UNIVERSIDAD NACIONAL DE SAN AGUSTÍN DE AREQUIPA

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA

EFECTIVIDAD DE TRES CEPAS DE HONGOS

ENTOMOPATOGENOS DEL CEPARIO DEL LABORATORIO DE
ENTOMOLOGÍA Y PROTECCION VEGETAL, SOBRE LA LARVA
DE Spodoptera frugiperda (J. E. Smith) EN CONDICIONES DE
LABORATORIO AREQUIPA-2017

Tesis presentada por la bachiller

EVELYN MARIBEL HANCO QUISPE
Para optar el Título Profesional de Biólogo

Asesor: BLGO. GUIDO EMILIO ZUMARÁN

MARTÍNEZ

AREQUIPA – PERÚ
2019
BLGA. MIRIAM DELGADO MANRIQUE
PRESIDENTA

MG. JAVIER HUANCA MALDONADO

SECRETARIO

BLGO. GUIDO E. ZUMARÁN MARTÍNEZ

INTEGRANTE
DEDICATORIA

Dedico este trabajo a Yave, quien ha sido

mi guía, mi apoyo y quien puso en mi
camino a aquellas personas que han sido mi
soporte y compañía en el transcurso de mi
vida.

A mi padre Jesús Hanco, quien siempre se ha

esforzado y me apoya para hacerme la
persona que soy, ya que siempre me apoyo
en los momentos difíciles de mi vida.

A mi madre Maria Quispe, por el apoyo

incondicional, por su cariño, por sus
consejos, sus valores y por ser la mujer más
emprendedor que e conocido ya que tú me
enseñaste que lo que uno desea se cumple si
uno pone esfuerzo en las cosas que uno
realiza.

A Jarek quien fue mi motivación, apoyo y

fuerza para superar las dificultades de la vida,
Gabriella y Boris a quien agradezco su
apoyo.
AGRADECIMIENTOS

En primer lugar a Yave por darme la vida, fortaleza, entusiasmo de concluir y alcanzar esta meta
profesional

A mi asesor de tesis, Blgo. Guido Zumarán por ser un gran maestro y orientarme a que cumpla
mis metas, por el apoyo desinteresado que me brindo para la realización del presente trabajo de
Tesis y principalmente por la amistad y consejos que me ha brindado en todo este tiempo.

A mi profesora la Blga. Miriam Delgado por ayudarme con sus conocimientos, enseñanzas y
consejos, que me ayudaron en mucho.

A Fundo America S. A. C., con un especial agradecimiento a, July y Gabriella mi hermana por
su amistad y apoyo en la realización de esta tesis

A la Blga. Gladys Apaza por toda la ayuda brindada que en muchos casos fue como una
maestra para mi, así también agradecer a Verónica, Jesús, Diana, Glenin, Madeleine, Sandra,
Maria, Denis, Fabiola y Darrin, por esos buenos momentos que pasamos en la Univerdidad.

A mis padres Jesus Hanco y Maria Quispe por el gran apoyo que me dieron.

Gracias a todos mis compañeros y amigos que hice a lo largo de mi vida universitaria, gracias a
todos por su linda amistad y su apoyo incondicional. De estas amistades Algunas están presentes
y otras en mis recuerdos y en mi corazón, sin importar el camino que tomaron quiero darles las
gracias por formar parte de mí vida

.
 INDICE

RESUMEN……………………………………………………………………………………….1
INTRODUCCION……………………………………………………………………………….2

CAPÍTULO I ................................................................................................................................. 4

MARCO TEÓRICO ..................................................................................................................... 4

1.1. Zea mays Linneo............................................................................................................. 4

1.1.1. Clasificación Taxonómica ........................................................................................ 4
1.1.2. Descripción botánica ................................................................................................. 5
1.1.3. Composición nutricional .......................................................................................... 7
1.1.4. Variedades en el Perú............................................................................................... 8
1.1.5. Fenología................................................................................................................... 8
1.1.6. Plagas y enfermedades ............................................................................................ 11

1.2. Cogollero del maíz Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) .......................................... 13

1.2.1. Clasificación Taxonómica ...................................................................................... 13
1.2.2. Importancia ............................................................................................................. 14
1.2.3. Características generales de Spodoptera frugiperda ............................................... 14
1.2.4. Ciclo Biológico ....................................................................................................... 15
1.2.5. Daños que ocasiona en la planta ............................................................................. 18
1.2.6. Comportamiento ..................................................................................................... 18

1.3. Hongos entomopatógenos ............................................................................................ 19

1.3.1. Mecanismo de acción de los hongos entomopatógenos ......................................... 22
1.3.1.1. La adhesión ............................................................................................................. 23
1.3.1.2. Germinación ........................................................................................................ 24
1.3.1.3. Penetración al integumento del hospedero .......................................................... 25
1.3.1.4. Penetración a través de aberturas del cuerpo ...................................................... 27
1.3.1.5. Crecimiento del hongo en el hemocele ............................................................... 27
1.3.1.6. Producción de micotoxinas ................................................................................. 28
1.3.1.7. Muerte del insecto y dispercion de conidias ....................................................... 29
1.3.2. Influencia de factores edáficos para el desarrollo de hongos entomopatógenos .... 31
 1.3.3. Clasificación de los principales hongos entomopatógenos (Tanada y Kaya, 1993) 34
1.3.3.1. Beauveria bassiana .......................................................................................... 36
1.3.3.2. Metarhizium anisopliae ................................................................................... 41
1.3.3.3. Isaria fumosorosea ........................................................................................... 43

CAPÍTULO II ............................................................................................................................. 45

MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................................. 45

2.1. Ubicación del lugar de estudio ........................................................................................ 45

2.2 Metodología de campo ................................................................................................. 45

2.2.1. Colecta de larvas Spodoptera frugiperda ................................................................... 45

2.3 Metodología de laboratorio ......................................................................................... 47

2.3.1 Crianza de Spodoptera frugiperda. ―cogollero del maiz‖ ...................................... 47
2.3.2. Reactivación y conservación de los Hongos Entomopatógenos del cepario. ........ 48
2.3.2.1 Reactivación a partir de método de Insecto Trampa .............................................. 48
2.3.2.2. Aislamiento de los Hongos Entomopatógenos ..................................................... 50
2.3.2.3. Cultivos monospóricos.......................................................................................... 51
2.3.2.4. Conservación y preservación en silica gel ........................................................... 51
2.3.3. Replicación de cultivos puros ................................................................................. 53
2.3.4. Control de calidad de los Hongos Entomopatógenos ............................................. 55
2.3.4.1. Obtención de inóculos........................................................................................... 55
2.3.4.2. Recuento de conidias ............................................................................................ 56
2.3.4.3. Porcentaje de viabilidad o germinación de conidias ............................................ 57
2.3.4.4. Pureza.................................................................................................................... 59

2.4. Bioensayo de patogenicidad de aislamientos nativos ................................................ 59

2.5. Diseño Experimental .................................................................................................... 61

CAPÍTULO III ............................................................................................................................ 64

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................................................ 64

3.1. Reactivacion de Hongos Entomopatógenos ............................................................... 64

3.2. Control de calidad de Hongos Entomopatógenos Nativos ............................................ 65

3.3. Bioensayo de patogenicidad de aislamientos nativos. ................................................... 66

CONCLUSIONES....................................................................................................................... 73

RECOMENDACIONES ............................................................................................................ 74

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ...................................................................................... 75

ANEXOS ...................................................................................................................................... 91
 RESUMEN

El gusano cogollero del maíz Spodoptera frugiperda (J. E. Smith) es una de las plagas más
importante del cultivo del maíz, por tal motivo, es necesario buscar alternativas de control. Es
por esta razón que se evalúo la eficacia de las cepas Metarhizium anisopliae (CCB-124),
Beauveria bassiana (CCB-122 y CCB-123) e Isaria fumosorosea (CCB-125) aisladas en
Arequipa. El objetivo del presente trabajo fue reactivar estas cepas en el insecto trampa
Galleria mellonella, y determinar, a través de un control de calidad, la efectividad de estos
hongos sobre las larvas del segundo estadio del ―cogollero del maíz‖, criadas con dieta natural
y bajos condiciones de laboratorio, en una concentración de 108 conidias/ml de cada
entomopatógeno, estos hongos fueron aplicados sobre la dieta natural a base de trozos de
maíz tierno y sobre la larva misma, los resultados fueron que a los 5 dias de evaluación no se
encontro una diferencia significativa con la mortalidad de las cepas, pero a los 10 días de
evaluación se logro una mayor mortalidad del (95%) con Beauveria bassiana CCB-122, 75%
con Beauveria bassiana CCB-123, 68% con Metarhizium anisopliae CCB-124 y 65 % con
Isaria fumosorosea CCB-125.

Palabras clave: Cogollero del maíz, reactivación, cepa nativa, hongos entomopatógenos,
control microbiológico

1
 INTRODUCCIÓN

El maíz (Zea mays), originario de América y más precisamente de los valles andinos peruanos,
es uno de los aportes alimenticios más valiosos a nivel mundial; asimismo junto con el arroz
y el trigo son considerados como las tres gramíneas más cultivadas en el mundo. Diversas
instituciones mundiales, estatales y privadas vienen realizando estudios serios con el objetivo
principal de incrementar los niveles de rendimiento, producción y nuevos híbridos mejorados
para desarrollar variedades con un alto nivel productivo, resistentes al clima, plagas y
enfermedades (Fuentes, 2002).

En el Perú, se producen diversas razas de maíz, de diferentes colores, tamaños y sabores,

como para poder acompañar a diferentes platos o prepararlos (Manrique 1997), En el Perú es
uno de los cultivos más importante desde el punto de vista alimenticio, económico y social, en
el 2016 se sembraron 468 mil hectáreas de Maíz amarillo duro, Maíz amiláceo y Maíz morado
con una producción de 1 531 mil de toneladas y un rendimiento promedio de 11.5 ton/ ha
(Sifuentes, 2016)

Spodoptera frugiperda el gusano cogollero es una de las plagas más importantes del maíz,
los daños más serios corresponden a las regiones tropicales y subtropicales de América. En
diversas partes del país se han registrado pérdidas causadas por este insecto que van desde
13% hasta 60%. Su distribución es muy amplia, ocurre en todas las zonas productoras de maíz.
Este insecto además del maíz puede afectar otros cultivos Yánez, (2007).

Una alternativa para el desarrollo de la agricultura en el control de plagas es el control

biológico, que consiste en la aplicación de técnicas compatibles con la conservación del medio
ambiente mediante el uso de los enemigos naturales de las plagas que actuando de un modo
natural, controlan el nivel poblacional de las especies plaga sin ocasionar problemas de
contaminación ni de residuos. A partir de estos se obtienen productos biológicos llamados
bioinsecticidas (Fragas et al, 2006).

2
En el control biológico de insectos plaga se ha destacado la actividad de hongos
entomopatógenos los cuales se encuentran distribuidos en diferentes agroecosistemas y zonas
geográficas donde frecuentemente infectan a insectos. A nivel mundial, se han llevado a cabo
investigaciones de estos organismos, estudiando su distribución en diferentes hábitats (pastos,
forestales, hortalizas, frutales, flores, etc.). Por lo anterior, los estudios de aislamientos y
selección de cepas nativas generan información básica sobre el origen y toxicidad de las
especies patógenas para los insectos plaga. Las larvas de Galleria mellonella L. que se usan
como insectos trampa ya que se utilizan comúnmente en el aislamiento de los hongos del suelo
porque es una especie muy susceptible a infecciones de cualquier tipo de microorganismo y
fácil de criar en laboratorio (Chandler et al., 1997).

En la naturaleza, los hongos entomopatogenos pueden eliminar o mantener las plagas en

niveles que no ocasionan daños económicos a los cultivos (Azevedo y Melo, 1998). Estos
hongos se encuentran en el suelo, insectos muertos y plantas. Por ello, la importancia de
contar con ceparios de estos hongos nativos, específicos contra las plagas de la región.

Conociendo la importancia de los hongos entomopatogenos nativos, se procedio a la

reactivación y conservacion de cepas del Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal,
se evaluó la calidad de el inoculo y se determino su patogenicidad en la larva Spodoptera
frugiperda. Para tal fin se plantearon los siguientes objetivos.

 Reactivar el cepario de hongos entomopatogenos nativos del Laboratorio de

Entomología y Protección Vegetal de la UNSA.

 Determinar la efectividad de las cepas de Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae

e Isaria fumosorosea como control biológico de Spodoptera frugiperda (J. E. Smith)
―Cogollero del maíz‖ bajo condiciones de laboratorio.

3
 CAPÍTULO I

MARCO TEÓRICO
1.1. Zea mays Linneo.
El maíz según Manrique (1997), es considerado uno de los cultivos más importantes del
mundo, por la cantidad de hectáreas cultivadas y por su aporte a la alimentación. Debido a las
múltiples razas y variedades, este cereal se puede aclimatar desde el nivel del mar hasta los 3
500 msnm con producciones competitivas. En la región andina hay diferentes tipos de maíz: a
nivel del mar, en las zonas agroecológicas Chala y Yunga marítima predominan el maíz
denominado duro y el maíz híbrido, más utilizados en la alimentación animal (aves), mientras
que los valles interandinos de la zona Quechua donde hay ausencia de heladas, tienen las
condiciones ideales requeridas por el maíz amiláceo, para consumo humano. Incluso alrededor
del lago Titicaca a
3 800 msnm existen cultivos de maíz de la raza Confite Puneño, con una planta y mazorca de
pequeño tamaño y de rendimientos bajos.

1.1.1. Clasificación Taxonómica

El maíz está ubicada en la siguiente posición taxonómica (Relevo, 2006):

Reino : Vegetal

División : Espermatofitas o fanerógamas

Subdivisión: Angiosperma
Clase : Monocotiledónea
Sub-clase : Glumiflorae
Orden : Poales
Familia : Poaceas o gramineas
Género : Zea
Especie : Zea mays L.

4
1.1.2. Descripción botánica

El maíz pertenece a la familia gramínea es de régimen anual, herbácea, de tamaño regular

desde 60 cm hasta 2,4 m dependiendo del lugar donde es cultivada, por la posición de las
flores a la planta se las clasifica como monoica es decir con flor masculina y femenina en
distintas partes de la misma. (Calero, 2006).

A. Raíz
La raíz del maíz es descrita por Cruz (2006), como fasciculada con un potente
desarrollo. Tienen tres tipos de raíces que son las siguientes:
a) Seminales: Estos brotan de la semilla después de la radícula para afirmar la
planta, no son permanentes.
b) Permanentes: Aquí están incluidas las raíces principales y secundarias, están
nacen por encima de las primeras raicillas en una zona llamada corona, este
grupo constituye el llamado sistema radicular principal.
c) Adventicias: Se originan de los nudos inferiores del tallo y actúan de sostén
en las últimas etapas del crecimiento, absorbiendo a la vez agua y sustancias
nutritivas.

B. Tallo
El tallo tiene aspecto de caña, con los entrenudos rellenos de una médula
esponjosa, está formado por una sucesión de nudos y entrenudos, los primeros son
zonas abultadas de los cuales se producen la elongación de los entrenudos y se
diferencian las hojas. Cada nudo es el punto de interacción de una hoja. El tallo
puede crecer hasta 4m e incluso más en algunas variedades. Los tallos son muy
robustos, y dependiendo de la precocidad de cultivar pueden alcanzar entre 12 y 24
nudos aéreos (Cruz, 2006; Ortas, 2008).

