E. histolytica et E. dispar par ELISA (galactose adhésines) aurait une sensibilité de l’ordre de 70 % et une spécificité de l’ordre de 97 %.
8. E. moshkovski et E. dispar, morphologiquement identique seraient soit le même protozoaire soit des espèces différentes. E. moshkovski, tout comme E. dispar ne serait jamais pathogène.
9. Les kystes ne sont pas détruits par le niveau de chlore habituellement utilisé pour la purification de l’eau potable (la filtration est donc nécessaire).

Famille : Classe :
Entamoeba dispar Entamoebidae Rhizopodea
Cosmopolite NON PATHOGENE

• Homme Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.
Sans hôte intermédiaire
• Primates, et Localisation des trophozoïtes et des kystes :
Autres animaux. Lumière intestinale (Colon).

• sans vecteur
• Identification des formes végétatives dans les selles : Examen direct.
• Identification des kystes dans les selles : Examen direct, coloration au lugol, technique de concentration
par sédimentation.
• Différentiation entre E. histolytica et E. dispar dans les selles: PCR, ELISA (galactose adhesins).
Dimensions : 10 – 60 µm
Mouvements : Pseudopodes fins et arrondis,
déplacement orienté et vif.
grains de chromatine périphérique
réguliers.
Caractéristiques : Jamais de globules rouges
ingérés.
Paroi : Mince.
Noyaux : Maximum 4 noyaux, le plus
souvent 1 à 2.
Caractéristiques : Kyste jeune à 1 noyau, parfois
présence d’un corps
chromatoïde à extrémités
arrondies et une masse diffuse
de glycogène.
• Entamoeba histolytica. (kystes et trophozoïtes).
NON PATHOGENE • Autres kystes de protozoaires.
• Macrophages mobiles.
• Autres formes végétatives d’amibes.
Remarques :
1. La distinction morphologique sur base des kystes et des trophozoïtes entre une forme jamais pathogène (E. dispar) et
une forme parfois pathogène (E. histolytica) n’est pas possible : seule la présence de trophozoïtes hématophages
donne un diagnostic de certitude d’amibiase. Une différentiation par PCR ou par ELISA peut aussi être envisagée.
2. Entamoeba dispar est largement plus répandue chez l’homme qu’Entamoeba histolytica : Parmi les infestations
observées pour les patients de la polyclinique de l’Institut de Médecine Tropicale, environ 94 % des infestations à E.
histolytica/ ou dispar sont en fait des infestations à E. dispar).
3. Les trophozoïtes ne se retrouvent que dans des selles diarrhéiques. Comme la mobilité est un élément du diagnostic,
l’examen doit être réalisé le plus rapidement possible après émission des selles.
4. Les kystes ne se retrouvent que dans des selles non diarrhéiques.
5. La distinction entre E. histolytica et E. dispar (ELISA, galactose adhésine) aurait une sensibilité de l’ordre de 70 % et une
spécificité de l’ordre de 97 %.
6. E. moshkovski et E. dispar, morphologiquement identique seraient soit le même protozoaire soit des espèces différentes. E.
moshkovski ne serait cependant jamais pathogène.

Famille : Classe :
Entamoeba hartmanni Entamoebidae Rhizopodea
Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.

• Homme
et Localisation des trophozoïtes et des kystes :
sans vecteur Lumière du côlon.

par sédimentation.
Mouvements : Pseudopodes arrondis,

déplacement orienté.

petits grains de chromatine
périphérique réguliers.

ingérés.
Paroi : Fine.
Noyaux : En général 1 à 2, maximum 4

noyaux.
Contenu : Granuleux, parfois présence

d’un corps chromatoïde à
extrémités arrondies et d’une
masse diffuse de glycogène.
Caractéristiques : « Petit histolytica »

• Autres trophozoïtes d’amibes.
• Macrophages mobiles (trophozoïtes).
Remarques :
1. Comme ce protozoaire n’est pas pathogène, il n’est pas à rechercher, mais doit être différencié d’E. histolytica.
2. La différentiation entre les kystes d’E. histolytica/dispar et les kystes d’E. hartmanni ne peut se faire que sur base
de la taille (utilisation d’un micromètre oculaire).

Famille : Classe :
Entamoeba coli Entamoebidae Rhizopodea
• Homme Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.

• Primates
• Chiens
• Porcs Lumière du côlon.
sans vecteur
par sédimentation.
Mouvements : Pseudopodes larges,

déplacement non orienté et lent
Noyau : Caryosome le plus souvent

excentrique, grains de
chromatine irréguliers contre
la membrane nucléaire.

ingérés.
Paroi : Epaisse, « double ».
Noyaux : De 1 à 16 noyaux bien visibles

(le plus souvent de 4 à 8).
Contenu : Granuleux (mais moins que

E. histolytica/dispar), glycogène
diffus, parfois présence d’un
corps chromatoïdes à extrémités
effilées (aiguilles peu visibles).
Caractéristiques :
Remarques :

Famille : Classe :
Endolimax nanus Entamoebidae Rhizopodea
• Hommes. Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.

• Primates.
• Porcs.
• Chiens. sans vecteur Lumière du côlon.
par sédimentation.
Mouvements : 1 pseudopodes à la fois,
Noyau : Grand caryosome compact et
irrégulier, pas de chromatine
périphérique.
ingérés.
Forme : Ovoïde, parfois sphérique.

Paroi : Très mince.
Noyaux : Maximum 4 petits noyaux, peu
visibles (points réfringents).
Contenu : Cytoplasme uniformément
coloré (très pâle).
Caractéristiques :

• Autres amibes (trophozoïtes et kystes).
• Autres protozoaires (kystes).
NON PATHOGENE • Macrophages mobiles (trophozoïtes).
• Champignons (Geotrichum spp).
• Levures.
Remarques :
1. Comme ce protozoaire n’est pas pathogène, il n’est pas à rechercher, mais doit être différencié d’E.
histolytica/dispar.
2. L’ancien non de cette amibe était Endolimax nana.

Famille : Classe :
Iodamoeba butschlii Entamoebidae Rhizopodea
• Homme Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes mûrs.

• Primates
• Porcs
sans vecteur Lumière du côlon.

par sédimentation.

Mouvements : Pseudopodes transparent,

Noyau : Peu visible, très grand

caryosome, pas de chromatine
périphérique.

ingérés.
Forme : Tr ès variable.
Paroi : Mince.
Noyaux : 1 seul noyau dense.
Contenu : Vacuole de glycogène bien

délimitée.
Caractéristiques : Vacuole de glycogène bien

visible et fortement colorable
en brun par le lugol.
Remarques :
2. Le contact des selles avec du formol ou de l’éther (lors de la fixation ou de techniques d’enrichissements) limite
très souvent la colorabilité de la vacuole de glycogène par le lugol.
3. L’ancien non de cette amibe était Pseudolimax butschlii.

Famille : Classe :
Entamoeba gingivalis Entamoebidae Rhizopodea
• Homme. Sans hôte intermédiaire Contact oral – oral (baiser).

• Chien.
et Localisation des trophozoïtes :
• Cheval.
sans vecteur Cavité buccale.
• (identification des formes végétatives dans la salive ou dans des frottis dentaires : Examen direct).
Mouvements : Plusieurs pseudopodes larges,

déplacement orienté
Noyau : Petit caryosome central,

chromatine en anneau autour
de la membrane nucléaire.
Contenu : Granuleux, vacuoles avec

débris, bactéries et parfois
leucocytes.

ingérés.
PAS DE FORME KYSTIQUE PAS DE FORME KYSTIQUE
• E. histolytica (amibiase pulmonaire).

NON PATHOGENE • Macrophages mobiles.
• Autres amibes (trophozoïtes).
Remarques :
1. Amibe non pathogène vivant dans la cavité buccale, qui se nourrit de cellules épithéliales mortes, de bactéries et
d’autre débris.
2. E. gingivalis ne doit pas être confondue avec des trophozoïtes d’E. histolytica éventuellement présents dans le
crachat en cas d’amibiase pulmonaire. Les trophozoïtes d’E. histolytica contiennent cependant toujours des
globules rouges ingérés.
3. Les trophozoïtes avalés sont détruits dans l’estomac. Et comme cette amibe ne forme pas de kyste, elle n’est
jamais retrouvée dans les selles.
4. La présence d’E. gingivalis dans la salive indique le plus souvent un manque d’hygiène buccal.

Famille : Classe :
Naegleria fowleri Vahlkampfiidae Rhizopodea

Exceptionnelle
Cosmopolite • Méningo-encéphalite amibienne primitive (F).
• Primary amebic meingoencephalitis (En).
• Menigoencefalitis amibiana primaria (Es).
Sans hôte intermédiaire Contact nasal avec de l’eau contaminée.

Organisme libre dans la nature
et Localisation des trophozoïtes amiboïdes :
Accidentellement : Homme Système nerveux central.
sans vecteur
• Recherche des trophozoïtes amiboïdes dans le LCR : Examen à frais, coloration de Giemsa, culture.
• Identification des amibes par immunofluorescence (Anticorps spécifiques marqués).
• [biopsie cérébrale].
Morphologie des trophozoïtes amiboïdes :
Liquide Céphalo-Rachidien
Mouvements : Très actifs, pseudopodes
arrondis « explosifs ».
Noyau : Un grand noyau avec un grand
caryosome.
Contenu : Nombreuses vacuoles.
Caractéristiques : Mouvements « explosifs ».
FORME LIBRE DANS L’EAU Morphologie des trophozoïtes flagellés :
[et EXCEPTIONNELLEMENT DANS LE LCR] Eau [LCR]
Mouvements :
Noyau : 1 noyau.
Contenu :
Caractéristiques : 2 à 4 flagelles
FORME NON RENCONTREE CHEZ L’HOMME Morphologie des kystes :
UNIQUEMENT LIBRE DANS L’EAU Eau
Forme : Ovoïde.
Paroi : Double, épaisse, lisse.
Noyau : 1 seul noyau.
Contenu :
Caractéristiques :
• Acanthamoeba spp.
• Balamuthia mandrillaris.
• Autres trophozoïtes d’amibes (contaminants).
Remarques :
1. Naegleria spp. et les amibes du genre Acanthamoeba spp. sont des organismes libres trouvés habituellement dans l’eau (lacs, piscines, eau
de distribution, eau des systèmes de chauffage ou de conditionnement d’air,…). Leur température optimale de multiplication est de 35 °C.
Naegleria fowleri, seule espèce occasionnellement pathogène pour l’homme, se retrouve plus dans les eaux chaudes (20-25°C), les
Acanthamoeba supportent des températures plus basses. Balamuthia mandrillaris n’a jamais été retrouvée dans l’environnement.
2. La méningo-encéphalite amibienne primitive a tendance à apparaître comme une petite épidémie chez des individus qui simultanément ont eu
un contact avec de l’eau contaminée (piscine,…).
3. Naegleria fowleri est une amibe particulière puisqu’elle présente 3 formes dans son cycle évolutif : le trophozoïte amiboïde (forme parasitaire),
le trophozoïte flagellé (forme libre qui se multiplie, exceptionnellement retrouvé dans le LCR) et le kyste (forme résistante dans le milieu
extérieur). Les kystes résistent bien à la dessiccation, mais mal au chlore (sensibles à 4 ppm).
4. Dans une méningo-encéphalite amibienne primitive, on retrouve un liquide céphalo-rachidien purulent, avec prédominance de polynucléaires
(500-20.000 cellules/mm³ de LCR), une hyperalbuminorachie, un glycorachie normale ou abaissée, des examens bactériologiques négatifs et
la présence d’amibes très mobiles.

Famille : Classe :
Acanthamoeba spp. Hartmanellidae Rhizopodea
Encéphalite très exceptionnelle
Cosmopolite • Ulcère cornéen amibien, [Encéphalite
granuleuse amibienne] (F).
• Keratitis and corneal amebic ulcer, [Chronic
granulomatous amebic encephalitis] (En).
• Ulceras corneales amibiana [Encefalitis
amibiana granulosa] (Es).
Organisme libre dans la nature Sans hôte intermédiaire Contact cutané (oculaire) avec de l’eau contaminée.
et Localisation des parasites :

Accidentellement : Homme
sans vecteur Cutanée, oculaire, [Système nerveux central].
• Recherche des trophozoïtes amiboïdes et des kystes dans des frottis cornéens : Examen à frais,
coloration au Giemsa, …
• Recherche des trophozoïtes amiboïdes et des kystes dans des biopsies (peau, cornée, tissus cérébral) :
Examen à frais, coloration au Giemsa, …
• Identification des amibes par immunofluorescence (Anticorps spécifiques marqués).
• [Culture].
• [Recherche des trophozoïtes amiboïdes et des kystes dans le LCR : Examen à frais, coloration au
Giemsa, …].
Morphologie des trophozoïtes amiboïdes :
Mouvements : Lent, pseudopodes spiculés.
Noyau : Un grand noyau avec un grand
caryosome.
Contenu : Nombreuses vacuoles
alimentaires.
Caractéristiques : Pseudopodes effilés ou
filamenteux.
Forme : Ovoïde.
Paroi : Double, à paroi extérieure
plissée.
Noyau : 1 seul noyau, pas/peu visible.
Contenu :
Caractéristiques : Kystes d’aspect polygonal.
• Naegleria spp.
• Balamuthia mandrillaris.
• Autres amibes (kyste ou trophozoïtes contaminants).
• Spores végétales (kystes).
Remarques :
1. Naegleria spp. et les amibes du genre Acanthamoeba spp. sont des organismes libres trouvés habituellement dans l’eau (lacs, piscines, eau de distribution, eau
des systèmes de chauffage ou de conditionnement d’air,…). Leur température optimale de multiplication est de 35 °C. les Acanthamoeba (lacs, etc.) supportent
des températures plus basses que Naegleria fowleri (piscines etc.). Différentes espèces d’Acanthamoeba sont parfois pathogènes (opportunistes) : A. polyphaga,
A. castellani, A. culbertsoni, A. astronyxis, A. hatchetti, A. rhysodes, … Balamuthia mandrillaris n’a jamais été retrouvée dans l’environnement.
2. Contrairement à Naegleria fowleri, B. mandrillaris et les amibes du genre Acanthamoeba n’ont que deux formes : une forme amiboïde et une forme kystique.
3. Les amibes du genre Acanthamoeba et Balamuthia sont morphologiquement identique en microscopie optique.
4. Ces deux amibes provoquent des kératites, suite à des lésions ou des irritations de la cornées (greffe, traumatisme, lentilles de contacts,…) ou des encéphalites
(opportunistes, suite à une déficience immunologique).
5. Dans une encéphalite granuleuse amibienne, on retrouve un liquide céphalo-rachidien clair, avec prédominance de mononucléaires, une hyperalbuminorachie, un
glycorachie normale ou abaissée, des examens bactériologiques négatifs et la présence d’amibes mobiles (très difficiles) et de kystes polygonaux.

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Dientamoeba fragilis Monocercomonadidea Rhizopodea
Cosmopolite Pas de nom spécifique pour la pathologie (encore

hypothétique) causée par ce parasite.
• Féco-orale : Ingestion des trophozoïtes ?

• Transmission hypothétique via les œufs des
• Hommes. Sans hôte intermédiaire
helminthes intestinaux (en particulier les œufs
d’Enterobius vermicularis) ?
Et
Localisation des trophozoïtes :
sans vecteur
Lumière du côlon.
• Recherche des trophozoïtes dans les selles : Colorations permanentes (hématoxyline ferrique, noir de chlorazol,
…).
• [Identification des trophozoïtes dans les selles : Examen à frais, suivi d’une coloration permanente].
• [Culture sur milieux xéniques (Robinson par exemple)].
• [Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques dans le sérum].
• Recherche d’ADN spécifique par PCR dans les selles.
(coloration permanente)
Mouvements : Très mobile à frais, [immobile
après fixation et coloration], les
pseudopodes sont cependant
parfois encore visibles.
Noyau : 1 ou 2 noyaux parfois reliées par
un centrodesmosome, chromatine
fragmentée en 4 à 8 masses
, pas de chromatine périphérique.
Caractéristiques : Prédominance des formes bi-
nucléées (+ /- 60 %), noyaux
fragmentés caractéristiques.
PAS DE FORME KYSTIQUE
PAS DE FORME KYSTIQUE
Pathologie encore hypothétique • Autres amibes (trophozoïtes).

• Macrophages mobiles (examen à frais).
Diarrhée muqueuse non sanglante ? • Endolimax nanus (kystes et trophozoïtes, dans les
colorations permanentes).
Remarques :
1. Le pouvoir pathogène exact de ce protozoaire n’est pas encore prouvé.
2. Comme ce parasite ne forme pas de kyste et que les trophozoïtes sont très fragiles, l’échantillon de selles doit être fixé immédiatement après
émission (par du SAF par exemple).
3. Seule la morphologie typique des noyaux après coloration permanente permet l’identification de ce flagellé.
4. L’examen microscopique (grossissement de 1.000 x) des préparations après coloration permanente (hématoxyline ferrique par exemple) est
fastidieuse et nécessite une grande expérience.
5. Cet organisme, classé dans les flagellés sur base d’études génétiques, ne possède cependant pas de stade flagellé. Par son mode de
locomotion et sa morphologie, il ressemble cependant plus à une amibe.

Famille : Classe :
Giardia lamblia Hexamitidae Zoomastigophorea

• Giardiase ou Giardiose (F).
Cosmopolite. • Giardiasis (En).
• Giardiasis (Es).
• Hommes (réservoir) Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes.
• Primates
Et Localisation des trophozoïtes et des kystes :
• Rongeurs (réservoir ?)
• (Porc ?) sans vecteur Duodénum et premier quart de l’intestin.
• Recherche des formes végétatives dans des selles diarrhéiques : Examen direct.
• Recherche des kystes dans des selles moulées : Examen direct, coloration au lugol, technique de
concentration par sédimentation.
• Recherche des trophozoïtes dans le produit du tubage duodénal (ou sur le fil d’un stringtest du type
Entérotest®) : Examen direct.
• Recherche de coproantigènes spécifiques (GSA 65 par ELISA).
• [Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques dans le sang (IFAT)].
• Recherche d’ADN spécifique par PCR (sur les selles).
Dimensions : 10-20 µm x 6-8 µm x 1-4 µm.
Forme : Piriforme, en forme de cuillère.
Mouvements : Comme une chute de feuille,
dans une direction.
Noyau : 2 noyaux ovoïdes, en position
antérieure.
Caractéristiques : 8 flagelles (4 paires), présence
d’une ventouse ventrale.
Forme : Ovoïde.
Paroi : Epaisse.
Noyau : 2 à 4 noyaux, regroupés en
position antérieure.
Caractéristiques : Axostyle en forme de S, corps
parabasaux en forme de
virgule, cytoplasme souvent
rétracté donnant une paroi à
double ligne.
•Souvent asymptomatique. • Autres flagellés intestinaux [tous non
•Diarrhée aqueuse non sanglantes et non glaireuse. pathogènes] (trophozoïtes).
•[Hypovitaminose suite à une malabsorption des • Autres protozoaires (kystes).
graisses (enfant)].
Remarques :
1. Seuls les kystes sont retrouvés dans des selles moulées. Les trophozoïtes ne se retrouvent que dans des selles diarrhéiques.
2. Les selles diarrhéiques doivent être examinées rapidement après émission (immobilisation rapide des trophozoïtes, qui deviennent alors introuvables).
3. La sensibilité d’un seul examen de selles est de l’ordre de 75 % (expulsion intermittente des kystes). La répétition des examens de selles sur 3 jours consécutifs
est donc parfois nécessaire pour mettre en évidence ce parasite.
4. La coloration au lugol tue immédiatement les trophozoïtes, ne les rendant plus identifiables par leurs mouvements Cette coloration rend cependant la structure des
kystes mieux visible.
5. La recherche des coproantigènes présente une très bonne sensibilité et une très bonne spécificité.
6. Giardia intestinalis, Giardia duodenalis, Lamblia intestinalis sont des anciens noms pour Giardia lamblia.
7. Les kystes sont résistants aux doses de chlore habituellement utilisées dans le traitement de l’eau potable (mais dans les systèmes d’épuration des eaux usées).

Chilomastix mesnili Retortamonadidea Retortamonadea
• Hommes. Sans hôte intermédiaire Féco-orale : Ingestion de kystes.

• Singes. Et Localisation des trophozoïtes et des kystes :
• Porcs.
sans vecteur Commensal de la lumière du côlon et du caecum.
• Identification des trophozoïtes dans les selles : Examen direct.
par sédimentation.
Forme : Piriforme avec une extrémité

pointue, torsadé.
Mouvements : En spirale dans une direction.
Noyau : 1 noyau en position antérieure, à

côté des 4 flagelles.
Caractéristiques : Piriforme, 5 flagelles, dont 4

dirigés vers l’avant.
Forme : Piriforme.
Paroi : Epaisse.
Noyaux : 1 noyau central.
Contenu : Quelques petites lignes courbées

(flagelles atrophiés).
Caractéristiques :
• Giardia lamblia (trophozoïtes).

NON PATHOGENE • Autres flagellés non pathogènes (trophozoïtes).
• Autres kystes de protozoaires.
Remarques :
1. Comme ce protozoaire n’est pas pathogène, il n’est pas à rechercher, mais doit être différencié des amibes ou des
flagellés pathogènes.
2. Retortamonas (ou Embadomonas) intestinalis (non pathogène, cosmopolite, retrouvé chez l’homme et le singe) et
Enteromonas hominis (non pathogène, cosmopolite, retrouvé chez l’homme, le singe mais aussi le porc, les
rongeurs et les amphibiens) ont une morphologie identique mais sont légèrement plus petits (4 - 10 µm).

Pentatrichomonas hominis Trichomonadidae Parabasalea
NON PATHOGENE
Cosmopolite

• Hommes. Féco-orale : Ingestion des formes végétatives.
• Singes. Sans hôte intermédiaire
• Porcs. Localisation des trophozoïtes :
• Chien. Et
• Chat.
• Rongeurs sans vecteur Commensal de la lumière du côlon et du caecum.
• …
• Identification des trophozoïtes dans les selles : Examen direct.
Forme : Ovoïde ou rond, avec deux

pôles pointus.
Mouvements : Tourbillonne et tourne dans

tous les sens, semble vibrer.
Noyau : 1 noyau antérieur, peu visible.
Caractéristiques : Membrane ondulante, d’un côté

seulement. 4 flagelles antérieurs
et 1 postérieur, axostyle
traversant tout le cytoplasme et
dépassant en une extrémité
pointue.
NON PATHOGENE • Giardia lamblia (trophozoïtes).

• Autres flagellés non pathogènes (trophozoïtes).
Remarques :
1. Comme ce flagellé n’est pas pathogène, il n’est pas à rechercher, mais doit être différencié des flagellés
pathogènes que l’on peut retrouver dans les selles.
2. Pentatrichomonas hominis est un des flagellés les plus résistants (pas de forme kystique). Il reste donc mobile
assez longtemps dans des selles.
3. Trichomonas hominis et Trichomonas intestinalis sont les anciens noms de ce protozoaire.
4. Trichomonas tenax (anciens noms : Trichomonas elongata ou Trichomonas buccalis) a une morphologie
identique. Cet autre flagellé non pathogène pour l’homme se retrouve au niveau de la cavité buccale, sur les
gencives, entre les dents ou dans la salive.

Famille : Classe :
Trichomonas vaginalis Trichomonadidae Parabasalea
• Trichomoniase (F).
Cosmopolite • Trichomonosis (En).
• Trichomoniasis urogenital (Es).
Par contact sexuel.

Sans hôte intermédiaire
Par contact intime avec des objets humides contaminés
• Hommes.
et (serviettes de toilette, eau du bain, instruments
gynécologiques,…)
sans vecteur Localisation des trophozoïtes :
Système urogénital.
• Recherche des formes végétatives dans les sécrétions vaginales ou dans un exsudat urétral (examen direct
[ou après coloration de gram]).
• (Recherche des formes végétatives dans les urines : examen direct du culot de centrifugation).
• [Recherche des antigènes (dans l’urine ou dans une sécrétion vaginale) : ELISA ou IFAT].
• [Culture].
Forme : Ovoïde ou ronde, souvent avec

un ou deux pôle(s) pointus
(axostyle).
Mouvements : Très mobile, dans toutes les

directions.
Noyau : 1 noyau antérieur, souvent peu

visible.
Caractéristiques : 4 flagelles antérieurs,

membrane ondulante, axostyle.
• Leucorrhée malodorante « mousseuse », prurit • Autres Trichomonas spp.

vaginal intense. • Autres flagellés (contamination fécale,
• Souvent asymptomatique (homme). contamination de l’eau physiologique,…).
Remarques :
1. Dans les examens directs, la recherche du parasite est basée sur son mouvement. Comme le parasite
s’immobilise très rapidement en dehors de son milieu naturel, les échantillons doivent être examinés très
rapidement.
2. Comme le parasite se retrouve dans l’urètre, l’examen des premières gouttes d’urines, récoltées après absence
de miction durant 4 ou 5 heures, est la méthode recommandée pour rechercher le parasite dans l’urine (hommes).

Trypanosoma brucei Famille : Classe :
gambiense Trypanosomatidae Mastigophorea

Afrique de l’ouest et centrale Maladie du sommeil • Trypanosomiase chronique ouest africaine (F).
(entre 15° latitude nord et 25° ouest africaine • West African sleeping sickness (En).
latitude sud)
Galerie forestière et forêt équatoriale • Enfermedad del sueño forma Gambiana (Es).

