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Informe-Practica 4-Curva de Secado - Castillo, Ortiz, Maldonado, Montalvan
Informe-Practica 4-Curva de Secado - Castillo, Ortiz, Maldonado, Montalvan
Informe-Practica 4-Curva de Secado - Castillo, Ortiz, Maldonado, Montalvan
CURVA DE SECADO DE LA
PIÑA
Autor (s):
Johanna Castillo
Thalía Ortiz
Yessenia Maldonado
Mayra Montalván
Docente:
PdD. Geovanny Figueroa
- Seminario -
MAESTRIA EN QUÍMICA
APLICADA
CURVA DE SECADO DE LA PIÑA 2022
1. TÍTULO
2. OBJETIVOS
3. MARCO TEÓRICO
Los bocadillos de frutas secas son muy populares entre adultos y niños y son una forma
conveniente para que las personas consuman frutas. Las frutas secas a menudo se comen
como refrigerio independiente y también se combinan con nueces en mezclas de refrigerios
(Carunchia et al., 2015). Las frutas secas son relativamente baratas y fáciles de almacenar,
por lo que se convierten en componentes esenciales de alimentos, bebidas y recetas. Esta
alternativa saludable a los bocadillos dulces puede ser una valiosa fuente de antioxidantes y
micronutrientes, que contiene vitaminas, ácido fólico, potasio, magnesio y también fibra,
mientras que estos productos son bajos en grasas totales, ácidos grasos saturados y sodio.
(Jeszka-Skowron & Czarczyńska-Goś lińska, 2020)
El secado provoca varios cambios estructurales que difieren de los de la estructura inicial
del producto. Estos cambios pueden ser desventajosos o pueden generar cambios favorables
en algunos productos (por ejemplo, gránulos crujientes para cereales para el desayuno o
leche en polvo instantánea). El secado se puede aplicar a productos agrícolas altamente
hidratados para reducir el peso (por ejemplo, hojas de té, huevos, leche, frutas y verduras)
o productos agrícolas poco hidratados como maíz, arroz, trigo y semillas oleaginosas y
productos intermedios de procesos industriales como café, extractos de té, pasta y azúcar.
En el procesamiento moderno de alimentos, se presta atención al mantenimiento de la
bioactividad y la funcionalidad estructural del producto. El control de esta bioactividad y
funcionalidad estructural depende de todos los fenómenos químicos y físicos que ocurren
durante el secado y posterior almacenamiento. (Prabhakar & Mallika, 2014)
El análisis implica la oxidación del ácido ascórbico con un colorante redox, como el 2,6-
diclorofenolindofenol (azul en medio básico y rojo-rosa intenso en medio ácido), el cual se
reduce en presencia del ácido (Figura 1). El contenido de ácido ascórbico es directamente
proporcional a la capacidad de un extracto de la muestra para reducir una solución estándar
determinada por titulación. (Zago et al., 2010)
FENOLES TOTALES
Los fenoles son compuestos que presentan en su estructura uno o más anillos fenólicos, por
lo que se los conoce también como polifenoles. Tienen actividad antioxidante y son producidos
por las plantas como metabolitos secundarios que aportan a la pigmentación de varias
partes, así tenemos a los antocianos que dan el color violeta, azul, rojo y naranja a la corteza
de frutas y hortalizas. Cuando los fenoles se oxidan originan las quinonas que producen una
coloración parduzca por lo general indeseable. Además de proporcionar color y acción
antioxidante, los fenoles dan sabor a los alimentos, por lo que intervienen en la calidad y
duración de los alimentos. Algunos alimentos ricos en fenoles son el cacao, vino tinto, cebolla,
té, aceite virgen de oliva, entre otros. Sus propiedades antioxidantes son de gran interés
para la prevención de enfermedades cardiovasculares, neurodegenerativas y el cáncer
(Gimeno, 2004; Ruiz, Venegas, Valdiviezo & Plasencia, 2018).
La piña es una de las frutas tropicales de mayor consumo con gran cantidad de compuestos
bioactivos como la vitamina C, -caroteno y fenoles, cuya concentración está relacionada al
estado de madurez de la fruta y su variedad. El ácido gálico, epicatequina, catequina,
miricitina, ácido 2-hidroxicinámico y ácido vanílico son ejemplos de compuestos fenólicos de
esta fruta al alcanzar su estado de madurez comercial (Trujillo, 2021).