C. Hojas
Las características de la hoja son largas, de gran tamaño, lanceoladas, alternas que
para (Solomon, et al., 1996; Cruz, 2006), se encuentran abrazadas al tallo y por el
haz presenta vellosidades. Los extremos de las hojas son muy afilados y cortantes.

5
 Su color usual es verde pero se puede encontrar hojas rayadas de blanco y verde o
verde y purpura. El número de hojas por planta varía entre 8 a 25 con una longitud
entre 30 y 70 cm y su anchura puede variar entre 8 a 15 cm.

D. Inflorescencia
La inflorescencia masculina presenta una película (vulgarmente llamada espigón o
penacho) de coloración amarilla que posee una cantidad muy elevada de polen en
el orden de 20 a 25 millones de granos de polen. En cada florecilla que compone la
panícula se presentan tres estambres donde se desarrolla el polen. Las flores
femeninas aparecen en las axilas de algunas hojas y están agrupadas en una espiga
rodeada de largas brácteas. A esta espiga se le llama mazorca. La mazorca tiene
una parte central que se llama zuro, también conocida por los agricultores por
diferentes nombres como ―corazón‖ o ―tuza‖, además se halla cubierta por hojitas
de color verde, acaba en una especie de penacho de color amarillo oscuro, formado
por estilos (Maroto, 1998; Bustamante, 2010).

E. Fruto
Como lo indica Sánchez y Villamizar (2003), el grano o fruto del maíz es un
cariopse. La pared del ovario o pericarpio está fundida con la cubierta de la semilla
o testa y ambas están combinadas conjuntamente para conformar la pared del
fruto. El fruto maduro consiste de tres partes principales: la pared, el embrión
diploide y el endospermo triploide. La mazorca o fruto, está formado por una parte
central llamado zuro, donde se adhieren los granos de maíz en número de varias
decenas por cada mazorca. El 46% del peso total de la mazorca corresponde al
peso de las brácteas y el 54% restante al raquis y a los granos, del cual el 29% es
materia comestible. El fruto y la semilla forman un solo cuerpo que tienen la
forma de un cariópside brillante, de color amarillo, rojo, morado, blanco, se le
denomina vulgarmente corno granos dentro del fruto que es el ovario maduro, la
semilla está compuesta de la cubierta o pericarpio, el endospermo amiláceo y el
embrión o germen, pesa aproximadamente 0,3 gramos.

6
1.1.3. Composición nutricional
Es fuente importante de carbohidratos, tanto el almidón como los azúcares. La fibra ayuda
a la sensación de saciedad y previene o combate el estreñimiento. Contiene proteínas que es
importante para las personas intolerantes al gluten ya que el maíz no tiene gluten, pero es
deficiente en lisina y triptófano. El contenido en grasa es muy bajo. Presenta una
particularidad con respecto a otros cereales y es su contenido en b-carotenos, precursores de
la vitamina A, su valor nutritivo se explicara en la Tabla 1.
Tabla 1. Valor nutricional del maíz

Fuente: USDA National Nutrient Database for Standard Reference, Release 20 (2007).

7
1.1.4. Variedades en el Perú
El Perú, posee una gran variedad de maíces como Ajaleado, Alazán, Alemán, Amarillo
Huancabamba, Ancashino, Arequipeño, Arizona, Arizona Mochero, Blanco Ayabaca,
Cabaña, Capio, Chancayano, Chancayano amarillo, Chancayano Blanco, Chancayano
Pintado, Chaparreño, Chimlos, Chullpi, Chuncho, Colorado, Confite Introducido, Confite
Morocho, Confite Puneño, Confite Puntiagudo, Coruca, Cubano Amarillo, Cubano
Amarillo Piricinco, CubanYellow Dent, Cuzco, Cuzco Cristalino Amarillo, Cuzco Gigante,
Enano, Granada, Hibrido Amarillo Duro, Huachano, Huancavelicano, Huarmaca,
Huayleño, Jora, Kculli, Marañon, ochero, Mochero Pagaladroga, Morocho Cajabambino,
Morocho Canteño, Morocho, Opaco, Pagaladroga, Pardo, Pardo Amarillo, Paro, Perla,
Perlilla, Piricinco, Piscorunto, Rabo de Zorro, Rienda, Sabanero, San Gerónimo
Huancavelicano, Sarco, Shajatu, San Gerónimo, Tambopateño, Tumbesino, Tuxpeño,
Uchuquilla (Serratos, 2009).

1.1.5. Fenología
En la actualidad los estudios de la agricultura se han extendido en gran manera por el
aumento de la población del mundo, la eminente falta de alimentos y por eso han evaluada
las etapas sensibles del maíz que según SENAMHI (2011), nos indica que en ciertas etapas
del maíz presentan períodos críticos, que son el intervalo breve durante el cual la planta
presenta la máxima sensibilidad a determinado evento meteorológico, de manera que estos
evento se reflejan en el rendimiento del cultivo; estos periodos críticos se presentan
generalmente poco antes o después de las fases, durante dos o tres semanas. El comienzo y
fin de las fases y etapas sirven como medio para juzgar la rapidez del desarrollo de las
plantas.
Para el cultivo de maíz se han considerado las siguientes etapas:

Siembra – emergencia (I etapa)

Emergencia – panoja (II etapa)
Panoja – espiga (III etapa)
Espiga – maduración (IV etapa)
Las cuatro etapas constituye el ciclo de vida del maíz. Cada una de estas etapas está
influenciada por los elementos meteorológicos que en su conjunto constituyen el clima de
una localidad
8
 Según SENAMHI (2011) hay siete fases fenológicas (Figura 1)

1. La emergencia: Aparición de la plantita por encima de la superficie del suelo.

2. Aparición de las hojas: Comienza desde que parece las dos primeras hojas hasta la
aparición de la panoja.

3. Panoja: Se observa salir la panoja de la hoja superior de la planta, sin ninguna

operación manual que separe las hojas que lo rodean.

4. Espiga: Salida de los estigmas (baba o cabellos del choclo) ocurre después de 8 – 10
días de la aparición de la panoja.

5. Maduración lechosa: Se ha formado la mazorca y si se presiona el grano tiene un

líquido lechoso.

6. Maduración pastosa: En la parte central los granos de la mazorca tienen el color del
grano maduro, estos granos al ser presionados tiene consistencia pastosa.

7. Maduración cornea: Los granos se encuentran duros .la mayoría de hojas se han
secado o puesto amarillas
.

9
Figura 1. Desarrollo fenológico del Zea mays Linneo.
Fuente: Servicio Nacional de Meteorología e Hidrología (SENAMHI, 2011).
Manual de observaciones fenológicas.

10
 1.1.6. Plagas y enfermedades

A. Plagas del maíz

Plaga, es todo insecto fitófago que reduce la producción agrícola, destruyendo los
diferentes órganos de la planta en forma parcial o total. En el Perú está registrado
más de 20 plagas que dañan el maíz durante su ciclo vegetativo. (Beingolea, 1985).
Como indica Ángulo (2000), el gusano de Spodoptera frugiperda es una de las
plagas de mayor incidencia en la región.

Podemos decir que las plagas en el cultivo de maíz no es tan agudo como en otros
cultivos, pero su intensidad se acentúa en las siembras de primavera-verano o
mientras persistan altas temperaturas ambientales (Manrique, 1988). En la Tabla 2
se describen las principales plagas del maíz.

Tabla 2. Plagas del maíz de acuerdo al estado fenológico

. Gusanos de tierra . Gusano cogollero . Gusano cogollero . Cañero

. Salta hoja del maíz . Cañero . Gusano del ápice
. Pulgones . Mosca de la mazorca
. Gusano de la
mazorca
. Agrotis ipsilon . Spodoptera Spodoptera . Diatraea saccharalis
. Copitarsia sp. frugiperda frugiperda . Tallula atramentalis
.Dalbulus maidis Mocis repanda . Heliothis zea
. Peregrinus maidis Diatraea saccharalis . Euxesta spp
Rhopalosiphum
maidis
Sthenaridea
carmelitana

11
Brotamiento Crecimiento Lento Crecimiento rápido Floración,
fructificación
maduración

Fuente: Joya, G. (2012). Asistencia técnica dirigida en sanidad en el cultivo de maíz amarillo
duro.

B. Enfermedades del maíz

Las enfermedades son por hongos, bacterias, virus y nematodos, los que atacan la
raíz, tallos, hojas y mazorcas. Su incidencia varía con el medio ambiente, año,
estación, localidad y campo de cultivo. Su control se puede hacer usando semillas
híbridas, genéticamente resistentes o tolerantes a las enfermedades, o bien aplicando
buenas prácticas de cultivo, así como control de malezas, aplicación de fungicidas y
adecuado uso de fertilizantes y riegos (Manrique, 1988). En la Tabla 3 se describen
las principales enfermedades del maíz. .

12
 Tabla 3. Enfermedades del maíz y donde ocurre el daño

1.2.Cogollero del maíz Spodoptera frugiperda (J.E. Smith)

El gusano cogollero según Pineda y Vanegas (1999), es la principal plaga de follaje del maíz,
pudiendo causar la muerte de la planta en sus primeras etapas de desarrollo, también la larva
puede atacar tanto a la mazorca como a la panoja.

1.2.1. Clasificación Taxonómica

Según Banda et. al. (1981), este insecto pertenece a:

Clase: Insecta
Orden: Lepidóptera
Familia: Noctuidae
Subfamilia: Amphipyrinae
Género: Spodoptera
Especie: frugiperda (J. E. Smith)

13
1.2.2. Importancia

El gusano cogollero es una de las plagas más importantes del maíz en las regiones
tropicales y subtropicales de América. En diversas entidades del país se han registrado
pérdidas causadas por este insecto que van desde 13% hasta 60%. Los daños más serios
corresponden a las regiones tropicales y subtropicales. Su distribución es muy amplia,
ocurre en todas las zonas productoras de maíz. Además del maíz, este insecto puede afectar
otras gramíneas como sorgo, arroz, pastos, algunas leguminosas como frijol, soya,
cacahuate y cultivos hortícolas como papa, cebolla, pepino, col y camote Yánez (2007).

Se ha establecido que las plantas de 40 a 60 centímetros (cm) de altura son más afectadas
por este insecto, la mayor pérdida en el rendimiento es en el ataque que ocurre en plantas de
15 a 30 cm comparando en plantas que afecta teniendo un tamaño de 70 a 80 cm de altura.
Se determinó que cuando se produce un daño foliar del 40 % se ocasiona una pérdida de
hasta 250 kilogramos por hectárea (kg/ha) de maíz y con el 30% se disminuye 200 kg/ha
Gonzales (2004).

1.2.3. Características generales de Spodoptera frugiperda

Presenta dimorfismo sexual que para Ortiz (2010), son distintivas el macho tiene una
expansión alar de 32 a 35 milímetros (mm), longitud corporal de 20 a 30 mm; siendo las
alas anteriores pardo-grisáceas con algunas pequeñas manchas violáceas, en la región apical
de estas se encuentra una mancha blanquecina notoria, con diferente tonalidad. El orbicular
tiene pequeñas manchas diagonales, una bifurcación poco visible que se expande a través
de la vena costal bajo la mancha reniforme; la línea subterminal parte del margen la cual
tiene contrastes gris pardo y gris azulado. Las alas posteriores no presentan tintes ni
venación coloreada, siendo más bien blanquecina, en cambio las hembras tienen una
expansión alar que va de los 25 a 40 mm, faltándole la marca diagonal prominente en las
anteriores que son poca agudas, grisáceas, no presentan contrastes; la mancha orbicular es
poco visible; la línea pos medial doble y fácilmente vista.

14
1.2.4. Ciclo Biológico

1. Huevo
La forma individual como es mencionado por Ángulo (2000), es de forma globosa. Las
hembras depositan los huevos corrientemente durante las primeras horas de la noche,
tanto en el haz como en el envés de las hojas, estos son puestos en varios grupos cubiertos
por segregaciones del aparato bucal y escamas de su cuerpo que sirven como protección
contra algunos enemigos naturales o factores ambientales adversos
Los huevos para esta especie son de color blanco amarillento, con cierto brillo cuando
están puestos, posteriormente cambian a una coloración marrón rojiza. Miden
aproximadamente 0.5 mm (Labrador, 2001).

2. Larva o gusano
Las larvas al nacer se alimentan del corion, más tarde se trasladan a diferentes partes de la
planta o a otra planta, evitando así la competencia por el alimento y el canibalismo. Su
color varía según el alimento pero, en general, son oscuras con tres rayas pálidas estrechas
y longitudinales; en el dorso se distingue una banda negruzca más ancha hacia el costado
y otra parecida pero amarillenta más abajo, en la frente de la cabeza se distingue una "Y"
blanca invertida). Estas pasan por 6 o 7 estadios o mudas, siendo de mayor importancia
para tomar las medidas de control los dos primeros; en el primero estas miden hasta 2-3
milímetros y la cabeza es negra completamente, el segundo mide de 4-10 mm y la cabeza
es carmelita claro; las larvas pueden alcanzar hasta 35 mm en su último estadio. A partir
del tercer estadio se introducen en el cogollo, haciendo perforaciones que son apreciados
cuando la hoja se abre o desenvuelve (Ángulo, 2000).

En cuanto a las larvas Gutiérrez (2002), menciona que recién emergidas tiene su cuerpo
blanquecino vidrioso, pero la cabeza y el dorso del primer segmento torácico negro intenso,
las larvas de los estadios II, III y IV son pardos grisáceo en el dorso y verde en el lado
ventral, sobre el dorso y la parte superior de los costados tienen tres líneas blancas cada una
con una hilera de pelos blancos amarillentos que se colocan longitudinalmente, sobre cada

15
segmento del cuerpo aparecen cuatro manchas negras vistas desde arriba ofrecen la forma
de un trapecio isósceles.

3. Pupa
Es una pupa típica de la familia Noctuidae como lo indica Labrador (2001), del tipo
obteta, el abdomen posee 12 espiráculos relativamente grandes, colocados por pares en
cada segmento, a partir del segundo segmento. La porción terminal del último segmento
abdominal posee, dos estructuras y espinas conspicuas.
―La pupa se desarrolla en el suelo, es de color café rojizo y mide entre 14 y 18 mm de
longitud" (Negrete y Morales, 2003, p. 26).
Con su extremo abdominal (cremaster) finaliza en 2 espinas o ganchos en forma de "U"
invertida. Esta fase se desarrolla en el suelo y el insecto está en reposo hasta los 8 a 10
días en que emerge el adulto o mariposa (Ángulo, 2000).

4. Adulto
Los adultos como menciona Labrador (2001), hay un dimorfismo sexual; el macho tiene
cabeza pequeña, ojos prominentes, antenas filiformes, tórax y abdomen de color ceniza,
siendo el tórax más oscuro que el abdomen, alas anteriores son de color pardo oscuro,
presentando una franja conspicua en el borde externo. La hembra posee cabeza pequeña,
ojos conspicuos y antenas filiformes, tórax y abdomen pubescentes de color ceniza,
siendo el tórax de color más oscuro; las alas anteriores son grisáceas, pero al compararla
con el macho, la coloración es más homogénea, presentan franjas en las alas anteriores,
menos conspicuas.
Sus hábitos son nocturnos durante el crepúsculo, inicia sus movimientos cerca de la planta
donde se alimenta, realiza el apareamiento y ovoposición, si hay una plantación de maíz,
esta se colocará en el cogollo. Dos horas después de la emergencia de la polilla
(dependiendo de la época del año y temperatura), las hembras vírgenes inician el llamado
del macho, extendiendo su ovopositor y emitiendo feromonas sexuales para el
apareamiento (Sifuentes, 1998)

16
FIGURA 2. Ciclo biológico del cogollero o Spodoptera frugiperda
Fuente: Ángulo, J.M. (2000) (Manejo del gusano cogollero del maíz).