• Injection de salive contenant des formes métacycliques
• Homme. lors du repas sanguin d’un vecteur infesté.
Vecteur : • Transfusion sanguine.
• (Transmission congénitale rare).
• (animaux domestiques : Mouche tsé-tsé • (transmission « mécanique » exceptionnelle par un
porcs ?,…). insecte hématophage)
Localisation des parasites :
• (animaux sauvages :
buffles, etc.). Glossina En Stade I : Lymphe et sang.
Groupe palpalis
En Stade II : (lymphe, sang), compartiment extra-
vasculaire : Système nerveux central.
• Sérologie : CATT (pour dépistage de masse), latex (pour le Nigeria principalement), ELISA, immunofluorescence,…
• Recherche des formes trypomastigotes dans la lymphe (ganglions cervicaux : signe de Winterbottom)
• Recherche des formes trypomastigotes dans le sang :
- à frais dans une goutte de sang.
- (en frottis sanguin ou) en goutte épaisse colorée au Giemsa.
- en Woo à frais.
- en QBC à frais.
- en mini colonne mAECT.
• Recherche des formes trypomastigotes dans le liquide céphalo-rachidien : diagnostic et détermination du stade :
- à frais dans la cellule de numération.
- simple ou double centrifugation.
Morphologie des trypomastigotes :
(dans le sang, après coloration au Giemsa)
Dimensions : 15–25 µm.
Cytoplasme : Fusiforme, avec un flagelle et une
membrane ondulante (bleuté).
Contenu : Noyau assez gros, souvent
central et petit kinétoplaste
(rougeâtre).
Caractéristiques : Membrane ondulante partant du
kinétoplaste (sub-terminal) et se
terminant par le flagelle.
• Trypanosoma brucei rhodesiense.
• Stade I : VS (IgM) fortement augmentée, (anémie • Trypanosomiases animales (Trypanosoma brucei brucei,…)..
leucocytose modérée, thrombocytopénie,) • Bactéries mobiles (Borrelia spp. ou contaminant de l’eau) ou
exflagellation des Plasmodium (pour les examens à frais).
• Stade II : Idem + perturbation de différents
• Trypanosoma cruzi (Amérique du sud).
paramètres du LCR. • Trypanosoma rangeli (Amérique du sud).
Remarques :
1. Il n’existe aucune différence morphologique entre T. b. gambiense et T.b. rhodesiense. Les deux espèces sont dimorphes avec des formes longues (en
multiplication) et des formes courtes (infestantes pour le vecteur). Le diagnostic d’espèce est donc clinique et géographique.
2. En raison de la toxicité des traitements (entre 5 et 10 % de mortalité suite au traitement pour des patients en stade 2), la sérologie n’est pas suffisante pour faire un
diagnostic. Les parasites doivent obligatoirement être mis en évidence. De plus, la confirmation du diagnostic microscopique par une seconde personne est utile.
3. Suite à l’action immunitaire de l’hôte, on observe une succession de vagues de parasitémie correspondant à des variants antigéniques. Il peut donc être utile de
répéter les examens parasitologiques et d’utiliser des techniques de concentration.
4. La détection des trypanosomes à frais doit être faite le plus rapidement possible après prélèvement. La probabilité de détecter les trypanosomes diminue
drastiquement en fonction du temps (immobilisation des trypanosomes lorsqu’ils ont consommé le glucose). Les trypanosomes sont aussi immobilisés par le soleil.
5. L’anticoagulant de premier choix utilisable pour la recherche des trypanosomes à frais dans le sang est l’héparine.
6. Après coloration au Giemsa, au moins 4 des 5 caractéristiques d’une forme trypomastigote doivent être présentes pour avoir un diagnostic de certitude de
trypanosomiase : 1 : taille, 2 : noyau, 3 : kinétoplaste, 4 : cytoplasme, 5 : membrane ondulante et flagelle. Comme Trypanosoma brucei se divise par scission
binaire, il est possible d’observer des formes en cours de division avec deux noyaux, deux kinétoplastes etc.
7. Le diagnostic du stade de la maladie repose sur l’invasion du système nerveux central. Différents paramètres sont utilisables sur le liquide céphalo-rachidien :
nombre de leucocytes, présence de trypanosomes, augmentation des protéines totales, augmentation anormale des IgM, présence de cellules de Mott, présence
d’anticorps spécifiques,… Comme il n’y a pas de relation étroite entres ces paramètres, l’OMS recommande d’utiliser au moins les 3 paramètres suivants (le
nombre de leucocytes, la présence de trypanosomes et la protéinorachie) pour déterminer le stade de la maladie.
8. Trypanosoma brucei gambiense provoque une forme chronique de la maladie, toujours fatale sans traitement. La souche de Trypanosoma brucei gambiense de
type II, que l’on retrouve en Côte d’Ivoire provoque cependant une maladie à évolution plutôt aigües.

Trypanosoma brucei Famille : Classe :
rhodesiense Trypanosomatidae Mastigophorea

Afrique de l’est Maladie du sommeil • Trypanosomiase aigue est africaine (F).
(entre 15° latitude nord et 25° est africaine • East African sleeping sickness (En).
latitude sud) • Enfermedad del sueño forma Rodesiana (Es).
Savane
• Injection de salive contenant des formes
métacycliques lors du repas sanguin d’un vecteur
Vecteur : infesté.
• animaux sauvages. • (Transfusion sanguine).
• (animaux domestiques). Mouche tsé-tsé • (transmission « mécanique » exceptionnelle par un
insecte hématophage)
Glossina Localisation des parasites :
(Homme). Groupe morsitans
• En Stade I : Lymphe et sang.
En Stade II : (lymphe, sang), compartiment extra-
vasculaire : Système nerveux central.
• Recherche des formes trypomastigotes dans le sang :
- en Woo à frais.
- en QBC à frais.
- en mini colonne mAECT.
• Recherche des formes trypomastigotes dans la lymphe (moins utile pour T.b. rhodesiense)
• Recherche des formes trypomastigotes dans le liquide céphalo-rachidien : diagnostic et détermination du stade :
- à frais dans la cellule de numération.
- simple ou double centrifugation.
• [Examens sérologiques (peu utiles car ils sont pris de vitesse par les symptômes cliniques et la recherche des parasites).]
Morphologie des trypomastigotes :
(rougeâtre).
• Trypanosoma brucei gambiense.
• Stade I : VS (IgM) fortement augmentée, (anémie • Trypanosomiases animales (Trypanosoma brucei brucei,…).
leucocytose modérée, thrombocytopénie). • Bactéries mobiles (Borrelia spp. ou contaminant de l’eau) ou
exflagellation des Plasmodium (pour les examens à frais).
• Stade II : Idem + perturbation de différents
• Trypanosoma cruzi (Amérique du sud).
paramètres du LCR. • Trypanosoma rangeli (Amérique du sud).
Remarques :
1. Il n’existe aucune différence morphologique entre T. b. gambiense et T.b. rhodesiense. Les deux espèces sont dimorphes avec des formes longues (en
multiplication) et des formes courtes (infestantes pour le vecteur). Le diagnostic d’espèce est donc clinique et géographique.
2. En raison de la toxicité des traitements (entre 5 et 10 % de mortalité suite au traitement pour des patients en stade 2), les parasites doivent obligatoirement être mis
en évidence. De plus pour augmenter la spécificité, la confirmation du diagnostic microscopique par un second technicien est utile.
3. Suite à l’action immunitaire de l’hôte, on observe une succession de vagues de parasitémie correspondant à des variants antigéniques. Il peut donc être utile de
répéter les examens parasitologiques. Globalement, la parasitémie est plus élevée que celle observée avec Trypanosoma brucei gambiense.
4. La détection des trypanosomes à frais doit être faite le plus rapidement possible après prélèvement. La probabilité de détecter les trypanosomes diminue
drastiquement en fonction du temps (immobilisation des trypanosomes lorsqu’ils ont consommé le glucose). Les trypanosomes sont aussi immobilisés par le soleil.
6. Après coloration au Giemsa, au moins 4 des 5 caractéristiques d’une forme trypomastigote doivent être présentes pour avoir un diagnostic de certitude de
trypanosomiase : 1 : taille, 2 : noyau, 3 : kinétoplaste, 4 : cytoplasme, 5 : membrane ondulante et flagelle. . Comme Trypanosoma brucei se divise par scission
binaire, il est possible d’observer des formes en cours de division avec deux noyaux, deux kinétoplastes etc.
7. Le diagnostic du stade de la maladie repose sur l’invasion du système nerveux central. Différents paramètres sont utilisables sur le liquide céphalo-rachidien :
nombre de leucocytes, présence de trypanosomes, augmentation des protéines totales, augmentation anormale des IgM, présence d’anticorps spécifiques,
présence de cellules de Mott,… Comme il n’y a pas de relation étroite entres ces paramètres, l’OMS recommande d’utiliser au moins les 3 paramètres suivants
(nombre de leucocytes, la présence de trypanosomes et la protéinorachie) pour déterminer le stade de la maladie.
8. Trypanosoma brucei rhodesiense provoque une forme aigue de la maladie, toujours fatale sans traitement. La souche de Trypanosoma brucei rhodesiense de type
Zambia, que l’on retrouve en Zambie et au Malawi provoque cependant une maladie à évolution plutôt chronique.

Famille : Classe :
Trypanosoma cruzi Trypanosomatidae Mastigophorea
Amérique latine • Maladie de Chagas (F).
Trypanosomiase
Du sud des USA jusqu’au nord américaine • Chagas disease (En).
de l’argentine • Enfermedad de Chagas (Es).
• Pénétration transcutanée active (généralement via la piqûre ou
les yeux [syndrome de Romaña]) des formes métacycliques
provenant des selles d’un vecteur infesté.
• Homme. Vecteur : • Transfusion sanguine (transplantation d’organes)
• Transplacentaire (et allaitement).
• animaux domestiques. Punaise hématophage • (via de la nourriture ou de l’eau contaminées par des vecteurs
(kissing bug) infestés ou leurs selles ; ou ingestion de viande infestée
insuffisamment cuite ?).
• animaux sauvages. • (transmission « mécanique » exceptionnelle par un insecte
Triatominae hématophage).
Dans le sang : formes trypomastigotes.
Dans les tissus : formes amastigotes.
• Examens sérologiques : immunofluorescence indirecte, agglutination, fixation du complément, Dot Blot, ELISA,…
• (Recherche des formes amastigotes dans une ponction ganglionnaire ou dans une biopsie).
• Recherche des formes trypomastigotes dans le sang (phase aigue ou congénitale) :
- en Woo à frais.
- en QBC à frais.
- Méthode de Strout.
• [Recherche des parasites après mise en culture du sang (KIVI : Kit for in vitro isolation, NNN-medium [Novy-Nicolle-McNeal agar],...).
• [Xénodiagnostic : Recherche du parasite dans les selles d’une nymphe de Triatoma infestans, entre 15 et 60 jours après un repas
sanguin sur un patient].
Morphologie des formes trypomastigotes :
central et gros kinétoplaste
(rougeâtre)
Caractéristiques : Souvent en forme de C, U [ou S].
Morphologie des formes amastigotes :
(biopsie, après coloration au Giemsa)
Cytoplasme : Ovoïde ou arrondi (bleuté).
Contenu : Noyau assez gros et kinétoplaste
(rougeâtre).
Caractéristiques : Intra- ou extra-cellulaires
• Leishmania spp. (pour les formes amastigotes).
• Signe de Romaña (oculaire) ou Chagome • Trypanosoma rangeli (pour les formes trypomastigotes).
(cutané) pour la forme aigue (chez +/- 5 % des • Bactéries mobiles (Borrelia spp. ou contaminant de l’eau) ou
patients). exflagellation des Plasmodium (pour les examens à frais).
• Perturbation du bilan hépatique pour la forme • Trypanosoma brucei rhodesiense (Afrique).
Trypanosoma brucei gambiense (Afrique).
chronique.
•
• Trypanosomiases animales (Trypanosoma brucei brucei,…).
Remarques :
1. Trypanosoma rangeli, espèce non pathogène infestant aussi l’homme dans les mêmes régions doit être différenciée de Trypanosoma cruzi. La
différence de taille du kinétoplaste est un bon critère de différentiation.
2. La détection des trypanosomes à frais doit être faite le plus rapidement possible après prélèvement. La probabilité de détecter les trypanosomes
diminue drastiquement en fonction du temps (immobilisation des trypanosomes lorsqu’ils ont consommé le glucose). Les trypanosomes sont aussi
immobilisés par le soleil.
4. Les trypomastigotes sont principalement retrouvés dans le sang durant la phase aigue de la maladie (mais avec plus de difficultés que pour la
trypanosomiase africaine). En phase chronique, le diagnostic repose principalement sur la sérologie (la culture, le xénodiagnostic ou la PCR).
5. Les formes trypomastigotes de Trypanosoma cruzi ne se divisent pas. Seules les formes amastigotes se multiplient par division binaire.
6. Dans des préparations tissulaires, en plus des formes amastigotes, on peut aussi retrouver des formes intermédiaires epimastigotes (entre amastigotes
et trypomastigotes).

Famille : Classe :
Trypanosoma rangeli Trypanosomatidae Mastigophorea

Amérique latine
(Brésil, Vénézuéla, El Salvador, NON PATHOGENE
Colombie, Equateur, Panama,
Guatemala).
• Injection de salive contenant des formes métacycliques lors du
repas sanguin d’un vecteur infesté.
• Plus rarement pénétration transcutanée active (généralement
via la piqûre ou les yeux [syndrome de Romaña]) des formes
Vecteur : métacycliques provenant des selles d’un vecteur infesté.
• Homme. • Transfusion sanguine.
Punaise hématophage • Transplacentaire.
(Rhodnius spp.) (via de la nourriture ou de l’eau contaminées par des vecteurs
• animaux domestiques. •
infestés ou leurs selles ?)
• (transmission « mécanique » exceptionnelle par un insecte
• animaux sauvages. hématophage).
Triatominae Localisation des parasites :
Dans le sang : formes trypomastigotes.
• Identification des trypanosomes retrouvés dans un examen du sang (coloration de Giemsa).

• Identification d’ADN spécifique par PCR.
Morphologie des formes trypomastigotes :



(rougeâtre).

• Trypanosoma cruzi.
• Bactéries mobiles (Borrelia spp. ou contaminant de l’eau) ou
exflagellation des gamétocytes de Plasmodium (pour les
NON PATHOGENE examens à frais).
• Trypanosoma brucei rhodesiense (Afrique).
• Trypanosoma brucei gambiense (Afrique).
• Trypanosomiases animales (Trypanosoma brucei brucei,…).
Remarques :
1. Trypanosoma rangeli, espèce non pathogène infestant aussi l’homme dans les mêmes régions doit être
différenciée de Trypanosoma cruzi. La différence de taille du kinétoplaste est un bon critère de différentiation.
2. Il n’existe que peu de différences morphologiques (à l’exception de la taille) entre Trypanosoma brucei gambiense,
Trypanosoma brucei rhodesiense et Trypanosoma rangeli. Les trois espèces sont dimorphes avec des formes
longues et des formes courtes. Le diagnostic d’espèce est donc principalement clinique et géographique.
3. A la différence de Trypanosoma cruzi, Trypanosoma rangeli ne se retrouve chez l’homme que sous forme
trypomastigote (dans le sang).
4. Il n’existe pas d’immunité de protection croisée entre Trypanosoma cruzi et Trypanosoma rangeli.

Leishmania spp. Trypanosomatidae Mastigophorea

Cette maladie existe, sous une • Leishmaniose [cutanée, muco-cutanée ou
ou plusieurs de ses formes, viscérale] (F).
dans les pays du bassin • [Cutaneous, mucocutaneous or visceral]
méditerranéen et dans les Leishmaniasis (En).
pays tropicaux ou • Leishmaniasis [cutaneas, mucocutaneas o
subtropicaux. visceral] (Es).
• Dépôt sur la peau ou injection de formes
Vecteur : métacycliques lors du repas sanguin d’un vecteur
infesté.
• Homme Mouches des sables • Contact direct avec des plaies contenant des
Leishmania.
Phlebotomus spp. • Transfusion sanguine.
• Chiens, rongeurs et (ancien monde) • [Ecrasement d’un vecteur contaminé sur la peau
divers animaux (abimée) ou sur les muqueuses].
(selon l’espèce de Ou • [Exceptionnellement par contact avec des selles d’un
Leishmania) vecteur contaminé].
Lutzomyia spp. et
Psychodogylus spp.
(nouveau monde) Sous formes amastigotes dans les macrophages, les
monocytes ou les histiocytes.
• Recherche microscopique, après coloration au Giemsa des formes amastigotes dans les exsudats ou les biopsies de
lésions superficielles (formes cutanées ou muco-cutanées), dans des ponctions [spléniques, hépatiques], dans la
moelle osseuse ou dans les ganglionnaires (formes viscérales), ou dans un buffy coat (formes viscérales).
• Mise en culture des parasites présents dans des biopsies sur des milieux spécifiques (toutes formes de
leishmanioses) Nogushi Wenyon, Tobie Sang Lapin + Locke, etc.
• Intradermo-réaction de Monténégro (à visée principalement épidémiologique pour les formes muco-cutanées et
cutanées).
• Sérologie : recherche d’anticorps spécifiques par tests rapides, IFAT, ELISA, DATS,…
• Recherche d’ADN spécifique par PCR (diagnostic des espèces et des sous-espèces).
Morphologie des amastigotes (coloration au Giemsa) :
Dimensions : 1,5 – 3 µm x 2,5 – 6,5 µm
Cytoplasme : Ovoïde ou arrondi (bleuâtre).
Contenu : le cytoplasme bleuté (pas
toujours visible) contient un
gros noyau rond (rougeâtre) et un
petit kinétoplaste allongé
(rougeâtre, mais plus foncé que le
noyau).
Caractéristiques : Les amastigotes peuvent être
tant intra- qu’extra-cellulaires.
En cas de leishmaniose viscérale on observe généralement
une pancytopénie importante : abaissement des globules • Bactéries (principalement des diplocoques).
blancs, des plaquettes et des globules rouges (anémie). • Trypanosoma cruzi (amastigotes).
Perturbation des tests de coagulation et des tests hépatiques, • Toxoplasma gondii.
augmentation des globulines sanguines [IgG] (V.S. augmentée,
formol gel test positif) et une diminution de l’albumine sérique.
Remarques :
1. Les différentes espèces de leishmanies sont microscopiquement identiques. La distinction d’espèces, importante cliniquement, peut se faire par anticorps
monoclonaux, iso-enzymes ou par PCR. L’origine géographique est aussi indicative.
2. Pour le diagnostic de la leishmaniose viscérale, la sensibilité de la mise en évidence des parasites après coloration au Giemsa dépend du type de prélèvement : de
l’ordre de 95 % pour la ponction splénique, 50 à 85 % pour la ponction sternale, 70 % pour la ponction hépatique et 65 % pour la ponction ganglionnaire. Les
ponctions spléniques et hépatiques sont souvent évitées en raison de leurs dangers.
3. Les tests sérologiques sont principalement utiles pour les formes viscérales. En cas de leishmaniose viscérale, les anticorps sont même présents avant l’apparition
de signes cliniques. La sensibilité est bonne, du moins pour les personnes non immunodéprimées. Pour les autres formes de leishmanioses, la sérologie est peu
sensible et le test est souvent négatif. Il existe des réactions croisées avec les autres Trypanosomatidae. Le formol gel test, test non spécifique de mise en
évidence d’une augmentation importante des gammaglobulines sérique peut être utile.
4. Sans traitement, la leishmaniose viscérale est mortelle.

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Famille : Classe :
Balantidium coli Balantidiae Listomatea
Cosmopolite. • Balantidiose, balantidiase, dysenterie

balantidienne (F)
Parasite rare • Balantidiasis (En)
(éleveurs de porc) • Balantidiasis (Es)
• Porc, Sans hôtes intermédiaire • Féco-orale : Ingestion des kystes mûrs.

• Singes, rats, chiens,…
ET Localisation des trophozoïtes et des kystes :
• Homme (zoonose). • Lumière du colon.
Sans vecteurs
• Recherche des formes végétatives dans les selles : Examen direct.
• Recherche des kystes dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation.
• (Rectoscopie : recherche des formes végétatives dans une biopsie des lésions).
Dimensions : 50 –200 µm x 40 – 70 µm.
(le plus souvent 60 et 70µm).
Forme : Ovoïde ou sphérique.
Paroi : Recouverte de très nombreux
cils courts animés de
battements rapides, cytostome
Contenu : Deux noyaux (micro - [arrondi]
et macro-nucléus [réniforme]) et
deux vacuoles contractiles.
Couleur : Gris brunâtre.
Caractéristiques : Très mobile, direction
marquée. Cytostome souvent
bien visible.
Paroi : « Double », irrégulière, floue.
Contenu : Macronucléus réniforme bien
visible, micronucléus arrondi
parfois visible.
Couleur : Gris brunâtre.
Caractéristiques : Un cytostome rudimentaire et
les cils accolés à la paroi sont
parfois visibles.
• Autres ciliés non pathogènes: Paramecium spp,
infusoires, opalines, … (contaminants de l’eau).
• Cellules végétales (kystes).
Remarques :
1. Les kystes sont retrouvés principalement dans des selles moulées tandis que les formes végétatives sont retrouvées dans des
selles diarrhéiques. Les formes végétatives sont rapidement détruites, une fois à l’extérieur du colon. Comme le mouvement
est un élément important du diagnostic, les échantillons diarrhéiques doivent être observés le plus rapidement possible.
2. Il existe un très grand nombre de ciliés non pathogènes que l’on retrouve dans l’eau ou le sol. Une contamination doit donc
toujours être envisagée (eau physiologique utilisée pour la suspension des selles, …)
3. Les formes végétatives sont émises de façon intermittente dans les selles. Des examens répétés sont donc à envisager.
4. Ni les formes végétatives, ni les kystes ne se colorent bien à l’iode ou aux colorants permanents.
5. Des localisations non intestinales (poumon, foie, cœur) ont aussi été rapportées (rarissime, mais B. coli aurait un pouvoir
invasif tissulaire).

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Famille : Classe :
Plasmodium falciparum Plasmodiidae Haemosporidea
Tropiques Paludisme • Fièvre tierce maligne, fièvre pernicieuse (F).
Afrique, Amérique, Asie • Falciparum malaria (En).
Malaria • Tertiana maligna, fiebre perniciosa (Es).
(Aéroport)
• Injection de salive contenant des sporozoïtes
Vecteur :
lors du repas sanguin d’un vecteur infecté.
• Transfusion sanguine.
Moustiques femelles
• Congénitale.
• Homme.
Genre Localisation des parasites :
Anopheles spp. Intracellulaire dans les cellules hépatiques.
Intracellulaire dans les globules rouges.
• Recherche des parasites dans le sang :
- en frottis sanguin (différentiation des espèces, quantification).
- en goutte épaisse (pré-différentiation des espèces, quantification).
- en QBC (pré-différentiation des espèces, quantification).
• Sérologie :
- Recherche des antigènes de Plasmodium : pLDH, aldolase, HRP-II (tests rapides).
- Recherche d’anticorps spécifiques (IFA, ELISA) [usage épidémiologique].
• (Détection du pigment malarien ou/et de l’altération des globules rouges parasités : automates hématologiques).
Morphologie trophozoïtes en frottis sanguin : Morphologie trophozoïtes en goutte épaisse :
Morphologie schizontes en frottis sanguin : Morphologie schizontes en goutte épaisse :
Morphologie gamétocytes en frottis sanguin : Morphologie gamétocytes en goutte épaisse :
Caractéristiques principales en frottis sanguin : Caractéristiques principales en goutte épaisse :

• Hématies parasitées de taille normale. • Normalement pas de schizontes dans le sang
• Pas de schizontes dans le sang périphérique (sauf périphérique (sauf infestations graves).
infestations graves). • Trophozoïtes fins, en forme de bague.
• Trophozoïtes fins, en forme de bague, forme accolée, • Gamétocytes en forme de bananes (si présents).
polyparasitisme fréquent (≥ 1 trophozoïte/globule rouge). • Image uniforme.
• Gamétocytes en forme de banane (si présents).
• Taches de Maurer possible (à pH = 8, et uniquement pour
des trophozoïtes âgés).
• Fièvre. • Autres Plasmodium spp.
• Thrombocytopénie. • Plaquettes sanguines.
• Anémie (hémolytique). • Corps de Howell-Jolly.
• Bilirubine (surtout directe) et LDH élevée. • Babesia spp. et Theileria spp.
• Haptoglobine basse. • Toxoplasma gondii (pour les gamétocytes).
• Hypoglycémie.
Remarques :
1. En goutte épaisse, l’aspect uniforme et monotone de Plasmodium falciparum facilite son diagnostic différentiel.
2. Exceptionnellement, en cas d’infestation grave, les parasites ne sont pas retrouvés dans le sang périphérique (séquestration des parasites par cyto-adhérence des globules
rouges infestés au niveau de l’endothélium des capillaires).
3. La présence de schizontes de Plasmodium falciparum dans le sang circulant et la présence de pigment ingéré dans les leucocytes sont des signes de gravité de l’infestation.
4. Les gamétocytes apparaissent une dizaine de jours après l’invasion initiale. Exceptionnellement, les gamétocytes peuvent être ronds ou en exflagellation.
5. Parasitémie pouvant atteindre plus de 50 % des globules rouges infestés (ou plus de 2.500.000/µl de sang).

Famille : Classe :
Plasmodium vivax Plasmodiidae Haemosporidea
Isotherme de min 16°C en • Fièvre tierce bénigne (F).
Paludisme
saison chaude • Vivax malaria (En).
Afrique, Amérique, Asie, … Malaria • Tertiana benigna (Es).
• Injection de salive contenant des sporozoïtes lors
Vecteur :
du repas sanguin d’un vecteur infecté.
Moustiques femelles • Congénitale.
• Homme.
Genre Intracellulaire dans les cellules hépatiques (hypnozoïtes).
Anopheles spp.
• Sérologie :
- Recherche des antigènes de Plasmodium : pLDH, aldolase (tests rapides).

• Hématies parasitées agrandies et déformées. • Tous les stades évolutifs sont possibles.
• Tous les stades évolutifs sont possibles. • Forme amiboïde typique pour les trophozoïtes âgés.
• Forme amiboïde typique pour les trophozoïtes âgés. • Schizontes mûrs à 16 noyaux ou plus.
• Schizontes mûrs à 16 noyaux ou plus. • Granulations de Schüffner fines, souvent visibles dans
• Granulations de Schüffner fines, mais absentes pour les « fantômes » des globules.
les formes jeunes.
• Autres Plasmodium spp.
• Fièvre. • Plaquettes sanguines.
• Thrombocytopénie. • Corps de Howell-Jolly.
• Babesia spp. Et Theileria spp.
Remarques :
1. En goutte épaisse, l’aspect « nuageux » des trophozoïtes de Plasmodium vivax facilite son diagnostic différentiel.
2. Il est possible de rencontrer tous les stades en même temps dans le sang périphérique.
3. En raison de la rareté du groupe sanguin Duffy positif (porte d’entrée du parasite dans le globule rouge), ce parasite se rencontre peu en Afrique centrale.
4. Les hypnozoïtes (schizontes hépatiques persistant pendant plusieurs mois ou années après l’infestation) expliquent la possibilité de rechutes tardives.
5. Parasitémie n’excédant pas 4 % des globules rouges infestés (soit 200.000 parasites par µl de sang).

Famille : Classe :
Plasmodium ovale Plasmodiidae Haemosporidea

Afrique tropicale et Fièvre tierce bénigne (F).
subtropicale, Partie ouest du Paludisme •
• Ovale malaria (En).
Pacifique, Amérique du sud Malaria • Fiebre tertiana (Es).
(petits foyers)
Vecteur :
du repas sanguin d’un vecteur infecté.
Moustiques femelles
• Congénitale.
• Homme.
Anopheles spp. Intracellulaire dans les cellules hépatiques (hypnozoïtes).
• Sérologie :

• Hématies parasitées variables en volume; déformées • Tous les stades évolutifs sont possibles.
(ovoïdes ou effilochées). • Parasites moyennement compacts.
• Tous les stades évolutifs sont possibles. • Schizontes mûrs à 8 noyaux en moyenne.
• Parasites moyennement compacts. • Granulations de Schüffner très souvent évidentes
• Schizontes mûrs à 8 noyaux en moyenne, n'occupant dans les fantômes des globules.
pas toute l'hématie.
• Granulations de Schüffner évidentes.
• Fièvre. • Autres Plasmodium spp.
• Plaquettes sanguines.
• Corps de Howell-Jolly.
• Babesia spp. et Theileria spp.
Remarques :
2. Les hypnozoïtes (schizontes hépatiques persistant pendant plusieurs mois ou années après l’infestation) expliquent la possibilité de rechutes tardives.
3. Parasitémie n’excédant jamais 4 % des globules rouges infestés (soit 200.000 parasites par µl de sang).

Famille : Classe :
Plasmodium malariae Plasmodiidae Haemosporidea
Presque cosmopolite • Fièvre quarte bénigne (F).

