MANUAL DE LABORATORIO

DE BIOQUÍMICA

RECOPILADO POR:
NUBIA VARCALCEL
SANDRA PATRICIA CHAPARRO ACUÑA
HUGO ALFONSO ROJAS SARMIENTO

UNIVERSIDAD PEDAGÓGICA Y TECNOLÓGICA DE COLOMBIA

FACULTAD DE CIENCAS
ESCUELA DE CIENCIAS QUÍMICAS
TUNJA
2019

1
 CONTENIDO

Pág.
INSTRUCCIONES GENERALES 3
1. PREPARACION DE SUEROS SALINOS 5
2. RECONOCIMIENTO DE SALES MINERALES 14
3. DETERMINACIÓN DEL pH, ACIDEZ DE DIVERSAS 18
MUESTRAS Y PRODUCTO DE DISOCIACIÓN DE UN
ÁCIDO (pK)
4. PREPARACIÓN DE SOLUCIONES BUFFER 21
5. CURVAS DE TITULACIÓN DE AMINOÁCIDOS 23
6. SEPARACIÓN DE AMINOÁCIDOS POR 26
CROMATOGRAFÍA
7. REACCIONES DE LOS AMINOÁCIDOS 30
8. SEPARACIÓN Y RECONOCIMIENTO DE 33
PROTEÍNAS
9. PROPIEDADES DE LOS CARBOHIDRATOS 37
10. EXTRACCIÓN Y DETERMINACIÓN DE ALMIDÓN 39
EN LOS ALIMENTOS
11. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA 43
DE LA ALFA-AMILASA
12. BIBLIOGRAFÍA 46

2
 INSTRUCCIONES GENERALES

Las prácticas de laboratorio de Bioquímica han sido diseñadas para aplicar y

complementar la parte teórica de la asignatura y para propiciar y potenciar en el
estudiante el espíritu investigativo, mediante la indagación, comprobación, análisis
y síntesis soportados en los trabajos experimentales organizados desde la visión
del método científico.

Cada estudiante estará presente en el laboratorio a la hora indicada, con un

margen de tiempo no superior a los 10 minutos, con los elementos necesarios
para el trabajo experimental: una blusa blanca y de manga larga, tapabocas,
guantes, gafas de seguridad, una toalla pequeña limpia, marcador permanente de
punta delgada o cinta de enmascarar, además de un cuaderno dispuesto
específicamente para la consignación de la información que resulte del trabajo
experimental.

El presente documento se constituye en una guía de trabajo que usted debe

complementar ANTES DE LLEGAR AL LABORATORIO con la ayuda del
PRELABORATORIO que se incluye en el inicio de cada sesión. Los
prelaboratorios deben ser resueltos de forma individual y son un requisito
indispensable para desarrollar el laboratorio correspondiente. Antes de iniciar la
práctica de laboratorio cada estudiante debe leer, entender y comprender lo que
va a hacer, qué posibles resultados espera obtener y qué datos son necesarios
para realizar con éxitos los cálculos necesarios para la realización de la práctica,
preparando su plan de trabajo.

RECOMENDACIONES PARA LA REDACCIÓN DE LOS INFORMES DE LAS

PRÁCTICAS DE LABORATORIO

Después de desarrollada la práctica, se reorganizarán y complementarán los

resultados para elaborar el informe a entregar. Los informes confeccionados por el
grupo de trabajo deben estar completos. No se aceptan copias bajadas de
internet, ni intercambio de datos. Debe contener como mínimo los siguientes
puntos:

- Título de la sesión de laboratorio: nombre de los integrantes y códigos

respectivos.
- Marco Teórico: Breve consulta sobre el objeto de la práctica,
referenciando la fuente bibliográfica.
- Cálculos y Resultados: Mostrar cómo procesó los datos tomados en la
práctica con los diferentes cálculos y ecuaciones, y organizar los
resultados en tablas y/o figuras.
- Análisis de resultados: Los datos obtenidos deben ser comparados con
los disponibles en bibliografía, marcando la discrepancia que pueda
3
 existir con éstos. Se demostrará haber cumplido con el objetivo
propuesto. Se deben analizar las posibles fuentes de errores y los
métodos propuestos para disminuirlos o eliminarlos.
- Conclusiones: de acuerdo a los resultados obtenidos delinear varias
conclusiones finales de la práctica.
- Cuestionario: Responder las preguntas que se encuentran al final de la
guía.
- Bibliografía

 LOS INFORMES ELABORADOS POR TODOS LOS INTEGRANTES DE

CADA GRUPO, SE ENTREGARAN AL INICIO DE LA SIGUIENTE
PRÁCTICA. SE ADICIONARA AL INFORME, EL PRELABORATORIO (DE
ALGUNO DE LOS INTEGRANTES DEL GRUPO), EN TODOS DEBEN
INCLUIRSE LOS REACTIVOS QUE SE VAN A UTILIZAR EN LA SESIÓN
INDICANDO LAS FRASES “R Y S”, SUS CARACTERÍSTICAS FÍSICAS Y
QUÍMICAS, REALIZAR EL DIAGRAMA DE FLUJO DE LA PRÁCTICA Y
LOS DATOS OBTENIDOS DURANTE LA PRÁCTICA COMO PESOS,
VOLÚMENES, ETC, NECESARIOS PARA HACER EL INFORME, QUE
SERA FIRMADO A UN ESTUDIANTE DE CADA GRUPO AL FINAL DE LA
PRACTICA. EL INFORME DEBERA SER ELABORADO POR TODOS LOS
INTEGRANTES DEL GRUPO Y SERÁ SOLICITADO AL INICIO DE LA
SIGUIENTE PRACTICA.

ESTRATEGIAS DE EVALUACIÓN

Se han definido los siguientes puntos de evaluación para cada periodo semestral:

- Evaluación de Entrada: 20%

- Informes y Prelaboratorio: 80%

NOTA: Si el estudiante no asiste al laboratorio la nota correspondiente será

de cero (0,0). Si tiene excusa justificada según el reglamento estudiantil, debe
tramitar el permiso correspondiente con su director de escuela y presentarlo antes
de 10 hábiles. NO SE RECUPERARÁ LA PRACTICA COMO TAL. LAS CITAS
MÉDICAS U ODONTOLÓGICAS NO SON CAUSAS JUSTIFICADAS SEGÚN EL
REGLAMENTO, POR FAVOR NO PROGRAMARLAS EN EL HORARIO DE
LABORATORIO.

4
 PRÁCTICA No. 1

PREPARACION DE SUEROS SALINOS

1. OBJETIVO

Adquirir destreza para realizar cálculos y preparar soluciones de aplicación en

la vida humana.

2. INTRODUCCION

Cuando se utilizan soluciones se debe conocer la concentración de ellas, es

decir, se debe conocer la relación que existe entre el soluto y el solvente,
dando valores en peso o en volumen. Esta relación se puede expresar en
unidades físicas o en unidades químicas. Las físicas son aquellas en las que
no se utiliza la formula del soluto (porcentaje) y las unidades químicas, son
aquellas en las que si se tienen en cuenta la formula del soluto y su manera de
reaccionar, tal es el caso de la molaridad y la normalidad. Los sistemas más
comunes son:

2.1. Unidades físicas

Porcentaje: Es la unidad Física que indica las partes de soluto que hay en
100 partes de solución. Esta concentración se indica con el símbolo % y se
puede despresar en tres
formas:

A. Peso por peso (p/p): expresa los gramos de soluto disueltos o

contenidos en 100 gramos de solución.

B. Peso por volumen (p/v): expresa los gramos de soluto que hay en 100
mL de solución.

C. Volumen por volumen (v/v): indica los mililitros de soluto contenidos en

100 mL de solución.

Para efectuar cálculos con estas concentraciones se emplean las siguientes

formulas, aunque es muy práctico utilizar una regla de tres por medio del
raciocinio:

% p/p = gramos de soluto X 100 %p/p = gramos de soluto X 100

gramos de solución volumen de solución

% v/v = volumen de soluto X100

volumen de solución

5
 Los fabricantes de reactivos expresan la concentración de las soluciones en
porcentaje peso por peso, indicando en la etiqueta su peso específico o la
densidad. En la practica diaria resulta mas fácil medir que pesar por lo que
por lo general se convierte la concentración p/p a p/v empleando la fórmula
de densidad (d= m/v )

2.2. Unidades químicas

A. Molaridad: La concentración MOLAR de una solución es igual al número

de moles de soluto en 1 litro de solución. Esta concentración se llama
molaridad y se designa con la letra M. Las soluciones molares se emplean
poco en análisis químico, donde se prefieren las soluciones normales. El
número que antecede a la letra M indica la cantidad de moles en1 litro
(1.000 mL) de solución. Ejs;

1 mol (mole) de sulfato de sodio (Na2S04) pesa 142 g, entonces una

solución 1M tendrá:

(1 x 142) 142 gramos de soluto en 1 litro.

Una solución 0,5 M tendrá:
(0,5 x 142) 71 g de soluto en 1 litro.
La molaridad se designa como:

M= moles de soluto / volumen de solución en litros

De esta formula se deduce la siguiente:

mM= milimoles de soluto / volumen de solución en mililitros

Cuando el valor de la mol sea una magnitud muy grande, como en el caso
de los valores biológicos utilizados en medicina, se emplea el valor de la
milimol (mM), ya que las concentraciones se expresan en miligramos y a
partir de estas unidades es más práctico hallar el número de milimoles.

