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AIX-MARSEILLE UNIVERSITE
FACULTE DE MEDECINE DE MARSEILLE
ECOLE DOCTORALE : SCIENCES DE LA VIE ET SANTE
THESE
Présentée et publiquement soutenue devant
LA FACULTE DE MEDECINE DE MARSEILLE
Le 4 décembre 2015
Par Monsieur Alhassane BA
Hétérogénéité génétique des groupes sanguins au Mali :

impact transfusionnel
Pour obtenir le grade de DOCTORAT d’AIX-MARSEILLE UNIVERSITE
Mention : Biologie, Spécialité : Génétique
Membres du Jury :
Monsieur BOËTSCH Gilles, Directeur de recherche CNRS – UMI3189 Dakar – Rapporteur
Monsieur PEYRARD Thierry, Docteur CNRGS - INTS – UMI_S1134 Paris – Rapporteur
Monsieur DOUMBO Ogobara K, Professeur – Université de Bamako – Examinateur
Monsieur SANOGO Moussa, Docteur - CHU du point « G » Bamako – Examinateur
Madame SILVY Monique, Chargée de recherche - UMR7268 - EFS Marseille – Examinateur
Monsieur CHIARONI Jacques, Professeur – Aix-Marseille Université – Directeur de thèse
La oratoire d’Hématologie Molé ulaire, Etablissement Français du Sang Alpes Méditerranée
UMR7268 ADES, AMU – EFS – CNRS, Marseille, France

A la mémoire de mon cher père
« Que ton âme repose en paix, Amen ».

Remerciements
Je voudrais tout d’abord exprimer ma reconnaissance au Professeur Jacques CHIARONI de m’avoir accepté à
l’Etablissement Français du Sang Alpes Méditerranée et dirigé mes travaux de thèse. A l’EFS AM, j’ai
appris, amélioré et approfondi mes connaissances théoriques et pratiques en transfusion sanguine à travers les
enseignements, les stages pratiques au laboratoire d’Immunohématologie et au laboratoire d’Hématologie
Moléculaire.
Je remercie le Professeur Ogobara K DOUMBO de l’Université des Sciences Techniques, et Technologiques de

Bamako (USTTB), de m’a avoir accepté au sein l’équipe de Malaria Research and Training Center pour
réaliser mes recherches. Votre soutien permanent a été un atout majeur pour l’aboutissement de ce travail.
J’exprime toute ma reconnaissance au Docteur Michelle DIALLO, pour m’avoir accueilli à l’EFS AM. Vous
m’aviez ouvert beaucoup de portes, trouvez dans ce travail l’assurance de mes sentiments respectueux et amicaux.
Je remercie le Docteur Pascal BAILLY de m’avoir accepté au laboratoire d’Hématologie Moléculaire pour la
réalisation de ce travail. Votre disponibilité, votre soutien pédagogique, vos conseils et vos compétences scientifiques
m’ont beaucoup aidé dans la réalisation de ce travail.
Je remercie le Docteur Monique SILVY pour sa disponibilité, ses conseils et contributions qui ne n’ont pas manqués
pendant la réalisation de cette thèse. Toutes mes amitiés.
Je remercie le Docteur Gilles BOËTSCH et le Docteur Thierry PEYRARD d’avoir accepté d’être rapporteurs de
ce travail. Vos rapports me permettront sans doute d’améliorer la qualité de ce travail.
Au Docteur Moussa SANOGO du Centre hospitalier Universitaire du Point « G » à Bamako, toujours disponible,
tes qualités et compétences en santé publique m’ont beaucoup aidé. Tu m’as fait honneur en acceptant d’être
examinateur dans ce travail. Trouve ici, toute ma reconnaissance et ma gratitude.
Je remercie le Docteur Aly LANDOURE de l’Institut National de Recherche en Santé Publique à Bamako, pour
ses conseils et son accompagnement scientifique qui m’ont beaucoup aidé.
Mes remerciements aux Docteur Virginie FERRERA-TOURENC, Docteur Jean Pierre ZAPPITELLI,
Docteur Christophe PICARD pour leur soutien.
Je remercie le Docteur Pierre GALLIAN pour sa disponibilité et son apport pour la réalisation de l’étude sur les
arbovirus.
Mes remerciements au Docteur Claude BAGNIS, Docteur Sylvie CHAPEL-FERNANDES, madame Sophie
BELEY, monsieur Thomas GRANIER, madame Valérie MURIEL, madame Catherine MOVIA, madame
Alexandra GRIMALDI, madame Cécile DUROUSSEAU DE COULGEANS-COSTA, madame Diana
HERRERA RODRIGUEZ pour leur collaboration et les bons moments passés ensemble. Amicalement.
Je remercie le Docteur Issa KONE pour sa disponibilité et ses conseils qui m’ont aidé dans la réalisation de ce
travail.
Je remercie monsieur Satigui DIAKITE et sa famille qui m’ont rendu le séjour agréable à Marseille.
Je remercie le personnel du CNTS de Bamako pour leur soutien et apport technique.
Je remercie le personnel du MRTC de la faculté de médecine de Bamako pour leur collaboration.
Je remercie la Fondation Méditerranée Infection et Campus France (Service de Coopération et d’Actions

Culturelles de l’Ambassade de France au Mali) pour leur accompagnement.
Je remercie ma famille à travers, ma mère, mes frères et sœurs, mes tantes, mes tontons pour leur soutien.
Mention spéciale à mon épouse Afoussatou DIARRA BA, mes enfants Boubacar et Cheick Hamala. Vous avez su
être patient malgré la distance. Ce sacrifice est pour vous, trouvez la toute mon affection.
Sommaire
Introduction……………………………………………………………………………………………………………………………1
La situation du Mali…………....……………………………………………………………………..………………………. 2
Organisation de la transfusion sanguine au Mali………………………………………..….…………………… 4
Les difficultés de la transfusion sanguine au Mali……………………………………..…….……………………5
A. P i ipau s st es de g oupes sa gui s d’i t t t a sfusio el.……….. 8
I. Système Kell (ISBT n°006)………………………………………………………………………………….………………. 8
1. Les antigènes antithétiques KEL1/KEL2, KEL3/KEL4/KEL21……………………..………………..…………. 9
1.1. KEL1 (K) et KEL2 (k)………………………………………….…………………………………….…..….………. 9
1.2. KEL3 (Kpa), KEL4 (Kpb) et KEL21 (Kpc)………………………………………………….…….…………….. 11
2. Les phénotypes McLeod, Kellmod et Kellnull……………………………………………………….………..………….. 11
2.1. Phénotypes McLeod et Kellmod………………………………………….…………….……………..….……. 11
2.2. Phénotype Kellnull…………………………………………………………………….……….…………………….. 13
2.3. Anticorps liés aux phénotypes KELnull et KELmod…………………..…………...…….……………….. 15
3. Particularités africaines : l’antig ne KEL (Jsa)…………………………………………….……….………………. 15
II. Système Kidd (ISBT n°009)………………………………………………………………….……………………………..17
1. Les antigènes Jka et Jkb (JK1 et JK2) et les anticorps…………………………………….…….…………………. 17
2. Le phénotype rare Jk(a-b-) ou Jknull……………………………………………………………….…….……….……….. 20
3. Fonction de transporteur d’urée………………………………………………………………….…………….………… 23
III. Système Dombrock (ISBT n°014)………………………………………………………..….………………………..24
1. Antigènes antithétiques Doa et Dob, et le phénotype Grégory (a-)………….………………..….….……24
2. Particularités africaines………………………………………………………………………..…….…………..…………… 26
3. Autres allèles………………………………………………………………………………………..….………...……………….. 30
4. Anticorps……………………………………………………………………………………………….……….…....………………. 30
IV. Système Duffy (ISBT n°008)................................................................................................. 31
1. Les antigènes FY1 (Fya) et FY2 (Fyb)…………………………………………………………...……….………………… 32
3. Les phénotypes faible et null……………………………………………………….……….………………….…………… 33
4. Le phénotype FY :-1,-2 dans les populations afro-antillaises………………….…………..…….………….. 36
V. Système RH (ISBT n°004)...................................................................................................... 37
1. Les protéines Rh et le locus RH………………………………………………………..….………………….…………….. 37
1.1. Protéines Rh………………………………………………………………………….…….………..……………….. 37

1.2. Locus RH…………………………………………………………………………………………….….………………..38
2. Bases moléculaires des antigènes communs………………………………………………….……….……………. 38
2.1. Polymorphisme associé aux phénotypes RhD positif et RhD négatif..……………..…….... 38
2.2. Polymorphismes des antigènes RhC/c, RhE/e…………………………………………………………..39
2.3. Distribution des phénotypes et haplotypes RH………………………………………………………… 40

3. Le phénotype RhD négatif dans les populations Afro-Antillaises…………………………………………..41
3.1. Pseudogène RHD*RHDpsi………………………………………………………………………..……………… 42
3.2. Haplotype (C)ces type 1……………………………………………………………………………..…………… 43

3.3. Haplotype (C)ces type 2……………………………………………….……………………………..………….. 44
4. Allèles RH variants dans les populations Afro-antillaises……………………………………………………… 45
4.1. Allèles RHD variant…………………………………………………………………………………...……………. 45
4. . All les RHCE va iant et a sen e d’e p ession d’antig ne s de haute f uen e….... 51
4.3. Autres ph not pes asso i s à l’a sen e d’antig ne de haute f uen e…………………. 54
. Haplot pes RH, e pression d’antig nes partiels et de fai le fré uen e……………………………….. 54
VI. Système MNS (ISBT n°002)…………………………………………………………………………..…………………. 56
1. Le locus glycophorine et les glycoprotéines GPA, GPB et GPE associées..…………………………….. 57
2. Les antigènes antithétiques MNS1/MNS2 et MNS3/MNS4……………………………………………………58
2.1. MNS1 et MNS2…………………………………………………………………………………..…..….............. 59
2.2. MNS3 et MNS4………………………………………………………………………….…………….……………… 60
3. Les particularités africaines………………………………………………………………………………….….…………… 60

3. . L’antig ne MNS6 He ……………………………………………………………………………..……………… 60
3.2. Le phénotype MNS : -3,-4 (S-s-)…………………………………………………………..………….......... 61
3.2.1 Le phénotype MNS : -3,-4,-5 (S-s-U-)……………………………………….……….………. 61
3.2.2 Le phénotype MNS : -3,-4, 5w (S-s-Uvar)…………………………………………….………. 62
3.2.3 Fréquence des phénotypes MNS : -3,-4……………………….………….……….……….. 63

3.3. Le phénotype Dantu……………………………………………………………….……….………….………….. 64
B. Objectifs……………………………………………….……………………..……….………………………… 66
C. Résultats et discussion……………………………….……………….………………...…………… 67
I. Etude des groupes sanguins chez les donneurs de Bamako …………………..…..….……………. 67
Article n°1 : Genotyping of 28 blood group alleles in blood donors from Mali: prediction of
rare phenotypes……………………………………………………………………………………………..…………………………. 68
II. Diversité génétique du système Rh chez les Dogons et les Peulhs ……………....…………….84
Article n°2 : RH diversity in Mali: characterization of a new haplotype
RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2)……………………………………………………………………………..…….……………………. 86
III. Etudes des groupes sanguins en Af i ue su saha ie e d’Est e Ouest..................... 102
Article n°3 : Heterogeneity of alleles encoding high- and low-prevalence red blood antigens
across Africa: useful data to facilitate transfusion in African patients………………………………………… 104
Synthèse et perspectives.......................................................................................... 121
A/ Diversité génétique………………………………………………………………………..…………….……………………121
1/ Chez les donneurs de Bamako, Mali………………………………………..……………..…………………. 121
2/ Chez les Dogons et les Peuhls de la région de Mopti……………..……………………..…………… 122
3/ En Af i ue su saha ienne d’Est en Ouest………………………..………………………………........... 122
B/ L’Af i ue su saha ie e…………………………………………………………………………………………………… 123
C/ La transfusion sanguine en Afrique subsaharienne et au Mali..…………………..……………. 125
D/ Perspectives stratégiques pour la transfusion sanguine au Mali ..……………………………… 127
Références bibliographiques……………………………………………….………………………………. 131
Liste des abréviations
A : Adénine
ADBS : Association des donneurs bénévoles de sang
ADN : Acide désoxyribonucléique
ADNg : Acide désoxyribonucléique génomique
ARN : Acide ribonucléique
ARNm : Acide ribonucléique messager
C : Cytosine
CROM : Cromer
CE : Concentré érythrocytaire
CNTS : Centre National de Transfusion Sanguine
CPS : Concentré de plaquettes standards
CSRef : Centre de santé de référence
CTS : Centre de Transfusion Sanguine
DARC : Duffy antigen receptor for chemokines
DGV : Dépistage génomique viral
DNS : Direction Nationale de la Santé
EDC : Epreuve directe de compatibilité
EFS : Etablissement Français du Sang
EPH : Etablissement public hospitalier
G : Guanine
GPA : Glycophorine A
GPB : Glycophorine B
GPI : Glycosylphosphatidylinositol
GR : Globule rouge
HPN : Hémoglobinurie paroxystique nocturne
HV : Hémovigilance
ISBT : International Society of Blood Transfusion
ITT : Infections transmissibles par transfusion
JMH : John Milton Hagen
Kb : Kilo base
MHFNN : Maladie hémolytique du fœtus et du nouveau né
ONG : Organisation non gouvernementale
Pb : Paire de base
PCR : Réaction de polymérisation en chaine
PCR-RFLP : Restriction fragment length polymorphism
PCR-SSO : Sequence specific oligonucleotide
PFC : Plasma frais congelé
PSL : Produit sanguin labile
RAI : Recherche d’a ticorps irréguliers
RhAG : Rh-associated glycoprotein
SMP1 : Small membrane protein 1
SNPs : Single nucleotide polymorphisms

T : Thymine
VHB : Virus de l’hépatite B
VHC : Virus de l’hépatite C
VIH : Virus de l’i u odéficie ce hu ai e
YT : Cartwright
Introduction
Le fait pou u e populatio de dispose d u it s de sang compatible et sécurisé au
niveau immunologique devrait être un des objectifs premiers de tout gouvernement issu de
la population et de sa société civile.
Cet objectif semble globalement atteint par les pays dits développés, cela est très
rarement le cas des tats de l Af i ue su saha ie e où des e o s o ga isatio els de la
transfusion peinent à se développer. Aujou d hui, le Mali happe pas à e o stat tout
o e l ensemble des états voisins avec des contextes et contraintes spécifiques.
La plupart des pays d Af i ue su saha ie e ne disposent pas de véritables politiques
nationales en matière de sécurité des pratiques de santé. Les systèmes de santé sont
confrontés à d o es diffi ult s d o ga isatio ui affe te t la ualit des se i es qui
devraient être normalement rendus aux populations, notamment en ce qui concerne la
t a sfusio sa gui e. L i suffisa e de lig es di e t i es, d outils et de normes pour la
sécurité des donneurs et des patients, demeurent des préoccupations majeures dans ces
pays. Nombreux sont les obstacles liés au fonctionnement régulier des centres de
transfusion et les problèmes que ceux- i p ou e t da s leu gestio uotidie e. Il s agit
e t e aut es de p o l es d o d e o o i ue, so ial, ultu el, de fo atio , d du atio
ou e de l a se e d u e elle olo t politi ue.
La sécurité transfusionnelle vise à répondre d une part à la demande quantitative par
la disponibilité des produits sanguins ; et d autre part à la demande qualitative en évitant la
transmission d infections par le sang et les réactions immunologiques. Cette sécurité
représente le principal défi auquel est confrontée toute organisation de la transfusion
sanguine. L allo-immunisation anti-érythrocytaire et les accidents immuno-hémolytiques de
la transfusion sont dus aux polymorphismes des antigènes de groupes sanguins
érythrocytaires qui diffè e t d u i di idu à u aut e. Si es pa ti ula it s e pose t, e gle
générale, pas de problème, elles peuvent devenir critiques lorsque les transfusions
deviennent itératives ou chez la femme enceinte dans le cadre de la maladie hémolytique du
fœtus et du nouveau né (MHFNN).
Ceci est particulièrement vrai pour les populations d Af i ue su -saharienne réputées
avoir un niveau plus élevé de diversité génétique inter ethnique des groupes sanguins
érythrocytaires mais également une fréquence élevée de pathologies requérant des
transfusions itératives comme la drépanocytose ou la thalassémie. Lorsque ces populations
1
d Af i ue su -saharienne sont migrantes, elles peuvent également être confrontées à des
problèmes spécifiques en termes de disponibilité de produits sanguins compatibles dans les
pa s d a ueil. A ces difficultés, vien e t se su ajoute des diffi ult s d o d e diag osti ue.
Celles- i so t li es à l a se e de a tifs o e iau ai si u à des p ati ues de
la o atoi e esse tielle e t adapt es au populatio s o igi ai es d Eu ope de l ouest.
Enfin, la transfusion des populatio s d Af i ue su -saharienne est complexifiée par
l a se e d a tig es ou a ts, la p se e d a tig es pa tiels et l e p essio d a tig es
dits « privés ».
A partir de ces éléments d o d e g al sur la transfusion sanguine, nous allons aborder

dans les paragraphes suivants la situatio du Mali, l o ga isatio pratique de sa transfusion
sanguine et ses difficultés, puis présenter les principaux systèmes de groupes sanguins
di t t t a sfusio el.
La situation du Mali
Le Mali, pays continental, sah lo saha ie situ e Af i ue de l Ouest, est li it au
No d pa l Alg ie, au No d Ouest pa la Mau ita ie, à l Ouest pa le S gal, à l Est pa le
Bu ki a Faso et le Nige , et au Sud pa la Côte d I oi e et la Gui e. Le Mali est o ga is e
régions administratives (Kayes, Koulikoro, Sikasso, Ségou, Mopti, Gao, Tombouctou et Kidal)
et le District de Bamako qui a rang de région. Au recensement de 2014, le Mali compte 16,5
millions habitants dont 62% en milieu rural, la population malienne est constituée de
différentes ethnies, dont les principales sont les Bambaras, les Bobos, les Bozos, les Dogons,
les Khassonkés, les Malinkés, les Miniankas, les Peulhs, les Touareg, les Sénoufos, les
Soninkés, et les Songhaïs (Figure 1). Sa population se caractérise par sa jeunesse (47,6% ont
moins de 15 ans) avec un taux de scolarisation en école primaire de 88% (2012), une parité
hommes-femmes et un indice de fécondité élevé de 6,16. Le rapport du FMI de 2013,
i di ue u au Mali la pau et est u ph o eg éralisé qui touche 43,6 % des ménages
avec des variations régionales importantes ; et % de la populatio it da s l e t e
pauvreté. La pauvreté de revenu reste un phénomène essentiellement rural. Les indicateurs
de santé restent préoccupants au regard d i po ta tes dispa it s e ista t e t e ilieu
urbain et rural, régions et groupes socioéconomiques. La surmortalité des populations
2
rurales et des groupes les plus pauvres reste avant tout due à des affections évitables par
une prévention efficace de santé publique qui reste à développer.
Figure 1 : Principales ethnies du Mali (Atlas Jeune Afrique; Mali.).
3
Organisation de la transfusion sanguine au Mali
Le Mali dispose d u Ce t e Natio al de T a sfusio Sa gui e CNTS créé en 2000,
basé dans la capitale à Bamako. A partir de ce centre, la collecte de sang est menée à travers
deu t pes d a tio s: i la olle te e a i e fi e qui représentait 87% des dons en 2007 et
est réalisée dans les locaux du CNTS, les CSRef (Centre de Santé de Référence) et les EPH
(Etablissements Publics Hospitaliers) (DNS., 2008.; Tagny et al., 2009), et (ii) la collecte en
cabine mobile (13%) au niveau des écoles, facultés, entreprises, casernes, lieux de
manifestatio …. Ce type de olle te a o uu egai d i t t da s les apitales gio ales
pa la atio des a te es gio ales de la t a sfusio au i eau des EPH et l i pli atio
d asso iatio s lo ales de do eu s olo tai es et oles de sa g. Néanmoins, en raison
d un coût élevé (promotion, déplacement et matériel de collecte) le pourcentage de
collectes mobiles bien que constant, est le plus faible comparé aux tats oisi s de l Af i ue
de l ouest Tableau 1).
La majorité des dons (70%) proviennent des donneurs de compensation incluant les
dons familiaux et des diff e ts o ps de l A e. Les 30% restant sont des donneurs
volontaires et bénévoles dont 1/3 de donneurs réguliers (Diarra et al., 2009; DNS., 2008.;
Tagny et al., 2009). Afi d a oît e le o e de es do eu s, le CNTS e elatio a e
l Asso iatio de Do eu s B oles de Sa g ADBS , o ga ise ha ue a e u e a pag e
de sensibilisation au don volontaire et bénévole à travers tout le pays. Parallèlement, des
actions et des collectes ont lieu lors des journées mondiales du don de sang et des journées
ou se ai es de o o atio d asso iatio s, d ONG O ga is e o gou e e e tal ou
de clubs comme les Lions Club, le Rotary, le Rotaract… etc.
Les données recueillies pou l a e i di ue t ue le sang total représente plus
de 87,5 % des transfusions effectuées au Mali (DNS., 2008.; Tagny et al., 2009). Seulement
10,7% de concentré érythrocytaire (CE) sont produits et utilisés contre 40% à 75,8% au
Nige , e Côte d I oi e et au Burkina-Faso (Tableau 1). La diversification des produits
sanguins labiles à partir du sang total est faible. La détermination sérologique des antigènes
de groupes sanguins pour les patients est limitée aux antigènes ABO et RhD en absence de
tests de compatibilité pré-transfusionnelle. De même, la qualification immuno-
hématologique des dons concerne le groupage ABO et RhD (en double détermination) alors
que le groupage des antigènes RhC/c/E/e est effectué pour moins de 10% des dons. Ce est
u à pa ti de 2004, que toutes les unités de sang collectées à Bamako sont testées par
4
sérologie pour le VIH, les virus des hépatites B et C, et la syphilis. En 2007, les prévalences de
ces différents marqueurs étaient de 2,58% pour le VIH ; , % pou l h patite B ; 3,25%
pou l h patite C et , % pou la s philis (Diarra et al., 2009; DNS., 2008.; Tagny et al., 2009).
Au fil des années, le plateau technique du CNTS a été amélioré, pa l a uisitio de at iel,
d uipe e ts de olle te, de ualifi atio iologi ue, de p pa atio de d i s sa gui s
et de conservation des produits sanguins.
Les difficultés de la transfusion sanguine au Mali