Paludisme • Malariae malaria (En).
Fréquent en Afrique et en Asie,
Moins fréquent en Amérique Malaria • La cuartana (Es).
Vecteur : du repas sanguin d’un vecteur infecté.
Moustiques femelles
• Congénitale.
• Homme.
Anopheles spp. Intracellulaire dans les cellules hépatiques.
• Sérologie :

• Hématies parasitées normales ou réduites. • Tous les stades évolutifs sont possibles.
• Tous les stades évolutifs sont possibles. • Schizontes mûrs à 6 - 12 noyaux, situés à la périphérie du
• Forme en bande typique pour les trophozoïtes (rare). parasite avec pigment rassemblé au centre (forme de
• Schizontes mûrs à 6 - 12 noyaux, situés à la périphérie du marguerite).
parasite avec pigment rassemblé au centre (forme de • Les parasites sont petits, compacts, foncés
marguerite). • Pigment précoce.
• Les parasites sont petits, compacts, foncés
• Pigment précoce.
• Autres Plasmodium spp.
• Fièvre. • Plaquettes sanguines.
• Corps de Howell-Jolly.
• Babesia spp. et Theileria spp.
Remarques :
1. En goutte épaisse, l’aspect « sale » des parasites de Plasmodium malariae facilite son diagnostic différentiel.
3. Parasitémie n’excédant jamais 1 % des globules rouges infestés (soit 50.000 parasites par µl de sang).
4. Plasmodium knowlesi, une espèce de Plasmodium infestant le singe et sporadiquement l’homme en Malaisie et à Bornéo, montre une
morphologie comparable à P. malariae, mais avec une parasitémie beaucoup plus élevée (jusqu’à plus de 10% des globules rouges infectés
ou plus de 500.000 parasites par µl de sang. Comme P. knowlesi se réplique toutes les 24h, un traitement rapide et efficace est essentiel.
Quelques cas ont aussi été décrits en Thaïlande, au Myanmar, à Singapour et au Philippines. Tout patient en provenance du sud-est
asiatique et présentant l’image d’une hyper-parasitémie à “P. malariae” doit être traité comme un accès sévère de P. falciparum.

TABLEAU COMPARATIF DES ESPÈCES DE PLASMODIUM EN FROTTIS SANGUIN :
Caractéristiques Plasmodium falciparum Plasmodium vivax Plasmodium malariae Plasmodium ovale
7 - 21 jours 8 - 31 jours 19 - 37 jours
Période d'incubation Moyenne 12 Moyenne 14 Moyenne 28 11 – 16 jours
Hypnozoïtes Non Oui Non Oui
Non, mais exceptionnellement
Possible après une longue période Possible, mais normalement
Rechutes recrudescence possible jusqu’à 1 Oui (entre 6 mois et +/- 4ans)
(recrudescence jusqu’à 52 ans) suppression spontanée
an après l’infestation
Durée schizogonie
érythrocytaire 24-48 heures 48 heures 72 heures 48 heures
Grands globules pâles (infeste Taille normale ou réduite (infeste
Aspect des hématies Taille normale (infeste tous les types Agrandie, normale ou réduite;
principalement les jeunes globules principalement les vieux globules
parasitées de globules rouges) ovoïdes ou effilochées
rouges) rouges)
Granulations de Schüffner :
Taches de Maurer (pH=8): en petit Granulations de Schüffner :
Granulations dans les ponctuations abondantes et
globules parasités nombre dans les hématies avec des ponctuation abondante trouvée dans évidentes, trouvées dans presque
Non
trophozoïtes mûrs les hématies plus âgées toutes les hématies.
Le plus souvent uniquement des
trophozoïtes et/ou des gamétocytes.
Stades présents Exceptionnellement, en cas Tous les stades possibles Tous les stades possibles Tous les stades possibles
d'infestation grave des schizontes et
de jeunes gamétocytes
Parasitémie Jusqu’à plus de 2.500.000/µl Maximum 200.000/µl Maximum 50.000/µl Maximum 200.000/µl
Trophozoïtes jeunes :
Forme de bague, fine, souvent situé
Cytoplasme Forme de bague assez large Anneau compact Anneau assez compact
à la périphérie des hématies
Assez volumineux, parfois 2 grains Normalement 1 grain lourd de
Noyau 1 à 2 grains de chromatine de chromatine 1 grain lourd
chromatine
Taille du trophozoïte par
rapport au diamètre du 1/5 à 1/3 du diamètre 1/4 à 2/3 du diamètre 1/4 à 2/3 du diamètre 1/4 à 2/3 du diamètre
globule rouge
Vacuole Bien visible Grande Pas ou très peu visible Pas ou peu visible
Pigment Non Non Parfois Non
Polyparasitisme Souvent Parfois Pratiquement jamais Pratiquement jamais
Trophozoïtes âgés :
Amiboïde, fragmenté, occupant toute Compact, parfois amiboïde peu amiboïde, n'occupant pas toute
Cytoplasme Peu amiboïde, taille moyenne l'hématie Forme typique en bande l'hématie
Noyau 1 ou 2 noyaux étirés 1 ou 2 noyaux développés 1 ou 2 noyaux volumineux 1 ou 2 noyaux lourds
Vacuole(s) 1 ou plusieurs, variables en taille 1 ou plusieurs, grandes Non visible Petites, visibles ou non
Exceptionnellement présent, en 1 Petits grains brunâtres, parfois une
Pigment Oui (gros grains noirâtres) Très rare
grain noir grosse masse dans le cytoplasme
Schizontes jeunes :
Cytoplasme Peu développé, irrégulier Développé, irrégulier Compact Compact
Noyaux 2–4 2 ou plusieurs, variables en taille 2–4 2-4
Vacuole(s) Non Parfois jusque 4 petites vacuoles Non Non
Ponctuations sombres dispersées Ponctuations sombres abondantes Ponctuations sombres dispersées
Pigment Concentré sur le parasite sur le parasite sur le parasite sur le parasite

TABLEAU COMPARATIF DES ESPÈCES DE PLASMODIUM EN FROTTIS SANGUIN (SUITE):
Schizontes mûrs
Cytoplasme Occupe 2/3 de l'hématie Occupe presque toute l'hématie Occupe toute l'hématie N'occupe pas toute l'hématie
8 - 24, parfois plus 12 – 24 6 -12, généralement 8
Noyaux 4 - 16
dispersés irrégulièrement Généralement 16 situés à la périphérie
Concentré en 1 ou 2 masses sur Concentré en une masse, parfois Concentré en 1 ou 2 masses sur
Pigment Concentré sur le parasite
le parasite situé au centre du parasite le parasite
Macrogamétocytes (gamétocyte femelle) :
Gris-bleu, en forme de croissant,
Gris-bleu, arrondi ou ovalaire,
exceptionnellement arrondi ou Gris-bleu, arrondi, occupe Gris-bleu, arrondi, n'occupe pas
Cytoplasme occupe pratiquement toute
ovalaire; l'hématie parasitée est pratiquement toute l'hématie toute l'hématie
l'hématie
souvent invisible
Noyau 1 grain de chromatine bien 1 grain de chromatine bien 1 grain de chromatine bien 1 grain de chromatine bien
délimité délimité délimité délimité
Granulations sombres en forme
Pigment Ponctuations brunâtres Ponctuations sombres Ponctuations sombres
de grains de riz noirs ou jaune or,
dispersées sur le parasite dispersées sur le parasite dispersées sur le parasite
situés sur le noyau
Microgamétocytes (gamétocytes mâle) :
Rosâtre en forme de croissant,
Rosâtre à incolore, arrondi ou Rosâtre à incolore, arrondi ou Rosâtre à incolore, arrondi ou
exceptionnellement arrondi ou
Cytoplasme ovalaire; occupe pratiquement ovalaire; occupe pratiquement ovalaire; n'occupe pas toute
ovalaire; l'hématie parasitée est
toute l'hématie toute l'hématie l'hématie
souvent invisible
Noyau 1 grande tache de chromatine 1 grande tache de chromatine 1 grande tache de chromatine 1 grande tache de chromatine
diffuse diffuse diffuse diffuse
Granulations sombres, noires ou
Granulations brunes noirâtres Ponctuations sombres Ponctuations sombres
Pigment jaune-or, en forme de grains de
dispersées sur le parasite dispersées sur le parasite dispersées sur le parasite
riz, dispersées sur le parasite
Caractéristiques les plus importantes :
Hématies parasitées normales. Hématies parasitées agrandies Hématies parasitées de taille Hématies parasitées variables
Normalement pas de schizontes et déformées. normale ou réduite. en volume; déformées.
dans le sang périphérique, Tous les stades évolutifs sont Tous les stades évolutifs sont Tous les stades évolutifs sont
excepté en cas d'infestation possibles. possibles. possibles.
grave. Forme amiboïde typique pour Forme en bande typique pour Parasites moyennement
Trophozoïtes fins, en forme de les trophozoïtes âgés. les trophozoïtes (mais rare). compacts.
bagues; formes accolées; image Schizontes mûrs à 16 noyaux ou Schizontes mûrs à 6 - 12 Schizontes mûrs à 8 noyaux en
uniforme, polyparasitisme. plus. noyaux, situés à la périphérie du moyenne, n'occupant pas toute
Gamétocytes en forme de Granulations de Schüffner fines, parasite avec pigment l'hématie.
bananes; une dizaine de jours mais absentes chez les formes rassemblé au centre. Granulations de Schüffner
après l'invasion initiale des jeunes. Les parasites sont petits, évidentes.
hématies. Parasitémie n'excédant pas 4%. compacts, foncés Parasitémie n'excédant jamais 4
Taches de Maurer possible Pigment précoce. %.
(pH=8). Parasitémie n'excédant jamais 1
Fortes parasitémies possibles %. (sauf si infestation par
pouvant atteindre plus de 50 %. P. knowlesi)

TABLEAU COMPARATIF DES ESPÈCES DE PLASMODIUM EN GOUTTE ÉPAISSE :
Granulation de Schüffner :
Granulations autours des Granulation de Schüffner : ponctuations abondantes et
Non ponctuation abondante trouvée Non
parasites (fantômes des évidentes trouvées dans les
globules rouges) dans "fantômes" des hématies. "fantômes" des hématies.
Le plus souvent uniquement des
trophozoïtes et/ou des
gamétocytes.
Stades présents Exceptionnellement, en cas Tous les stades possibles Tous les stades possibles Tous les stades possibles
d'infestation grave des
schizontes et de jeunes
gamétocytes
Trophozoïtes :
Taille Petits à moyens Petits à grands Petits Petits à moyens
Forme de bague, couramment en Anneau ouvert ou forme
Forme Annulaire à arrondie, compacte Annulaire à arrondie, compacte
virgule irrégulière
Cytoplasme régulier, fin, charnu Irrégulier et fragmenté Régulier et dense Assez régulier et charnu
Assez volumineux, parfois 2 Normalement 1 grain de
Noyau 1 à 2 grains de chromatine grains de chromatine chromatine 1 grain lourd
Pigment Exceptionnel, concentré Rarement, dispersé et fin Dispersé, abondant, Dispersé en gros grains
Schizontes :
Taille Petit, compact Grand Petit, compact Moyen
Noyaux 8 à 24, parfois plus 12 à 24, généralement 16 6 - 12, généralement 8 4 - 16, généralement 8
Pigment Concentré en 1 masse Masse diffuse Concentré, parfois central Concentré
Gamétocytes :
Banane
Forme Ronde, grande Ronde, compacte Ronde, moyenne
(exceptionnellement arrondie)
1 tache bien définie (sauf pour
1 tache bien définie, souvent des parasites âgés, pour
Noyau 1 tache bien définie 1 tache bien définie
périphérique lesquels le noyau est souvent
masqué par le cytoplasme foncé)
Granulation sombre en forme de
Pigment Dispersé, fin Dispersé en gros grains Dispersé en gros grains
grains de riz, dispersé
Caractéristiques les plus importantes :
Normalement pas de Tous les stades évolutifs Tous les stades évolutifs Tous les stades évolutifs
schizontes dans le sang sont possibles. sont possibles. sont possibles.
périphérique, excepté en cas Forme amiboïde typique pour Schizontes mûrs à 6 - 12 Parasites moyennement
d'infestation grave. les trophozoïtes âgés. noyaux, situés à la périphérie compacts.
Trophozoïtes fins, en forme Schizontes mûrs à 16 du parasite avec pigment Schizontes mûrs à 8 noyaux
de bagues; image uniforme. noyaux ou plus. rassemblé au centre. en moyenne.
Gamétocytes en forme de Granulations de Schüffner Les parasites sont petits, Granulations de Schüffner
bananes. fines, souvent visibles dans compacts, foncés très souvent évidentes dans
les "fantômes" des globules. Pigment précoce. les fantômes des globules.

Famille : Classe :
Babesia spp. Babesiidae Piroplasmidea
Cosmopolite ? • Babésiose, piroplasmose (F).

Amérique, Europe, Asie • Babesiosis, piroplasmosis(En).
Afrique ? • Babesiose, piroplasmose (Es).
• Injection de salive contenant des sporozoïtes

Vecteur et réservoir :
• Différents animaux lors du repas sanguin d’un vecteur infesté.
domestiques. • Transfusion sanguine.
Tiques dures / molles
• Différents animaux • [Transplacentaire] ?.
sauvages. Genre Localisation des parasites :
Ixodes spp.(dures),
• (Homme). Ornithodoros spp.(molles) Intracellulaire dans les globules rouges, (les
… monocytes).
• Recherche des parasites dans le sang (goutte épaisse, frottis sanguins).
• Sérologie : Recherche d’anticorps spécifiques de type IgM et/ou IgG (IFAT, ELISA,…).
• [Recherche des parasites après inoculation à l’animal].
(en frottis sanguin coloré au Giemsa)
Dimensions : Variable, de 1 à 5 µm.
Localisation : De 1 à 4 trophozoïtes par
globule rouge (extracellulaire)
Forme : Rond, ovoïde, piriforme.
Cytoplasme : Coloré en bleu, sans pigment.
Noyau : 1 petit noyau rouge (puis 2, 3 et
4 noyaux)
Caractéristiques : Multiplication par
bourgeonnement qui restent
accolés par leur extrémité
pointue, donnant une image en
trèfle à 2,3 ou 4 feuilles (croix
de Malte). Jamais de pigment.
• Trophozoïtes de Plasmodium spp.
• Fièvre. (principalement P.falciparum).
• Anémie • Plaquettes sanguines.
• Thrombocytopénie. • Corps de Howell-Jolly.
• Theileria spp.
Remarques :
1. Plus de 110 espèces sont décrites en médecine vétérinaire mais seulement quelques unes comme infestant aussi l’homme : Babesia microti, Babesia
WA, Babesia MO1 (Amérique), Babesia divergens, Babesia bovis (Europe), …
2. Pathologie rare. La majorité des infestations humaines devraient être asymptomatiques, comme le laisse supposer les résultats de surveillance
sérologique en zone endémique. L’immunodépression, la splénectomie et aussi le grand âge, confèrent à l’homme une sensibilité particulière.
Babesia divergens (Europe) serait cependant plus dangereuse mais heureusement aussi plus rare.
3. Le diagnostic différentiel par rapport à des trophozoïtes de Plasmodium falciparum est difficile, ce qui pourrait être à l’origine d’attribution erronée de
malaria à ces infestations (surtout en zone où la malaria est endémique). Ceci pourrait expliquer le peu de cas diagnostiqués en Afrique.
4. La coinfection avec Borrelia burgdorferi (maladie de Lyme, mode de contamination identique, vecteurs coinfestés fréquents et transmission
expérimentale possible des deux agents pathogènes durant un même repas sanguin) est bien décrite en Amérique (jusqu’à 89 % des cas babésioses).
5. Une autre famille de bactérie (Ehrlichia spp.) transmise aussi par des tiques au Etats-Unis et au Japon, provoque l’ehrlichiose granulocytique humaine
(EGH). Il s’agit d’une pathologie rare avec un tableau biologique assez similaire. Son diagnostic est sérologique.
6. Il existe une transmission transovarienne des parasites chez les tiques. L’hôte vertébré n’est donc pas indispensable à la survie du parasite. La
terminologie d’ « hôte définitif » pour le vertébré est donc impropre.
7. Une autre famille de parasites assez similaires Theileria spp. infeste les animaux. Il n’aurait cependant pas été décrit dans des infestations humaines.

Famille : Classe :
Toxoplasma gondii Sarcocystidae Coccidea
• Toxoplasmose (F).
Cosmopolite • Toxoplasmosis (En).
• Toxoplasmosis (Es).
• Transplacentaire (+ transfusion, greffe d’organe).
• Mammifères • Ingestion d’oocyste sporulés [via les chats].
• Ingestion de viande contaminée (bradyzoïtes ou
• Oiseaux plus rarement tachyzoïtes) [via les moutons].
• Félidés (chats,…) • Ingestion de bradyzoïtes après manipulation de
viande crue.
• Homme Localisation des tachyzoïtes :
Variable (cerveau, yeux, cœur, généralisée,…).
• Indirect : sérologie (Ig M, Ig G, Ig A, [Ig E]). Presque uniquement dans le cadre d’infestations
congénitales.
• Recherche des tachyzoïtes (placenta, liquide amniotique, L.C.R., moelle osseuse, ganglions, empreinte
d’organes, …) après coloration au Giemsa. Dans le cadre de patients immunodéprimés, on peut aussi
retrouver des tachyzoïtes dans les monocytes du sang périphérique.
• Recherche de bradyzoïtes ou tachyzoïtes dans les coupes histologiques (P.A.S.)
• [Recherche des parasites après culture cellulaire ou inoculation à l’animal].
• Radiographie, scanner, échographie, fond de l’œil,…
Morphologie des tachyzoïtes (Giemsa) :
(homme)
5 -12 µm x 2 – 4 µm, intracellulaires (macrophages)

[ovoïde] ou extracellulaires [en forme de goutte d’eau
un peu arquée], cytoplasme bleuté avec un noyau
central granuleux rougeâtre.
(homme – animal)
(principalement dans le cerveau et dans les muscles)
Jusqu’à 200 µm, sphériques ou ovoïdes, entourés
d’une membrane épaisse, contenant de 50 à
quelques milliers de bradyzoïtes.
Morphologie des oocystes :
(excréments de chats)
10 – 15 µm, ovoïdes. Les oocystes non sporulés (non
infectants) contiennent une masse granuleuse à
l’intérieur, alors que les oocystes sporulés contiennent
2 sporocystes composés chacun de 4 sporozoïtes.
• Variables, monocytose fréquente. • Leishmania spp., Pneumocystis spp.,

• [Immunodépression]. Sarcocystis spp..
• Gamétocytes de Plasmodium falciparum.
Remarques :
1. La recherche parasitologique est assez difficile en raison de la rareté des tachyzoïtes dans les prélèvements.
2. La sérologie, principalement utilisée dans le cadre des infestations congénitales peut aussi être utile dans le cadre de patients
immunodéprimés. Son interprétation est néanmoins difficile.
3. Les oocystes non sporulés excrétés nécessitent une maturation de 1 à 5 jours (en fonction des conditions extérieures) avant de devenir
infestants. Ces oocystes sont très résistants.

Famille : Classe :
Sarcocystis spp. Sarcocystidae Coccidea
• Sarcocystose (intestinale ou musculaire),
Sarcosporidiose. (F).
Cosmopolite
• (Intestinal or muscular) Sarcocystosis (En).
• Sarcocystosis intestinal o muscular (Es).
Hôtes définitifs : Hôtes Mode de contamination :
intermédiaires : • En ingérant de la viande mal cuite, de porc ou de
bœuf (hôte intermédiaire) contenant des kystes
(forme intestinale).
• Carnivores. • Féco-oral : Ingestion de sporocystes provenant

Herbivores. des excréments d’un hôte définitif infesté. (forme
• Omnivores.
Porcs. musculaire).
• (Homme). Forme intestinale : Schizogonie dans les cellules épithéliales du
(Homme) duodénum et du jéjunum, élimination des oocystes dans les
selles.
Forme musculaire : Courte double schizogonie dans
l’endothélium vasculaire, enkystement dans les muscles
(sarcocystes).
Forme intestinale :
• Recherche des oocystes sporulés dans les selles : examen direct, technique de concentration par sédimentation ou
par flottation.
[Forme musculaire :
• Identification des kystes (sarcocystes) dans des biopsies musculaires]
(dans les selles)
Forme : Ovoïde ou variable.
Paroi : Très fine et très fragile, souvent
cassée entraînant la libération des
2 sporocystes.
Contenu : 2 sporocystes sporulés ovoïdes,
contenant 4 sporozoïtes en forme
de bananes.
Caractéristiques : Sporocystes toujours sporulés,
contenant la plupart du temps
une masse granuleuse
réfringente.
• Diarrhée aqueuse non sanglante (forme intestinale).
• Eosinophilie fréquente. • Kystes de Giardia lamblia.
• Présence fréquente de cristaux de Charcot-Leyden • Certaines coccidies animales en transit.
dans les selles.
Remarques :
1. Les deux formes d’infestation, tant intestinales que musculaires, seraient la plupart du temps asymptomatiques. Ces parasites seraient plus des opportunistes
(immunodéprimés).
2. Dans la forme intestinale, les oocystes apparaissent dans les selles 2 semaines après l’infestation. Le nombre de parasites présents dans les selles est souvent
très bas, nécessitant des techniques d’enrichissement.
3. Lorsque l’homme est l’hôte définitif (Sarcocystis bovi-hominis, avec un herbivore comme hôte intermédiaire ; ou Sarcocystis sui-hominis, avec un porc comme hôte
intermédiaire), on obtient une sarcocystose intestinale. Lorsque l’homme est l’hôte intermédiaire (différentes autres espèces de Sarcocystis, différents hôtes
définitifs), on obtient une sarcocystose musculaire.
4. Les oocystes présents dans les selles humaines ne seraient pas infectieux pour l’homme.
5. Les oocystes de sarcocystis spp. sont majoritairement Alcoolo-Acido résistants. Après coloration de Ziehl-Neelsen, la majorité des oocystes seront colorés en rose
pâle à pourpre intense sur un fond bleu. Certains oocystes resteront cependant incolores.
6. Après coloration rapide de Heine, les oocystes apparaissent incolores et très réfringents sur un fond rougeâtre.
7. Les oocystes peuvent aussi être identifiés sur base de leur auto-fluorescence : Ils fluorescent en violet à 405 nm, en vert à 436 nm ou en bleu à 436 nm). Cette
technique n’est utilisable que sur des préparations fraiches (examen direct ou après SAF fixation ou après concentration par sédimentation).
8. Durant la courte partie sanguine du cycle de ce parasite chez l’homme (pour la forme musculaire uniquement), les rares sporozoïtes présents dans le sang peuvent
être confondus avec des gamétocytes de P. falciparum ou avec des toxoplasmes.
9. Isospora hominis est l’ancien nom pour le parasite de la forme intestinale humaine de Sarcocystis spp.

Famille : Classe :
Isospora belli Eimeriidae Coccidea
Cosmopolite • Isosporose (F).

• Isosporiasis (En).
Plus commun en régions • Isosporiasis (Es).
tropicales ou subtropicales
Sans hôte intermédiaire • Féco-oral : en ingérant des oocystes sporulés.
• Homme. Et Localisation des parasites :
sans vecteur. Schizogonie intracellulaire dans les cellules épithéliales

du duodénum et du jéjunum.
• Recherche des oocystes dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation
ou par flottation.
• Recherche des parasites dans un produit d’aspiration duodénal (ou dans des biopsies duodénales).
(dans les selles)
Dimensions : 25 - 33 µm x 12 – 16 µm.
Forme : Ellipsoïde, en double obus.
Paroi : Très mince et très transparente.
Contenu : 1 puis 2 sporoblastes non

sporulés (masse granuleuse).
Caractéristiques : Paroi très transparente
• Diarrhée aqueuse non sanglante. • Coccidies en transit : Eimeria stiediae ou E.

• Eosinophilie fréquente. perforans (viande de lapin), E. sardinae, E.
• Présence fréquente d’acides gras dans les selles. clupearum (sardines, hareng, maquereaux), ...
• Présence fréquente de cristaux de Charcot Leyden
dans les selles.
Remarques :
1. Parasite exclusivement humain, normalement peu pathogène, il devient plus agressif en cas d’immunodépression (parasite
opportuniste).
2. Malgré sa grande taille, ce parasite n’est que peu visible sous un grossissement de 100 x (paroi fine et transparente). Sa recherche
doit donc être faite avec un grossissement 400 x. Les examens répétés sont parfois utiles pour les mettre en évidence.
3. Les oocystes ne sont jamais sporulés lors de l’émission. Ils nécessitent une maturation dans le milieu extérieur avant de devenir
infestants. Cette maturation dure de quelques jours à quelques semaines, en fonction de la température et de l’humidité. A la fin de la
maturation, un oocyste contiendra deux sporocystes formés chacun de 4 sporozoïtes.
4. Les oocystes sont très résistants (ils restent viables durant plusieurs mois dans des milieux liquides). Ils résistent à certains
désinfectants (crésyl, iode, hypochlorites, soude caustique et produits à base d’aldéhydes). Ils sont cependant rapidement tués par
l’ammoniaque ou le formol).
5. Les oocystes d’Isospora belli sont majoritairement Alcoolo-Acido résistants. Après coloration de Ziehl-Neelsen, la majorité des
oocystes seront colorés en rose pâle à pourpre intense sur un fond bleu. Certains oocystes resteront incolores. La forme typique en
double obus sera toujours visible.
7. Les oocystes peuvent aussi être identifiés sur base de leur auto-fluorescence : Ils fluorescent en violet à 405 nm, en vert à 436 nm ou
en bleu à 436 nm). Cette technique n’est utilisable que sur des préparations fraiches (examen direct ou après SAF fixation ou après
concentration par sédimentation).

Famille : Classe :
Cyclospora cayetanensis Eimeriidae Coccidea
• Cyclosporose (F).
Cosmopolite • Cyclosporosis (En).
• Cyclosporosis (Es).
Sans hôte intermédiaire • Féco-oral : en ingérant des oocystes sporulés.

• Homme.
Et Localisation des parasites :
• Autres animaux ?
Sans vecteur. Schizogonie intracellulaire dans les cellules épithéliales
du duodénum et du jéjunum.
• Recherche des oocystes dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation.
• Recherche des oocystes dans un produit d’aspiration duodénal (ou dans des biopsies duodénales).
(Dans les selles)
Forme : Rond.
Paroi : Mince et transparente mais

bien visible.
Contenu : Nombreux corps sphériques

réfringents (« morula »).
Caractéristiques : Transparent, aspect en lentille

de verre.
• Cryptosporidium spp. (après coloration de Ziehl-

• Diarrhée aqueuse non sanglante. Neelsen).
• Coccidies animales en transit.
Remarques :
1. Parasite normalement peu pathogène, il devient plus agressif en cas d’immunodépression (parasite opportuniste).
2. Les oocystes retrouvés dans les selles sont généralement non sporulés. La sporulation qui se déroule dans le
milieu extérieur, nécessite de quelques jours à quelques semaines (en fonction de la température et de l’humidité).
Un oocyste sporulé contient deux sporocystes contenant chacun deux sporozoïtes.
4. Après coloration au Ziehl-Neelsen modifiée, ils apparaissent colorés en rose à violet sur un fond bleu. Tous les
oocystes de C. cayetanensis ne sont cependant pas Alcoolo-Acido Résistants.
6. Les oocystes peuvent aussi être identifiés sur base de leur auto-fluorescence : Ils fluorescent en violet à 405 nm,
en vert à 436 nm ou en bleu à 436 nm). Cette technique n’est utilisable que sur des préparations fraiches
(examen direct ou après SAF fixation ou après concentration par sédimentation).
7. Les oocystes de C. cayetanensis ne prennent pas le lugol.