17
1.2.5. Daños que ocasiona en la planta

El cogollero de acuerdo con Ortiz (2010), hace raspaduras sobre las partes tiernas de las
hojas, que luego se observará como pequeñas áreas translúcidas, una vez que la larva
alcanza cierto desarrollo, empieza a comer follaje en el cogollo que al desplegarse las hojas
muestran una hilera regular de perforaciones a través de la lámina o bien áreas alargadas
comidas. En esta fase es característico mirar los excrementos de la larva en forma de
aserrín.

La Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) puede atacar más de 60 cultivos y malezas, pero
tiene mayor importancia en maíz, sorgo, arroz, pastos y muchos cultivos hortícolas. Plaga
grave en las gramíneas como masticador del tejido vegetal. Se sabe que existen varias
subespecies de cogollero, las cuales presentan diferentes hábitos de alimentación y al
mismo tiempo, diferentes respuestas a plaguicidas, por lo que es importante su estudio
(Zeledón y Pitre, 2002).

En una investigación por Castillo (2012), que realizó en Guadalupe La Libertad se evalúa
la incidencia y severidad de cogollero del maíz en los diferentes estados fenológicos, los
resultados demostraron que el estado vegetativo (V4), se presentó mayor incidencia y
severidad de cogollero que en el estado (V8).
En el noroeste de Argentina, para determinar el daño del cogollero en los diferentes estados
fenológicos, que en los estados vegetativo (V4-V6) predominan larvas de I al III estadio,
pudiendo encontrarse en algunas ocasiones hasta 6 estadios. En los estados siguientes,
fueron más frecuentes larvas IV al VI y se encontró un individuo por planta. (Murúa,
Juárez, Prieto y Willink, 2009).

1.2.6. Comportamiento

Por lo que indica García y Clavijo (2005), las hembras ovipositan masas de huevos sobre
el follaje de las plantas hospederas, la duración de la fase de huevo, varía entre dos y tres días;
una vez que ocurre la eclosión, las larvas se alimentan del corión del huevo, luego continúan
alimentándose de la epidermis de las hojas de la planta hospedera. Durante su desarrollo las
18
 larvas, por lo general pasan por 6 estadios, la duración de la fase de la larva puede variar
entre 10 a 13 días, dependiendo de la temperatura y la alimentación.

Por otro lado mencionan Ashley y Mitchell (2001), que el número de masas de huevo de
cogollero está significativamente correlacionados con la edad de la planta, es decir, las
plantas maduras son menos atractivas para la oviposición por lo tanto, pocas o ningunas
masas de huevos son encontradas en el follaje de plantas viejas.

Estudios realizados por Chávez (1990), demuestran que la larva cuando completa su
desarrollo, deja de alimentarse y se dirige al suelo donde construye una cavidad o celda de
2 y 7 cm de profundidad; en esta celda se transforma en pupa, emergiendo posteriormente
en adulto. Esta fase puede durar de 7 a 8 días, pero esto puede variar de acuerdo a la
temperatura

1.3. Hongos entomopatógenos

Los hongos entomopatógenos (HE), son un grupo de microorganismos que emplean

artrópodos de diferentes órdenes como hospederos para desarrollar parte de su ciclo de vida:
Esta interacción generalmente termina en el desarrollo de enfermedad en el arthoropodo
terminando en la muerte del mismo (Butt et al., 2001; Khachatourians, 1991; Khachatourians
y Uribe, 2004; Leger, 2007).

Los HE mencionados por Lecuona et al. (1996); Leger, (2007), pueden ocasionar enfermedad
y propagarse en la población de artrópodos, por interacciones y factores relacionados con el
patógeno (patogénicidad, virulencia, dispersión y persistencia), el hospedero (susceptibilidad,
densidad, distribución y comportamiento) y el medio ambiente abióticos (temperatura,
humedad, viento, lluvias y bióticos: parásitos, depredadores, planta - huésped).

Los HE se usan en un amplio rango de grupos taxonómicos, siendo los Ascomycota, aquellos
que agrupan el mayor número de grupos con potencial bioplaguicida; en general los hongos
forman esporas microscópicas con conidias de paredes delgadas desarrolladas por los

19
conidióforos que son esparcidas por el viento, agua y otros agentes (Butt et al., 2001; Leger,
2007).

Los micoinsecticidas son productos formulados con hongos entomopatógeno, constituyen una
pequeña fracción de los bioplaguicidas (Charnley 1997). Sin embargo, el aumento en el costo
de los pesticidas químicos, la resistencia de las plagas y reducir la contaminación en el
ambiente han asegurado el creciente interés en métodos alternativos para el manejo de plagas
(Butt et al., 2001; Leger, 2007).

Según Nuñez (2007), los deuteromycetos son aquellos que se reproducen principalmente por
esporas asexuales (conidios o conidias). Una de las grandes ventajas de los deuteromicetos es
que se cultivan con gran facilidad en medios artificiales de fácil obtención y bajo costo, ya que
tiene mayor potencial como agente de control biológico en programas de manejo integrado de
plagas.

Los hongos entomopatógenos son los organismos de mayor importancia en el control

microbiano de insectos plaga, existen aproximadamente 700 especies de hongos
entomopatógenos y alrededor de 100 géneros capaces de ocasionar infecciones letales en todos
los órdenes de insectos (Scholte et al., 2004).

Éstos hongos, según Pérez (2004), son los agentes etiológicos de más del 80% de las
enfermedades que se producen en los insectos. Actualmente se conocen aproximadamente 700
especies que infectan artrópodos que habitan en las plantas, el suelo y el agua. A pesar de tan
gran número, sólo alrededor de 25 especies tienen importancia como controles naturales de
plagas de interés agrícola y médico.

El beneficio del uso de hongos entomopatógenos sobre otros microorganismos controladores

es que estos no requieren ser ingeridos necesariamente por el insecto, las esporas del hongo,
atacan al insecto a través del tegumento externo de forma pasiva (Farenhost y Knols, 2007), la gran
mayoría posee un gran rango de hospederos, no contaminan el medio ambiente, no son tóxicos

20
para los humanos, no desarrollan resistencia y no dejan residuos en los alimentos (García et
al., 2008; Scholte et al., 2004).

Estos hongos según Alves (1998), son los primeros controladores biológicos que se usaron en
insectos. Aproximadamente 80% de las enfermedades de insectos tienen como agentes
etiológicos a los hongos, la ocurrencia de estos hongos en condiciones naturales, tanto
enzootia como epizootia es un factor importante en la reducción de las poblaciones de plagas
(Alves, 1998).

La gran parte de estos HE para Tanada y Kaya (1993), presentan crecimiento macroscópico
sobre la superficie de sus hospederos, pero algunas especies no producen crecimiento
superficial o producen muy poco. Su crecimiento y desarrollo están influenciado
principalmente por las condiciones ambientales externas, en especial la alta humedad relativa
(óptima para germinación, por encima de 95%) y temperatura (entre 20 y 30º C) adecuada
para la esporulación y germinación de esporas. Las enfermedades causadas por estos hongos
son denominadas ―micosis‖.

En estos trabajos realizados por (Archuelta et al., s.f.; Galán, 2012; Garcia et al., 2011), todos
ellos hacen uso de la larva de Galleria mellonella L. como insecto trampa ya que fue eficaz
en el aislamiento de los hongos entomopatogenos, por que soporta cambios de temperatura y
humedad relativa que es un factor muy importante en la reactivación de estos.

Según Hernández et al. (2011), trabajaron comparando larvas de G. mellonella y de larvas de

Phyllophaga spp. ―gallina ciega‖, el reafirma en esta investigación lo eficaz que es este insecto
G. mellonella por el existo que obtuvo.

La producción de conidias es muy importante, ya que una alta producción de esporas hace
más fácil su comercialización y reduce los costos, también una cepa de alta esporulación sobre
un insecto permite una mayor diseminación del hongo para asi poder infectar a otros
individuos de la población (Thomas y Jenkins 1997; Narváez et al. 1997).

21
La viabilidad para un control biológico con HE según Velez et ál., (1997), tiene que superar el
90 % de germinación transcurrido las 24 horas, porque las conidias de los hongos
entomopatógenos deben presentar un rápido desarrollo del tubo germinativo, para acelerar el
proceso infectivo y disminuir el tiempo de exposición a factores adversos como la radiación
UV y humedad cuando son aplicadas en campo (Hajek y St. Leger 1994; Goettel e Inglis 1997).

Según (Vélez et al., 1997), los cultivos de las cepas patogénicas tienen que mostrar más del
95% de pureza para certificar que si se comercializa este producto solo contiene el organismo
deseado y que no está contaminado con otros organismos que puedan ser dañino o
contaminantes en el ambiente en el cual se depositan

1.3.1. Mecanismo de acción de los hongos entomopatógenos

Los hongos entomopatógenos infectan a los artrópodos por la ingesta del hospedero aunque
no es un prerrequisito para llevar a cabo este proceso, debido a que la enfermedad puede ser
desarrollada por contacto del patógeno con su hospedero, logrando una penetración directa
de la cutícula (Leger, 2007). La patogénicidad y el desarrollo de la infección de un HE en
su insecto huésped son el resultado de la interacción entre el patógeno y el hospedero, dicha
interacción está determinada por la velocidad de germinación, y de reproducción del
patógeno, así como la tasa y velocidad de esporulación, el tiempo de exposición del insecto
al patógeno, la producción de toxinas por parte del HE y el estado de desarrollo y ciclo de
vida del insecto hospedero (Kachatourians, 1991; Cañedo y Ames, 2004; Leger, 2007).

La unidad infectiva para Khachatourians y Uribe (2004) y García et al. (2008), es la espora
o el conidio que comienza el proceso infectivo cuando las esporas viables son retenidas en
la superficie del integumento y se realiza la asociación entre patógeno y hospederos.

El ciclo biológico del hongo tiene dos fases, una patogénica que inicia cuando las conidias
del hongo entran en contacto con el huésped y germinan, desarrollándose el tubo germinativo,
el cual rompe la cutícula del insecto y penetra a su interior y, la segunda fase llamada
saprofitica ocurre dentro del hemocele, donde el hongo coloniza el interior del insecto

22
 liberando metabolitos secundarios, que le provocan la muerte, la cual ocurre dos a siete días
dependiendo de la especie y el estadio del insecto. Si las condiciones de humedad son las
apropiadas, el hongo esporula de nuevo, cubriendo el cadáver con una masa algodonosa
(Gómez, 1999).

Estos hongos mencionados por Alves (1998), pueden infectar diferentes estadios del
hospedero, como huevos, larvas, pupas y adultos, siendo esta característica la más deseable
y peculiar. La mayoría son altamente especializados en la penetración vía tegumento, que
los coloca en ventaja cuando son comparados con otros grupos de patógenos que solo
ingresan al insecto por vía oral, penetrando a través del mesenterio. Estudios realizados
indican que los hongos penetran la cutícula de los insectos en dos procesos, uno físico
debido a la presión de las hifas que rompen áreas membranosas y poco esclerotizadas; y
otro químico, por la elaboración de enzimas que degradan la cutícula. La muerte del insecto
ocurre por las micotoxinas, el rompimiento de tejidos, bloqueo mecánico del aparato
digestivo y otros daños físicos por el desarrollo de micelio (Cabrera, et al., 1994).

Los HE infectan al hospedante a través de la cutícula externa, por lo que, el contacto entre
el hongo y el insecto es fundamental para el inicio del proceso infeccioso. En forma general
el proceso de patogénesis (micosis) (Téllez et al., 2009).

1.3.1.1. La adhesión

La adhesión para Brinkman y Gardner (2000) y Leger (2007), es el primer contacto

que hace la espora con la superficie del hospedero; las propiedades físicas y químicas
de las superficies de la cutícula del insecto y la espora son las responsables de esta
unión. En algunos hongos, la adhesión es un fenómeno no específico, mientras en
otros, esto es un proceso específico, determinado por componentes como la
glicoproteínas que pueden servir como un receptor específico para las esporas.

23
 La interacción entre la conidia y la cutícula se basa en las sustancias mucilaginosas
que rodean la conidia, las enzimas, además de la conformación morfológica del
integumento que favorece la germinación de la conidia. Las conidias pueden adherirse
al azar de acuerdo a los pliegues intersegmentales o a la rugosidad de la superficie de la
cutícula (Fargues, 1984).

De acuerdo con Monzón (2001), la adhesión es una de las fases más importantes del
proceso infeccioso y está relacionada con la especificidad hospedante - patógeno. Sólo
los hongos más virulentos logran la adhesión. El proceso se comienza cuando la espora
se adhiere a la cutícula del insecto, mediante el reconocimiento de receptores
específicos El proceso de adhesión esta mediado por la presencia de moléculas
sintetizadas por el hongo del tipo adhesinas, que están en la superficie de las esporas.
Estas sustancias aparecen al inicio del contacto del hongo con el insecto. Se ha
comprobado que los iones divalentes de Ca2+ y el Mg2+ promueven la adhesión de las
esporas a la cutícula de los insectos pues reducen las fuerzas de repulsión
electrostáticas. En el cuerpo del insecto existen ciertas zonas preferidas para la
adhesión, como son las regiones intersegmentales, en donde la composición y
estructura son diferentes al resto del cuerpo del insecto (Téllez et al., 2009).

1.3.1.2. Germinación

Es el proceso mediante el cual una espora emite uno o varios pequeños tubos
germinativos, que al crecer o alargarse dan origen a las hifas (Volcy y Pardo 1994;
Cañedo y Ames 2004; Leger, 2007). Estas hifas penetran en la cutícula del insecto,
después que las hifas penetran en el insecto forma un apresorio el cual ayuda a la
adhesión de la espora (Leger, 2007). La germinación de las esporas según Tanada y
Kaya (1993), depende en gran parte de la humedad ambiental y temperatura. Y en
menor grado de las condiciones de luz y nutricionales

24
 El nivel de agua es determinante en el crecimiento de los hongos y pequeñas
diferencias en los niveles de humedad relativa después de la aplicación de conidias,
pueden determinar de un modo u otro el éxito del hongo en el control de insectos plaga
(Guillespie 1988).

El resultado de la germinación mencionado por Samson et al. (1988) y Shapiro et al

(2005), es que la penetración no depende necesariamente del porcentaje total de
germinación sino del tiempo de duración de la germinación, modo de germinación,
agresividad del hongo, el tipo de espora y la susceptibilidad del hospedero.

La germinación ocurre de acuerdo a Bartinicki y Garcia (1984), en un mínimo de 12

horas siendo necesaria una humedad relativa alta (mayor al 90 %). Fisiológicamente, la
germinación de la conidia es el retorno a la actividad o metabolismo vegetativo.

El tubo germinativo puede ser largo o corto y en otros casos puede no formarse (Téllez
et. al., 2009). En el proceso de germinación juegan un rol importante los
requerimientos nutricionales de la espora y las condiciones ambientales presentes. En
este sentido se ha observado que las esporas de Beauveria son más exigentes en
carbono y energía que las de Metarhizium (Monzón, 2001).

Así mismo, Srisukchayakul et al. (2005), estudiaron la germinación de los hongos

entomopatogenos que es especifica a los insectos hospederos, por la variación de
integumentos ya q cuando estas cepas entran a la cuticula se forma un apresorio que se
fija a la epicuticula que es un apoyo en procesos procesos mecánicos y enzimáticos que
ayudan a la patogenicidad.