PIÑA LIOFILIZADA
Los alimentos sometidos a liofilización tienen características típicas del proceso, entre estas
características es que el producto se hace muy porosa y muy higroscópico, por lo que
necesita ser almacenado herméticamente, y cuando al mismo se le hidrata recupera su
aspecto casi como su condición original (Alzate, 2008). Es por ello que la liofilización es una
técnica de mucha utilidad, ya que ayuda en los alimentos a intensificar sus características
sensoriales lo que no sucede con el secado con calor, que hace que los alimentos pierdan su
tamaño, su textura y pierdan sus aportes nutricionales.
Está técnica tiene como fundamento la sublimación, que es el cambio de estado de sólido a
gas, para ello se debe realizar con la presión y temperatura menores a las del punto triple.
En el caso del agua, si la presión se mantiene por debajo de 4,58 Torr permanece sólida, y al
calentarla a una presión menor a la presión de vapor que corresponde a la temperatura de
la superficie del hielo, este sublima directamente. Y es gracias a este proceso que los
alimentos.
4. MEDIDAS DE SEGURIDAD
Asimismo, en la presente práctica se trabaja con utensilios como cuchillos, equipos como la
rebanadora de alimentos y secador de alimentos los mismos que deben ser manipulados con
conocimiento para evitar accidentes (cortes o quemaduras). Conjuntamente, para evitar la
contaminación de las muestras y mantener su calidad se deben considerar normas
sanitarias y buen manejo de los equipos y materiales de laboratorio.
5. MATERIALES
6. EQUIPOS
Balanza analítica
Secador de bandejas
Refractómetro Mettler Toledo digital de mano
pH-metro digital Mettler Toledo
Tester de la actividad de agua LabTouch-aw novasina
Analizador de halógenos de humedad
Triturador Handy Chopper Plus
Rebanadora eléctrica
Centrifuga
Espectrofotómetro para microplacas UV-visible EPOCH.
Termobalanza, equipo de medición de actividad de agua, bureta digital.
7. REACTIVOS
2,6-dicloroindofenol
Ácido metafosfórico
Metanol
Hidróxido de sodio
Ácido ascórbico
Para realizar los análisis de pérdida de peso se tomaban los pesos de las bandejas con las
muestras cada 30 min hasta los 240min. Además de dos de las bandejas colocadas se
tomaban de 3 a 4 rodajas de piña para análisis fisicoquímicos y determinación del contenido
de vitamina C. Tomamos estas rodajas de las bandejas de control y mediante un triturador
Handy Chopper Plus logramos disminuir el tamaño de muestra para realizar los análisis de
porcentaje de humedad, cantidad agua, sólidos solubles, contenido de vitamina C y fenoles
totales. Cada uno de estos análisis se realizó cada 30min hasta alcanzar un porcentaje de
pérdida de peso ≤ 10%.
Así mismo se pesó 1g de muestra en tubos de centrifuga de cada uno de los intervalos de
tiempo para realizar un análisis de fenoles totales.
9. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El peso de la piña por bandeja en intervalos de tiempo de (30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 y
240min) se presenta a continuación en la Tabla 1. Los valores de la siguiente tabla
representan solo el peso de la piña, es decir que ha sido restado el peso de la bandeja
correspondiente.
Tiempo 70 70 70 70
Tiempo 70 70 70 70
60.00
50.00
40.00
30.00
20.00
10.00
0.00
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180
Tiempo (min)
En la siguiente Tabla 3 se puede observar los datos necesarios para poder determinar el
contenido de acidez de la piña, se tituló la muestra con hidróxido de sodio 0.1 N y se utilizó
como indicador la fenolftaleína. Este ensayo se realizó por triplicado, por lo tanto, se calculó
el porcentaje de acidez para cada peso de muestra.
En la Tabla 3 se contemplan los valores de los sólidos solubles en los diferentes intervalos
de tiempo de deshidratación, las mediciones solo se pudieron realizar hasta un tiempo de 90
min debido a la perdida de agua de la piña los sólidos solubles se incrementaban, pero estos
ya no podían ser detectados por el equipo.