Famille : Classe :
Cryptosporidium spp. Cryptosporiidae Coccidea
• Cryptosporidiose (F).
Cosmopolite. • Cryptosporidiosis (En).
• Cryptosporidiosis (Es).

• Féco-oral : en ingérant des oocystes sporulés.
• (Aérienne ?)
• Homme. Sans hôte intermédiaire Localisation des parasites :
• De très nombreux et Schizogonie intracellulaire dans les cellules épithéliales

animaux. de l’intestin grêle.
sans vecteur.
[plus rarement dans l’épithélium pulmonaire, ou les
cellules hépatiques ou pancréatiques].
• Recherche des oocystes dans les selles : coloration rapide de Heine, de Ziehl-Neelsen modifiée, … soit
directement sur les selles, soit après concentration par sédimentation.
• [Recherche des oocystes dans les aspirations bronchiques, lavages broncho-alvéolaire ou biopsies.]
• Recherche de coproantigènes : EIA, ELISA,…
• [Recherche d’anticorps spécifiques (IFAT, …)]
(Après coloration spécifique)
Dimensions : 3 - 6 µm.
Forme : Rond ou légèrement ovoïdes.
Contenu : Quelques petites structures

en forme de lunes (sporozoïtes)
Caractéristiques : Les oocystes, plus particulière-

ment leurs périphéries, sont
Alcoolo-Acido résistants (rouge
à rose après Ziehl-Neelsen).
• Diarrhée aqueuse non sanglante. • Levures (roses très pâle après Ziehl-Neelsen).
• Présence fréquente de cristaux de Charcot-Leyden • Cyclospora cayetanensis.
dans les selles.
Remarques :
1. La cryptosporidiose est principalement une infestation opportuniste : Si chez un patient immunocompétent, l’épisode dépasse rarement 10
jours et régresse spontanément, chez un sujet immunodéprimé, l’évolution n’a aucune tendance à la rémission.
2. Les auto-infestations sont possibles (oocystes directement infectants).
3. Les selles des malades étant très infectantes, il est important de prendre des précautions drastiques dans les services où séjournent des
personnes immunodéprimées.
4. Les oocystes ne sont identifiables ni dans un examen direct ni après coloration au lugol (les oocystes ne prennent pas le lugol). Ils sont
indistinguables des levures et d’autres éléments ovoïdes. Une coloration spécifique est donc indispensable.
5. Après coloration au Ziehl-Neelsen modifié, les oocystes apparaissent rose à violet sur un fond bleu. Après coloration rapide de Heine, ils
apparaissent incolores et très réfringents sur un fond rougeâtre.
6. Les oocystes peuvent aussi être identifiés sur base de leur auto-fluorescence : Ils fluorescent en violet à 405 nm, en vert à 436 nm ou en bleu
à 436 nm). Cette technique n’est utilisable que sur des préparations fraiches (examen direct ou après SAF fixation ou après concentration par
sédimentation).
7. Cryptosporidium parvum et Cryptosporidium hominis (regroupés en C. parvum genotype 1) seraient les principaux agents de l’infestation
humaine. Des infestations humaines par C. felis (félins), C. meleagridis (oiseaux), C. canis (canidés), C. nasorum (poissons), C. muris
(rongeurs), etc. ont aussi été rapportées. La spécificité d’hôte ne serait pas rigoureuse.
8. Les Cryptosporidium sont retrouvés dans l’eau potable et dans les eaux de baignade (piscines, jacuzzis, lacs, rivières, sources, etc.)
contaminées par des excréments. Comme les oocystes sont très résistants aux désinfectants à base de chlore, une filtration est nécessaire.
9. L’absence actuelle de traitement efficace, limite l’intérêt de la recherche des Cryptosporidium spp.

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

CHAMPIGNONS
Pneumocystis jiroveci Famille :
Classe :
Pneumocystidaceae
(Pneumocystis carinii) Archiascomycetes

• Pneumonie à Pneumocystis carinii (F)
Cosmopolite • Pneumocystis carinii pneumonia (En)
• Neumonia Pneumocystis Carinii (Es)
Aérienne ?
Hôtes intermédiaires Jeunes enfants avec sérologie souvent positive
• Homme. ? réservoir ?
infection (infestation) latente ?
vecteur
Localisation du parasite :
?
• Pulmonaire
• (Possibilité de dissémination extra pulmonaire).
• Radiographie pulmonaire.
• Recherche des parasites dans une expectoration induite, un lavage alvéolaire ou une empreinte de biopsie
pulmonaire (Bleu de toluidine O, Giemsa, ou RAL 555).
• Recherche d’ADN spécifique par PCR sur biopsie pulmonaire ou L.B.A.
Morphologie des différentes formes
« Trophozoïtes » : Soit petite forme ovale,

Uni nucléé,
de 2 à 4 µm (jeunes).
Soit amiboïde,
Uni nucléé,
de 4 à 10 µm (âgés).
« Pré kystes » : 2 à 6 noyaux,

paroi épaissie,
de 3 à 6 µm.
« Kystes » : contenant 8 parasites,

paroi épaisse,
de 4 à 8µm.
« Kystes vides » : de 4 à 8 µm,

Paroi épaisse.
• Immunodépression. • Histoplasma capsulatum
Remarques :
1. La paroi des kystes et des pré-kystes est colorée en bleu au bleu de toluidine O.
2. Les trophozoïtes et les corps intra kystiques sont colorés en bleu avec un noyau rouge au Giemsa. La plupart du
temps, seul le noyau est coloré. La paroi n’est jamais colorée.
3. Pneumocystis carinii est l’ancien nom pour Pneumocystis jiroveci.

BACTERIES
Famille :
Borrelia spp. Spirochataceae
Classe :
[toutes les Borrelia spp. sauf Borrelia burgdorferi] Spirochaetes

• Fièvres récurrentes à poux ou à tiques,
4
Cosmopolite et épidémique . Borréliose (F).
Ou • Relapsing fever, louse or tick borne
Borreliosis(En).
Localisation régionale et • Borreliosis, fiebre recurrente por piojos o por
5
endémique garrapatas (Es).
• Pénétration transcutanée (via une excoriation ou les
Vecteurs : conjonctives) des Borrelia après écrasement d’un pou
4
4
infesté .
4
• Homme . Poux : • Injection de salive ou de liquide coxal contenant des
5
Pediculus humanus corporis Borrelia lors du repas sanguin d’un vecteur infesté.
5
• Animaux et Hommes • (Transfusion sanguine, rare).
Vecteurs et Réservoir : • (Congénitale, exceptionnelle).
5 Localisation de la bactérie :
Tiques molles :
Ornithodorus spp, • Sang, (L.C.R.).
• Recherche de la bactérie dans le sang : examen direct, Woo, goutte épaisse colorée au Giemsa.
• (recherche des bactéries dans le LCR ou l’urine : examen direct, coloration au Giemsa).
• (tests sérologique, peu étudiés, peu disponibles, réaction croisées avec Treponema spp.)
Morphologie de la bactérie
(après coloration au Giemsa)
Fine et longue bactérie 10 – 20 µm x 0,5 µm
Hélicoïdale,
Colorée en Bleu (au Giemsa)
Très mobile (examen à frais)

• Thrombocytopénie et altération des paramètres de
coagulation fréquente. • Tréponèmes.
• Anémie fréquente. • Leptospires.
• Leucocytose (neutrophiles) importante (30 % des • Exflagellation des gamétocytes de
cas), ou leucopénie. Plasmodium spp.
Remarques :
1. Cette bactérie se retrouve dans des notes de parasitologie en raison de l’utilisation de techniques de parasitologie pour la mettre en évidence
(examen à frais du sang, Woo, goutte épaisse, etc.), mais aussi en raison de son diagnostic différentiel de la malaria.
2. Les Borrelia sont des spirochètes hélicoïdaux très mobiles à Gram négatif qui peuvent aussi être colorés au Giemsa. Toutes les espèces de
Borrelia ont la même morphologie et sont indistinguables au microscope. La culture n’est pas une méthode de diagnostic de routine.
3. Le prélèvement du sang devrait coïncider avec le pic fébrile (bactériémie maximale, sensibilité optimale).
4. Les fièvres récurrentes à poux sont causées par Borrelia recurrentis (fréquentes sur les haut plateaux africains : Ethiopie, Rwanda, Burundi ;
moins fréquente en Afrique du nord-ouest et de l’est, au Pérou, en Bolivie et en Indes.
5. Les fièvres récurrentes régionales à tiques sont causées par : B. duttoni (Madagascar, Afrique centrale et La réunion) ; B. hispanica (Afrique
centrale et du nord, Espagne, Grèce) ; B. persica (Egypte, Iran, Afghanistan), B. turicatae, B. parkeri, et B.hermsii (USA) ; B. venezuelensis
(Amérique du sud), ... Dans ces cas, les bactéries sont aussi transmisses d’une génération de tiques à l’autre (transmission transovarienne).
6. Les tests sérologiques non standardisés sont peu étudiés et peu disponibles pour les fièvres récurrentes.
7. Borrelia burgdorferi, agent causal de la maladie de Lyme est aussi transmis par des tiques dures, sans cependant provoquer de fièvre
récurrente. La coloration au Giemsa n’est d’aucune utilité dans ce cadre (bactériémie trop basse pour être détectée). Des tests sérologiques
sont cependant disponibles.
4
Pour Borrelia recurrentis, agent de la fièvre récurrente à poux.
5
Pour les espèces de Borrelia responsables des fièvres récurrentes régionales à tiques.

HELMINTHES
(Métazoaires)
TREMATODES
CESTODES
NEMATODES
PROTOZOAIRES
AMIBES
FLAGELLES
CILIES
SPOROZOAIRES
CHAMPIGNONS
ET
BACTERIES
CLASSIFICATION
INCONNUE

Groupe : Protozoaires ?
“incertae sedis”
Famille :
Classe :
Blastocystis hominis Opalinidae
Blastocystea
• Incertaine ?
Cosmopolite

? féco-oral ?
• Homme Sans hôte intermédiaire
Localisation des pseudokystes :
• ? Vecteur ? Muqueuse du colon et dans l’épithélium entre les
cellules.
• Recherche des parasites dans les selles : Examen direct, technique de concentration par sédimentation (sur selles
formolées).
Morphologie des pseudokystes :
Forme : Vacuolée, [multi-vacuolaire,

granuleuse, kystique ou
amiboïde].
Caractéristiques : Les noyaux sont comprimés

contre la membrane externe
par une grande vacuole. La
membrane peut être très
épaisse.
• ? • Kystes de protozoaires.
Remarques :
1. Ce parasite reste à bien des égards une énigme : tant pour son cycle et son pouvoir pathogène que pour sa
taxonomie. Après avoir été classés parmi les champignons puis les algues, il serait un protozoaire (Cavalier-
Smith, 1998). Sa pathogénécité éventuelle dépendrait de l’intensité d’infestation (Plus de 5 Blastocystis par
champ microscopique [examen direct, grossissement 400 x]) ou d’une association avec d’autres organismes.
2. Le parasite n’est plus retrouvé après concentration par sédimentation (sauf si les selles ont été formolées ou
fixées au préalable).
3. Il existe aussi des formes multi-vacuolaires, kystiques ou amiboïdes. Ces morphologies ne sont cependant pas
reconnaissables à l’examen direct.
4. L’usage du lugol de D’Antoni peut être utile.

TECHNIQUES USUELLES DE DIAGNOSTIC EN PARASITOLOGIE
Par ces techniques, on essayera de mettre en évidence le (ou les) parasite(s) dans un ou plusieurs de ses
stades de développement. Pour cela, un examen macroscopique et /ou un examen microscopique peuvent
être utiles.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DES SELLES :
L'examen parasitologique des selles permet de mettre en évidence des helminthes et des protozoaires. Il
donne ainsi le diagnostic de certitude d'un grand nombre de parasites qui quittent leur hôte dans les selles.
Les conditions de prélèvement déterminent la qualité du résultat de l’examen. Elles tiennent à la fois au
malade, au parasite recherché et au matériel. Lors de la défécation et du prélèvement des selles, il ne faut pas
de contact entre l’urine et les selles (altération des formes végétatives des protozoaires). Le prélèvement doit
être réalisé avant la mise en route d’un traitement spécifique (cette règle générale est applicable à tous les
prélèvements). Eviter les médicaments gênant l’examen coprologique ou prêtant à confusion (charbon, huiles
laxatives, ultra levures, etc.). Eviter les examens complémentaires empêchant l’examen coprologique : la
bouillie barytée en transit ou en lavement se retrouve dans les selles pendant une semaine environ.
L’échantillon doit être déposé au laboratoire dans un emballage correct. Les selles ne peuvent pas être
recueillies (ou conservées) sur du matériel absorbant (boites d'allumettes, cartons, papiers, langes, etc.) et ce
pour éviter la dessiccation. L’idéal est d’utiliser des petits pots en pastique à large ouverture. En zone
tropicale où se matériel n’est pas toujours disponible, un morceau de feuille fraîche de bananier peut
éventuellement être utilisée. La conservation des selles à l’arrivée au laboratoire et avant examen, si celui-ci
doit être différé, doit se faire de préférence au réfrigérateur à + 4°C.
Si l’examen doit être différé (envoi par la poste, etc.) et que le délai risque d’être long, il est recommandé
d’ajouter un produit bloquant les fermentations sans trop altérer les éléments parasitaires (formol, merthiolate et
mieux merthiolate iode formol [MIF] ou Sodium acetate/Acide acétique/formol [SAF]).
L’examen parasitologique des selles a ses limites :
• L’émission des éléments parasitaires peut être discontinue. Dans ce cas, il faut répéter les
examens et ne pas se contenter d’un seul examen négatif.
• Il n’y a pas d’émission d’œufs, s’il n’y a que des vers adultes mâles (rare).
• Il n’y a pas d’émission d’éléments parasitaires pendant la phase de latence qui peut
correspondre à la maturation in situ du parasite ou/et à la phase de migration interne.
• Tous les parasites du tractus digestif et de ses annexes ne donnent pas d’éléments parasitaires
dans les selles, d’où la nécessité de bien connaître la biologie du parasite (exemples : œufs
d’oxyures pondus à la marge de l’anus, embryophores de certains grands ténias évacués avec
et dans les proglottis entiers, etc.).
• Certains œufs présents dans les selles peuvent indiquer non une infestation, mais
contamination par des œufs de passage (Fasciola spp. par exemple).
• …
Fixation des selles (SAF)
Cette technique permet d’éviter la dégénérescence des parasites éventuellement présents dans les selles, sans
modifier leur morphologie. Le but principal est de fixer la morphologie des trophozoïtes éventuellement
présents dans les selles, pour pouvoir les identifier après coloration permanente (coloration à l’hématoxyline
ferrique par exemple). Dans un pot à échantillon, ajoutez aussi vite que possible après émission, 1 volume de
selles à 3 volumes de fixateur SAF. Après l’ajout des selles, mélangez immédiatement et vigoureusement
durant plus ou moins 20 secondes. Prévoyez sur le pot à échantillon une étiquette de danger et une indication
du niveau de liquide final [selles + SAF].

Examen macroscopique
Il est important de réaliser l'examen macroscopique dès l'arrivée de l'échantillon au laboratoire. Celui-ci
consiste à déterminer la consistance (selles moulées, molles, diarrhéiques, aqueuses, dysentériques), la
présence éventuelle de sang et de glaires et la présence de segments de vers ou de vers adultes. Les selles
liquides et/ou sanglantes doivent avoir la priorité pour l'examen microscopique direct (Certains éléments,
comme les formes végétatives des amibes, vont se décomposer ou se modifier assez rapidement après
l'émission des selles et ne seront donc plus identifiables).
Examen direct :
L’examen direct consiste à faire un examen microscopique des selles à son arrivée au laboratoire, sans
manipulation préalable, après adjonction tout au plus d’eau physiologique ou d’un colorant (Lugol, MIF [colorant
fixateur pour les formes végétatives des protozoaires, bleu de méthylène tamponné, etc.).
• Si les selles sont liquides, placez une goutte de celles-ci sur une lame porte-objet. [Pour des selles
muqueuses et/ou sanglantes, prélevez la partie muqueuse]. Recouvrez le tout d'une lamelle couvre-
objet (20mm x 20mm). Examinez complètement et systématiquement à l'objectif 10 x la préparation
pour la recherche des œufs, des larves (et des formes végétatives de Balantidium coli), puis examinez
3 lignes à l'objectif 40 x pour la recherche des protozoaires. Les détails éventuels des œufs seront
observés au 40 x.
• Les selles de consistance normale ou presque normale sont mises en suspension sur la lame porte-
objet dans une goutte d'eau physiologique. Recouvrez le tout d'une lamelle (20 mm x 20 mm) et
examinez systématiquement à l'objectif 10 x pour la recherche des œufs, des larves et des formes
végétatives, puis examinez 3 lignes à l'objectif 40 x pour la recherche des protozoaires. Les détails
éventuels des œufs seront observés au 40 x.
L'examen systématique d'une lamelle 20 mm x 20 mm représente plus ou moins 2 mg de selles.
Nombre d'œufs Notation semi-quantitative

par préparation des résultats
1à2 Rares
3à9 +
10 à 19 ++
20 à 29 +++
30 et plus ++++
Le nombre d'œufs trouvés dans l'examen systématique d'une préparation, permet d'évaluer très grossièrement
la charge parasitaire. Cette évaluation peut cependant être utile en clinique. Le nombre d'œufs trouvés
dépend du parasite et de son mode de reproduction, de la consistance et du volume des selles, de l’âge du
patient, etc. Pour certains parasites, comme les Tænia spp., cette quantification n’a pas de sens. Pour les
protozoaires, une évaluation de la charge parasitaire est peu utilisée en raison de sa faible corrélation à la
gravité de l'atteinte clinique.
Examen d’un frottis épais (technique de Kato–Katz modifiée) :
Une relative grande quantité de selles est déposée sur une lame. Cette couche épaisse doit cependant être
transparente pour pouvoir être observée au microscope. La préparation est donc recouverte d’un papier
cellophane préalablement imbibé de glycérol-vert de malachite (des petits morceaux de 30 mm sur 20 mm de
cellophane sont trempés pendant au moins 24 heures dans la solution glycérinée).
La préparation est aplatie par pression, puis après un temps d’éclaircissement de 30 minutes à 24 heures,
examinée systématiquement au microscope. (Le temps d’éclaircissement dépend du type d’œuf recherché et
de la concentration en glycérol).

Cette méthode est uniquement indiquée pour la recherche des œufs d’helminthes. En fonction du temps de
contact, les œufs deviennent de plus en plus transparents sous l’action de la glycérine. Cet éclaircissement
dépend de l’épaisseur de la coque des œufs. Si la lecture se déroule trop longtemps après préparation,
certains œufs à coques minces deviennent invisibles. Cette méthode n’est donc pas indiquée comme examen
de routine (qui doit permettre de retrouver tous les parasites). Elle reste toutefois une bonne technique lorsque
l’on travaille sur un sujet bien déterminé (enquête épidémiologique de dépistage pour Schistosoma mansoni par
exemple). Le temps d’éclaircissement doit être adapté aux œufs d’helminthes à mettre en évidence. La
méthode peut être rendue quantitative en prenant une quantité donnée de selles (de 20 à 50 mg, usage d’un
gabarit en matière plastique).
Coloration au lugol :
Cette technique permet de repérer plus facilement les kystes des protozoaires, en soulignant leurs
caractéristiques morphologiques. Dans une solution iodée, le cytoplasme des kystes se colore en jaune ou en
brun clair et les noyaux en brun foncé. Cette technique peut être combinée à un examen direct ou à un
examen après enrichissement.
Sur une lame porte objet, mettez en suspension une petite quantité de selles dans une goutte de lugol de
D'Antoni (Attention, cette solution est plus concentrée que celle utilisée en bactériologie). En raison de la taille
des éléments à observer, examinez la préparation à un grossissement de 400x. Un micromètre oculaire est
nécessaire pour permettre de mesurer la taille des kystes. Cette technique peut aussi être utilisée pour la
coloration des œufs de Schistosoma haematobium dans la technique de filtration des urines.
Coloration rapide de Heine :
Cette technique de coloration négative permet de détecter les oocystes de Cryptosporidium spp. dans les
selles. Mélangez sur une lame porte objet une goutte de selles (fraîche ou une goutte du culot de centrifugation
après enrichissement de Ritchie) avec deux ou trois gouttes de Fuchsine de Ziehl-Neelsen. Réalisez un ou
deux étalements minces de ce mélange. Après séchage à l’air (maximum 30 minutes), examinez l’étalement
au microscope sous immersion à l’objectif 100x (ou à l’objectif 50 x). Les oocystes de Cryptosporidium spp.
apparaissent comme des éléments arrondis ou ovoïde de 3 à 6 µm, incolores et fortement réfringents sur un
fond rosâtre ou rougeâtre. Il est également possible d’observer la préparation avec un objectif 40 x (mettez une
goutte d’huile sur la préparation, recouvrir d’une lamelle et observez au microscope à 40 x).
Coloration de Ziehl-Neelsen modifiée :
Cette technique permet de détecter les structures Alcoolo-Acido résistantes dans les selles soit principalement
les oocystes de Cryptosporidium spp. Etalez les selles en frottis mince sur une lame porte-objet
(éventuellement après dilution dans un peu d’eau physiologique). Le culot après enrichissement de Ritchie
peut aussi être utilisé pour préparer un frottis. Après séchage complet à l’air, fixez la préparation soit par un
passage à travers la flamme d’une lampe à alcool, soit par recouvrement avec du méthanol pendant 3 minutes.
Recouvrez la préparation avec une solution de fuchsine de Ziehl-Neelsen et laissez agir au moins 10 minutes
(le chauffage de la solution de fuchsine n’est pas nécessaire dans le cadre de la recherche de
cryptosporidies). Eliminez la Fuchsine, rincez à l’eau et décolorez la préparation à l’alcool acide jusqu’au
moment où le décolorant n’entraîne plus de fuchsine. Rincez à l’eau et contre colorez au bleu de méthylène
pendant 30 secondes. Rincez à l’eau, laissez sécher et examinez au microscope sous immersion à l’objectif
100x (ou à l’objectif 50 x). Les oocystes de Cryptosporidium spp. apparaissent sur un fond bleu comme des
éléments arrondis ou ovoïde de 3 à 6 µm rouge-violet, contenant souvent quelques petites taches colorées en
rouge plus intense. Certains oocystes sont cependant rosés ou incolores. Ne pas confondre les oocystes avec
des levures.
Cette même technique utilisée sur des selles ou des urines permet de faire une distinction d’espèces pour les
Schistosomes.

Coloration à l’hématoxyline ferrique (coloration de Kinyoun) :
Cette technique de coloration permanente permet de détecter et d’identifier les formes végétatives et les kystes
des protozoaires intestinaux. Elle est principalement utilisée pour la recherche des formes végétatives de
Dientamoeba fragilis dans les selles. Il s’agit d’une excellente technique mais d’exécution longue et délicate,
nécessitant de nombreux produits chimiques.
C’est une coloration régressive. Le mordançage et la surcoloration (imprégnation excessive des structures par
le colorant) sont suivis d’une décoloration (enlèvement du colorant des structures qui le retiennent le moins).
Placez 1 goutte de selles (préservées sur SAF) et une goutte d’albumine de Mayer sur une lame porte-objet.
Réalisez un frottis mince de ce mélange à l’aide d’un bâtonnet. Laissez sécher à l’air jusqu’à ce que le frottis
soit opaque (approximativement 20 minutes, maximum 2 heures). Fixez la préparation par une immersion de
10 minutes dans de l’alcool à 70 %, puis rincez dans un bain d’eau pendant 2 minutes. Immergez la lame 20
minutes dans une solution de fuchsine de Ziehl puis rincez la lame à l’eau courante pendant 1 minute.
Décolorez la lame pendant 2 minutes à l’alcool acide, puis rincez la lame à l’eau courante pendant 1 minute.
Immergez la lame pendant 8 minutes dans la solution de travail d’hématoxyline ferrique, puis rincez la lame à
l’eau pendant 1 minute. Immergez la lame dans la solution de travail d’acide picrique pendant 4 minutes, puis
rincez la lame à l’eau courante pendant 10 minutes. Immergez la lame 3 minutes dans la solution d’alcool
ammoniacal, puis déshydratez la préparation par deux bains successifs d’alcool absolu (5 minutes par bain).
Immergez la lame dans 2 bains successifs de xylène (5 minutes par bain). Ajoutezr une goutte de liquide de
montage (Entellan© Merck 1.07960), recouvrez d’une lamelle et laissez sécher pendant au moins 10 heures
avant lecture. Examinez microscopiquement la lame sous immersion (objectif 100 x ou 50 x). 150 à 200
champs microscopiques doivent être examinés avant de donner une réponse négative. La préparation doit
avoir un fond gris-bleu. Le cytoplasme des protozoaires apparaît bleu gris moyen alors que les noyaux
apparaissent bleu intense-gris. Les kystes sont souvent plus colorés que les trophozoïtes. Les corps
chromatoïdes, les globules rouges ingérés et les cristaux de Charcot-Leyden sont colorés en bleu-gris intense
ou parfois en noir. Les œufs d’helminthes et les larves prennent la plupart du temps trop de colorant et ne
seront pas identifiables. Les organismes Alcolo-Acido résistants apparaitront en rose-rouge.
Techniques de concentration :
Les éléments parasitaires sont souvent présents en petit nombre dans les selles. Dans ce cas, l’examen direct
peut ne pas suffire pour déceler une infestation. Le but d’une technique de concentration est de traiter un
volume assez important de selles afin de concentrer les parasites rares dispersés dans un grand volume vers
un volume réduit. Ce petit volume pré-traité, qui contiendra donc un plus grand nombre de parasites, sera
examiné comme pour lors d’un examen direct. Les techniques de concentration ne permettent cependant pas
de mettre en évidence les formes végétatives des protozoaires qui sont détruites par le processus de
concentration. L’examen direct d’une préparation à frais est donc la première étape obligatoire de tout examen
microscopique.
Il existe un grand nombre de techniques de concentration avec différentes variantes. La majorité des
techniques sont basées sur des différences poids spécifiques. Le tableau suivant donne à titre indicatif, les
poids spécifiques de différents éléments.
ELEMENTS POIDS SPECIFIQUES

Solution saturée en sulfate de Zinc 1.180
Eau physiologique formolée à 10 % (v/v) 1.019
Ether 0.714
Œufs d’Ancylostoma duodenale 1.055

Kystes de Giardia lamblia 1.060
Kystes d’Entamoeba histolytica 1.065 – 1.070
Kystes d’Entamoeba coli 1.065 – 1.070
Kystes d’Endolimax nana 1.065 – 1.070
Œufs fécondés d’Ascaris lumbricoides 1.110
Œufs de Trichuris trichiura 1.150
Kystes de Chilomastix mesnili 1.180
Œufs non fécondés d’Ascaris lumbricoides 1.200
Nous ne décrirons ici que les techniques les plus simples le plus couramment utilisées.