B. Normalidad: La concentración NORMAL de una solución es igual al

número de
pesos equivalentes o equivalentes gramo de un soluto que contiene
disueltos 1 litro de solución. Esta concentración se denomina normalidad
y se representa con la letra N (mayúscula). Por ejemplo, una solución 2N
es la que contiene disueltos en 1 litro de solución, 2 pesos equivalentes
del soluto.

La normalidad se designa como:

N= número de equivalentes gramo de soluto / volumen de solución en

6
 litros.

En medicina y demás profesiones paramédicas se emplea el concepto de

miliequivalente (mEq) que deriva del peso equivalente. Este concepto es
de gran importancia ya que la concentración electrolítica sanguínea y el
balance acido- básico se expresa en mEq por litro.

Debido a la confusión que puede causar el concepto de de peso

equivalente o miliequivalente, se amplia este concepto.

C. Peso Equivalente o Equivalente gramo

El peso equivalente o equivalente gramo de una molécula, ion, o radical es

el peso que contiene, reacciona con, o desplaza 1 gramo de hidrogeno, 8
gramos de oxigeno o una cantidad equivalente de otro elemento. De
acuerdo con esta definición se deduce que un peso equivalente de una
sustancia debe reaccionar con, o corresponder a otro peso equivalente de
cualquier sustancia. Es decir, ios pesos equivalentes "igualan" la capacidad
de reacción de cada sustancia. Un peso equivalente de una sustancia A
será igual en capacidad de reacción a un peso equivalente (P. Eq) o
equivalente gramo (Eq.g) de otra sustancia B. Sin embargo el valor en
gramos de cada equivalente gramo será diferente porque dependerá del
peso molecular de cada sustancia. Por ejemplo, un litro de acido clorhídrico
1 N tendrá la misma capacidad reaccionante que un litro 1 N de ácido
sulfúrico o ácido fosfórico como ácido porque tienen la misma cantidad de
ion hidrogeno por litro; las soluciones 1N de cualquier ácido tienen 1 gramo
de hidrogeno por litro.

ES MUY IMPORTANTE ENTENDER EL CONCEPTO DE PESO

EQUIVALENTE Y SABER OBTENER ESTE VALOR DE CUALQUIER
SUSTANCIA.

Los pesos equivalentes se obtienen de acuerdo a la naturaleza de la

sustancia, así:

De los ácidos: Se divide el peso molecular del ácido por el número de

hidrogeno de carácter de ácido o ionizados (protones ionizables), que tenga
el ácido.
De las bases: Se divide el peso molecular de la base por el número de
grupos hidroxilo (OH-) que tenga la base.
De las sales: Se divide el peso molecular de la sal por la valencia del ion
que va a intervenir en la reacción (valencia del catión o del anión). En
biología el peso equivalente se obtiene dividiendo el peso molecular de la
sal por la valencia total del catión.
De los iones: Se divide el peso atómico o molecular por su carga positiva o
negativa (valencia del ion).

7
 Ejemplos numéricos:

Ácidos: HCl H2SO4 H3P04 CH3COOH H2C2O4

1 2 3 1 2

Notas: En ácidos orgánicos se divide por el número de grupos carboxilo,

como en los dos últimos ejemplos.
Algunas sustancias pueden reaccionar de varias maneras por consiguiente
pueden tener varios pesos equivalentes.
Bases: KOH NaOH Ca(OH)2 Ba(OH)2 A1(OH)3 Fe(OH)2 Fe(OH)3
1 1 2 2 3 2 3

Sales: KC1 NaCl CaCl2 BaCl2 AlCl3 K2SO4 CaS04

1 1 2 2 3 2 2

Iones: K+ Na+ Ca+2 Al+3 Ba+2 Mg +2 Cl-1

1 1 2 3 2 2 1
Los ejemplos anteriores se deben interpretar así: el peso molecular de las
sustancias (ácidos, bases o sales) se divide por 1, 2 o 3; en el caso de los
Iones, estos se dividen por su "valencia".

Miliequivalente.

Como su nombre lo indica, un miliequivalente (m.eq.) es la milésima parte de un

peso equivalente. Por ejemplo, si el peso equivalente del NaOH es 40, su m.eq. =
0,040 = 40 mg. El peso equivalente del carbonato de sodio es 53 g y su m.eq. =
0,053 g = 534 mg.

Se deduce que:
m Eq = P eq y N= No. m.eq
1000 V(mL)

Mencionados los conceptos de equivalentes y miliequivalentes, es

importante describir importantes medicamentos que pueden ser
suministrados a nuestro organismo, cuyas concentraciones se expresan en
miliequivalentes. En efecto, el medico dispone de algunos productos que
suministren a un paciente los electrolitos perdidos por diversas causas,
para normalizar su equilibrio ácido-básico.

Las soluciones electrolíticas, llamadas sueros, pueden ser de dos clases:

bebibles o inyectables. Estos medicamentos suplen cualitativa o
cuantitativamente lo que el paciente requiera, de acuerdo a sus
necesidades, detectadas por análisis de laboratorio y por los síntomas que
manifiesta.
3. PRELABORATORIO

8
 ¿Qué es una solución?
 Defina solución diluida, concentrada, insaturada, saturada y sobresaturada.
 Investigue las propiedades coligativas de las soluciones. Explique
brevemente cada una.
 Por que es importante comprender el concepto de concentración de una
solución?
 Reactivos que se van a utilizar en la sesión indicando las frases R y S,
características físicas y químicas.
 Elabore un diagrama de flujo de la práctica.
4. MATERIALES Y REACTIVOS

Cloruro de sodio, glucosa, cloruro de potasio, cloruro de calcio, bicarbonato de

sodio, lactato de sodio.

2 pipetas, 2 probetas, 5 vasos de precipitados, agitador de vidrio, espátula, 6

frascos, rotulos

5. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
5.1. Preparación de suero fisiológico
Con base en los conceptos básicos explicados en la asignatura de bioquímica
u otras asignaturas y la guía de trabajo, este suero se prepara al 0,9 % p/p de
NaCl. La densidad del agua tridestilada es 1 g/mL.

a. Realice cálculos y prepare 100 mL de la solución.

b. Para dar su contenido en términos médicos indique el número de m.eq. por
litro.
c. Investigue por que no es correcto el término fisiológico, sino "Suero
isotónico".

Nota: El suero se administra solo o mezclado con otras sustancias como

glucosa al 2,55 o al 10 %. Si se administra demasiado suero salino se puede
producir edema (retención de sodio), pérdida de potasio y agravación de una
acidosis pre-existente.

5.2. Preparación de sueros fisiológicos hipotónico e hipertónico

9
El primero se prepara al 0,45% p/p y el segundo al 5% p/p.

a. Realice cálculos y prepare 100 mL de las soluciones.

b. Indique el número de m.eq. por litro.

Nota: Las soluciones hipertónicas se deben inyectar lentamente y en

pequeñas cantidades.

5.3. Preparación de suero de Ringer

Contiene 8,6 g de NaCl, 0,3 g de KCl y 0,33 g de CaCl 2 por litro de solución. Se
le conoce como solución isotónica de los tres cloruros.

Este suero es mejor que el salino porque suministra potasio y calcio a niveles
semejantes a los encontrados en la sangre, que también los pierde el
organismo (junto con sodio y cloro) durante la deshidratación y acidosis.

a. Realice cálculos y prepare 100 mL de las soluciones

b. Indique el número de m.eq. por litro de cada componente.

5.4. Solución isotónica de bicarbonato de sodio

Se prepara al 1,5 % p/p. El uso de esta sal se explica porque el ion
bicarbonato se elimina como gas carbónico (CO2) por los pulmones, dejando el
catión sodio. Se usa, al igual que el lactato de sodio, en la acidosis metabólica.

10
a. Realice cálculos y Prepare 100 mL de las soluciones
b. Indique el número de m.eq. por litro.

5.5. Solución de lactato de sodio

Se prepara al 1,9 % p/p. Se usa como alcalinizante para el tratamiento o
prevención de acidosis. El uso del lactato se explica porque el ion lactato se
metaboliza en el hígado, dejando el ion sodio para contrarrestar la acidosis
debida a la deficiencia de sodio.
a. Realice cálculos y prepare 100 mL de la solución
b. Indique el número de m.eq. por litro de cada componente.

5.6. Solución de lactato salino

Contiene 6,0 gramos de cloruro de sodio y 5 gramos de lactato de sodio por
litro. Se usa para evitar el desequilibrio de sodio y cloro.

11
a. Realice cálculos y prepare 100 mL de la solución
b. Indique el número de m.eq por litro de cada componente.

NOTA: Sueros bebibles en polvo para rehidratación oral:

Para la deshidratación debida a enfermedades gastrointestinales en los niños

se recomienda la rehidratación con sueros débiles en polvos que contienen
glucosa y electrolitos balanceados, de bajo precio, cuyo contenido se disuelve
en agua hervida.
La terapia de rehidratación oral, ya sea con soluciones ya preparadas o con
productos en sobres juega un papel muy importante en tratamiento de la
diarrea.
La administración de líquidos por vía oral es el método más simple y
económico de rehidratación. El tratamiento por vía oral de la deshidratación por
diarrea comenzó a popularizarse en 1960 y en 1971 la OMS y UNICEF
empezaron a recomendar su uso.