- La premiè e d e t e elles est immobilière sachant que la conception architecturale et
l age e e t des lo au du CNTS e po de t pas au o es de ualit , de s u it et de
confidentialité. Prévu initialement pour 5.000 dons par an, le CNTS a réalisé 28 666 dons en
2010 (Conseil administration CNTS 02 Janvier 2010) (Diarra et al., 2009; DNS., 2008.; Tagny
et al., 2009).
- La seconde concerne la formation du personnel avec seulement 42% du personnel du
CNTS ayant reçu une formation spécifique en transfusion contre plus de 50% au Niger et
Burkina-Faso (Tableau 1) (Tagny et al., 2009). En 2006, sur financement du Fond mondial,
huit Pharmaciens ont été recrutés par le CNTS pour dynamiser les activités transfusionnelles
des six EPH régionaux et des centres de santé de référence de Koulikoro et Kidal. Dans la
même période, deux communicateurs ont été recrutés pour renforcer la section collecte et
promotion du don de sang du CNTS. Pa all le e t, l aluatio des connaissances et
attitudes du personnel médical (médecins, sages-femmes et infirmiers) à Bamako a révélé un
niveau insuffisant de connaissances en matière de transfusion sanguine. Ainsi, seulement
, % du pe so el a ait fi i d u e fo atio e t a sfusio sa gui e ho s fo atio
initiale) alors que 81% pratiquaient régulièrement la transfusion (Diakité et al., 2012).
- La troisième est éthique au regard du don de sang volontaire et bénévole. Une
enquête réalisée au CSRef de la commune V de Bamako indique que les principaux obstacles
au don volontaire sont la peur d u d pistage positif du VIH et u a ue d i fo atio
des populations sur le bien-fondé du don de sang (Traore et al., 2011). Aujou d hui,
pratiquement tout reste à faire en matière de sensibilisation au don du sang, le Mali compte
seulement 30% de donneurs volontaires bénévoles versus plus de 80% au Niger, Côte
d I oi e et Bu ki a-Faso (Tableau I).
5
- La quatrième est administrative sur de nombreux niveaux. En effet, les règles de
prescription des unités de sang et des produits sanguins ne sont pas toujours respectées par
les prescripteu s. Il e iste pas e o e de comités hospitaliers de transfusion au Mali. Une
s ie de fo atio s a t i iti e à pa ti de à l i te tio des p es ipteu s et des
techniciens de laboratoire et u p og a e d assu a e ualit des p oduits sa gui s a été
introduit la même année. Aujou d hui, le CNTS de Bamako assure la distribution nominative
des p oduits sa gui s su p se tatio d u e o do a e t pe. E fi , le s st e
dh o igila e est uasi i e ista t.
- La cinquième est liée à une connaissance très parcellaire de la diversité des groupes
sanguins érythrocytaires au Mali. Ainsi, une exploration moléculaire des groupes sanguins
érythrocytaires des populations présentes au Mali s i pose afi de d gage à te eu e
stratégie pertinente de typage des patients et des donneurs.
Fort de ces constats, les politi ues e es jus ue là o t pas pu développer la

transfusion sanguine avec des moyens dédiés, ce qui à pour conséquences un faible niveau
de dons volontaires et bénévoles. Il résulte que la transfusion sanguine au Mali est
aujou d hui o f o t e à des problèmes de ressource en matière première : le sang ; malgré
une population de donneurs potentiels jeunes (47,6% de la population a moins de 15 ans)
(voir Tableau 1). Cette situation affecte consid a le e t l app o isio e e t gulie e
unités de sang et produits dérivés dans les établissements de santé. Ainsi, entre décembre
2006 et mai 2007, seulement 65% des besoins transfusionnels ont été couverts au CSRef de
la commune V de Bamako (Traore et al., 2011). Parallèlement, ceci entretient des pratiques
frauduleuses et des filières non sécurisées.
6
Tableau 1 : Situatio t a sfusio elle du CNTS de Ba ako o pa e à t ois e t es de t a sfusio e Af i ue de l ouest (Tagny et al., 2009).
Bamako Niamey Daloa Ouagadougou
(Mali) (Niger) Côte d I oi e (Burkina-Faso)

Programme national de transfusion sanguine (date - +(2005) +(1998) +(2000)
de ise e œu e
Personnel formé en transfusion (%) 42 64 9 50
Proportion de collectes mobiles (%) 13 45 23,8 70
% de PSL préparés à Sang total (%) 87,5 60 50 14,5

partir des unités de sang
total CE (%, vol.ml) 10,7(200) 40(200) 50(200) 75,8(230)
CPS (%) 1,3 0 0 1,5
PFC (%) 0,5 40 0 8,3
Nombre total de donneurs de sang 25543 2962 14257 30364
Type de don Bénévole (%) 30 86,8 100 92
Compensation (%) 70 13,2 0 8
Donneur bénévole régulier (%) 31,7 47,3 66,7 26,2
T a hes d âge % 18-30 ans 45 73,6 80 90,1
30-40 ans 39 13,5 15 6,6
>40 ans 16 12,9 5 3,3

PSL : produits sanguins labiles, CE : concentré érythrocytaire, CPS : concentré de plaquettes standard, PFC : plasma frais congelé
7
A. Principaux systèmes de groupes sa gui s d’i t t t a sfusio el
I. Système Kell (ISBT n°006)
Le système de groupe sanguin Kell est composé de 35 antigènes dont les principaux
sont les antigènes antithétiques KEL1(K) / KEL2(k), KEL3(Kpa) / KEL4(Kpb) / KEL21(Kpc), et
KEL6(Jsa) / KEL7 (Jsb). Ces antigènes, sont classés en antigènes de basse fréquence (KEL3,
KEL6, KEL10 (UIa), K17, KEL21, K23, K24, KEL25 (VLAN), KEL28 (VONG), KEL31 (KYO)) et
antigènes de haute fréquence (KEL2, KEL4, KEL5 (Ku), KEL7, K11, K12, K13, K14, K16, K18,
K19, KEL20 (Km), K22, KEL26 (TOU), KEL27 (RAZ), KEL29 (KALT), KEL30 (KTIM), KEL32 (KUCI),
KEL33 (KANT), KEL34 (KASH), KEL35 (KELP), KEL36 (KETI), KEL37 (KHUL), KEL38 (KYOR)). Les
antigènes KEL sont portés par une glycoprotéine transmembranaire de type II de 93kDa. La
protéine Kell, également appelée CD238, est codée par le gène KEL, localisé sur le bras long
du chromosome 7 en q34, et composé de 19 exons répartis sur 21,5 Kb (Lee et al., 1995c). La
cystéine en position 72 de Kell établit un pont disulfure avec la cystéine 347 de la protéine
XK (Figure 2). Cette interaction est nécessaire pour le maintien de Kell à la surface des
globules rouges (Lee, 1997; Russo et al., 1998). La protéine XK, codée par un gène XK situé
sur le chromosome Xp21.1, po te l a tig e de haute fréquence Kx.
E o te te d i o pati ilit fœto-maternelle, pour un même niveau de gravité, les

aladies h ol ti ues du fœtus et du ou eau-né (MHFNN) par incompatibilité anti-Kell,
présentent des taux de bilirubine moins élevés ue lo s d incompatibilité RhD, aussi bien
dans le liquide amniotique que dans le sérum à la naissance. De plus, en cas de MHFNN liée
à des a ti o ps du s st e Kell, l a ie fœtale se le plus li e à u e i hi itio de
l th opoï se u à u e dest u tio i u e p iph i ue des h aties de l e fa t (Daniels
et al., 2003; Grant et al., 2000). Ceci est dû à l appa itio plus précoce de la glycoprotéine
Kell sur les progéniteurs érythroïdes. Les anticorps peuvent également être impliqués dans
l i hi itio de la lopoï se et de la th o opoï se pou a t a outi à des th o op ies
fœtales.
8
Figure 2 : Schéma des glycoprotéines Kell et Kx. Le schéma représente les polymorphismes
K/k, Kpb/Kpa et Jsb/Jsa. Les glycoprotéines sont liées par un pont disulfure.
1. Les antigènes antithétiques KEL1/KEL2, KEL3/KEL4/KEL21
1.1. KEL1 (K) et KEL2 (k)
Les antigènes KEL1 et KEL2 sont codés respectivement par les allèles KEL*01 et
KEL*02. Ces deu all les diff e t pa u pol o phis e da s l e o e c.578. La présence
d u e th i e e positio , ode pou u e thio i e Met , et est la ase de
l a tig i it KEL1, alo s u u e tosi e Th ode l a tig e KEL (Lee et al., 1995b;
Yazdanbakhsh et al., 1999). Ce ha ge e t d a ide a i affe te la N-glycosylation de la
protéine Kell. En effet, la séquence Asn191-Arg192-Th po t e pa le p oduit de l all le
KEL*02) est un site consensus de N-gl os latio de l aspa agi e e ui est pas le as
de la séquence Asn191-Arg192-Met od e pa l all le KEL*01 (Clapéron et al., 2005). Il a
également été o t ue le p oduit de l all le KEL*01 est inactif alors que le produit de
9
l all le KEL*02 présente une activité enzymatique du même type que les métalloprotéases
de la famille M13. Cette différence serait liée à un changement dans la conformation de Kell
et non à la différence de N-glycosylation entre les produits des deux allèles (Clapéron et al.,
2005).
Une expression faible de KEL1 a été observée chez un donneur caucasien présentant une
s i e e positio od pa l all le KEL*01.02 (Lee-Stroka et al., 2008).
Les fréquences des allèles KEL*01 et KEL*02 sont respectivement de 3% et 97% chez les
caucasiens et de 1% et 99% chez les afro-américains (Hashmi et al., 2007). Ainsi le phénotype
(K-k+) a une incidence élevée dans toutes les populations (>90%) alors que le phénotype
(K+k- est a e da s l e se le des populatio s Ta leau 2).
L a tig e KEL est t s i u og e da s le contexte transfusionnel et obstétrical

et sa détermination en immunohématologie est généralement associée au groupage ABO et
RH. Il est l a ti o ps le plus f ue t ap s les a ti o ps des s st es ABO et ‘h. Ainsi,
environ deux-tiers des anticorps non anti-Rh sont des anti-KEL1. Une étude australienne a
montré que 9,5% des femmes enceintes immunisées présentent un anti-KEL1 (Pal and
Williams, 2015).
Tableau 2 : Fréquences des phénotypes du système Kell (Reid M, 2012)
Phénotype Caucasiens Africains

K-k+ 91% 98%
K+k- 0,2% Rare
K+k+ 8,8% 2%
Kp(a-b+) 97,7% 100%
Kp(a+b-) Rare 0%
Kp(a+b+) 2,3% Rare
Js(a-b+) 100% 80%
Js(a+b-) 0% 1%
Js(a+b+) Rare 19%
10
1.2. KEL3 (Kpa), KEL4 (Kpb) et KEL21 (Kpc)
L a tig e KEL Kpb) est dit « public » dans toutes les populations alors que
l a tig e KEL Kpa est a e. L antigène KEL21 (Kpc) quant à lui, a été observé dans une
famille anglaise mais semble plus fréquent dans la population japonaise (0,32%). Ces trois
antigènes sont les produits de trois allèles codominants KEL*03, KEL*04 et KEL*21. Les
allèles KEL*03 et KEL*04 diff e t pa la t a sitio T>C da s l e o (Lee et al., 1996) et
présentent donc en position 281 de la glycoprotéine Kell un résidu tryptophane (KEL3) ou
une arginine (KEL4 . L all le KEL*21 présente quant à lui la t a sitio G>A da s l e o
asso i à la p se e d u e tosi e e positio ui se t aduit pa la p se e d u e
glutamine à la position 281.
Les glo ules ouges ui e p i e t l a tig e KEL p sentent une faible réactivité de
l e semble des antigènes Kell qui est due à un taux plus faible de protéine Kell à la surface
cellulaire. En effet, le e pla e e t de l a gi i e a ide a i asi ue ha g p se te
da s l a tig e KEL pa u t ptopha e a ide a i a o ati ue o ha g dans
l a tig e KEL odifie ait le eplie e t de la p ot i e au cours de sa synthèse, ce qui
affecterait son transport à la membrane (Körmöczi et al., 2009; Yazdanbakhsh et al., 1999).
Les fréquences des allèles KEL*03 et KEL*04 sont respectivement de 0,69% et 99,31% chez
les donneurs de sang au Brésil (Arnoni et al., 2013).
Les anti-KEL3 peuvent causer des réactions transfusionnelles hémolytiques sévères

ainsi que des MHFNN sévères (Costamagna et al., 1997; Koshy et al., 2009; Padmore et al.,
2014).
2. Les phénotypes McLeod, Kellmod et Kellnull
2.1. Phénotypes McLeod et Kellmod
Ces deu ph ot pes so t a a t is s pa u affai lisse e t de l e se le des

antigènes du système Kell.
Dans le phénotype McLeod, et affai lisse e t est li à l a se e d e p essio de

l a tig e K et u e a se e de l a tig e KEL K . Le ph ot pe M Leod est t s a e et
11
au u e f ue e est d ite da s la litt atu e. Il est etrouvé essentiellement dans la
population caucasienne (Chiaroni J, 2005), et, comme le gène XK est localisé sur le
chromosome X, la grande majorité des patients sont des hommes (Wendel et al., 2004). La
mise en évidence de cet affaiblissement antigénique constitue un des premiers éléments du
diag osti du s d o e M Leod, a l appa itio des s ptô es li i ues est le plus
souvent tardive et variable. La plupart des sujets McLeod présentent des symptômes
cliniques (appelés syndrome neuro-acanthocytose) affectant les systèmes hématologique et
nerveux (Bansal et al., 2008).
Les phénotypes Kellmod sont caractérisés par une très faible expression des antigènes
Kell, essita t le plus sou e t des tests d adso ptio / lutio , asso i e à une expression
le e de l a tig e K . U e dizai e d allèles codants pour des phénotypes Kellmod sont à ce
jour décrits (Tableau 3) dont une grande majorité sont associés à un allèle KEL*02. Ceci est
p o a le e t li à la fai le f ue e de l all le KEL*01 da s l e se le des populatio s. A
ce jour, seuls deux allèle KEL*01M ont été décrits : l u (KEL*01M.01) présente la
t a s e sio C>G da s l e o Th A g , l aut e la t a sitio C>T P o Leu
(Polin et al., 2014b). Les allèles codant pour des phénotypes Kellmod (KEL*02M) présentent
des polymorphismes faux-se s dist i u s su l e se le de la p ot i e. Da s le as des
protéines codées par les allèles KEL*02M.02, KEL*02M.03 et KEL*02M.04, il a été montré
que les su stitutio s d a ides a i s, respectivement Tyr677Cys, Leu392Pro et Gly703Arg,
ont un effet direct sur le transport des protéines Kell à la membrane (Lee et al., 2003).
12
Tableau 3 : Les allèles Kellmod (Reid M, 2012)
Allèle Exon Nucléotide Acide aminé Autre

KEL*01M.01 6 578C>G Thr193Arg KEL1 faible
KEL*02M.01 10 1088G>A Ser363Asn
KEL*02M.02 18 2030A>G Tyr677Cys
KEL*02M.03 9 986T>C Leu329Pro KEL-13
KEL*02M.04 19 2107G>A Gly703Arg
KEL*02M.05 16 1719C>T Gly573Gly
KEL*02M.06 4 306C>A Asp102Glu
11 1298C>T Pro433Leu
KEL*02M.07 16 1763A>G Tyr588Cys
KEL*02M.08 13 1490A>T Asp497Val
KEL*02M.09 16 1757T>G Ile586ser
KEL*02M.10 8 787G>A Gly263Arg
KEL*02M.11 11 1268C>T Ala423Val KEL2 et KEL7 faibles
KEL*02M ? 10 1153C>T Arg385Cys
2.2. Phénotype Kellnull
Le phénotype Kellnull (K0) est caractérisé par une absence totale des antigènes KEL liée
à la p se e à l tat ho oz gote ou h t oz gote o posite d allèles amorphes du gène
KEL. Différents mécanismes ont été décrits tels que des polymorphismes non-sens, des
d l tio s u l otidi ues, des alt atio s de sites d pissage (Lee et al., 2001; Uchikawa et
al., 2006) mais également des polymorphismes faux-sens qui affecteraient le transport de la
protéine à la membrane (Lee et al., 2001). Le phénotype Kellnull, ie ue t e e t ae
(fréquence estimée <1/100000 chez les caucasiens), a été décrit en Europe, en Asie et en
Afrique (Körmöczi et al., 2007; Lee et al., 2001; Yu et al., 2001). Une vingtaine d all les
Kellnull sont décrits (Tableau 4) et là e o e, la plupa t so t des a ia ts d u all le KEL*02
(Wester et al., 2010).
Da s les populatio s d o igi e af i ai e, u all le Kellnull (KEL*02N.02) caractérisé par

une transition 502C>T qui introduit un codon stop à la position 128, a été décrit chez deux
oi s a i ai s. L all le KEL*02N.06 ua t à lui se le assez f ue t da s l île de la
Réunion. Le pol o phis e IVS + g>a p o o ue u saut de l e o ui ode pou le
13
do ai e t a s e a ai e de la p ot i e. Cet all le a t gale e t t d it à l tat
hétérozygote dans une famille de New York et une autre du Pacifique nord (Lee et al., 2001).
Tableau 4 : Les allèles K0(Kellnull)
Allèle Exon/intron Nucléotide Acide aminé