Obtenidos los valores de sólidos totales y el porcentaje de acidez podemos calcular el índice
de madurez de la piña para cada intervalo de tiempo como se muestra a continuación en la
Tabla 4.
0.8
0.6
Aw
0.4
0.2
0
0 50 100 150 200
Tiempo (min)
En esta gráfica se observa que va disminuyendo la actividad de agua según avanza el tiempo
(y se pierde el contenido de agua, tal como se ha comprobado anteriormente). El valor de Aw
del que se parte, muy cercano a 1, se corresponde al valor planteado por (Conceição et al.,
2012) para la Aw de las rodajas de piña, que es 0.991. Según (Fellows, 2009; Prabhakar &
Mallika, 2014), luego de alcanzar un valor de Aw menor a 0,6 se garantiza que no existirá
actividad microbiana. Por lo tanto, siempre que las condiciones de almacenamiento sean
adecuadas, las muestras de piña obtenidas de forma experimental pueden ser conservadas
sin riesgo de contaminación, debido a que son microbiológicamente estables.
Humedad en el tiempo
90
80
70
60
Humedad (%)
50
40
30
20
10
0
0 50 100 150 200
Tiempo (min)
De esta gráfica se puede observar que se parte de una humedad inicial 83.81 %, lo cual se
corresponde a lo planteado por fuentes como el Departamento de Agricultura de los Estados
Unidos (USDA, 2019), que reporta 86 g de agua / 100 g, o (Sairi & Sarmidi, 2002) que plantean
un contenido de 85.3-87.0g de agua / 100 g de piña, quedando con un valor ligeramente
inferior a estos. Según transcurre el tiempo, se pierde la humedad, lo cual se corresponde
también a la pérdida de peso reportada previamente en la presente práctica de laboratorio,
que se reportó había perdido aproximadamente un 85.66 % de su peso, debido a la
deshidratación.
Solución Madre
m (mg) V (mL) p C (mg/ml)
250 50 0.99 4.95
Curva teórica
C (mg/ml) Alícuota (ml)
0 0
0.125 0.126
1.65 1.660
3.18 3.199
4.71 4.738
6.25 6.287
Volumen Aforo (ml) 10
Curva real
C (mg/ml) Alícuota (ml) Vc (ml) Vc corregido (ml)
0.00 0 0.2 -
0.10 0.2 0.9 0.7
0.74 1.5 10.3 10.1
1.49 3 22.8 22.6
2.23 4.5 35.7 35.5
2.97 6 45.8 45.6
Nota: Estas tablas muestran las concentraciones teóricas y reales, además de los volúmenes de alícuota que
corresponde a la solución madre de ácido ascórbico (vitamina C). Donde Vc= volumen consumido y Vc corregido=
volumen consumido corregido.
Titulación de estándares
50
45
y = 15.944x - 1.0928
Volumen consumido (ml)
40
35 R² = 0.9985
30
25
20
15
10
5
0
0.00 0.50 1.00 1.50 2.00 2.50 3.00 3.50
Concentración (mg/ml)
y= mx + b
y = 15.944x – 1.0928
x = y + 1.0928/15.944
50.00
VIt. C conc. (mg/100g)
40.00
30.00
20.00
10.00
0.00
0 20 40 60 80 100 120 140
Tiempo (min)
Figura 6. Concentración de la vitamina C en base seca en relación al intervalo de tiempo de secado de la muestra.
También es interesante destacar que no se reportaron los dos últimos puntos de la curva,
debido a dificultades en la titulación de estos, así como que el incremento aparente de la
concentración de vitamina C a partir de los 120 minutos no se debe realmente a un aumento
en la concentración, sino que las muestras, al ser almacenadas sin un sellado adecuado,
absorbieron una parte de la humedad del ambiente, con lo se ve afectado el valor que se
reporta.
FENOLES TOTALES
0.8
0.6
0.4
0.2
0
0 100 200 300 400 500 600 700
Concentración ug/mL
y= mx + b
y = 0.0018x – 0.1324
x = y + 0.1324/0.0018
Tabla 10. Concentración de fenoles en muestras de piña deshidratada a 70°C a diferentes tiempos,
correspondientes a muestras de dilución 1:1 Metanol/H 2O.