Technique de concentration par sédimentation (méthode diphasique de Ritchie modifiée) :
Les selles sont diluées dans un liquide de faible densité (eau physiologique), les résidus fécaux sont dissous
dans l’éther et les parasites sont entraînés vers le fond par centrifugation. Cette méthode permet de concentrer
tous les types d’œufs de vers, les larves et les kystes de protozoaires.
ATTENTION : L’éther est une substance extrêmement inflammable qui s’enflamme et explose
rapidement au contact d’une flamme ou d’une étincelle. Conservez les bidons ou les flacons entamés sous
hotte chimique ou sur une étagère (pour que les vapeurs se dispersent) dans la partie la plus fraîche du
laboratoire. Comme l’éther est très volatile, les flacons doivent être hermétiquement bouchés. Ne mettez PAS
un flacon d’éther au réfrigérateur : les vapeurs s’accumulent dans celui-ci, même si le flacon est
hermétiquement fermé, et peuvent exploser lors de l’ouverture de la porte. Ne rangez PAS des flacons
entamés dans une armoire. N’ayez que des petites quantités d’éther dans le laboratoire.
ATTENTION : Le xylène est une substance inflammable. Manipulez ce produit loin d’une flamme. Ce
produit est aussi nocif par inhalation et par contact avec la peau. Il est encore irritant pour la peau. Evitez donc
tout contact avec la peau et les yeux. Manipulez ce produit sous hotte chimique ou fenêtre ouverte.
ATTENTION : Le formol est une substance toxique par inhalation, par contact avec la peau et par
ingestion. Les vapeurs de Formol sont irritantes pour les yeux et les muqueuses. Manipulez ce produit fenêtres
ouvertes (ou sous une hotte chimique) en utilisant des gants.
• Suspendez environ 3 gr. de selles dans 42 ml d’eau physiologique (éventuellement formolée. Le

formol offre deux avantages : l’inactivation de la majorité des parasites et la fixation des globules
blancs qui se retrouvent alors dans le culot de centrifugation, mais déformés).
• Après homogénéisation (30 minutes d’inversion lente), versez environ 1.5 ml de cette suspension
dans un tube à centrifuger à fond conique.
• Ajoutez environ 3,5 ml d’eau physiologique (éventuellement formolée).
• Ajoutez 5 ml d’éther. L’éther peut être remplacé par de l’essence pour voiture).
• Ajoutez éventuellement 2 gouttes de xylène. Le xylène n’est pas nécessaire, mais il diminue
l’adhérence des débris sur tube en verre.
• Bouchez hermétiquement le tube à centrifuger et mélangez vigoureusement durant 1 minute.
• Enlevez le bouchon et centrifugez le tube à 2.000 RPM (650g) durant 5 minutes.
Après centrifugation, on
retrouve 4 couches :
• Après centrifugation, on observe 4 couches dans
← Ether et graisses le tube (cf. figure ci-contre).
• Décollez éventuellement le bouchon de débris des
← Débris parois du tube avec un bâtonnet.
• Jetez le surnageant en renversant le tube d’un
mouvement rapide.
← Eau physiologique (formolée) • Prélevez le culot de centrifugation avec une
pipette pasteur et le déposer sur une lame.
• Recouvrez d’une lamelle 20 mm x 20 mm, et
← Culot de sédimentation contenant
les parasites éventuels observez systématiquement au microscope.
La technique de Ritchie permet aussi d’obtenir un résultat quantitatif : OPG (nombre d’œufs par gramme de
selles). L’OPG n’est PAS utile pour les cestodes, Enterobius vermicularis et Ascaris lumbricoides.
Calcul : 3 grammes de selles dans un volume final de 45 ml. Comme on examine entièrement le culot
de centrifugation obtenu sur 1,5 ml de cette dilution de selles, on obtient le nombre d’œufs présents
dans 0,1 gramme de selles. En multipliant donc le nombre d’œufs comptés dans tout le sédiment par
10, on obtient le nombre d’œufs par gramme de selles.
Technique de concentration par flottation (méthode de Willis modifiée) :
Les selles sont diluées dans un liquide de forte densité. Les parasites plus légers remontent à la surface. Cette
technique permet de concentrer les kystes et les oocystes de protozoaires ainsi que les œufs des cestodes et
de nématodes. (En raison du poids spécifique élevé des œufs de trématodes, aucune technique par flottation
n’est indiquée).
• Suspendez 5 g de selles dans 100 ml d’une solution saturée de NaCl (ou

ZnSO4).
• Homogénéisez la suspension (tamisez la suspension si nécessaire à

travers un tamis à thé).
• Versez la suspension dans un tube à essai à ras bord.
• Appliquez une lamelle sur l’ouverture du tube.
• Après 30 minutes, transférez la lamelle (toujours en position horizontale)

sur une lame.
• Observez la préparation systématiquement au microscope.
Technique de concentration pour larves de nématodes (méthode de Baermann) :
La méthode de Baermann est une technique destinée à mettre en évidence les larves d’anguillules dans les
selles. Elle est basée sur l’hygrotropisme et le thermotropisme de ces larves. Cette technique n’est utilisable
que sur des selles moulée et fraîche. Elle n’est applicable ni sur des selles vielles de plus de 5 heures, ni sur
des selles liquides ou diarrhéiques, ni sur des selles fixées, ni sur des selles prélevées après prise de Baryum.
• Mettez environ 20 g de selles (fraîches et moulées) dans une passoire

pointue (de type « chinois » dont le diamètre des mailles de l’ordre de
0,6-0,7 mm), tapissée de deux couches de gaze (mailles de 0,6-0,7
mm).
• Déposez la passoire dans un entonnoir en verre relié à un tuyau fermé
par une pince à clamper.
• Remplissez prudemment l’entonnoir d’eau tiède (30-35°C), jusqu’à
immerger complètement les selles.
• Attendez au moins 6 heures (ou mieux une nuit), pour permettre aux
larves de quitter les selles et d’aller dans l’eau.
• Ouvrez la pince du tuyau pour recueillir environ 10 ml de l’eau du fond
de l’entonnoir dans un tube à centrifuger.
• Centrifugez le tube pendant 10 minutes à 2.000 RPM (650 g).
• Décantez délicatement le surnageant, déposez le culot de
centrifugation sur une lame, recouvrez d’une lamelle et recherchez
systématiquement les larves (la plupart du temps encore vivantes) au
microscope (grossissement 100 x).
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UNE BIOPSIE RECTALE :

La biopsie, écrasée entre deux lames porte-objet est examinée sans coloration sous microscope à l’objectif 10x
pour la recherche des œufs de Schistosoma spp. et/ou des trophozoïtes de Balantidium coli ; ou à l’objectif 40x
pour la recherche de trophozoïtes d’Entamoeba histolytica.
SCOTCH TEST (TAPE TEST OU TEST DE GRAHAM):
Ce test est utilisé pour la recherche des œufs d’Enterobius vermicularis. Comme les vers adultes femelles
pondent principalement le soir et la nuit au niveau péri anal, le test doit se réaliser le matin avant défécation ou
toilette. Il est également possible de retrouver accidentellement des œufs de Tænia spp. (La plupart du temps
de Tænia saginata) lors de cet examen.
ATTENTION : Comme les œufs sont très collants et directement infectants, Il est indispensable
d’utiliser des gants et de se laver les mains après manipulation. Le risque d’infestation pour la
personne effectuant le prélèvement sans précaution est important.
Repliez un ruban autocollant transparent sur l’extrémité d’un tube à essai, face collante dirigée vers l’extérieur.
Tout en écartant les fesses du patient, appliquez l’extrémité du tube portant le ruban en différents endroits de la
marge anale pour collecter les œufs éventuellement présents. Le ruban est ensuite collé sur une lame porte-
objet et examiné au microscope (objectif 10x). Pour augmenter la qualité de l’image au microscope, il est
conseillé de mettre un peu d’eau (ou un peu de d’hydroxyde de sodium à 1%) entre la lame et le ruban adhésif.
Les extrémités du ruban doivent cependant rester sèches autrement il n’adhèrera pas à la lame.
DÉCOLORATION POUR DIAGNOSTIC DIFFÉRENTIEL DES VERS ADULTES DE TÆNIA SPP. :

Le diagnostic différentiel de segments de vers adultes de Tænia spp. se fait sur le nombre de ramifications
unilatérales de l’utérus des segments gravides. Pour faciliter la visualisation de l’utérus, on peut décolore les
segments à l’acide acétique.
ATTENTION : En raison du risque de cysticercose en cas d’ingestion d’œufs de Taenia solium,

manipulez les vers adultes ou les segments avec grande prudence. Il est indispensable d’utiliser des
pinces, de porter des gants et de se laver les mains après manipulation.
Trempez les segments dans une solution chaude (± 60°C) d’acide acétique à 5 %. L’acide acétique à 5 % peut
être remplacé par du vinaigre de table. Incubez 30 minutes à 1 heure. Après incubation, écrasez les segments
éclaircis entre deux lames porte-objet. Observez à l’œil nu, contre la lumière pour comptez le nombre de
ramifications de l’utérus.
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UN LIQUIDE DUODÉNAL :
Cet examen peut être utile pour la recherche des œufs de Fasciolidae, d’Opisthorchis spp. et d’Heterophyes
heterophyes, ainsi que pour les formes végétatives de Giardia lamblia.
Le liquide duodénal, obtenu par tubage, est centrifugé dans un tube conique à 2.500 rpm (700 g) pendant 5
minutes. Le surnageant est éliminé et le culot de centrifugation est examiné complètement et
systématiquement au microscope (objectif 10x). Pour la recherche de Giardia lamblia, l’examen se fait à
l’objectif 40 x, tant à frais qu’après coloration au lugol de D’Antoni. N.B. : Comme le lugol immobilise les formes
végétatives, l’identification devra se faire uniquement sur base d’une morphologie typique.
EXAMEN PARASITOLOGIQUE DES URINES :

On examine en général les urines pour rechercher des œufs de Schistosoma haematobium. On peut
également retrouver des formes végétatives de Trichomonas vaginalis. Il est également possible de retrouver
des microfilaires appartenant aux espèces Wuchereria bancrofti (le plus souvent en cas de chylurie), de Loa-loa
(le plus souvent en cas d’hématurie) et d’Onchocerca volvulus dans les urines (plus rarement, le lus souvent en
cours de traitement). Et finalement, on peut aussi retrouver plus rarement des œufs d’Enterobius vermicularis
ou de Tænia spp. dans le sédiment urinaire.
Les conditions de prélèvement déterminent la qualité du résultat de l’examen. Elles tiennent à la fois au
malade, au parasite recherché et au matériel.
Le nombre d’œufs de S. haematobium présents dans les urines varie au cours de la journée et montre un pic
entre 10 et 14 heures. Les œufs sont plus facilement retrouvés en fin de miction. Un stress de la vessie
(mouvements, gonflement) aide au décollement des œufs. Si les urines ne sont pas examinées rapidement, il
est possible de retrouver des miracidiums très mobiles. Pour la recherche des œufs de S. haematobium, les
derniers ml d’urines sont les plus importants, alors que Trichomonas vaginalis est plus présents dans le premier
jet urinaire.
Ces éléments sont donc à prendre en compte dans le prélèvement. L’usage de récipients en plastique à large
ouverture est recommandé. Le volume récolté doit être de 10 ml au minimum. En augmentant le volume
d’urine récoltée, on augmente la sensibilité de la détection.
L’examen parasitologique des urines a ses limites :
• L’émission ou la présence d’éléments parasitaires dans les urines peut être discontinue. Dans
ce cas, il faut répéter les examens et ne pas se contenter d’un seul examen négatif.
• Il n’y a pas d’émission d’œufs, s’il n’y a que des vers adultes mâles (rare).
• Il n’y a pas d’émission d’éléments parasitaires pendant la phase de latence qui peut
correspondre à la maturation in situ du parasite, et/ou à la phase de migration interne et/ou au
temps de passage pour les œufs des veinules à la lumière vésicale.
• …
La sédimentation et la filtration sont les deux méthodes employées pour déceler les œufs de S. haematobium.
La sédimentation est moins sensible, mais elle est plus économique et plus simple à mettre en œuvre que la
filtration. La technique de filtration est surtout utilisée dans des enquêtes épidémiologiques nécessitant des
données quantitatives.
Technique de sédimentation :
Agitez soigneusement l’échantillon d’urine et versez-le dans un verre à pied conique. Laisser sédimenter
pendant une heure au moins. Eliminez délicatement le surnageant en conservant environ 10 ml d’urine au fond
du verre à pied. Mélangez et transvasezle dépôt dans un tube à centrifuger à fond conique. Centrifugez le
tube à 2.500 rpm (1.000 g) pendant 5 minutes. Eliminez prudemment le surnageant, remettez le culot de
centrifugation en suspension, transvasez le tout sur une lame, recouvrez d’une lamelle et observez
systématiquement toute la préparation au microscope pour rechercher les œufs de Schistosoma haematobium
(objectif 10 x). [La recherche de Trichomonas vaginalis se fait en utilisant un objectif 10 x et 40 x].
Technique de filtration :
Adaptez un filtre (porosité de 12 à 20 µm) dans le porte-filtre. Après avoir bien homogénéisé les urines,
prélevez 10 ml dans une seringue. Adaptez la seringue au porte-filtre. En maintenant le tout vertical, faites
passer l’urine à travers le filtre. Dévissez soigneusement le porte-filtre. Remplissez la seringue d’air, refixez-la
au porte filtre et expulsez l’air. Cette étape est importante, car elle permet d’éliminer l’excès d’urine dans le
porte-filtre et de plaquer les œufs s’il y en a, sur le filtre. Dévissez le porte-filtre, retirez le filtre avec une pince
et déposez-le sur une lame, face filtrante vers le haut. Recouvrez d’une lamelle et observez systématiquement
le filtre au microscope (objectif 10x). Il est possible d’ajouter une goutte de lugol de D’Antoni pour augmenter la
visibilité des œufs par leur coloration orange. Grâce à cette technique de filtration, Il est possible d’avoir un
résultat quantitatif (nombre d’œufs par ml d’urine).
Il existe plusieurs types de filtres : Des filtres à usage unique en papier ou des filtres [réutilisables] en nylon
(Nytrel®) ou en polycarbonate (Sartorius®, Millipore®,...). Avant réutilisation, les filtres doivent être
décontaminés une nuit dans de l’eau de javel domestique (Hypochlorite à 1%), lavés et vérifiés. La vérification
des filtres consiste à examiner systématiquement le filtre nettoyé au microscope pour s’assurer qu’il est bien
débarrassé de tout parasite.
Urines Air
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EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UN CRACHAT :
Examen direct :
Ce test est utilisé pour la recherche des œufs de Paragonimus spp. Plusieurs parasites font un passage
pulmonaire durant leur migration somatique (Ascaris spp., Ancylostomidae, etc.). Un examen des crachats
n’est cependant pas indiqué pour leur diagnostic.
ATTENTION : L’hémoptysie, symptôme courant de l’infestation par Paragonimus spp. est aussi
un signe possible de tuberculose pulmonaire. En raison du risque élevé de production d’aérosols
potentiellement dangereux durant l’examen parasitologique, éliminer la possibilité de tuberculose avant
toute recherche parasitologique dans un crachat. (cf. notes de bactériologie, pour plus de détails
concernant la procédure).
Des instructions précises doivent être données à chaque patient sur la manière de produire un bon échantillon.
Une bonne procédure de prise d’échantillon est en effet indispensable pour obtenir des résultats de laboratoire
fiables à moindre risques pour le personnel :
Le risque d’infection du personnel de santé (mais aussi d’autres personnes) est important lorsqu’un patient
suspect de tuberculose tousse. Pour cette raison, la prise d’échantillon doit se faire à l’extérieur, le plus loin
possible d’autres personnes, en tenant compte de l’orientation du vent. En cas d’impossibilité, une pièce
spéciale, séparée et très bien ventilée, peut être utilisée (attention à la position du patient par rapport aux
ventilations et au sens des courants d’air provenant de portes ou de fenêtres ouvertes).
Chaque crachoir doit être identifié (date, nom du patient, numéro de patient, n° de l’échantillon, etc.). Pour
éviter tout risque d’inversion, ces données doivent figurées sur le pot et non sur le couvercle du crachoir.
Des crachoirs en plastique dur, à usage unique avec couvercle à vis étanche et avec un diamètre d’ouverture
de 2 à 3 cm sont vivement recommandés. En cas d’impossibilité, des crachoirs réutilisables en verres, avec
les mêmes caractéristiques peuvent être utilisés (ils doivent alors bien évidemment être décontaminés, lavés et
stérilisés avant toute réutilisation). Les crachoirs doivent être transparents pour permettre un contrôle visuel de
la qualité du prélèvement sans devoir les ouvrir.
Le crachat doit provenir du plus profond possible du poumon. Ceci peut le plus souvent être obtenu après
plusieurs profondes inspirations suivies d’une expiration forcée. Le volume de l’échantillon doit être suffisant (3
à 5 ml) et doit contenir des particules solides ou purulentes. (La salive n’est pas un bon échantillon en raison du
faible nombre de bacilles pulmonaires que l’on peut y trouver et de la présence possible de mycobactéries
commensales. Il en est de même pour les sécrétions nasales). Le crachat n’est cependant pas toujours
purulent, pour un tuberculeux en cours de traitement.
On récolte 2 ou 3 crachats : le premier sur place lors de la consultation (on the spot sputum), le deuxième à la
maison (crachat du saut du lit ou early morning sputum) et éventuellement le troisième sur place à l’occasion de
la consultation suivante. (Le processus nécessite donc 2 jours). Le meilleur échantillon sera le prélèvement
matinal qui concentre les sécrétions de toute une nuit. Pour cette raison, dans certains programmes de lutte
contre la tuberculose, deux crachats matinaux et un crachat sur place sont utilisés.
Comment juger de la qualité d’un crachat : Un bon prélèvement ne doit pas ressembler à de l’eau. Sa
couleur peut varier : du blanchâtre au jaunâtre purulent, avec parfois un peu de sang. (Du sang pur n’est
pas cependant pas adéquat). Un échantillon ressemblant à de la salive devrait être refusé, et le patient
devrait être encouragé à produire un nouvel échantillon valable. Au cas où rien de mieux ne peut être
obtenu (surtout en cours de traitement pour une tuberculose), un échantillon aqueux pourrait cependant
être analysé.
La qualité du crachat peut aussi être évaluée après étalement et coloration : Un échantillon salivaire sera
très peu épais et souvent avec des « bulles ». Sous le microscope, un vrai crachat doit contenir des
filaments muqueux et des globules blancs, tandis qu’un prélèvement salivaire contiendra principalement
des cellules épithéliales. Un vrai crachat devrait contenir 20 x plus de globules blancs que de cellules
épithéliales.
Un crachat peut être conservé assez longtemps avant analyse microscopique bactériologique (plus d’une
semaine à température ambiante pour recherche de BAAR). Ceci n’est bien évidemment pas vrai pour des
cultures ou pour la recherche de parasites.
Après examen bactériologique négatif, transvasez environ 5 ml de crachat dans un tube à centrifuger à fond
conique. Ajoutez 5 ml d’une solution d’hydroxyde de sodium ou de potassium à 1 % (p/v). Fermez
hermétiquement le tube avec un bouchon et mélangez vigoureusement durant une minute. La solution
d’hydroxyde liquéfiera et éclaircira le crachat. Après une heure de repos, re-mélangez vigoureusement le tube
durant une minute. Centrifugez le tube à 2.500 rpm (700 g) pendant 5 minutes. Eliminez le surnageant et
transvasez le culot de centrifugation sur une lame porte-objet. Recouvrez d’une lamelle et observez
complètement et systématiquement au microscope (objectif 10x). Regarder plus attentivement les masses
grisâtres présentes qui cachent souvent les œufs.
Coloration au RAL-555 :
Technique plutôt utilisée pour la recherche de Pneumocystis jiroveci dans un produit de lavage alvéolaire ou
dans une biopsie ou une ponction pulmonaire. Cette coloration permet de mettre l’intérieur des kystes en
évidence. Elle peut être remplacée par une coloration au Giemsa (identique à celle d’un frottis sanguin).
Centrifugez (10 minutes, 2.000 RPM ou 600 g) le produit de lavage alvéolaire et réalisez un frottis mince du
culot de centrifugation (ou réalisez des empreintes de la biopsie sur des lames). Après séchage à l’air, fixez les
lames au méthanol puis immergez-les pendant 25 secondes dans le réactif 2 (solution aqueuse d’éosine, code
RAL 361643). Plongez ensuite dans les lames pendant 40 secondes dans le réactif 3 (solution aqueuse de
bleu de méthylène, code RAL 361653). Rincez à l’eau courante. Il n’est pas nécessaire de rincer les lames
entre les différents bains. Après séchage, les lames sont observées au microscope (objectif 100 x, oculaire 10
x). Les renseignements concernant les réactifs RAL et leurs distributeurs peuvent être obtenus sur le site
internet : http://www.reactifs-ral.fr/
Coloration au Bleu de toluidine O (Chalvardjian et all, 1963, modifiée par Marty et all 1981):
Technique plutôt utilisée pour la recherche de Pneumocystis jiroveci dans un produit de lavage alvéolaire ou
dans une biopsie ou une ponction pulmonaire. Cette coloration permet de mettre les parois des kystes en
évidence. Centrifugez (10 minutes, 2.000 RPM ou 600 g) le produit de lavage alvéolaire et réalisez un frottis
mince du culot de centrifugation (ou réalisez des empreintes de la biopsie sur des lames). Après séchage à
l’air, fixez les lames au méthanol puis immergez-les pendant 5 minutes dans le réactif de sulfatation. Après
rinçage à l’eau courante, les lames sont plongées 5 minutes dans une solution de bleu de toluidine O. Les
lames sont ensuite passées dans 3 bains d’alcool isopropylique (environ 1 minute par bain). Après séchage,
les lames sont observées au microscope (objectif 100 x, oculaire 10 x).
EXAMEN PARASITOLOGIQUE D’UNE SÉCRETION VAGINALE :

Cette technique est utilisée pour la recherche de Trichomonas vaginalis. Prélevez à l’aide d’un écouvillon les
sécrétions vaginales, de préférence à hauteur du col de l’utérus. Roulez immédiatement et délicatement
l’écouvillon sur une lame. La sécrétion vaginale ainsi obtenue est recouverte d’une lamelle et immédiatement
observée au microscope (objectif 10 x et 40 x). Si le prélèvement est trop épais, ajoutez une goutte d’eau
physiologique. Comme cette technique est basée sur le mouvement pour détecter le parasite, l’observation
microscopique doit se faire le plus rapidement possible après prélèvement.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DU SANG :
Ces techniques sont valables pour les agents infectieux suivants : Microfilaires sanguines, Plasmodium spp.,
Trypanosoma spp., les Borrelia des fièvres récurrentes et les Babesia spp. Chacune des techniques suivantes
n’est cependant pas toujours utile pour tous les parasites mentionnés.
Examen direct :
Cette méthode est la plus facile mais aussi la moins sensible pour déceler la présence de parasites assez
grands et mobiles dans le sang (les trypanosomes, les Borrelia spp. des fièvres récurrentes et les microfilaires
sanguines). Elle est cependant fastidieuse puisqu’il faut observer systématiquement la préparation
microscopique. Comme autre inconvénient, il est à signaler qu’il faut observer immédiatement les lames après
leur préparation surtout pour la recherche de trypanosomes. En effet, les trypanosomes étant reconnus à leur
mouvement, il faut procéder à l’examen microscopique avant qu’ils ne s’immobilisent, c’est-à-dire 10 à 15
minutes après le prélèvement sanguin. (Attention : Les UV du rayonnement solaire immobilisent aussi les
trypanosomes). Ce test présente cependant un certain intérêt, surtout pour la trypanosomiase à rhodesiense
au sommet de la vague parasitaire, au moment où l’on peut retrouver un nombre relativement important de
trypanosomes dans le sang et pour les fièvres récurrentes (échantillon de sang pris au pic de fièvre). Ceci
permet d’éviter de recourir à des techniques plus perfectionnées et plus coûteuses. Le seuil de positivité est de
l’ordre de 15 à 40 microfilaires et 10.000 trypanosomes par ml de sang.
Une petite goutte de sang [prélèvement capillaire ou veineux sur un anticoagulant tel que l’EDTA pour la
recherche de microfilaires ou de Borrelia ; ou l’héparine pour la recherche de trypanosomes] est placée sur une
lame et recouverte d’une lamelle. La préparation est examinée directement au microscope à l’objectif 10 x pour
la recherche de microfilaires (ou 40 x pour la recherche de Borrelia spp. ou de trypanosomes).
Frottis sanguin :
Cette méthode, assez peu sensible n’est vraiment utile en parasitologie que pour l’identification exacte de
l’espèce de Plasmodium infestant une personne (et plus exceptionnellement pour la recherche et/ou
l’identification de Babesia spp). Elle est principalement utilisée en hématologie pour la différentiation des
globules blancs et l’analyse de la morphologie cellulaire.
Une petite goutte de sang [provenant d’un prélèvement

capillaire ou d’un prélèvement veineux sur un anticoagulant
ne déformant pas les cellules tel que l’EDTA] est déposée à
l’extrémité d’une lame porte objet. Sans attendre, déplacez
le petit côté d’une autre lame (rodée de préférence) pour
venir toucher la goutte de sang. Les deux lames doivent
former un angle compris entre 30° et 45 °. Attendez que le
sang se répande par capillarité entre les deux lames.
Poussez ensuite la lame inclinée vers l’autre extrémité de la
lame porte objet en entraînant derrière elle le sang qui
s’étale en couche mince. Ce mouvement doit être régulier et
ininterrompu jusqu’à épuisement de la goutte de sang. Il doit
aussi être ni trop lent, ce qui produirait un frottis trop court et
trop épais ; ni trop rapide, ce qui donnerait un frottis trop
long et trop fin. Immédiatement après confection du frottis,
agitez la lame pour la faire sécher rapidement. En zone
tropicale, le séchage d’un frottis durant la saison des pluies
peut-être trop long. L’usage d’un sèche-cheveux permet
alors de diminuer le temps de séchage et d’éviter la
déformation des globules rouges.
Un bon frottis est assez épais au début de l’étalement (3) pour s’amincir et finir en forme de flamme avant la fin
de la lame (1). La partie intermédiaire du frottis (2) est la plus appropriée pour l’examen macroscopique. Dans
cette zone, on doit retrouver une couche monocellulaire de cellules, sans superposition.
(1) (2) (3)
Fixez la préparation en faisant couler 2 ou 3 gouttes de méthanol absolu sur le frottis disposé verticalement.
Après évaporation du méthanol, la lame peut être colorée au Giemsa : Couvrez complètement la préparation
de Giemsa dilué à 3,5 % dans de l’eau tamponnée à un pH adapté aux parasites recherchés (cf. tableau). [Soit
pour obtenir une dilution à 3,5% préparez par lame à colorer, 4 ml d’eau tamponnée à laquelle vous ajoutez 5
gouttes de Giemsa concentré [Merck N° 1.01424]. Laissez colorer pendant 20 à 30 minutes. Egouttez et
rincez prudemment à l’eau courante. Laissez sécher et examinez au microscope sous immersion à l’objectif
100x (ou à l’objectif 50x).
Pour éviter la dégradation du Giemsa par réaction acide-base, la préparation de la dilution du Giemsa
doit aussi être extemporanée. Le Giemsa concentré doit aussi être filtré avant utilisation (au moment du
transvasement dans un petit flacon compte gouttes. Pour obtenir de bonnes colorations, il est
indispensable que l’eau de dilution ait un pH adéquat au but poursuivi. Une eau trop acide colore tout
trop rouge, alors qu’une eau alcaline colore tout trop bleu. Utilisez un pH adapté à l’examen.
pH 6.6 6.8 7.0 7.2 7.4 7.6 7.8 8.0
Hématologie Paludisme*
Utilisations Hématologie et Paludisme Paludisme Trypanosomiases et
Leishmanioses Microfilaires
* le pH de 8,0 permet de mettre en évidence les taches de Maurer de P. falciparum.
Dans un petit laboratoire, pour éviter des erreurs, il est cependant préférable de standardiser le pH de
l’eau de dilution à 7,2 pour tous les examens, y compris l’hématologie (compromis acceptable pour tous
les usages).
Coloration de GIEMSA
(hémolyse [pour échantillons non fixés] et coloration)
Éosine (acide) colore les éléments basiques.