La mala nutrición es la causa del alto número de muertes por diarrea en la

infancia y ésta constituye el mayor factor que causa o agrava la desnutrición.
La rehidratación no suspende la diarrea pero es parte importante del
tratamiento, para el cual se requiere una solución balanceada de glucosa-
sales.
En el comercio se encuentran varios productos en sobres con "Sales
rehidratantes". Uno de ellos contiene lo siguiente:

Cloruro de sodio 3,5 gramos

Cloruro de potasio 1,5 gramos
Bicarbonato de sodio 2,5 gramos
Glucosa 20,0 gramos.

Todas estas cantidades son con respecto a un litro.

12
 a. ¿A cuántas milimoles por litro equivalen estas cantidades?
_____________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_

b. ¿A cuántos miliequivalentes por litro?

_____________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
_______________________________________________________________
__

c. Prepare 100 mL de solución.

6. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

Grupo de trabajo N°. _____________________________________________________

Integrantes ___________________________________________________________
______________________________________________________________________

Fecha de práctica ____________________________________________________

Fecha de entrega de informe_______________________________________________

PRÁCTICA No. 2

RECONOCIMIENTO DE SALES MINERALES

13
 1. OBJETIVOS

1.1. Demostrar que en la composición de la materia viva están presentes sales

minerales.

1.2. Conocer el proceso de la coagulación de la leche, como técnica para poder

obtener el suero de la leche (fracción líquida) en el que quedan
fundamentalmente las sales que pretendemos identificar.

2. INTRODUCCIÓN

Son más de diez las sales inorgánicas o minerales, definidas como elementos
nutritivos esenciales para las células, porque actúan como agentes funcionales
fisiológicos del organismo. Estas se encuentran unidas a metales de elevada
importancia celular. Se trata en definitiva de una terapia celular, en la cual el
aporte de las sales desencadena un estímulo que capacita a las células para
una mayor absorción de las sales inorgánicas contenidas en la alimentación. Se
presenta una breve descripción solo de minerales presentes en la leche

2.1. Fósfato y Calcio: El fósforo en forma de fosfatos está ampliamente difundido

en la naturaleza. Tanto en el reino mineral como en el vegetal y el animal. El
fósforo representa entre el 0'8% y el 1'1% del peso total del cuerpo (unos 600-
900 gr); un 80% del cual está en el esqueleto -incluyendo los dientes-, en
combinación con el calcio. El restante 20% se encuentra en el suero y está
distribuido por todas las células. El nivel en suero es de 3-4'5 mg por 100 mL. en
adultos. En los niños es de 4-7 mg por 100 mL. En el organismo, el fósforo existe
en forma de sales orgánicas e inorgánicas. El contenido de fósforo de los tejidos
blandos tiene prioridad metabólica sobre el de los huesos. El fósforo inorgánico
es más ionizable y difusible a través de las membranas que el orgánico. La bilis
y jugo pancreático, lo mismo que el jugo intestinal, contienen iones de fosfato en
proporción considerable y contribuyen a mantener el equilibrio entre la ingestión
de fósforo y su excreción fecal.

2.2. Sodio y cloruros: El sodio es el catión principal del líquido extracelular, esta
relacionado con el equilibrio osmótico y el volumen del líquido extracelular. La
homeostasia del sodio se regula principalmente a través del riñón. La mayor
parte del sodio dietético es agregada a los alimentos como cloruro de sodio o
"sal de mesa". Otras fuentes dietéticas son carne y productos lácteos. Las
necesidades mínimas en los adultos sanos se cubren con una ingesta de 90 a
100 mg. diarios, a no ser que aumente la sudoración o los vómitos. En la dieta
occidental, contiene más de 2 a 7 g diarios, es decir muy superior a la requerida.
En los climas cálidos, donde se pierde mas sodio por el sudor o en ciertas dietas
en las que no se toma nada de sal, pueden aparecer calambres musculares.
Cuando se requieren reposiciones de agua superiores a los tres litros (después
de un partido de tenis intenso p.ej) se requiere aportar también cloruro de sodio.

14
3. PRELABORATORIO
 Que puede suceder ante la carencia de sales minerales en la célula?
 Que puede suceder si existe exceso de sales minerales en la célula?

4. MATERIALES Y REACTIVOS

Vaso de precipitado, matraz o probeta, embudos con papel de filtro, gradilla con
tubos de ensayo, pinzas para calentar tubos, mechero.

Leche, ácido acético, ácido nítrico, solución molibdato amónico al 1%, solución

de nitrato de plata al 1%, solución de oxalato amónico al 1%.

    
5. PROCEDIMIENTO

5.1. Preparación de la muestra

Para determinar la presencia de sales es interesante utilizar el suero de

leche.
Para obtenerlo, colocar en un vaso de precipitado unos 50 cc. de leche, añadir
un mL. de ácido acético y esperar unos minutos.  Al producirse el "cuajado"
filtrar a través de papel de filtro, para obtener el suero. 
Recoger el filtrado en un matraz o probeta.
 
5.2. Realización de las reacciones

Prepare tres tubos de ensayo como se indica en la tabla:

Tubos 1 2 3
Reactivos mL. mL. mL.
Suero 3 3 3
Nitrato de plata 1 - -
Molibdato amónico (1%) - 3 -
Oxalato de amonio (1%) - - 2

El molibdato amónico al 1%, debe ser tratado con ácido nítrico concentrado
en cantidad suficiente para que el ácido molíbdico que se forma se redisuelva.
Caliente el tubo al baño María.
Agite bien, observe y anote los resultados obtenidos

6. RESULTADOS

a. Coloree en la representación de los tubos de ensayo los resultados

obtenidos:

15
 Tubos 1 2 3

b. La reacción en el tubo de ensayo número 1 nos sirve para identificar los

cloruros. Por qué? Explique y escriba la ecuación de la reacción química
correspondiente.
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
_____________________________________________________________
Ecuación química:

c. La reacción en el tubo de ensayo número 2 nos va a permitir identificar la

presencia de fosfatos. Por qué? Explique y escriba la ecuación de la reacción
química correspondiente.
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
_____________________________________________________________
Ecuación química

d. La reacción en el tubo de ensayo número 3 nos sirve para identificar el

calcio. Por qué? Explique y escriba la reacción química correspondiente.
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
______________________________________________________________
Ecuación química

16
7. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

Grupo de trabajo N°. _________________________________________________

Integrantes: ________________________________________________________
Fecha de práctica: _________________________________________________
Fecha de entrega de informe:__________________________________________

PRÁCTICA 3: DETERMINACIÓN DEL pH, ACIDEZ DE DIVERSAS MUESTRAS

Y PRODUCTO DE DISOCIACIÓN DE UN ÁCIDO (pK)

1. INTRODUCCIÓN

17
En esta práctica se tendrá la oportunidad de aplicar los principios teóricos y
metodológicos de la potenciometría en el registro de la variación del pH en función
del volumen del agente titulante en la determinación de la concentración de un
ácido y, por medio de este método determinar su constante de disociación.

2. OBJETIVOS

 Determinar el pH de muestras de suelos y alimentos.

 Medir el pK de un ácido

3. PRELABORATORIO

 Dibuje y defina las partes de un pHmetro

 ¿Qué importancia tiene la acidez y el pH en los suelos y aguas?
 ¿Qué es el pk de un ácido y cuál es su importancia?
 Consulte los valores de pH y acidez de las muestras que va a usar en la
práctica.
 Elabore un diagrama de flujo de la práctica.

4. MATERIALES Y REACTIVOS

EL GRUPO DEBE LLEVAR AL MENOS TRES MUESTRAS DE SUELO, AGUAS

Y ALIMENTOS para determinar pH y acidez (mínimo 15 g de cada una).

 Solución de NaOH0,1 N
 Ácido acético CH3COOH 0,1 N
 Fenolftaleína
 Bureta de 25 mL
 Soporte universal
 Pinzas para bureta
 1 Vaso de precipitado de 100 mL
 2 Erlenmeyer de 125 mL
 1 pipeta de 10 mL
 Pipeteador
 Balón aforado de 50 mL
 pHmetro

5. PROCEDIMIENTO

4.1 Determinación del pH de una muestra

18
  Pese 10 g de la muestra que se va a analizar triturada previamente en un
mortero y adicione 9 mL de agua destilada. Mezcle y filtre en un embudo de
vidrio. Tome el pH con el pHmetro.

4.2 Determinación de la acidez de las muestras

Tome 10 mL del filtrado de la muestra y adicione tres gotas de fenolftaleína. Titule

con NaOH 0,1M previamente estandarizada con biftalato ácido de potasio. Calcule
el porcentaje de acidez de acuerdo con las siguientes tablas:

MUESTRAS LÍQUIDAS

La acidez puede expresarse en el ácido que predomina ya sea cítrico, málico,

tartárico o acético. Los pesos equivalentes (Peq) y miliequivalentes (Pmeq) de
éstos ácidos son:

Ácido Peq Pmeq

Cítrico 70 0,070
Málico 67 0,067
Tartárico 75 0,075
Acético 60 0,060
Láctico 90 0,090

En vinos y vinagres suele expresarse la acidez en términos de g del ácido

predominante por litro, donde aplica la siguiente fórmula:

g mL NaOH × N × Peq
Acidez ácido( predominante)=
L Volumen muestra (mL)

Donde:
mL NaOH = Volumen de NaOH gastado en la titulación
N = Normalidad del NaOH
Vm = Volumen de muestra

MUESTRAS SÓLIDAS

En frutas, verduras y muestras sólidas, la acidez se suele expresar en porcentaje.

