Guia Hematologia PDF

2021
CLINICA MEDICOS
CRISTIANOS
SOLIDARIOS
UDABOL
[GUIA
HEMATOLOGIA]
NOMBRE ESTUDIANTE : MARIA ANTONIETA AYAVIRI LEON
CODIGO: 7726
Tabla de contenido
HEMATOLOGÍA ............................................................................................................................... 4
PRINCIPIOS GENERALES DE LA VENOPUNCIÓN .............................................................................. 4
Zonas donde debe evitarse la venopunción ................................................................................. 5
Obtención de la muestra de la sangre capilar .............................................................................. 7
ANTICOAGULANTES ........................................................................................................................ 8
FROTIS SANGUÍNEO ...................................................................................................................... 11
TINCIONES ..................................................................................................................................... 12
Tinciones de Romanowsky ....................................................................................................... 13
Tinción de May-Grünwald-Giemsa........................................................................................... 15
Tinción de May-Grünwald ........................................................................................................ 18
Tinción de Wright. .................................................................................................................... 19
Tinción de panóptico rápido ...................................................................................................... 21
HEMOGRAMA ................................................................................................................................ 23
RECUENTO DE GLOBULOS ROJOS ................................................................................................. 23
HEMATOCRITO (HTO) .................................................................................................................... 25
HEMOGLOBINA ............................................................................................................................. 27
VELOCIDAD DE ERITROSEDIMENTACIÓN (VSG) ............................................................................ 29
ÍNDICES ERITROCITARIOS O HEMATOMÉTRICOS .......................................................................... 31
RECUENTO DE RETICULOCITO ....................................................................................................... 33
RECUENTO GLOBULOS BLANCOS .................................................................................................. 34
RECUENTO DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS .................................................................................... 38
COAGULOGRAMA ........................................................................................................................ 39
TIEMPO DE COAGULACIÓN ........................................................................................................... 39
TIEMPO DE SANGRÍA ..................................................................................................................... 40
TIEMPO DE PROTROMBINA+IRN (TP) ........................................................................................... 41
TIEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ACTIVADA (APPT) ......................................................... 43
FIBRINÓGENO................................................................................................................................ 44
RECUENTO DE PLAQUETAS EN CÁMARA DE NEUBAUER ................................................. 45
GOTA GRUESA ............................................................................................................................... 48
GRUPOS SANGUÍNEOS................................................................................................................. 49
PRUEBAS DE COOMBS ................................................................................................................ 51
PRUEBA DE ANTIGLOBULINA DIRECTA.......................................................................................... 52
PRUEBA DE COOMBS INDIRECTA .................................................................................................. 54
METODO DE STROUT ................................................................................................................... 55
ANEMIA ........................................................................................................................................... 57
LEUCEMIA ......................................................................................................................................... 66
Valores de referencia y alteraciones del hemograma..................................................................... 70
HEMATOLOGÍA
Fundamento:
La hematología se centra en el estudio, en la prevención y en el tratamiento de

enfermedades de la sangre que afectan a la producción de la sangre y de sus componentes.
Como especialidad médica estudia en individuos sanos y enfermos y a los elementos

constituidos en la sangre a fin de diagnosticar, tratar e investigar patologías propias de la
sangre y los órganos hematopoyéticos.
Las pruebas de laboratorio en hematología son variadas destacando por ser rutinarias el
hemograma completo, análisis que permite el recuento y verificación de los diferentes tipos
de células que constituyen la sangre, manejados bajo parámetros clínicos
internacionalmente homologados
PRINCIPIOS GENERALES DE LA VENOPUNCIÓN
Elección de la zona para realizar la venopunción La elección del sitio de punción es vital en
el procedimiento. Existen diversos lugares que pueden ser elegidos para la venopunción; la
zona más propicia es la fosa antecubital localizada entre el brazo y antebrazo en la cara
ventral del miembro superior, lugar donde se localiza un gran número de venas
superficiales. Las venas de esta zona tienen una distribución anatómica que puede variar de
un individuo a otro, distinguiéndose dos tipos comunes: uno en forma de H dado por las
venas cefálica, cubital mediana y basílica (70% de casos ) y otro en forma de M dada por la
distribución de las venas más prominentes: cefálica, cefálica mediana, basílica mediana y
basílica.
Las venas cubital, mediana y cefálica son utilizadas con más frecuencia para el
procedimiento de punción. La vena cefálica es más susceptible de presentar hematomas y
tiene la mayor sensación dolorosa al punzarla. Cuando las venas de esta región no están
disponibles o no son accesibles, las venas del dorso de la mano pueden ser usadas para la
venopunción.
Las venas localizadas en la parte distal del antebrazo, en la cara ventral no se recomienda
puncionarlas por la proximidad de varias estructuras anatómicas como tendones y nervios
que pueden ser lesionados accidentalmente durante el procedimiento. El arco venoso dorsal
de la mano y la vena dorsal del metacarpo son más usados para el procedimiento de
punción por ser venas de mayor calibre. No deben ser puncionadas las venas de las
extremidades inferiores, especialmente a nivel de los tobillos, por el alto riesgo de provocar
flebitis, trombosis o necrosis tisular. La punción arterial no debe considerarse una
alternativa para punción, debido a la dificultad de la canalización y posibles
complicaciones; si debe realizarse la punción será previa autorización médica.
Zonas donde debe evitarse la venopunción

De preferencia, las muestras de sangre deben extraerse de miembros en los que no se hayan
colocado vías intravenosas.
Se recomienda evitar:
• Zonas que contengan grandes áreas de cicatrices por quemaduras.
• En caso de mastectomía, se debe consultar al médico antes de extraer sangre de zonas

cercana a la misma, para evitar potenciales complicaciones derivadas de la linfostasis
• La extracción de sangre en zonas con hematoma, puede dar resultados erróneos en las
pruebas de laboratorio; si no existiera otra opción, la muestra se debe extraer distalmente al
mismo
• Áreas con fístulas arteriovenosas, injertos vasculares o cánulas vasculares; no deben ser
manipuladas para extraer sangre por personal no autorizado.
• Evitar puncionar venas trombosadas por ser poco elásticas y tener paredes endurecidas.
Técnicas para localizar la vena Antes de realizar la venopunción se informará al paciente
sobre el procedimiento y las posibles complicaciones que se puedan presentar. Como
metodología, se recomienda:
Brindar confianza y seguridad al paciente, a través del diálogo.
Observar cuidadosamente los dos brazos y las manos.
Observar las venas para determinar aquella de mayor calibre, tomando una determinación
sin que medie el criterio del paciente.
Generalidades para la toma de la muestra
La toma de la muestra define al procedimiento que permite obtener tejido líquido o sólido,
secreción o excreción de una persona, para su estudio en un laboratorio; cuando dicha
obtención se efectúa con un método invasivo se denomina extracción.
Las muestras que se requieren para los estudios hematológicos son:
Sangre venosa y capilar.
Médula ósea.
Líquido cefalorraquídeo.
Extracción de sangre venosa
La sangre venosa constituye la muestra más importante por la riqueza de datos que aporta
y su relativa facilidad para obtenerla. No es propósito del texto describir el procedimiento
de venopunción, pero sí puntualizar varias recomendaciones sobre la técnica y establecer
normas básicas orienten al profesional que realice el procedimiento.
Se sugiere realizar las extracciones sanguíneas con sistema de vacío, ya que aportan
seguridad al profesional evitando exposición accidental por autoinoculación y dos de los
errores preanalíticos frecuentes:
A) hemólisis de las células
B) incorrecto llenado del tubo.

El profesional encargado deberá cumplir normas de bioseguridad estrictas y mantener la
concentración durante todo el proceso.
Obtención de la muestra de la sangre capilar

La punción de la piel se realiza con una aguja o con lanceta.
El uso de agujas hipodérmicas o intravenosas es totalmente desaconsejado por ser causa de

pinchazos accidentales.
En adultos y niños mayores, se obtiene la muestra de sangre de la falange distal del tercer o
cuarto dedos, en un sitio ubicado entre 3 a 5 mm del lecho ungueal.
Antiguamente se obtenía sangre capilar luego de puncionar el lóbulo auricular;

actualmente su uso no se recomienda debido a que el flujo sanguíneo que se obtiene es tan
reducido que no es representativo de la sangre circulante.
El área plantar central y la curvatura posterior no deben puncionarse en lactantes pequeños,

para evitar el riesgo de lesión y posible infección de los huesos del tarso subyacentes, sobre
todo en los recién nacidos.
En lactantes, se pueden obtener muestras satisfactorias mediante una punción profunda de

la superficie plantar del talón, el cual debe tener una temperatura moderadamente elevada,
siendo necesario, en ocasiones bañar al niño en agua caliente.
Procedimiento a seguir para la recolección de la muestra de sangre capilar
Limpiar el área con alcohol al 70% y dejar que seque.
Se puncionará la piel hasta una profundidad de 2 a 3 mm, usando una lanceta estéril
desechable.
La primera gota de sangre que emana se retirará con una gasa estéril seca.
Si es necesario, puede apretarse el área muy suavemente, para promover el flujo libre de
sangre.
Se recogerá la segunda y las siguientes gotas en una tira reactiva o con una micropipeta de
10 o 20 ml y se introducirá la muestra inmediatamente en el diluyente. Es necesario que
exista un flujo de sangre libre y sólo es aceptable realizar una compresión muy suave; debe
haber un flujo lento pero espontáneo de grandes gotas de sangre.
Si se aprieta con fuerza para obtener sangre, los resultados no son fiables. Si la escasez de
flujo se debe a que el sitio de punción está frío y cianótico; las cifras obtenidas de
hemoglobina, recuento de hematíes y leucocitos son, por lo general, demasiado altas.
Extracción de sangre en situaciones especiales
Evite extraer sangre del brazo donde exista una vía de perfusión ya que la muestra
obtenida estará diluida. Si no hubiera otra opción por estar canalizados los dos brazos,
cierre la perfusión y espere al menos dos minutos para realizar la extracción.
La extracción de sangre de un catéter debe asegurar que la solución perfundida o el uso de

heparina interfieran en el resultado del análisis. Siempre debe desecharse un equivalente en
volumen a 2 o 3 veces el contenido de la luz del catéter; si la extracción es para un estudio
de coagulación no debe usarse este método, a menos que se lo realice en el momento de la
implantación de la vía.
Se recomienda utilizar un adaptador de vacío para el llenado de los tubos.
La obtención de sangre arterial para realizar estudios hematológicos no está aconsejada.
Debe tenerse en cuenta que las jeringuillas de extracción arterial están heparinizadas, por
lo que no pueden usarse para la estudios de coagulación.
En la práctica diaria, pueden presentarse situaciones en las que no es posible usar otra
opción que las descritas anteriormente, en estos casos, debe informarse al laboratorio las
características de la extracción y de la imposibilidad de realizarla de otra forma.
ANTICOAGULANTES
Secuencia de los tubos plásticos para extracción de sangre
1. Frascos para hemocultivo.
2. Tubos con citrato (celeste).