1.3.1.3. Penetración al integumento del hospedero

La penetración según Gillespie (1988), se da en la cutícula del insecto por conidias

germinadas, ocurre como resultado de una combinación entre la degradación
enzimática de la cutícula y la presión mecánica por el tubo germinal

25
Esta penetración depende de las propiedades de la cutícula, grosor, esclerotización y la
presencia de sustancias antifúngicas y nutricionales (Charnley, 1984). Así las enzimas
del HE degradan la cutícula del insecto ayudadas por presión mecánica, algunos
hongos como M. anisopliae, producen un mucílago y un apresorio que asiste el anclaje
de la espora la superficie. Estructuras como estas crean focos de fuerzas hidrostáticas,
tan necesarias como las enzimas líticas en el sitio de penetración (Khachatourians,
1991; Khachatourians y Uribe, 2004).

Las enzimas descubiertas por Tanada y Kaya, (1993), en el tubo germinativo son
proteasas, aminopeptidasas, lipasas, esterasas y N-acetilglucosamidasa
(quitinasas).Estudios in vitro indican que en la digestión del integumento sigue una
secuencia de lipasa-proteasa-quitinasa que facilita la penetración física (Tanada y
Kaya, 1993; Leger 2007).

Los hongos B. bassiana, M. anisopliae, Isaria spp. y L. lecanii, producen grandes

cantidades de proteasas y quitinasas en medios de cultivo líquido (Gilliespie, 1988). La
producción de proteasa, lipasa y quitinasa sobre la cutícula del insecto, se ha
demostrado con M. anisopliae mediante coloración de enzimas específicas,
recuperadas de moscas previamente inoculadas con conidias del hongo (Tanada y
Kaya, 1993). En varios aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae la enzima principal
es una endo proteasa que disuelve la proteína matriz que cubre la quitina cuticular. Por
lo tanto, la producción de quitinasa ocurre después del proceso de infección y una vez
que el hongo atraviesa la cutícula debe vencer el sistema inmunológico del hospedero
antes de entrar a la hemolinfa y desarrollarse dentro del mismo (Gilliespie, 1988).

La apariencia del insecto atacado por hongos entomopatógenos se relaciona con el

proceso de desarrollo de la enfermedad. En la infección inicial en los estados
inmaduros del insecto, es frecuente observar en la superficie del cuerpo diversas
manchas necróticas de color pardo oscuro o negro, que se relaciona a los sitios por
donde ha penetrado e invadido el hongo (Poinar y Thomas, 1978; McCoy et al., 1988).

26
1.3.1.4.Penetración a través de abertura del cuerpo

Los hongos pueden infectar insectos a través de la cavidad bucal, espiráculos y otras
aberturas externas de un insecto. Puesto que la humedad no es un problema en el tracto
alimenticio, la espora puede germinar rápido en este ambiente pero, los fluidos
digestivos pueden destruir la espora o la hifa germinativa. En algunos casos, la
digestión de estructuras fúngicas puede causar la muerte por toxicidad más que por
micosis (Charnley 1984; Téllez et al., 2009).

Los hongos también pueden infectar a los insectos a través de los espiráculos y otros
aberturas corporales, Metarhizium anisopliae ocasionalmente infecta larvas a través de
los espiráculos y poros de órganos de los sentidos. Beuveria bassiana infecta varias
especies de mosquitos a través del sifón posterior (Tanada y Kaya 1993).

1.3.1.5.Crecimiento del hongo en el hemocele

Después de llegar al hemocele según Bustillo (2001), la gran parte de los hongos
cambia el crecimiento micelial en una fase de levadura o crecimiento por gemación. Se
forman toxinas y enzimas, aunque algunos hongos aparentemente carecen de toxinas,
matan al insecto al consumir todos los nutrientes o por destrucción física

Los hongos pueden escapar de la defensa inmune de un insecto por, desarrollo de

protoplastos que no son reconocidos por la población de hemocitos del insecto,
formación de cuerpos hifales que se multiplican y dispersan rápidamente (Samson et
al., 1988) y producción de micotoxinas (Tanada y Kaya, 1993). Las toxinas causan la
muerte del insecto debido a la degeneración de los tejidos, producto de la pérdida de la
integridad estructural de las membranas, seguido de la deshidratación de las células por
pérdida de fluido (Ferron, 1981).

27
1.3.1.6.Producción de micotoxinas

López (1994), indica que en la multiplicación de estos hongos en el hemocele se

producen toxinas que pueden matar al insecto por tener propiedades insecticidas
además e impide las reacciones de defensa del hospedante alterando los hemocitos y
retardando la agregación de las células de la hemolinfa. Entre las principales toxinas
producidas por los hongos entomopatógenos se destacan la beauvericina,
beauverolides, bassianolides, isarolides, ácido oxálico, destruxinas (a, b, c y d) y
cytochalasinas.

Según Pérez (2004), explica que una vez en el interior de la cavidad del artrópodo
(hemocele), empiezan a funcionar los mecanismos de defensa del hospedante como
encapsulación, fagocitosis, compuestos antimicrobiales, lisozimas, aglutininas y
melanización, entre otros.

El hongo entomopatógeno supera los mecanismos de defensa de sus huéspedes, debido

en gran parte a la producción de toxinas, ya que son componentes principales de la
patogénicidad y uno de los más difíciles de establecer, dentro de estos metabolitos se
destacan toxinas como Destruxinas, Citocalasina, Beauvericina y Metaricina, algunas
de las cuales son específicas para algunos géneros de HE (Leger, 2007). Algunos
biotipos producen suficientes toxinas para causar la muerte del insecto antes de que los
órganos estén invadidos (Hajek y St. Leger, 1994; Cañedo y Ames, 2004).

Conforme la infección aumenta, el insecto presenta diversas alteraciones como

convulsiones, carencia de coordinación y comportamientos alterados, ya que pierde
actividad y reduce el apetito o deja de comer; en este estado es común observar el
cambio de color en los estados, inmaduros, con tonalidades oscuras o rosadas, tal como
ocurre en infecciones por Beauveria. En algunos casos, se ha observado la tendencia a
desplazarse hacia la superficie del suelo.

28
1.3.1.7. Muerte del insecto y dispercion de conidias

Finalmente, el insecto entra en un estado letárgico, se paraliza, muere y son cubiertos

por una capa de micelio blanco sí se trata de una infección provocada por Beauveria.
Finalmente el insecto se momifica sin perder su forma y tamaño. Los insectos muertos
por hongos entomopatógenos no se descomponen y en consecuencia no despiden mal
olor (Rodríguez y Morón, 2010).

Posterior al crecimiento del hongo, la micosis induce síntomas en el insecto como

convulsiones, carencia de coordinación y comportamientos alterados. Ocurre una
competencia entre el hongo y la flora intestinal, se producen sustancias antibacteriales
y cambios de coloración en el insecto (Leucona, 1996).Otros síntomas en la fase
infectiva de una larva enferma por hongos entomopatógenos son pérdida de apetito,
decoloración del integumento, hinchazón, flacidez, falta de movilidad hasta la parálisis,
muerte y la momificación.

Las larvas de lepidópteros y coleópteros que son afectadas en los últimos estados de su
desarrollo larval, empupan en actitud de defensa antes de completar el ciclo (Ferron,
1981). Los adultos enfermos pierden el apetito, interrumpen la oviposición, pierden
movilidad hasta la parálisis, llegar a la muerte y la momificación. Los coleópteros
adultos enfermos se retiran del lugar donde se alimentan en actitud de protección de su
especie. Este comportamiento lo acompaña con una agregación de feromonas
informantes que evitan que otros adultos de su especie, lleguen al sitio a infectarse. El
término de esta fase generalmente resulta en la muerte del insecto. Algunos de los
insectos muertos a causa de los hongos entomopatógenos manifiestan la miceliación y
la esporulación (Ferron, 1981).
La dispersión como es mencionado por López (1994), en un proceso activo o pasivo,
dependiendo de la conidia y el esporangio, cada conidia puede adherirse o pasar de un
invertebrado a otro por diseminación (Tanada y Kaya, 1993). El integumento de los
cadáveres aparece recubierto por una masa fúngica de micelio constituida por
conidióforos, que dan lugar a nuevas conidias en la región conidiogénica, secuenciando

29
 así el ciclo biológico del hongo. La debilidad del insecto causada por la intoxicación
hace difícil su sostenimiento y generalmente caen de las plantas por la acción de la
lluvia y el viento

Cuando el insecto muere, las hifas emergen del cadáver y bajo condiciones de alta
humedad, el hongo esporula sobre el hospedero y las esporas se disemina mediante el
viento o el agua, esto depende de las características de la espora y el esporangio
(Goettel y Inglish, 1997).

Figura 3. Ciclo de desarrollo de un hongo entomopatogeno

Fuente: Centro Tecnológico de Control Biológico (CTCB) del INIA Quilamapu.

30
1.3.2. Influencia de factores edáficos para el desarrollo de hongos entomopatógenos

A continuación se presentan algunas de las principales interacciones entre los patógenos y

el ambiente edáfico, con énfasis en hongos entomopatógenos.

a) Factores bióticos

Estos factores bióticos que mencionan Gottwald y Tedders (1984), existen evidencias
que sugiere que muchos entomopatógenos entre ellos B. bassiana y Metarhizium
anisopliae, son relativamente débiles competidores en el suelo y es común observar su
crecimiento vegetativo restringido en cadáveres de insectos muertos por micosis

b) Factores abióticos

• Humedad relativa

La humedad relativa ayuda en la germinación y penetración del hongo en el insecto

hospedero, y se considera indispensable para su reproducción (Peña, Bolaños, Yepes,
Mena y Enriquez, 2000).

Los hongos entomopatógenos cumplen los procesos de penetración, infección,

desarrollo hifal y esporulación en ambientes con la adecuada saturación de agua, que
supere el 90% de humedad relativa (Peña et al., 2000). Es así que la humedad relativa
puede afectar la longevidad de las esporas y varía de acuerdo a la especie, puesto que
se ha comprobado que las esporas de B. bassiana se desarrollan óptimamente en 0% a
30% de humedad relativa que a 75% (Clayton y Grove, 1998). Sin embargo, si el
contenido de humedad aumenta, el oxígeno disminuye y la respiración aerobia se
inhibe (Barbercheck, 1992).

31
Por Hastuti, Glare y Chapman (1999), nos demostró que un bajo contenido de
humedad estimula la esporulación de B. bassiana y se conoce que, en ambientes secos
y fríos, la mayoría de los conidios presentan una gran estabilidad (Roberts y Campbell,
1977). Algunos estudios han demostrado que las condiciones ambientales secas
durante o inmediatamente después de la aplicación de los hongos, son menos dañinas
de lo que se llegó a pensar, ya que la habilidad de los hongos para germinar e infectar
bajo condiciones de baja humedad ambiental se atribuye a la suficiente humedad
presente en el micro hábitat (Inglis, Goettel, Butt y Strasser 2001).

• Temperatura

Este factor influye en la germinación de las esporas, el desenvolvimiento y penetración

del tubo germinativo, la colonización y reproducción, la velocidad del desarrollo
micelial en el insecto y la velocidad de evolución de la enfermedad.
La temperatura óptima para el desarrollo de los hongos entomopatógenos varía entre
los 20 a 30°C, el valor mínimo de tolerancia a los 5 °C y el máximo a los 35 °C. No
obstante, las esporas pueden sobrevivir a temperaturas bajas entre 10 y 15 °C (Peña et
al., 2000).
En experimentos con diferentes tipos de suelo y valores de temperatura, Studdert y
Kaya (1990) determinaron que la supervivencia media de conidios de B. bassiana fue
mayor a una temperatura de 10°C, pero decreció a 2 °C y a medida que la temperatura
se incrementó hasta 50°C, aquí ya no se recuperaron conidios después de dos semanas.

• Luz

La luz solar interviene en la germinación de las esporas y en los estados iniciales de

crecimiento (Peña et al., 2000). La intensidad, duración y longitud de onda; son factores
importantes para la sobrevivencia de estos hongos. Tal es así que, transcurridas dos
horas, la exposición de conidios a la onda de luz de 295 - 320 nm resulta letal para ciertas
especies (Roberts, 1989).

32
• Ph

En los estudios realizados por Padmavathi y Maheswara (2003), se determino que los
rangos óptimos de Ph de B. bassiana, en la germinación y crecimiento en medio de
cultivo líquido de 29 aislamientos de distintas regiones geográficas alrededor del
mundo, dieron como resultados que un pH de 3 fue tóxico para todos los aislamientos,
ya que a estas condiciones hubo germinación de conidias pero el crecimiento fue
totalmente inhibido. Todos los aislamientos toleraron valores de pH entre 5 y 13, y
algunos entre 4 y 14.

• Textura de suelo y materia orgánica

En general, las partículas pequeñas y texturas finas dificultan el movimiento de los

hongos entomopatógenos (Rodríguez y Morón, 2010).

Los hongos entomopatógenos (B. bassiana y M anisopliae) aumentan su persistencia

en suelos ricos en materia orgánica, los cuales también retienen agua por más tiempo
en comparación con los suelos arenosos o arcillo-arenosos (Rodríguez y Morón,
2010). Un suelo con materia orgánica que supere el 10%, es un suelo perfecto para el
desarrollo de estos hongos, puesto que contiene los suficientes nutrientes para su
desarrollo (Peña et al., 2000).

El movimiento de los hongos entomopatógenos en el suelos para Ignoffo, Garcia,

Hostetter y Pinnell (1977), es un desplazamiento vertical que está determinado en gran
medida por la textura del mismo, mientras que Rodríguez y Morón (2010) indican la
temperatura, humedad y factores bióticos como los más importantes en el
establecimiento e infección, mientras que la textura representa un papel secundario.

33
1.3.3. Clasificación de los principales hongos entomopatógenos (Tanada y Kaya, 1993)

La clasificación taxonómica separa a los hongos en dos divisiones: Myxomycota por

formar plasmodios y Eumycota por no formarlos y ser frecuentemente miceliales. Los
hongos entomopatógenos se encuentran en la división Eumycota y en cinco subdivisiones:
Mastigomycotina, Zygomycotina, Ascomycotina, Basidiomycotina y Deuteromycotina
(Tanada y Kaya1993).

Estos hongos infectan a individuos en todos los órdenes de insectos; la mayoría

comúnmente son hemíptera, díptera, coleóptera, lepidóptera, himenóptera y ortóptera. En
algunos órdenes de insectos los estados inmaduros (ninfas o larvas) son más a menudo
infectados que los maduros o estado adulto, en otros puede suceder lo contrario. Los
estados de huevo y pupa no son frecuentemente infectados por los hongos (Tanada y Kaya
1993).

Se conoce, según Monzón (2001) más de 100 géneros y 700 especies, destacando
Beauveria, Metarhizium, Entomophthora, Aschersonia, Fusarium, Hirsutella, Isaria
(=Paecilomyces) y Lecanicillium, siendo estos muy importantes en el control biológico por
la susceptibilidad en los insectos plaga y por su facilidad de multiplicación. En la Tabla 4
se describen los principales hongos entomopatógenos.

Tabla 4 .Principales hongos entomopatógenos (Tanada y Kaya, 1993)

34
35
 Fuente; Tanada, Y.; Kaya, H. 1993. lnsect Pathology. Academic Press.

1.3.3.1. Beauveria bassiana

El descubrimiento de B. bassiana se inició en 1835. Agostino Bassi di Lodi en Italia,

este fue el primero en hablar de la teoría de los gérmenes de la enfermedad ahí
demostró que un hongo puede causar enfermedades en los insectos. Él observó una
enfermedad del gusano de seda, Bombyx mori, a la que denominó ―muscardina blanca‖ y se
inició los primeros experimentos de infección. En la actualidad Beauveria bassiana (Bb)
es la especie más ampliamente distribuida del género, ya que es un hongo entomopatógeno
que ha sido aislado de una gran variedad de insectos de todos los órdenes (Zimmermann,
2007).