Para ello se recurre a la siguiente fórmula:

mL de NaOH × N × Pmeq
% Acidez ácido ( predominante)= × 100
gramos muestra

4.3 Determinación del pK del ácido acético

 Tome 10 mL de solución de ácido acético 0,1M, coloque en ella el electrodo

del pHmetro y registre el pH. Llene la bureta con la solución de NaOH 0,1

19
 M, de tal manera que la gota caiga en el líquido y no por las paredes del
vaso ni demasiado cerca del electrodo.
 Libere de a 1 mL de NaOH agitando suavemente, y registre en una tabla el
pH vs. el volumen, a partir de 0 mL. Cuando se aprecie un cambio brusco
del pH más de 10, detenga la titulación.
 Lavar con frasco lavador el electrodo una vez culminado el proceso.
Realizarlo por duplicado.

5 CÁLCULOS Y RESULTADOS

5.1 Diligenciar en la siguiente tabla los datos de pH obtenidos en cada

experimento (Exp.) y obtener un promedio.

mL ACIDO ACÉTICO
NaOH Exp. 1 Exp. 2 Promedio
0
1
2
3
4
5
6
.. etc

5.2 Graficar el pH promedio en el eje Y y el volumen de NaOH en el eje X, esto

se denomina “curva potenciométrica”. Ubicar el punto de inflexión de la
curva (punto de equivalencia) y determinar el volumen correspondiente.
5.3 En la curva de titulación se observará una zona más recta, que corresponde
al rango de pH dentro del cual dicho ácido se hace resistente a los cambios
de pH, el punto medio de dicha zona corresponde al pK. De esta forma,
determine con la mayor exactitud los puntos extremos de dicha zona de
resistencia y trace una línea recta, de manera que pase por la mayor parte
de puntos, luego determine el punto medio de esta recta (pK) y el valor de
pH en este punto.

PRÁCTICA 4. PREPARACION DE SOLUCIONES BUFFER O

AMORTIGUADORAS

1. OBJETIVOS

20
  Preparar soluciones amortiguadoras de carbonatos, acetatos, fosfatos y
amonio.
 Determinar el pH de estas soluciones antes y después de la adición de
ácidos y bases fuertes

2. INTRODUCCIÓN

Una solución amortiguadora o buffer es aquella que se opone o resiste a los

cambios de pH cuando se les adiciona una base o un ácido, su acción se basa
principalmente en la absorción de hidrogeniones, H + o iones hidroxilo OH-. Están
formadas por una mezcla binaria de un ácido débil y su sal o de una base y su sal.
Aquella mezcla que tenga una proporción equimolar de sal y ácido poseerá un
óptimo poder amortiguador ya que su pH=pKa.

3. PRELABORATORIO

1. ¿Cómo se define una solución buffer, dé ejemplos de soluciones

amortiguadoras que se utilizan en bioquímica?
2. ¿Cuáles son los sistemas de amortiguación más importantes en los seres
vivos? Explique brevemente cada uno de ellos.
3. ¿Cuáles son los criterios que se deben tener en cuenta para preparar un
buen amortiguador para una reacción bioquímica?
4. Escriba la ecuación de Henderson para una solución amortiguadora.

4. PROCEDIMIENTO

1. Solución amortiguadora de acetatos

 Preparar 25 mL de solución buffer de concentración 0,30M de ácido acético
y con un pH=5.0, usando ácido acético (CH 3COOH) y acetato de sodio
(CH3COONa). El valor de pka= 4.74.
 Determinar la cantidad de reactivo y pesar en la balanza. Determinar el
volumen del ácido. Disolver la sal en un vaso de precipitado, llevar las dos
soluciones a un balón aforado de 25 mL, completar a volumen con agua
destilada y homogenizar. Marcar el balón. Densidad del ácido acético: 1,05
g/mL.
 Tomar un volumen de solución y hallar el pH.
 A un volumen de 5 mL de la correspondiente solución adicionarle 1 gota de
ácido clorhídrico concentrado, agitar y determinar el pH.
 A otros 5 ml adicionarle 1 gota de amoníaco, agitar y determinar el pH.

2. Solución amortiguadora de carbonatos

21
  Preparar 25 mL de solución buffer de concentración 0,50M de carbonato de
sodio y con un pH=10.0, usando carbonato de sodio (Na 2CO3) y bicarbonato
de sodio (NaHCO3). El valor de pka2= 10.26.
 Determinar la cantidad de reactivo y pesar en la balanza. Determinar el
volumen del ácido. Disolver la sal en un vaso de precipitado, llevar las dos
soluciones a un balón aforado de 25 mL, completar a volumen con agua
destilada y homogenizar. Marcar el balón. Tomar un volumen de solución y
hallar el pH.
 A un volumen de 5 mL de la correspondiente solución adicionarle 1 gota de
ácido clorhídrico concentrado, agitar y determinar el pH.
 A otros 5 ml adicionarle 1 gota de amoníaco, agitar y determinar el pH.

3. Solución amortiguadora de amonio

 Preparar 25 mL de solución buffer de concentración de 0,2 M de hidróxido
de amonio y con un pH=10, usando hidróxido de amonio (NH 4OH) y cloruro
de amonio (NH4Cl). El valor de pka= 9.26.
 Determinar la cantidad de reactivo y pesar en la balanza. Determinar el
volumen del ácido. Disolver la sal en un vaso de precipitado, llevar las dos
soluciones a un balón aforado de 25 mL, completar a volumen con agua
destilada y homogenizar. Marcar el balón. Tomar un volumen de solución y
hallar el pH.
 A un volumen de 5 mL de la correspondiente solución adicionarle 1 gota de
ácido clorhídrico concentrado, agitar y determinar el pH.
 A otros 5 ml adicionarle 1 gota de amoníaco, agitar y determinar el pH.

RESULTADOS DE LAS SOLUCIONES AMORTIGUADORAS

Solución pH esperado pH obtenido pH al pH al

buffer adicionarle adicionarle
ácido amoníaco
Acetatos
Carbonatos
Amonio
Agua

PRÁCTICA 5. CURVAS DE TITULACIÓN DE AMINOACIDOS

1. OBJETIVOS

22
 Obtener las curvas de titulación de tres soluciones de aminoácidos: Glicina
(Gli), Lisina (Lis) y ácido Aspártico (Asp).
 Determinar el punto isoeléctrico del aminoácido
 Determinar el pKa del ácido y el pka del amino

2. INTRODUCCION

Los aminoácidos son compuestos que contienen un grupo amino, -NH 2, y un grupo
carboxilo, -COOH. En adición hay un grupo “R” que es diferente para cada
aminoácido. El símbolo “R” se utiliza aquí para representar una abreviatura
generalizada para indicar un grupo orgánico.

NH2
|
R―C―H
|
COOH
En sistemas fisiológicos donde el pH es casi neutral, el grupo amino de un
aminoácido estará protonado y el grupo carboxilo estará ionizado. Esto se conoce
como la forma zwiterion del aminoácido.

NH3+
|
R―C―H
|
COO-

En soluciones fuertemente ácidas, el grupo carboxilo estará también protonado,

mientras en soluciones muy básicas ambos grupos, el carboxílico y el amino,
estarán en forma no-protonada. Ácido Basico

La curva de titulación será bifásica (vea diagrama abajo). Habrá dos porciones
separadas o inflexiones en la curva de titulación. El punto medio de la primera
inflexión (B) es donde el aminoácido está mitad en forma ácida y mitad en forma
zwitterion. EL punto de inflexión C ocurre cuando todo el aminoácido original ya
está en forma de zwitterion. El pH al cual esto ocurre se denomina el pH
isoeléctrico (punto isoeléctrico) y se le da el símbolo pI (asumiendo que el grupo
“R” no tiene carga). En la titulación de pH de un aminoácido con un grupo no

23
ionizable “R”, el punto de equivalencia ocurre en el pI del aminoácido. En el punto
medio de la segunda inflexión (D), la mitad del aminoácido está en forma de
zwitterion y la otra mitad está en forma básica.

Los valores aparentes de pK para las dos etapas de disociación pueden ser
extrapolados de los puntos medio de cada inflexión. Esto se puede demostrar con
la ecuación de Henderson-Hasselbach:

El pKácido (el pK del grupo carboxílico) es el punto (B) donde la mitad del grupo
ácido ha sido titulado. En este punto la ecuación se vuelve:
pH = pKa

Del mismo modo, el punto (D) nos da el valor del pKa amino.