3. Tubos para suero con activador de coágulo, con o sin gel separador (tapa roja o amarilla).
4. Tubos con heparina con o sin gel separador de plasma (tapa verde).
5. Tubos con EDTA
6. Tubos con fluoruro (tapa gris)
Secuencia de los tubos de vidrio para extracción de sangre
1. Frascos para hemocultivos.
2. Tubos para suero de vidrio siliconado (tapa roja).
3. Tubos con citrato (tapa azul claro).
4. Tubos para suero con activador de coágulo, con o sin gel separador (tapa amarilla).
5. Tubos con heparina con o sin gel separador de plasma (tapa verde).
6. Tubos con EDTA
7. Tubos con fluoruro (tapa gris).
Homogeneización para tubos de extracción de sangre
Es importante que, inmediatamente después de la extracción, todos los tubos sean

homogeneizados; el procedimiento debe realizarse por inversión según se detalla:
No se deben homogeneizar vigorosamente los tubos de citrato por el riesgo de activación

plaquetaria e interferencia en las pruebas de coagulación.
Si se utilizan tubos de citrato para extraer sangre al vacío con aspiración parcial, se
observarse una falsa trombocitopenia. Este fenómeno puede ocurrir por activación
plaquetaria ocasionada por el «espacio muerto» entre la sangre extraída y la tapa de estos
tubos.
Si falla la homogeneización de la sangre en el tubo con anticoagulante, se produce la

formación de microcoágulos.
Tubos con activador del coágulo
Se usa para estudios en suero; este tipo de tubo no lleva anticoagulante, por el contrario su
pared interna está recubierta con una sustancia activadora que facilita y acelera el proceso
de retracción del coágulo.
En el fondo del tubo existe un gel separador que al momento de centrifugar se interpone
entre el suero y el coágulo, separándolos definitivamente e impidiendo su homogeneización
posterior. Su volumen de llenado es 5 a 7 ml. Este tubo se utiliza preferentemente en el área
de hematología biológica para el estudio de anemia y para algunas pruebas específicas del
banco de sangre.
FROTIS SANGUÍNEO
Preparación de la extensión sanguínea
La extensión sanguínea debe realizarse inmediatamente después de la toma de la muestra

de sangre; en ocasiones, las muestras sanguíneas son enviadas al laboratorio con un retraso
variable. Existen ventajas al preparar las extensiones sanguíneas cuando se lleva a cabo la
flebotomía.
La bandeja de flebotomía puede incluir algunos portaobjetos y cubreobjetos de cristal

limpios. Con un entrenamiento básico, los flebotomistas adquieren la formación adecuada
para preparar la extensión. Se dispone de un dispositivo automático para la realización de la
extensión. Cuando las extensiones no se hacen al momento de la punción, deben realizarse
en el laboratorio sin demora, tan pronto como se reciban las muestras.
Sobre un portaobjetos perfectamente limpio, se coloca en un extremo una gota pequeña de

sangre recién obtenida, sea de una punción digital, del talón (pediatría) o la última gota que
se encuentra en la luz de la aguja cuando se extrae con jeringuilla. Es recomendable evitar
usar sangre con anticoagulantes porque altera la morfología de las células. Con otro
portaobjetos de borde pulido y eliminados los ángulos, se realiza la extensión de la gota de
sangre.
Se conserva un ángulo menor a 45 respecto al portaobjetos horizontal; el portaobjetos

extensor se apoya delante de la gota de sangre retrocediendo hasta tocarla, una vez que la
misma se extiende a lo largo del borde de contacto por capilaridad, se avanza con firmeza y
lentitud. Así se obtiene una fina película de sangre que representa a la gota de sangre que se
extiende. Es necesario secar rápidamente el extendido al aire para evitar el deterioro de las
células.
Un extendido obtenido con este procedimiento poseerá tres áreas de diferente espesor y con
una distribución distinta de leucocitos por cada una de ellas:
1. Zona excesivamente gruesa: se encuentra en la región inmediata al punto de partida de la

extensión (cabeza). En ella existe siempre un mayor número de linfocitos.
2. Zona excesivamente fina: corresponde al final de la extensión (cola) y en ésta se observa

un exceso de granulocitos y monocitos.
3. Zona ideal: región central (cuerpo), donde existe un reparto equilibrado de las células.
TINCIONES
Las tinciones se pueden clasificar como:
• Simples: La muestra resulta teñida de un solo color ya que la tinción consiste en la

utilización de un solo colorante.
• Diferenciales: Las tinciones diferenciales están basadas en el uso de dos o más

colorantes, aunque también pueden utilizarse reactivos complementarios. Permiten la
diferenciación entre células o estructuras de ésta.
• Específicas: Utilizan anticuerpos fluorescentes para identificar estructuras celulares

específicas (inmunocitoquímico).
Tinciones de Romanowsky
Las tinciones de Romanowsky se fundamentan en el uso de colorantes constituidos por
eosinas y derivados de tiazinas. El método de Romanowsky aplica dos principios básicos
de tinción:
A) la fijación de la sangre extendida sobre el portaobjetos, y b) el uso, junto a los colorantes

clásicos (eosina y azul de metileno), de metiltioninas (derivados por oxidación del azul de
metileno), conocidos como azures (A, B y C).
Estas sustancias metacromáticas son las que producen la coloración púrpura o roja de la
cromatina nuclear y de algunos gránulos citoplasmáticos que, por este motivo, son
denominados azurófilos. Una de las características que poseen los colorantes utilizados en
las tinciones de Romanoswsky, es su sensibilidad ante cambios de ph, de forma que existe
afinidad entre estos y las estructuras celulares, aquellas de carácter básico fijan los
colorantes ácidos (eosina) y las de carácter ácido fijan los colorantes básicos (azul de
metileno). Esto explica que ciertas estructuras basófilas presentes en el núcleo o en el
citoplasma se coloreen de azul, mientras que otros componentes acidófilos, adquieran un
color rosado.
Dentro de las tinciones tipo Romanowsky encontramos:
• Tinción de Giemsa.
• Tinción de May-Grünwald-Giemsa. También llamado Panóptico de Pappenheim.
• Tinción de May-Grünwald.
• Tinción de Wright.
• Panóptico Rapido
Fundamento de la coloración de Giemsa
• Los colorantes tipo Romanowsky tienen como fundamento utilizar un contraste

entre colorantes ácidos y básicos, para lograr teñir las estructuras básicas y ácidas
respectivamente. Como se puede observar existe una afinidad de los colorantes
ácidos a teñir las estructuras básicas y viceversa.
• El colorante básico utilizado es el azul de metileno y sus derivados oxidados (Azure

A y Azure B), mientras que el colorante ácido es la eosina.
• Las estructuras ácidas de las células son los ácidos nucleicos, los gránulos de los
segmentados basófilos, entre otras, por tanto serán teñidos con el azul de metileno.
Proceso de tinción
1) Previo a la coloración se debe tener listo el extendido de la muestra sobre un

portaobjetos limpio.
Las muestras pueden ser sangre, médula ósea, cortes de tejidos histológicos o muestras
cervico-vaginal. Se recomienda que los extendidos sean finos y tengan 1 o 2 horas de
secado antes de colorearlos.
2) Sobre un puente de coloración se colocan todas las láminas que se tengan para colorear.
Se trabaja siempre en un mismo orden y se identifica bien cada lámina.
3) Colocar unas gotas de alcohol metílico al 100% (metanol) sobre el frotis y dejar actuar
por 3 a 5 minutos, con el fin de fijar y deshidratar la muestra.
4) Descartar el metanol presente en la lámina y dejar secar al aire.

5) Una vez seco colocar con un gotero la solución final de tinción hasta cubrir la totalidad
de la lámina. Dejar actuar por 15 minutos. Algunos autores recomiendan hasta 25 min.
Depende de la casa comercial.
6) Escurrir el colorante y lavar el frotis con agua destilada o con solución buffer a 7,2.
7) Sobre un papel secante dejar secar las láminas al aire libre, dispuestas en forma vertical
con ayuda de un soporte.
8) Limpiar el dorso del portaobjetos con una gasa o algodón humedecido en alcohol para
eliminar cualquier resto de colorante.
Utilidades
La técnica de tinción de Giemsa es utilizada en diversas áreas, entre ellas: en hematología,

micología, bacteriología, parasitología, citología y citogenética.En hematología es la
utilidad más frecuente que se le da a esta tinción. Con ella se logran identificar todas y cada
una de las células presentes en muestras de médula ósea o sangre periférica. Así como
estimar el número de cada serie, pudiéndose detectar leucocitosis o leucopenia,
trombocitopenia, etc.Debido a que es sensible para identificar células inmaduras, es
relevante en el diagnóstico de leucemias agudas o crónicas. También es posible hacer el
diagnóstico de anemias, como la anemia drepanocítica, falciforme, entre otras.
Tinción de May-Grünwald-Giemsa
La tinción de May-Grünwald-Giemsa, también denominada panóptico de Pappenheim, al
igual que la tinción de Wright, está catalogada como tinción tipo Romanowsky. Del mismo
modo que su colorante, que da nombre a la tinción, está catalogado también como colorante
tipo Romanowsky.
Fundamento
La técnica sigue el fundamento de las tinciones de Romanowsky, en las que los colorantes
ácidos tienen afinidad selectiva por los componentes básicos celulares y los componentes
ácidos atraen a los colorantes básicos.
Explicado de otra forma, tanto las estructuras celulares como los colorantes poseen cargas
eléctricas positivas o negativas; las cargas iguales se repelen y las cargas diferentes se
atraen.
Procedimiento de tinción de frotis sanguíneos o de médula ósea
Existen dos modalidades: una clásica y una rápida.
Modalidad clásica
• Cubrir los frotis durante 2 o 3 minutos con la solución de May-Grünwald

diluida.
• Lavar con agua destilada tamponada para eliminar la solución anterior.
• Cubrir con la misma solución de lavado tamponada y dejar por 1 minuto. La

idea es que el colorante anterior se fije a las estructuras y que, al mismo
tiempo, se hidraten las células.
• Agregar 12 gotas de tintura de Giemsa diluida sobre el agua tamponada y

soplar para mezclar y homogeneizar. Dejar reposar durante 15 o 20 minutos.
• Lavar los frotis con agua destilada tamponada y colocarlo a secar al aire.
• Enfocar y observar en un microscopio óptico las células sanguíneas teñidas

utilizando el objetivo de 40X. Si es necesario, puede usarse el de 100X.
Modalidad rápida
• Cubrir el frotis con el colorante May Grünwald diluido durante 1 minuto.
• Lavar con agua destilada tamponada.
• Cubrir con agua tamponada y dejar reposar por 1 minuto.
• Colocar el colorante Giemsa diluido y dejar por 5 minutos.
• Lavar con agua destilada tamponada y dejar secar al aire.

Las técnicas aquí descritas son una guía orientadora, pero se debe tener en cuenta que los
procedimientos y los tiempos de coloración varían de acuerdo con la casa comercial que
expende los reactivos. Se aconseja seguir los pasos estrictamente señalados por cada casa
comercial.
Usos
Esta técnica es utilizada por los laboratorios clínicos para teñir frotis de sangre periférica y
médula ósea, cortes de tejidos y citologías.
En el ámbito hematológico, esta técnica es de vital importancia en el estudio de

anormalidades de las células en cuanto a forma, tamaño y número. Es una herramienta muy
valiosa para el diagnóstico de ciertas enfermedades, como leucemias y anemias.
Además, presenta una destacada utilidad cuando se buscan parásitos en los ámbitos
hematológico (Plasmodium sp y Tripanosoma cruzi) o histológico (Leishmanias sp).
Tinción de May-Grünwald
Fundamento
La tinción de May-Grünwald, al igual que la tinción de HYPERLINK o la Tinción de
Wright, está catalogada como tinción tipo Romanowsky. Del mismo modo que su
colorante, que da nombre a la tinción, está catalogado también como colorante tipo
Romanowsky.
El colorante de May-Grünwald es una solución en metanol de un colorante ácido (eosina) y
un colorante básico (azul de metileno). Estos colorantes teñirán las estructuras celulares
dependiendo de su carácter ácido o básico.
Técnica
• Llenar de agua la cubeta para que los colorantes no se peguen al fondo.
• Colocar las varillas paralelas sobre los bordes de la cubeta.
• Colocar las extensiones sanguíneas sobre las varillas paralelas.
• Cubrir la extensión con un volumen conocido de solución extemporánea de May-
Grünwald y dejar actuar durante 3 minutos. En este paso se produce la fijación de la
extensión gracias al metanol que contiene el colorante.
• Añadir el mismo volumen conocido de agua destilada y soplar ligeramente con la
pipeta para lograr una mezcla homogénea. Dejar actuar la mezcla de colorante y
agua destilada durante 8-10 minutos.
• Lavar la extensión sanguínea con agua destilada hasta eliminar todos los restos de
colorante.
• Secar las extensiones al aire, colocadas en vertical.
• Observar los frotis sanguíneos teñidos al microscopio óptico.
Usos
Tiene los mismos usos que la tinción de Giemsa.