En el Perú, Torres et al. (1993), ellos mencionan que colectaron cepas de Beauveria sp,
de diferentes zonas. En la costa (0 a 800 m.s.n.m.), colectaron adultos del ―gorgojo del
camote‖ Euscepes postfasciatus (Coleoptera: Curculionidae); en la sierra alta (3000 a
4000 m.s.n.m.), colectaron adultos del ―gorgojo de los Andes‖ Premnotrypes spp
(Coleoptera: Curculionidae), en la Selva alta (0 a 800 m.s.n.m.) colectaron adultos de
Diabrotica sp (Coleoptera: Chrysomelidae), todos infectados con Beauveria spp.

B. bassiana vive de manera parasítica y saprofítica, lo que le permite sobrevivir en

presencia o ausencia de insectos huésped, respectivamente. En el suelo, está en materia
orgánica, su morfología es micelial genera una red amplia y filamentosa originada a partir
de un conidio; sin embargo, en presencia de un insecto huésped, el conidio germina y
una vez dentro del insecto, pasa a formar una red de hifas, que una vez colonizada,
pasa nuevamente a una forma similar a la de levadura (blastóspora) (Wan, 2003).

36
Lo que menciona Monzón (2000), en sus investigaciones realizadas es que Beauveria
bassiana tiene mayor concentración de conidias que otras cepas. En las pruebas
enzimáticas posteriores, se acordó que en el género Beauveria sp, se diferenciaron seis
especies, B. alba, B. amorpha (Von Höhnel) Samson & Evans, B. bassiana, B.
brongniartii, B. velata Samson & Evans, B. vermiconia (Hoog & Rao), y B. caledonica
(Bissett & Widden). Además se reporta en la literatura la existencia de otras especies,
como B. densa, B. stephanoderis, B. vermiconia y B. sulfurescens (Viaud et al., 1998;
Kouassi, 2001). Sin embargo las más frecuentemente estudiadas son B. bassiana
(Bálsamo) Vuillemin y B. brongniartii (De Lacroix) Siemszko (Bustillo, 2001).

 Rango de hospederos

Li (1988), enumeró 707 especies de insectos hospederos de B. bassiana, esto

comprende 521 géneros y 149 familias en 15 órdenes. Además de 13 especies de
Acarina distribuidos en siete géneros y seis familias. Los órdenes de insectos en las
cuales B. bassiana ha sido catalogado como patógeno son: Lepidoptera, Coleoptera,
Hymenoptera, Homoptera, Diptera, Hemiptera, Ortoptera, Siphonaptera, Isoptera,
Thysanoptera, Mantodea, Neuroptera, Dermaptera, Blattodea y Embioptera.

B. bassiana ataca a un gran número de artrópodos, pero la mayoría de los aislamientos

de este hongo tiene un rango de hospederos limitado (Vestergaard et al., 2003). En
muchos aislamientos de B. bassiana a partir de un insecto huésped distinto o desde el
suelo son altamente virulentas contra otras plagas blanco (Cottrell y Shapiro-Ilan,
2003).

En las investigaciones dadas con larvas segun Alves (1986); Gouli et al., (2008) y Hoe
et al., (2009), estos autores señalan que el hongo entomopatogeno Beauveria bassiana
es una especie muy virulento sobre muchos tipos de insectos en especial los
lepidópteros.

37
La cepa Bauveria bassiana presenta una enzima capaz de hidrolizar quitina es la
llamada quitinasa, esta poseen el dominio de unión a la quitina, estos son componentes
genéticos del insecto huésped, lo que aumenta la capacidad de penetración aun más en
los aislamientos nativos. Fan et al (2007),

En las presentes investigaciónes Garcia et al. (2011), obtuvo una mortalidades hasta de
96.6% y Luna et al. (s.f.), mencionan una mortalidad al 88%, al aplicar cepas nativas
de Bauveria bassiana sobre la plaga de Spodoptera frugiperda en larvas del segundo
estadio en condiciones de laboratorio.

Estudios realizados con Bauveria bassiana nativa sobre la larva Spodoptera

frugiperda con 5 dias de haber emergido del huevo se obteniendo una mortalidad de
90% Soto (2008),

Por otro lado Aliaga y Cruz (2009), trabajaron con Bauveria bassiana CBLE-265,
cepa aislada de Hypothenemus hampei ―Broca del café‖ producida comercialmente por
la SCB-SENASA, quien registra en el estadio 1 una mortalidad de 43.06 % y en estadio 2
con una mortalidad de 34.72 %, para el control de la plagas Spodoptera frugiperda, e
igual Gutierres (2017) uso B bassiana comercial con esta misma larva obteniendo una
mortalidad de 45.21%.

Según Purwar y Sachan (2005) y Amer et al. (2008), ellos indicaron que las larvas más
jóvenes sucumben más rápido a los hongos entomopatógenos que los estadios
posteriores, ya que se basaron en los estudios de Boman, (1980) quien explica que los
constituyentes químicos de los insectos cambian la cutícula gradualmente con el
avance en la edad de las larvas, que resultan en el endurecimiento de la cutícula y aumento
de la inmunidad humoral a las infecciones microbianas, a pesar de esto al usar productos
comerciales de Bauveria bassiana en larvas neonatales obtuvieron una mortalidad de
49.33%, para González et al., (2015).

38
 Morfología
B. bassiana se caracteriza por mostrar en placas de Papa –Dextrosa- Agar (PDA) un
micelio blanco, sus colonias que tienen un aspecto aterciopelado (Figura 4),
polvoriento, blancas en los bordes, que se vuelven amarillo-pálidas, algunas veces
rojizas, incoloras al reverso, amarillas o rojizas. Conidióforos abundantes, que se
levantan a partir de las hifas vegetativas sosteniendo grupos de células conidiógenas
que se pueden ramificar para originar más células globosas o en forma de botella en la
parte basal con un raquis de hasta 20 μm de largo, en su mayoría formando un zig-zag.
Los conidios son hialinos, lisos, globosos a ligeramente elipsoidales (2-3 x 2.0-2.5
μm), generalmente forman racimos parecidos a bolas de nieve o de algodón
(Zimmermann, 2007) (Figura 5).

Lo que nos dicen Cave et al (2005), es que Beauveria bassiana, provoca una
enfermedad o produce toxinas que causan la muerte del artrópodo, en sus diferentes
estadios. Su cuerpo está formado por una estructura llamada micelio y produce esporas
asexuales llamadas conidias de forma redonda y color blanco o hialino. Los insectos
muertos por este hongo presentan un crecimiento de color blanco.

Generalmente, los cadáveres de insectos atacados se momifican quedando adheridos a

la planta (Carballo et al., 2004, p. 42).

Este hongo entomopatógeno produce una serie de toxinas siendo las principales los
ciclodepsipeptidos entre los cuales tenemos la beauvericine, el beauverolide H e I, el
bassianolide, el isarolide A, B y C; siendo el primero el que ha recibido más interés
debido a que esta toxina ayuda a degradar el sistema inmunológico del insecto huésped
(Carballo et al., 2004).

39
Figura 4. Morfología macroscópica en medio PDA
Fuente: Servicio Nacional de Sanidad Agraria (SENASA, 2012). Manual de producción y uso
de hongos entomopatógenos

A
B

Figura 5. Partes microscópicas Conidioforos, fialide y conidios.

Fuente: A. (SENASA, 2012). Manual de producción y uso de hongos entomopatógenos.
B. Imagen disponible en: http:// www. Biosiembra.com Folleto/folleto BIOSIEMBRA2014.

40
1.3.3.2. Metarhizium anisopliae

Metarhizium anisopliae (M. anisopliae), antes conocido como Entomophthora

anisopliae, es un hongo que está en el suelo extensamente distribuido. El primer uso de
M. anisopliae como un agente microbiano contra los insectos fue en 1879, cuando Elie
Metchnikoff lo aisló del escarabajo del trigo, Anisoplia austriaca (Herbst) descrito por
Sorokin. Más tarde fue usado para controlar el gorgojo de la remolacha azucarera,
Cleonus punctiventris (Bischoff et al., 2009).

M. anisopliae tiene un desarrollo óptimo a la temperatura de 25°C y puede crecer in

vitro en un rango de pH 3.3 -8, se necesita una alta humedad para el desarrollo de
conidios. La presencia de CO2 y la deficiencia ayuda la supervivencia de los
aislamientos (Domsch y Gams, 1980).

En el género Metarhizium (Hyphomycete), se han reportado siete especies: M.

anisopliae (Metschn) Sorokin; M.flavoviride Gams y Rozypal; M. album (Petch); M.
pingshaeme Chem y Giro; M. guizhousense Chem y Giro, y M. taii (Liang et al 1991).
De las especies conocidas, M. anisopliae, M.flavoviride y M. album, son las que
presentan una mayor gama de hospederos y amplia distribución geográfica. Estos
autores estiman también que la taxonomía de este género, aún es causa de controversia
(Guerrero et al. 1999).

 Rango de hospederos
Este hongo mayormente se aísla de suelos en los trópicos y en las regiones templadas;
parasitan una amplia gama de especies de insectos y es un agente de alto potencial en
el control biológico de plagas agrícolas. Se considera que ataca naturalmente más de
300 especies de insectos de diversos órdenes (Ferrón, 1981).

M. anisopliae se ha utilizado para el manejo y la prevención de infestaciones de varias

especies de la superfamilia Acridoidea, incluyendo langostas y saltamontes (Milner y
Pereire, 2000; Hunter et al., 2001; Lomer et al., 2001).

41
 Morfología
Las colonias al inicio tienen un margen de micelio blanco. Conidióforos con aspecto de
"terrones" que se colorean con el crecimiento de las esporas, estos pueden variar de
verde oliváceo hasta amarillo-verde o verde oscuro en medio PDA. Esporas formadas
sobre hifas columnares, a veces discretos esporodoquios, como costras. Al reverso
incoloras o color miel. Conidióforos abundantes, usualmente con 2-3 ramificaciones
por nodo. Fiálides cilíndricas o clavadas que se adelgazan abruptamente hacia el ápice.
Conidios en cadena formados en los ápices de las fiálides, estrechos, cilíndricos,
delgados y truncados en ambos extremos, hialinos a oliváceos o verdes (Bischoff et al.,
2009) (Figura 6).

Cave et al. (2005) sostienen que Metarhizium anisoplíae, es un hongo entomopatógeno

que produce esporas o conidias de color verde en forma ovalada y los insectos muertos
por este hongo presentan un crecimiento de color verde. Al igual que Beauveria spp.,
ataca más de 200 especies de insectos (Coleóptera spp., Lepióópteraspp., Hemíptera
spp., etc.). Manifiestan además que los insectos enfermos detienen su alimentación y
reducen su movimiento para finalmente morir. En el cuerpo del insecto muerto, se
observa el micelio de color blanco y las esporas (color verde) principalmente en áreas
menos esclerosadas.

A B

Figura 6. A. Morfología macroscópica en medio PDA B. Partes microscópicas a)

Fialide b) Conidias
Fuente: (SENASA, 2012). Manual de producción y uso de hongos entomopatógenos.

42
1.3.3.3.Isaria fumosorosea
I. fumosorosea fue descrito por primera vez con Wize en 1904, al aislarlo de una larva
del ―picudo de la remolacha‖ Cleonus punctiventris en Ucrania. Posteriormente
basándose en el estudio monográfico del género Paecilomyces realizado por Samson
(1974), I. fumosorosea Wize se incluyó en la sección recién creada denominada
Paecilomyces sect. Isarioidea y desde entonces se le denominó Paecilomyces
fumosoroseus (Wize) Brown & Smith por muchos años (Zimmermann, 2008).
.
 Rango de hospederos
Su distribución mundial de I. fumosorosea tiene un rango relativamente amplio de
hospederos predominando los Lepidópteros, pero relativamente menos en comparación
con B. bassiana (Zimmermann, 2007, 2008). En el catálogo de la USDAARS
correspondiente a la colección de cultivos de hongos entomopatógenos (ARSEF)
(Humber y Hansen, 2005) nos dice que los principales ordenes de insectos que afecta I.
fumosorosea son: Acari, Blattodea, Coleoptera, Díptera, Hemiptera, Hymenoptera,
Isóptera, Lepidoptera, Neuroptera y Thysanoptera.

 Morfología

El hongo I. fumosorosea es de rápido crecimiento en la (Figura 7), puede verse que

tiene un aspecto polvoriento, granular, producen coremios definidos que son
polvorientos cuando el hongo es aislado por primera vez. Al principio las colonias son
blancas, y pueden permanecer así o cambiar con el tiempo a tonalidades rosadas y
grisáceas en medio PDA.Los conidióforos se producen solos o en grupos, de paredes
lisas, hialinas, con verticilos ramificados con grupos de 3-6 fiálides. Algunas veces el patrón
verticilado se rompe y sobre el conidióforo se producen ramas sencillas. Fiálides con una
base ancha globosa a elipsoidal que se adelgaza a un cuello delgado y largo, como en
forma de botella. Los conidios son cilíndricos a fusiformes (3-4 x 1-2 μm), con extremos
redondeados, lisos, hialinos o ligeramente rosados, formando estructuras tipo cadenas
(Zimmermann, 2008).

43
 El género Isaria presenta hifas hialinas amarillentas, septadas, de paredes delgadas. La
mayoría presentan ramificaciones verticiladas o irregularmente ramificadas, llevan en su
parte terminal en cada rama grupos de fiálides, las cuales pueden ser también solitarias.
Las fiálides constan de una porción basal cilíndrica o hinchada, adelgazándose
abruptamente a menudo para formar un cuello muy notorio. Los conidióforos llevan
cadenas de conidias; éstas son hialinas, unicelulares y de forma ovoide (Bustillo, 2001).

En nuestro medio se registran como mínimo cinco especies de Isaria infectando ocho
insectos diferentes. Las infecciones causadas por I. fumosorosea se reconocen por el
color rosado pálido mientras que en P. lilacinus son de color violeta claro. La especie
más importante del género es Isaria fumosorosea (Wize) Brown & Smith (Bustillo,
2001).

Los hongos cubren levemente el cadáver con trazas de micelio y lo adhieren al envés de la
hoja. Las ninfas muestran un aspecto plumoso y están rodeadas por brotes de micelio y
conidias (Núñez, 1995).

Figura 7. A. Morfología macroscópica en medio PDA B. y C. Partes microscópicas a) Fialide

b) Conidias
Fuente: A. y B. (SENASA, 2012). Manual de producción y uso de hongos entomopatógenos.
C. Gonzales, M., Aguilar, C. y Rodríguez, R. 2012. Control de insectos plaga en la
agricultura utilizando hongos entomopatógenos: Restos y Perspectivas. Revista Científica de
la Universidad Autónoma de Coahuila.

44
 CAPÍTULO II

MATERIALES Y MÉTODOS

2.1. Ubicación del lugar de estudio

Esta investigación se realizó en el Laboratorio de la Sección Académica de Entomología y

Protección Vegetal del Departamento de Biología de la Universidad Nacional de San Agustín,
localizado en la región de Arequipa. Ubicado a 16°24'50,99'' LS, 71°32'01,80'' LO y a 2 327
msnm. (Figura 8).