KEL*01N.01 15 1678C>G Pro560Ala
KEL*02N.01 Intron 3 IVS3+1g>c Epissage
KEL*02N.02 4 382C>T Arg128Stop
17 1790T>C Leu597Pro
KEL*02N.03 4 246T>A Cys82Stop
KEL*02N.04 9 1042C>T Gln348Stop
KEL*02N.05 18 2027G>A Ser676Asn
KEL*02N.06 Intron 3 IVS3+1g>a Epissage
KEL*02N.08 Intron 5 IVS5-2a>g Epissage
KEL*02N.09 12 1377G>A Trp459Stop
KEL*02N.11 8 903delG Faux-sens, Stop
KEL*02N.12 Intron 8 IVS8+1g>a Epissage
KEL*02N.13 Intron 8 IVS8+1g>t Epissage
KEL*02N.18 Obsolète
KEL*02N.21 18 1947C>G Tyr649Stop
KEL*02N.22 Intron 7 IVS7-1g>c Epissage
KEL*02N.23 3 185insT Glu239Stop
14
2.3. Anticorps liés aux phénotypes KELnull et KELmod
Contrairement à ce qui est observé chez les patients présentant un phénotype

McLeod, la morphologie et la durée de vie des hématies Kellnull et Kellmod apparaissent
normales. Les patients de phénotype Kellnull peuvent développer un anti-KEL5 (également
appelé anti-Ku, anticorps dirigé contre la protéine Kell) alors que ceux de phénotype Kell mod
peuvent produire un anticorps dirigé contre le (ou les) acide(s) aminé(s) substitué(s) (on
pa le alo s d « anti-KEL5 like ») (Lee, 2007). Les te h i ues d i u oh atologie e
permettent pas une distinction aisée entre phénotypes Kellnull et Kellmod. En effet, du fait de
la faible expression des antigènes Kell chez les sujets Kellmod, seule l utilisatio de a tif et
de te h i ues se si les pe et leu d te tio . E p e a t e o pte l e se le de es
l e ts ai si ue la fai le f ue e de l a tig e KEL , plusieu s tudes o t sugg ue
l e se le des ph ot pes KEL -négatif chez les donneurs soit confirmé par génotypage, de
même que toute ambigüité de phénotypage Kell (Körmöczi et al., 2007; Matteocci et al.,
2014).
3. Particularités africaines : l’antig ne KEL (Jsa)
L a tig e KEL Jsa) est considéré comme un marqueur africain. Son antigène
antithétique KEL7 (Jsb est lui p se t da s l e se le des populatio s. L all le KEL*06
p se te u e tosi e e positio et u e gua i e e positio da s l e o alo s
ue l all le KEL*07 présente une thymine en 1790 et une adénine en 1899. Le
polymorphisme 1899G>A est silencieux (Leu633) alors que la transition 1790C>T se traduit
par une substitution de la proline en position 547 (KEL6) en leucine (KEL7). Le résidu 597 est
situé entre deux résidus cystéine (positions 596 et 599) les antigènes KEL6 et KEL7 sont donc
plus sensibles aux agents réducteurs que les autres antigènes Kell (Lee et al., 1995a).
E a se e de a tifs d i u oh atologie pou le t page KEL6/KEL , l e p essio

de ces antigènes est prédite à partir des données du génotypage basé sur le polymorphisme
C>T. E effet, le pol o phis e G>A est pas o l à % au do es du
phénotype (Renoud et al., 2006). La f ue e de l all le KEL*06 chez les donneurs de sang
est de 2,69% au Brésil, 8,18% en Martinique, 8,6% chez les noirs américains et 11,68% chez
15
les donneurs originaires des Comores (Arnoni et al., 2013; Byrne and Howard, 1994; Silvy et
al., 2011b).
E aiso de la f ue e le e de l a tig e KEL , les a ti-KEL7 sont très rares. Ils

ont cependant été impliqués dans des réactions transfusionnelles et des maladies
h ol ti ues du fœtus et du ou eau (MHFNN) plus ou moins sévères (Al Riyami et al.,
2014; Yuan et al., 2007). Les anti-KEL6 peuvent être responsables de réactions
transfusionnelles hémolytiques et de MHFNN modérées ou sévères (Donovan et al., 1973;
Levene et al., 1980; Taddie et al., 1982). La fréquence des anti-KEL6 est estimée à 2% chez
les patients drépanocytaires transfusés (Castro et al., 2002) mais 88% des anti-KEL6 sont
détectés chez des patients non d origine africaine (Nikolis et al., 2011). Cependant,
l ide tifi atio des a ti-KEL est alis e ue lo s u ils so t p se ts au sei de la ge
d a ti o ps et leur f ue e da s la populatio g ale est do pas o ue.
16
II. Système Kidd (ISBT n°009)
Le système Kidd comporte deux antigènes antithétiques Jk a et Jkb et un antigène de
grande fréquence Jk3. Ils sont portés par la glycoprotéine UT-B1 qui est codée par le gène
SLC4A1 localisé en tandem avec le gène SCL14A2 sur le chromosome 18 en position q12-q21.
D u poi t de ue fo tio el, la gl op ot i e UT-B1 est impliquée dans le transport facilité
du principal produit du catabolisme des protéines : l u e. E deho s du glo ule ouge, ette
glycoprotéine est retrouvée dans de nombreux organes comme la peau, la prostate, la
vessie, le cerveau et le rein pour maintenir le gradient de concentration cortico-papillaire
iti ue pou le a is e de o e t atio u i ai e a e la pa ti ipatio d aut es
transporteurs de type UT-A. Au niveau du globule rouge, le rôle physiologique du
transporteur UT-B1 est de prévenir les changements importants de volume de ce dernier,
dus aux variations de pression osmotique rencontrées par le globule rouge dans la
circulation rénale.
1. Les antigènes Jka et Jkb (JK1 et JK2) et les anticorps

C est e , à la suite d u e i o pati ilit fœto-maternelle (Allen FH, 1951) u u
alloanticorps de spécificité inconnue nommé anti-Jka (selon les initiales J.K. du nouveau né)
b
est identifi da s le s u de M e Kidd. L a tig e a tith ti ue Jk est découvert par la
suite (PLAUT et al., 1953).
Le système Kidd (JK) est défini par deux allèles co-dominants JK*01 (ou JK*A) et JK*02
(ou JK*B) de fréquences géniques respectives de 0,525 et 0,485 dans la population
au asie e de l Eu ope et du Ca ada (Allen FH, 1951; Chown et al., 1965; Race RR, 1975).
Ces deux allèles définissent trois phénotypes courants Jk(a+b+), Jk(a+b-), Jk(a-b+) de
fréquences phénotypiques respectives (Tableau 5) : 50,3, 26,3 et 23,4 dans la population
caucasienne et un phénotype rare Jk(a-b-) ou Jknull (PINKERTON et al., 1959). Les globules
rouges de ce dernier phénotype montrent une résistance à la lyse en prése e d u e M, e
qui a suggéré à partir des années 1980 que le produit du gène Kidd pourrait être le
t a spo teu d u e du glo ule ouge. De o euses tudes de populations montrent que
l a tig e Jka est plus p se t hez les pe so es o igi ai es d Af i ue % ue hez les
Caucasoïdes (77%) et les Asiatiques (73%) (Roy-Choudhury AK, 1988).
17
A pa ti du lo age ol ulai e du t a spo teu d u e des th o tes, la ase
a b
moléculaire des spécificités antigéniques Jk et Jk a été élucidée ; elle sulte d u
polymorphisme nucléotidique G>A en position 838, se traduisant par une substitution
Asp280Asn sur la 4e boucle extracellulaire du polypeptide Jk (Olivès et al., 1997) (Figure 3).
Dans un second temps, un test de génotypage JK*01/JK*02 sur ADN génomique par PCR-
‘FLP a t d elopp , e ui a pe is d ta li l a se e de lie g ti ue e t e le lo us
Kidd et le diabète insulino-dépendant (Olivès et al., 1997).
Les anticorps anti-Jka peu e t t e à l o igi e d a ide ts h ol ti ues post-

transfusionnels (DEGNAN and ROSENFIELD, 1965; Harrison and Popper, 1981; Morgan et al.,
1967; POLESKY and BOVE, 1964; Rumsey et al., 1999) et aussi de la maladie hémolytique du
fœtus et du nouveau-né (Allen FH, 1951; GECZY and ESLIE, 1961; Greenwalt TJ, 1956;
KORNSTAD and HALVORSEN, 1958). Plusieurs cas de productio d auto-anticorps anti-Jka
sont rapportés en association avec une maladie hémolytique auto-immune (Patten et al.,
1977; Sander et al., 1987). Des auto-anticorps anti-Jkb associés ou non à une maladie auto-
immune ont été également observés (Ellisor et al., 1983).
Tableau 5 : Répartition des phénotypes Kidd (Reid M, 2012).
Phénotype Pop. Caucasiennes Pop. Africaines Pop. Asiatiques

Jk(a+b-) 26,3 51,1 23,2
Jk(a-b+) 23,4 8,1 26,8
Jk(a+b+) 50,3 40,8 49,1
Jk(a-b-) ou Rare, <0,1 en Finlande Rare Rare, 0,1-0,3 en
Jknul Polynésie
18
Figure 3 : Topologie de la glycoprotéine Kidd/hUT-B t a spo teu d u e.
Topologie membranaire prédictive de la glycoprotéine Jk/hUT-B1 comprenant 389 résidus.
Le site fonctionnel de N-gl os latio de l aspa agi e e positio est lo alis ai si ue
a b
les polymorphismes Lys44Glu (réactivité Jka faible) et Asp280Asn (Jk /Jk ).
Plus récemment, des individus homozygotes ou hétérozygote pour JK*01 et JK*02

ont été identifiés avec des expressions altérées faibles ou partielles des antigènes Jk(a+) et
Jk + . L exploration moléculaire a révélé des allèles variants qui sont répertoriés dans le
tableau 6. Une majorité de ces allèles variants a été identifiée dans la population Afro-
Américaine.
19
Tableau 6 : Bases ol ulai es de l e p essio alt e des a tig es Jka et Jkb.
Anticorps
Phénotype Allèle SNP Conséquence Origine
produit*
Jk(a+wb-) JK*01W.01 130A>G Glu44Lys Commun anti-JK3,
599G>A Pro196Pro anti-Jka
Jk(a+wb-) JK*01W.02 511T>C Trp171Arg Rare
Jk(a+wb-) JK*01W.03 28G>A Val10Met Afro-Américain anti-Jka
Jk(a+wb-) JK*01W.04 226G>A Val76Ile Afro-Américain anti-Jka
Jk(a+wb-) JK*01W.05 742G>A Ala248Thr Rare
Jk(a+wb-) JK*01W.0 ? 130A>G Glu44Lys Afro-Américain
1062_1067insA fs355, Lys355Stop
Jk(a-b+w) JK*02W.01 548C>T Ala183Val Afro-Américain
Jk(a-b+w) JK*02W.02 718T>A Trp240Arg Afro-Américain
Jk(a-b+w) JK*02W.0 ? 130A>G Glu44Lys Afro-Américain
599G>A Pro196Pro et Brésilien
Jk(a-b+w) JK*02W.0 ? 998T>A Val333Asp Suisse
1095T>C Ser365Ser
*La p odu tio d a ti o ps a pas t o se e pou tous les i di idus po teu s de l all le a ia t
2. Le phénotype rare Jk(a-b-) ou Jknull

Le ph ot pe ul sulte soit de l ho oz gotie d u all le essif sile ieu Jk au
locus Kidd (Habibi et al., 1976), soit de la p se e d u g e do i a t supp esseu In(Jk),
indépendant du locus Kidd, qui agit en simple dose (Okubo et al., 1986). Un phénotype Jk(a-
b-) transitoire a été aussi observé chez une patiente (Issitt et al., 1990) ai si uu
phénotype Jk(a-b-) apparent (Storry JR, 2009).
Le phénotype Jk(a-b-) de type récessif : Le sérum des individus de phénotype Jk(a-b-) de type
récessif contient très souvent après sensibilisation (transfusion, grossesse) un anticorps anti-
Jk apa le d aggluti e l e se le des h aties hu ai es, à l e eptio de elles des
sujets Jknull. Ce t pe d a ti o ps peut t e i pli u da s des a tio s h ol ti ues
immédiates (Issitt et al., 1990) ou retardées (DAY et al., 1965) après transfusion, ou encore
dans la maladie hémolytique du fœtus et du nouveau-né (Pierce et al., 1980). La production
d auto-anticorps anti-Jk3 a été observée durant des grossesses (O'Day, 1987) dont une est
associée à une maladie hémolytique auto-immune (Ellisor et al., 1983).
A partir de 1998, la détermination moléculaire du gène JK ou SLC14A1 a permis de
définir les bases moléculaires du phénotype Jk(a-b-) à partir de prélèvements sanguins
d i di idus lo alis s da s diff e tes gio s du glo e (Lucien et al., 1998). Ainsi, pas moins
20
de 25 altérations moléculaires responsables du phénotype Jk(a-b-) de type récessif sont
rapportées (Tableau 7) (Guo et al., 2013). L e se le de es o se atio s o te
l h t og it ol ulai e du ph ot pe Jknull de type récessif avec quelques effets
fo dateu s lai e e t ide tifi s o e la su stitutio du a ide a i fau -sens
Se P o p do i a te e Fi la de et l alt ation intronique IVS5-1g>a observée en Asie
du sud-est et en Polynésie (Lucien et al., 1998; Sidoux-Walter et al., 2000).
Le phénotype Jk(a-b-) de type dominant : L a al se s ologi ue d i di idus de ph ot pe
Jknull de type dominant, le u e di i utio s e de l e p essio th o tai e des
antigènes Jka, Jkb et Jk3 (Okubo et al., 1986). Les anticorps anti-Jka ou anti-Jkb peuvent être
absorbés et élués de ces hématies (Moulds, 1995). L e iste e d u g e i hi iteu
dominant In(Jk) ui agit e si ple dose est suppo t e pa l uipe d Oku o qui décrit une
mère Jk(a+b+) avec deux filles Jknull, toutes deux ayant des enfants Jknull, ce qui exclut
l h poth se de l ho oz gotie d u g e sile ieu .
Le phénotype Jk(a-b-) transitoire : Une forme transitoire de phénotype Jk(a-b-) a été décrite
chez une patiente russe (Issitt et al., 1990). Lorsque ses hématies ont été phénotypées Jk(a-
b-), l anti-Jk3 était présent dans son sérum ; en revanche, lorsque son phénotype était
Jk(a+b-), les anticorps anti-Jkb et anti-Jk3 étaient détectés dans son sérum. Cette situation
réversible est inexpliquée à ce jour.
Le phénotype Jk(a-b-) apparent : Il a été rapporté pour la première fois, un cas de phénotype
a b
Jk(a-b- appa e t sulta t d u as uage sp ifi ue des sites a tig i ues Jk /Jk /Jk3 par
un auto-anticorps anti-Jk3 présent dans le sérum du patient (Storry JR, 2009).
21
Tableau 7 : Altérations moléculaires associées au phénotype Jknull de type récessif.
Alléle Altération Conséquence Origine

absence des
JK*01N.01 délétion de 1.6kb Anglais, Tunisien
exons 4 et 5
JK*01N.02 202C>T Gln68Stop Americain
JK*01N.03 582C>G Tyr194Stop Suisse
JK*01N.04 956C>T Thr319Met Afro-Americain
Afro-Americain
JK*01N.05 561C>A Tyr187Stop
Afro- Brésilien
JK*01N.06 IVS 5-1 g>a saut de l e o Polynésien
JK*01N.07 723delA fs241; Ile262Stop Americain
JK*01N.08 866A>G Asn269Ser
JK*01N.09 27_50del Val10_Arg17del
JK*01N.10 IVS8+5g>a saut de l e o Chinois
486T>A Ser162Arg
JK*01N. ? Origine allemande
588A>G Pro196Pro
JK*01N. ? IVS10+5c D faut d pissage Brésilien
JK*01N. ? 516_530del Fs175 Suisse
JK*02N.01 IVS 5-1 g>a saut de l e o Polynésien
JK*02N.02 IVS5-1 g>c saut de l e o Chinois
Asn74Lys;
JK*02N.03 222C>A; 499A>G Chinois,Taiwanais
Met167Val
JK*02N.04 IVS7+1g>t saut de l e o Français
JK*02N.05 723delA fs241; Ile262Stop Hispano-Americain
JK*02N.06 871T>C Ser291Pro Finlandais
JK*02N.07 896G>A Gly299Glu Taiwanais
JK*02N.08 956C>T Thr319Met Indien
JK*02N.09* 191G>A Arg64Gln Afro- Americain
194G>A ; Gly65Asp;
JK*02N.10 Afro- Americain
588A>G Pro196Pro
Met167Val;
JK*02N.11 499A>G; 512G>A Chinois
Trp171Stop
Leu146Pro;
JK*02N.12 437T>C; 499A>G Chinois
Met167Val
Met167Val;
JK*02N.13 499A>G; 536C>G Chinois
Pro179Arg
JK*02N. ? 157_159insC fs53, Asp60Stop Afro- Americain
JK*02N. ? 810G>A Ala270Ala Suisse
JK*02N. ? 190C>T Arg64Thr Polynésien
JK*02N. ? 118G>A Gly40Ser Polynésien
* non réactif avec un MoAb anti-Jkb et positif avec un polyclonal anti--Jkb
22
3. Fon tion de transporteur d’urée
La molécule Jk/HUT-B s e p i e à la surface du globule rouge, des expériences
di u ohisto hi ie o t pe is de la lo alise gale e t da s diff e ts o ga es o e
la prostate, le rein, la vessie, la peau et le cerveau (hippocampe). Dans le rein, elle est
exprimée constitutivement dans les médullaires internes et externes au niveau des cellules
endothéliales des vasa recta artérielles (descendantes)(Xu et al., 1997). Ainsi elle est
impliquée dans les échanges à contre courant entre les vasa recta ascendantes et
des e da tes pou p e i la pe te de l u e de la dullai e et ai si ai te i le g adie t
de concentration cortico-papillaire critique pour le mécanisme de concentration urinaire qui
et gale e t e jeu d aut es t a spo teu s de t pe UT-A au niveau du canal collecteur et
des anses de Henle. Au niveau du globule rouge, son rôle physiologique est de prévenir les
changements importants de volume du globule rouge dus aux variations de pression
osmotique rencontrées dans la circulation rénale. La glycoprotéine Jk/UT-B1 va ainsi éviter
une diminution de volume du globule rouge qui pénètre dans la médullaire hyperosmotique,
a e u uili age apide a e u e e t e d u e et d eau. De e, elle a ite u e
augmentation de volume du globule ha g e u e lo s u il e o te de la dullai e
p ofo de e s le o te , e pe etta t u e so tie de l u e ui se a e l e pa l ha ge à
o t e ou a t pou ai te i le g adie t d u e et ite ai si u e dilutio de l u e da s la
circulation générale. Chez les sujets Jknull, l a se e du t a spo teu des ellules
endothéliales des vasa recta a t ielles, alt e le a is e de e lage de l u e, e ui
pe et d e pli ue pou uoi es i di idus p se te t u e apa it duite à o e t e
l urée. Cette dernière observation a été corroborée chez la souris transgénique invalidée
pour le polypeptide UT-B1 (Yang et al., 2002). En 2011, le gène SLC14A1 a été identifié
comme un nouveau gène de susceptibilité au cancer de la vessie via un polymorphisme
intronique : rs17674580 (Rafnar et al., 2011). Enfin, les antigènes kidd semblent jouer le rôle
d a tig es i eu s d histo o pati ilit lo s de la t a spla tatio ale (Lerut et al., 2007;
Rourk and Squires, 2012).
23
III. Système Dombrock (ISBT n°014)
Le système de groupe sanguin Dombrock (DO) comprend deux antigènes

antithétiques Doa et Dob ainsi que sept antigènes de haute fréquence qui sont Gregory (Gy a),
Holley (Hy), Joseph (Joa), DOYA, DOMR, DOLG et DOLC (Costa et al., 2010; Karamatic Crew V,
2011; Mayer et al., 2010). Ces antigènes sont portés par une glycoprotéine insérée dans la
membrane par une ancre glycosylphosphatidylinositol (GPI) (Figure 4). Cette glycoprotéine
est un membre de la famille ADP-ribosyltranférase (ART4, CD297) (Spring and Reid, 1991;
Spring et al., 1994; Telen et al., 1990) codée par le gène ART4 localisé sur le chromosome
12p13.2-12.1 (Gubin et al., 2000; Okazaki and Moss, 1999). Ce gène est composé de 3 exons
epa tis su K d ADN g o i ue. L A‘N correspondant code une protéine de 314
acides aminés qui poss de u e s ue e sig al et u otif d a age GPI (Gubin et al.,
2000). Jus u à p se t, au u e a ti it e z ati ue a t d ontrée, ce qui laisse sa
fonction indéterminée (Koch-Nolte and Haag, 1997; Koch-Nolte et al., 1997).
1. Antigènes antithétiques Doa et Dob, et le phénotype Grégory (a-)