MATERIALES Y REACTIVOS

Vasos precipitados de 100 ml Pipeta de 10 ml

Probeta de 50 ml Agitador
pH-metro Bureta
Pinzas para bureta Erlemeyer de 250 ml
Glicina 0.1N Acido Aspartico 0.1 N
Lisina 0.1 N NaOH 0.1N
HCl 0.1N
Solución de fenolftaleína
24
PROCEDIMIENTO

Titulación con NaOH

Colocar 25 ml de solución de aminoácido (glicina) en un vaso de 100 mL o un

Erlenmeyer, determine el pH de la muestra, agregar 3 gotas de solución de
fenolftaleína e introducir los electrodos del pH-metro. Titular con la solución de
NaOH 0.1N Esta corrida se hace añadiendo NaOH a intervalos de ~1.0 mL,
tomando el pH cada vez que se adicione la base, hasta que pase el primer punto
de equivalencia; es decir, se mantendrá añadiendo incrementos de 1.0 mL hasta
que el pH suba abruptamente, aproximadamente 12 (el punto C en la gráfica).

Registre los resultados en una tabla

Construir una gráfica de volumen de NaOH (eje X) agregado contra pH (eje Y).

Titulación con HCl

Colocar 25 mL de solución de aminoácido (glicina) en un vaso de 100 mL o un

erlemeyer, determine el pH de la muestra, e introducir los electrodos del pH-
metro. Titular con la solución de HCl 0.1N Esta corrida se hace añadiendo HCl a
intervalos de ~1.0 ml, tomando el pH cada vez que se adicione el ácido hasta que
el pH llegue a 1.2 aproximadamente.

Registre los resultados en una tabla

 Construir una gráfica de volumen de HCl eje X) agregado contra pH ( eje

Y).

 En la curva de titulación, calcule el punto isoeléctrico del aminoácido y los

pKa de los grupos amino y carboxilo. Compara estos valores con los
teóricos.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Harry Alices-Villanueva, Ph.D. 2011. Bioquímica Titulación de aminoácidos.

Universidad Interamericana de Puerto Rico.

Bohinski. 1998. Bioquímica. Editorial Pearson. México. (Páginas 64-90).

Campbell, Mary y Farrel, Shawn. 2004. Bioquímica. Editorial Thomson. México.

(Páginas 62-74).

PRÁCTICA 5. SEPARACIÓN DE AMINOÁCIDOS POR CROMATOGRAFIA

25
 1. OBJETIVO

 Estudiar las técnicas de cromatografía de papel o en capa fina.

 Separar e identificar aminoácidos por cromatografía.

2. INTRODUCCIÓN

La cromatografía de papel es una de las técnicas cromatográficas más simples y

de las más antiguas, como su nombre la indica la separación se realiza sobre tiras
u hojas de papel de filtro. Este método es muy versátil y se emplea con mucha
frecuencia, pero su uso se limita a las separaciones sobre celulosa, ya que otros
medios absorbentes como la alúmina y gel de sílice no pueden prepararse en
forma de tiras. Esta dificultad se puede superar fabricando capas finas de estas
sustancias sobre placas de vidrio. Las propiedades particulares de la
cromatografía en capa fina permiten desarrollar el fraccionamiento en un periodo
de tiempo menor que en la de papel.

3. PRELABORATORIO

1. Qué se entiende por cromatografía

2. Cuántas clases de cromatografía hay.
3. Qué es el coeficiente de reparto Rf
4. En cromatografía cuál es la fase estacionaria y cuál es la fase móvil.

MATERIAL QUE DEBE TRAER EL ESTUDIANTE

Huevo, Harina de trigo, limón, naranja, tomate. Cuchillo o bisturí. Bolsa para
residuos orgánicos.

 Harina de Trigo: Coloque unos 10 gramos en un vaso de precipitado y adicione

50 mL de agua, agite durante 10 minutos, filtre a través de papel filtro y
conserve el filtrado para pruebas siguientes.

 La clara de 1 huevo: Vierta la clara de huevo en un vaso de precipitado y

adicione 50 ml de agua destilada y agite con el fin de disolverla. Esta solución
se utiliza para las pruebas.

PROCEDIMIENTO

Preparación de los zumos de frutas

 Se exprime zumo fresco de una naranja, un limón y de tomate o de otra fruta

de la región, manteniendo separados los zumos.

26
 Se centrifugan o filtran algunos mililitros. Reserve 1 mL de cada uno para la
cromatografía.
 A una segunda porción de 1 mL de zumo se adicionan 3 mL de etanol para
precipitar la mayor cantidad de proteína.
 Se centrifugan o filtran los zumos tratados con el alcohol y se conserva el
filtrado.

 Corte el papel de filtro de acuerdo al tamaño del vaso o recipiente que va a

utilizar para la cromatografía, (cuidando de no tocarlas con los dedos
directamente) y marque con lápiz una línea paralela por el lado donde va a
comenzar la cromatografía; se marca un número una cruz sobre esta línea
correspondiente a cada una de las muestras que se han de aplicar sobre el
papel y se señala cada muestra para poderla identificar.

Marque sobre el papel 11 orígenes y coloque las muestras así:

Origen 1: Se pone una gota de la mezcla de aminoácidos.

Origen 2: Dos gotas de zumo de naranja sin tratar.
Origen 3: Dos gotas de zumo de limón sin tratar.
Origen 4: Dos gotas de zumo de tomate sin tratar.
Origen 5: Se ponen 8 gotas de la solución alcohólica de zumo de naranja
Origen 6: Se ponen 8 gotas de la solución alcohólica de zumo de limón.
Origen 7: Se ponen 8 gotas de la solución alcohólica de zumo de tomate.
Origen 8: Una gota de ácido aspártico.
Origen 9: Una gota de leucina.
Origen 10: Una gota de lisina.
Origen 11: Una gota de prolina.

Las muestras se aplican sobre el papel o sobre la placa mediante un tubo

capilar o un hilo de platino la posición apropiada; las manchas de las muestras
sobre el papel deben ser de un parámetro máximo de 5 mm, ya que manchas
mayores conducen a peores separaciones.

 La mejor manera para secar las manchas es con un secador de pelo, ya que
este aparato produce una corriente de aire que ayuda a que la evaporación del
disolvente vaya más rápida.

27
 Una vez se han secado las manchas sobre el papel, se introduce en el vaso o
probeta donde se encuentran los disolventes, se tapa y se deja desarrollar la
cromatografía por espacio de 1 a 2 horas.

Mezcla de disolventes: Etanol: agua: Amoniaco (80:10:10 por volumen)

 Al final del desarrollo se saca el papel de la probeta, señalando con un lápiz el

frente del disolvente, se seca y se pulveriza con ninhidrina, el papel o la placa
se calienta a 80 – 100 °C, y observe la aparición de las manchas de color.

Es aconsejable llevar puestos guantes de goma, ya que en el sudor están

presentes varios aminoácidos, si no se llevan guantes se lavan muy bien las
manos antes del revelado y se coge el papel por los lados. También se debe
evitar el contacto de la ninhidrina con los dedos.

Los aminoácidos aparecen como manchas de color azul o lila.

Algunas manchas de los zumos no corresponden con las posiciones de ninguna

de las manchas de los tres aminoácidos conocidos. Habrá una mancha amarilla
debida a la presencia de prolina y una marrón, que se desplaza despacio, debida
a la asparagina.

Determinación del coeficiente de reparto

El Coeficiente de reparto (Rf) = distancia recorrida por cada color

Distancia recorrida por el disolvente

28
 Compare los resultados de los zumos puros con los obtenidos
después del tratamiento con alcohol.

29
 PRÁCTICA 7. REACCIONES DE LOS AMINOÁCIDOS

1. OBJETIVOS

 Realizar las pruebas colorimétricas que permitan el reconocimiento de

aminoácidos.

2. INTRODUCCIÓN

De todos los posibles aminoácidos, sólo 20 pueden estar presentes en las

proteínas. La estructura general de los aminoácidos incluye un grupo amino y un
grupo carboxilo, ambos unidos al carbono alfa que a su vez está unido a un
hidrógeno y al grupo de cadena lateral y que determina la identidad de un
determinado aminoácido.

Los aminoácidos se pueden clasificar por su naturaleza polar o no polar, por la

presencia de un grupo ácido o básico o de grupos funcionales de la cadena lateral,
y que les confiere a los aminoácidos unas características físicas y químicas
particulares que permiten realizar su diferenciación en el laboratorio.

La solubilidad de los aminoácidos varía de acuerdo a la polaridad presente en la

cadena lateral, propiedad que se aplica para la separación de aminoácidos por
cromatografía.

3. PRELABORATORIO

1. Representa la fórmula general de los aminoácidos

2. Escriba la estructura de por lo menos un aminoácido: polar, no polar,
ácido, básico.
3. Para las siguientes reacciones de identificación de aminoácidos
averiguar: el principio del método, fórmulas químicas, color desarrollado:
 Reacción de la Ninhidrina
 Reacción Xantoproteíca
 Reacción de Adamkiewics
 Reacción de los tiogrupos.
 Reacción de Sakaguchi
 Reacción de Ehrlich
 Reacción de Hopkins Cole
4. Qué implicaciones tiene la cadena lateral de los aminoácidos en sus
propiedades químicas y en los métodos de identificación en el
laboratorio.

ELEMENTOS QUE DEBE TRAER EL ESTUDIANTE

Huevo, Harina de trigo, limón, naranja, tomate. Cuchillo o bisturí. Bolsa para
residuos orgánicos.