Tinción de Wright.
Fundamento de la tinción de Wright
La tinción de Wright nació de la tinción de Romanowsky, que consiste en una solución de

alcohol metílico de un colorante ácido (eosina Y) y otro básico (azul de metileno) y sus
productos de oxidación.
La mezcla de colorantes usados en la tinción de Wright provoca el efecto conocido como

Romanowsky, es decir, proporciona una hermosa coloración púrpura a los núcleos de los
leucocitos y a los gránulos neutrofílicos, mientras que los glóbulos rojos se tiñen de color
rosado.
Los componentes responsables de dar la gama de colores típica de la tinción de Wright son
el azul B y la eosina Y. El efecto observado dependerá del enlace de los colorantes a las
estructuras químicas y a las interacciones del azul B y la eosina Y.
Las estructuras ácidas tales como los ácidos nucleicos, las proteínas nucleares y el
citoplasma inmaduro reactivo de algunos tipos de células, fijan el azul B (colorante básico).
Mientras que las estructuras básicas tales como la hemoglobina, los gránulos de los
segmentados eosinófilos, entre otras estructuras celulares, fijan la eosina Y (colorante
ácido).
Técnica
1-Realizar el extendido de la muestra de forma que quede una película delgada, bien sea en
portaobjeto o cubreobjeto.
2-Dejar secar al aire por 2 horas aproximadamente.
3-Colocar el frotis seco sobre el puente de coloración o cubeta de tinción con el extendido
de la muestra hacia arriba.
4-Cubrir la lámina con el colorante de Wright gota a gota hasta abarcar toda la superficie.
Dejar actuar durante 5 – 8 minutos.
5-El colorante deberá cubrir completamente el portaobjeto, sin que se derrame por los
bordes. Si durante el tiempo de coloración se comienza a evaporar se deberán colocar unas
gotas adicionales.
6-Posteriormente adicionar una cantidad igual del amortiguador, soplar un poco hasta que
aparezca el característico brillo metálico. Cronometrar 10 a 15 minutos.
7-Lavar con agua de grifo, colocando el chorro suave hasta que la lámina se vea rosada.
8-Con una gasa impregnada de alcohol eliminar el colorante adherido en el dorso del
portaobjetos.
9-Dejar secar muy bien el frotis antes de colocar el aceite de inmersión para visualizarlo en
el microscopio.
Utilidad
Hematología
Es ideal para la tinción de frotis de sangre periférica, para el examen de gota gruesa de
sangre y para el estudio de células de muestras de médula ósea.
Debido a las propiedades químicas de esta combinación de colorantes las estructuras

celulares pueden ser fácilmente reconocidas, pudiéndose distinguir los diferentes tipos de
células presentes.
Tinción de panóptico rápido
Fundamento
La técnica de la tinción de panóptico rápido permite una preparación rápida de frotis
sanguíneos teñidos mediante un uso sucesivo de tres soluciones o colorantes.
Consigue menos resolución de las estructuras celulares que la tinción de May-Grünwald-
Giemsa y la tinción de Wright. Pero su elaboración es más rápida y más sencilla.
Este método aúna la policromía y la calidad del método clásico con una rapidez de 15
segundos. Hay que tener en cuenta que se trata de una tinción diferencial que no reúne los
requisitos para ser considerada tinción tipo Romanowsky.
Técnica
• Llenar las tres frascos de tinción, cada una de ellas con un reactivo de panóptico
rápido.
• Colocar los frascos de tinción en el siguiente orden:
• Solución fijadora.
• Colorante ácido.
• Colorante básico.
• Agua destilada.
• Sumergir las extensiones sanguíneas dentro, 5 veces en la primera cubeta de tinción
con la solución fijadora. Cada inmersión debe durar un segundo.
• Escurrir .
• Sumergir la extensión 7 veces en la segunda cubeta de tinción con el colorante
ácido. Cada inmersión debe durar un segundo.
• Escurrir .
• Sumergir la extensión 12 veces en la tercera cubeta de tinción con el colorante
básico. Cada inmersión debe durar un segundo.
• Escurrir .
• Lavar y limpiar los restos de colorante de cada extensión con agua destilada.
• Secar las extensiones sanguíneas al aire y en vertical.
• Visualizar las preparaciones al microscopio óptico para comprobar la calidad de la

tinción.
HEMOGRAMA
Un hemograma completo (Complete Blood Count, CBC) es un análisis de sangre que mide
las células de la sangre. Los tipos de células son los glóbulos rojos (GR), los glóbulos
blancos (GB) y los fragmentos de células sanguíneas que ayudan con la coagulación
(plaquetas).
Los cambios en estas células pueden advertir a su médico acerca de muchas afecciones que
incluyen anemia, infección, inflamación, sangrado y cáncer relacionado con la sangre.
Pueden realizarle esta prueba:
• Como parte de un examen físico de rutina.
• Para ayudar a que su médico diagnostique determinadas afecciones médicas.
• Para ayudar a su médico a controlar afecciones o tratamientos médicos conocidos.
RECUENTO DE GLOBULOS ROJOS
Fundamento
El recuento de hematíes mediante cámara consiste en determinar el número de hematíes
presentes en un volumen determinado de sangre diluída. La muestra de sangre se diluye lo
suficiente para que los hematíes estén separados unos de otros y así poder contarlos. El
recuento se realiza en una cámara de Neubauer o similar de dimensiones conocidas.
La profundidad de la cámara es de 0,1 mm. Los cuadrados de las esquinas miden 1 mm 2 de
superficie y están subdivididos en 16 cuadrados más pequeños de 0,25 mm de lado. El
cuadrado del centro está dividido en 16 cuadrados de 0,2 mm de lado y éstos a su vez están
subdivididos en 16 cuadrados de 0,05 mm de lado.
Técnica
• Con una pipeta echar en un tubo de ensayo 2 ml de líquido de Hayem.
• Con la micropipeta automática de 10 microlitros retirar dicho volumen del tubo de
ensayo.
• Echar 10 microlitros de sangre en el tubo, haciendo un factor de dilución de 1/200.
• Homegeneizar bien la mezcla.
• Poner el cubreobjetos sobre la cámara de Neubauer.
• Cargar la cámara con la micropipeta automática.
• Dejar reposar la cámara durante 5 minutos.
• Observar al microscopio óptico, realizando un recuento de cinco de los cuadrados
de 0,2 mm de lado del cuadrado central.
Cálculo
Hematíes/mm3 de sangre = Nº de glóbulos Rojos contados x Factor
Factor = (10 x 200 x 400 )/ 80 = 10000
10 = Altura de la cámara
200 = Factor de dilución
400 = Área total de los cuadros analizados
80 = Cuadritos pequeños contados
HEMATOCRITO (HTO)
Es el cociente del volumen de eritrocitos y el de la sangre total, expresado en % (sistema

convencional) o como una fracción decimal (unidades del SI) .
Fundamento
Por simple centrifugación de una muestra de sangre con anticoagulante colocada en un tubo
especial (tubo hematocrito) Al comienzo del proceso, la macromolécula está distribuida por
toda la célula de manera homogénea Al ponerse en marcha la centrífuga, hay un descenso
en la densidad de la disolución en el menisco al alejarse las moléculas de él. En el descenso
influye el peso molecular del compuesto, por lo que este parámetro puede calcularse de los
valores del descenso de la densidad Se pueden apreciar dos niveles, los corpúsculos formes
que se sedimentan por ser más densa queda en el fondo del tubo, mientras que sobrenada la
fracción plasmática La cantidad y proporción relativa de cada una de estas partes se
denomina valor o índice hematocrito.
Procedimiento
• Extraer la muestra de sangre por la vía seleccionada.
• Llenar el tubo capilar hasta las 3/4 partes con muestra.
• Sellar el tubo por el exterior.
• Llevar a la microcentrifuga por 5 minutos a 10000 x min.
• Leer el capilar en la tabla de lectura (ABACO).

HEMOGLOBINA
Determinación de hemoglobina: método de la cianmetahemoglobina
Fundamento:
Este método se fundamenta en la transformación previa de la hemoglobina en

cianmetahemoglobina (hicn), que es muy estable y posee un color característico, con una
absorbancia a 540 nm que puede ser cuantificada comparándola con soluciones de
concentraciones previamente conocidas de hemoglobina y preparadas a partir del patrón de
referencia (curva de calibración). Los distintos compuestos de hemoglobina, excepto la
sulfohemoglobina que casi nunca es significativa, se transforman en hicn según el siguiente
proceso:
− Hemoglobina + Ferricianuro potásico metahemoglobina

− Metahemoglobina + Cianuro potásico cianmetahemoglobina
Materiales
• Espectrofotómetro o fotocolorímetro: estos instrumentos deben ser calibrados

periódicamente mediante la solución patrón de hicn, preparada de acuerdo a las
especificaciones del International Committee for Stan-dardization in Haematology (ICSH)
• Tubos: 12 x 100 mm.
• Sangre venosa total anticoagulada con EDTA-K3 (1,5 mg/ml) o con heparina (10 UI/ml).
Puede emplearse sangre capilar.
• Pipetas volumétricas de vidrio y de 5 ml.
• Pipetas automáticas de 20 µl, debidamente calibradas.
• Reactivo de cianmetahemoglobina (reactivo de Drabkin).
• El detergente no iónico facilita la solubilización de proteínas insolubles y acelera la

transformación de la hemoglobina en hicn, de forma que aquella se completa en 5 minutos.
Este reactivo debe tener un color amarillo pálido, ser completamente transparente y tener
un ph entre 7 y 7,4. La lectura de absorbancia a 540 nm utilizando agua destilada como
blanco debe ser igual a cero. Para su conservación utilizar botellas de vidrio de borosilicato
(opacas) y mantener a temperatura ambiente (el frío modifica el color del reactivo).
• Patrón de referencia (solución comercial): es una solución de hicn cuya absorbancia
corresponde a una determinada concentración de hemoglobina. Todo patrón de referencia
de hicn debe cumplir las especificaciones del llamado patrón primario de hicn (detalladas
en el punto siguiente).
• Patrón primario de hicn: se suministra a centros o personas relacionadas con programas

oficiales reconocidos para la estandarización y el control de calidad. Este patrón, es una
solución muy estable de cianmetahemoglobina cuyas propiedades y características
fisicoquímicas han sido definidas por el ICSH en base al peso molecular (64,458) y el
coeficiente de extinción (44,0) de la hemoglobina.
Procedimiento
1. Conectar el espectrofotómetro.
2. Homogeneizar adecuadamente la sangre mediante agitación suave con un sistema
automático (rodillos/disco giratorio) durante un tiempo mínimo de 5 minutos o
manualmente por inversión del tubo 20 veces.
3. Pipetear 2.5 ml de reactivo de Drabkin en un tubo de ensayo limpio.
4. Con una micropipeta añadir 10 l de sangre homogeneizada al tubo que contiene 2.5 ml
de reactivo de Drabkin.
5. Agitar el tubo a fin de homogeneizar correctamente la mezcla sangre-reactivo y esperar

un mínimo de 5 minutos para que se produzca la hemólisis total y se complete la
transformación de toda la hemoglobina en cianmetahemoglobina.
6. Leer la absorción de la solución a 540 nm, utilizando 1 ml de reactivo como blanco.
VELOCIDAD DE ERITROSEDIMENTACIÓN (VSG)
Recientemente, se ha declarado que la VSG es de importancia clínica en las enfermedades

de células falciformes, osteomielitis, cáncer prostático y enfermedad de la arteria coronaria.
Su variación, casi siempre, es un signo de alteración orgánica o de enfermedad es útil para

seguir el curso evolutivo de ciertas afecciones, (artritis reumatoide, polimialgia reumática y
tuberculosis), o para evaluar la reumática respuesta al tratamiento con
citostáticos(enfermedad de (Hodgkin , linfomas y mieloma múltiple)
Fundamento
Mide la tendencia de los eritrocitos a sedimentar, al colocar sangre anticoagulada en un

tubo en posición vertical Se lee macroscópicamente la columna de plasma alcabo de una
hora de reposo.
La VSG mide la agregabilidad de los hematíes y depende de:

• Concentración y tamaño de los globulos rojos
• Diferencia de densidad entre los hematíes y el plasma.
• Viscosidad plasmática
• Temperatura ambiente
La sedimentación globular se realiza en tres etapas:
• Hemaglutinación o tendencia a formar “pilas de monedas”
• Sedimentación de los hematíes hacia el fondo del recipiente.
• Acúmulo de los hematíes en el fondo del recipiente.
Procedimiento
Extraer una muestra de sangre venosa con Citrato.
Homogenizar la muestra durante 10 min.
Llenar la pipeta de Westergren hasta la marcación cero.
Colocar la pipeta en el soporte de Westergren por 1 hora.