L a tig e Doa présente une répartition variable dans les différentes populations
étudiées avec une incidence de 67% chez les caucasiens et de 55% chez les afro-américains,
alo s ue l a tig e Dob apparait comme un antigène de fréquence très élevée, près de 90%
dans la majorité des populations étudiées (Reid M, 2012). Les deux antigènes antithétiques
Doa et Dob sont résistants au traitement par la papaïne et la ficine, mais détruits par la
trypsine et le dithiothréitol (DTT). Ils sont codés respectivement par les allèles DO*01 et
DO*02 qui diffè e t pa t ois positio s u l otidi ues lo alis es da s l e o (Rios et al.,
2001a). Deux sont des transitions synonymes 378C>T (Tyr126Tyr) et 624T>C (Leu208Leu) et
la troisième est une transition faux-sens 793A>G (Asn265Asp) (Gubin et al., 2000)(Figure 4).
Les fréquences des allèles DO*01 et DO*02 sont respectivement de 37% et 63% chez les
caucasiens. Sur ces ases ol ulai es, e a se e d a ti o ps o e iau a ti-Doa et
anti-Dob, des tests de biologie moléculaire (PCR-RFLP, PCR allèles spécifiques) ont été
développés. Ce qui a permis de déterminer un génotype DO et d e d dui e u ph ot pe
aussi bien pour le patient que pour le donneur (Wu et al., 2001).
24
Figure 4 : Schéma de la glycoprotéine Dombrock. Le schéma représente les acides aminés
associés aux antigènes de haute fréquence Dombrock
Le phénotype exceptionnel Gy(a-) considéré comme le phénotype Donull, est

caractérisé par une absence totale des antigènes du système DO (Tableau 8). Six
mécanismes moléculaires sont à l o igi e du ph ot pe DOnull. Deux correspondent à une
t a sitio au i eau de l pissage de l i t o (Rios et al., 2001b). Les trois autres
mécanismes sont une d l tio de u l otides da s l e o ui o duit à u d alage du
cadre et un codon stop prématuré (Lucien et al., 2002) ; un codon stop prématuré dans
le o dû à la t a sitio C>T Gl stop (Rios et al., 2002b) et la substitution de Phe-
Ser en position 62 résultant de la transition 185T>C (Westhoff et al., 2007). Le sixième
25
mécanisme fait intervenir une duplication de la séquence GCATTAT en position 555-556,
introduisant un décalage de cadre de lecture et une terminaison prématurée de la
traduction de la protéine Do au niveau de la lysine 190 (Karamatic Crew V, 2013b). Aucun
phénotype DOnull a t d it da s les populatio s d Af i ue su saha ie e.
Il a été documenté une hémoglobinurie paroxystique nocturne (HPN) de type III qui
p se te u e a se e ou u e du tio s e de l a e GPI e t ai a t l a se e des
polypeptides Dombrock, CD59, Cartwright (YT), Cromer (CROM) et John Milton Hagen (JMH)
à la surface de la membrane érythrocytaire (Rios et al., 2001b).
Tableau 8 : Phénotypes et réactivité antigénique du système Dombrock (Reid M, 2012)
Phénotype Doa Dob Gya Hy Joa DOYA DOMR DOLG

Do(a+b-) + - + + + + + +
Do(a+b+) + + + + + + + +
Do(a-b+) - + + + + + + +
Hy- - +faible +faible - -/+faible +faible -/+faible +faible
Do(a+b-) Jo(a-) +faible - + +faible - +faible +faible Nt
Do(a-b+faible) Jo(a-) - +faible + +faible - nt Nt Nt
Gy(a-) : Donull - - - - - - - -
DOYA- - - +faible +faible +faible - +faible +
DOMR- - +faible +faible +faible +faible +faible - Nt
DOLG- + - + + + nt Nt -
2. Particularités africaines
L a se e des a tig es de haute f ue e H et Joa est observée dans les

populatio s o igi ai es d Af i ue su saha ie e. L a se e de l a tig e H est associée à
l affai lisse e t de l e p essio des a tig es Dob, Gya et Joa, et l a se e de l a tig e Joa
à l affai lisse e t de l e p essio des a tig es Doa, Gya et Hy. Les allèles JO et HY dérivent
respectivement des allèles DO*01 et DO*02. L a se e ou l e p essio de Hy sulte d u e
transversion de 323G>T (Gly108Val) sur la ase d un allèle DO*02 e ui d fi it l all le HY2.
Un variant de cet allèle HY1 présente en plus une transversion 898C>G (Leu300Val) dans
26
le o (Rios et al., 2002a). Le phénotype Jo(a-) codé par allèle JO sulte d une transition
faux-sens 350C>T (Ile117) sur la ase d u allèle DO*01 da s l e o .
Les fréquences des allèles DO*A, DO*B, DO*HY, et DO*JO sont respectivement
27,8%, 64,7%, 4%, et 3,5% chez les Afro-américains (Hashmi et al., 2007), et 18,2%, 70,6%,
7,3% et 3,7% chez les Tékés au Congo (Chapel-Fernandes et al., 2009). Néanmoins des
études ont rapporté des fréquences variables entre les allèles HY et JO, a e l all le HY cinq
fois plus f ue t ue l all le JO chez les donneurs de sang afro-a i ai s, alo s ue l all le
JO est deu fois plus f ue t ue l all le HY chez les afro-brésiliens (Castilho et al., 2008).
Piassi et al ont montré chez les donneurs de sang de Minas Gérais au B sil ue l all le HY
est deux fois plus fréquent que JO (Piassi et al., 2013), ce qui suggère que les donneurs de
Minas Gérais sont similaires aux donneurs afro-américains plus que les autres afro-
brésiliens. Les tudes hez les T k s du Co go o t o t ue l allèle HY (7,3%) est plus
f ue t ue l all le JO (3,7%) versus (Chapel-Fernandes et al., 2009) l all le HY (6,4%)
oi s f ue t ue l all le JO (7,7%) (Durousseau de Coulgeans et al., 2015). Il existe donc
une hétérogénéité de fréquences des allèles HY et JO dans les populations étudiées.
L all le DO*DORM codant le phénotype DOMR-négatif (DOMR-) résulte de deux

transversions contigües aux positions 431C>A et 432C>A (Ala144Glu) sur la ase d un allèle
DO*B-WL. Le phénotype DOMR- est asso i à l affai lisse e t des a tig es Dob, Gya, Hy,
Joa et DOYA (Costa et al., 2010).
Parallèlement, des études moléculaires du gène ART4 ont permis de mettre en

évidence d aut es allèles variants (Tableau 9) (Baleotti et al., 2006; Baleotti et al., 2011;
Chapel-Fernandes et al., 2009; Costa et al., 2010; Gubin et al., 2000; Hashmi et al., 2005;
Mayer et al., 2010; Rios et al., 2002a). Les trois allèles DO*A-WL, DO*B-WL et DO*A-SH ont
été identifiés au Brésil (Baleotti et al., 2006; Baleotti et al., 2011). Les allèles DO*A-WL et
DO*B-WL se caractérisent par la transversion C>G da s l e o ui se t aduit pas la
su stitutio d a ide a i Leu Val su la ase espe ti e e t des all les DO*A et DO*B.
La t a s e sio C>G est gale e t p se te da s l all le a ia t HY*01 caractéristique
des individus originaires d Af i ue su -saharienne (Rios et al., 2002a). L all le DO*A-SH se
a a t ise pa u e t a sitio s o e C>T su la ase d u all le DO*A. Les allèles
DO*B-SH et DO*A-HA ont été identifiés dans une cohorte composée de donneurs de sang
27
New Yorkais (Hashmi et al., 2005) et se traduisent respectivement par la transition
s o e T>C su la ase d u all le DO*B et la t a sitio C>T à pa ti d u all le
DO*A. Les fréquences des allèles DO*B-SH et DO*A-HA sont de 1,5% et 1,6% chez les afro-
américains.
Les allèles DO*B-SH-Q149K et DO*B-I175N identifiés chez les Tékés au Congo

(Chapel-Fernandes et al., 2009) se caractérisent respectivement par la transversion 445C>A
Gl L s et la t a s e sio T>A Ile As su la ase d u all le DO*B. Les
fréquences caractérisées chez les Tékés sont de 1,2% pour chaque allèle variant. Deux
nouveaux variants DO*B ont été identifiés chez les San en Namibie (Durousseau de
Coulgeans et al., 2015), l all le DO*B-Ile5Thr caractérisé par une transition 14C>T (Ile5Thr) et
l all le DO*B-Trp266Arg caractérisé par une transversion 796T>A (Trp266Arg).
En absence de description phénotypique due à la difficulté de disposer de

prélèvements de sang frais, des études par cytométrie de flux de l e p essio des diff e ts
allèles variants Dombrock dans des cellules K562 transduites par des vecteurs lentiviraux ont
montré une surexpression des allèles DO*A-SH, DO*A-WL et DO*DOYA pa appo t à l all le
DO*A (de Coulgeans et al., 2014). Par rapport à l all le DO*B, les allèles DO*B-SH, DO*B-WL
DO*B-SH-Q149K sont sous exprimés (Chapel-Fernandes et al., 2009; de Coulgeans et al.,
2014), et les allèles DO*B-I175N DO*B-Ile5Thr, DO*B-Trp266Arg sont surexprimés (Chapel-
Fernandes et al., 2009; Durousseau de Coulgeans et al., 2015).
28
Tableau 9 : Bases moléculaires des Allèles Dombrock.
Allèle Nucléotide (acides aminés)

Autre ISBT 323(108) 350(117) 378 624 793(265) 898(300) Autres
DO*A DO*01 G (Gly) C (Thr) C T A (Asn) C (Leu)
DO*JO1 DO*01.-05 G (Gly) T (Ile) T T A (Asn) C (Leu)
DO*DOYA DO*01.-06 G (Gly) C (Thr) C T A (Asn) C (Leu) 547T>G Tyr183Asp
DO*DOLG DO*01.-08 G (Gly) C (Thr) C T A (Asn) C (Leu) 674T>A,Leu225Gln
DO*DOLC^ DO*01.-09 G (Gly) C (Thr) C T A (Asn) C (Leu) 566C>T Thr189Met
DO*A-HA G (Gly) C (Thr) T T A (Asn) C (Leu)
DO*A-SH G (Gly) C (Thr) C C A (Asn) C (Leu)
DO*A-WL G (Gly) C (Thr) C T A (Asn) G (Val)
DO*B DO*02 G (Gly) C (Thr) T C G(Asp) C (Leu)
DO*HY1 DO*02.-04 T (Val) C (Thr) C C G(Asp) G (Val)
DO*HY2 DO*02.-04 T (Val) C (Thr) C C G(Asp) C (Leu)
DO*JO2 DO*02.-05 G (Gly) T (Ile) T C G(Asp)
DO*DOMR DO*02.-07 G (Gly) C (Thr) T C G(Asp) G (Val) 431C>A et 432C>A Ala144Glu
DO*B-SH G (Gly) C (Thr) C C G(Asp) C (Leu)
DO*B-SH-Q149K G (Gly) C (Thr) C C G(Asp) C (Leu) 445C>A Gln149Lys
DO*B-WL G (Gly) C (Thr) T C G(Asp) G (Val)
DO*B-I175N G (GLY) C (Thr) T C G(Asp) C (Leu) 524T>A ; Ile175Asn
29
3. Autres allèles
Pa all le e t, d aut es all les o t t d its. L all le DOYA identifié en Turquie, qui
se a a t ise pa u e t a s e sio T>G T Asp su la ase d u all le DO*A (Lomas-
Francis and Reid, 2010). Le phénotype DOYA négatif se caractérise par un antigène Doa
apparemment silencieux et un affaiblissement des antigènes Gya, Hy et Joa (Mayer et al.,
2010). L all le DOLG décrit au Sri Lanka se caractérise par une transversion 674T>A
Leu Gl su la ase d u all le DO*A (Costa et al., 2010). L all le DOLC décrit chez une
fe e au asie e se a a t ise pa u e t a sitio C>T Th Met su la ase d u
allèle DO*A (Karamatic Crew V, 2013a).
4. Anticorps
Les antigènes Doa et Dob sont peu immunogènes et leurs anticorps sont surtout
retrouvés au sein de mélanges dans le sérum de patients transfusés, ce qui les rend difficile à
identifier tout comme les allo-anticorps anti-Hy et anti-Joa (Strupp et al., 1998). Seul l anti-
Gya est souvent identifié comme une spécificité unique dans le sérum. Ces anticorps
usuellement de classe IgG ont toujours une origine allo-immune. Ils sont préférentiellement
d te ta les e test i di e t à l a tiglo uli e et de a i e opti ale da s la technologie
d aggluti atio su olo e via l utilisatio de glo ules ouges t ait s pa la papaï e ou pa la
ficine. Les allo-anticorps anti-Doa et anti-Dob, anti-Joa et anti-Gya peu e t t e à l o igi e de
réactions transfusionnelles plus ou moins modérées (Halverson et al., 1994; Judd and
Steiner, 1991). Parallèlement, ces allo-anticorps ne provoquent généralement pas de
MHFNN, bien que les globules rouges de certains bébés positifs pour les antigènes du
syst e Do o k o t e t u test d aggluti atio di e t positif (Roxby et al., 1994).
Des anticorps monoclonaux murins ont été produits à partir de cellules 293T
transfectées exprimant la glycoprotéine DO. Seuls des anticorps anti-protéine ont été
o te us e l a se e de sp ifi it estreinte Doa/Dob. D où l i t t des techniques de
génotypage pour l identification des allèles DO qui permettent aujou d hui dans une certaine
mesure, d a lio e la transfusion des patients immunisés, en particulier pour ceux qui
reçoivent des transfusions chroniques (Koch-Nolte and Haag, 1997; Okazaki and Moss,
1999).
30
IV. Système Duffy (ISBT n°008)
Le système de groupe sanguin Duffy (FY) est composé de deux antigènes

antithétiques FY1 (Fya) et FY2 (Fyb), et trois antigènes de haute fréquence FY3, FY5 et FY6.
Contrairement aux antigènes FY3 et FY5, les antigènes FY1, FY2 et FY6 sont détruits par les
enzymes protéolytiques. Ces antigènes sont exprimés sur la glycoprotéine Duffy (ou CD234)
insérée dans la membrane par 7 domaines transmembranaires (Figure 5). L e t it
amino-terminale de la protéine est extracellulaire et contient trois sites potentiels de N-
gl os latio . A l oppos , l e t it a o -terminale est intracellulaire. Le gène DARC
(Duffy Antigen Receptor for Chemokines) localisé sur le chromosome 1q22- s étend sur
1,5 kb et est composé de deux exons (Iwamoto et al., 1996). DARC possède deux promoteurs
et code pour deux protéines : une forme  (la première identifiée) qui compte 338 acides
aminés et dont le transcrit est le moins fréquent (forme mineure) ; et la forme , dite forme
majeure, qui possède 336 acides aminés. Ces deux formes protéiques diffèrent par leur
domaine N-terminal où les six premiers acides aminés de la forme  (GNCLHR) sont
remplacés par huit acides aminés dans la forme ASSGYVLQ). Cette différence de structure
est pas iologi ue e t sig ifi ati e. La fo e  est exprimée par les cellules endothéliales
des capillaires et des veinules, les ellules de l pith liu al, les ellules des al oles
pulmonaires et les cellules de Purkinje. Par contre, la forme  est strictement érythroïde via
la p se e d u p o oteu th oïde sp ifi ue.
D u poi t de ue fo tio el, la molécule FY est un récepteur des chimiokines. Il est
également le récepteur de Plasmodium vivax et Plasmodium knowlesi, des parasites
responsables du paludisme (Hadley and Peiper, 1997; Schmid et al., 2012).
31
Figure 5 : Schéma de la protéine Duffy. Le schéma représente le polymorphisme associé aux
antigènes Fya et Fyb.
1. Les antigènes FY1 (Fya) et FY2 (Fyb)
Les antigènes FY1 et FY se d eloppe t hez le fœtus du a t la g ossesse et so t