Figura 8. Lugar de estudio en la Escuela de Biología

Fuente: (Datos de mapas ©2017 Google Earth, Imágenes ©2017 Digital Globe)

2.2 Metodología de campo

2.2.1. Colecta de larvas Spodoptera frugiperda

Las larvas de Spodoptera frugiperda, utilizadas para la crianza fueron colectadas
manualmente del falso tallo del maíz ―cogollo‖ de varias plantas de maíz, esto se realizó en
los campos del Fundo América S.A.C. ubicado en el distrito de Santa Rita de Siguas,
provincia y Región de Arequipa entre los paralelos 16°29´34´´ latitud Sur y 72°05´40´´
longitud Oeste, a 1277 msnm, perteneciente a la provincia y región de Arequipa (Figura 9).

45
 Clasificado en la costa alta entre los 1000 y 2000 msnm, influenciado por la faja desértica
con un clima extremadamente árido a semicálido registrando temperaturas desde los 6°C
hasta los 32°C y una humedad relativa promedio de 16% con alrededor de 2 mm en
precipitaciones anuales. Las larvas atrapadas fueron depositadas en envases de polietileno
transparente de 45mm x 45 mm que contenían hojas de maíz para su alimentación estos
envases tenían orificios en la tapa para la respiración de la larva (Figura 10).

Figura 9. Lugar de muestreo de Spodoptera frugiperda en el Fundo America

Fuente: (Datos de mapas ©2017 Google Earth, Imágenes ©2017 Digital Globe)

A B C

Figura 10. Colecta de Spodoptera frugiperda. ―cogollero del maíz” A. B.Colecta a nivel de la
hoja de manera manual. C.Transporte de larvas en envases.

46
2.3 Metodología de laboratorio

2.3.1 Crianza de Spodoptera frugiperda. “cogollero del maiz”

La técnica de crianza masiva (Figura 11), se basó en la metodología propuesta por

Armas y Ayala (1990), con algunas modificaciones. Las larvas fueron colocadas
individualmente en recipientes de polietileno que contenían hojas de maíz para su
alimentación estos envases tenían orificios en la tapa para la respiración de la larva.

Las larvas se alimentaron con hojas tiernas de maíz previamente lavadas con agua y
secadas con papel toalla. El suministro de hojas se realizó hasta la formación de pupas.
Las pupas se colocaron en un balde de plástico de 20 litros el cual contenían arena
húmeda, hasta que emerjan los adultos.

Este balde fue forrado con cartulina en todo el borde interno para favorecer las posturas.

La alimentación de los adultos se realizó con miel diluida en agua 1:1 que se colocó en
un depósito que tenía algodón humedecido. Después de 4 días se recuperaron las
posturas. Estas fueron colocadas en placas de Petri que contenían en su interior papel
toalla humedecido. Se registró la fecha y se selló con cinta de parafilm hasta la eclosión.
La eclosión se produjo de cuatro a cinco días en la placa de Petri, se observó la eclosión
de las larvas. Estas larvas fueron transferidas a recipientes. El alimento consistía en
hojas tiernas de la mazorca de maíz y para la respiración se hizo orificios en la tapa. A
partir del tercero y cuarto estadio se les separo individualmente a recipientes para evitar
el canibalismo. La limpieza y alimentación se realizó cada dos días.

De las posturas se fueron separando individualmente las larvas para su control y así
saber a qué estadio correspondía.

47
 A B C

D E F

Figura 11. Crianza de Spodoptera frugiperda. ―cogollero del maíz”‖. A y B. Larvas

individualmente colocadas en envases de polietileno. C. Pupas. D. Adultos. E. Posturas de
huevo. F. Posturas de huevo a punto de emerger. Laboratorio de Entomología y Protección
Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

2.3.2. Reactivación y conservación de los Hongos Entomopatógenos del cepario

del Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal de la Escuela
Profesional de Biologia.

2.3.2.1 Reactivación a partir de método de Insecto Trampa

Para la reactivacion de los hongos entomopatógenos se utilizaron como insectos

trampas, larvas susceptibles de la ―polilla de la cera‖ (Galleria mellonella L.), según
lo recomiendan, Butt y Goettel (2000). Las larvas de Galleria mellonella L. fueron
alimentadas con una dieta a base de miel y alimento para perro (Figura 12).

48
 A B

Figura 12. A. Dieta artificial. B.Insecto trampa Galleria mellonela en dieta artificial.
Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San
Agustín – 2016.

La reactivación de hongos entomopatógenos se hizo según el método desarrollado por

Butt y Goettel (2000), este método se modificó, se inició eligiendo ocho larvas del
lepidóptero Galleria mellonella por cada cepa a reactivar, se desinfectaron con una
solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 0.5%, durante 2 minutos, y se enjuagan
por tres ocasiones con agua destilada estéril (ADE), luego se colocaron sobre papel filtro
estéril para eliminar el exceso de humedad y posteriormente se inocularon con el hongo.

Para la inoculación se colocó a las larvas para que se desplazan en una placa que contenía
el hongo entomopatogeno con la finalidad de que exista contacto directo entre las esporas
del hongo y la cutícula del insecto para iniciar un proceso de infección, luego estos
insectos inoculados se colocaron individualmente en cajas de Petri acondicionadas con
papel toalla humedecido y alimentos hasta que se produzca la muerte del mismo.

Las larvas muertas se desinfectaron, sumergiéndolas en una solución NaClO al 0.5%,

durante 2 minutos, y se enjuagaron tres veces en ADE. Posteriormente se colocaron
sobre papel filtro estéril para extraer el exceso de humedad. Una vez desinfectados, los
especímenes, se colocaron en cámaras de húmedad estériles, que contenian papel toalla
humedecida y un portaobjeto, sobre el que se colocan los especímenes desinfectados,
para que se produzca el desarrollo y la esporulación del hongo.

49
 2.3.2.2. Aislamiento de los Hongos Entomopatógenos

Se utilizó el método tomado de Monzón (2000), con algunas modificaciones. Consistió

en colocar una porción de masa fúngica de un insecto cubierto con las esporas de los
hongo, en un recipiente con 10 ml de ADE con 0.1%de Tween 80. La suspensión
resultante se agito en vortex por un minuto, para que las conidias se liberaran. Lo que
resulta en una suspensión concentrada del inóculo más otras partículas; a esta
suspensión la llamamos solución madre. A partir de la solución madre, se prepararon
diluciones en serie (10 -1, 10-2, 10-3). La primera dilución (10-1) se obtuvo transfiriendo
con una pipeta estéril un ml de la solución madre a un tubo con 9 ml de ADE con 0.1
% de Tween 80, se agito en el vortex durante 1 minuto, luego se tomo un ml de esta
suspensión y le coloco en otro tubo de ensayo con 9 ml de ADE mas 0.1 % de Tween
80, obteniendose así la segunda dilución. (Figura 13).
Este operación se repitio para obtener la dilución (10-3). Para realizar la siembra de los
hongos se usaron las diluciones 10-3. Para obtener menos cantidad de unidades
formadoras de colonias (UFC) y poder separalas con mayor facilidad de
contaminanteas, si lo hubiera.

Figura 13. Dilución seriada de 10 -1, 10-2, 10-3. Laboratorio de Entomología y

Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2016.

50
 2.3.2.3. Cultivos monospóricos

Este cultivo se hizo como recomiendan Pereira y Mora (2004), con algunas
modificaciones. La siembras se efectúaron tomando 100 μl de las diluciónes a la 10-3
sembrando en el medio LcPDA (papa, dextrosa, agar y levadura de cerveza) con
cloranfenicol para evita el crecimiento de bacterias en el cultivo. Las placas de Petri
fueron selladas con parafilm y colocadas en una incubadora a 27 ºC con luz
permanente durante 15 días, tiempo en el cual el hongo completa su desarrollo y
alcanza a esporular completamente. Posteriormente, estas placas pasan a la
refrigeradora (4 a 8 °C) en donde pueden conservarse hasta seis meses.

2.3.2.4. Conservación y preservación en silica gel

Procesamiento para conservación de los HE tomada de Apaza (2016).
 Se prepararon viales de vidrio que contenían sílica gel hasta una tercera parte del
vial, conos de cartulina que entraron en los viales y finalmente fueron tapados con
papel aluminio para ser llevados a la autoclave durante 15 minutos a 121°C y 15
lb/pg2 de presión.
 Solución de ácido láctico al 20 % que se obtiene al diluir 20g de leche descremada
+ 80 ml de ADE, se llevaron a esterilizar (15 min a 121°C y 15 lb/pg2 de presión).
 Para la preservación de los cultivo de los hongos monospóricos se emplearon
cuadrículas de papel filtro de 1 cm2, los cuales se colocaron en 4 placas Petri de
vidrio para su esterilización, así como papel toalla, pinzas, espátulas, puntos de
micropipetas de 5 ml, tapas roscas de los viales y todos se envolvierón en papel
craft y colocados en bolsas de propileno llevándolos al autoclave durante 15
minutos a 121°C y 15 lb/pg2 de presión.

A cada placa con cultivo monosporico se le agregó 10 ml de una solución de ácido láctico
al 20 %, con una espátula esteril se procedo a un raspado, luego se tomó con una pinza
las cuadriculas de papel filtro que fueron sumergidas en la placa durante 5 minutos, para
retirar los papeles filtro con ayuda de la pinza para ser trasladados a un trozo de papel

51
toalla estéril con la finalidad de eliminar el exceso de humedad, dejándolos secar dentro
de una placa de Petri estéril que fue sellado con parafilm y envuelta en papel durante 24
horas.

Pasada las 24 horas se colocaron de 70 a 80 cuadriculas de papel filtro inoculados con el

hongo, en cada cono de cartulina de cada vial de vidrio, reemplazado en seguida la tapa
de aluminio por la tapa rosca estéril y sellandolo totalmente con parafilm.

Estos fueron rotulados con etiquetas que contenían el nombre del hongo y un código.
Los viales fueron almacenados a temperatura de 5°C. (Figura 14).

52
Figura 14.Conservación en sílica gel A. Cepario de conservación de hongos entomología del
Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín –
2017. B. Viales de vidrio que tiene conos de cartulino. C. Viales de vidrio que tiene silica gel
con conos de cartulina tapados con papel aluminio. D. Cuadriculas de papel filtro de 1 cm2
colocado en placas Petri de vidrio. E. Preparación de ácido láctico al 20%. F. Autoclave
durante 15 minutos a 121°C. G. Hechando de 10 ml de ácido láctico al 20% sobre un cultivo
monospórico. H. Cuadrículas inoculadas con hongos entomopatogenos I. Eliminación del
exceso de humedad de las cuadrículas. J. Colocando las cuadriculas al cono de cartulina.

2.3.3. Replicación de cultivos puros

La replicación se realizó como la recomienda Apaza (2016), con ciertas modificaciones,

de los cultivos monospóricos conservados en sílica gel, en la Figura 15 se observa como
se coloco una cuadrícula de papel filtro con inoculación fúngica en el medio de una placa
Petri con medio de cultivo LcPDA y cloranfenicol, a este papel se le agrego 0,2 ml (200µl)
de solución Tween 80 al 0.1%, o también puede deslizarse la cuadrícula en toda la superficie

53
del medio con la ayuda de un asa de Drigalsky esterilizada. Este mecanismo de
replicación se repitió en cuatro placas por cepa aislada, luego estas fueron selladas con
parafilm, rotuladas e incubadas a 22°C ± 2°C durante 30 días hasta su utilización en el
bioensayo de patogenicidad.
Las cepas son de Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae e Isaria fumosorosea, de
acuerdo a su requerimiento nutricional.

A B

C D

Figura 15. Replicacion a partir de cultivos monosporicos. A. Extracción de la

cuadricula inoculada con hongo entomopatogeno B. Agregando 200µl de la
solución Tween 80 al 0.1% a la cuadricula. C. Deslizando el asa de Drigalsky en
toda la superficie del medio D. Placa de Petri con la cuadrícula. Laboratorio de
Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

54
2.3.4. Control de calidad de los Hongos Entomopatógenos

2.3.4.1. Obtención de inóculos

De acuerdo a la metodología seguida por Apaza (2016), con algunos cambios, se

usaron los HE del cepario de Beauveria bassiana, Metharhizium anisopliae e Isaria
fumosorosea se prepararon soluciones esporógenas en las mismas condiciones
asépticas descritas en aislamiento, para lo cual a una placa monosporica se le agrego 20
ml de solución Tween 80 al 0.1%, con ayuda de una espátula se desprenden las esporas
mezclándose bien para luego ser transferido a un matraz estéril (solución madre), luego
se agitó la solución manualmente por el espacio de 1 minuto y se dejó en reposo
durante 12 horas para la hidratación de conidios. Luego se realizaron diluciones
seriadas transfiriendo 1 ml de la solución madre con una pipeta estéril a un tubo de
ensayo con 9 ml de Tween 80 al 0.1% , obteniendo la dilución 10-1, luego se selló con
papel platino para homogenizar durante 30 segundos en vórtex, de la dilución 10-1 se
transfirió 1 ml de esta a otro tubo de ensayo con 9 ml de Tween 80 al 0.1% y tenemos
dilución 10-2; de esta manera se realizaron diluciones hasta 10-6 respectivamente
marcados con la dilución y código de cepa (Figura 16).

A B

55
C D

Figura 16. Obtención de inoculo A. Adicion de la solución de Tween 80 al 0.1% al

cultivo monosporico B. Raspado de la superficie del cultivo puro. C. Solución madre
D. Dilución seriada apartir de la solución madre. Laboratorio de Entomología y
Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

2.3.4.2. Recuento de conidias

Se realizó el procedimiento propuesto por Monzón (2000), con ciertas variaciones. Se

hizo uso de una pipeta Pasteur tomándose una alícuota de la dilución 10-3 y se llevo a
la cámara de Neubauer y se observo ponerla al microscopio de luz con 400 X,
buscando el cuadrante central y contando cuatro cuadriculas. (Figura 17 y 18)
El conteo se realiza 4 veces para calcular el promedio y realizar la siguiente ecuación:

(Conidias /ml)

= Promedio de conidias contadas

104 = Factor de corrección de la cámara Neubahuer
ID = Inversa de dilución empleada

Las concentraciones fueron ≥ 108 conidias /ml, siendo aptos para su utilización.

56
 Figura 17. Cámara de Neubauer utilizada para el recuento de conidias
.

Figura 18. Vista microscopica de conidias. Laboratorio de Entomología y Protección

Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

2.3.4.3. Porcentaje de viabilidad o germinación de conidias

Se determina la viabilidad de los hongos según SENASA (2014), a través de la capacidad
germinativa de las conidias en un tiempo establecido. El medio nutritivo fue PDA con
cloranfenicol (antibiótico), distribuido en placas de Petri cuadriculadas de 1 cm2 de
diámetro.

57
Durante la siembra se colocaron 0.1 ml (100 µl) de la dilución 10-3 de cada muestra en
la placa Petri con medio nutritivo, diseminándolo con ayuda de una espátula de
Drigalski sobre el medio sólido, posteriormente se selló la placa con parafilm y se
incubó a 22± 2°C durante 24 h.

Al transcurrir las 24 horas se le agregó unas gotas de azul de lactofenol sobre la

superficie de las placas sembradas, y en la Figura 19, se observa una porciones de agar
de 1 cm2, que se colocó en un portaobjetos y por encima un cubreobjetos; de esta
manera se tomaron cinco cuadrículas por placa (Figura 14). Para el conteo de conidias
germinadas y no germinadas se realizó bajo microscopio óptico, contando como mínimo
30-300 conidias

a= número de conidias germinadas

b= número de conidias sin germinar

Se consideraron las placas con colonias entre 30-300 y una viabilidad satisfactoria ≥ 90%.