Realizar la lectura al culminar la hora , observando el nivel de separación de la columna de
eritrocitos con el plasma.
La lectura se realiza en la escala descendente.
ÍNDICES ERITROCITARIOS O HEMATOMÉTRICOS
Proporcionan información respecto al tamaño y el contenido de hemoglobina en los

glóbulos rojos suministrando el volumen corpuscular medio (VCM), la hemoglobina
corpuscular media (HCM) y concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM).
Wintrobe en 1929 introdujo los índices eritrocitarios; éstos índices se calculan a partir de la
concentración de glóbulos rojos (CGB), de la concentración de hemoglobina (Hb) y del
hematocrito (HCT).
Los índices hematimétricos son los parámetros que relacionan el índice hamatocrito, la
hemoglobina y el número de hematíes o glóbulos rojos.
• El VCM (volumen corpuscular medio) es una forma de expresar el tamaño de los

eritrocitos .El valor normal es de 80-100 fl (femtolitros por hematíe).
• La HCM (hemoglobina corpuscular media) corresponde al contenido de la
hemoglobina en cada eritrocito (Hemoglobina/número de hematíes). Su valor
normal es de 26 a 32 picogramos.
• La CHCM es la concentración de hemoglobina comparado con el hematocrito. En

los adultos sus valores normales son de 32 a 36 %.
El tamaño de los glóbulos rojos (VCM) nos puede definir si una anemia es microcítica
cuando el VCM es menor a lo normal, normocítica si es normal y macrocítica si es superior
a lo normal.
Si el valor de la Hemoglobina corpuscular media (HCM) es normal la anemia será

normocrómica, si es bajo será una anemia hipocrómica ó hipercrómica si está elevado su
valor.
La macrocitosis puede deberse a defectos de ácido fólico, de vitamina B12, enfermedades

hepáticas, alcoholismo, etc.
La microcitosis puede deberse a anemias por falta de hierro y por talasemias.
La hipocromia suele coincidir con la microcitosis en la falta de hierro y las talasemias.
La hipercromia suelen aparecer con la mcrocitosis se debe a defectos de ácido fólico, de

vitamina B12, enfermedades hepáticas, alcoholismo, etc.
RECUENTO DE RETICULOCITO
Método: manual
Fundamento:
Los reticulocitos son eritrocitos jovenes que contienen restos de ARN y Ribosomas
presentes en grandes cantidades en el citoplasma de sus predecesores nucleares.
Los ribosomas tienen la propiedad de precipitar cuando reccionan con ciertos colorantes
supravitales, como el azul cresil brillante o el nuevo azul de metileno, originando granulos
o filamentos de color azul.
En una tincion corriente con derivados de romanowsky, los reticulocitos no presentan

reticulo, sino que aparecen como celulas con basofilia difusa o policromatofilia.
• Muestra:
Sangre Capilar o Venosa con EDTA
Equipo:
Microscopio
Baño Serologico
Materiales:
- Tubos de ensayo 12 x 75 mm de diametro
Aplicadores de madera
Porta objetos
Reactivos:
Nuevo Azul de Metileno o Azul Cresil Brillante
Procedimiento:
Extraer una muestra de sangre por la via indicada.
Colocar en un tubo 2 gotas de sangre y 2 gotas del del reactivo y mezclar.
Colocar el tubo en bano de maria por 15 min.
Retirar el tubo y realizar frotis, dejar secar al aire.
Llevar al microscopio y leer en lente de inmersión.
Contar 1000 eritrocitos y los reticulocitos encontrados por separado

Reportar el no. De reticulocitos en % y mm3 de sg.
Calculo:
% de Reticulocitos= reticulocitos/1000 x 100 Mm3 de Reticulocitos= % de Ret. X rec. De
Eritr/100
Intervalo de referencia:
Adultos: 0.5 - 2% = 25 - 90 x10 a la 9/L = 25,000 – 90,000/UL
Recien Nacidos 4.0-6.0%
RECUENTO GLOBULOS BLANCOS
Fundamento
El recuento de leucocitos mediante cámara consiste en determinar el número de ellos

presentes en un volumen determinado de sangre diluida. A esta muestra se le lisan los
hematíes para facilitar la visualización y recuento de leucocitos. La muestra de sangre se
diluye lo suficiente para que los leucos estén separados unos de otros y así poder contarlos.
El recuento se realiza en una cámara de Neubauer o similar de dimensiones conocidas.

Recuento de leucocitos en cámara de Neubauer
En el recuento de leucocitos se emplean líquidos de dilución que lisan los hematíes. El

diluyente más utilizado es el líquido de Türk, que contiene ácido acético glacial con la
finalidad de destruir los hematíes. Este líquido está compuesto por ácido acético glacial,
violeta de genciana al 1% y agua destilada.
Los valores de referencia en el recuento de leucocitos son de 5-10 Gigaleucos por litro
(Gl/L) para hombres y mujeres. O lo que es lo mismo, 5000-10000 leucocitos/mm3.
Cuando los valores son superiores a los de referencia estamos ante una leucocitosis. Y si
son inferiores estaremos ante una leucopenia.
Material
Pipeta de 2 ml
Micropipeta automática de 20 microlitros
Puntas de micropipeta
Guatis
Cubreobjetos
Cámara de Neubauer
Tubo de ensayo
Microscopio óptico
Reactivos
Sangre anticoagulada con EDTA
Líquido de Türk
Técnica
Con una pipeta echar en un tubo de ensayo 380 microlitros de líquido de Türk.
Con la micropipeta automática de 20 microlitros retirar dicho volumen del tubo de ensayo.
Echar 20 microlitros de sangre anticoagulada homogeneizada en el tubo, haciendo

un factor de dilución de 1/20.
Homegeneizar bien la mezcla.
Incubar 5 minutos.
Poner el cubreobjetos sobre la cámara de Neubauer.
Cargar la cámara, por capilaridad, con la micropipeta automática.
Incubar 5 minutos con la cámara cargada.
Observar al microscopio óptico, realizando un recuento de leucocitos en los 4 cuadrados

grandes de las esquinas. Estos cuadrados tienen, a su vez, 16 cuadrados más pequeños.
Calculo
Numero de GB contado x factor 50 = leucocitos /mm3

La fórmula utilizada para realizar los cálculos es la siguiente:
(N X 20 X 10)/4 = N X 50
DONDE:
N = Número de leucocitos contados
20 = Título de dilución
10 = Corrección de la profundidad de la cámara para ajustar el volumen a 1mm3
4 = Total de cuadros grandes contados
RECUENTO DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS
Fundamento:
Los colorantes policromos de azul de metileno y eosina derivados del método original de
Romanowsky sirven para la tinción diferencial de la mayoría de las estructuras normales y
anormales de la sangre. La mayor parte se disuelven en alcohol metílico y combinan la
fijación y la tinción. Se han ideado numerosos métodos para la preparación y aplicación de
estos colorantes siendo los más conocidos los de Giemsa y Wright.
El colorante de Wright, es policromático porque produce varios colores. Es una solución de

alcohol metílico de un colorante ácido (eosina) y otro básico (azul de metileno). Los
núcleos y algunas otras estructuras de las células se tiñen con el colorante básico, por lo que
se denominan basófilas; ciertas estructuras solo toman el colorante ácido y se llaman
acidófilas, oxífilas o eosinófilas. Algunas otras estructuras se tiñen por una combinación de
ambos y se denominan neutrófilas. El colorante de Wright es uno de los mejores y más
empleados, permitiendo la identificación de los diferentes tipos de células sanguíneas.
Procedimiento
Al preparar sangre para microscopia se extiende primero una gota pequeña sobre una
laminilla de vidrio y se deja que seque. Se requiere mucha práctica y cuidado para obtener
un buen frotis. Después del secado, se fijan las células y se tiñen. Se emplea metanol como
fijador seguido de tinción con uno de los colorantes de Romanowsky. Estas tinciones se
preparan a partir de mezclas de azul de metileno y eosina por métodos que involucran la
producción de colorantes púrpura (azur), que son productos de la oxidación del azul de
metileno.
Luego se observa en el microscopio con mira por 100x colocando una gota de aceite de
inmersión en el cuerpo del extendido y se lee en zic zac hasta contar un número de 100
células.
COAGULOGRAMA
Tiempo de coagulación (TC)
Tiempo de sangría (TS)
Tiempo de protrombina+IRN (TP)
Tiempo de tromboplastina parcial activada (APPT)
Fibrinógeno (FB)
TIEMPO DE COAGULACIÓN
Fundamento
Medida de la actividad del sistema intrínseco de la coagulación de la sangre, recogiendo

sangre venosa y dejando en reposo en tubos de ensayo.
Procedimiento
El tiempo de coagulación se mide desde el momento en que aparece la sangre en la jeringa

hasta que el tubo pueda ser invertido sin que derrame la sangre.
Medida de la actividad del sistema intrínseco de la coagulación de la sangre
Recogiendo sangre venosa y dejando en reposo en tubos de ensayo
El tiempo de coagulación se mide desde el momento en que aparece la sangre en la jeringa

hasta que el tubo pueda ser invertido sin que derrame la sangre.
Tiempo de coagulación
Normal 5 – 10 min.
Patológico > 12 min.

Interpretación de resultados
Aumento prolongado
En alguno de los factores plasmáticos de la hemocoagulación, en los síndromes por

anticoagulantes y en los estados de desfibrinación o coagulopatías por consumo
En la hemofilia, en la hemofilia por anticoagulante circulante, en la parahemofilia, en la

hipoprotrombinemias, en la afibrinogenemia hereditaria, y por exceso de antitrombina
Afibrinogenemia, disproteinemia, hemodiálisis, leucemia, trastornos hepáticos y

deficiencias de factores VIII y IX
Los fármacos incluyen: carbenicilina, heparina, dicurmarol, ticarcilina y warfarina
Disminución
Venipunción traumática
Los medicamentos incluyen anticonceptivos
TIEMPO DE SANGRÍA
Fundamento
Medición de la duración del sangrado activo por una punción superficial de la piel, muy
útil como indicador de anormalidades plaquetarias, ya sea con respecto a su número o su
función. Prueba que valora la capacidad hemostática global in vivo consistiendo en medir
el tiempo transcurrido desde la realización de una pequeña incisión cutánea hasta que cesa
la hemorragia
Procedimiento
Método de Duke Determinar el tiempo de sangrado, provocado por una punción superficial
expresando los resultados en minutos (min.) Diagnosticando así alteraciones en algún factor
de coagulación
Para esta determinación no se requiere reactivo alguno
Se realiza la asepsia del lóbulo de la oreja.
Se realiza la punción con una lanceta en el lóbulo y cronometrar en simultaneo.
Con un papel absorbente palpar cada 30 segundos la punción sin hacer presión sobre esta.
Una vez se detenga el sangrado detener el cronometro.

Tiempo de sangría
Normal 2 – 5 min.
Interpretación de los resultados
Existe relación indirecta con el número de hematíes (o el Hto); en las anemias tiende a
alargarse, y acortarse en las poliglobulias o después de una transfusión de eritrocitos
La disminución no tiene importancia clínica
Aumento
En la actividad fibrinolitica, anemia aplásica y perniciosa, deficiencia del factor de la

coagulación (I, II, V, VII, VIII, IX y XI), enfermedad congénita del corazón, enfermedad
del recién nacido, enfermedad hepática grave, escorbuto, hipotiroidismo, leucemia aguda,
mieloma multiple
En algunas infecciones como: sarampión, tifus, sepsis, escarlatina, parotiditis y

tuberculosis También se ve en las alergias por medicamentos (yodo, quinina, belladona o
salicílico, oro), alimentos o por picaduras de insectos
Los medicamentos incluyen: acido acetilsalicilico, anticoagulantes orales, fenilbutazona e

indometacina
TIEMPO DE PROTROMBINA+IRN (TP)
Fundamento
Protrombina: gluco-proteína dependiente de vitamina K que se produce en el hígado y que

es necesaria para la formación de un coagulo firme de fibrina.
Tiempo de protrombina: lapso que tarda en formarse el coagulo después que se agregan
tromboplastina tisular reactiva y calcio al plasma citratado
I. N. R. (Internacional Normalizado Ratio) estandariza la razón del PT, permitiendo que

todos los reactivos puedan compararse con la cifra normalizada internacional de
tromboplastina que proporciona la OMS
Método de quick
Determinar el tiempo de protrombina, (tromboplastina cálcica) expresando los resultados

en segundos (seg.) Valorando en forma global de la vía extrínseca
El plasma citratado, en presencia de tromboplastina (factor tisular y una mezcla de

fosfolípidos) y cloruro cálcico, se coagula a una velocidad dependiente de las actividades
de la protrombina (factor II), los factores V, VII y X y el fibrinógeno, siempre que no
existan inhibidores de la reacción
En caso de no contar con un coagulómetro, activar el cronómetro simultáneamente a la

adición de la tromboplastina y observar el tiempo de formación del coagulo (tiempo de
protrombina)
Con la tabla provista por el kit obtener el valor de INR
Procedimiento
Extraer muestra de sangre endovenosa con citrato de sodio como anticoagulante.
Poner a atemperar por 4 min aproximadamente el plasma .
Se coloca a baño María el reactivo donde tiene que estar a 37 grados Centígrados.
Una vez atemperado se carga 100 microlitros del plasma con una micropipeta, se adiciona
el plasma en el tubo de reactivo y simultáneamente se cronometra.
Mezclar por 6 segundos en el baño María mientras corre el cronometro, como consiguiente
observar a contra luz mientras se inclina el tubo.
Una vez se forme la nube del coagulo se detiene el cronometro y se registra los segundos
que se demoró en formar el coagulo.
TP Normal
10,6 – 12,4 segundos
Se alarga patológicamente en:
Las ausencias de fibrinógeno (enfermedad rarísima). La protrombinemia es normal, pero el

