5 Semana PRACTICA Efecto Antagónico de Streptomyces
5 Semana PRACTICA Efecto Antagónico de Streptomyces
5 Semana PRACTICA Efecto Antagónico de Streptomyces
PRÁCTICA 4
EFECTO ANTAGÓNICO DE Streptomyces spp. FRENTE A Fusarium
verticillioides CAUSANTE DE PUDRICIÓN EN Zea mays L.
1. Introducción
Los actinomicetos son microorganismos ubicuos, que se encuentran en la mayoría de
sustratos naturales, ampliamente distribuidos en hábitats diferentes: suelo, agua marina, agua
dulce, aire, estiércol, fango de los ríos y fondo de los lagos. Son saprófitos y algunas especies
producen enfermedades a las plantas, animales domésticos e incluso al hombre. Se encuentran
en casi todos los tipos de suelo y bajo condiciones extremas disminuyen levemente la
concentración de su población. Su número varía en gran proporción según el caso, pero es
común encontrarlos en suelos fértiles en una concentración de 106 ufc g-1 de suelo seco
(Balakrishna et al., 2012).
56
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Las bacterias del género Streptomyces pueden sobrevivir como esporas, por lo que se
consideran apropiadas para la formulación de productos viables y estables de uso en la
agricultura. En este contexto, deben ser investigadas en tres etapas: aislamiento y
caracterización de cepas potencialmente PGPR; ensayos de efectividad sobre el crecimiento
vegetal en invernadero y en campo y establecimiento de técnicas para la reproducción masiva
que permitan su introducción en la práctica agrícola.
2. Objetivos
2.1 Aislar Fusarium verticillioides de tallos o mazorcas de maíz.
2.2 Aislar actinomicetos de suelo rizosférico de maíz.
2.3 Identificar el género Streptomyces.
2.4 Determinar antagonismo de Streptomyces frente a F. verticillioides.
3. Metodología
3.1 Aislamiento e identificación de F. verticillioides
En campos comerciales de maíz donde se observen síntomas de pudrición de tallo y de
la mazorca (Figura 1), colectar cinco tallos y aleatoriamente cinco mazorcas recién
cosechadas en el campo. Para el aislamiento de hongos (Ríos & Zúñiga, 2012), lavar los tallos
con agua de caño para eliminar el suelo adherido. Después, en asepsia cortar en fragmentos de
aproximadamente 1 cm, depositarlos en un vaso de precipitación, adicionar 40 mL de
hipoclorito de sodio comercial 10 % (v/v) y homogenizar el contenido con movimientos
rotatorios durante 2 minutos. A continuación, eliminar el sobrenadante y enjaguar con 50 mL
de agua destilada esterilizada. Por su parte, seleccionar 50 granos de maíz aleatoriamente
(García & Martínez, 2010) desinfectarlos superficialmente con hipoclorito de sodio comercial
57
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Petri con PDA, ocupando aproximadamente un cuarto del área total e incubar a 30 ºC, por 72
horas. A continuación, depositar un fragmento del hongo fitopatógeno en el extremo de la
placa opuesto al de la bacteria e incubar a 30 ºC, hasta que el patógeno detenga su crecimiento
(Figura 11). Después de 5 días medir el radio de la colonia del hongo fitopatógeno y comparar
con una placa testigo para determinar si el crecimiento fúngico es afectado por Streptomyces
spp. Los resultados se expresan como porcentaje de inhibición del crecimiento respecto al
testigo. La prueba de antagonismo también se puede realizar con hongos causantes de
chupadera fungosa: Fusarium spp. y Rhizoctonia solani, aislados de Lycopersicon
esculentum MilL. “tomate” con chupadera fungosa (Figuras 12 a 22) o pudrición radicular.
Figura 1. Tallo y mazorca de Zea mays L. con síntomas de pudrición por Fusarium
verticillioides.
59
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Figura 3. Siembra de granos de Zea mays L. en agar papa dextrosa más cloranfenicol.
60
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
61
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
62
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
63
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
a b
64
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Figura 13. Siembra de fragmentos de tejido vegetal en agar papa dextrosa más
cloranfenicol.
65
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
66
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
67
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Figura 19. Crecimiento de Bacillus sp. y Fusarium sp. en agar papa dextrosa.
68
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Figura 21. Inhibición del crecimiento de Fusarium sp. y Rhizoctonia solani por
Bacillus sp.
69
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
70
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
4. Bibliografía
Aguilar, S. & Deza, C. (2014). Efecto de rizobacterias promotoras del crecimiento de
plantas en la emergencia y supervivencia de Jatropha curcas L. “piñón blanco”
en Lambayeque. (Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional Pedro Ruiz
Gallo, Perú.
Balakrishna, G., Shiva, A. & Kumar, P. (2012). Isolation of phosphate solubilizing
actinomycetes from forest soils of Mahabubnagar district. IOSR Journal of
Pharmacy, 2(2), 271-275.