bien exprimés à la naissance. Ce sont les produits de deux allèles codominants FY*01 et
FY*02 qui sulte t de la t a sitio G>A da s l e o . Ai si, l a ide a i e positio
est soit u e gl i e Gl p oduit de l all le FY*01), soit un acide aspartique (Asp42, produit
de l all le FY*02) (Chaudhuri et al., 1995; Iwamoto et al., 1996; Mallinson et al., 1995;
Tournamille et al., 1995b). L i pli atio di e te du pol o phis e G>A da s l e p essio
des antigènes FY1 et FY2 a été démontrée par expression de chacun des deux allèles dans
des cellules COS-7 (Chaudhuri et al., 1995; Tournamille et al., 1995b). Un polymorphisme
additio el asso i à l all le FY*02 (298G>A, Ala100Thr) est observé chez environ 15% des
au asie s. Ce pol o phis e affe te pas l e p essio de l a tig e FY (Chaudhuri et al.,
1995; Estalote et al., 2005; Neote et al., 1994; Olsson et al., 1998b). La comparaison du gène
32
DARC humain avec le gène des primates non humains indique que le gène ancestral semble
t e l all le FY*02 (Chaudhuri et al., 1995; Schmid et al., 2012).
Les fréquences des allèles FY*01 et FY*02 sont respectivement de 41% et 59% chez
les au asie s. Da s les populatio s oi es, e aiso de la f ue e le e d u all le
silencieux qui sera présenté dans la partie 4, ces fréquences sont respectivement de 3% et
17,5% (Olsson et al., 1998a; Yan et al., 2001). La fréquence des phénotypes associés aux
allèles FY*01 et FY*02 est présentée dans le tableau 10.
Les anti-FY1 sont plus fréquents que les anti-FY2 (9% vs 1% des patients immunisés)
(Schonewille et al., 2006). Une association entre les anti-FY1 et les allèles HLA-DRB1*04 et
HLA-DRB1*15 a été observée (Picard et al., 2009; Schonewille et al., 2014). Les anti-FY1 et
anti-FY2 peuvent entrainer des hémolyses post-transfusionnelles de gravité variable, parfois
létales. Ils sont plus rarement impliqués dans la MHFNN.
Tableau 10 : Occurrence des phénotypes Duffy (Reid M, 2012)
Phénotype Caucasiens Noirs
Fy(a+b-) 17 9
Fy(a-b+) 34 22
Fy(a+b+) 49 1
Fy(a-b-) Très rare 68
3. Les phénotypes faible et null
Les phénotypes FY faible sont observés dans les populations caucasiennes et sont liés
à la p se e d u pol o phis e fau -sens qui peut être porté soit par un allèle FY*01 soit
par un allèle FY*02 (Tableau 11). Parmi les allèles codant un phénotype FY2 faible, le
FY*02M.01 (également appelé FY*X) est le plus fréquent avec une fréquence de 1,5 à 2,5%
(Meyer et al., 2014a; Olsson et al., 1998b). L all le FY*02M.01 diff e de l all le FY*02 par les
t a sitio s C>T A g C s et G>A Ala Th da s l e o (Gassner et al., 2000;
Olsson et al., 1998b; Tournamille et al., 1998). Le e pla e e t de l arginine en position 89
pa u e st i e affe te ait le t a spo t de la p ot i e à la e a e. L e p essio des
33
antigènes FY2, FY3 et FY6 est alors fortement déprimée (Buchanan et al., 1976; Habibi et al.,
1977; Habibi et al., 1980; Tournamille et al., 1998; Yazdanbakhsh et al., 2000) et leur
détection dépend directement de la qualité des réactifs et de la sensibilité des techniques.
La difficulté de détection de l a tig e FY peut s a e po l ati ue hez les do eu s.
Aucune immunisation anti-FY a t à e jou d ite hez des po teu s d all le
FY*02M.01. Récemment, un nouvel allèle FY*01 nommé FY*01/01W.01 portant les
polymorphismes 125G, 265T et 298G a été décrit (Lopez M, 2015).
Il existe des altérations du gène DARC qui conduisent à la non expression des
protéines  et et sont responsables du phénotype FYnull. Le phénotype FYnull est
exceptionnel dans les populations non africaines et correspond à un vrai phénotype FYnull.. Il
peut impliquer différents allèles da s les populatio s o af i ai es, et u e dizai e d all les
sile ieu o t t d its su la ase d all les FY*01 ou FY*02 (Tableau 11). Ces allèles
présentent (i) soit un polymorphisme non-sens (Rios et al., 2000), ii soit u e d l tio d u e
ou plusieu s ases o duisa t à u d alage du ad e de le tu e et l appa itio d u odo
stop prématuré (Tsuneyama H, 2000), (iii) soit un polymorphisme dans la région promotrice,
(iiii) soit un polymorphisme faux-sens (Mallinson et al., 1995; Rios et al., 2000).
Les personnes homozygotes ou hétérozygotes composites pour ce(s) allèle(s)

e p i e t au u des a tig es du s st e Duff aussi ie dans les cellules érythroïdes
que les tissus non érythroïdes et, en cas de stimulation obstétrico-transfusionnelle, elles
peuvent produire un anti-FY3 de titre élevé.
34
Tableau 11 : Les allèles faible et null du système Duffy.
Antigène Acide(s)
Phénotype Allèle Nucléotide(s) Ethnie
affecté aminé(s)
FY*01M.01 265C>T Arg89Cys
265C>T Arg89Cys
FY*01M.02 Caucasien
faible 298G>A Ala100Thr
FY*01M. ? 680G>A Gly227Glu
elle
FY*01N.01 -67t>c Papouasie n Guinée
Brésil, Amazonie
FY1 FY*01N.02 281_295del Pro94fsX Caucasien

FY*01N.03 408G>A Trp136X Caucasien
FY*01N.04 287G>A Trp96X Caucasien
nul
FY*01N.05 327delC Phe109fsX Japonais
FY*01N.06 395G>A Gly132Asp Afro Américain
FY*01N.07 719del,G Gly240fsX
FY*01N. ? -69t>c Caucasien
FY*01N. ? 296del201, ins9 Leu99fs Thailandais
265C>T Arg89C>T
FY*02M.01 Caucasien
298G>A Ala100Thr
145G>T Ala49Ser
faible FY*02M.02 265C>T Arg89C>T Caucasien
298G>A Ala100Thr
FY*02M.03 266G>A Arg89His Caucasien
FY*02M.04 901C>T Pro303Ala Caucasien
FY2
FY*02N.01 -67t>c Africain
FY*02N.02 407G>A Trp136X
FY*02N.03 781G>A Gly261Arg
null
FY*02N. ? 895G>A Ala299Thr Caucasien
FY*02N. ? 179delCT Ser60fsX Afro Américain
FY*02N. ? 151delT Cys51fs Caucasien
35
4. Le phénotype FY :-1,-2 dans les populations afro-antillaises
Le phénotype FY :-1,-2 est largement répandu dans les populations afro-antillaises et

est li à la p se e de l all le FY02.N01 (également appelé FY*Fy) (Howes et al., 2011). Il
concerne 68% des afro-américains et sa fréquence peut atteindre 100% dans certaines
gio s d Af i ue de l ouest (Howes et al., 2011; Tournamille, 2000). Ce phénotype est
également observé avec une large prévalence dans les populations du Maghreb, de
Madagas a ou de la p i sule a a i ue. Il est li à la p se e à l tat ho oz gote de
l all le FY*02N.01 qui diffère de l all le FY*02 par la transition -46t>c dans la région
promotrice de la forme majeure (Tournamille et al., 1995a). Ce polymorphisme est situé au
niveau du site de liaison du facteur de transcription érythroïde GATA-1 (ttatct). L a olitio
du site consensus de liaison de GATA-1, supprime la transcription à partir du promoteur
érythroïde alors que les ARNm sont présents dans les tissus non-erythroïdes (Chaudhuri et
al., 1997; Peiper et al., 1995).
E as de t a sfusio i o pati le des patie ts d o igi e af o-antillaise de

phénotype FY :-1,-2, les anticorps synthétisés sont essentiellement des anti-FY1 et plus
rarement des anti-FY3 (Le Pennec et al., 1987). De ce fait, La p e tio de l allo-
immunisation transfusionnelle chez les sujets FY :-1,-2 africains pourrait passer par la
s le tio d u it s F a-b+).
L a plifi atio s le ti e hez les noi s d Af i ue de l ouest de l allèle FY*02N.01, peut

être considérée comme une réponse adaptative de résistance a l age t palud e
Plasmodium vivax et cela sans que les fonctions potentielles de DARC comme récepteur de
chimiokines ne soient altérées dans les tissus non-érythroïdes. Cet avantage sélectif de la
populatio oi e de l Af i ue de l ouest fait u aujou d hui le pa asite a dispa u de ette
région puisque le cycle biologique de P. vivax est is faute d hôte (Howes et al., 2011).
36
V. Système RH (ISBT n°004)
Parmi les 36 s st es de g oupes sa gui s hu ai s d fi is pa l I te atio al So iet

of Blood T a sfusio ISBT , le s st e ‘H est l u des plus pol o phes. Ai si il se o pose
de plus de 50 antigènes dont les cinq principaux sont les antigènes RhD, RhC, RhE, RHc et
Rhe. Ce système revêt une importance clinique majeure du fait du haut degré
di u og i it de ses a tig es. En effet, les anticorps dirigés contre les antigènes du
système RH sont impliqués dans les accidents immuno-hémolytiques transfusionnels, dans la
maladie hémolytique du fœtus et du nouveau né, mais aussi dans les anémies hémolytiques
auto-immunes. Enfin, les anomalies fonctionnelles et morphologiques des globules rouges
(GR) déficitaires en protéines Rh (Rhnull) indiquent que les protéines Rh sont nécessaires à
l i t g it de la e a e du glo ule ouge pou lui o f e sa fo e i-concavité et sa
grande déformabilité.
1. Les protéines Rh et le locus RH
1.1. Protéines Rh
Les protéines RhD et RhCE sont composées chacune de 417 acides aminés. Ce sont
des protéines palmitoylées organisées en 12 domaines transmembranaires et exprimées au
sei d u o ple e, « le complexe RH ». L tude des a es i di idus e p i a t i p ot i e
RhD, ni protéine RhCE (phénotype Rhnull à pe is d lu ide e pa tie les fo tio s des
protéines Rh. En effet, tous les patients de phénotype Rhnull p se te t, e plus d a o alies
d e p essio de p ot i es e a ai es (Rh, RhAG, LW, CD47, GPB) un syndrome clinique
plus ou moins sévère caractérisé par une anémie hémolytique chronique, une fragilité
osmotique, des anomalies morphologiques des globules rouges (stomato sphérocytose), des
a o alies de t a spo t des atio s ai si ue de l o ga isatio des phospholipides
e a ai es. Les i di idus e p i a t ue la p ot i e ‘hCE ph ot pes ‘hD-négatif) ou
que la protéine RhD (phénotypes D-/-) ne présentent pas ce syndrome.
Le complexe Rh est un trimère de protéines RhAG (Rh-associated Glycoprotein) et Rh

(RhD et RhCE) auquel sont associées, par des liaisons non-covalentes, les protéines
accessoires CD47, LW et GPB. Le complexe est stabilisé par des interactions impliquant les
domaines amino- et carboxy-terminaux des protéines Rh et RhAG et par leur association
37
directe ou indirecte au cytosquelette (Mouro-Chanteloup et al., 2003; Nicolas et al., 2003).
E a se e de ‘hAG, le o ple e ‘H est pas e p i à la e a e, e ui, e
pe tu a t l o ga isatio du tos uelette, e plique les anomalies morphologiques
observées chez les individus Rh null. Les protéines Rh, la bande 3 (AE1, ammonium exchanger
1 et l a k i e fo e tu a o-complexe membranaire constitutif qui régule le transport
de HCO3- voire de NH4+ (Nicolas et al., 2006).
1.2. Locus RH
E Tippett p opose le od le d u lo us u i ue o te a t u g e RHD codant
l a tig e ‘hD et u g e RHCE codant les antigènes RhC, RhE, Rhc et Rhe (Tippett, 1986).
Ce modèle sera conforté par des études de Southern blot (Colin et al., 1991) et
définitivement validé après transfection des transcrits RHD et RHcE dans des cellules K562
(Smythe et al., 1996). Le locus RH est situé sur le chromosome 1 (1p34.1-1p36), les deux
gènes qui présentent 98.6% de similarité sont orientés en tandem inversé et séparés par le
gène SMP1. Les gènes RHD et RHCE sont composés chacun de 10 exons et leur structure
exon-intron est très proche (Okuda et al., 2000). Le gène RHD est flanqué de deux boites
Rhésus, fortement homologues.
2. Bases moléculaires des antigènes communs
2.1. Polymorphisme associé aux phénotypes RhD positif et RhD négatif

Le phénotype RhD positif est a a t is pa l e p essio de l a tig e ‘hD alo s ue
le phénotype RhD gatif est a a t is pa so a se e. Da s les populatio s d o igi e
européenne, le phénotype RhD négatif est presque exclusivement lié à une délétion du gène
RHD à l tat homozygote (Colin et al., 1991). Cette d l tio est le sultat d u e
recombinaison entre les deux boites Rhésus produisant une séquence hybride, la boite
Rhésus hybride (Wagner and Flegel, 2000). Ainsi, les sujets RhD positifs peuvent être
homozygotes ou hémizygotes pour le gène RHD. Des allèles RHD silencieux présentant des
polymorphismes non-se s ou des alt atio s ou des i se tio s/d l tio s d u e ase o t
gale e t t d its hez uel ues sujets d o igi e eu op e e, ais es as so t t s
38
a es. D aut es a is es f ue ts da s les populatio s d o igi e af o-antillaise ont été
décrits et seront développés dans la partie 3.
2.2. Polymorphismes des antigènes RhC/c, RhE/e

Les quatre allèles RHCE (RHCE*Ce, RHCE*cE, RHCE*ce, RHCE*CE) se distinguent par
un ou plusieurs SNPs localisés dans les exons 1, 2 et 5 (Figure 6). Les antigènes antithétiques
‘hC et ‘h so t asso i es à uat e su stitutio s d a ides a i s do t t ois so t i t a
cellulaires Cys16Trp (48C>G), Ile60Leu (178A>C) et Ser68Asn (203G>A). La quatrième,
Se Po T>C , est e t a ellulai e et o duit à elle seule à l e p essio d u a tig e
RhC faible (Noizat-Pirenne et al., 1999; Vege et al., 2013). D u poi t de ue ol ulai e,
l e p essio de l a tig e ‘hC est li e à u e o e sio g i ue de l e o du g e RHD
dans le gène RHCE, et p se te u e i se tio de p da s l i t o de l all le RHCE*C.
Cette i se tio sp ifi ue est o sid e o e la sig atu e ol ulai e de l all le RHCE*C
(Montpetit et al., 2006). L a tig i it ‘hE/e est od e pa u seul pol o phis e da s
le o du g e RHCE : 676G>C (Ala226Pro).
39
Figure 6 : Représentation du gène RHD et des allèles RHCE. Les 10 exons sont représentés
par les rectangles, les traits représentent les polymorphismes qui distinguent le RHD (en
bleu) du RHCE (en vert). Les polymorphismes faux-sens impliqués dans les différents allèles
sont notés en dessous. nt, nucléotide; aa, acide aminé.
2.3. Distribution des phénotypes et haplotypes RH

Du fait de la structure du locus RH, les gènes RHD et RHCE sont en déséquilibre de
liaison. En fonction des allèles RHD et RHCE présents, huit haplotypes sont décrits et
d i e t de l haplot pe a est al Dce (Carritt et al., 1997). Plusieurs études suggèrent que la
pression de sélection est intervenue dans la genèse et le maintien des différents haplotypes
(Innan, 2003; Kitano and Saitou, 1999; Perry et al., 2012). Les données issues du phénotype
montrent que la distribution des différents haplotypes varie entre les populations
Européennes, Asiatiques, et Afro-Antillaises (Tableau 12). Ainsi le phénotype RhD négatif a
une fréquence de 16.8% dans les populations Européennes, de 8% chez les Afro-Antillais
alo s u il est t s a e . % da s les populatio s asiati ues (Reid M, 2012).
40
Tableau 12 : Fréquence des phénotypes RH dans différentes populations.
Haplotype Fréquences
Nomenclature (Reid M, 2012)
Fisher Wiener Rosenfeld Europe Afrique Asie
DCe R1 RH :1,2,-3,-4,5 0,42 0,17 0,7
DcE R2 RH: ,− , , ,− 0,14 0,11 0,21
Dce R0 RH: ,− ,− ,4,5 0,04 0,40 0,03
DCE RZ RH: , , ,− ,− 0 0 0,001
dCe r’ RH:− , ,− ,− , 0,02 0,02 0,02
dcE r’’ RH:− ,− , , ,− 0,01 0 0
dce r RH:- ,− ,− , , 0,37 0,26 0,03
dCE ry RH:− , , ,− ,− 0 0 0
Cependant certaines variations ont été rapportées suivant les origines géographique
et/ou ethnique. Par exemple, des différences phénotypiques dans le système RH ont été
observées entre les populations Uigur et Han dans la région de Xinjiang (Chine) (Li et al.,
2008). De e, la f ue e du ph ot pe ‘hC+ est de , % hez les Noi s d Afrique du
sud alo s u elle attei t % à Cu açao et % e Ethiopie (Tax et al., 2002).
3. Le phénotype RhD négatif dans les populations Afro-Antillaises
Si le phénotype RhD négatif est presque exclusivement lié à la délétion du gène RHD
da s les populatio s Eu op e es, e a is e est la ase ue de % des ‘hD gatifs
chez les Afro-Antillais (Singleton et al., 2000). En effet trois autres mécanismes sont
aujou d hui d its : le pseudogène RHD*RHDpsi et les haplotypes (C)ces type 1 et (C)ces
type 2.
41
3.1. Pseudogène RHD*RHDpsi
L allèle RHD*RHDpsi est a a t is pa la dupli atio d u e s ue e de p à la
jonction intron 3 - exon 4. Cette insertion introduit un décalage du cadre de lecture et
l appa itio d u odo stop p atu au odo . Plusieu s aut es pol o phis es
dans les exons 4 (609G>A), 5 (654G>C, 674C>T) et 6 (807T>G) sont également présents
(Figure 7). Cet allèle a été détecté chez 62 à 69% des individus de phénotype RhD négatif du
)i a e, du Gha a ou d Af i ue du sud alo s u il est is e ide e ue hez 24% des
Afro-Américain et 14% des Afro-Brésiliens (Rodrigues et al., 2002; Singleton et al., 2000).
Cette différence est probablement liée au métissage de ces populations. Dans les
populatio s d Af i ue su -saharie e la f ue e de l all le RHD*RHDpsi varie de 5% à 7%
suivant les études (Granier et al., 2013; Singleton et al., 2000; Wagner et al., 2003).
Figure 7 : Allèle RHD sauvage et RHD*RHDpsi. La séquence de la jonction intron 3 - exon4 est
montrée, ainsi que sa traduction. Les 37pb impliquées dans la duplication sont soulignées.
Les polymorphismes synonymes, faux-sens et non-se s gale e t o se s da s l all le
RHD*RHDpsi sont indiqués par des traits, le nucléotide est ot ai si ue l a ide a i
correspondant.
42
3.2. Haplotype (C)ces type 1
Cet haplotype comprend un gène hybride RHD-CE-D au locus RHD en cis d u all le
RHCE variant (RHCE*ce(48C,733G,1006T) ui po te les pol o phis es G>C da s l e o
1, 733C>G da s l e o et G>T da s l e o (Faas et al., 1997). La localisation récente
des points de cassure dans les introns 3 et 7 et la mise en évidence de plusieurs
pol o phis es da s les i t o s o t pe is d o te i u e des iptio ol ulai e p ise
de ce gène hybride (Flegel and Wagner, 2014; Silvy et al., 2013b). Ainsi, les exons 1 à 3 et 8 à
so t d o igi e RHD et présentent les SNP 186G>T (exon 2), 410C>T et 455A>C (exon 3) et
les e o s à so t issus d u all le RHCE*ce(48C,733G,1006T). Il semble que cet allèle soit
le p oduit du e e o i aiso e te u all le RHD*DIIIa et un allèle
RHCE*ce(48C,733G,1006T) g a t l all le RHD*DIIIa-CE(4-7)-D (Pham et al., 2009b; Silvy et
al., 2013b) (Figure 8).
Figure 8 : ‘ep se tatio de l all le RHD*DIIIa-CE(4-7). Les exons et polymorphismes

d o igi e RHD so t e leu, eu d o igi e RHCE sont en vert. Les autres polymorphismes
sont indiqués en rouge. La région des points de cassures dans les introns 3 et 7 sont
indiqués.
D u poi t de ue s ologi ue, et haplot pe e p i e pas de p ot i e ‘hD ais

exprime un antigène RhC qui réagit faiblement avec les anticorps utilisés classiquement dans
les la o atoi es d i u oh atologie (Faas et al., 1997; Pham et al., 2009b) et dont le
caractère partiel a été démontré par les fréquentes allo-immunisations rapportées chez les
patients (Tournamille et al., 2010b). Une allo-immunisation anti-C a également été
rapportée chez une patiente drépanocytaire (Pham et al., 2009c)(Pham et al., 2009b).
L all le RHCE*ce(48C,733G,1006T) ode l e p essio de l a tig e de fai le f ue e ‘H
VS et l all le RHD*DIIIa-CE(4-7)-D ode l e p essio de l a tig e ‘H . Les patie ts
43
ho oz gotes pou et haplot pe e p i e t pas les a tig es de haute f ue e ‘H et
RH34.
Les études par biologie moléculaire de cohortes de phénotype RhD négatif ont mis en
ide e l haplot pe (C)ces type 1 chez 3% des Afro-Brésiliens, mais chez 11 à 23% des
pe so es d Af i ue su -saharienne (Zimbabwe, Ghana, Afrique du sud) (Rodrigues et al.,
2002; Singleton et al., 2000). La fréquence allélique est de 2,6% dans les populations de la
Guadeloupe et de . % da s les populatio s d Af i ue su -saharienne (Granier et al., 2013;
Silvy et al., 2011b). L tude d u e oho te de do eu s de sa g de Ba ako à o t u e
fréquence allélique de 4,3% au Mali (Wagner et al., 2003).
3.3. Haplotype (C)ces type 2