tiempo de Quick es alargado. La simple disminución de fibrinógeno no modifica la prueba (
a menos que sea muy pronunciada)
En alcoholismo, anticoagulantes circulantes, cáncer, carcinoma pancreático, colitis,

deficiencia de factores (I, II, V, VII y X), deficiencia de vit. K, diarrea crónica, enfermedad
hemorrágica del recién nacido, enfermedad hepática (absceso, hepatitis, ictericia e
insuficiencia), fiebre, ICC, leucemia aguda, mordedura de serpiente, pancreatitis crónica,
policitemia vera
Las sustancias incluyen: acido aminosalicílico, acido nalidíxico, alcohol, antibióticos

derivados de fluoroquinolona, clofibrato, dextrán, disulfiram, diuréticos, drogas
hepatotoxicas, esteroides anabólicos, fenilbutazona, ibuprofeno, metildopa, metronidazol,
miconazol, naproxén, narcóticos por tiempo prolongado, quinina, ranitidina, salicilatos,
sulfonamidas, vacuna contra el virus de la influenza
Disminución de TP
Embolia pulmonar, hiperlipemia, hipertiroidismo, infarto del miocardio, lesión de la

medula espinal, mieloma múltiple, oclusión arterial
Las sustancias incluyen: antiácidos, anticonceptivos orales, antihistamínicos, barbitúricos,

diuréticos, rifampicina y vitamina C
TIEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ACTIVADA (APPT)
Fundamento
El APTT evalúa cuan bien funciona la secuencia de coagulación al determinar la cantidad

de tiempo que le toma coagular al plasma recalcificado y citratado después de que se
agrega tromboplastina
Para realizar una valoración global de la vía intrínseca, expresando los resultados en
segundos (seg.)
El plasma citratado coagula en presencia de cefalina y cloruro cálcico a una velocidad

dependiente de la concentración de todos los factores de la vía intrínseca, siempre que no
existan inhibidores de la reacción
En caso de no contar con un coagulómetro se realiza el procedimiento manual.
Procedimiento
Activar el cronómetro simultáneamente a la adición de cloruro de calcio, mantener los

tubos en baño unos 25 segundos y luego sacar del baño e inclinar suavemente una vez por
segundo, hasta la formación del coagulo, en ese momento detener el cronómetro y ese será
el tiempo de tromboplastina
APTT
Normal 33 – 48 segundos
Aumento
Deficiencias genéticas o adquiridas de factores de la coagulación IX, X, XI o XII
En casos de afibrinogenemia, anticoagulantes lipídicos, cirrosis, cirugía cardiaca,

coagulación intravascular diseminada, enfermedad de Von Willebrand, enfermedad
hemorrágica del recién nacido, enfermedad hepática, fibrinólisis, hipoprotrombinemia,
hipotermia, pacientes con hemodiálisis, placenta abrupta
Las sustancias incluyen; administración de warfarina, alcohol, acido valproico,

bihidroxicumarina, clorpromacina, codeína, heparina cálcica, heparina sódica y salicilatos
Disminución
Puede presentarse con anormalidades del factor de Fletcher que no se acompaña de

hemorragia, sino por tromboembolia
FIBRINÓGENO
La prueba de fibrinógeno actividad mide el tiempo que tarda en formarse un coágulo de

fibrina después de la adición de una cantidad estándar de trombina al plasma. Esta prueba
evalúa la función del fibrinógeno, su capacidad de convertirse a fibrina. El tiempo que se
tarda en formar un coágulo se correlaciona directamente con la cantidad de fibrinógeno
activo de la muestra. La obtención de unos tiempos de formación del coágulo prolongados
puede deberse a concentraciones disminuidas de un fibrinógeno que funciona normalmente
o bien a la presencia de un fibrinógeno disfuncionante.
La prueba de fibrinógeno antígeno se basa en la utilización de un anticuerpo que se une al

fibrinógeno de la muestra. Mediante esta prueba se mide la cantidad, aunque no la
actividad, del fibrinógeno.
Procedimiento
Kit comercial para Fibrinógeno
Reactivo de trombina (bovina)
RGT Buffer imidazol
BUF Plasma de referencia de fibrinógeno
Realizar curva de calibración con diluciones 1:5, 1:10, 1:15, 1:20, 1:40 Utilizando
muestras diluidas
VR
150-350 mg/dl
Interpretación
Aumento
Fisiológica
Durante el embarazo
En la menstruación
Infecciosa
Infecciones agudas
Infecciones focales amigdalitis
En hepatopatías leves y en muchos casos de insuficiencia hepática
En síndrome nefrótico
En infarto de miocardio
Disminución
En la grave insuficiencia hepática
Después de grandes hemorragias
En afecciones difusas de la médula ósea
En fiebre tifoidea
En la retención de un feto muerto, durante mas de 5 semanas
En infecciones por virus en general
En ciertas intoxicaciones o medicamentos: heparina, anaboliantes, uroquinaza, ácido

valproico
RECUENTO DE PLAQUETAS EN CÁMARA DE NEUBAUER

Fundamento
El recuento de plaquetas mediante cámara consiste en determinar el número de trombocitos

presentes en un volumen determinado de sangre diluída. Se lisan los hematíes y se evita el
agregamiento plaquetario para facilitar su visualización y recuento. La muestra de sangre se
diluye lo suficiente para que estén separadas unas de otras y así poder contarlas. El recuento
se realiza en una cámara de Neubauer o similar de dimensiones conocidas.

Recuento de plaquetas en cámara de Neubauer
En el recuento de plaquetas se emplean líquidos de dilución que lisen los hematíes y que
impidan la agregación plaquetaria. Uno de los líquidos diluyentes que se pueden usar es la
disolución de 1 gramo de oxalato amónico en 100 ml de agua destilada.
Los valores de referencia en el recuento de plaquetas son de 150-400 Gigaplaquetas por

litro (Gl/L) para hombres y mujeres. O lo que es lo mismo, 150000-400000 plaquetas/mm3.
Cuando los valores son superiores a los de referencia estamos ante una trombocitosis. Y si
son inferiores estaremos ante una trombocitopenia/trombopenia.
Material
Pipeta de 2 ml
Micropipeta automática de 20 microlitros
Puntas de micropipeta
Guatis
Cubreobjetos
Cámara de Neubauer
Tubo de ensayo
Cristalizador
Capilares de vidrio
Microscopio óptico
Reactivos
Sangre anticoagulada con EDTA
Líquido diluidor de plaquetas
Agua desionizada
Técnica
Con una pipeta echar en un tubo de ensayo 2 ml de líquido diluidor de plaquetas.
Con la micropipeta automática de 20 microlitros retirar dicho volumen del tubo de ensayo.
Echar 20 microlitros de sangre anticoagulada homogeneizada en el tubo, haciendo
un factor de dilución de 1/100.
Homogeneizar bien la mezcla.
Poner el cubreobjetos sobre la cámara de Neubauer.
Cargar la cámara, por capilaridad, con la micropipeta automática.
Incubar durante 15 minutos en una cámara húmeda.
Observar al microscopio óptico, realizando un recuento de plaquetas dentro del cuadrado

central. De los 16 cuadrados medianos que componen el cuadrado central .
Resultado
Se leyeron los 20 cuadrados pequeños de los cinco cuadrados medianos. Es conveniente

tener cuidado al contar las plaquetas que están en contacto con las rayas que delimitan los
cuadrados. Si una plaqueta está en contacto con las rayas superior y derecha, entonces se
cuenta. En cambio, si está en contacto con las rayas inferior e izquierda, no se cuenta.
Plaquetas
Un trastorno plaquetario es un grupo de afecciones que implican la sobreproducción o

subproducción de plaquetas en la sangre.
Las plaquetas son fragmentos de células que ayudan a que la sangre coagule
adecuadamente. Tener demasiadas plaquetas puede causar coágulos sanguíneos anormales
y posibles obstrucciones en las arterias y venas. Tener muy pocas plaquetas puede provocar
hemorragias incontrolables si sufres una lesión
Los principales tipos de alteraciones de plaquetas son:
La trombocitemia: Es una sobreproducción de plaquetas en la sangre, causada por una

mutación genética o por factores externos como una inflamación.
Trombocitopenia: Es la falta de plaquetas en la sangre causada por afecciones hereditarias,

por la deficiencia de vitaminas, por una infección o leucemia.
Disfunción plaquetaria: Es una afección en la que los niveles de plaquetas son normales
pero en el que existe un problema con el funcionamiento de las plaquetas. A menudo es
causado por una enfermedad hereditaria.
Riesgo de sangrado según niveles plaquetarios:
Recuento de plaquetas/mm3 Riesgo
> 100.000 No existe riesgo de sangrado
50.000 a 100.000 Riesgo con trauma mayor. La cirugía no esta

contraindicada
20.000 a 50.000 Riesgo con trauma menor. Existe riesgo en cirugía.
< 20.000 Riesgo de sangrado espontáneo.
< 10.000 Riesgo de sangrado severo.
< 10.000 Riesgo de sangrado severo.
GOTA GRUESA
Fundamento
Un frotis de gota gruesa es una gota de sangre en un portaobjetos. Los frotis de gota gruesa
son muy útiles para detectar la presencia de parásitos, porque examinan una muestra más
grande de sangre. (A menudo hay pocos parásitos en la sangre al tiempo de la realización
de la prueba).
Gota gruesa
La preparación de gota gruesa consiste en una capa gruesa de eritrocitos sin hemoglobina
(lisados). Los elementos sanguíneos (incluyendo a los parásitos, si están presentes) están
más concentrados (aproximadamente 30 veces) que en un área equivalente de un frotis
delgado. De tal manera, que la preparación de gota gruesa es más eficiente para la
detección de parásitos (sensibilidad aumentada). Sin embargo, no permite una revisión
óptima de la morfología del parásito. Por ejemplo, no siempre son adecuados para la
identificación de los parásitos de malaria, por lo que se utiliza el frotis delgado para realizar
la identificación de especies.
Procedimiento
Prepare cuando menos dos frotis por paciente
1. Coloque una gota pequeña de sangre al centro de la laminilla pre-limpiada y

etiquetada.
2. Utilizando la esquina de otra laminilla o de un palillo aplicador, distribuya la gota
en un patrón circular hasta que alcance el tamaño de 1.5 cm2 de diámetro.
3. Una preparación de gota gruesa de la densidad adecuada, es aquella que cuando se
coloca (húmeda) sobre un papel periódico, permite que se lean las letras con
dificultad.
4. Coloque las laminillas en un lugar plano para que se sequen completamente
(¡protegidas del polvo e insectos!). Cuando los frotis no están secos (y/o el frotis es
muy grueso), se separan de las laminillas durante el proceso de tinción. El riesgo se
incrementa cuando se utiliza sangre con anticoagulante. A temperatura ambiente, el
secado puede tomar varias horas, 30 minutos como mínimo, en este último caso se
debe manejar la laminilla con mucha delicadeza durante la tinción. Usted puede
acelerar el proceso utilizando un ventilador o una secadora de pelo (con aire frío).
Proteja la preparación de gota gruesa en los ambientes calientes para evitar que haya
una fijación por calor.
5. No fije los frotis con metanol o calor. Si se retardara la tinción del frotis, sumerja
brevemente el frotis de gota gruesa en agua para hemolizar los eritrocitos.
GRUPOS SANGUÍNEOS
Fundamento
La membrana celular de los glóbulos rojos contiene en su superficie diferentes

proteínas, las cuales son las responsables de los diferentes tipos de sangre. Existen
principalmente dos tipos de proteínas que determinan el tipo de sangre, la proteína A y
la B.
TIPOS Y GRUPOS DE SANGRE
Según las diferentes combinaciones de las proteínas de la superficie de los glóbulos