Figura 19. Viabilidad o Germinación de conidias. A. Cuadriculas coloreadas con azul

de lactofenol B. Observación en microscopio de conidias germinadas y no germinadas.
Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San
Agustín – 2017.
58
 2.3.4.4. Pureza

Determina si el hongo entomopatógeno es puro o hay microrganismos contaminantes.

Este proceso se realizó con la dilucion de 10 -6 de cada hongo agitandolo en el vórtex

durante un minuto, luego se inoculó 0.1 ml (100 µl) de cada tubo en dos placas de Petri
con medio nutritivo PDA con cloranfenicol, diseminándolo con ayuda de un asa de
Drigalski sobre el medio sólido, está placa se selló con parafilm e incubó durante 8 días
a 25 ± 2°C

Se evalúo el número de unidades formadoras de colonias (UFC) de los contaminantes y

el número de UFC del hongo evaluado para sacar el promedio. El cálculo obtenido se
aplicó con la siguiente ecuación (SENASA ,2014).

UFC he = Unidades Formadoras de Colonias del hongo evaluado

UFC t = Unidades Formadoras de Colonias Totales

Se consideraron las placas que tuvieron 100 %, identificando los microrganismos

presentes.

2.4. Bioensayo de patogenicidad de aislamientos nativos

Para comenzar el bioensayo de patogenecidad se seleccionaron 200 larvas del estadio 2 de

Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) provenientes de la crianza masiva realizada en
laboratorio,
Las larvas fueron colocadas en envases de plástico 45mm x 45 mm estos envases tenían
orificios en la tapa para la respiración de la larva, en la base se colocó papel toalla
humedecido. Como fuente de alimento contenían hojas tiernas de la mazorca de maíz de las
cuales fueron lavadas previamente y cambiadas diariamente

59
Para el bioensayo de patogenicidad se usarón dos aislamientos de Beauveria bassiana, uno
de Metarhizium anisopliae y el otro de Isaria fumosorosea, donde el resultado obtenido en
el porcentaje de viabilidad fueron superiores a 90% y pureza al 100%.

Se obtuvieron los cultivos puros de los replicados en placas de Petri y se siguió con la
metodología de la concentración de conidias de hongos entomopatógenos.

Para obtener una concentración aproximada de 1x10 8 conidias/ml en un volumen de 20 ml

de Tween 80 al 0.1%, se aplicó la siguiente ecuación balanceada,

C1. V1 = C2. V2

Dónde:
C1 = Concentración inicial de la solución conidiógena
V1 = Volumen (X)
C2 = Concentración calibrada de 1x10 8 conidias/ml
V2 = Volumen de 20 ml

Aplicamos las soluciones conidiógenas con la finalidad de infectar larvas del estadio
2 de Spodoptera frugiperda. Para la aspersión se hizo uso de un aerógrafo KL-155
con 7 cc de capacidad del depósito y una compresora de aire LA5700.

La evaluación de mortalidad causada por los hongos en estudio se realizó a partir del
segundo día hasta el día 10, registrando diariamente el porcentaje de mortalidad a
través de la fórmula de Abbott (1925).

Fórmula de Abbott:

60
 Dónde:
Pi = Población Inicial
Pf = Población final

Se considera a Spodoptera frugiperda muerta cuando esta larva presentaba ausencia

de movimientos, las cuales fueron separadas e incubados al interior de una cámara
húmeda para verificar posteriormente el desarrollo del micelio del hongo como
agente causal de la mortalidad observada.

Medición de temperatura y humedad

La temperatura y la humedad fueron medidas con un Higro-Termómetro Clock

digital, que mide da la temperatura y humedad máxima y mínima. En la Tabla 5 se
observa los promedios de temperatura y humedad máxima y mínima, que
corresponden a las condiciones del bioensayo de patogenicidad bajo condiciones en
laboratorio. (Anexo 4).

Tabla 5. Temperatura y humedad relativa promedio durante el bioensayo de

patogenicidad. Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad
Nacional de San Agustín – 2017.

PARAMETROS PROMEDIO PROMEDIO PROMEDIO

MAXIMO MINIMO MEDIO
TEMPERATURA °C 21.25 17.44 19.35
HUMEDAD RELATIVA% 62.3 38.4 50.35

2.5. Diseño Experimental

A. Tipo de diseño: Diseño completamente al azar (DCR)

B. Tratamientos: T1, T2, T3, T4, T5

61
Tabla 6: Tratamientos para el Bioensayo. Laboratorio de Entomología y Protección
Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

IDENTIFICACION ABREVIATURA TRATAMIENTO

Testigo Tween 80° al 0.1% T1
Metarhizium anisopliae var. anisopliae CCB-124 T2
Beauveria bassiana (1) CCB-122 T3
Beauveria bassiana (2) CCB-123 T4
Isaria fumosorosea CCB-125 T5

C. Unidad experimental:

La unidad experimental constó de un envase de plástico con orificios en la tapa

para la respiración de la larva, en cuya base se colocó papel toalla humedecido.
En cada unidad se colocó 1 individuos con hojas de maíz las cuales fueron
lavadas y cambiadas diariamente.

D. N° de repeticiones: 4 repeticiones por tratamiento de 10 individuos por unidad

experimental, haciendo un total de 200 individuos.

E. Croquis

62
 Concentración = 1x 108 Conidios/ml, 1 aplicación durante 10 días

F. Evaluación
La evaluación de mortalidad se hizo diariamente a partir del día 2 hasta el día
10, registrándose la mortalidad acumulada de los individuos.

G. Análisis de datos
Los datos obtenidos de porcentaje de mortalidad por tratamiento, en los
diferentes tipos de hongos entomopatogenos estos fueron separados por pruebas
comparativas de medias Tukey (P≤0.05), analizando mediante un diseño
experimental de bloques al azar.

63
 CAPÍTULO III

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

3.1. Reactivacion de Hongos Entomopatógenos

Las larvas de G. mellonella, empleadas como insecto trampa Tabla 7, 32 fueron positivos en la
manifestación de algún tipo de patogenicidad, para los cual se escogio un total de 20
aislamientos puros provenientes de los insectos trampa con micosis de HE nativo,
distribuyéndose así 4 cultivos monospóricos por tratamiento, es decir 5 de Beauveria bassiana
Cepa CCB-122, 5 de Beauveria bassiana Cepa CCB-123, 5 de Metarhizium anisopliae la
Cepa CCB-124, y 5 de la Cepa CCB-125 Isaria fumosorosea.

Tabla 7. Reactivación de hongos entomopatogenos nativos con larvas de Galleria

mellonella. Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de
San Agustín – 2016.

INFECCION
Metarhizium Beauveria Beauveria Isaria
REPETICION anisopliae bassiana bassiana fumosorosea
CCP-124 CCP-122 CCP-123 CCP-125
SI NO SI NO SI NO SI NO
R1 X X X X
R2 X X X X
R3 X X X X
R4 X X X X
R5 X X X X
R6 X X X X
R7 X X X X
R8 X X X X

64
Archuelta et al. (s.f.), mencionan la eficacia de la larva trampa G. mellonella., quien resulto ser
una especie que resistió cambios de temperatura y humedad relativa, Para el aislamiento de
HE ellos obtuvieron 23 aislamientos puros, 16 fueron de Beauveria bassiana., 4 de
Metarhizium anisopliae. y 3 de Paecilomyces fumosoroseus., similar a (Galán, 2012), quien aislo
hongos entomopatógenos con esta misma larva, en huertos de cítricos de los estados de Nuevo
León, Tamaulipas, Sinaloa, San Luis Potosí, Yucatán, Campeche, Michoacán y Tabasco, los
hongos fueron B.bassiana., M. anisopliae e I. fumosoroseu y también Garcia et al. (2011), uso
esta larva aislando ocho cepas de B. bassiana y cuatro de M. anisopliae demostrando la eficacia
como insecto trampa de G. mellonella ante los hongos entomopatogenos nativos de este trabajo.

Para Hernández et al. (2011), hacen uso de insectos trampa larvas de G. mellonella y de
larvas de Phyllophaga spp. ―gallina ciega‖ de los cuales se encontraron cuarenta y ocho
aislamientos de hongos entomopatógenos (siete aislados de gallina ciega y 41 de G. mellonella),
de éstos, 15 corresponden a Metarhizium anisopliae, 30 a Beauveria bassiana y 3 a Paecilomyces
sp., este trabajo nos indican que la larva G. mellonella es ideal como insecto trampa.

3.2. Control de calidad de Hongos Entomopatógenos Nativos

Como se observa en la Tabla 8, la cepa CCB-122 mostró mayor producción de conidias con
una concentración de 7.0 x 108 conidias/ml, así como la cepa CCB-123 con 6.1 x 108
conidias/ml comprobando lo que menciona Monzón (2000), en que las cepas de Beauveria
bassiana tiene mayor concentración de conidias que otras cepas.

La producción de conidias de las diferentes cepas (Tabla 8), es muy importante, ya que una
alta producción de esporas hace más fácil su comercialización y reduce los costos de su
implementación en el campo. Por otra parte, una cepa de alta esporulación sobre un insecto
permite una mayor diseminación del hongo con la consecuente infección en otros individuos
de la población (Thomas y Jenkins 1997; Narváez et al. 1997).

En las conidias de todos los tratamientos superaron el 95% de viabilidad (Tabla 8). , al
transcurrir las 24 horas, estas presentaron una alta capacidad de germinación. Este valor es

65
adecuado considerando que se ha establecido como un parámetro de calidad de bioplaguicidas
una germinación superior al 90 %. (Velez et ál. 1997)., característica importante, porque las
conidias de los hongos entomopatógenos deben presentar un rápido desarrollo del tubo
germinativo, para acelerar el proceso infectivo y disminuir el tiempo de exposición a factores
adversos como la radiación UV y humedad cuando son aplicadas en campo (Hajek y St. Leger
1994; Goettel e Inglis 1997).

En la Tabla 8, también se observa que todos los cultivos de las cepas patogénicas, mostraron
tener más del 95% de pureza. La pureza de los aislamientos de hongos es un factor muy
importante en el control de su calidad, ya que se trata de certificar que el producto solo
contiene el organismo deseado y que no está contaminado con otros organismos que puedan
ser dañino o contaminantes en el ambiente en el cual se depositan (Vélez et al., 1997).

Tabla 8. Concentración, viabilidad y pureza de los aislados entomopatógenos. Laboratorio

de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

Hongo Código de Concentración Viabilidad Pureza

Entomopatógeno Aislamiento (conidias/ml) (%) (%)
Metarhizium anisopliae CCB-124 5.5 x 108 97.2 100
var. anisopliae
Beauveria bassiana CCB-122 7.0 x 108 98.5 100
Beauveria bassiana CCB-123 6.1 x 108 98.1 100
Isaria fumosorosea CCB-125 5.8 x 108 96.7 100

3.3. Bioensayo de patogenicidad de aislamientos nativos.

En la Tabla 9 y gráfico 1, a los 5 días de evaluacion el porcentaje de mortalidad de Spodoptera

frugiperda de acuerdo a la prueba de Tukey evidencia que no existe diferencia significativa
respecto al nivel de mortalidad de los hongos entomopatogenos aplicados, encontrando una
mortalidad de 78% en la cepa nativa CCB-122 Beauveria bassiana, con el 60% en la cepa nativa

66
CCB-123 Beauveria bassiana, con el 55% en la cepa nativas CCB-125 Isaria fumosorosea,
seguida de la cepa CCB-124 Metarhizium anisopliae con el 53%, en comparación con el testigo
con una mortalidad natural del 15%.

Tabla 9. Promedio de la mortalidad de larva de Spodoptera frugiperda a los 5 días de

tratamiento. Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de
San Agustín – 2017.

Tratamientos N Promedios % Test de Tukey

Mortalidad 1 2
Testigo: Tween 80° al 0.1% 4 1,50 ± 1,291 15 1,50 (a)
Metarhizium anisopliae CCB-124 4 5,25 ± 0,957 53 5,25 (b)
Beauveria bassiana CCB-122 4 7,75 ± 1,500 78 7,75 (b)
Beauveria bassiana CCB-123 4 6,00 ± 1,155 60 6,00 (b)
Isaria fumosorosea CCB-125 4 5.50 ± 1,732 55 5,50 (b)

Mortalidad a los 5 dias

78%
80%
70% 60%
53% 55%
Mortalidad %

60%
50%
40%
30%
15%
20%
10%
0%

Tratamiento

Grafico 1. Porcentaje de mortalidad de larva de Spodoptera frugiperda a los 5 días de

tratamiento con hongos entomopatógenos. Laboratorio de Entomología y Protección
Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

67
Al igual que los resultados encontrados sobre las larvas de lepidópteros específicamente
Spodoptera frugiperda en el presente trabajo, esto concuerda con lo reportado por Alves
(1986); Gouli et al., (2008) y Hoe et al., (2009), quienes señalan que B. bassiana es un
entomopatogeno muy virulento sobre muchos insectos en especial los lepidópteros.

Los resultados de una elevada mortalidad contra la larva S. frugiperda por parte de la cepa
Bauveria bassiana, es explicado por Fan et al (2007), quien nos indica que las quitinasas de
este hongo, poseen el dominio de unión a la quitina, estos son componentes genéticos del
insecto huésped, lo que aumenta la capacidad de penetración de aislamientos nativos.

Así mismo, Srisukchayakul et al. (2005), ellos sugieren que la germinación de estos hongos
nativos se debe a la especificidad al insecto hospedero, debido quizá la variación del
integumento y es que la penetración de los HE a través de la cutícula es a veces precedida por
la formación de un apresorio que se fija a la epicutícula y proporciona el punto de apoyo para
los procesos mecánicos y enzimáticos. Esto significa que el hongo encontrado en una zona es
muy eficaces para esta misma zona, esto es apoyado en este trabajo

La prueba de Tukey nos indica que existen dos grupos bien diferenciados respecto al nivel de
mortalidad con el uso de hongos entomopatogenos, después de los 10 dias de evaluacion, el
mejor tratamiento fue CCB-122 Beauveria bassiana con 95 % de mortalidad, luego tenemos a
la cepa nativa CCB-123 Beauveria bassiana con el 75%, enseguida se tiene a CCB-124
Metarhizium anisopliae con el 68% y finalmente la cepa CCB-125 Isaria fumosorosea con
65% de mortalidad (Tabla 10 y gráfico 2).

Tabla 10. Promedio de la mortalidad de larva de Spodoptera frugiperda a los 10 días de

tratamiento. Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad Nacional de
San Agustín – 2017.