Bhattacharyya, P. & Jha, D. (2012). Plant growth-promoting rhyzobacteria (PGPR):
emergence in agriculture. World Journal Microbiology Biotechnology, 28,
1327-1350.
Barnett, H. & Hunter, B. (1998). Illustrated General of Imperfect Fungi. EEUU:
Burguess Publishing.
Cabrera, C. & Paredes, A. (2013). Streptomyces spp. aisladas de la rizósfera de Zea mays
L. “maíz” y su potencial como promotoras del crecimiento de plantas en
Lambayeque, 2013. (Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional Pedro Ruiz
Gallo, Perú.
Doumbou, C., Michelle, K., Hamby, S., Crawford, D. & Beaulieu, C. (2002).
Actinomycetes, promising tools to control plant diseases and to promote plant
growth. Phytoprotection, 82(3), 85-102.
Fernández, O. & Vega, L. (2001). Microorganismos antagonistas para el control
fitosanitario. Manejo Integrado de Plagas, 62, 96-100.
Figueroa, M., Rodríguez, R., Guerrero, B., González, M. & Pons, J. (2010).
Caracterización de especies de Fusarium asociadas a la pudrición de raíz de
maíz en Guanajuato, México. Revista Mexicana de Fitopatología, 28(2), 124-
134.
Franco, M. (2008). Evaluación de caracteres PGPR en Actinomicetos e Interacciones de
estas Rizobacterias con Hongos Formadores De Micorrizas. (Tesis de
Doctorado). Universidad de Granada, España.
García, G. & Martínez, F. (2010). Especies de Fusarium en granos de maíz recién
cosechado y desgranado en el campo en la región de Ciudad Serdán, Puebla.
Revista Mexicana de Biodiversidad, 81, 15-20.
Gomez, C. & Yarlaqué, D. (2013). Caracterización de Streptomyces spp. asociadas a la
rizósfera de Jatropha curcas L. “piñón blanco” en Lambayeque y su potencial
como promotoras del crecimiento de plantas, 2012. (Tesis de Licenciatura).
Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo, Perú.
Hernández, A., Heydrich, M., Velázquez, M. & Hernández, A. (2006). Perspectivas del
empleo de rizobacterias como agentes de control biológico en cultivos de
importancia económica. Revista Mexicana de Fitopatología, 24(1), 42-49.
Infante, E. & Zurita, D. (2013). Potencial como promotoras del crecimiento de plantas de
actinomicetos aislados de la rizósfera de malezas asociadas a Zea mays L.
“maíz” en Lambayeque, 2013. (Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional
Pedro Ruiz Gallo, Perú.
71
UNPRG-FCCBB: Manual de Prácticas de Microbiología del Suelo
Julón, W. (2014). Desarrollo vegetativo de Zea mays L. “maíz” amarillo duro por efecto
de actinomicetos nativos inoculados en la siembra y emergencia, en
invernadero, 2013. (Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional Pedro Ruiz
Gallo, Perú.
Mendoza, M., Andrio, E., López, A., Rodríguez, R., Latournerie, L. & Rodríguez, S.
(2006). Tasa de infección de la pudrición del tallo en maíz causada por
Fusarium moniliforme. Agronomía Mesoamericana, 17(1), 19-24.
Nuñez, A. & Vásquez, Y. (2013). Streptomyces spp. aisladas de la rizósfera de
Lycopersicon esculentum Mill.”tomate” y su potencial como promotoras del
crecimiento de plantas en Lambayeque, 2012. (Tesis de Licenciatura).
Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo, Perú.
Paredes, S. (2014). Efecto de la aplicación de Bacillus y Streptomyces spp. nativas en el
desarrollo y rendimiento de Zea mays L., maíz amarillo duro en Lambayeque.
(Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo, Perú.
Ríos, P. & Zúñiga, L. (2012). Bacillus spp. aisladas de rizósfera de Lycopersicon
esculentum Mill. “tomate” en Lambayeque y su potencial como promotoras del
crecimiento de plantas. (Tesis de Licenciatura). Universidad Nacional Pedro
Ruiz Gallo, Perú.
Stechman, L. (2011). Crecimiento de Bacillus spp., Pseudomonas putida y Streptomyces
spp. en sustratos con diferente contenido de materia orgánica y pH y su efecto
en Solanum tuberosum L. “papa” en invernadero. (Tesis de Licenciatura).
Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo, Perú.
4. Anexo
Agar avena
En 600 mL de agua destilada remojar 60 g de avena durante 24 horas. Después, hervir
durante 30 minutos, filtrar, decantar y colectar el sobrenadante. Pesar 15 g de agar agar y
disolver en 400 mL de agua destilada, en baño maría. Mezclar el agar agar disuelto con el
sobrenadante de avena, completar con agua destilada a 1000 mL, calentar por 5 minutos y
esterilizar en autoclave.
72