rojos dan como resultado los 4 grupos sanguíneos existentes:
Grupo A: Tiene proteína A en la superficie del glóbulo rojo.
Grupo B: Tiene proteína B en la superficie del glóbulo rojo.
Grupo AB: Tiene ambas proteínas A y B.
Grupo O: No tiene ninguna (A o B) en la superficie del glóbulo rojo.
El Rh es otra proteína que si está presente en la superficie del glóbulo rojo será Rh
positivo y si está ausente, es Rh negativo.
De esta forma una persona debe de tener un grupo sanguíneo formado por la proteína A,
B ó las dos y además será Rh positivo o negativo.
Procedimiento
Añadir 1 o 2 gotas de Anti-suero A (líquido azul) en las gotas de sangre.
Añadir 1 o 2 gotas de Anti-suero B (líquido amarillo) en las gotas de sangre.
Añadir 1 o 2 gotas de Anti-suero D (Rh) (líquido transparente) en las gotas de sangre.
Esperar 1 minuto. Utilizando un palillo diferente para cada reacción, mezclar las gotas
de sangre con las de Anti-suero durante 20 segundos. Evitar la contaminación entre
reacciones.
Examinar las mezclas, si se forman gránulos, la aglutinación ha tenido lugar. Si por el

contrario la mezcla es homogénea, no hay aglutinación.
PRUEBAS DE COOMBS
Generalidades
De los sistemas serológicos para demostrar la presencia de antígenos o anticuerpos de

grupos sanguíneos, la Prueba de Coombs o antiglobulina humana es considerada como la
más eficiente y de mayor valor en el Banco de Sangre.
Principio de la prueba:
Detectar inmunoglobulinas de la clase igg y/o fracciones del complemento ( C3d ) unidos a
los G.R.
Obtención:
El reactivo de antiglobulina se prepara inyectando a conejos gamma globulina humana

purificada para obtener suero antiglobulina, y otras son inyectadas con componentes
purificados del complemento ( C3 ) para producir anticuerpos específicos contra
Ellos.
Fundamentos de la prueba de coombs
Los anticuerpos y complemento humano son globulinas y además son diferentes a otras
especies; por lo tanto, se comportan como antígenos cuando se inyectan a otras
Animales.
Si un animal es inyectado con globulinas humanas purificadas o con suero total, este animal
elaborará anticuerpos contra ellas, estos anticuerpos tendrán especificidad antiglobulina
humana.
El suero antiglobulina humana ( Suero de Coombs ) reaccionará específicamente contra las

globulinas humanas.
Si los G.R. están sensibilizados por las inmunoglobulinas, el suero de Coombs se

combinará con ellas.
Generalidades
La sensibilización de los G.R. se puede producir de dos formas:
A) In vivo, es decir, cuando la reacción del antigeno con su correspondiente anticuerpo se

efectúa en el organismo, cuando ambos están circulando como sucede, por ejemplo, en caso
anemias hemoliticas autoinmunes, enfermedad hemolítica del recién nacido, etc.
B) In vitro, la sensibilización de los G.R. por el anticuerpo se realiza en un tubo de ensayo

en el laboratorio. Si en el suero existen anticuerpos contra los antígenos presentes, se
producirá la reacción antígeno-anticuerpo y los G.R. quedaran sensibilizados.
Para demostrar la sensibilidad de los G.R. sea in vivo o in vitro existen dos modalidades en
la prueba de antiglobulina
PRUEBA DE ANTIGLOBULINA DIRECTA
Detecta la sensibilización de G.R. in vivo. Tiene valor dx. En:
* Enfermedad hemolítica del recién nacido
* Anemia hemolítica autoinmune
* Anemia hemolítica y sensibilización inducida por drogas
* Investigación de reacciones transfusionales.

Procedimiento
Interpretación:
A) Si la prueba de Coombs muestra aglutinación, se interpreta positiva, significa que hubo

sensibilización de los G.R. in vivo, se señala en cruces, vg. 4 +
B) Si no hubo aglutinación, la prueba es negativa y significa que no existe

autosensibilización eritrocitica. La prueba negativa será válida si la prueba control es
positiva.
Preparación para la prueba
A. Lavar los eritrocitos del paciente cuando menos 3 veces en solución salina con una
concentración al 4%
Adición del Suero Anti-Humano
A. Colocar en un tubo de ensayo una a dos gotas del suero de Coombs
B. Agregar una gota de eritrocitos lavados al tubo de ensayo
C. Mezclar bien con una suave agitación. Centrifugar 20 seg. A 3,400 RPM
Reacción
A. Resuspender los eritrocitos para ver aglutinación macroscópica
B. Una reacción negativa confirmarla por medio de examen microscópico
Interpretación
A. TUBO SUPERIOR: Aglutinación" eritrocitos cubiertos con anticuerpo
B. TUBO INFERIOR : Sin aglutinación “ Anticuerpos no demostrados en los GR.

PRUEBA DE COOMBS INDIRECTA
Permite detectar G.R. sensibilizados in vitro. El suero en estudio es incubado con los G.R.
por el tiempo adecuado, luego se lavan para eliminar anticuerpos y otras inmunoglobulinas
que no se han fijado en el eritrocito. Se investiga anticuerpos irregulares en el suero.
La detección de anticuerpos presentes en el suero se realiza con:
A) G.R. especialmente seleccionados: células detectaras, en las cuales se encuentran

presentes los antígenos de grupos sanguíneos correspondientes a los anticuerpos de mayor
frecuencia e importancia clínica.
B) G.R. de genética conocida ( panel ). Se usa después de haber mostrado anticuerpos

irregulares mediante las células detectoras.
C) Con G.R. desconocidos como en la Prueba de compatibilidad.
Coombs indirecta
Procedimiento para detectar la presencia de anticuerpos en el suero( prueba cruzada

mayor)
1 preparación para la prueba
A. Lavar G.R. del donante en solución salina normal con una concentración al 4 %
B. Coloque dos gotas del suero del receptor en cada uno de los tubos. Agregar
2. Sensibilización de los eritrocitos
A. Agregue una gota de eritrocitos lavados a cada uno de los tubos de ensayo
B. Mezcle con suave agitación e incube durante 15 a 60 minutos a 37°C
3. Lavado de los eritrocitos antes de la prueba de coombs
A) Lave los eritrocitos tres veces con una solución salina normal, decantando tanta solución
como sea posible después del último lavado
Adición del suero anti-humano

A) Agregue una o dos gotas del suero de Coombs.
B) Mezclar bien y centrifugar y resuspender los eritrocitos.Observar si hay aglutinación.
C) Una reacción negativa puede ser confirmada por examen
Interpretación
"Prueba cruzada mayor TUBO SUPERIOR: Aglutinación incompatible "
Prueba de coombs indirecta
Interpretación
A) Si hay aglutinación: prueba de Coombs indirecta positiva, presencia de anticuerpos

irregulares en el suero.
B) Si no hay aglutinación : Coombs indirecto negativa. Es válido el resultado si la prueba

control de Coombs es positiva, y si esta última es negativa, la prueba es inválida. Debe
repetirse el procedimiento.
Indicaciones
* Como screening en: embarazo, donantes de sangre,
*Pacientes que está recibiendo transfusiones o ya las ha recibido
* Identificar cualquier anticuerpo encontrado en el screening
* Pruebas de compatibilidad
* Determinación de ciertos grupos sanguíneos, como Du, Kell, Kidd, Duffy
METODO DE STROUT
Fundamento
Es una técnica de concentración de parásitos, basada en la estratifi cación de las células

sanguíneas de acuerdo a su densidad por acción de la fuerza centrífuga. La sangre es
colocada en tubos capilares heparinizados y centrifugada a gran velocidad (8000 a 12000
rpm) durante 5 minutos. Después de la centrifugación, podemos observar en el tubo capilar.
Los glóbulos rojos que están concentrados en la parte inferior del tubo. (GR). - Un pequeño
anillo blanquecino (capa lechosa o buffy coat) de aproximadamente 1 a 1.5 mm. de altura
constituido por los glóbulos blancos (GB). - Una columna líquida: el plasma. (P) - Los
trIpanosomas se encuentran en la interfase entre los glóbulos blancos y el plasma.
Muestras
Sangre capilar o venosa (4 o más tubos capilares heparinizados)
Materiales y equipos
Tubos capilares heparinizados.
Plastilina.
Centrífuga para microhematocrito.
Microscopio óptico (objetivo 40x).
- Portaobjetos preparado como soporte para tubos capilares .
Procedimiento
Llenar al menos 4 tubos capilares heparinizados con la sangre venosa, capilar o de cordón,
teniendo cuidado de llenarlos al menos hasta las tres cuartas partes de cada uno de ellos.
Sellar cuidadosamente, con plastilina, cada uno de los tubos, de preferencia por el extremo
del tubo que fue utilizado para el llenado.
Centrifugar los tubos capilares en una centrífuga de microhematocrito (8.000-10.000

r.p.m.) por 5 minutos.
Sacar los tubos capilares de la microcentrífuga y colocarlos en posición vertical hasta el

momento de la lectura.
Realizar la lectura utilizando un soporte fabricado en el laboratorio que consiste en un

portaobjetos corriente al cual se le ha pegado, por sus dos caras y en uno de sus bordes
laterales mayores un papel pegante (masking tape), dejando un pequeño espacio entre el
borde del portaobjetos y las dos caras del papel que sirve para introducir uno de los
extremos del tubo capilar.
Para la lectura colocar el tubo en el espacio dejado entre el papel pegante y el borde lateral
del portaobjeto del soporte fabricado.
Llevar el soporte y el tubo capilar al microscopio, enfocar la región de la línea divisoria de

la capa lechosa del Buffy coat (Glóbulos blancos y plaquetas) y el plasma sanguíneo con el
objetivo 10 X .
ANEMIA
La anemia es una enfermedad que se presenta cuando en la sangre no hay un número

suficiente de hematíes, o glóbulos rojos, para realizar un adecuado transporte de oxígeno a
los tejidos corporales o su función es deficiente en algún sentido.
Existen varios tipos de anemia, cada una con su propia causa: deficiencia de hierro o de
determinadas vitaminas, hemorragia y pérdida de sangre, enfermedad crónica, enfermedad
o defecto genético o adquirido, o efecto secundario de un medicamento. La anemia puede
ser temporal o crónica, y puede variar entre leve y grave.
La anemia puede afectar hasta al 1,5% de la población, de manera que es la enfermedad
sanguínea más frecuente en nuestro entorno. Las mujeres y las personas con enfermedades
crónicas tienen un mayor riesgo de anemia. Además de una enfermedad por sí misma, la
anemia también puede ser el signo de una enfermedad más grave, como un cáncer digestivo
o una enfermedad renal. Su tratamiento es muy variable: desde la administración de
suplementos de hierro o vitaminas en los casos menos graves, hasta la conveniencia de
someter al paciente a distintos procedimientos médicos como transfusiones de sangre o
intervenciones quirúrgicas. Algunos tipos de anemia se pueden prevenir mediante una
alimentación sana, variada y equilibrada.
Signos y síntomas
El síntoma principal de la mayoría de los tipos de anemia es la fatiga. Además,

dependiendo de la gravedad de cada caso, pueden aparecer los siguientes signos y síntomas:
debilidad, palidez de piel y mucosas (labios, encías, lechos ungueales, palmas de las
manos), aumento de la frecuencia cardíaca, dificultad respiratoria, dolor torácico, mareos,
irritabilidad, entumecimiento de manos y pies, extremidades frías o dolor de cabeza.
En ocasiones, la anemia es tan leve que pasa inadvertida durante un tiempo, pero
normalmente los signos y síntomas aparecen y aumentan con la progresión de la
enfermedad.
Los hematíes y la sangre
La sangre está compuesta de un líquido llamado plasma y de células que flotan y viajan con
el plasma por la circulación sanguínea. Los tres principales tipos de células sanguíneas son:
Leucocitos o glóbulos blancos. Forman parte del sistema inmunitario de defensa del
organismo frente a las infecciones y las sustancias extrañas al cuerpo.
Plaquetas. Colaboran en el sistema de coagulación de la sangre frente a las hemorragias.