30
 Harina de Trigo: Coloque unos 10 gramos en un vaso de precipitado y adicione
50 mL de agua, agite durante 10 minutos, filtre a través de papel filtro y
conserve el filtrado para pruebas siguientes.

 La clara de 1 huevo: Vierta la clara de huevo en un vaso de precipitado y

adicione 50 ml de agua destilada y agite con el fin de disolverla. Esta solución
se utiliza para las pruebas.

1.1 REACCION CON LA NIHIDRINA

Tubo Albúmina Harina Solución Prolin Sacaro Ninhidrin

No. de huevo de Trigo de a sa a
aminoácid
os
1 2 ml 0.5 ml
2 2 ml 0.5ml
3 2 ml 0.5ml
4 2 ml 0.5 ml
5 2 ml 0.5 ml

 Agitar cada tubo y calentar a ebullición en baño maría durante 5 minutos, enfríe
y observe la coloración. Dibuje los resultados obtenidos.

2.2. REACCION XANTOPROTEICA

Tubo No. Albúmin Harina Solución Ácido

a de de de Nítrico
huevo Trigo aminoácid Concentrad
os o
1 1 ml 0.5 ml
2 1 ml 0.5ml
3 1 ml 0.5ml

Al adicionar el ácido nítrico observe el color formado y luego adicione el

hidróxido de sodio y observe el cambio de coloración. Dibuje los resultados
obtenidos.

TENGA MUCHO CUIDADO AL TRABAJAR CON EL ACIDO Y EL

HIDRÓXIDO DE SODIO. NO OLVIDE LOS IMPLEMENTOS Y NORMAS DE
SEGURIDAD.

31
2.3 REACCIÓN DE ADAMKIEWICS

Tubo No. Albúmina Harina de Solución Formaldehi H2SO4

de huevo Trigo de do
aminoácid
os
1 1 ml 0.5 ml 0.5 ml
2 1 ml 0.5ml 0.5 ml
3 1 ml 0.5ml 0.5 ml

 Después de añadir el formaldehido debe agitar los tubos de ensayo.

 Añadir al pacido sulfúrico muy lentamente y por las paredes del recipiente y no
agitar el tubo de ensayo.
 Observe la formación de un anillo color violeta en la inter fase del ácido
sulfúrico y el resto de la solución.
 Dibuje los resultados.

2.3. REACCION DE LOS TIOGRUPOS

Albúmina Harina Solución de Hidróxido de Acetato de

Tubo de huevo de aminoácidos potasio al plomo al
No. Trigo 40% 10%
1 1 ml 0.5 ml 0.5 ml
2 1 ml 0.5ml 0.5 ml
3 1 ml 0.5ml 0.5 ml

 Llevar al baño de agua hirviendo y déjelo por 5 minutos. Observe la coloración.

2.4. REACCIÓN DE SAKAGUCHI

Tubo Albúmina Harina Solución Hidróxido Alfa- Hipoclorito de

No. de huevo de Trigo de de sodio al naftol sodio al 10%
aminoácid 5%
os
1 1 ml 0.5 ml 2 gotas 2 gotas
2 1 ml 0.5ml 2 gotas 2 gotas
3 1 ml 0.5 ml 2 gotas 2 gotas

 Agitar los tubos y observar la aparición de un color rojo intenso que indica que
la proteína posee arginina.

32
 PRÁCTICA 8. SEPARACIÓN Y RECONOCIMIENTO DE PROTEÍNAS

1. OBJETIVOS

 Identificar algunas propiedades de las proteínas

 Determinar la presencia de proteínas en vegetales y animales
 Determinar el punto isoeléctrico de la caseína

2. INTRODUCCIÓN

Las proteínas son cadenas de aminoácidos que se pliegan adquiriendo una

estructura tridimensional que les permite llevar a cabo miles de funciones. Las
proteínas están codificadas en el material genético de cada organismo, donde se
especifica su secuencia de aminoácidos, y luego son sintetizadas por los
ribosomas.

3. PRELABORATORIO

1. Por medio de un ejemplo, explique el enlace peptídico de las proteínas

2. Cuáles son los tipos de enlaces que mantienen unidas a las proteínas en su
estructura primaria, secundaria, terciaria y cuaternaria.
3. Definir precipitación isoeléctrica de las proteínas
4. Qué es desnaturalización de las proteínas y mencione por lo menos 3 agentes
desnaturalizantes físicos y 3 químicos.
5. Averiguar en qué consiste la reacción de biuret.
6. Investigue sobre la clasificación de las proteínas según su solubilidad
(Osburne)

MATERIAL QUE DEBE TRAER EL ESTUDIANTE

Un huevo. Leche entera sin hervir.

PROCEDIMIENTO

 La clara de 1 huevo: Vierta la clara de huevo en un vaso de precipitado y

adicione 50 ml de agua destilada y agite con el fin de disolverla. Esta
solución se utiliza para las pruebas

1. REACCION CON BIURET

Tubo No. Albúmina de Leche Sacarosa Reactivo de

huevo Biuret
1 2 ml 0.5 ml
2 2 ml 0.5 ml
3 2 ml 0.5ml

33
  Agitar cada tubo y observe la coloración formada. Dibuje los resultados
obtenidos.
2. PRECIPITACION DE LAS PROTEINAS POR ACCION DEL CALOR

Tome en 2 tubos de ensayo 5 mL de la solución de clara de huevo. A uno de

ellos agregue 0.5 mL de ácido acético al 5%. Luego coloque ambos tubos en
un vaso de precipitado que contenga agua de la llave a temperatura ambiente
y empiece a calentar. Con la ayuda de un termómetro determine a qué
temperatura empiezan a precipitar las proteínas; esto se determina porque la
solución empieza a enturbiarse.

3. PRECIPITACIÓN DE LAS PROTEÍNAS POR DESHIDRATACIÓN

Por acción de sales

Tubo Albúmina Leche Sacarosa Sulfato de

No. de huevo amonio
sólido
1 3 mL 0.5 g
2 3 mL 0.5 g
3 3 mL 0.5 g

 Observe la formación de precipitado. Dibuje los resultados obtenidos.

Por acción del etanol

Tubo No. Albúmin Leche Sacarosa Etanol al

a de 95%
huevo
1 2 mL 2 mL
2 2 mL 2 mL
3 2 mL 2 mL

 Adicione despacio el etanol y sin agitar. Observe la formación de precipitado

en la zona de unión de los dos líquidos.
 Dibuje los resultados obtenidos.

4. SEPARACIÓN DE PROTEÍNAS DEL HUEVO

De la solución de clara de huevo restante, determine su volumen y adicione 1/10

de este volumen de ácido acético 1N, agite bien y filtre a través de tela.

Agregue al filtrado un volumen igual de solución saturada de sulfato de amonio,

agite bien y centrifugue por 15 minutos a 2000 rpm, pase el líquido a un vaso de

34
precipitado y guárdelo, el precipitado corresponde a la ovomucina, glucoproteína
responsable de la viscosidad de la clara.
Disuelva un poco de este precipitado en 10 mL de agua y realice la prueba de
biuret.

Al líquido anterior (el que se ha guardado del punto anterior) adicione de nuevo
solución saturada de sulfato de amonio hasta lograr la máxima formación de
precipitado y este no se disuelva, deje reposar por 10 minutos y centrifugue por 5
minutos a 2000 rpm, el precipitado obtenido corresponde a la ovo-albúmina o
albúmina de huevo, deseche el líquido y seque el precipitado.

A una pequeña cantidad de albúmina extraída adicione 5 mL de agua y realice la

prueba de biuret.

 Qué color y consistencia presenta la ovo-albúmina y la ovomucina

 Para qué se utiliza el sulfato de amonio. Cómo se llama este método de
separación de proteínas.
 Hay otras sustancias que realizan este proceso. Nómbrelas
 Qué clase de proteína es la ovomucina y la ovoalbúmina desde el punto de
vista de: su configuración, composición química y su función.

5. DETERMINACIÓN DEL PUNTO ISOLECTRICO DE LA CASEINA

Extracción de la Caseína

Coloque 50 mL de leche en un vaso de precipitado y adicione 50 mL de agua

destilada, agite y ajuste el pH a 4.8 adicionando HCl 0.5N (con la ayuda del
pHmetro), a este pH la caseína precipita. Deje en reposo la solución por 10
minutos, decante el líquido y el resto fíltrelo a través de papel de filtro.

Transfiera el precipitado anterior a un vaso de precipitado y adicione 20 mL de

etanol al 95%, agite por 5 minutos y filtre de nuevo. El precipitado es la caseína
pura. Seque lo mejor posible con el papel de filtro.

Preparación de la solución de caseína:

Coloque aproximadamente 250 mg de caseína en un vaso de 50 mL.

Agregue 20 mL de agua destilada y 5 mL de NaOH 1N; agite hasta lograr una

solución total de la caseína.

Una vez disuelta la caseína, se vierte en un matraz aforado de 50 mL, adicione

5mL de ácido acético 1N y diluya con agua destilada hasta 50 mL y mezcle bien.

La solución debe ser clara y limpia y si no es así, debe volver a filtrar.