Cet haplot pe a t d it u e (Pham et al., 2009b ; Pham et al., 2009a).
Co e l haplot pe (C)ces type 1 il présente un gène hybride RHD-CE-D au locus RHD en cis
d u all le RHCE*ce(48C,733G,1006T). Il se distingue du (C)ces type 1 par le gène hybride. En
effet, bien que les exons à soie t gale e t issus d u all le RHCE*ce(48C,733G,1006T)
les exons 2 et 3 présentent un séquence RHD sauvage. Il a par ailleurs été montré que les
deu haplot pes e p se te t pas le e poi t de assu e da s l i t o (Silvy et al.,
2013b). Les études sérologiques ont mis en évidence une e p essio t s fai le de l a tig e
‘hC, l e p essio de l a tig e ‘H et l a se e d e p essio des a tig es ‘H et ‘H .
Pa o t e au u e e p essio de l a tig e ‘H a t ise e ide e (Pham et al.,
2009c)(Pham et al., 2009b). Au u e do e est dispo i le ua t à la f ue e de et
haplotype. Ceci peut être dû à la difficulté de sa détection par absence de « sig e d appel ».
E effet, au u pol o phis e sp ifi ue de et haplot pe est à e jour décrit et
l e p essio de l a tig e ‘hC est pa fois d te ta le ue pa des te h i ues
d a so ptio / lutio .
4. Allèles RH variants dans les populations Afro-antillaises
De nombreux allèles variants RH sont décrits dans les populations Afro-antillaises. Ils
so t ide tifi s e aiso soit d u e a igüit a tio elle lo s du ph ot page
affai lisse e t ou dis o da e e t e deu a tifs , soit de la p se e d u allo-anticorps
44
hez u patie t positif pou l a tig e o t e le uel est di ig l a ti o ps. Da s le as d u e
allo-i u isatio , l all le a ia t ide tifi est o sid o e oda t u ph ot pe
partiel. Ceci est fréquemment observé chez les patients drépanocytaires polytransfusés.
Cependant, de récentes études ont montré chez les patients drépanocytaires une forte
propension à développer des anticorps dirigés contre les antigènes Rh (principalement Rhe
mais également RhC et RhD) y compris chez les patients dont les gènes RH sont sauvages
(Chou et al., 2013a; Silvy et al., 2014). Ce i sugg e ue hez es patie ts, l o se atio
isol e d u e allo-immunisation anti-‘h i pli ue pas essai e e t u a a t e pa tiel
de l a tig e o e . Ai si, le a a t e pa tiel asso i à u all le a ia t est pas
toujou s lai e e t ta li. Ce i est d auta t plus ai pou les all les d its au ou s
d tudes de oho tes ui asso ie t a e e t des do es de ph ot pe au do es de
g ot pe. La f ue e des diff e ts all les est assez al o ue a s ils sont assez
f ue e t o se s hez les patie ts, peu d tudes de oho tes o t t alis es.
4.1. Allèles RHD variant

Entre 2002 et 2009, des études phylogénétiques des allèles RHD variant ont permis
de définir quatre clusters dont trois regroupent les variants observés chez les Afro-antillais
(Flegel et al., 2009; Wagner et al., 2002). Les variants décrits depuis sont classés dans ces
luste s e fo tio des pol o phis es u ils p se te t (Fichou et al., 2012; Granier et al.,
2013; Silvy et al., 2014). Plusieurs mécanismes sont à la base des allèles RHD variant parmi
lesquels les SNP (uniques ou multiples) et les réarrangements géniques (allèles hybrides).
Cluster DIVa
Ce luste a t i itiale e t d fi i pa u pol o phis e da s l e o A>C du
RHD ui se t aduit pa le e pla e e t de l aspa agi e e positio pa u e th o i e
dans le 5ème domaine transmembranaire de la protéine RhD (Tableau 13). Cependant les
principaux allèles de ce cluster présentent également les polymorphismes 186G>T et 410C>T
qui affectent les acides aminés en position 62 (Leu62Phe, dans la deuxième boucle
intracellulaire) et 137 (Ala137Val, dans le 5 ème domaine transmembranaire). Les plus
fréquemment rencontrés sont le RHD*DIIIa-CE(4-7)-D p se t au sei de l haplot pe (C)ces
45
type 1, le RHD*DIIIa (anciennement appelé RHD*DIII type 5) et le RHD*DIVa (également
appelé RHD*DIVa2 . U e tude des s ue es i t o i ues a o t u ils pa tagent une
série de polymorphismes dans les introns 2 et 3 suggérant une origine commune (Silvy et al.,
2013b).
L tude de oho tes o te u e f ue e de % pou l all le RHD*DIIIa et une

f ue e de à % pou l all le RHD*DIVa (Granier et al., 2013; Kappler-Gratias et al.,
2014) ui se le plus f ue t da s les populatio s d Af i ue de l ouest ue da s elles
d Af i ue e t ale (Granier et al., 2013).
Ces deux allèles codent une protéine RhD présentant un phénotype partiel. La
p ot i e od e pa l all le RHD*DIVa e p i e l a tig e ‘H Goa et elle od e pa
l all le RHD*DIIIa exprime RH54 (DAK) (Westhoff et al., 2013a; Westhoff et al., 2010).
Cluster D faible type 4

Les all les de e luste pa tage t le pol o phis e T>G da s l e o du RHD,
la phénylalanine en position 223, dans le vestibule de la protéine, est ainsi remplacée par
une valine (Tableau 14). La plupart de ces allèles expriment un phénotype RhD partiel
asso i à u is ue d allo-immunisation démontré (Grootkerk-Tax et al., 2006), le plus
f ue t ta t l all le RHD*DAR (2 et 5%) (Granier et al., 2013; Hemker et al., 1999; Kappler-
Gratias et al., 2014). Un autre allèle, le RHD*D faible type 4.0, présente une fréquence
similaire mais le caractère faible ou partiel du phénotype qui lui est associé reste assez
discuté (Flegel, 2006; Pham et al., 2013; Sippert et al., 2015; Wagner et al., 2000). Les allèles
RHD*DOL-1 et RHD*DOL-2 ode t l e p essio de l a tig e de fai le f ue e ‘H
(DAK).
46
Tableau 13 : Allèles du cluster DIVa (adapté de la Rhesus base V2, http://www.uni-
ulm.de/~wflegel/RH/).
Nomenclature Altérations Changement
allèle RHD Phénotype
ISBT nucléotidique acide(s) aminé(s)
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
DIIIa-CE(4-7)-D RHD*03N.01 RhD négatif
455A>C Asn152Thr
1006G>T Gly336Cys
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
455A>C Asn152Thr
DIIIa RHD*03.01 RhD partiel
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
819G>A
150T>C
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
DIIIa150C 455A>C Asn152Thr
602C>G Thr210Arg
667T>G Phe223Val
819G>A
410C>T Ala137Val
455A>C Asn152Thr
DIIIb RHD*03.02 RhD partiel 602C>G Thr210Arg
667T>G Phe223Val
819G>A
186G>T Leu62Phe
DIII type 4 RHD*03.04 RhD partiel 410C>T Ala137Val
455A>C Asn152Thr
410C>T Ala137Val
455A>C Asn152Thr
DIII type 6 RHD*03.06 RhD partiel 602C>G Thr210Arg
667T>G Phe223Val
819G>A
410C>T Ala137Val
DIII type 8 RhD partiel
455A>C Asn152Thr
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
DIVa RHD*04.01 RhD partiel
455A>C Asn152Thr
1048G>C Asp350His
186G>T Leu62Phe
307T>C Ser103Pro
DIV(S103P)
410C>T Ala137Val
455A>C Asn152Thr
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
DIV.DOL 455A>C Asn152Thr
509T>C Met189Arg
667T>G Phe223Val
D186T 186G>T Leu62Phe
186G>T Leu62Phe
410C>T Ala137Val
D-SPM RhD partiel 455A>C Asn152Thr
509T>C Met170Thr
667T>G Phe223Val
47
Tableau 14 : Allèles du cluster D faible type observé dans les populations Afro-antillaises (adapté de la Rhesus
base V2, http://www.uni-ulm.de/~wflegel/RH/).
Nomenclature Altérations Changement

allèle RHD Phénotype
ISBT nucléotidique acide aminé
602C>G Thr201Arg
D faible type 4.0 RHD*09.03 667T>G Phe223Val
819G>A
602C>G Thr201Arg
D faible type 4.0.1 RHD*09.03
667T>G Phe223Val
48G>C Trp16Cys
602C>G Thr201Arg
D faible type 4.1 RHD*09.04 RhD partiel
667T>G Phe223Val
819G>A
602C>G Thr201Arg
DAR RHD*09.01 RhD partiel 667T>G Phe223Val
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
DAR(CE2:V50V-S68N) 667T>G Phe223Val
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
607A>G Thr203Ala
667T>G Phe223Val
DAR(T203A) RhD partiel
744C>T Ile342Thr
957 G>A
1025T>C
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
DAR-E RHD*09.02 RhD partiel 697G>C Glu233Gln
957 G>A
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
D faible type 4.2.1 RHD*09.01 RhD partiel
957 G>A
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
D faible type 4.2.2 RHD*09.01.02 RhD partiel 744C>T
957 G>A
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
D faible type 4.2.3 RHD*09.01.02 RhD partiel
744C>T
1025T>C Ile342Thr
602C>G Thr201Arg
667T>G Phe223Val
D faible type 4.3 RHD*09. 05 RhD partiel
819G>A Pro291Arg
872C>G
609G>A
654G>C Met218Ile
667T>G Phe223Val
RHD psi RHD*04N.01 RhD négatif
674C>T Ser225Phe
807T>G Tyr269X
IVS3-19 dup37
DFV RHD*08.01 RhD partiel 667T>G Phe223Val
509T>C Met170Thr
DOL-1 RHD*12.01 RhD partiel
667T>G Phe223Val
509T>C Met170Thr
DOL-2 RHD*12.02 RhD partiel 667T>G Phe223Val
1132C>G Leu378Val
410C>T Ala137Val
DOL-3 RHD*12.03 RhD partiel 509T>C Met170Thr
667T>G Phe223Val
667T>G Phe223Val
DTO RHD*30 RhD partiel
674C>T Ser225Phe
594A>T Lys198Asn
602C>G Thr201Arg
RHD(L198N,T201R,F223V,A273A)
667T>G Phe223Val
819G>A
48
Cluster DAU
Le polymorphisme partagé par tous les allèles de ce cluster est la transition
C>T da s l e o (Wagner et al., 2002). La thréonine, localisée dans le 12ème domaine
ta s e a ai e de la p ot i e ‘hD, est alo s e pla e pa u e thio i e. L all le
RHD*DAU0 est le variant le plus fréquent dans les populations Afro-antillaises avec une
fréquence allélique de 17 à 40% suivant les études (Granier et al., 2013; Touinssi et al., 2009;
Wagner et al., 2003). Cependant, cet allèle code une protéine RhD de phénotype « normal »
et sa d te tio est do pas li i ue e t pe ti e te. U a ia t de et all le, le
RHD*DAU0.1, a été observé au Mali (fréquence allélique 1,7%). Il présente un
polymorphisme synonyme supplémentaire (579G>A) et est donc prédit pour coder lui aussi
un phénotype RhD positif (Wagner et al., 2003). Les tudes de oho tes a a t pas
investigué le SNP qui distingue le RHD*DAU0 du RHD*DAU0.1, au u e do e est
disponible quant à sa spécificité vis à vis des populations maliennes.
Les allèles RHD*DAU1 à RHD*DAU7 sont associés à un phénotype RhD partiel, et

parmi ces allèles cliniquement relevant, les allèles RHD*DAU3 et le RHD*DAU5 sont les plus
fréquents (3% et 1,5% respectivement) (Granier et al., 2013; Moulds et al., 2013; Touinssi et
al., 2009).
49
Tableau 15 : Allèles du cluster DAU (adapté de la Rhesus base V2, http://www.uni-
ulm.de/~wflegel/RH/).
Changement
Altérations
allèle RHD Nomenclature ISBT Phénotype acide(s)
nucléotidique
aminé(s)
DAU0 RHD*10.00 1136C>T Thr379Met
579G>A
DAU0.1
1136C>T Thr379Met
689G>T Ser230Ile
DAU1 RHD*10.01 RhD partiel
1136C>T Thr379Met
209G>A Arg70Gln
DAU2 RHD*10.02 RhD partiel 998G>A Ser333Asn
1136C>T Thr379Met
Val279Met
835G>A
DAU3 RHD*10.03 RhD partiel Thr379Met
1136C>T
697G>A Glu233Lys
1136C>T Thr379Met
667T>G Phe223Val
DAU5 RHD*10.05 RhD partiel 697G>C Glu233Gln
1136C>T Thr379Met
998G>A Ser333Asn
1136C>T Thr379Met
835G>A Val279Met
DAU7 RHD*10.07 RhD partiel 998G>A Ser333Asn
1136C>T Thr379Met
254C>T Ala85Val
RHD(A85V,V279M, T379M) 835G>A Val279Met
1136C>T Thr379Met
Phe179Leu
RHD(F179L,T379M) 535T>C 1136C>T
Thr379Met
Leu181Pro
RHD(L181P,T379M) 542T>C 1136C>T
Thr379Met
Met1Val
RHD(M1V,T379M) 1A>G 1136C>T
Thr379Met
340C>T Arg114Trp
RHD(R114W,T379M) 579G>A
1136C>T Thr379Met
579G>A
RHD(V247L,T379M) 739G>C Val247Leu
1136C>T Thr379Met
Trp16Cys
DAU(48C) 48C>G 1136C>T
Thr379Met
841G>C Val281Leu
DAU(V281L,T379M)
1136C>T Thr379Met
384T>C
DAU(D128D,V279M,,T379M) 835G>A Val279Met
1136C>T Thr379Met
579G>A
712G>A Val238Met
DAU(E193E,V238M,V245L, T379M)
733G>C Val245Leu
1136C>T Thr379Met
50
4.2. Allèles variant RHCE et a sen e d’e pression d’antig ne(s de haute fré uen e
Si des études phylogénétiques ont été réalisées pour les variants du RHD, aucune
tude de e t pe est a tuelle e t dispo i le o e a t les a ia ts du RHCE malgré le
grand nombre de variants décrits notamment dans les populations Afro-antillaises. En
a se e d u e telle lassifi atio , la des iptio des all les variant RHCE est particulièrement
o ple e et se a a o d e i i au t a e s de l a se e d e p essio des a tig es de haute
fréquence.
L a se e d e p essio d a tig e s de haute f ue e, ou ph ot pe pu li

gatif, peut o dui e à u e situatio de « lo age t a sfusio el » e as d a se e de
dispo i ilit ou de sto k e t e e t duit d u it s de sa g ph o o pati les. Les
antigènes concernés sont principalement les RH18 (HrS), RH19 (hrS), RH31 (hrB), RH34 (HrB),
RH46 (RN), mais également le RH61 plus récemment décrit (Westhoff et al., 2013b). A
l e eptio du ph ot pe ‘H :-46 qui est codé par un allèle RHCE*Ce variant, ces phénotypes
sont codés par plusieurs RHCE*ce all les/haplot pes. Ai si au u de l h t og it
moléculaire responsable de ces phénotypes et de la possibilité théorique de développement
d a ti o ps de atu e diff e te pou ha ue g otype, la transfusion de ces sujets devrait
idéalement se faire en respectant le génotype rare correspondant.
Phénotypes RH :-18 et RH :-19

Exception faite des phénotypes Rhnull ou D-/-, l a tig e ‘H H S) est exprimé par
tous les phénotypes, alors que l a tig e ‘H est pas e p i pa les ph ot pes D E. Le
phénotype RH :- est li à la p se e à l tat ho oz gote ou h t oz gote o posite des
variants RHCE*ceAR, RHCE*ceBI, RHCE*ceEK et RHCE*ceSM qui partagent le polymorphisme
A>G da s l e o du RHCE (Noizat-Pirenne et al., 2002b). Pa i eu , l all le RHCE*ceAR
est le plus fréquent (0,4% à 6%). La fréquence du phénotype RH :-18 est estimée entre
1/5.500 et 1/13.200 (Silvy et al., 2011b). Les anti-RH18, qui ressemblent parfois en début
di u isatio à des a ti-Rhe ou anti-Rh e, peu e t t e à l o igi e de aladies
h ol ti ues du fœtus et du ou eau-né et de réactions transfusionnelles parfois fatales
(Moores, 1994; Noizat-Pirenne et al., 2002b).
51
Tous les phénotypes RH :-18 sont également RH :-19, mais le phénotype RH :-19 peut
gale e t t e li à la p se e d u all le RHCE*ceMO observé dans les populations Afro-
antillaises avec une fréquence de 0.3% à 3% (Granier et al., 2013; Kappler-Gratias et al.,
2014; Silvy et al., 2011b; Westhoff et al., 2013b).
Phénotypes RH :-34 et RH :-31