68
 Tratamientos N Promedios % Test de Tukey
Mortalidad 1 2 3
Testigo: Tween 80° al 0.1% 4 1,50 ± 1,291 15 1,50 (a)
Metarhizium anisopliae CCB-124 4 6,75 ± 0,500 68 6,75 (b)
Beauveria bassiana CCB-122 4 9,50 ± 0,577 95 9,50 (c)
Beauveria bassiana CCB-123 4 7,50 ± 0,577 75 7,50 (b)
Isaria fumosorosea CCB-125 4 6,50 ± 1,291 65 6.50 (b)

Mortalidad a los 10 dias

95%
100%
90%
75%
80% 68% 65%
Mortalidad %

70%
60%
50%
40%
30%
15%
20%
10%
0%

Tratamientos

Grafico 2. Porcentaje de mortalidad de larva de Spodoptera frugiperda a los 10 días de

tratamiento con hongos entomopatógenos. Laboratorio de Entomología y Protección
Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

69
En la presente investigación se observa un alto porcentaje de mortalidad con cepas nativas de
Bauveria bassiana sobre esta plagas Spodoptera frugiperda en larvas del segundo estadio, en
condiciones de laboratorio esto es comprobado por diferentes trabajos como Garcia et al.
(2011), que tuvo una mortalidades hasta de 96.6% y Luna et al. (s.f.) mencionan una
mortalidad al 88%;

Soto (2008), trabajo con Bauveria bassiana nativa sobre la larva Spodoptera frugiperda con 5
dias de haber emergido del huevo obteniendo una mortalidad de 90%;

Por otro lado Aliaga y Cruz (2009), trabajaron en la ciudad de Lima, con Bauveria bassiana
CBLE-265, cepa aislada de Hypothenemus hampei ―Broca del café‖ producida
comercialmente por la SCB-SENASA, quien registra en el estadio 1 una mortalidad de 43.06
% y en estadio 2 con una mortalidad de 34.72 %, para el control de la plagas Spodoptera
frugiperda, e igual Gutierres (2017) uso B bassiana comercial con las larva obteniendo una
mortalidad de 45.21%. Lo que nos indica lo importante de aplicar hongos nativos para poder
realizar así un mejor control biológico de diferentes tipos de plagas

El gráfico 3, muestra los tratamientos de las cepas nativas CCB-122 y CCB-123 Beauveria
bassiana., cepa CCB-124 Metarhizium anisopliae y cepa CCB-125 Isaria fumosorosea, aquí
se observa que apartir del día 3 al 5 día se produce un gran porcentaje de mortalidad, con la
tendencia de incrementar proporcionalmente hasta el octavo día de evaluación, donde hay un
incremento ligero. El grupo control se mantuvo con viabilidad del 85 %, con una mortalidad
del 15 % que son normales en el manejo que se hacen en este tipo de trabajos.

70
 EVALUACION DE DIAS DE MORTALIDAD
100
90
80
Mortalidad %

70
60
50
40
30
20
10
0
2 3 4 5 6 7 8 9 10
Dias de evaluación

Testigo Metarhizium anisopliae CCB- 124

Beauveria bassiana CCB-122 Beauveria bassiana CCB-123
Isaria fumosorosea CCB-125

Gráfico 3. Evolución de la mortalidad de larva Spodoptera frugiperda, según tiempo y

tratamientos con cepas nativas de hongos entomopatógenos. Laboratorio de Entomología
y Protección Vegetal. Universidad Nacional de San Agustín – 2017.

En otro estudio realizado por González et al., (2015), utilizaron productos comerciales de
Bauveria bassiana en larvas neonatales obtuvieron una mortalidad de 49.33%, que según
Purwar y Sachan (2005) y Amer et al. (2008), nos indican que las larvas más jóvenes
sucumben más rápido a los hongos entomopatógenos que los estadios posteriores, esto es
explicado por Boman, (1980) que nos explica que los constituyentes químicos de los insectos
cambian la cutícula gradualmente con el avance en la edad de larvas, que resultan en el
endurecimiento de la cutícula y aumento de la inmunidad humoral a las infecciones
microbianas, a pesar de esto se encontra una mortalidad baja,

71
Figura20. Micosis de las cepas nativas de HE sobre la larva 3 de Spodoptera frugiperda ―A.
S. frugiperda infectado por la cepa CCB-124 de Metarhizium anisopliae var. anisopliae B. S.
frugiperda infectado por la cepa CCB-122 de Beauveria bassiana C. . S. frugiperda infectado
por la cepa CCB-123 de Beauveria bassiana D. S. frugiperda infectado por la cepa CCB-125
de Isaria fumosorosea. Laboratorio de Entomología y Protección Vegetal. Universidad
Nacional de San Agustín – 2017.

72
 CONCLUSIONES

1. En la reactivación y control de calidad se evalúo la concentración de conidias obteniendo

para la cepa CCB-122 Beauveria bassiana 7.0 x 108, Cepa CCB-123 Beauveria bassiana
6.1 x 108, cepa CCB-124 Metarhizium anisopliae var. Anisopliae 5.5 x 108 y Cepa CCB-
125 Isaria fumosorosea 5.8 x 108, todos ellos tuvieron una viabilidad mayor a 95% y una
pureza de 100 %.

2. En este trabajo a los 5 dias de evaluación las cepas CCB-122 Beauveria bassiana, CCB-
123 Beauveria bassiana, CCB-124 Metarhizium anisopliae var. Anisopliae y CCB-125
Isaria fumosorosea no mostraron una diferencia signficativas respecto a la mortalidad,
pero a los 10 dias de evalucación la cepa se CCB-122 Beauveria bassiana ejercio una
mortalidad de 95% siendo el mas efectivo para la larva Spodoptera frugiperda.

73
 RECOMENDACIONES

 Realizar ensayos a nivel invernadero y campo utilizando la cepa nativa CCB-122 de

Beauveria bassiana, para el control de larva Spodoptera frugiperda a fin de confirmar su
actividad patogénica en este tipo de condiciones.

 Proseguir con ensayos utilizando controladores biológicos que es este caso son los hongos
entomopatogenos nativos de este trabajo. a fin de encontrar la eficacia con otro tipos de
insectos.

 Promover el uso de Beauveria bassiana como alternativa de control en plagas de maíz ya

que los resultados son alentadores en contra del cogollero del maiz.

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Recomendaciones: Ingestas Recomendadas/día para hombres y mujeres de 20 a 39
años con una actividad física moderada. Recomendaciones: Objetivos
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technology, 18(9), 865-901.

90
 ANEXOS

ANEXO 1. Medios nutritivos sólidos

Papa – Dextrosa – Agar (PDA)

Papa--------------------------------------------------250 g
Dextrosa-----------------------------------------------18 g
Agar---------------------------------------------------18 g
Agua destilada-----------------------------------1000 ml

Preparación:

 Lavar la papa, pelarla, pesarla, picarla en trozos pequeños

 Ponerla a hervir en 1000 ml de agua destilada, por 35 minutos.
 Filtrar a través de una gasa.
 Completar a un litro y agregar el agar y la dextrosa, mezclar bien.
 Distribuir en frascos Erlenmeyer de 500 ml de capacidad a razón de 250 ml por frasco.
 Taponar con algodón y papel platino.
 Esterilizar en autoclave por 15 minutos a 121°C y 15 lb/pg2 de presión.

Levadura de cerveza – Papa – Dextrosa – Agar (LcPDA)

Papa--------------------------------------------------250 g
Levadura de cerveza---------------------------------10 g
Dextrosa-----------------------------------------------18 g
Agar---------------------------------------------------18 g
Agua destilada-----------------------------------1000 ml

Preparación:

El procedimiento es igual a la preparación del medio PDA.

 Adicionar a la mezcla levadura de cerveza.

 Distribuir en frascos Erlenmeyer de 500 ml de capacidad a razón de 250 ml por frasco.
91
  Taponar con algodón y papel platino.
 Esterilizar en autoclave por 15 minutos a 121°C y 15 lb/pg2 de presión.

ANEXO 2. Tween 80 al 0.1%

Principio

Esta solución tiene la propiedad de soltar las conidias, haciendo más fácil su dispersión para
todos los procesos del control de calidad y bioensayos.

Tween 80----------------------------------------------1 ml
Agua destilada-----------------------------------1000 ml

Preparación

 Mezclar el agua destilada con el Tween 80, mover bien hasta homogenizar.
 Verter en frascos de vidrio (250 ml) resistentes al calor, a razón de 100 ml por
frasco.
 Tapar con papel platina y esterlizar en autoclave autoclave por 15 minutos a
121°C y 15 lb/pg2 de presión.

ANEXO 3. Azul de lactofenol

Principio
Esta solución es muy útil para examinar el material fúngico tomado de los cultivos.
El fenol mata el hongo, el ácido láctico es un agente aclarante que preserva la estructura del
hongo, la glicerina previene la desecación y el azul de algodón o cotton blue colorea la
quitina y celulosa del hongo.

Preparación del reactivo

Solución A
Fenol en cristales ------------------------------------20 g
Ácido láctico----------------------------------------20 ml

92
 Glicerina---------------------------------------------40 ml
Mezclar bien

Solución B
Azul cotton de Poirrier ---------------------------0.05 g
(o Azul de Anilina)
Agua destilada c.s.p.-------------------------------20 ml

 Mezclar bien Solución A y Solución B en el agua destilada tibia.

 Conservar a temperatura ambiente por más de 6 meses

ANEXO 4. Registro de temperatura y humedad relativa en condiciones de laboratorio

durante el bioensayo de patogenicidad

FECHA DIAS TEMPERATURA °C

DE EVALUACION
MAXIMA MINIMA MEDIA

02/04/2017 1 20.6 18.2 19.4

03/04/2017 2 22.3 18.9 20.6

04/04/2017 3 21.6 17.6 19.6

05/04/2017 4 22.4 16.4 19.4

06/04/2017 5 21.8 18.4 20.1

07/04/2017 6 21.3 18.6 19.95

08/04/2017 7 20.8 18 19.4

09/04/2017 8 20.3 15.8 19.05

10/04/2017 9 19.8 15.9 17.85

11/04/2017 10 21.6 16.6 19.1

PROMEDIO 21.25 17.44 19.345

93
FECHA DIAS HUMEDAD %
DE
EVALUACION MAXIMA MINIMA MEDIA
02/04/2017 38
1 64 51
03/04/2017 2 63 40 51.5
04/04/2017 3 62 38 50
05/04/2017 4 60 34 47
06/04/2017 5 62 37 49.5
07/04/2017 6 60 38 49
08/04/2017 7 62 40 51
09/04/2017 8 65 42 53.5
10/04/2017 9 64 39 51.5
11/04/2017 10 61 38 49.5
PROMEDIO 38.4 50.35
62.3

94
ANEXO 5. Análisis descriptivo del porcentaje de la mortalidad de larva de Spodoptera frugiperda a los 5 días de
tratamiento

Descriptivos
Mortalidad

95% del intervalo

de confianza para
la media
Desviación Error Límite Límite Máxim
N Media estándar estándar inferior superior Mínimo o
T1: Testigo 4 1,50 1,291 ,645 -,55 3,55 0 3
T2: Metarrhizium anisoplia CCP - 124 4 5,25 ,957 ,479 3,73 6,77 4 6
T3: Beauveria bassiana CCP - 122 4 7,75 1,500 ,750 5,36 10,14 6 9
T4: Beauveria bassiana CCP - 123 4 6,00 1,155 ,577 4,16 7,84 5 7
T5: Isaria fumosorosea CCP - 125 4 5,50 1,732 ,866 2,74 8,26 4 7
Total 20 5,20 2,419 ,541 4,07 6,33 0 9

ANEXO 6. Análisis de prueba de homogenidad de varianza de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 5 días de
tratamiento

Prueba de homogeneidad de varianzas

Mortalidad
Estadístico de Levene gl1 gl2 Sig.
2,437 4 15 ,092

95
La prueba de Levene nos arroja un estadístico de 2.437 con una probabilidad asociada de 0.092 el cual es mayor de 0.05 (nuestro nivel
de significancia) por lo tanto debemos hacer uso de la prueba Tukey para comparar medias ya que nos está indicando que las varianzas
son iguales.

ANEXO 7. Análisis de diferencia significativa de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 5 días de tratamiento

ANOVA
Mortalidad
Suma de Media
cuadrados gl cuadrática F Sig.
Entre grupos 83,700 4 20,925 11,414 ,000
Dentro de grupos 27,500 15 1,833
Total 111,200 19

El análisis de varianza nos arroja una estadístico de F igual a 11.414 con una probabilidad asociada de 0.000, los cual nos indica que
SI existe diferencia significativas en las medias de los tratamientos y para averiguar dónde están estas diferencias haremos uso del test
Tukey ya que estamos asumiendo que las varianzas SI son iguales.

96
 ANEXO 7. Análisis de grupos diferenciados de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 5 días de tratamiento

Mortalidad
Subconjunto para alfa = 0.05
Tratamiento N 1 2
a
HSD Tukey T1: Testigo 4 1,50
T2: Metarrhizium anisoplia CCP - 124 4 5,25
T5: Isaria fumosorosea CCP - 125 4 5,50
T4: Beauveria bassiana CCP - 123 4 6,00
T3: Beauveria bassiana CCP - 122 4 7,75
Sig. 1,000 ,118
Se visualizan las medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos.

El test de Tukey nos indica que existen dos grupos bien diferenciados respecto al nivel de mortalidad, en primer lugar tenemos a los
tratamientos T2 (MT), T5 (Is), T4 (Bb 2) y T3 (Bb 1) como los más efectivos en el nivel de mortalidad a los 5 días, y luego tenemos al
tratamiento T1 con menor nivel de mortalidad a los 5 días.

97
ANEXO 8. Análisis descriptivo del porcentaje de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 10 días de tratamiento.

Descriptivos
Mortalidad
95% del intervalo
de confianza para
Desviació la media
n Error Límite Límite
N Media estándar estándar inferior superior Mínimo Máximo
T1: Testigo 4 1,50 1,291 ,645 -,55 3,55 0 3
T2: Metarrhizium anisoplia CCP - 124 4 6,75 ,500 ,250 5,95 7,55 6 7
T3: Beauveria bassiana CCP - 122 4 9,50 ,577 ,289 8,58 10,42 9 10
T4: Beauveria bassiana CCP - 123 4 7,50 ,577 ,289 6,58 8,42 7 8
T5: Isaria fumosorosea CCP - 125 4 6,50 1,291 ,645 4,45 8,55 5 8
Total 20 6,35 2,834 ,634 5,02 7,68 0 10

98
 ANEXO 9. Análisis de diferencia significativa de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 10 días de tratamiento.

Prueba de homogeneidad de varianzas

Mortalidad
Estadístico
de Levene gl1 gl2 Sig.
2,486 4 15 ,088
La prueba de Levene nos arroja un estadístico de 2.486 con una probabilidad asociada de 0.088 el cual es mayor de 0.05 (nuestro nivel
de significancia) por lo tanto debemos hacer uso de la prueba Tukey para comparar medias ya que nos está indicando que las varianzas
son iguales.
ANEXO 10. Análisis de grupos diferenciados de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 10 días de tratamiento

ANOVA
Mortalidad
Suma de Media
cuadrados gl cuadrática F Sig.
Entre grupos 139,800 4 34,950 41,118 ,000
Dentro de grupos 12,750 15 ,850
Total 152,550 19
El análisis de varianza nos arroja una estadístico de F igual a 41.118 con una probabilidad asociada de 0.000, los cual nos indica que
SI existe diferencia significativas en las medias de los tratamientos y para averiguar dónde están estas diferencias haremos uso del test
Tukey ya que estamos asumiendo que las varianzas SI son iguales.

99
 ANEXO 11. Análisis de grupos diferenciados de la mortalidad de Spodoptera frugiperda a los 10 días de tratamiento

Mortalidad
Subconjunto para alfa = 0.05
Tratamiento N 1 2 3
HSD Tukeya T1: Testigo 4 1,50
T5: Isaria fumosorosea CCP - 125 4 6,50
T2: Metarrhizium anisoplia CCP - 124 4 6,75
T4: Beauveria bassiana CCP - 123 4 7,50
T3: Beauveria bassiana CCP - 122 4 9,50
Sig. 1,000 ,558 ,052
Se visualizan las medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos.

El test de Tukey nos indica que existen tres grupos bien diferenciados respecto al nivel de mortalidad, en primer lugar tenemos al
tratamiento T3 (Bb 1) como el más efectivo en el nivel de mortalidad a los 10 días, luego tenemos a los T4 (Bb 2), T2 (MT) y T5 (Is)
y por ultimo al T1 como el tratamiento con menor nivel de mortalidad a los 10 días.

100
101