TIEMPOS muestra muestra
Gramos ABSORBANCIAS C ug/mL
(min) mg/g mg/100 g
1 0 0,14 4,22 0,08 8,44
1 30 0,143 5,88 0,12 11,78
1 60 0,192 33,11 0,66 66,22
1 90 0,292 88,66 1,77 177,33
1 120 0,309 98,11 1,96 196,22
1 150 0,333 111,44 2,23 222,89
1 180 0,37 132,00 2,64 264,00
1 240 0,381 138,11 2,76 276,22
Nota: Esta tabla muestra la concentración de los fenoles en base seco con dilución 1:1.
Tabla 11. Concentración de fenoles en base seca de muestras de piña deshidratada a 70°C a
diferentes tiempos, correspondientes a muestras sin dilución y contenido de sólidos totales.
Tiempo muestra Sólidos totales
Absorbancia C (µg/ml)
(min) (mg/100 g) (g)
0 0,196 35,33 70,67 16,19
30 0,221 49,22 98,44 22,85
60 0,299 92,56 185,11 46,7
90 0,485 195,89 391,78 88,18
120 0,556 235,33 470,67 91,62
150 0,597 258,11 516,22 94,27
Nota: Esta tabla muestra la concentración de los fenoles en base seca hasta un tiempo de 150min.
Como se observa en las Tablas 9 y 10, la concentración de los fenoles aumenta a medida que
aumenta el tiempo de deshidratación, por cuanto al perderse agua se concentran los sólidos
totales.
Según (Trujillo, 2021) el contenido de fenoles totales para la piña es de 21,7 mg de ácido
gálico/100 g de fruta fresca, lo cual concuerda con (Domínguez, 2011) que expresa un
contenido de 25 a 39 mg/100 g de peso fresco en la piña. No obstante, el valor obtenido en
la pulpa de piña sin deshidratar en la práctica fue de 8.44, refiriéndonos a las muestras con
dilución 1:1 Metanol/H2 O. Como lo describe (Domínguez, 2011) esto se puede deber a varios
factores como el tipo de cultivar, el equilibrio entre la biosíntesis y el catabolismo de fenoles
en la planta y el estado de maduración ya que mientras más madura esté la fruta el contenido
de compuestos fenólicos aumenta.
Referente al contenido de fenoles totales de la piña en base seca (Cárdenas, Arrazola, &
Villalba, 2015) reportan un valor de 990.76 mg/100 g de muestra en base seca, considerando
que el valor de sólidos solubles aceptable en los parámetros de calidad de la piña es de 11 a
Química de los Alimentos 25
CURVA DE SECADO DE LA PIÑA 2022
LIOFILIZACIÓN
Con la ecuación obtenida de la curva de estándares de concentración de Vitamina C (Tabla
12), despejando la variable X, se pudo obtener el contenido en mg/mL de vitamina C, el cual
fue de 3,7896 mg/mL y de 4,016 mg/100 g de muestra en base seca.
Estándares de Vitamina C
50
45
40 y = 15.944x - 1.0928
Volumen consumido (ml)
35 R² = 0.9985
30
25
20
15
10
5
0
0.00 0.50 1.00 1.50 2.00 2.50 3.00 3.50
Concentración (mg/ml)
y= mx + b
y = 15.944x – 1.0928
x = y + 1.0928/15.944
Tabla 14. Concentración de Vitamina C en muestra de piña liofilizada en base seca mg/100 g de
muestra.
HUMEDAD % VIT. C en mg/mL SÓLIDOS TOTALES % Vit. C en base seca
5,64 37,896 94,36 4,016
10. CONCLUSIONES
11. RECOMENDACIONES
Evitar eliminar valores obtenidos para la construcción de la curva de estándares por cuanto
se puede dar un efecto palanca indeseable.
Es necesario adquirir destreza en el pipeteo y realizarlo una sola persona, para poder
conseguir un coeficiente de correlación aceptable mayor a 0.99. Recomendándose volver a
realizar la lectura en el espectrofotómetro para que el cálculo sea más cercano al reportado.
Realizar los ensayos por duplicado para poder disminuir errores de medición, sobre todo
con la titulación cuya evaluación del punto final del viraje es un poco subjetiva.