L a se e d e p essio de l a tig e ‘H est asso i e à la p se e à l tat
ho oz gote de l all le RHCE*ces(1006). Cet allèle est présent en cis d u all le RHD sauvage,
d u e d l tio du RHD ou d u all le RHD*DIIIa ces(1006). Il est également retrouvé au sein
des haplotypes (C)ces type 1 et (C)ces type 2 (Noizat-Pirenne et al., 2002b; Pham et al.,
2009b; Pham et al., 2009d). Les anti-RH34 peuvent provoquer des maladies hémolytiques du
fœtus et du ou eau-né modérées (Moores and Smart, 1991). Le phénotype RH :-34 est
toujou s asso i à l a se e d e p essio de l a tig e de haute f ue e ‘H .
Cepe da t, l a tig e ‘H , peut gale e t t e a se t hez des sujets e p i a t le ‘H .
Ainsi, le phénotype RH :-31 peut être codé par différents allèles RHCE*ce (Tableau 15),
certains ayant une fréquence allélique élevée (proche de 20% pour le RHCE*ces). La
f ue e de e tai s all les est a tuelle e t pas o ue RHCE*ce(254) RHCE*ceCF)
(Granier et al., 2013; Silvy et al., 2011b). Les études de génotypage ont permis de prédire le
phénotype RH :-31 chez 5 à 7% des Afro-antillais (Granier et al., 2013; Silvy et al., 2011b). Les
allo-immunisations anti-RH31 et anti-RH34 sont des complications majeures de la
transfusion des patients drépanocytaires (Flickinger, 2006; Gammon and Velasquez, 2002) et
le phénotype RH :-31 fait partie des demandes de sang rare les pus fréquentes auprès de
l A‘DP A e i a ‘a e Do o P og a (Meny et al., 2013).
52
Tableau 16 : Allèles variants du RHCE*ce observés dans les populations Afro-antillaises.
Antigène(s) de Antigène(s) de
Nomenclature
allèle RHCE haute fréquence faible fréquence Polymorphismes
ISBT
absent(s) exprimé(s)
RHCE*ce(48C) RHCE*01.01 48G>C
48G>C 712A>G
RH18 (HrS)
RHCE*ceAR RHCE*01.04 S RH10 (V) 733C>G 787A>G
RH19 (hr )
800T>A 916A>G
S
RH18 (Hr ) 48G>C 712A>G
RHCE*ceEK RHCE*01.05
RH19 (hrS) 787A>G 800T>A
S 48G>C 712A>G
RH18 (Hr )
RHCE*ceBI RHCE*01.08 RH49 (STEM) 818C>T
RH19 (hrS)
1132C>G
S
RH18 (Hr )
RHCE*ceSM RHCE*01.09 S RH49 (STEM) 48G>C 365C>T
RH19 (hr )
S
RH19 (hr )
B
RHCE*ceMO RHCE*01.07 RH31 (hr ) 48G>C 667G>T
RH61
RHCE*01.20.01 et B RH10 (V)
RHCE*ces RH31 (hr ) 733C>G
RHCE*01.20.02 RH20 (VS)
RHCE*01.20.03 et RH31 (hrB) 733C>G
RHCE*ces(1006) RH20 (VS)
RHCE*01.20.05 RH34 (HrB) 1006G>T
B
RH31 (hr ) RH20 (VS) 48G>C 697C>G
RHCE*ceCF RHCE*01.20.06
RH58 (CELO) RH43 (Crawford) 733C>G
B
RH31 (hr )
RHCE*ce(254) RHCE*01.06 254G>T
RH59 (CEAG)
RH10 (V)
RHCE*ces(340) RHCE*01.20.07 RH57 (CEST) RH20 (VS) 340C>T 733C>G
RH48 (JAL)
RHCE*ce(R114W) RHCE*01.21 RH57 (CEST) RH48 (JAL) 340C>T
RH10 (V) 48G>C 733C>G
RHCE*ce(48,733,1025) RHCE*01.20.04
RH20 (VS) 1025C>T
RH10 (V) 48G>C 733C>G
RHCE*ces(748) RHCE*01.20.08
RH20 (VS) 748G>A
667G>T 697G>T
RH33 712A>G 733C>G
RHCE*ceHAR RHCE*01.22
RH50 (FPTT) 744T>C 787A>G
800T>A
RHCE*01.02 et
RHCE*ceTI 48G>C 1025C>T
RHCE*01.03
53
4.3. Autres phénot pes asso iés à l’a sen e d’antig ne de haute fré uen e
Les pe so es ho oz gotes pou l all le RHCE*Ce(RN), un allèle hybride RHCE*Ce-
(D4)-ce décrit chez l eth ie Peulh, p se te t u ph otype RH:-46 (Rouillac et al., 1996).
Cet all le e p i e l a tig e de fai le f ue e ‘H DAK . La f ue e de l all le
RHCE*Ce(RN) chez les patients drépanocytaires est de 0,6% (Silvy et al., 2014) et les anti-
RH46 sont cliniquement relevant (Le Pennec et al., 1989). L all le RHCE*Ce(RN) est
gale e t asso i à u fo t is ue d allo-immunisation anti-RhC (Silvy et al., 2014;
Tournamille et al., 2010b).
Des ph ot pes asso i s à l a se e d e p essio des a tig es ‘H , ‘H , ‘H

ou RH61 ont également été décrits, mais peu de données sont disponibles sur la fréquence
des allèles et/ou la relevance clinique des anticorps correspondants (Hipsky et al., 2011;
Lomas-Francis et al., 2009; Vege et al., 2009; Westhoff et al., 2013b).
. Haplot pes RH, e pression d’antig nes partiels et de fai le fré uen e
De nombreux haplotypes ‘H o pos s d u all le RHD a ia t et d u all le RHCE

variant sont décrits dans les populations Afro-antillaises. Ces haplotypes associent
fréquemment un allèle codant pour un antigène RhD partiel et un allèle codant pour un
phénotype Rhe partiel (Tableau 17). Les phénotypes RhD, Rhe ou RhC et partiels ont des
fréquences respectives de 1,8% ; 0,9% et 5,45% en Afrique sub-saharienne (Granier et al.,
2013), mais la proportion de personnes exprimant un antigène de faible fréquence est
beaucoup plus élevée. Ainsi, les études de génotypage de cohortes prédisent que les
antigènes RH10 et RH20 sont exprimés respectivement par 33% et 38% des donneurs de
sang de la Martinique (Silvy et al., 2011b) et l a tig e ‘H DAK pa % des Af i ai s
d Af i ue su -saharienne (Granier et al., 2013).
54
Tableau 17 : Haplotypes RH.
Antigène de Faible
Allèle RHD Allèle RHCE Phénotype
fréquence
RhD Rhce RhD Rhce
a
RHD*DIVa RHCE*ceTI partiel e partiel RH30 (Go )
RHD*DIIIa RHCE*ces partiel e partiel RH54 (DAK) RH10 (V) RH20(VS)
RHCE*ces(1006) c, e partiel RH20 (VS)
RHCE*ceTI e partiel
RHD*DIII-CE(4-7)-D RHCE*ces(1006) négatif C, c, e partiel RH20 (VS)
RHD*D-CE(4-7)-D RHCE*ces(1006) négatif C, c, e partiel RH20 (VS)
RHD*DAR RHCE*ceAR partiel c, e partiel RH10 (V)
RHCE*ceEK
RHD*DOL RHCE*ceBI partiel RH54 (DAK) RH49 (STEM)
RHCE*ceSM
RHD*D faible type 4.0 RHCE*ces faible ou RH10 (V) RH20(VS)
RHCE*ceTI partiel
RHCE*ceCF c, e partiel RH20 (VS) RH43
RHD*DAU0 RHCE*ceMO normal e partiel
RHCE*ces(340) c partiel RH10 (V) RH20 (VS) RH43
55
VI. Système MNS (ISBT n°002)
Le système de groupe sanguin MNS est composé de 48 antigènes dont les principaux
sont les antigènes antithétiques MNS1 (M)/MNS2 (N) et MNS3 (S)/MNS4 (s). Ces antigènes
sont classés en antigènes de basse fréquence et antigènes de haute fréquence (Tableau 18).
Les sujets d pou us d a tig es de haute f ue e peu e t s i u ise . Les a tig es de
basse fréquence peuvent aussi être impliqués dans des conflits transfusionnels ou
obstétricaux. Les antigènes du système MNS sont portés par les glycophorines A et B
(CD235a et CD235b) codées par les gènes GYPA et GYPB qui présentent un haut degré de
similarité. Un troisième gène, GYPE, appartient à la même famille et peut être impliqué dans
des échanges génétiques. Ainsi, le système MNS présente une complexité comparable à celle
du système RH. Seuls les quatre principaux antigènes antithétiques et les antigènes et
variants spécifiquement rencontrés dans les populations afro-antillaises seront décrits dans
ce chapitre.
Tableau 18 : Antigènes du système MNS.

haute
basse fréquence
fréquence
MNS6 (He) MNS24 (Mit) MNS5 (U)
MNS7 (Mia) MNS25 (Dantu) MNS28 (Ena)
MNS8 (Mc) MNS26 (Hop) MNS29 (ENKT)
MNS9 (Vw) MNS27 (Nob) MNS30 (« N »)
MNS10 (Mur) MNS31 (Or) MNS39 (ENEP)
MNS11 (Mg) MNS32 (DANE) MNS40 (ENEH)
MNS12 (Vr) MNS33 (TSEN) MNS42 (ENAV)
MNS13 (Me) MNS34 (MINY) MNS44 (ENDA)
MNS14 (Mta) MNS35 (MUT) MNS45 (ENEV)
MNS15 (Sta) MNS36 (SAT)
MNS16 (Ria) MNS37 (ERIK)
MNS17 (Cla) MNS38 (Osa)
MNS18 (Nya) MNS41 (HAG)
MNS19 (Hut) MNS43 (MARS)
MNS20 (Hil) MNS46 (MNTD)
MNS21 (Mv) MNS47 (SARA)
MNS22(Far) MNS48 (Kipp)
MNS23 (sD)
56
1. Le locus glycophorine et les glycoprotéines GPA, GPB et GPE associées
Les gènes GYPA, GYPB et GYPE sont localisés sur le chromosome 4.q31.21 et sont liés au
sei d u luster de 350 Kb ( ’-GYPA-GYPB-GYPE- ’) (Fukuda, 1993). Le gène GYPA contient 7
exons (A1 à A7), le premier exon code pour le peptide signal, les exons 2 à 4 pour le domaine
e t a ellulai e, l e o pou le do ai e t a s e a ai e et les e o s et pou le
domaine cytosolique (Kudo and Fukuda, 1989; Vignal et al., 1989). Le gène GYPB contient 5
e o s, d sig s de B à B , l e o si ilai e au A ta t u pseudo-exon noté B3 (Kudo and
Fukuda, 1989; Vignal et al., 1989). Sur le même principe, les exons similaires à A3 et A4 sont
des pseudo-exons dans GYPE (E3, E4) (figure 9) (Kudo and Fukuda, 1990; Vignal et al.,
1990).
Les gènes GYPA et GYPB codent les glycoprotéines GPA (CD235a) et GPB (CD235b) riches
en acide sialique (sialoglycoprotéine) qui portent respectivement les antigènes antithétiques
MNS1/MNS2 et MNS3/MNS4. La glycophorine E ne po te pas d a tig e de g oupe sa gui
mais est impliquée dans certains variants en raison des réarrangements géniques entre les 3
gènes.
Figure 9 : Représentation des trois gènes du locus glycophorine. Les exons sont représentés
par des rectangles blancs, les pseudo-exons sont en gris.
Les glycophorines A et B portent à leur extrémité amino-terminale des sites de O-

glycosylation et la glycophorine A possède en plus un site de N-glycosylation (Figure 10). Les
acides sialique portés par ces deux protéines contribuent largement à la charge négative des
G‘ e ui i p ie t l aggluti atio des h aties et l adh e e des G‘ au ellules
e doth liales et ii li ite l i asio pa des a t ies ou d aut es pathog es. La
gl op ot i e GPB est l u des epteurs membranaires de Plasmodium falciparum.
57
Parallèlement, la glycoprotéine GPA joue un rôle de chaperonne pour le transport de la
bande 3 à la membrane du globule rouge.
Figure 10 : Représentation schématique de la glycophorine A (GPA) et la glycophorine B

(GPB). Les acides aminés associés aux polymorphismes M/N sont aux positions 1 et 5 de la
GPA, et S/s en position 29 de la GPB et la N-glycane en position 26 de la GPA.
2. Les antigènes antithétiques MNS1/MNS2 et MNS3/MNS4
Les deu pai es d a tig es antithétiques MNS1/MNS2 et MNS3/MNS4 sont

couramment étudiées au laboratoire et définissent les phénotypes du système MNS. Les
antigènes MNS1 (M) et MNS2 (N) sont sensibles au traitement par la trypsine, la broméline
et la papaïne. Les antigènes MNS3, MNS4 et MNS30 N résistent au traitement par la
58
trypsine mais sont sensibles à un traitement par la papaïne et la broméline, sachant que
l a tig e MNS3 est plus difficilement détruit.
2.1. MNS1 et MNS2
Les antigènes MNS1/MNS2 sont codés respectivement par les allèles GYPA*01 et
GYPA*02. Ces deux allèles se distinguent par 17 nucléotides dans les exons 1, 2 et 7 et les
introns 1-4 (Akane et al., 2000). Ainsi, après clivage du peptide signal (acides aminés 1 à 19),
le p oduit atu e de l all le GYPA*01 présente une sérine au niveau du 1er résidu N-
terminal (c.59C) et une glycine en position 5 (c.71G et c.72T) alors que le produit mature de
l all le GYPA*02 a une Leucine amino-terminale (c.59T) et un acide glutamique en position 5
(c.71A et c.72G) (Blumenfeld and Adamany, 1978; Camara-Clayette et al., 1999; Furthmayr,
1978).
Da s de o euses populatio s i lua t l Eu ope, l Af i ue et l Asie de l Est, la

f ue e de l all le GYPA*01 varie de à %, et l all le GYPA*02 de 40 à 50% (Daniels,
2013b) (Tableau19). Elle est plus élevée (plus de 90%) chez les Inuits et quelques
Amérindiens. En Papouasie-Nouvelle-Gui e, l i ide e de l all le GYPA*01 est inférieure à
2% (Mourant AE, 1976).
La majorité des anticorps anti-MNS1 et anti-MNS2 so t atu els. L a ti-MNS1 est

elati e e t ou a t alo s ue l a ti-MNS2 est plus rare. Le plus souvent leur optimum
the i ue est as. Ils e so t do pas o sid s o e li i ue e t sig ifi atifs. S ils
sont actifs à 37°C il convient de délivrer des unités dont les épreuves directes de
compatibilité réalisées en test i di e t à l a tiglo uli e sont négatives. Chez les patients
d pa o tai es, les u it s s le tio es se o t d pou ues de l a tig e MNS1. En effet,
de façon occasionnelle, les anti-MNS1 peuvent être impliqués dans la réaction
transfusionnelle immédiate ou retardée. Ils sont t s a e e t espo sa le d u e MHFNN
sévère (Lynen et al., 1983). Aucun cas sérieux de MHFNN causée par anti-MNS a t
rapporté.
59
Tableau 19 : Prévalence des antigènes M, N, S et s.
Antigènes Européens Africains/Antillais Asiatiques
MNS1 78 74 84
MNS2 72 75 73
MNS3 55 31 20
MNS4 89 93 92
2.2. MNS3 et MNS4
Les antigènes MNS3 (S) et MNS4 (s) sont codés respectivement par les allèles
GYPB*03 et GYPB*04. Ces deu all les sulte t de la t a sitio C>T da s l e o B4 qui se
t aduit pa la p se e d u e m thio i e e positio da s le p oduit atu e de l all le
GYPB*03 ou d u e th o i e p oduit atu e de l all le GYPB*04) (Dahr et al., 1980).
L all le GYPB*03 est moins fréquent en e t e O ie t u il e l est e Eu ope, et est
virtuellement absent chez les Aborigènes en Australie. Les Taïwanais sont tous porteurs de
l all le GYPB*04 positif (Daniels, 2013b).
Les anticorps anti-MNS3 et anti-MNS4 sont généralement des IgG actifs à 37°C. Ils ont
été fréquemment impliqués dans des réactions transfusionnelles hémolytiques et ont été
responsables de MHFNN graves voire létales. Les globules rouges de phénotypes MNS :-3 et
MNS :-4 doivent être sélectionnés pour la transfusion des patients qui ont des anti-MNS3 et
anti-MNS4. Les auto anticorps anti-MNS3 peuvent être responsables d a ie h ol ti ue
auto-immune.
3. Les particularités africaines

3.1. L’antigène MNS6 (He)
L a tig e MNS est a tith ti ue de l a tig e MNS N . Des tudes s ologi ues
o t pe is d alue l o u e e de l a tig e MNS da s les populatio s af o-antillaises.
Ainsi, 2,1% des donneurs afro-a i ai s d Atla ta et Ne -York expriment l a tig e MNS6
60
et 7% des africains (Reid et al., 1995). L pitope de MNS6 est porté par un variant de GPB ; et
il est localisé dans la région amino-terminale de la protéine. Ainsi, les cinq acides aminés N-
te i au de la fo e atu e à la ase de l a tig e MNS so t T p-Ser-Thr-Ser-Gly
(Daniels, 2013a; Huang et al., 1997). Plusieurs gènes hybrides plus ou moins complexes
ode t pou l e p essio de MNS , tous o t e o u u e i se tio d u e pa tie de l e o
A2 du gène GYPA da s l e o B de GYPB.
Tableau 20 : Glycophorines hybrides exprimant MNS6.

Variants de GPB Natu e de l’h ide (a ides a i s forme mature)
exprimant MNS6
GP.He GPB(1-4*)-GPAM(5-26)-GPB(27-72)
GP.He(GL) GPB(1-4*)-GPAM(5-26)-GPB(28-59)
GP.He(Cal) GPB(1-4*)-GPAM(5-99)
GP.He(NY)$ GPB(1-4*)-GPAM(5-26)-GPB*
GP.He(P2) $ GPB(20-23*)-GPAM(5-26)-GPB*
* indique que la séquence présente des polymorphismes par rapport à la séquence sauvage
de la protéine concernée
$
les glycophorines GP.He(NY) et GP.He(P2) codées par les allèles GYPB*03N.01 et
GYPB*03N.03 seront détaillés dans le chapitre suivant.
3.2. Le phénotype MNS : -3,-4 (S-s-)

3.2.1 Le phénotype MNS : -3,-4,-5 (S-s-U-)
Le phénotype MNS :-3,-4,- est dû à l a se e totale d e p essio de la GPB. Au

niveau moléculaire, une délétion des exons B2 à B6 ai si ue de l e o du g e GYPE ont
été mis en évidence (Figure 11) (Huang et al., 1987; Rahuel et al., 1991).
61
Figure 11 : Base moléculaire associée au phénotype S-s-U-.
3.2.2 Le phénotype MNS : -3,-4, 5w (S-s-Uvar)
Le phénotype Uvar (Ufaible) est toujours associé à un phénotype MNS-3,-4. Il est lié à la
p se e à l tat ho oz gote, h iz gote ou h t oz gote o posite de uat e allèles
d i s du all le GYPB*03 : les allèles GYPB*03N.01, GYPB*03N.02, GYPB*03N.03 et
GYPB*03N.04 (Figure 12). Ces différents allèles sont associés à un épissage alternatif au
i eau de l e o B (Storry et al., 2003).
Les allèles GYPB*03N.01 et GYPB*03N.02 (également appelés GYPB(NY) et
GYPBHe(NY) se a a t ise t pa deu pol o phis es da s l e o B . Les t a sitio s
208G>T et 230C>T sont des polymorphismes faux-sens (respectivement Val70Leu et
Th Met ui a ti e t u site pti ue a epteu d pissage e positio G ui o duit
à u saut d e o pa tiel de l e o B .
Les allèles GYPB*03N.03 et GYPB*03N.04 (également appelés GYPBHe(P2) et
GYPB(P2)) présente t le pol o phis e IVS + g>t da s le site do eu d pissage de l e o
ui a pou o s ue e u saut de l e o lo s de l pissage du t a s it. La p ot i e
traduite à partir de ce transcrit ne possède donc pas de domaine transmembranaire et, en
raiso d u d alage du ad e de le tu e, à u e e t it a o -terminale altérée et plus
longue.
Les produits des allèles GYPB*03N.02 et GYPB*03N.03 e p i e t l a tig e MNS e aiso