Bleu de méthylène (basique) colore les éléments acides.
Azur (basique) colore les éléments acides.
Dilution extemporanée du colorant.
Influence du pH.
La coloration panoptique de Pappenheim (May-Grünwald-Giemsa), qui sert à colorer les frottis pour formules
leucocytaires, peut aussi être utilisée à la place de la coloration de Giemsa, sans améliorer notablement la
coloration des parasites sanguins.
Coloration de May-Grünwald-Giemsa : Pour une coloration au May-Grünwald-Giemsa, la fixation du frottis au

méthanol n’est pas nécessaire : La première étape de cette coloration assure la fixation du frottis. Dès que le
frottis est sec, recouvrez complètement la lame de May-Grünwald [Merck N° 1.01424] et laissez agir 3 minutes
(fixation). Ajoutez ensuite gouttes à gouttes, 4 ml d’eau tamponnée à un pH adapté à l’examen. (cf. tableau
supra). Laissez agir le colorant dilué 1 minute, puis éliminez-le. Sans rincer, recouvrez la lame de Giemsa
dilué à 3,5 % dans de l’eau tamponnée à un pH adapté à l’examen (cf. tableau supra). [Soit pour obtenir une
dilution à 3,5% préparez par lame à colorer, 4 ml d’eau tamponnée à laquelle vous ajoutez 5 gouttes de Giemsa
concentré [Merck N° 1.01424]. Laissez colorer pendant 20 à 30 minutes. Egouttez et rincez prudemment à
l’eau courante. Laissez sécher et examinez au microscope sous immersion à l’objectif 100x (ou à l’objectif
50x).
N.B. : Numération parasitaire en frottis sanguin (uniquement valable dans le cadre de la malaria et des
infestations à Babesia spp.) :
La numération parasitaire en frottis sanguin se fait en comptant le nombre de globules rouges parasités par
des formes asexuées du parasite sur au moins 25 champs microscopiques à l’objectif 100 x (ou l’objectif 50 x).
Cette méthode nécessite la détermination préliminaire du nombre moyen d’érythrocytes présents par champs
microscopique (cette valeur est de l’ordre de 200 mais varie considérablement en fonction de la qualité de
l’étalement et du grossissement utilisé). Elle nécessite aussi la numération des globules rouges.
Nombre d’érythrocytes infecté

------------------------------------------ x Concentration érythrocytaire = Nombre de parasites/µl de sang
Nombre d’érythrocytes observés
Le rapport du nombre de globules parasités par champ microscopique sur le nombre total d’érythrocytes par
champ donne le pourcentage d’hématies parasitées.
Nombre d’érythrocytes infecté

------------------------------------------ x 100 = % d’hématies parasitées
Nombre d’érythrocytes observés
Si le nombre de globules rouges par microlitres de sang n’est pas connu, on considère que 1% d’hématies
parasitées corresponds à 50.000 parasites par µl de sang.
Goutte épaisse :
Cette méthode est une technique de concentration. Elle utilise +/- 4 fois la quantité de sang (20 µl) nécessaire
pour un frottis mince (5 µl). Comme le sang est moins étalé, les parasites éventuellement présents sont plus
fréquents par unité de surface. Cette technique est utilisable pour la recherche des Plasmodium spp., des
trypanosomes, des microfilaires sanguines et des Borrelia spp. responsables des fièvres récurrentes.
Le seuil de positivité est de l’ordre de 5 à 10 (100 en routine) plasmodies par µl de sang, 10.000 trypanosomes
ou 15 à 40 microfilaires par ml de sang.
Une goutte de sang est placée sur une lame porte objet et
immédiatement défibrinée pendant 20 à 30 secondes par un
mouvement en spirale fait à l’aide du coin d’une autre lame (la
défibrination est préférable à l’utilisation d’un anticoagulant, l’EDTA
étant le moins mauvais, sauf pour la recherche de trypanosomes
pour lesquels l’héparine est préférable).
Ce mouvement aura aussi pour effet d’étaler le sang sur une surface de 1 à 2 cm de diamètre. L’étalement doit
être d’une épaisseur telle qu’il est possible de voir des caractères d’un journal à travers. Laisser sécher sans
chauffage et sans exposition au soleil pour éviter la fixation des hématies qui empêcherait leur destruction. La
goutte épaisse ne peut être colorée que si elle est complètement sèche. Pour éviter une contamination croisée
entre différentes gouttes épaisses lors de la coloration, l’usage de cuve de coloration est à éviter. Couvrez
complètement la préparation de Giemsa dilué à 3,5 % dans de l’eau tamponnée à un pH adéquat (cf. tableau
supra) [Soit pour obtenir une dilution à 3,5% préparez par lame à colorer, 4 ml d’eau tamponnée à laquelle vous
ajoutez 5 gouttes de Giemsa concentré [Merck N° 1.01424]. [Pour la recherche et l’identification des
microfilaires, la coloration de Giemsa devrait être deux fois plus longue (40 minutes) et le Giemsa deux
fois plus concentré (10 gouttes de Giemsa concentré pour 4 ml d’eau tamponnée idéalement à pH 8)].
La solution aqueuse de Giemsa aura une double action : hémolyse et coloration. Egoutter et rincer
prudemment à l’eau courante. Laisser sécher et examiner au microscope (à l’objectif 10 x pour la recherche
de microfilaires, ou sous immersion pour la recherche des autres parasites sanguins). Les globules rouges ont
éclaté et seuls sont restés sur la lame les leucocytes et les parasites éventuels.
Pour éviter la dégradation du Giemsa par réaction acide-base, la préparation de la dilution du Giemsa
doit aussi être extemporanée. Le Giemsa concentré doit aussi être filtré avant utilisation (au moment du
transvasement dans un petit flacon compte gouttes. Pour obtenir de bonnes colorations, il est
indispensable que l’eau de dilution ait un pH adéquat au but poursuivi. Une eau trop acide colore tout
trop rouge, alors qu’une eau alcaline colore tout trop bleu. Utilisez un pH adapté à l’examen.
pH 6.6 6.8 7.0 7.2 7.4 7.6 7.8 8.0

Hématologie Paludisme
Utilisations Hématologie et Paludisme Paludisme Trypanosomiases et
Leishmanioses Microfilaires
Dans un petit laboratoire, pour éviter des erreurs, il est cependant préférable de standardiser le pH de
l’eau de dilution à 7,2 pour tous les examens, y compris l’hématologie (compromis acceptable pour tous
les usages).
N.B. : Numération des parasites en goutte épaisse (uniquement valable dans le cadre de la malaria) :
La recherche de parasites est considérée comme négative si aucun parasite n’a été retrouvé durant l’examen d’au moins 200 champs
microscopiques à l’objectif 100 x (ou objectif 50 x). Ceci nécessite à peu près 5 à 10 minutes pour un technicien expérimenté.
La numération parasitaire en goutte épaisse, se fait en comptant le nombre de formes asexuées de parasites par 200 leucocytes (nombre
de parasites comptés dans autant de champs microscopiques qu’il est nécessaire pour compter un peu plus de 200 leucocytes). Pour
Plasmodium falciparum, les gamétocytes doivent être reportés séparément. En connaissant la concentration leucocytaire, on peut obtenir le
nombre de parasites par µl de sang :
Nombre de parasites asexués comptés

----------------------------------------------------- x Concentration leucocytaire = Nombre de parasites/µl de sang
Nombre de leucocytes comptés
Si la numération leucocytaire n’est pas réalisée, l’OMS recommande d’utiliser comme valeur 8.000 leucocytes par µl de sang pour tous les
patients.
Chez des personnes non immunes, des parasitémies mêmes faibles peuvent donner lieu à des phénomènes pathologiques. En absence
d’immunité surtout, la corrélation entre la densité parasitaire de P. falciparum et la gravité des symptômes est nette. [N.B. : Dans les
infestations à P. falciparum, l’examen de séries de frottis prélevés toutes les 6 à 12 heures montrent d’importantes fluctuations dans les
densités parasitaires. Ceci est dû à la séquestration des érythrocytes parasités au moment de la schizogonie. Dans les infestations où le
développement des parasites est synchrone, ceux-ci peuvent disparaître temporairement des prélèvements].
Pour la routine d’un petit laboratoire tropical, une estimation de la charge parasitaire en goutte épaisse est suffisante pour Plasmodium spp.
Ce système proposé par l’O.M.S. indique l’abondance relative des formes asexuées des parasites à l’aide d’un code allant de 1 à 4 signes
« plus », comme suit :
Echelle OMS simplifiée pour exprimer la parasitémie
1-9 parasites asexués / 100 champs = +

1-9 parasites asexués / 10 champs = ++
1-9 parasites asexués / 1 champs = +++
> 10 parasites asexués / 1 champs = ++++
Woo :
Bonne technique de concentration pour la recherche des trypanosomes, des microfilaires sanguines et des
Borrelia spp. responsables des fièvres récurrentes. Cette technique est relativement facile à réaliser, mais
nécessite l’utilisation d’une centrifugeuse hématocrite électrique. Ce test est très sensible car il concentre les
parasites à partir de 50 à 60 µl de sang. Cette technique ne permet cependant pas d’identifier le type de
microfilaire. De plus, en cas de présence de microfilaires, il est impossible de visualiser les trypanosomes ou
les Borrelia spp. éventuellement présents. L'examen microscopique des tubes reste délicat même pour un
technicien expérimenté. Le seuil de positivité est de l’ordre de 250 trypanosomes et 25 microfilaires par ml de
sang.
La centrifugation d'un tube capillaire rempli de sang provoque la séparation des
globules rouges et du plasma. (Centrifugation de 5 minutes à 12.000 rpm ou
15.000 g). Les leucocytes et les thrombocytes qui sont plus légers que les
Plasma
hématies se regroupent à l'interface entre la colonne rouge et le plasma, et
forment ainsi un trait blanchâtre (le buffy coat). Les parasites qui ont à peu
près la même densité que les globules blancs, se retrouvent dans la même
Globules blancs buffy coat
et plaquettes région.
Globules rouges
Après centrifugation, le tube est déposé sur une lame spéciale et immergé
dans de l’eau. La lame porte tube est placée sous l’objectif du microscope.
Centrez l’objectif sur l’interface du tube à lire, au niveau du buffy coat. Les
parasites apparaissent animés de mouvements ondulants, soit libres dans le
plasma à proximité de la couche de globules blancs, soit enfoncés dans cette
couche ce qui les rend plus difficiles à observer. Quel que soit l'objectif utilisé
(10x ou 20x), il ne peut permettre la lecture sur toute la profondeur du tube,
aussi faut-il tourner le tube sur lui-même pour pouvoir examiner tout l’interface.
Comme l’épaisseur de la préparation empêche l’utilisation d’un objectif 40x
standard, il peut être utile d’utiliser des oculaires 15x.
Pour identifier les parasites retrouvés, on pourrait envisager de couper le capillaire au niveau de la couche des
globules blancs, d’étaler cette fraction sur une lame et de réaliser une coloration au Giemsa. Cependant, en
raison du risque important de se blesser et donc de s’infecter, cette procédure est à déconseiller.
QBC (Quantitative Buffy-Coat) :

Technique de concentration pour la recherche des trypanosomes, des Plasmodium spp. et des microfilaires.
Elle permet aussi de mettre en évidence les Borrelia spp. des fièvres récurrentes et les Babesia spp. Elle
consiste en une centrifugation en tube capillaire combinée à une coloration par l’acridine orange. Le seuil de
positivité est de l’ordre de 100 plasmodies par µl de sang, de 250 trypanosomes ou de 25 microfilaires par ml
de sang.
Après centrifugation à haute vitesse (5 minutes, 12.000 rpm ou 15.000 g), les globules rouges parasités par des
Plasmodium moins denses que les globules rouges non parasités se rassemblent aussi au niveau de l'interface
avec le plasma. L'acridine orange, agent intercalant spécifique des acides nucléiques, induit, après excitation
par une source lumineuse appropriée (UV), une coloration métachromatique différentielle entre l'ADN (vert
pomme à jaune vert) et l'ARN (vert à rouge orangé). Les Plasmodies sont donc visibles grâce à leur noyau
dans les érythrocytes non nucléés. Un flotteur, d'un diamètre légèrement inférieur au tube capillaire, vient se
positionner à cheval sur la couche leucocytaire et érythrocytaire, provoquant une expansion mécanique des
cellules qui l'entourent au voisinage de la paroi du tube où elles seront plus facilement observables.
La lecture au microscope à fluorescence (objectif 50 X) est possible immédiatement. Elle permet de visualiser
sous le plasma, la couche plaquettaire, la couche lympho-monocytaire, la couche des granulocytes et enfin le
sédiment érythrocytaire. La mise au point se fait sur la couche érythrocytaire au niveau de l'interface avec les
leucocytes. En cas de négativité, toute la hauteur du sédiment est examinée.
La morphologie des parasites reste comparable à celle observée sur un étalement mince : Sur un fond sombre,
où les membranes érythrocytaires dessinent une trame, les trophozoïtes s'observent en position intra-
érythrocytaire. Le noyau émet une fluorescence verte intense, homogène, de 1 à 2 µm de diamètre. Le
cytoplasme, de taille variable, émet une fluorescence de vert à orange, moins intense et à bords nets. Il
enserre le noyau et délimite une zone non fluorescente correspondant à la vacuole. Le diagnostic repose donc
sur une image associant un noyau et un cytoplasme en position intra-érythrocytaire. Les trypanosomes et les
microfilaires sont en plus toujours mobiles facilitant leur mise en évidence. Le diagnostic d’espèce n’est
cependant pas possible. Cette technique n’est pas recommandée pour la recherche de microfilaires des
Borrelia spp. ou des Babesia spp., mais est très utile dans le cadre de la recherche des trypanosomes.
Méthode de Knott :
Il s’agit d’une méthode asse sensible pour la recherche des microfilaires. La limite de détection est de l’ordre
d’une microfilaire par ml de sang.
1 ml de sang est mélangé avec 10 ml de formol à 2 % v/v. Cette concentration en formol est suffisante pour
fixer les microfilaires, sans fixer les globules rouges qui seront donc hémolysés. Après hémolyse, le mélange
est centrifugé à 1.000 rpm (160 g) pendant 5 minutes. Le surnageant est éliminé et le culot étalé sur une lame.
Après coloration au Giemsa (comme pour une goutte épaisse), la lame est examinée systématiquement au
microscope (objectif 10 x). Si nécessaire, les grossissements 400 x et 1.000 x peuvent être utilisés pour
l’identification de l’espèce.
Méthode de Strout :
Il s’agit d’une méthode assez sensible, utilisée pour la recherche des formes trypomastigotes de Trypanosoma
cruzi.
Prélevez 20 ml de sang sans anticoagulant. Laissez coaguler le sang. Après coagulation, enlevez le caillot.
Centrifugez le sérum ainsi obtenu à 2.500 rpm (1.000 g) pendant 5 minutes. Examinez le culot de
centrifugation à l’objectif 10 x ou 40 x (comme pour un examen direct pour recherche des trypanosomes
mobiles). Comme la durée de la réalisation du test est assez longue, les trypanosomes peuvent être immobiles.
Il est donc préférable d’étaler et colorer au Giemsa le culot de centrifugation (comme pour une goutte épaisse)
puis de l’examiner au microscope à immersion (objectif 50 x ou 100 x).
Mini colonne mAECT :
La technique mAECT (mini anion exchange centrifugation technique) est principalement utilisée comme
instrument de recherche ou dans les grands centres de dépistage de la trypanosomiase. Elle est basée sur la
capacité que possèdent les fragments de cellulose équilibrés par un tampon à un pH déterminé de présenter
une charge électrostatique de surface. Lorsque le sang frais infecté s’écoule à travers une colonne de cellulose
équilibrée, les cellules du sang sont retenues par la cellulose alors que les trypanosomes s’écoulent avec le
tampon. Cette technique permet de séparer complètement les trypanosomes d’un volume de sang important.
La centrifugation de l’éluât recueilli dans un tube spécial permet de concentrer les parasites au bout du tube qui
peut être regardé directement au microscope (objectif 10x). Cette épreuve est très sensible, mais nécessite la
préparation ou l’achat des colonnes (disponible pour approximativement 3 $ en 2005 auprès du Prof. J.-J.
Muyembe, Institut National de Recherche Biomédicale (INRB), Avenue de la Démocratie. Kinshasa, R.D.
Congo. E-mail : inrb.rdc@ic.cd). Tous les réactifs doivent être stériles pour éviter des erreurs de diagnostic en
raison de la présence de micro-organismes mobiles qui peuvent, lorsqu’ils sont en grappes, être pris pour des
trypanosomes.
Le seuil de positivité est inférieur à 100 trypanosomes par ml de sang.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES DERMIQUE :
Skin snip (biopsie cutanée exsangue):
Cette technique de biopsie cutanée est utilisée pour la recherche des microfilaires dermiques (Onchocerca
volvulus et éventuellement Mansonella streptocerca).
En cas de présence d’onchocercomes, le prélèvement de la biopsie dermique se fera à proximité de ce nodule,

sauf si la localisation est contre indiquée (visage par exemple). En absence d’onchocercome, prélevez une
biopsie au niveau du milieu de l’omoplate et une autre biopsie au niveau de la crête iliaque. Une troisième
biopsie au niveau de la partie supérieure externe du mollet peut aussi être utilisée. Utilisez de préférence une
pince à sclérotomie ou à défaut une aiguille et un scalpel.
Désinfectez l’endroit choisi. Soulevez la peau à l’aide de l’aiguille. Coupez d’un coup sec le morceau de peau
soulevé par la pointe de l’aiguille, aussi près de l’aiguille que possible. Le prélèvement de 2 à 3 mm de large
doit rester accroché à la pointe de l’aiguille. La biopsie doit être exsangue pour éviter une contamination par
des parasites sanguins. Déposez la biopsie sur une lame dans une goutte d’eau physiologique et recouvrez
d’une lamelle. Observez au microscope à l’objectif 10 x de temps en temps la préparation pour voir s’il n’y a
pas de microfilaires qui sortent de la préparation (30 minutes à 1 heures. Pour éviter le dessèchement de la
préparation, conservez-la en chambre humide). Dans le cadre d’un dépistage de masse où seul Onchocerca
volvulus est recherché, il est possible de déposer chaque biopsie dans des tubes à centrifuger à fond conique
contenant un peu d’eau physiologique. Après 30 minutes à 1 heure, enlevez les biopsies et centrifugez les
tubes à 2.500 rpm (1.000 g) pendant 5 minutes. Eliminez les surnageants et observez les culots de
centrifugation systématiquement, soit à frais à l’objectif 10 x, soit après coloration au Giemsa (comme pour une
goutte épaisse).
Scarification profonde :
Cette technique de prélèvement de suc dermique est utilisée pour la recherche des microfilaires dermiques
(Onchocerca volvulus et éventuellement Mansonella streptocerca). Elle permet de retrouver dans la même
préparation des microfilaires sanguines mais aussi accidentellement des plasmodies, des trypanosomes ou des
Borrelia spp. Cette méthode n’est pas recommandée pour la recherche de ces parasites.
Les sites de prélèvement sont les mêmes que ceux utilisés pour une « skin snip ». Après avoir désinfecté la
peau, incisez la peau au scalpel sur 1 cm de long et 2 mm de profondeur. La profondeur est correcte, s’il n’y a
qu’un peu de sang qui perle de l’incision. Incisez la peau une seconde et une troisième fois à quelques mm de
la première incision. Si la profondeur de la première incision n’était pas assez importante (pas de sang perlant
de la scarification), appuyez un peu plus fort sur le scalpel. Pressez la peau autour des scarifications pour faire
sortir la lymphe contaminée de sang hors de la scarification. Recueillez ce mélange plusieurs fois sur une lame
porte objet. Laissez sécher la préparation. Colorez cette préparation au Giemsa comme une goutte épaisse.
Observez systématiquement la préparation à l’objectif 10 x pour rechercher les microfilaires.
Exsudat d’une lésion cutanée :
Cette technique permet la recherche des leishmanies. Certaines lésions cutanées sont humides. Cet exsudat
peut contenir des parasites (Leishmania spp des formes cutanées ou muco-cutanées). Récupérez ce liquide à
l’aide d’une pipette pasteur en plastique (ou d’un écouvillon). Etalez ce liquide sur une lame porte objet. Après
séchage, colorez cette préparation au Giemsa comme une goutte épaisse. L’eau tamponnée utilisée pour diluer
le Giemsa devrait optimalement être à un pH de 6,8. Observez la préparation au microscope sous immersion
(objectif 50 x ou 100 x) pour rechercher les parasites éventuels.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN SUC GANGLIONNAIRE :
Il s’agit d’une technique importante pour le diagnostic de la trypanosomiase du type gambiense. Elle peut aussi
être utilisée avec moins de succès dans la trypanosomiase du type rhodesiense, et parfois pour le diagnostic de
leishmaniose ou de toxoplasmose.
En zone endémique pour la trypanosomiase, cet examen devrait toujours être effectué et tous les individus aux
ganglions lymphatiques hypertrophies (adénopathie) devraient être considérés comme des suspects (ceci est
principalement vrai pour la forme gambiense). Le système lymphatique étant l’un des premiers à être envahi
par le trypanosome, l’hypertrophie des ganglions lymphatiques peut même précéder la production d’anticorps.
Les ganglions hypertrophiés forment une petite masse ronde élastique qui glisse sous la peau. Ils ne sont
généralement pas indurés et résistent peu à la pression. Ils sont généralement indolores. Généralement, les
ganglions lymphatiques hypertrophiés se trouvent dans la région du cou en particulier à la base de celui-ci.
La présence de ganglions lymphatiques hypertrophiés est un signe très suspect en zone endémique
gambiense. Mais il peut être absent dans 20 à 40 % des cas. L’absence de ce signe pathologique ne signifie
donc pas que le sujet est indemne de la maladie. On a aussi constaté que, dans de nombreux cas, l’examen
de la lymphe est positif, alors que celui du sang reste négatif (l’inverse est aussi vrai). C’est la raison pour
laquelle il est absolument nécessaire de palper les ganglions de tous les sujets au cours d’une enquête et de
ponctionner tous les ganglions lymphatiques suspects.
Le ganglion est immobilisé entre pouce et index. Une aiguille est introduite perpendiculairement au centre du
ganglion. Malaxez doucement le ganglion, tout tournant l’aiguille sur elle-même. Retirez l’aiguille du ganglion
et adaptez-la sur une seringue (piston tiré à fond). Enfoncez doucement le piston de la seringue pour déposer
le suc ganglionnaire sur une lame porte objet. Recouvrez d’une lamelle et observez immédiatement au
microscope (objectif 40x) pour rechercher les trypanosomes mobiles. Les trypanosomes étant reconnus à leur
mouvement, il faut procéder à l’examen microscopique avant qu’ils ne s’immobilisent, c’est-à-dire 10 ou 15
minutes au maximum après la prise de l’échantillon.
Le contenu de l’aiguille peut aussi être étalé en frottis mince sur une lame, coloré comme un frottis au Giemsa
et observé au microscope à immersion (objectif 100 x ou 50 x). Cette procédure n’est cependant indiquée que
dans le cadre de la recherche de toxoplasmes et de formes amastigotes de Trypanosoma cruzi ou de
Leishmania spp.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UNE PONCTION DE MOELLE OSSEUSE :

La moelle osseuse est étalée sur une lame comme un frottis sanguin ou comme un tissu mou. Après séchage,
et fixation au méthanol, la préparation est colorée comme un frottis sanguin, au Giemsa ou au May-Grünwald-
Giemsa. Cette technique est principalement utilisée pour la recherche de Leishmania spp.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN TISSU MOU (FOIE, RATE) :

La biopsie prise avec une pince est légèrement pressée à plusieurs endroits sur une lame prote-objet. On
obtient ainsi des taches de cellules sur la lame Après séchage, et fixation au méthanol, la préparation est
colorée comme un frottis sanguin, au Giemsa ou au May-Grünwald-Giemsa. Cette technique est
principalement utilisée pour la recherche de Leishmania spp.
EXAMENS PARASITOLOGIQUES D’UN LIQUIDE CÉPHALO-RACHIDIEN :
Cette technique est utilisée en parasitologie pour la détermination du stade, le suivi (et parfois en cas de forte
suspicion clinique pour le diagnostic) de la trypanosomiase africaine, mais aussi pour la recherche de
cryptocoques, de toxoplasmes, de Naegleria, d’Acanthamoeba et dans le cadre des méningites éosinophiles
provoquées par Angiostrongylus. (cf. aussi notes de bactériologie pour les méningites bactériennes).
Le liquide céphalo-rachidien doit être analysé le plus vite possible après prélèvement, en raison de la lyse
rapide des éléments cellulaires (les trypanosomes par exemple lysent dès 10 minutes après prélèvement).
Dans le cadre de la trypanosomiase, la détermination du stade de la maladie est nécessaire pour choisir le
traitement adapté avec le moins de risque pour le patient. Le stade II se caractérise par une invasion
parasitaire du système nerveux central. En supposant que tout changement observé au niveau du LCR reflète
l’infestation ou l’inflammation, différents paramètres peuvent être analysés (numération cellulaires, présence de
parasites, concentration en protéines ou en gamma globulines,…). La définition d’un LCR normal est la
6
suivante : absence de parasite, une cellulorachie inférieure ou égale à 5 cellules par µl et une faible
concentration protéique (les valeurs de protéinorachie varient en fonction de la technique d’analyse étudiée).
Comme il n’y a pas de relation étroite entre ces paramètres, l’O.M.S. recommande des tous les analyser
simultanément.
Numération des leucocytes :
Cette méthode est utile tant en parasitologie qu’en bactériologie (cf. notes de bactériologie pour d’autres
usages et notes d’hématologie pour le principe général). En raison du faible nombre de cellules présentes dans
un LCR normal, on utilise une cellule de numération à grand volume (Fuchs Rosenthal, Malassez, Neubauer,
…). Il peut être utile d’utiliser des cellules de numération à usage unique du type Kova (le volume est plus
juste, mais pour un coût non négligeable). Nettoyez et montez soigneusement la cellule (absence de poussière
ou de graisse, usage de lamelles spéciales pour cellules de numération, présence d’anneaux de Newton). La
numération doit se faire sur un liquide fraîchement prélevé et bien évidemment avant toute centrifugation.
Homogénéisez soigneusement le LCR avant de remplir la chambre sans déborder. Comptez les cellules
présentes sous microscope (objectif 10 x, oculaire 10 x ou 15 x) en fonction de la cellule de numération utilisée.
Si nécessaire, confirmez à l’objectif 40 x le type de cellules présentes (globules blancs ou rouges). Si le
nombre de cellules comptées est inférieur à 20 par µl de LCR, il est recommandé de répéter toute la procédure
et de calculer une valeur moyenne sur deux mesures.
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Notons que la cellulorachie normale peut aller jusqu’à 30 cellules par µl de LCR pour des enfants de moins d’un an, jusqu’à 20 cellules pour des enfants de 1 à 4 ans et jusqu’à 10
cellules pour des enfants de plus de 5 ans et ce jusqu’à la puberté.
Cellule de numération de Fuchs Rosenthal
Surface : 4 mm x 4 mm.
Profondeur : 0.2 mm.
Volume total : 3,2 mm³ ou µl.
Pour un LCR non dilué, le nombre de cellules comptées dans les carrés moyens 1 à 5
représente le nombre de cellules par µl de LCR.
Cellule de numération de Mallassez
Surface : 2 mm x 2,5 mm.