Hematíes (glóbulos rojos o eritrocitos). Son el tipo de célula sanguínea más abundante.
Transportan el oxígeno desde los pulmones a todos los tejidos y órganos del cuerpo, para su
correcto funcionamiento.
Para el transporte del oxígeno los hematíes contienen hemoglobina, una proteína de color
rojo que contiene hierro y que le da a la sangre su color rojo. La hemoglobina es la que
realmente fija y transporta las moléculas de oxígeno, inspiradas por los pulmones, a todas
las células del organismo y lo intercambia por el dióxido de carbono para llevarlo de nuevo
hacia los pulmones, desde donde es espirado al exterior.
Las células sanguíneas son producidas de forma más o menos constante en la médula ósea,
un material rojo y esponjoso que se encuentra en el interior de las cavidades de muchos de
los huesos largos del cuerpo. Para la producción de hemoglobina y de hematíes se necesitan
hierro y vitaminas de los alimentos ingeridos diariamente.
La anemia es un estado en el que el número de hematíes o la cantidad de hemoglobina

contenida en ellos se encuentran por debajo de lo normal. El cuerpo produce pocos
hematíes, pierde demasiados o los destruye más rápido de lo que puede reemplazarlos.
Como resultado, la sangre contiene menos hematíes para el transporte de oxígeno a los
tejidos, lo que produce la fatiga.
Tipos de anemia
Aunque en ocasiones no puede identificarse causa alguna para una anemia, los tipos más
comunes de anemia y sus causas son los siguientes:
Anemia ferropénica
Es la causa de anemia más frecuente y afecta a un 20% de las mujeres, alrededor del 50%
de las embarazadas y al 3% de los hombres. La anemia ferropénica se debe a una
deficiencia de hierro, el mineral necesario para la producción de la hemoglobina, la
proteína de los hematíes que transporta e oxígeno a todas las células del organismo. Las
principales causas son la falta de hierro a partir de la alimentación, la absorción inadecuada
de hierro o la pérdida de sangre, por ejemplo a través de la menstruación o una hemorragia
interna.
Signos y síntomas
En general, la anemia produce gran fatiga, palidez cutánea, debilidad, disnea, mareos y con
frecuencia manos y pies fríos. Son signos y síntomas particulares de la anemia ferropénica
los siguientes: grietas en la piel de alrededor de los labios, inflamación o úlceras en la
lengua, uñas frágiles, dolor de cabeza, falta de apetito, en particular en los niños, y
susceptibilidad a las infecciones. Algunas personas con anemia ferropénica experimentan el
síndrome de las piernas inquietas, una sensación desagradable de calambres u hormigueo
en las piernas que, en general, se alivia moviéndolas.
Causas
Las principales causas de anemia ferropénica son las siguientes:
Pérdida de sangre. Las mujeres con menstruaciones abundantes tienen un mayor riesgo de
padecer este tipo de anemia. Las hemorragias de órganos internos también la producen:
úlcera péptica, hernia de hiato, tumor de riñón, ovario, vejiga, pólipo de colon, cáncer de
colon y recto, fibromas uterinos; así como la hemorragia gastrointestinal por el consumo
excesivo de antiinflamatorios no esteroideos. En la mayoría de casos puede detectarse
sangre en la orina o las heces.
Falta de hierro en la dieta. Son alimentos ricos en hierro la carne, los huevos y los
cereales integrales.
Incapacidad para absorber hierro. El hierro se absorbe en el intestino delgado.
Enfermedades intestinales como la enfermedad de Crohn o la celiaquía, que afectan a la
capacidad del intestino para absorber nutrientes, pueden producir este tipo de anemia, al
igual que la cirugía con extirpación de porciones del intestino delgado, o algunas
medicaciones que interfieren con la absorción de hierro, como los inhibidores de la bomba
de protones (IBP).
Embarazo. En mujeres gestantes es frecuente la anemia ferropénica a causa de las mayores

demandas de hierro para la producción de hematíes en la mujer embarazada y de las
demandas del feto en crecimiento y desarrollo de sus propios vasos sanguíneos, hematíes y
músculos.
Factores de riesgo
Se encuentran en situación de riesgo especial para anemia ferropénica: las mujeres en

general y las embarazadas en particular, los niños en edad de crecimiento por sus mayores
demandas para la formación de tejido muscular y los vegetarianos estrictos.
Diagnóstico
El diagnóstico de anemia se realiza mediante el hemograma y la determinación de las

reservas de hierro, en particular la ferritina, que es una proteína que ayuda a almacenar el
hierro en el organismo. Un nivel bajo de ferritina indica un nivel bajo de hierro.
Para identificar la fuente de la hemorragia que puede producir este tipo de anemia, en
ocasiones es necesaria la práctica de otras exploraciones complementarias: prueba de
sangre oculta en heces, endoscopia digestiva alta o colonoscopia.
Complicaciones
La anemia leve no suele causar complicaciones, aunque si no se trata y se convierte en
grave puede producir problemas cardíacos (aumento de la frecuencia cardíaca, angina de
pecho), problemas durante el embarazo (parto prematuro y recién nacido de bajo peso) y
problemas de crecimiento (retraso del crecimiento, retraso físico y mental, en el
movimiento y el habla, mayor susceptibilidad para las infecciones).
Sin tratamiento, la anemia puede producir una arritmia, con latidos cardíacos rápidos e
irregulares
Anemia por deficiencia de vitaminas
Además de hierro, el organismo necesita folato y vitamina B12 para producir un número
suficiente de hematíes y hemoglobina. Los requerimientos dietéticos de folato son mucho
mayores que los de vitamina B12, de manera que una alimentación deficitaria en estos
nutrientes es una causa de este tipo de anemia.
El déficit de vitamina C hace que la medula ósea produzca unos hematíes de menor tamaño,
lo mismo que la anemia ferropénica, lo que se denomina anemia microcítica. Por el
contrario, la deficiencia de vitamina B12 y folato hace que la medula ósea produzca
hematíes grandes, llamados megaloblastos, lo que se denomina anemia macrocítica o
megaloblástica.
Anemia por déficit de folato
El folato o vitamina B9 es un nutriente que se encuentra principalmente en los vegetales de

hoja verde y la fruta fresca. Una dieta insuficiente en estos alimentos, una enfermedad por
malabsorción intestinal (enfermedad de Crohn, celiaquía), la cirugía con extirpación de
parte del intestino delgado, el abuso de la ingesta de alcohol y algunos fármacos (algunos
anticonvulsivos) predisponen a este tipo de anemia. Las mujeres embarazadas y lactantes
tienen una mayor demanda de folato, lo mismo que los pacientes sometidos a hemodiálisis.
El tabaco reduce la absorción de folato.
La falta de folato en las mujeres embarazadas predispone a los defectos del tubo neural
(cerebro y medula espinal) en el feto en desarrollo.
Anemia por déficit de vitamina B12
Aunque este tipo de anemia puede estar producido por una alimentación pobre en carne,
huevos y leche, como la de los vegetarianos estrictos (veganos), la causa más frecuente de
la anemia por déficit de vitamina B12 es una absorción intestinal deficiente. La cirugía
intestinal, las enfermedades malabsortivas o la infección por un gusano plano, parásito
intestinal que contamina algunos pescados, son causas poco frecuentes. Lo más frecuente es
la falta de una proteína, llamada factor intrínseco de Castle, que es producida en el
estómago y resulta necesaria para la absorción de la vitamina B12 en el intestino. Este tipo
específico es el que se conoce como anemia perniciosa. La causa de la ausencia de este
factor intrínseco suele ser autoinmunitaria o, con menor frecuencia, de carácter genético.
Para su diagnóstico, además de la medición de los niveles de vitamina B12 en sangre,

puede ser necesario confirmar la presencia de anticuerpos contra el factor intrínseco.
También se puede realizar la prueba del ácido metilmalónico en orina, cuyos niveles
aumentan en presencia de deficiencia de vitamina B12. La prueba de Schilling, con
ingestión de vitamina B12 y factor intrínseco marcados radioactivamente y la medición de
la cantidad absorbida de la primera y luego de ambos, permite confirmar o descartar la
presencia de un déficit de absorción.
Además de los síntomas típicos de la anemia por cualquier causa, como la fatiga (que es el
más frecuente), la palidez de piel y mucosas, el aumento de la frecuencia cardíaca, la
dificultad respiratoria, la pérdida del apetito, la diarrea y el entumecimiento de pies y
manos, en la anemia por déficit de vitamina B12 puede haber también coloración
amarillenta u oscura de la piel, úlceras en la lengua y la boca, ceguera para el amarillo y el
azul, y confusión mental o pérdida de memoria.
Anemia por déficit de vitamina C
La vitamina C se encuentra en las frutas cítricas y otros vegetales y hortalizas como el

tomate y la patata. Algunos agentes quimioterápicos anticancerosos interfieren con la
absorción de vitamina C, enfermedades como el hipotiroidismo, el sida o el cáncer
aumentan su consumo y predisponen a su deficiencia. El tabaco interfiere con la absorción
de la vitamina C.
La principal complicación del déficit de vitamina C es la aparición de escorbuto, entre

cuyos síntomas se encuentran las hemorragias subcutáneas y en las encías.
Anemia de las enfermedades crónicas
El sida, el cáncer, las hepatopatías y las enfermedades inflamatorias crónicas como la

artritis reumatoide pueden interferir con la producción de hematíes, produciendo anemia
crónica. La insuficiencia renal es una causa común de anemia crónica, a causa de la
reducción de una hormona que se sintetiza en estos órganos: la eritropoyetina. Esta
hormona estimula la producción de hematíes en la medula ósea, de manera que la
insuficiencia renal por enfermedad o como efecto secundario de la quimioterapia suele
producir anemia crónica.
Anemia aplásica
Esta anemia, potencialmente muy grave, está causada por una reducción de la capacidad de
la medula ósea de producir los tres tipos de células sanguíneas. Con frecuencia se
desconoce su causa, aunque se cree que tiene una base autoinmune. Algunos factores que
parecen estar implicados en la producción de este tipo de anemia son la quimioterapia, la
radioterapia, toxinas ambientales, el embarazo y el lupus.
Anemias por enfermedades de la medula ósea

Diversas enfermedades, como la leucemia y la mielodisplasia, pueden producir anemia
porque afectan a la producción de células sanguíneas en la medula ósea. Los efectos de
estas enfermedades malignas varían entre alteraciones moderadas e interrupción completa
del proceso de formación de células sanguíneas. La forma aguda y agresiva de leucemia
puede ser fatal, porque causa una caída drástica en la producción de células sanguíneas. La
mielodisplasia es una enfermedad preleucémica que también puede producir anemia, los
mismo que otros cánceres de la medula ósea como el mieloma múltiple o el linfoma.
Anemias hemolíticas
Este grupo de anemias se desarrolla cuando los hematíes son destruidos a un ritmo tan
rápido que la medula ósea es incapaz de reemplazarlos. Las enfermedades autoinmunitarias
pueden estimular la producción de anticuerpos contra los hematíes, destruyéndolos
prematuramente. Ciertas medicaciones, como algunos antibióticos, también son causa de
anemia hemolítica. Este tipo de anemias produce ictericia cutánea y esplenomegalia (o
aumento de tamaño del bazo).
Anemia falciforme
Este tipo hereditario y a veces grave de anemia afecta principalmente a individuos de

descendencia africana o árabe. Lo causa una forma defectuosa de hemoglobina que hace
que los hematíes tengan aspecto de «luna creciente» u «hoz» (células falciformes). Estos
hematíes deformados mueren prematuramente y también pueden bloquear el flujo
sanguíneo en los vasos sanguíneos más pequeños del organismo, produciendo otros
síntomas y con frecuencia dolor.
Otras anemias
Existen algunas otras formas raras de anemia, como la talasemia, frecuente en las razas de
origen mediterráneo, y las anemias causadas por defectos en la hemoglobina.
LEUCEMIA
La leucemia es el cáncer de los tejidos que forman la sangre en el organismo, incluso la

médula ósea y el sistema linfático.
Existen muchos tipos de leucemia. Algunas formas de leucemia son más frecuentes en
niños. Otras tienen lugar, principalmente, en adultos.
La leucemia, por lo general, involucra a los glóbulos blancos. Los glóbulos blancos son
poderosos combatientes de infecciones; por lo general, crecen y se dividen de manera
organizada, a medida que el cuerpo los necesita. Pero en las personas que tienen leucemia,
la médula ósea produce una cantidad excesiva de glóbulos blancos anormales que no
funcionan correctamente.
El tratamiento para la leucemia puede ser complejo, según el tipo de leucemia y según otros
factores. Pero existen estrategias y recursos que pueden ayudar a hacer que el tratamiento
sea exitoso.
Síntomas
Los síntomas de la leucemia varían según el tipo de leucemia. Los signos y síntomas
comunes incluyen los siguientes:
 Fiebre o escalofríos
 Fatiga persistente, debilidad
 Infecciones frecuentes o graves
 Pérdida de peso sin intentarlo
 Ganglios linfáticos inflamados, agrandamiento del hígado o del bazo
 Sangrado y formación de hematomas con facilidad
 Sangrados nasales recurrentes
 Pequeñas manchas rojas en la piel (petequia)