Procurar dejar la muestra hasta un liofilizado total, observándose que ya no exista vapor de
agua en las paredes del recipiente y la textura de la muestra sea crujiente.
12. BIBLIOGRAFIA
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contenido de vitamina C en miel de abejas venezolanas por volumetría de óxido-
ANEXO 1
CÁLCULOS
Porcentaje de Acidez de la piña
% Acidez= B * N * E *100/W
Donde:
B= ml de NaOH
N= normalidad de NaOH
E= peso mili equivalente del ácido ascórbico
W= peso de la muestra en mg
% Acidez= B * N * E *100/W
% Acidez= 0.3
Índice de madurez
Ácido Metafosfórico
X 1000 mL
1000 𝑚𝐿 ∗ 7,5 𝑔
𝑋=
250 𝑚𝐿
𝑿 = 𝟑𝟎 𝒈 𝒅𝒆 Á𝒄𝒊𝒅𝒐 𝒎𝒆𝒕𝒂𝒇𝒐𝒔𝒇ó𝒓𝒊𝒄𝒐
1,2 mg 1,20204 mL
X 1 mL
X= 1 mg/mL
X= 1000 ug/mL
C2=Alícuota x C1/V2
Donde:
V: Aforo en mL
C2= 25 ug/mL
ESTÁNDARES-ÁCIDO GÁLICO
C (mg/mL) ABSORBANCIAS
25 0,148
50 0,196
100 0,297
200 0,499
400 0,985
600 1,09
y= mx + b
y = 0.0018x – 0.1324
x = y + 0.1324/0.0018
Donde:
y= Volumen gastado en mL
x= Concentración en mg/ml
Tabla 15. Concentración de fenoles en muestras de piña deshidratada a 70°C a diferentes tiempos,
correspondientes a muestras sin dilución.
TIEMPOS en 20000 muestra muestra muestra
Gramos ABSORBANCIAS C ug/mL
(min) (µL) (µg/g) (mg/g) mg/100 g
1 0 0,196 35,33 706,67 706,67 0,71 70,67
1 30 0,221 49,22 984,44 984,44 0,98 98,44
1 60 0,299 92,56 1851,11 1851,11 1,85 185,11
1 90 0,485 195,89 3917,78 3917,78 3,92 391,78
1 120 0,556 235,33 4706,67 4706,67 4,71 470,67
1 150 0,597 258,11 5162,22 5162,22 5,16 516,22
1 180 0,598 258,67 5173,33 5173,33 5,17 517,33
1 240 0,665 295,89 5917,78 5917,78 5,92 591,78
49, 22 µg 1000 µL
x= 984, 44 µg
Química de los Alimentos 39
CURVA DE SECADO DE LA PIÑA 2022
1 mg 1000 ug
x 988, 44 ug
x= 0,9844 mg
0,98 mg 1g
x 100 g
x= 98,44 mg
Tabla 16. Concentración de fenoles en muestras de piña deshidratada a 70°C a diferentes tiempos,
correspondientes a muestras de dilución 1:1 Metanol/H 2O.
DILUCIÓN 1:1
Metanol/H2O
TIEMPO en 500 en 20000 muestra muestra muestra
ABSORBANCIAS C (ug/mL)
(min) uL uL (ug/g) (mg/g) (mg/100 g)
0 0,14 4,22 2,11 84,44 84,44 0,08 8,44
30 0,143 5,89 2,94 117,78 117,78 0,12 11,78
60 0,192 33,11 16,56 662,22 662,22 0,66 66,22
90 0,292 88,67 44,33 1773,33 1773,33 1,77 177,33
120 0,309 98,11 49,06 1962,22 1962,22 1,96 196,22
150 0,333 111,44 55,72 2228,89 2228,89 2,23 222,89
180 0,37 132,00 66,00 2640,00 2640,00 2,64 264,00
240 0,381 138,11 69,06 2762,22 2762,22 2,76 276,22
y= mx + b
y = 15.944x – 1.0928
x = y + 1.0928/15.944
Donde:
y= Volumen gastado en ml
x= Concentración en mg/ml
x= Vitamina C en mg/ml
X = 3,7896 mg/ml
ANEXO 2
PROCESO PARA LA DETERMINACIÓN DE LA CURVA DE SECADO DE LA PIÑA