Volume total : 1 mm³ ou µl.
Pour un LCR non dilué, le nombre de cellules comptées dans toute la cellule représente
le nombre de cellules par µl de LCR.
Cellule de numération de Neubauer (Double improved) :
Surface : 3 mm x 3 mm.
Volume total : 0.9 mm³ ou µl.
Pour un LCR non dilué, compter toutes les cellules présentes dans toute la chambre,
puis multiplier par 10/9 pour obtenir le nombre de cellules par µl de LCR.
Cellule de numération à usage unique Kova :
La chambre est constituée de 1 grand carré, divisé en 9 carrés moyens et en 81 petits

carrés.
Volume total : 1µl.
Volume pour 1 petit carré : 0,0123 µl.
Pour un LCR non dilué, le nombre de cellules comptées dans toute la chambre
représente le nombre de cellules par µl de LCR.
Examen direct :
Rarement, des parasites mobiles peuvent être retrouvés à frais, lors de la numération des leucocytes du L.C.R.
Il peut s’agir de trypanosomes, indiquant alors un stade II de la trypanosomiase, des trophozoïtes amiboïdes de
Naegleria ou d’Acanthamoeba spp. (qu’il ne faut pas confondre avec des macrophages, mobiles également par
leurs pseudopodes). On peut aussi retrouver exceptionnellement des kystes d’Acanthamoeba spp.
Examen après centrifugation :
Centrifugez quelques millilitres de LCR pendant 10 minutes à 3.000 rpm (1.000 g) dans un tube à centrifuger à
fond conique. Décantez délicatement le surnageant, sans toucher le sédiment (invisible si la cellulorachie est
basse). Le surnageant peut être utilisé pour la détermination de paramètres biochimiques (glycorachie,
protéinorachie, etc.). Le culot de centrifugation, remis en suspension dans la dernière goutte du surnageant est
déposé sur une lame, recouvert d’une lamelle et est examiné complètement et systématiquement à l’objectif 10
x, oculaires 10 x ou 15 x pour rechercher des agents pathogènes mobiles (confirmation à l’objectif 40 x). Une
coloration au Gram, au bleu de méthylène, à l’encre de Chine ou au Giemsa du sédiment peuvent aussi être
utiles pour détecter d’autres agents pathogènes ou pour identifier la nature des cellules présentes
[éosinophiles, cellules de Mott, …] (cf. notes de bactériologie).
Examen après double centrifugation :
La sensibilité de la recherche des trypanosomes dans le LCR peut être améliorée par une double
centrifugation. Centrifugez quelques millilitres de LCR pendant 10 minutes à 3.000 rpm (1.000 g) dans un tube
à centrifuger à fond conique. Décantez délicatement le surnageant, sans toucher le sédiment (invisible si la
cellulorachie est basse). Le surnageant peut être utilisé pour la détermination de paramètres biochimiques
(glycorachie, protéinorachie, etc.). Le culot de centrifugation, remis en suspension dans la dernière goutte du
surnageant est aspiré dans un ou deux tubes capillaires à hématocrite. Scellez à la flamme l’extrémité qui n’est
pas entré en contact avec le LCR et centrifugez les micro-capillaires (Centrifugation de 5 minutes à 12.000 rpm
ou 15.000 g). L’extrémité inférieure des capillaires bouchés est examinée sous microscope comme dans la
technique de Woo.
Evaluation des protéines totales :
Le dosage des protéines du LCR peut se faire par plusieurs techniques. Ces techniques sont
malheureusement peu standardisées et peu comparables : Toutes les protéines éventuellement présentes ne
réagissent pas de la même manière avec les réactifs des différentes méthodes. (Un LCR normal contient
environ 30 % IgG et 70 % d’albumine, qui réagissent toutes deux différemment). Avec comme résultat que des
valeurs différentes peuvent être obtenues en fonction de la méthode utilisée et du type de protéines utilisées
comme calibrateur. Lorsqu’une méthode est choisie, il faudrait fixer la valeur seuil en testant une série de LCR
normaux. A titre d’exemple, voici quelques valeurs seuils indicatives pour différentes méthodes (variable en
fonction du type de protéines utilisées comme calibrateur) :
Valeur seuil
Méthode
(en g/l)
Précipitation au TCA 5 % 0,25
Précipitation à l’acide
0,45
sulfosalicylique 3 %
Colorimétrie au bleu de
0,37
Coomasie brillant
Donnée non disponible pour
Colorimétrie au BCA
les LCR
Evaluation des protéines par la technique de Sicard et Cantaloube :
ATTENTION : L’Acide trichloroacétique est extrêmement corrosif. Manipulez ce produit avec

grande précaution.
Une méthode assez simple est la technique de Sicard et Cantaloube. Il s’agit d’un
test de floculation : les protéines coagulent sous l’effet combiné de la chaleur et du
milieu acide en flocons blanchâtre qui sédimentent au fond du tube. La hauteur du
sédiment est proportionnelle à la quantité de protéines (albumine) présente. Les tubes
4 ml de Sicard et Cantaloube sont malheureusement difficiles à trouver.
Versez dans le tube de Sicard 4 ml du LCR à examiner (surnageant après

centrifugation du LCR). Chauffez légèrement le tube jusqu’à ± 50°C. Ajoutez
2 ml
immédiatement 12 gouttes d’acides trichloroacétique à 30 % (p/v). Fermez le tube et
retournez-le 3x pour homogénéiser le contenu (ne secouez jamais le tube). Laissez
1 ml reposer le tube en position rigoureusement verticale pendant au moins 5 heures (on
peu différer la lecture jusqu’à 24 heures sans grande modification du résultat). La
hauteur du culot trouble indiquera la quantité de protéines présentes. Par cette
méthode, Un LCR normal ne doit pas dépasser 0,40 g/l.
Evaluation des globulines par la réaction de Pandy :
ATTENTION : Le Phénol est extrêmement corrosif et toxique. Manipulez ce produit avec grande
précaution.
Ce test simple, basé sur la précipitation des globulines en présence de phénol, permet d’évaluer la quantité de
globulines présentes. En raison de son seuil de positivité, ce test n’est utilisable que sur du L.C.R. Mesurez
dans un petit tube à essais 1 ml de réactif de Pandy puis placez le tube devant un morceau de carton noir.
Ajoutez goutte-à-goutte 3 gouttes du surnageant du L.C.R. centrifugé et examinez le tube après chaque goutte.
Lorsqu’un précipité blanc se forme lorsque la goutte de L.C.R entre en contact avec le réactif, le test est positif
(ce qui indique la présence d’une quantité importante de globulines dans le L.C.R.).
Le test est négatif si aucun précipité blanc ne se forme, si le mélange reste limpide ou si un léger trouble
apparaît mais se re-dissout. Ce test est positif en cas de trypanosomiase (stade 2), de méningite bactérienne,
fongique (cryptococcose) ou parasitaire (amibes). Il est également positif en cas de malaria cérébrale, de
tumeur cérébrale, de blessures cérébrales, …
FORMOL GEL TEST :
ATTENTION : Le Formol est une substance toxique par inhalation, par contact avec la peau et
par ingestion. Les vapeurs de Formol sont irritantes pour les yeux et les muqueuses. Manipulez ce
produit fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique) en utilisant des gants.
Ce test simple, peu coûteux mais non spécifique indique une augmentation des gammaglobulines dans le
sérum. Il peut être utilisé comme test présomptif d’une leishmaniose viscérale (ou comme test de dépistage sur
des donneurs de sang ?). Sa sensibilité serait de l’ordre de 90 %. Il deviendrait positif dans les 3 mois qui
suivent l’infestation pour se négativer 6 mois après un traitement réussi. Des résultats plus variables seraient
cependant obtenus pour des patients co-infectés par le VIH. On peut aussi observer une réaction positive dans
certaines infections par l’hépatite B et dans certains cancers (myélomes, macroglobulinémie de
Waldenström,…). La malaria, la trypanosomiase, la lèpre, etc., sont aussi associées à une augmentation des
globulines, mais généralement sans atteindre le niveau nécessaire pour positiver le test.
Prélevez 2 à 5 ml de sang et laissez-le se coaguler. Après rétraction du caillot (ce qui prend habituellement de
30 à 60 minutes dans un tube en verre), centrifugez (10 minutes, 4.000 g) le tube pour obtenir un sérum clair.
Mettez 1 ml de sérum dans un petit tube en verre. Ajoutez 2 gouttes de formol (formaldéhyde à 37 % p/v) et
mélangez doucement. Observez de temps en temps le tube durant 2 heures.
Le test est positif si le sérum se gélifie et/ou blanchi. La plupart des tests positifs sont obtenus en moins de 20
minutes (souvent moins de 5 minutes). En tout début d’infestation la gélification peut cependant nécessiter
jusqu’à 2 heures. Le test est négatif si ni gélification ni blanchiment ne se produit dans les 2 heures.
PREPARATION DES REACTIFS ET DES COLORANTS
1. ACIDE ACETIQUE A 5 % (v/v) (pour éclaircissement des proglottis) :
ATTENTION : L'Acide Acétique Glacial est inflammable, nocif et extrêmement corrosif. Il est
aussi irritant pour les yeux. Ce produit est à manipuler avec une extrême prudence, loin d’une flamme
et fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique).
Eau Distillée........................................................................................950 ml
Acide Acétique Glacial (C2H4O2)...........................................................50 ml
Ne versez jamais d'eau dans l'Acide Acétique Glacial. L'addition d'une faible quantité d'eau dans un
acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille. Mesurez 950 ml d’eau distillée
dans un cylindre de 1.000 ml et versez-la dans un flacon de 1.000 ml. Mesurez 50 ml d’Acide Acétique
Glacial dans un cylindre de 50ml. Ajoutez lentement les 50 ml d’Acide Acétique Glacial dans le flacon.
Le contenu s’échauffera.
Ce réactif peut être remplacé par du vinaigre blanc de cuisine.
CONSERVATION : Au moins 1 an dans un flacon brun.
2. ACIDE PICRIQUE (pour coloration à l’hématoxyline ferrique) :
ATTENTION : L’Acide picrique est inflammable et explosif à sec. Evitez les chocs, les
frottements et la dispersion de poussières. Ce produit est à manipuler avec une extrême prudence, loin
d’une flamme
Solution stock d’acide picrique:
Acide picrique(C6H3N3O7).......................................... 13 g
Eau distillée............................................................... 1.000 ml
Dissolvez les 13 grammes d’acide picrique (VWR 1.00621) dans 1.000 ml d’eau distillée dans
un bain-marie à 60°C.
CONSERVATION : 1 an dans un flacon brun hermétiquement bouché.
Solution de travail d’acide picrique :
Solution stock d’acide picrique………………............... 80 ml

Eau Distillée................................................................. 80 ml
Ne versez jamais d'eau dans de l'Acide Picrique. L'addition d'une faible quantité d'eau dans
un acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille. Mélangez une même
quantité d’eau distillée et de la solution stock d’acide picrique.
CONSERVATION : 1 semaine (et/ou approximativement 200 préparations).
3. ACIDE TRICHLOROACETIQUE A 30 % (p/v) (pour évaluation des protéines du LCR) :
ATTENTION : L'Acide Trichloroacétique est extrêmement corrosif et provoque de graves

brûlures. Evitez tout contact avec la peau et les muqueuses. Ce produit est à manipuler avec une
extrême prudence, fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique). Utilisez des gants.
Acide Trichloroacétique (C2HCl3O2)...........................................................30 g

Eau Distillée.............................................................................................100 ml
Ne versez jamais d'eau dans l'Acide Trichloroacétique. L'addition d'une faible quantité d'eau dans
un acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille.
CONSERVATION : Quelques semaines.
4. ALBUMINE DE MAYER (pour coloration à l’hématoxyline ferrique) :
Blanc d’œufs frais............................................................. 10 ml

Glycérine à 87 %.........................………………................ 10 ml
Mélangez doucement une même quantité de blanc d’œufs et de glycérine (VWR 1.04094) jusqu’à
apparition d’un « col » de mousse blanchâtre. Attendez quelques minutes pour obtenir une
solidification. Utilisez uniquement la couche inférieure.
CONSERVATION : 3 mois à 4°C dans un flacon blanc hermétiquement bouché .
5. ALCOOL ACIDE DE ZIEHL à 3 %(v/v) (pour coloration de Ziehl Neelsen et à l’ hématoxyline ferrique) :
ATTENTION : L'éthanol est inflammable, manipulez ce produit loin d’une flamme. L'Acide
Chlorhydrique est extrêmement corrosif. Les vapeurs d’Acide Chlorhydrique sont toxiques. Ce
produit est à manipuler avec une extrême prudence fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique).
Ethanol 96 % (C2H6O)...................................................... 970 ml

Acide Chlorhydrique concentré (HCl 37 %)..................... 30 ml
Dans un flacon d'un litre, versez 970 ml d'Ethanol à 96 %. Ajoutez lentement 30 ml d'Acide
Chlorhydrique en le laissant couler le long de la paroi. Mélangez. Le contenu s'échauffera. Les réactifs
de bases peuvent être de qualité technique.
CONSERVATION : Quelques années dans un flacon brun hermétiquement bouché.
6. ALCOOL AMMONIACAL (pour coloration à l’hématoxyline ferrique) :
ATTENTION : L'éthanol est inflammable, manipulez ce produit loin d’une flamme.

L’ammoniaque est un produit corrosif. Les vapeurs d’ammoniaque sont irritantes. Ces produits sont à
manipuler avec une extrême prudence fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique).
Ethanol 70 % (C2H6O).................................................. 250 ml

Ammoniaque à 25 % (NH3)…....................................... 3 ml
Mélangez 250 ml d’éthanol à 70 % et 3 ml d’ammoniaque à 25 % (VWR 1.05432).
CONSERVATION : A utiliser dans la semaine.
7. BLEU DE METHYLENE (pour coloration de Ziehl-Neelsen) :
ATTENTION : L'Ethanol est inflammable, manipulez ce produit loin d’une flamme.
Bleu de Méthylène, solution mère saturée :
Bleu de Méthylène.......................................... 25 g
Ethanol 96 % (C2H6O)..................................... 250 ml
Le contenu d'un flacon de 25 g de Bleu de Méthylène est introduit dans une bouteille brune de
250 ml qui est ensuite remplie d'Ethanol à 96 %. La bouteille est vigoureusement agitée à trois
reprises dans la même journée. Laissez déposer. La solution est prête à l'emploi dès le
lendemain. On peut ajouter de l'Ethanol tant qu'il reste un dépôt de Bleu de Méthylène.
N.B. Le Bleu de Méthylène peut être dissous dans du Méthanol à la place de l'Ethanol. Il ne
faut pas laver ou rincer les flacons contenant des solutions saturées. Il faut seulement ajouter
de temps en temps un peu de colorant et un peu d'alcool. Tant qu'il reste un peu de poudre au
fond du flacon, on peut considérer que le surnageant est saturé.
Bleu de méthylène, solution de travail :
Solution saturée de Bleu de Méthylène filtrée............. 100 ml

Eau Distillée................................................................. 900 ml
CONSERVATION : Au moins 1 an dans un flacon brun hermétiquement bouché.

Filtrer avant emploi.
8. BLEU DE TOLUIDINE 0 (pour coloration au bleu de toluidine O) :
ATTENTION : L'Ethanol est inflammable, manipulez ce produit loin d’une flamme. Le Bleu de
Toluidine O est une substance toxique par inhalation, par contact avec la peau et par ingestion. Les
vapeurs sont irritantes pour les yeux et les muqueuses. Manipulez ce produit fenêtres ouvertes (ou
sous une hotte chimique) en utilisant des gants. L'Acide Chlorhydrique est extrêmement corrosif.
Les vapeurs d’Acide Chlorhydrique sont toxiques. Ce produit est à manipuler avec une extrême
prudence fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique).
Bleu de Toluidine O .......................................... 320 mg

Eau distillée........................................................ 60 ml
Acide Chlorhydrique concentré (HCl)................. 2 ml
Ethanol absolu (C2H6O)...................................... 140 ml
Ne versez jamais d'Eau dans l'Acide Chlorhydrique. L'addition d'une faible quantité d'eau
dans un acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille. Dissolvez sous
agitation magnétique 320 mg de bleu de toluidine O [exemple Sigma T0394] dans 60 ml d’eau
distillée. Ajoutez sous agitation 2 ml d’acide chlorhydrique concentré, puis lentement 140 ml
d’éthanol absolu.
CONSERVATION : Quelques mois dans un flacon brun hermétiquement bouché.
9. EAU FORMOLEE A 2 % (v/v) (pour la méthode de Knott) :
ATTENTION : Le formol est une substance toxique par inhalation, par contact avec la peau et
Formol à 37 % (Formaldéhyde) (CH2O).................................................... 2 ml

Eau distillée …………................................................................................ 98 ml
CONSERVATION : au moins 2 ans dans un flacon brun.
10.EAU PHYSIOLOGIQUE NaCl à 0,85 % (p/v) (pour examens à frais) :
Chlorure de Sodium (NaCl)..............................................................................8,5 g

Eau Distillée....................................................................................jusqu’à 1000 ml
Utilisez un ballon jaugé pour dissoudre le réactif et mesurer le volume d'eau distillée.
CONSERVATION : Quelques semaines à température ambiante. Cette solution doit être vérifiée
régulièrement pour s’assurer qu’aucune prolifération microbienne ou fongique ne se soit installée.
Remplacez la solution si elle est trouble après agitation.
11.EAU PHYSIOLOGIQUE FORMOLEE A 10 % (v/v) (pour conservation des selles) :
ATTENTION : Le formol est une substance toxique par inhalation, par contact avec la peau et
Formol à 37 % (Formaldéhyde) (CH2O)........................................................10 ml

Eau Physiologique …………..........................................................................90 ml
CONSERVATION : Au moins 2 ans dans un flacon brun.
12.EAU TAMPONNEE (pour coloration de Giemsa) :
PREPARATION A BASE DE POUDRE (selon Sorensen) :
Solution stock A :
Phosphate Monopotassique anhydre (KH2PO4)…………………. 9,1 g

Eau distillée.................................................................. jusqu'à 1.000 ml
CONSERVATION : Plusieurs semaines au réfrigérateur dans un flacon en verre brun. Cette

solution doit être vérifiée régulièrement pour s’assurer qu’aucune prolifération microbienne ou
fongique ne se soit installée. Remplacez la solution si elle est légèrement trouble après
agitation.
Solution stock B :
Phosphate Disodique dihydrate (Na2HPO4.2H2O)….…………. 11,9 g

Eau distillée................................................................... jusqu'à 1.000 ml
CONSERVATION : Plusieurs mois au réfrigérateur dans un flacon en verre brun. Ce réactif

doit être vérifié régulièrement pour s’assurer qu’aucune prolifération microbienne ou fongique
ne se soit installée. Remplacez la solution si elle est légèrement trouble après agitation.
Solutions de travail :
Volume solution A Volume solution B Volume eau distillée

Utilisation pH
(en ml) (en ml) (en ml)
Hématologie 6,4 74,0 26,0 900
Hématologie 6,6 64,0 36,0 900
Hématologie et
6,8 50,0 50,0 900
leishmanioses
Paludisme 7,0 39,0 61,0 900
Paludisme 7,2 28,0 72,0 900
7,4 19,2 80,8 900
Trypanosomiases 7,6 13,0 87,0 900
7,8 8,5 91,5 900

Paludisme
8,0 5,5 94,5 900
Filarioses
CONSERVATION DE LA SOLUTION DE TRAVAIL : Plusieurs semaines dans un flacon brun

à température ambiante. Ce réactif doit être vérifié régulièrement pour s’assurer qu’aucune
prolifération microbienne ou fongique ne se soit installée. Remplacez la solution si elle est
légèrement trouble après agitation.
13.EAU TAMPONNEE (pour coloration de Giemsa) :

PREPARATION A BASE DE COMPRIMES :
Solution stock :
Comprimés VWR (MERCK) N° 9468 pour tampon pH = 7,2…...........1 comprimé

Eau distillée..................................................................................jusqu’à 1.000 ml
Utilisez un agitateur magnétique et une "puce" pour dissoudre le comprimé dans un jaugé de
1000 ml.
Solution de travail (dilution maximale à tester en fonction de la qualité de l’eau) :
Solution stock................................................................................. 200 ml

Eau distillée.................................................................................... jusqu’à 800 ml
Le fabricant recommande de dissoudre un comprimé par litre d’eau (distillée ou filtrée). Il est
cependant possible, en fonction de la qualité de l’eau utilisée, d’augmenter la dilution jusqu’à un volume
final de 10 litres. Ceci doit être testé sur des lames et évalué en fonction de la qualité de la coloration
obtenue.
CONSERVATION : Plusieurs semaines dans un flacon brun à température ambiante. Ce réactif doit
être vérifié régulièrement pour s’assurer qu’aucune prolifération microbienne ou fongique ne se soit
installée. Remplacez la solution si elle est légèrement trouble après agitation.
14.ETHANOL A 70 % (v/v) (antiseptique et coloration à l’hématoxyline ferrique) :
ATTENTION : L'Ethanol est inflammable, manipuler ce produit loin d’une flamme.

Ethanol à 95 % (C2H6O)................................................................. 730 ml
Eau Distillée................................................................................... 270 ml
15.FUCHSINE DE ZIEHL (pour coloration de Ziehl Neelsen à chaud et à l’hématoxyline ferrique) :
précaution.
Solution mère de Fuchsine saturée :
Fuchsine Basique.................................... 25 g
Ethanol à 96 % (C2H6O)........................ 250 ml
Le contenu d'un flacon de 25 g de Fuchsine Basique (exemple Fluka 602) est introduit dans
une bouteille brune de 250 ml qui est ensuite remplie d'éthanol à 96 %. La bouteille est
vigoureusement agitée à trois reprises dans la même journée. Laissez déposer. La solution
est prête à l'emploi dès le lendemain. De meilleurs résultats sont obtenus en utilisant de la néo
fuchsine (exemple new fuchsin Merck 1.04041.0025), mais pour un prix beaucoup plus élevé.
P.S. La Fuchsine Basique peut être dissoute dans du Méthanol à la place de l'Ethanol. Il ne
faut pas laver ou rincer les flacons contenant des solutions saturées. Il faut seulement ajouter
de temps en temps un peu de colorant et un peu d'alcool. Tant qu'il reste un peu de poudre au
fond du flacon, on peut considérer que le surnageant est saturé.
Solution mère aqueuse de Phénol à 5 % (v/v) :
Phénol Cristallisé fondu (C6H6O)……..…….... 50 ml

Eau Distillée................................................... 950 ml
L’eau doit être de l’eau distillée ou filtrée. L’eau de robinet contient souvent des mycobactéries
saprophytes qui ne se distinguent pas microscopiquement des mycobactéries pathogènes !
Le Phénol Cristallisé est normalement incolore. Il est périmé, et ne doit pas être utilisé s'il est
de couleur rose violet.
La solution aqueuse de Phénol à 5 % est préparée en ajoutant 50 ml de Phénol Cristallisé
fondu à 45 °C (bain-marie ou soleil, ou flacon de 50 g de phénol [exemple : Fluka 77610]) à 950
ml d'eau distillée. Le cylindre qui sert à mesurer le volume de Phénol doit être préchauffé dans
le bain-marie ou au soleil (sinon, le Phénol cristallisera immédiatement dans le cylindre).
CONSERVATION : Quelques mois dans un flacon hermétiquement bouché.

.
Solution de travail :
Solution saturée de Fuchsine Basique, filtrée............ 100 ml

Solution aqueuse de Phénol à 5 %............................ 900 ml
CONSERVATION : Au moins 2 ans dans un flacon en verre brun.

Filtrez avant emploi
16.GLYCEROL-VERT DE MALACHITE (pour Kato-Katz) :
Solution aqueuse de Bleu de Méthylène (ou de Vert de Malachite) à 3 % (p /v) :
[Ce réactif intervient aussi dans la préparation du liquide de Türck] :
Vert de Malachite (ou Bleu de Méthylène) ……………………………….………3 g

Eau Distillée.................................................................................................100 ml
Pilez de la poudre de Vert de Malachite (ou de Bleu de Méthylène) dans un mortier propre et
sec. Pesez 3 g de poudre. Transvasez dans un flacon brun et ajoutez 100 ml d’eau distillée.
Mélangez jusqu’à dissolution.