35
Realizar la prueba de biuret.

Determinación del punto isoeléctrico de la caseína

Preparar los siguientes tubos:

Tubo No. Agua Ácido Ácido Ácido Caseín

Acétic Acétic Acétic a PH
o 0.01 o 0.1 N o 1.0 N resultante
N
1 8.4 ml 0.6 ml - - 1.0 ml 5.9
2 7.7 ml 1.3 ml - - 1.0 ml 5.6
3 8.8 ml - 0.2 ml - 1.0 ml 5.3
4 8.5 ml - 0.5 ml - 1.0 ml 5.0
5 8.0 ml - 1.0 ml - 1.0 ml 4.7
6 7.0 ml - 2.0 ml - 1.0 ml 4.4
7 5.0 ml - 4.0 ml - 1.0 ml 4.1
8 1.0 ml - 8.0 ml - 1.0 ml 3.8
9 7.4 ml - - 1.6 ml 1.0 ml 3.5

 Agitar cada uno de los tubos de ensayo cada vez que añade un reactivo y
esperar unos 3 minutos.
 La aparición de turbidez indicará la insolubilidad de la proteína.
 Mayor turbidez menos solubilidad de la proteína.
 Escriba el valor del punto isoeléctrico de la caseína y explique por qué llego a
esa conclusión.

 Qué clase de proteína es la caseína desde el punto de vista de su

configuración, composición, estructura y función.
 Qué color y consistencia tiene la caseína obtenida.
 ¿La caseína tiene que ver con la calidad de la leche?

REFERENCIA BIBLIOGRAFICAS.

Prácticas de Laboratorio Tomadas de:

Miguez Otalora, José Bernardo. 2000. Prácticas de Bioquímica. Universidad

Pedagógica y Tecnológica de Colombia. (Páginas 44-46)

Miyarés Calás. Miguel A. 2000. Cuaderno de Trabajos Prácticos de Bioquímica I.

Fundación Universitaria de Boyacá. (Páginas 31-42).

Silvia, Quesada Mora. 2007. Manual de experimentos de laboratorio para

Bioquímica. Editorial Universidad Estatal a Distancia. San José de Costa Rica.

36
 PRÁCTICA 9. PROPIEDADES DE LOS CARBOHIDRATOS

1. OBJETIVOS

 Comprobar algunas de las propiedades de los carbohidratos.

 Identificar colorimétricamente algunos carbohidratos.

2. PRELABORATORIO

 Escriba la definición de carbohidratos y su clasificación

 Represente la fórmula lineal para los siguientes carbohidratos: glucosa,
fructosa, galactosa, almidón, sacarosa, lactosa y arabinosa.
 Para los reactivos de Molisch, Barfoed, Seliwanoff, Bial, Benedict, Lugol y
Nylander, investigar la estructura química, el color que desarrolla en
presencia de los carbohidratos y cómo está formado químicamente cada
reactivo.

3. PROCEDIMIENTO

Utilizar las soluciones de carbohidratos al 1%

1. PRUEBA DE BENEDICT

Tubo Glucosa Fructosa Lactosa Almidón Sacarosa Reactivo

de
Benedict
1 1 mL 1 mL
2 1 mL 1 mL
3 1 mL 1 mL
4 1 mL 1 mL
5 1 mL 1 mL

Agitar cada tubo y calentar durante 5 minutos en agua hirviendo. Observar la

formación de precipitado rojo ladrillo. Dibuje los resultados obtenidos. ¿Cuáles
carbohidratos dieron negativa la prueba y por qué? Escriba la reacción química
correspondiente para los tubos que dieron positiva la prueba.
2. PRUEBA DE BARFOED

Tubo Glucosa Fructosa Lactosa Almidón Sacarosa Reactivo

de
Barfoed
1 1 mL 1 mL
2 1 mL 1 mL
3 1 mL 1 mL
4 1 mL 1 mL
5 1 mL 1 mL

37
Agitar cada tubo y calentar durante 5 minutos en agua hirviendo. Observar la
formación de precipitado amarillo rojizo o rojo. Dibuje los resultados obtenidos.
¿Cuáles carbohidratos dieron negativa la prueba y por qué? Escriba la reacción
química correspondiente para los tubos que dieron positiva la prueba.

4. PRUEBA DE SELIWANOFF

Tubo Glucosa Fructosa Lactosa Reactivo de

Seliwanoff
1 1 mL 2 mL
2 1 mL 2 mL
3 1 mL 2 mL

Agitar cada tubo y calentar durante 5 minutos en agua hirviendo. Observar la

coloración a los 5 y a los 10 minutos. ¿En qué casos se observó la coloración
rojiza? Dibuje los resultados obtenidos y escriba la ecuación química
correspondiente.

5. PRUEBA DE BIAL

Tubo Glucosa Fructosa Xilosa Arabinosa Sacarosa Reactivo

de Bial
1 1 mL 2 mL
2 1 mL 2 mL
3 1 mL 2 mL
4 1 mL 2 mL
5 1 mL 2 mL

Agitar cada tubo y calentar durante 5 minutos en agua hirviendo. Observar la

formación de un color azul-verdoso. Dibuje los resultados obtenidos. ¿Cuáles
carbohidratos dieron negativa la prueba y por qué? Escriba la reacción química
correspondiente para los tubos que dieron positiva la prueba.

7. PRUEBA DE LUGOL

Tubo Glucosa Fructosa Lactosa Almidón Sacarosa Lugol

1 1 mL 0,5 mL
2 1 mL 0,5 mL
3 1 mL 0,5 mL
4 1 mL 0,5 mL
5 1 mL 0,5 mL

Agitar cada tubo y observe la coloración en cada caso. ¿En qué casos se formó
una coloración azul intensa? ¿Con qué clase de carbohidratos es positiva esta
prueba?

38
 PRÁCTICA 10. EXTRACCIÓN Y DETERMINACIÓN DE ALMIDÓN EN LOS
ALIMENTOS

1. INTRODUCCIÓN

Los carbohidratos, sacáridos o hidratos de carbono son compuestos que tienen la

fórmula estequiométrica (CH2O)n o son derivados de estos compuestos; se
forman en la fotosíntesis y junto con la oxidación de ellos en el metabolismo
constituyen el principal ciclo energético de la vida. Por crucial que resulte la
generación de energía, no es la única función de los carbohidratos, muchos
materiales estructurales biológicos son polímeros de carbohidratos como la
celulosa de las plantas, las paredes celulares de las bacterias y los exoesqueletos
de los insectos y artrópodos. Los carbohidratos son moléculas biológicas muy
versátiles en sus tamaños, hay monosacáridos, oligosacáridos y polisacáridos, así
como en su estructura química y sus propiedades.

Almidón y Glicógeno

Tanto el almidón, que pertenece a las células vegetales, como el glicógeno, de las
células animales, son polisacáridos de almacenamiento que se acumulan
formando gránulos. Estos polisacáridos están altamente hidratados ya que tienen
cientos o miles de grupos OH expuestos al medio acuoso. Ambos son polímeros
de glucosa en distintas estructuras.
El almidón se acumula principalmente en tubérculos y semillas de plantas, está
compuesto por 2 tipos de polímeros de glucosa: Amilasa (glc (alfa1-->4)glc)n
polímero lineal (PM 500.000)
Amilopectína (glc (alfa 1-->4) glc), cada 24-30 residuos glc(alfa1-->6)glc (PM
1000000)

Almidón de Yuca

En los sistemas artesanales de producción, se obtiene a diario de 50 a 60

kilogramos de almidón de yuca por trabajador, mientras que con un procedimiento
semimecanizado se pueden obtener hasta 10 toneladas diarias. En las fábricas
modernas, totalmente mecanizadas, la producción diaria de almidón asciende
hasta a 150 toneladas.

Todos los sistemas de extracción producen una considerable cantidad de residuos

utilizables. La cáscara de la raíz se puede reciclar como fertilizante o como pienso.
Una vez seca, la fibra descartada se puede vender como floculento a la industria
minera, mientras que el almidón de poca densidad que se produce durante la
sedimentación sirve como pienso para los cerdos.

2. Objetivos

1. Comprobar la presencia de almidón en diferentes alimentos y valorar si esa

presencia está o no justificada.

39
 2. Extracción de almidón a partir de yuca

3. PRELABORATORIO

 Defina almidón y diga cuál es su composición.

 ¿Qué contenido de almidón tiene la yuca y la papa?
 Elaborar el Diagrama de flujo de la práctica

4. Materiales y Reactivos (Grupo de 5 estudiantes)

6 unidades de Tubos de ensayo toallas para limpiar, tabla para cortar.
1 Gradilla
Centrifuga
Balanzas analíticas 400 gramos y 600 gramos respectivamente
1 Varilla de vidrio
1 Cuchillo, Rallador (traer)
1 Mechero, trípode, beaker de 500 ml
Tela para filtrar o gorro
1 Procesador de alimentos o licuadora
Horno Secador o estufa
5 g de Papa
5 g de Pan fresco
5 g de Harina de trigo
5 g de Azúcar refinado
5 g de Fideos o pasta
1 rollo de papel de aluminio
1 libra de yuca
Un trozo de Jamón, mortadela, manzana, carne, zanahoria, arroz, queso, pan y
galletas

IV. procedimiento

Procedimiento 1

Pese la yuca, lavarla bien y pelarla. Una vez lavadas y peladas las raíces, se
rallan para que liberen los gránulos de almidón. Seguidamente, pese la cantidad
de masa rallada y por cada 287.7 kg de masa rallada agregue 3,312 litros de
agua. A continuación, se separa de la pulpa el líquido que contiene los gránulos en
suspensión con la tela para filtrar, después de lo cual éstos se extraen del agua
por sedimentación o con una centrífuga. A continuación, el almidón se seca al sol
o mecánicamente para eliminar la humedad, antes de molerlo, colarlo y envasarlo.