 Hiperhidrosis, sobre todo por la noche
 Dolor o sensibilidad en los huesos
Cuándo consultar al médico
Pide una cita con el médico si tienes síntomas o signos persistentes que te preocupen.
Los síntomas de la leucemia suelen ser imprecisos y poco específicos. Es posible que pases
por alto los síntomas tempranos de la leucemia porque se parecen a los de la gripe y de
otras enfermedades comunes.
Algunas veces, la leucemia se descubre en los análisis de sangre que se piden para otras
afecciones.
Causas
Cómo se forma la leucemia
En general, se cree que la leucemia aparece cuando algunas células sanguíneas adquieren
cambios (mutaciones) en el material genético o ADN. El ADN de una célula contiene
instrucciones que le dicen lo que debe hacer. Habitualmente, el ADN le indica a la célula
que crezca a cierto ritmo y que se muera en determinado momento. En la leucemia, las
mutaciones indican a las células sanguíneas que continúen creciendo y dividiéndose.
Cuando esto sucede, la producción de células sanguíneas se descontrola. Con el tiempo,

esas células anormales pueden desplazar a las células sanguíneas sanas de la médula ósea,
lo que disminuye la cantidad de plaquetas, glóbulos blancos y glóbulos rojos sanos, y causa
los signos y síntomas de la leucemia.
Cómo se clasifica la leucemia
Los médicos clasifican la leucemia en función de la velocidad de evolución y de los tipos

de células involucrados.
El primer tipo de clasificación se centra en la velocidad de evolución de la leucemia:
Leucemia aguda. En la leucemia aguda, las células sanguíneas anormales son células
sanguíneas inmaduras (blastos). No pueden cumplir sus funciones normales y se
multiplican rápido; por lo tanto, la enfermedad empeora con rapidez. La leucemia aguda
exige un tratamiento oportuno y agresivo.
Leucemia crónica. Existen muchos tipos de leucemias crónicas. Algunas producen
demasiadas células y otras, muy pocas. La leucemia crónica comprende células sanguíneas
más maduras. Esas células sanguíneas se replican y acumulan muy lentamente, y pueden
funcionar con normalidad durante un tiempo. Algunas formas de leucemia crónica, al
principio, no producen síntomas tempranos, por lo que pueden pasar desapercibidas o no
diagnosticarse durante años.
El segundo tipo de clasificación tiene en cuenta el tipo de glóbulo blanco afectado:
Leucemia linfocítica. Este tipo de leucemia afecta las células linfoides (linfocitos) que
forman el tejido linfoide o linfático. El tejido linfático forma el sistema inmunitario.
Leucemia mielógena. Este tipo de leucemia afecta las células mieloides. Estas originan los
glóbulos rojos, los glóbulos blancos y las células que producen plaquetas.
Tipos de leucemia
Los principales tipos de leucemia son:
Leucemia linfocítica aguda. Este es el tipo más frecuente de leucemia en niños jóvenes.
La leucemia linfocítica aguda también puede afectar a los adultos.
Leucemia mielógena aguda. La leucemia mielógena aguda es un tipo de leucemia

frecuente. Afecta a niños y a adultos. La leucemia mielógena aguda es el tipo más frecuente
de leucemia aguda en adultos.
Leucemia linfocítica crónica. Si tienes leucemia linfocítica crónica, la leucemia crónica

más frecuente en adultos, es posible que te sientas bien durante años sin necesitar
tratamiento.
Leucemia mielógena crónica. Este tipo de leucemia afecta principalmente a adultos. Una
persona que padece leucemia mielógena crónica tiene pocos síntomas o ninguno durante
meses o años antes de ingresar a una fase en la que las células de la leucemia crecen más
rápido.
Otros tipos. Existen otros tipos de leucemia poco frecuentes, como la leucemia de células
pilosas, los síndromes mielodisplásicos y los trastornos mieloproliferativos.
Factores de riesgo
Los factores que pueden aumentar los riesgos de manifestar algunos tipos de leucemia son
los siguientes:
Tratamientos oncológicos previos. Las personas que se sometieron a determinados
métodos de quimioterapia y radioterapia por otros tipos de cáncer corren un mayor riesgo
de manifestar ciertos tipos de leucemia.
Trastornos genéticos. Las anomalías genéticas parecen influir en el desarrollo de la

leucemia. Ciertos trastornos genéticos, como el síndrome de Down, están asociados con un
mayor riesgo de padecer leucemia.
Exposición a ciertas sustancias químicas. La exposición a ciertas sustancias químicas,

como el benceno (el cual se encuentra en la gasolina y se utiliza en la industria química),
está relacionada con un mayor riesgo de padecer algunos tipos de leucemia.
Tabaquismo. Fumar cigarrillos aumenta el riesgo de padecer leucemia mielógena aguda.
Antecedentes familiares de leucemia. Si a algún miembro de tu familia se le ha

diagnosticado leucemia, tu riesgo de padecer la enfermedad puede aumentar.
Sin embargo, la mayoría de las personas que presentan factores de riesgo conocidos no
padecen leucemia. Y muchas personas con leucemia no presentan ninguno de estos
factores.
Valores de referencia y alteraciones del hemograma
VALORES DE REFERENCIA HEMOGRAMA

SERIE ROJA VALORES DE AUMENTO DISMINUCIÓ
REFERENCIA N
S
GLÓBULOS ROJOS *Hombre de 4.5 Poliglobulia Insuficiencia
- 5.5 millones Desnutrición Renal
mm3. * Hemorragia
Mujer 4.0 – 5.0 Anemia
millones mm3.
HEMATOCRITO *Hombre 40 – 50 Deshidratación Anemia

% *Mujer 37 Desnutrición Insuficiencia en
– 42 % Poliglobulia la medula ósea
Policitemia Vera
HEMOGLOBINA *Hombre 13.0 – Poliglobulia Anemia

18.0 gr/dl. Altura Hemorragia
*Mujer 11.5 – Fumadores Insuficiencia
16.5 gr/dl. Renal
Talasemia
VCM 80 – 97 fentolitro Anemia Anemia Anemia

Macrocitica normocitica Microcitica
Anemia nemia Anemia
Megaloblasti Hemolitica sideroblastica
ca Anemia
Ferropenica
Talasemia
HCM 26.5 – 33.5 Anemia Hipercromica Anemia

picogramos Hipocromica
CHCM 31.5 – 35 % Esferocitosis hereditaria Hemoglobinopat

ias
VSG *Hombre de 0 – Inflamación

15 mm. Infección
*Mujeres 0 – 20
mm.
RETICULOCITOS 35.000 – 75.000 Anemia Hemolítica Insuficiencia en

microlitros la medula osea
0,5 – 1,5 %
RECUENTO DE 150.000 – Trombocitosis Trombocitopeni

PLAQUETAS 450.000 /mm3 Deficit de Hierro a
Sindrome Nefrotico Enfermedades
Autoinmunes
Drogas
SERIE BLANCA VALORES DE AUMENTO DISMINUCIÓ

REFERENCIA N
S
GLOBULOS *Adultos 5.000 – Leucocitosis Leucopenia
10.000 mm3
BLANCOS *Hasta los 3 años Infecciónes Problemas de la
6.000 – 15.000 medula ósea
mm3
*Recién nacidos
Trastornos
10.000 – 15.000
inmunes.
mm3
SEGMENTADOS 40 – 70 % Neutrofilia Neutropenia
Infecciones Problemas en la
medula ósea
Inflamación
LINFOCITOS 20 – 45 % Linfocitosis Linfocitopenia
Infecciones virales Trastornos

autoinmunes
Infecciones parasitarias
Fármacos
Tumores
Leucemias
MONOCITOS 3–8% Monocitosis Monocitopenia
Problemas en la
Infección crónica medula ósea
Trastornos autoinmune Sistema inmune

debilitado
Cáncer
EOSINOFILOS 1–4% Eosinofilia Eosinopenia
Alergia Fiebre tifoidea
Parasitosis
BASOFILOS 0–1% Basofilia
Inflamación crónica
Infecciones
Alergia
CAYADOS 3 – 5% Apendicitis
Inflación
Infecciones
COAGULOGRAM VALORES DE AUMENTADO DISMINUIDO

A REFERENCIA
TIEMPO DE 1 – 4 minutos. Alergia Poliglobulia

SANGRIA
Anemia aplasica No tiene

importancia
clínica
Sarampión
Tuberculosis
TIEMPO DE 6 – 9 minutos. Hemofilia Venopunción

COAGULACION traumática
Trastorno hepático
Medicamentos
anticonceptivos
Consumo de heparina ,
warfarina
TIEMPO DE *12 – 14 Hipoprotombinemias Embolia

PROTROMBINA segundos pulmonar
*85 – 100 %
Alcoholismo
*I NR 0.8 – 1.2
Consumo de
diuréticos, vita C
diarrea crónica
consumo de ranitidina,
metildopa, naproxeno
TIEMPO PARCIAL 25 – 48 segundos Deficiencia Genética de los Tromboembolia

DE factores IX, X, XII
TRMBOPLASTINA
ACTIVADA
Hemorragia
Cirrosis
Consumo de alcohol, acido

valproico, codeína ,
heparina.
FIBRINÓGENO 200 – 400 mg/dl Durante el embarazo Fiebre tifoidea
Menstruación Infección viral
Infección aguda
Insuficiencia hepática

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2021

La hematología se centra en el estudio, en la prevención y en el tratamiento de

Como especialidad médica estudia en individuos sanos y enfermos y a los elementos

PRINCIPIOS GENERALES DE LA VENOPUNCIÓN

Zonas donde debe evitarse la venopunción

• Zonas que contengan grandes áreas de cicatrices por quemaduras.

• En caso de mastectomía, se debe consultar al médico antes de extraer sangre de zonas

Brindar confianza y seguridad al paciente, a través del diálogo.

Observar cuidadosamente los dos brazos y las manos.

Generalidades para la toma de la muestra

Las muestras que se requieren para los estudios hematológicos son:

Sangre venosa y capilar.

Extracción de sangre venosa

A) hemólisis de las células

B) incorrecto llenado del tubo.

Obtención de la muestra de la sangre capilar

El uso de agujas hipodérmicas o intravenosas es totalmente desaconsejado por ser causa de

Antiguamente se obtenía sangre capilar luego de puncionar el lóbulo auricular;

El área plantar central y la curvatura posterior no deben puncionarse en lactantes pequeños,

En lactantes, se pueden obtener muestras satisfactorias mediante una punción profunda de

Procedimiento a seguir para la recolección de la muestra de sangre capilar

Limpiar el área con alcohol al 70% y dejar que seque.

La extracción de sangre de un catéter debe asegurar que la solución perfundida o el uso de

Se recomienda utilizar un adaptador de vacío para el llenado de los tubos.

La obtención de sangre arterial para realizar estudios hematológicos no está aconsejada.

Secuencia de los tubos plásticos para extracción de sangre

1. Frascos para hemocultivo.

2. Tubos con citrato (celeste).

5. Tubos con EDTA

6. Tubos con fluoruro (tapa gris)

Secuencia de los tubos de vidrio para extracción de sangre

1. Frascos para hemocultivos.

2. Tubos para suero de vidrio siliconado (tapa roja).

3. Tubos con citrato (tapa azul claro).

6. Tubos con EDTA

7. Tubos con fluoruro (tapa gris).

Homogeneización para tubos de extracción de sangre

Es importante que, inmediatamente después de la extracción, todos los tubos sean

No se deben homogeneizar vigorosamente los tubos de citrato por el riesgo de activación

Si falla la homogeneización de la sangre en el tubo con anticoagulante, se produce la

Preparación de la extensión sanguínea

La extensión sanguínea debe realizarse inmediatamente después de la toma de la muestra

La bandeja de flebotomía puede incluir algunos portaobjetos y cubreobjetos de cristal

Sobre un portaobjetos perfectamente limpio, se coloca en un extremo una gota pequeña de

Se conserva un ángulo menor a 45 respecto al portaobjetos horizontal; el portaobjetos

1. Zona excesivamente gruesa: se encuentra en la región inmediata al punto de partida de la

2. Zona excesivamente fina: corresponde al final de la extensión (cola) y en ésta se observa

Las tinciones se pueden clasificar como:

• Simples: La muestra resulta teñida de un solo color ya que la tinción consiste en la

• Diferenciales: Las tinciones diferenciales están basadas en el uso de dos o más

• Específicas: Utilizan anticuerpos fluorescentes para identificar estructuras celulares

A) la fijación de la sangre extendida sobre el portaobjetos, y b) el uso, junto a los colorantes

Dentro de las tinciones tipo Romanowsky encontramos:

Fundamento de la coloración de Giemsa

• Los colorantes tipo Romanowsky tienen como fundamento utilizar un contraste

• El colorante básico utilizado es el azul de metileno y sus derivados oxidados (Azure

1) Previo a la coloración se debe tener listo el extendido de la muestra sobre un

4) Descartar el metanol presente en la lámina y dejar secar al aire.