Filtrez avant emploi.
Solution de travail Glycérol- Bleu de Méthylène (ou Vert de Malachite) :
Vert de Malachite (ou Bleu de Méthylène) à 3% en solution aqueuse………. 1 ml

Glycérol (C3H8O3)….…………………………….............................................100 ml
Eau Distillée.................................................................................................100 ml
Versez 1 ml de solution aqueuse à 3 % de Vert de Malachite (ou de Bleu de Méthylène) dans un flacon
brun. Ajoutez 100 ml de glycérol et 100 ml d’eau distillée. Mélangez soigneusement avant usage.
CONSERVATION : Au moins 1 an à température ambiante dans un flacon en verre brun.
17.HYDROXYDE DE POTASSIUM A 1 % (p/v) :
ATTENTION : L'Hydroxyde de Potassium est extrêmement corrosif. Manipulez ce produit avec

grande précaution.
Hydroxyde de Potassium en granules (KOH)..................................................1 g

Eau Distillée.................................................................................................100 ml
La mise en solution de l’hydroxyde de potassium est exothermique.
CONSERVATION : 2 années à température ambiante dans un flacon en verre brun.
18.HYDROXYDE DE SODIUM A 1 % (p/v) :
ATTENTION : L'Hydroxyde de Sodium est extrêmement corrosif. Manipulez ce produit avec grande
précaution.
Hydroxyde de Sodium en granules (NaOH)....................................................1 g

Eau Distillée.................................................................................................100 ml
La mise en solution de l’hydroxyde de sodium est exothermique.
CONSERVATION : 2 années à température ambiante dans un flacon en verre brun.
19.LUGOL FORT selon D’Antoni (pour examens des selles) :
ATTENTION : L'Iode Sublimée est nocive par inhalation ou contact.
Iodure de Potassium (KI)................................................................................7,5 g

Iode en Cristaux ou Iode Sublimée (I2)...........................................................5 g
Eau distillée.................................................................................... ……….. 500 ml
Dissolvez l'Iodure de Potassium dans 30 ml d'eau distillée. Ajoutez l'Iode en Cristaux (préalablement
pulvérisé dans un mortier). Mélangez jusqu'à dissolution. Ajoutez le reste de l'Eau Distillée (470 ml).
N.B. : L’iode ne se dissout pas dans l’eau et peu dans l’iodure de potassium. La dissolution de l’iode
est d’autant plus difficile qu’elle contient des impuretés. Utilisez donc toujours de l’iode bi sublimée.
Conservez en bouteille brune à l'abri de la lumière.
CONSERVATION : non filtré : 3 mois dans un flacon en verre brun. Le Lugol doit avoir une coloration
brun rouge. S'il est jaune, il ne fonctionnera plus et doit être jeté. Filtrez avant emploi. L’iode,
produit corrosif et nocif s’évapore facilement de cette solution.
20.PEPSINE 2 % en HCl 0.5 % (recherche de Trichines) :
ATTENTION : L'Acide Chlorhydrique est extrêmement corrosif. Les vapeurs d’Acide

Chlorhydrique sont toxiques. Ce produit est à manipuler avec une extrême prudence fenêtres ouvertes
(ou sous une hotte chimique).
Eau distillée.................................................................................... ……..1.000 ml

Acide Chlorhydrique concentré (HCl 37 %)............................................. 5 ml
Pepsine……………….............................................................................. 20 g
Chlorure de Sodium (NaCl)...................................................................... 8,5 g
Ne versez jamais d'Eau dans l'Acide Chlorhydrique. L'addition d'une faible quantité d'eau dans un
acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille. Dans un flacon d'un litre, versez
1.000 ml d'eau distillée. Ajoutez lentement 5 ml d'Acide Chlorhydrique en le laissant couler le long de la
paroi. Mélangez. Le contenu s'échauffera. Ajoutez la pepsine et le chlorure de sodium. Mélangez
jusqu’à dissolution.
CONSERVATION : Au moins un an dans un flacon brun hermétiquement bouché.
21.REACTIF DE PANDY (pour mise en évidence des globulines dans un L.C.R.) :
précaution. Le phénol est aussi extrêmement hygroscopique. Refermez hermétiquement le pot.
Phénol (C6H6O).......................................................... 50 g
Eau distillée................................................................ 500 ml
Le Phénol Cristallisé est normalement incolore. Il est périmé, et ne doit plus être utilisé s'il est de couleur
rose violet. Il existe des conditionnements de 50 g [exemple : Fluka 77610], permettant d’éviter le
pessage.
Le réactif de Pandy est une solution saturée de phénol. Mettez le Phénol dans un flacon brun de 1000
ml. Ajoutez l’eau distillée. Agitez énergiquement. Laissez reposer 1 jour. Vérifiez qu’il reste bien du
Phénol non dissous. Si oui, filtrez et conservez le réactif dans un flacon brun. Si tout le Phénol est
dissous, ajoutez 10 g de Phénol et attendez encore 1 jour avant de filtrer le réactif.

22.REACTIF DE SULFATATION (pour coloration au bleu de toluidine O) :
ATTENTION : L’éther Diéthylique est une substance extrêmement inflammable qui s’enflamme
et explose rapidement au contact d’une flamme ou d’une étincelle. Manipulez ce produit loin d’une
flamme. Conservez les bidons ou les flacons entamés sur une étagère (pour que les vapeurs se
dispersent) dans la partie la plus fraîche du laboratoire. Comme l’éther est très volatile, les flacons
doivent être hermétiquement bouchés. Ne mettez pas un flacon d’éther au réfrigérateur : les vapeurs
s’accumulent dans celui-ci, même si le flacon est hermétiquement fermé, et peuvent exploser lors de
l’ouverture de la porte. Ne rangez pas des flacons entamés dans une armoire. N’ayez que des petites
quantités d’éther dans le laboratoire. L'Acide Sulfurique est extrêmement corrosif. Les vapeurs
d’Acide Sulfurique sont toxiques. Ce produit est à manipuler avec une extrême prudence fenêtres
ouvertes (ou sous une hotte chimique).
Ether Diéthylique (C4H10O).......................................... +/- 140 ml

Acide Sulfurique concentré............................................... 100 ml
Dans une ampoule à décanter, mélangez en agitant fortement 140 ml d’éther di-éthylique avec 40 ml
d’eau distillée. Attendez que les deux couches se séparent et deviennent transparentes. Eliminez la
couche inférieure (aqueuse) ainsi que quelques ml de la couche supérieure (éther-hydrate) afin de
rincer la tubulure. Versez le reste de l’éther-hydrate dans un Erlenmayer placé dans de la glace.
Ajoutez alors goutte à goutte 100 ml d’acide sulfurique concentré tout en agitant l’Erlenmayer.
CONSERVATION : 1 mois dans un flacon brun hermétiquement bouché. N’utilisez plus le réactif si
celui-ci comporte deux phases.
23.SAF (Sodium-acetate/Acetic acid/Formalin pour fixation des parasites dans les selles) :
aussi irritant pour les yeux. Manipulez ce produit avec précaution, loin d’une flamme, fenêtres ouvertes
(ou sous hotte chimique). Le Formol (Formaldéhyde) est une substance toxique par inhalation, par
contact avec la peau et par ingestion. Les vapeurs de Formol sont irritantes pour les yeux et les
muqueuses. Manipulez ce produit fenêtres ouvertes (ou sous une hotte chimique) en utilisant des
gants.
Sodium acétate anhydre (C2H3NaO2)………………………………....15 g

Eau distillée…………………………................................................ 920 ml
Acide acétique glacial (CH3COOH) ............................................... 20 ml
Formol à 37 % (Formaldéhyde) (CH2O) ........................................ 40 ml
Ne versez jamais d'Eau dans l'Acide Acétique Glacial. L'addition d'une faible quantité d'eau dans
Des pots pour échantillons de selles sont remplis de 10 ml de SAF. Le patient doit y mettre +/- 2.5 ml
de selles (le plus rapidement possible après émission, en mélangeant bien les selles et le SAF durant
au moins 20 secondes). Prévoyez sur le pot à échantillon une étiquette de danger et une indication du
niveau de liquide final [selles + SAF].
24.SOLUTION D’HEMATOXYLINE FERRIQUE (pour coloration à l’hématoxyline ferrique) :
ATTENTION : L'Ethanol est inflammable, manipulez ce produit loin d’une flamme.
Solution stock d’hématoxyline :
Hématoxyline (VWR 1.15938)..................................... 10 g

Ethanol absolu (100 %) (C2H6O)................................. 1.000 ml
Mettez les 10 g d’hématoxyline en poudre dans une bouteille transparente de 1.000 ml.
Ajoutez ensuite les 1.000 ml d’Ethanol à 100 %. Mélangez vigoureusement jusqu’à dissolution
complète. Laissez « mûrir » la solution à la lumière pendant 2 semaines avant de l’utiliser.
CONSERVATION : 1 an dans un flacon transparent hermétiquement bouché.
ATTENTION : L'Acide Chlorhydrique est extrêmement corrosif. Les vapeurs d’Acide

Chlorhydrique sont toxiques. Ce produit est à manipuler avec une extrême prudence fenêtres ouvertes
(ou sous une hotte chimique).
Solution stock de mordant :
Ammonium-fer (II) sulfate (NH4)2Fe(SO4)2. 6H2O............. 10 g

Ammonium-fer (III) sulfate (NH4)Fe(SO4)2. 12H2O........... 10 g
Acide Chlorhydrique concentré (HCl 37 %).................. 10 ml
Eau Distillée................................................................. jusqu’à 1.000 ml
Ne versez jamais d'Eau dans l'Acide Chlorhydrique. L'addition d'une faible quantité d'eau
dans un acide produit suffisamment de chaleur pour faire exploser la bouteille.
Pesez les 10 g d’Ammonium-fer (II) sulfate (VWR 1.03792) et les 10 g d’Ammonium-fer (III)
sulfate (VWR 1.03776). Dissolvez-les dans 800 ml d’eau distillée. Ajoutez lentement les 10 ml
d’acide chlorhydrique concentré. Après refroidissement, portez lentement à 1.000 ml avec de
l’eau distillée. L'addition rapide d'eau dans un acide produit suffisamment de chaleur pour faire
exploser la bouteille.
CONSERVATION : 1 an dans un flacon transparent hermétiquement bouché.
Solution de travail d’hématoxyline ferrique :
Solution stock d’hématoxyline ............. 80 ml

Solution stock de mordant.................... 80 ml
Mélangez un même volume de solution d’hématoxyline et de solution stock de mordant. Le

mélange s’échauffera. Laissez refroidir avant usage (au moins 2 heures).
CONSERVATION : 1 semaine (et approximativement 200 préparations). Cette solution doit être
contrôlée chaque jour : Mélangez une goutte d’eau du robinet alcaline avec une goute de solution de
travail. Si une couleur bleu n’apparaît pas, préparez une nouvelle solution de travail.
25.SOLUTION SATUREE EN CHLORURE DE SODIUM (Willis modifiée) :
Chlorure de Sodium (NaCl)............................................................................250 g

Eau Distillée................................................................................................1.000 ml
Chauffez pour dissoudre un maximum de NaCl. Laissez refroidir avant utilisation.
CONSERVATION : Quelques mois à température ambiante.
26.SOLUTION SATUREE EN SULFATE DE ZINC [33% p/v] (Willis modifiée) :
Sulfate de Zinc (ZnSO4).................................................................................330 g

Eau Distillée................................................................................................1.000 ml
Chauffez pour dissoudre un maximum de ZnSO4. Laissez refroidir avant utilisation.
CONSERVATION : Quelques mois à température ambiante.
27.TÜRCK (liquide de dilution pour numération des globules blancs) :
Solution aqueuse de Bleu de Méthylène à 3 % (p/v):
[Ce réactif intervient aussi dans la préparation de glycérol bleu de méthylène pour Kato. Il peut
aussi être remplacé par une solution aqueuse de violet de gentiane à 1 %] :
Bleu de Méthylène………………………… ……………………………….………3 g

Eau Distillée.................................................................................................100 ml
Pilez de la poudre de Bleu de Méthylène dans un mortier propre et sec. Pesez 3 g de poudre.
Transvasez dans un flacon brun et ajoutez 100 ml d’eau distillée. Mélangez jusqu’à dissolution.

Filtrez avant emploi.
Préparation du liquide de TÜRCK :
aussi irritant pour les yeux. Manipulez ce produit avec précaution, loin d’une flamme, fenêtres ouvertes
(ou sous hotte chimique).
Eau distillée.................................................................................... …………96 ml

Acide acétique glacial (CH3COOH)............................................................. 5 ml
Solution aqueuse de Bleu de méthylène 1% ................................................1 ml
Ne versez jamais d'Eau dans l'Acide Acétique Glacial. L'addition d'une faible quantité d'eau dans
CONSERVATION : Quelques mois au FRIGO en flacon brun. Eliminez tous les 3 mois.
ANNEXES :
ANNEXE 1 : RELATION ENTRE LA VITESSE DE ROTATION D’UNE CENTRIFUGEUSE ET LA FORCE CENTRIFUGE
Vitesse de rotation
Rayon de la de la centrifugeuse
centrifugeuse (en rpm)
r (en cm)
Force centrifuge
(en g)
Figure : Relation entre la force centrifuge (g) et le nombre de tours par minutes (rpm) en
fonction du rayon du rotor de la centrifugeuse (r). En reliant les deux valeurs r et g par une droite,
on obtient à l’intersection avec la ligne vitesse de rotation de la centrifugeuse la valeur en rpm à
utiliser pour cette centrifugeuse et ce rotor. La formule de relation entre g et rpm est :
g = 0.00001118 x r x rpm². (N.B. : le rayon de la centrifugeuse est à exprimer en cm)
ANNEXE 2 : TABLEAU RECAPITULATIF DES ŒUFS D’HELMINTHES
ANNEXE 3 : CARACTERISTIQUES IMPORTANTES POUR LE DIAGNOSTIC DES HELMINTHES PRARASITES (sauf filaires)
Organisme Délais entre infestation et
apparition des œufs dans Estimation de la production journalière Estimation de l'espérance de vie de
les selles ou les urines (œufs par femelle adulte) l'helminthe
(maturation du ver)
Ancylostoma duodenale 15 - 40 jours 5.000 - 22.000 1 - 9 ans
Anisakis spp. sans objet sans objet
Ascaris lumbricoides 2 - 3 mois 200.000 1 - 3 ans (20 ans ?)
Capillaria aerophila +/- 1 an
Capillaria hepatica 2 - 3 semaines 1 - 4 mois
Capillaria philippinensis
Clonorchis sinensis 1 - 4 semaines 1.000 - 4.000 jusqu'à plus de 25 ans
Diphyllobothrium latum 30 - 45 jours 35.000 - 100.000 jusqu’à 30 ans
Echinococcus granulosus sans objet sans objet sans objet
Enterobius vermicularis +/- 3 semaines +/- 500 jusqu’à 55 jours (mais auto infestation)
Fasciola gigantica 12 - 15 semaines la plupart du temps stérile (faible production ?) jusqu'à plus de 11 ans
Fasciola hepatica 4 - 10 semaines 25.000, (mais peu arrivent dans les selles) jusqu'à plus de 25 ans
Fasciolopsis buski 12 - 20 semaines +/- 16.000 +/- 6 mois
Hymenolepis diminuta +/- 20 jours 5 - 7 semaines
Necator americanus 15 - 40 jours 3.000 - 6.000 4 - 20 ans
Paragonimus spp. 2 - 3 mois 10 - 20 ans
Schistosoma haematobium 54 - 84 jours 20 - 300 3 - 7 ans
Schistosoma intercalatum 50 - 60 jours 150 - 400
Schistosoma japonicum 30 jours 1.500 - 3.500 jusqu'à plus de 25 ans
Schistosoma mansoni 25 - 60 jours 100 - 300 2 - 18 ans
Schistosoma mekongi 30 - 60 jours 1.500 - 3.500 jusqu'à plus de 25 ans
Strongyloides stercoralis 2 - 3 semaines courte (mais autoinfestation)
Taenia saginata 10 - 12 semaines jusqu'à 2.000.000 jusqu'à plus de 35 ans
Taenia solium 5 - 12 semaines jusqu'à plus de 25 ans
Toxocara canis sans objet
Trichinella spp. sans objet jusqu'à 4 mois
Trichostrongylus spp.
Trichuris trichiura 30 - 90 jours (130 ?) 3.000 - 20.000 1 - 4 ans (20 ans)
Vampirolepis nana +/- 20 jours quelques mois
ANNEXE 4 : TABLEAU RECAPITULATIF DES FORMES VEGETATIVES DES PROTOZOAIRES INTESTINAUX
ANNEXE 5 : TABLEAU RECAPITULATIF DES KYSTES (OU DES OOCYSTES) DES PROTOZOAIRES INTESTINAUX
ANNEXE 6 : TABLEAU COMPARATIF DES PRINCIPALES MICROFILAIRES HUMAINES
Espèces Wuchereria Brugia Brugia Loa Mansonella Mansonella Mansonella Onchocerca

Caractéristiques bancrofti malayi timori loa ozzardi perstans streptocerca volvulus
Gaine Oui Oui Oui Oui Non Non Non Non
Diamètre 7,5 - 10 µm 5 – 6 µm 4,4 – 6,8 µm 5 – 7 µm 3 – 5 µm 3 – 5 µm 5 – 6 µm 5 – 9 µm

Longueur
Frottis et GE 260 [240 - 300] 220 [175 – 230] 290 [265 – 325] 240 [230 – 250] 180 [160 – 205] 195 [150 – 200] / /
Formol 300 [275 - 320] 270 [240 – 300] 360 [330 – 385] 280 [270 – 300] 225 [200 – 255] 200 [180 – 225] / /
Biopsie / / / / / / 210 [180 – 240] 310 [280 – 320]
Effilée Effilée Effilée Effilée Pointue Arrondie Arrondie Effilée

Sans noyaux Avant dernier et Avant dernier et Noyaux jusqu’à Sans noyaux Noyaux jusqu’à Noyaux jusqu’à Sans noyaux
Queue dernier noyaux très dernier noyaux l’extrémité l’extrémité l’extrémité Recourbée
espacés très espacés « crosse
d’évêque »
Court : 1/1 Long : 2/1 Très long : (2)3/1 Court : 1/1 Très court Très court Très court Long
Espace Aussi long que 2 x plus long que (2) 3 x plus long Aussi long que Plus long que large,
céphalique large large que large large souvent en forme de
raquette de tennis
Corps Noyaux 2 noyaux à 2 noyaux à Hernies Queue vide 4 noyaux en 8 noyaux en file Queue pointue et
bien individualisés l’extrémité caudale l’extrémité caudale Rangée simple de file indienne à indienne à vide, souvent
se terminant avant Gaine souvent Gaine non noyaux jusqu’à l’extrémité l’extrémité recourbée. Noyaux
l’extrémité colorée en rose au colorée au l’extrémité Noyaux peu visibles, premier
Caractéristiques Gaine non colorée Giemsa Giemsa Gaine non colorée angulaires. et 2-3 derniers
au Giemsa au Giemsa Dernier noyau noyaux ovoïdes et
plus gros ou souvent visibles
plus foncé
ANNEXE 7 : MORPHOLOGIE DES ELEMENTS SANGUINS SUR FROTTIS COLORE AU MAY-GRÜNWALD-GIEMSA
TYPE CELLULAIRE TAILLE NOYAU CYTOPLASME
STRUCTURE
GRANULOCYTES µm FORME COULEUR DE LA QUANTITE COULEUR GRANULATIONS
CHROMATINE
LEUCOCYTES : GRANULOCYTES POLYMORPHONUCLEAIRES
En boudin
ou en forme
de fer à
cheval,
Très fines
Incurvation
Bleu granulations,
NEUTROPHILES NON centrale Réseau peu
12 – 15 pourpre +++ Rose pâle Rose ou violacée.
SEGMENTES égale au épais
clair (parfois absentes)
maximum au
tiers de la
largeur des
extrémités
des lobes 7
Bleu Réseau assez Très fines
NEUTROPHILES
12 – 15 2 à 5 lobes 8 pourpre épais et +++ Rose granulations,
SEGMENTES
foncé grossier Rose ou rose violet
Le plus
Grosses granulations
souvent à 2
de calibre uniforme,
lobes (pince- Bleu Epaisse,
EOSINOPHILES 12 – 15 +++ Rose Jaune orange,
nez) pourpre grossière
Grains accolés.
(parfois 3
lobes)
Grosses granulations
Lobes mal Epaisse,
de calibre variable,
séparés Bleu grossière,
BASOPHILES 11 – 13 +++ Rose pâle Bleu très foncé,
(polymorphe) pourpre recouverte par
Grains bien séparés,
peu visible les granules
peu nombreuses.
7
Déviation à gauche de la formule d’Arneth : Les neutrophiles segmentés constituent la majorité des neutrophiles dans la formule leucocytaire normale. Une augmentation des non segmentés au-dessus de 16 % signifie une déviation à
gauche (vers les formes plus jeunes). Cela se retrouve dans les processus inflammatoires, mais aussi dans des conditions de stress,…
8
Déviation à droite de la formule d’Arneth : Contrairement à la déviation à gauche où les noyaux segmentés sont rares voire absents, la déviation à droite présente des neutrophiles hyper-segmentés, c’est-à-dire à cinq segments ou
davantage. Une hyper-segmentation est caractéristique des anémies mégaloblastiques. A leur début, celles-ci révèlent sur 100 granulocytes plus d’un neutrophile à 6 segments, plus de 3 à 5 segments ou plus de 25 à 4 segments.
ANNEXE 7 : MORPHOLOGIE DES ELEMENTS SANGUINS SUR FROTTIS COLORE AU MAY-GRÜNWALD-GIEMSA
(suite)
TYPE CELLULAIRE TAILLE NOYAU CYTOPLASME

STRUCTURE
AGRANULOCYTES µm FORME COULEUR DE LA QUANTITE COULEUR GRANULATIONS
CHROMATINE
LEUCOCYTES : AGRANULOCYTES MONOMORPHONUCLEAIRES
Grandes
Rond ou masse Bleu ciel
Rouge
ovoïde d’intensité de (parfois
PETIT LYMPHOCYTES 7 -10 pourpre (-) ou +
Parfois coloration presque
foncé
échancré hétérogène ou invisible)
pycnotique
Grandes
Absentes ou
Rond ou masse formant
Rouge quelques
GRAND ovoïde des zones
10 – 15 pourpre ++ Bleu ciel granules
LYMPHOCYTES Parfois foncées et
clair azurophiles
échancré d’autres plus
(rose violet)
claires
Très fines
Rond, Fine, réseau +++
granulation
ovoïde ou en Bleu violet ressemblant à Contient Gris ou gris
MONOCYTES 15 – 25 (poussière),
forme de clair une l’intérieur généralement bleu
azurophiles
haricot d’un éponge des vacuoles.
(rose violet)
Disque
ERYTHROCYTES 6,7 – 7,7 biconcave, Aucunes
rose
Légèrement
TROMBOCYTES 1,5 – 2 (5)
bleu
Rougeâtres
ABREVIATIONS
°C Degré Celsius
Ac Anticorps
Ag Antigène
CAA Circulating Anodic Antigen
CATT Card Agglutination Test for Trypanosomiasis
CCA Circulating Cathodic Antigen
CDC Centers for Disease Control and Prevention
cf. Confer
cm Centimètre
DEC Diethylcarbamazine Citrate
EDTA EthyleneDiamine Tetra-acetic Acid (anticoagulant)
E.I.A. Enzyme ImmunoAssays
EITB Enzyme-linked ImmunoelectroTransfer Blot
ELISA Enzyme-Linked Immuno Sorbent Assay
(En) Anglais
ES Excretor/Secretor
ES-Ag Excretor/Secretor antigen
(Es) Espagnol
Ex. Exemple
(F) Français
FL Filariose lymphatique
g Force centrifuge
g Gramme
GB Globules Blancs
GE Goutte Epaisse
GR Globules Rouges
HAP HémAgglutination Passive
Hb Hémoglobine
Ht Hématocrite
ID Immuno Diffusion
Ig Immunoglobuline
IF Immuno Fluorescent
IFAT Immuno Fluorescent Antibody Test
IFI Immuno-Fluorescence Indirecte
IHA Indirect HémAgglutination
KIVI Kit for In Vitro Isolation (Trypanosoma cruzi)
LCR Liquide Céphalo-Rachidien
LDH Lactate DésHydrogénase
LMC Larva Migrans Cutanée
LMO Larva migrans Oculaire
LMV Larva Migrans Viscérale
mf. Microfilaire
MIF Merthiolate Iode Formol
ml Millilitre
mm Millimètre
MST Maladie Sexuellement Transmissible
OMS Organisation Mondiale de la Santé
OPG Œufs par gramme de selles
PCR Polumerase Chain Reaction
PK Pyruvate Kinase.
PU Prélèvement Urétral
PV Prélèvement Vaginal
QBC Quantitative Buffy Coat
RDC Réaction de Déviation du Complément
rpm Revolutions per minute
SAF Sodium acetate – Acetic acid – Formalin (fixateur)
SNC Système Nerveux Central
sp. Espèce : (en faisant référence au parasite dont on parle)
spp. Espèces : (en faisant référence à toutes les espèces du genre)
TES Toxocara Excretory-Secretory antigens
THA Trypanosomiase Humaine Africaine
µ Micro
µl Microlitre
µm Micromètre
VIH Virus de l’Immunodéficience Humaine
QUELQUES RESOURCES INTERNET
Site de l’Institut de Médicine Tropicale :

http://www.itg.be/itg/GeneralSite/Generalpage.asp
Site de l’Institut de Médicine Tropicale (laboratoire clinique) :
http://www.itg.be/internet/clkb/index.htm?RND=981519759
Site de parasitologie humaine en néerlandais :

http://www.medischeparasitologie.nl
Site de parasitologie humaine (CDC) en anglais :

http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/
Site de parasitologie vétérinaire en français :

http://www.vet-lyon.fr/etu/copro/index.htm
Site destiné aux élèves se préparant à des carrières biomédicales en français

http://bioimage.free.fr/
Site de formation continue des biologistes en français :

http://www.bioforma.net/
Site de parasitologie humaine (Faculté de Pharmacie Lille)

http://arachosia.univ-lille2.fr/labos/parasito/Internat/courspar/
Site des parasitoses autochtone en France (CHU Rangueil, Toulouse) en français :

http://www.bmlweb.org/recco.html#Un%20peu%20de%20nomenclature
Site de malariologie (gouvernement australien) en français et en anglais :

http://www.rph.wa.gov.au/malaria.html
Site de parasitologie vétérinaire (anglais)

http://www.wormers-direct.co.uk/
Site de parasitologie vétérinaire (Merck) en anglais :

http://www.merckvetmanual.com/mvm/index.jsp?cfile=htm/bc/22600.htm
Site de parasitologie (medical chemical corporation) en anglais :

http://www.med-chem.com/Para/Index.htm
Site de mycologie en anglais :

http://www.doctorfungus.org/index.htm
Site général de laboratoire [lien avec parasitologie, hématologie etc.] (Australien) en anglais :
http://www.hoslink.com/MALARIA.HTM
Site consacré aux nouveaux tests de laboratoire

http://www.finddiagnostics.org/

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NOTE SUR LA TAXINOMIE UTILISÉE DANS CES NOTES DE COURS : ....................................................... 6

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• les Trématodes : Corps non segmenté, hermaphrodites (sauf schistosomes)

• et les Cestodes : Corps segmenté, hermaphrodites, chaque segment est bisexué.

NOTE SUR LES MESURES DONNÉES DANS LES NOTES DE COURS :

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Exemple : Olympus, modèle CHK

1 Oculaires 10x (5x, 8x, 15x,…).

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Position du Huile à Position

Les grossissements puissants (50x, 100x) nécessitent

La ligne NN’ représente « la normale » du système

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Le microscope est le principal outil de laboratoire en situation d’isolement. Il permet de diagnostiquer de

La qualité et la sensibilité des examens de laboratoire dépendent en grande partie de l’état du

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Examen systématique d’une préparation :

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Soit pour nos microscopes Olympus CH2 (facteur de tube = 1) :

Calibration d’un objectif :

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5. Ajuster le micromètre en déplaçant la platine en sorte que le trait 0 du micromètre oculaire se

9. Calculer comme suit la longueur correspondant à une division de l’oculaire :

94 divisions du micromètre oculaire = 2.500 µm.

10. Répéter l’opération pour tous les objectifs.

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Furcocercaires dans l’eau,

Métacercaires sur des

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Schistosoma mansoni Schistosomatidae Trématodes

Distribution géographique : Nom commun : Pathologie :

• Afrique tropicale Schistosome intestinal • Bilharziose intestinale ou rectale (F)

Transcutané par contact avec de l’eau douce contaminée

Morphologie des œufs :

Dimensions : 110-175 µm x 45-70 µm.

Forme : Ovoïde ou asymétrique en

Coque : Lisse, très fine.

Contenu : Embryonné : miracidium

Couleur : Gris jaune.

Caractéristiques : Eperon latéral au-dessus

NB : Œufs alcoolo-acido résistants (colorés en rouge au

• Hyperéosinophilie sévère de l’ordre de 30 % • Œufs des autres espèces de Schistosomes.

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Schistosoma japonicum Schistosomatidae Trématodes

Distribution géographique : Nom commun : Pathologie :

Extrême orient Schistosome • Bilharziose artérioso-veineuse (F)

Hôtes définitifs : Hôtes intermédiaires : Mode de contamination :

• Homme Transcutané par contact avec de l’eau douce

Dimensions : 68 – 100 µm x 45 – 80 µm.

Forme : Rond ou ovale.

Coque : Très mince, lisse.

Contenu : Embryonné : miracidium