Procedimiento 2

Jamón, yuca, mortadela, manzana, carne, zanahoria, arroz, queso, pan y galletas

40
Se preparan dos tubos de ensayo con agua. En uno de ellos se añade una
pequeña cantidad de almidón y, en ambos, unas gotas de yoduro de potasio. El
tubo con agua nos mostrará el color del Lugol sin reaccionar (resultado -) y el que
tiene almidón el color de la reacción con el almidón (resultado +). Se añaden unas
gotas de yoduro de potasio a las diferentes muestras y se anotan los resultados en
una tabla como ésta:

RESULTADOS
PRODUCTO ORIGEN (animal o vegetal) RESULTADO (+) / (-)

Procedimiento 3

Para la comprobación de la presencia de almidón en distintos alimentos, se

procede de la siguiente manera:
1. Rayar la papa o licuarla hasta obtener una pasta suave.
2. El pan fresco se corta en finos trocitos del tamaño de granos de harina.
3. Los fideos deberán ser triturados con el procesador de alimentos hasta
obtener una harina fina.
Tomar aproximadamente 5 g de cada una de las muestras y depositarlas en
un tubo de ensayo estándar.
A cada una de las muestras se le añaden 10 ml de agua corriente.
Colocar el tubo de ensayo a la flama de un mechero durante algunos
minutos hasta que hierba la mezcla.
Durante el proceso de cocción, no olvide mezclar cuidadosamente el
preparado con una varilla de vidrio.
Dejar enfriar la mezcla.
Tome una muestra de cada uno de los preparados fríos y deje caer una
gota de yoduro de potasio.
Observe cuidadosamente los posibles cambios de color en cada uno de las
mezclas.

V. Cuestionario

¿Los alimentos de origen animal pueden tener almidón? ¿Por qué?

¿Los alimentos de origen vegetal pueden tener almidón? ¿Por qué?
Los resultados obtenidos ¿Coinciden con los esperados? ¿Cómo interpretas cada
caso no esperado?
¿Por qué es necesario hervir la mezcla de alimento con agua?

41
¿Cómo se conocen los posibles productos intermedios de los almidones?
¿Qué sucedería si la prueba se realizara sin la etapa de cocción y por qué?
Investigue las aplicaciones del almidón de yuca.
Realice los cálculos de rendimiento de almidón obtenido y balance de masa.

VI. Bibliografía
1.Salvador Badui Dergal, 1999, Química de alimentos, 1ra. Edición Limusa,
México.
2.Autoren Kollektiv, 1982, Lebensmittel Chemie und Erneherungslehre 5ta. Edición
VEB Fachbuchverlag Leipzig, Alemania.
3.Dennis D. Miller, 2003, Química de Alimentos Manual de Laboratorios, 1ra.
Edición, Limusa, México .
4.Dto. Biología y Geología / Paloma Muñoz-Chápuli

42
 PRACTICA 11. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA DE LA
ALFA-AMILASA

1. OBJETIVOS

 Determinar la actividad enzimática de la amilasa salival sobre los

carbohidratos.
 Estudiar y comprobar el comportamiento de la enzima salival a diferente
concentración de sustrato (almidón) y de enzima.

2. INTRODUCCIÓN

De todas las funciones de las proteínas, la catálisis es tal vez la más importante,
en ausencia de catálisis todas las reacciones de los sistemas biológicos se
llevarían a cabo con lentitud. Las enzimas son los catalizadores más eficientes
que se conocen, pueden aumentar la velocidad de una reacción en un factor de
hasta 1020 respecto a las reacciones no catalizadas. Las enzimas son altamente
específicas incluso al grado de poder distinguir entre los esteroisómeros de un
compuesto dado.

3. PRELABORATORIO

1. ¿Qué es el sitio catalítico de una enzima?

2. ¿Cuáles son los factores que afectan la actividad enzimática?
3. ¿Cuáles son los componentes de la saliva?
4. ¿Cómo está formado químicamente el Reactivo de lugol y qué clase de
carbohidratos identifica?
5. ¿Qué le sucede al almidón al ser tratado con amilasa?

4. PROCEDIMIENTO

 Preparar una solución de almidón al 1%.

 Enjuáguese la boca varias veces con agua, estimule la producción de saliva
y recójala en un vaso limpio, aproximadamente 5 mL, adicione 20 mL de
agua destilada, mezcle bien y filtre la solución. Identifíquela como solución
de enzima.
 Mantenga la solución de enzima y los tubos de reacción en un baño maría a
una temperatura de 37°C.

DETERMINACIÓN DEL PH ÓPTIMO DE LA AMILASA SALIVAL

Tubo Buffer Buffer Buffer KCl Almidó Agua Enzima

pH 4.9 pH 7.0 pH 9.0 n destilad
a
1 0,2 mL 0,4 mL 1,0 mL 1,0 mL 1,0 mL
2 0,2 mL 0,4 mL 1,0 mL 1,0 mL 1,0 mL

43
 3 0,2 mL 0,4 mL 1,0 mL 1,0 mL 1,0 mL

Agitar cada tubo antes de adicionar enzima. Luego adiciónela cada 30 segundos,
deje reaccionar por 4 minutos y adicione 0,3 mL de ATC (Ácido tricloroacético)
para parar la reacción y coloque seguidamente 3 gotas de lugol. Observe los
resultados. Dibuje y explique los resultados obtenidos. ¿Cuál es el pH óptimo de la
enzima?

CINÉTICA ENZIMÁTICA CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN DE

SUSTRATO

Tubo Buffer KCl Almidón Agua Agitar Enzima Tiempo ATC

pH destilad bien de
7.0 a reacció
n
1 0,5 1 0,5 2,0 Si 1 5 0,3
2 0,5 1 1,0 1,5 Si 1 5 0,3
3 0,5 1 1,5 1,0 Si 1 5 0,3
4 0,5 1 2,0 0,5 Si 1 5 0,3
5 0,5 1 2,5 0 Si 1 5 0,3

Agitar cada tubo antes de adicionar enzima. Luego adiciónela, agitar y dejar un
intervalo de 30 segundos entre cada tubo, deje reaccionar por 4 minutos y
adicione 0,3 mL de ATC (Ácido tricloroacético) para parar la reacción y coloque
seguidamente 3 gotas de lugol. Observe los resultados. Dibuje y explique los
resultados obtenidos.

CINÉTICA ENZIMÁTICA CON RESPECTO A LA CONCENTRACIÓN DE ENZIMA

Tubo Buffer KCl Almidón Agua Agitar Enzima Tiempo ATC

pH destilad bien de
7.0 a reacció
n
1 0,5 1 1 1,5 Si 0,5 5 0,3
2 0,5 1 1 1,0 Si 1,0 5 0,3
3 0,5 1 1 0,5 Si 1,5 5 0,3
4 0,5 1 1 0 Si 2,0 5 0,3

Agitar bien cada tubo antes de adicionar enzima. Luego adiciónela, agitar y dejar
un intervalo de 30 segundos entre cada tubo, deje reaccionar por 4 minutos y
44
adicione 0,3 mL de ATC (Ácido tricloroacético) para parar la reacción y coloque
seguidamente 3 gotas de lugol. Observe los resultados. Dibuje y explique los
resultados obtenidos.

EFECTO DE LA TEMPERATURA SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA

Tubo Buffer KCl Almidó Agua

pH n destilada
7.0
1 0,2 0,4 1 1
2 0,2 0,4 1 1
3 0,2 0,4 1 1

Coloque el tubo 1 en un baño de hielo por 5 min, el tubo 2 a temperatura ambiente

y el tubo 3 en un baño de agua a ebullición por 5 min. Transcurrido este tiempo y
sin sacar los tubos de los respectivos baños de incubación, adicione a cada tubo
0,5 mL de solución de enzima y controle que el tiempo de reacción sea de 4
minutos, adicione luego el TCA. Adicione a cada uno 5 gotas de lugol. Dibuje y
explique los resultados obtenidos.

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REFERENCIA BIBLIOGRAFICAS

Miguez Otalora, José Bernardo. 2000. Prácticas de Bioquímica. Universidad

Pedagógica y Tecnológica de Colombia. (Páginas 35-36)

Abbott, David y R.S Andrews. 1995. Introducción a la Cromatografía. Editorial

Alhambra S.A. (Páginas 26-39).

I, Smith y J.G, Feinberg. 1995. Cromatografía sobre Papel y Capa Fina. Editorial
Alhambra S.A. (Páginas 67-73).

Miyarés Calás. Miguel A. 2000. Cuaderno de Trabajos Prácticos de Bioquímica I.

Fundación Universitaria de Boyacá. (Páginas 15-28).

Bohinski. 1998. Bioquímica. Editorial Pearson. México. (Páginas 64-90).

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