de l i se tio d u e po tio de GYPA au i eau de l e o .
Bien que considéré comme exclusif des populations afro-antillaises, un cas de phénotype
MNS :-3,-4,Uvar a été récemment décrit dans une famille suisse (Saison et al., 2014). Il défini
62
un troisième mécanisme (GYPB(P3)) et consiste en un polymorphisme intronique IVS5+5g>a
porté par un allèle GYPB*03.
Figure 12 : Allèles liés au phénotype MNS :-3, -4, 5w. L e o h ide B A oda t l a tig e
MNS6 est montré ainsi que les différents polymorphismes responsables de l épissage
alte atif de l e o B d ap s (Storry et al., 2003).
3.2.3 Fréquence des phénotypes MNS : -3,-4
Le phénotype MNS :-3,-4 est observé chez 1% des afro-américains (Reid M, 2012). Les
études sérologiques ont montré que 23 à 37% des échantillons MNS :-3,-4 expriment MNS6
(He) (Reid et al., 1996; Storry et al., 2003). E aiso de l a se e d a ti o ps a ti-MNS5
fiable, les fréquences respectives des phénotypes MNS-5 et Uvar sont inconnues dans les
populatio s d Af i ue et t s a ia les hez les af o-américains (0.2 à 4% suivant les études)
(Daniels, 2013b). Les données les plus fiables sont issues des analyses moléculaires qui
ciblent GYPB et plus particulièrement les polymorphismes 230C>T et IVS5+5g>t à la base des
phénotypes Uvar. Ainsi, 48% des échantillons de phénotype MNS :-3, -4 sont également
63
MNS :-5 (délétion de GYPB); 46.8% présentent le polymorphisme IVS5+5g>t (allèle
GYPB*03N.03 et/ou GYPB*03N.04) ; et 5.2% le polymorphisme 230C>T (allèle GYPB*03N.01
et/ou GYPB*03N.02) (Storry et al., 2003).
La fréquence des allèles GYPB*03N.03 et GYPB*03N.01 est respectivement de 1.5 et
0.4% chez les afro-américains (Hashmi et al., 2007). Cependant, des fréquences atteignant
5,2% pour GYPB*03N.03 et 1,8% pour GYPB*03N.01 ont été observées chez les afro-
brésiliens (Faria et al., 2012; Omoto et al., 2008).
Les sujets MNS :-5 peuvent développer un anti-MNS5 dans un contexte
transfusionnel ou obstétrical. Les MHFNN associées aux anti-MNS5 sont de sévérité variable
pouvant conduire à une mort intra-utérine (Ringressi et al., 2012; Rosse et al., 1990; Smith et
al., 1998). Des anti-MNS5 ou des anti-MNS5-like (anti-U like) ont également été rapportés
chez des sujets Uvar (Peyrard et al., 2012; Storry et al., 2003). Dans certai s as, l asso iatio
de l a ti-MNS5 à un anti-MNS i pose d a oi e ou s à des u it s MNS :-5 et MNS :-2.
3.3. Le phénotype Dantu
L a tig e Da tu MNS est u a tig e de basse fréquence résistant aux

protéases (papaïne, ficine, bromelaine, trypsine, α-chymotrypsine, pronase). Les GR Dantu+
sont gale e t MNS + et e p i e t fai le e t l a tig e MNS . L a tig e MNS e p i
pa les G‘ de ph ot pe Da tu est sista t au p ot ases. L e p essio de MNS U est
également affectée : l a tig e appa ait fai le ais l e iste e d a ti-MNS5 chez les sujets
Dantu suggère un phénotype partiel (Nataf, 2013). Le phénotype Dantu est presque
e lusi e e t et ou da s les populatio s o igi ai es d Af i ue.
L a tig e Da tu sulte d u ossi g-over inégal impliquant les gènes GYPA et
GYPB. Le gène hybride GYPB/GYPA peut se trouver au sein de différents haplotypes dont le
plus fréquent (type NE) comprend un gène GYPA (allèle GYPA*01) en cis du gène hybride
dupliqué (Figure 13). Le point de cassure du gène hy ide est lo alis da s l i t o et la
protéine possède les acides aminés N-te i au de GPB jus u à la p oli e sui is des
acides aminés de GYPA (72 à 131) (Blumenfeld et al., 1987; Huang and Blumenfeld, 1988). Le
point de jonction des exons B4 et A se ait à l o igi e de l a tig e Da tu et u e
modification de la o fo atio de la p ot i e se le espo sa le de l e p essio de
64
l a tig e MNS sista t au p ot ases, de l affai lisse e t de l a tig e MNS et du
caractère partiel de MNS5.
Des études in vitro suggèrent que les GR de phénotype Dantu seraient moins sensibles à une
infection par P. falciparum (Field et al., 1994).
Le phénotype Dantu de type Ph est beaucoup plus rare (un seul patient décrit) et
p se te u i eau d e p essio plus fai le du g e h ide GYPB/GYPA. Les données
sérologiques et biochimiques suggèrent que le gène GYPA est en cis du gène hybride non
dupliqué (Figure 13) (Contreras et al., 1984; Dahr W 1986; Merry et al., 1986; Unger et al.,
1987).
Figure 13 : Bases moléculaires associées aux phénotypes Dantu NE et Ph observés dans les
populatio s d o igi e af i ai e. Les e o s GYPA sont représentés en blanc, les exons GYPB
sont représentés en bleu.
Les a es tudes e es pou d te i e la f ue e de l a tigène Dantu ont

consisté à screener des GR traités à la ficine avec la lectine Vicia graminea, spécifique de
l a tig e MNS . Ainsi, la fréquence du phénotype est estimée à 0, 5% chez les afro-
américains (Unger et al., 1987).
Les anticorps anti-MNS25 sont généralement non immuns et sont détectés dans des sérums
complexes. Un cas de MHFNN sans signes cliniques a cependant été rapporté (Contreras et
al., 1984; Dahr W 1986; Merry et al., 1986).
65
B. Objectifs
Nous avons vu dans l i t odu tio l o ga isatio p ati ue de la t a sfusio sa gui e au Mali
et ses difficultés qui sont d u e pa t ad i ist ati es et d aut e pa t liées à la conception
architecturale des locaux du CNTS, la formation du personnel ainsi qu à la o aissa e
parcellaire des groupes sanguins érythrocytaires au Mali. La description des bases
moléculaires des systèmes de groupes sanguins d intérêt transfusionnel a pris en compte un
rappel sur les particularités africaines qui définissent un nombre important d allèles variant,
pour la plupart non dépistables lors du phénotypage et pouvant être responsables
d a tig es à a a t e pa tiel, oi e de g oupes sa gui s a es, a e u is ue
d alloi u isatio . Da s le ad e de e travail, nous nous sommes intéressés à la
connaissance parcellaire des groupes sanguins érythrocytaires au Mali. Ainsi nous proposons
trois études avec les objectifs suivants :
1. De déterminer les fréquences des allèles des s st es de g oupes sa gui s d i t t

transfusionnel (RH, KEL, MNS, JK, FY, DO et HPA) à partir des donneurs volontaires du
CNTS de Bamako ;
2. De réaliser un recensement des variants RHD et RHCE chez les Dogons et Peulhs de la
5ème région (Mopti) ;
3. De déterminer les fréquences des allèles codant des antigènes de groupes sanguins
de haute et basse fréquence via l tude de populatio d Af i ue de l ouest, du e t e
et de l est ;
De défi ir à partir des résultats obte us, des stratégies/orie tatio s d’a élioration
de la sécurité transfusionnelle au Mali mais aussi pour optimiser la prise en charge
transfusionnelle des migrants maliens en Europe.
66
C. Résultats et discussion
I. Etude des groupes sanguins chez les donneurs de Bamako

La santé est un facteur essentiel de développement des sociétés humaines. Son
amélioration est un levier de croissance qui a pour effet de réduire la pauvreté et les
inégalités. De ce fait, la transfusion sanguine qui est fondamentale pour élever le niveau
sa itai e d u pa s, à travers l autosuffisa e, la ualit et la s u it des u it s de sa g,
sont encore des objectifs très inégalement atteints à travers de nombreux pays et en
particulier ceux d Af i ue subsaharienne comme le Mali. Pour remédier à cette situation, un
pla d actions globales incluant un état des lieux et les objectifs à atteindre au regard des
besoins du pays doivent être définis e fo tio des apa it s et de l e i o e e t de
chaque pays concerné. La population malienne est multiethnique, et est caractérisée par sa
jeunesse (47,6% des maliens ont moins de 15 ans). Le taux de scolarisation en école primaire
est de 88% (2012). À l oppos , la pauvreté reste un phénomène généralisé qui touche près
de 43,6 % des ménages. Fort de ce constat, le Mali possède un réservoir d autosuffisa e
adossé à un maillage scolaire efficient qui représente un socle positif pour faire évoluer
positivement son service de transfusion sanguine.
Dans un premier volet, nous avons déterminé les fréquences des allèles des systèmes
de g oupes sa gui s d i t t t a sfusio el ‘H, KEL, MNS, JK, FY, DO et HPA) à partir de
300 donneurs volontaires du CNTS de Bamako. Dans un second volet, notre objectif a été
d alue l e p essio d a tig e pa tiel et l a se e d e p essio d a tig e de haute
f ue e asso i e ou o à l e p essio d a tig e de asse f ue e, à la ase de
phénotypes rares. Cette approche devrait permettre de préciser le profil génotypique et
phénotypique déduit des donneurs de Bamako.
Les résultats de cette étude sont rapportés dans une publication sous presse à la
revue Transfusion and Apheresis Science.
Article n°1 : Ba, A., Bagayoko, S., Chiaroni, J., Baiily, P. and Silvy, M.
Genotyping of 28 blood group alleles in blood donors from Mali: prediction of
rare phenotypes. Transfus. Apher. Sci. (in press)
67
ARTICLE IN PRESS
Transfusion and Apheresis Science ■■ (2015) ■■–■■
Contents lists available at ScienceDirect
Transfusion and Apheresis Science

j o u r n a l h o m e p a g e : w w w. e l s e v i e r. c o m / l o c a t e / t r a n s c i
Genotyping of 28 blood group alleles in blood donors from

Mali: Prediction of rare phenotypes
Alhassane Ba a,b,c, Seydou Bagayoko a, Jacques Chiaroni b,c, Pascal Baiily b,c,
Monique Silvy b,c,*
a Centre National de Transfusion Sanguine (CNTS), BP E344, Bamako, Mali
b Etablissement Français du Sang Alpes Méditerranée, Marseille, France
c UMR 7268 ADÉS, Aix-Marseille Université – EFS – CNRS, Marseille, France
A R T I C L E I N F O A B S T R A C T
Article history: We determined the frequencies of clinically relevant blood group alleles in 300 blood donors
Received 11 May 2015 from Mali. Multiplex test based on xMAP technology was used to investigate six blood group
Received in revised form 26 October 2015 systems (RH, KEL, MNS, FY, JK, DO, HPA) and complementary analysis were conducted for
Accepted 28 October 2015
MNS and RH systems. Polymorphisms that affect the specificity of molecular tests leading
to discrepant genotype results are discussed. Antigen expressions were predicted showing
Keywords:
that 50% of donors expressed at least one traditional low prevalence antigen, and 11.6%
Genotyping
lacked the ability to express at least one high prevalence antigen compatible with Dob-,
Africa
Allele frequencies HPA1a-, S-s-U-, Jsb-, RH:-31 and/or RH:-34 phenotypes.
© 2015 Elsevier Ltd. All rights reserved.
1. Introduction are more prevalent in Caucasians than in Blacks [4]. The

second involves the absence of high-prevalence antigens,
The International Society of Blood Transfusion (ISBT) has which may or may not be associated with the expression
designated more than 300 inherited blood group antigens of low-prevalence antigens [5]. Thirdly, partial antigens
on the surface of human red cells. Red blood groups are poly- (mainly for D, C, c, e and Uvar) can be associated with a risk
morphic and the distribution of antigens varies among of alloimmunization against the missing immunogenic
different populations and ethnic groups. Ethnic variations epitopes of the protein, when the carrier is exposed to the
in red blood cell (RBC) antigens can be a source of complete protein [2]. Knowledge of blood group antigen dis-
alloimmunization, especially in migrant populations. A 3.9% tribution in continental Africa and countries with African
alloimmunization rate was reported in the general Amer- migrants would help to improve transfusion safety. Blood
ican population [1] but a higher rate was observed in sickle group antigen frequencies quoted for Africans are often based
cell disease (SCD) patients treated in the USA or France on data from Afro-Caribbean populations in the United States
(around 40%) [2,3]. This was suggested to result from various who have Caucasian admixture [6] that do not reflect the
types of blood group polymorphisms. The first involves dif- regional differences found throughout the continent of Africa.
ferences between donors and recipients of the common but Molecular basis of almost all blood group antigens has
highly immunogenic antigens C, E, Fya, Jkb and S of the Rh, been determined to provide the alternative to predict blood
Duffy, Kidd and MNS systems, respectively; these antigens group phenotype from genomic DNA with a high degree of
accuracy. Typing for RBC polymorphisms at the DNA level
is important in transfusion medicine [7–9]. Genotyping cir-
cumvents the limitations of hemagglutination in patients
This study was funded by Établissement Français du Sang, France. and through multiplexing enables extensive typing of donors.
* Corresponding author. EFS Alpes Méditerranée, Laboratoire
d’Hématologie Moléculaire, 207 Boulevard Sainte Marguerite, Marseille
Many molecular techniques for blood group genotyping that
13009, France. Tel.: +33 1 4 91 17 06 95; fax: +33 1 4 91 17 01 78. have been developed are dedicated to patients or donors
E-mail address: monique.silvy@efs.sante.fr (M. Silvy). [10–18].
http://dx.doi.org/10.1016/j.transci.2015.10.018
1473-0502/© 2015 Elsevier Ltd. All rights reserved.
Please cite this article in press as: Alhassane Ba, Seydou Bagayoko, Jacques Chiaroni, Pascal Baiily, Monique Silvy, Genotyping of 28 blood group alleles in blood
donors from Mali: Prediction of rare phenotypes, Transfusion and Apheresis Science (2015), doi: 10.1016/j.transci.2015.10.018
ARTICLE IN PRESS
2 A. Ba et al. / Transfusion and Apheresis Science ■■ (2015) ■■–■■
A few genotyping investigations were conducted in con- using the Gen-Probe RBC MatchIT!-RBC software (Lifecodes,
tinental sub Saharan Africa [19–21] but large-scale Belgium) according to the manufacturer’s instructions.
genotyping data are lacking for African populations. In order
to determine the frequencies of clinically relevant blood 2.3. Complementary investigation
group alleles in Mali, we investigated 300 blood donors from
Bamako, located in south-west of Mali. The survey was con- GYP(B-A) gene rearrangement encoding Dantu antigen
ducted by using a multiplex genotyping kit allowing the was detected by PCR (2300 bp) using a forward (5’-
detection of 28 alleles belonging to RH, Kell, MNS, Duffy, cctcctttcttctcattattttttacatg) primer specific of GYPB
Kidd, Dombrock and HPA systems together with some RHCE and reverse primers (5’-ataaaccctcttagagctgttcagat)
polymorphisms relevant in Africa. specific of GYPA. Amplification of RHCE exon 6 (forw: 5’-
We attempted to achieve two main objectives: First, we cctgtaatcccaatattttggaaa; rev: 5’ bacacccctgtagcctggt; product
aimed to evaluate the utility of multiplex tools combining size 831 bp) was used at internal control. GYP and RHCE
the detection of antigens considered clinically relevant to- primers were used at 100 nM and 200 nM respectively. Am-
gether with RHCE polymorphisms for African population in plification was performed on 100 ng of genomic DNA in the
countries hosting migrant populations. Second, we aimed presence of PCR buffer, 2 mM MgCl2, 40 ng/μl BSA, 0.2 mM
to raise awareness on alloimmunization against rare anti- of each dNTP, 0.05 unit of Taq DNA-polymerase (Life Tech-
gens among medical staff in Mali. nologies, Saint-Aubin, France). PCR included a 5-minute
denaturation step at 94 °C followed by amplification cycles
consisting of 30 s at 94 °C, 30 s at 62 °C, and 1 min at 72 °C.
2. Materials and methods
PCR products were analyzed on 1% agarose gel and visual-
ized using Sight DNA stain (Euromedex, Strasbourg, France).
2.1. Blood samples
PCR-amplification of GYPB exons 4–5 was performed using
a primer-pair that generates a 2194 pb product (forw: 5’-
Ethylenediaminetetraacetate (EDTA) blood samples were
gaaattactaatggtaagactgacac; rev: 5’ctgtttctcttctgagtttaactg).
collected from 300 blood donors at the Centre National de
PCR performed with 100 ng of genomic DNA in the pres-
Transfusion Sanguine, Bamako. Participants provided written
ence of PCR buffer, 2 mM MgSO4, 0.2 mM of each dNTP, 0.05
informed consent. Study and consent protocols were ap-
unit of Platinium Taq DNA-polymerase (Life Technologies,
proved by the Comité d’éthique institutionnel de l’Institut
Saint-Aubin, France), 200 nM of each primer. PCR included
National de Recherche en Santé Publique in Mali.
a 2 min denaturation step at 94 °C followed by amplifica-
tion cycles consisting of 30 s at 94 °C, 30 s at 57 °C, and 1 min
2.2. Genomic DNA extraction and blood group genotyping at 68 °C. PCR product was purified and cloned in pGEMT
vector (Promega, Charbonnieres, France) according to ma-
Genomic DNA was isolated from 200 μl of whole blood nufacturer’s instructions. Clones were sequenced using the
using the QIAmp Blood DNA Mini-kit (Qiagen, Courtaboeuf, Sanger technique (GATC Biotech Konstanz, Germany).
France) according to manufacturer instructions. Complementary investigation in RH system consisted of
Genotyping of six blood group systems and HPA plate- sequencing of RHD and RHCE [21], detection of RHCE*Ce-
let was performed by the reverse sequence specific D(4)-Ce allele [22] and specific amplification of (C)ces type
oligonucleotide (PCR-RSSO) method using the Lifecodes RBC 1 [23].
kit (Gen-Probe, Belgium) according to the manufacturer’s
instructions. This multiplex assay method based on Luminex 2.4. Comparisons and statistical analysis
xMAP technology was designed for detection of the follow-
ing alleles: RHCE*C/*c, RHCE*E/*e, KEL*01/*02/*03/*04/*06/ Allele frequencies were compared between blood donors
*07/*21, GYPA*01/*02, GYPB*03/*04/*03N.01/*03N.03, FY*01/ in Mali and literature data using Fisher’s exact test
*02/*02M.01/*02N.01, JK*1/*2/*2N.06, DO*01/*02 and HPA*1a/ (http://aoki2.si.gunma-u.ac.jp/exact/exact.html). Differ-
*1b. Eight SNPs in RHCE gene are also investigated, that is, ences with p value ≤ 0.05 were considered as statistically
106G > A, 122A > G, 667G > T, 697C > G, 712C > G, 733C > G, significant.
1006C > T, 1025C > T. Briefly, the technique consisted of
asymmetric PCR-amplification of 50–150 ng of DNA in a final 3. Results
volume of 25 μl containing 10 μl of master mix Lifecodes
RBC and 0.25 μl of Taq DNA polymerase (Gen-Probe). Am- 3.1. KEL, Duffy, Kidd, MNS, Dombrock and HPA-1 genotypes
plification was performed on a Biometra thermocycler and alleles frequencies
(Labgene) and includes an initial denaturation step of 4
minutes at 94 °C followed by 45 cycles (30 s at 94 °C, 45 s A cohort of 300 blood samples from Malian donors
at 51 °C, 2 minutes 30 s at 65 °C) and a terminal elonga- was investigated for blood group alleles. The genotypes
tion of 5 minutes at 65 °C. PCR amplicons were hybridized and alleles frequencies are reported in Table 1 and Table 2
to complementary allele-specific oligonucleotide probes im- respectively. Only two samples were genotyped as hetero-
mobilized on fluorescent-coded microsphere beads. At the zygous for KEL*01/*02 (0.7%); the others were KEL*02/*02.
same time, the biotinylated PCR products were labeled with KEL*06 allele was detected in a total of 44 samples (two of
phycoerythrinconjugated streptavidin and acquisition was them being homozygous).
performed immediately on a Luminex 100. Genotype de- In the Duffy system, 99% of the samples were homozy-
termination and data analysis were performed automatically gous for the FY*02N.01 allele encoding a Fy(a-b-) phenotype.
ARTICLE IN PRESS
A. Ba et al. / Transfusion and Apheresis Science ■■ (2015) ■■–■■ 3
Table 1
Genotypes observed in 300 blood donors.
System Genotype Predicted phenotype n Frequencies
Kell KEL*01/*01 K+ k− 0 0
KEL*01/*02 K+ k+ 2 0.007
KEL*02/*02 K− k+ 298 0.993
KEL*06/*06 Js(a+ b−) 2 0.007
KEL*06/*07 Js(a+ b+) 42 0.140
KEL*07/*07 Js(a− b+) 256 0.853
Duffy FY*01/*01 Fy(a+ b−) 0 0
FY*01/*02 Fy(a+ b+) 0 0
FY*01/*02N.01 Fy(a+ b−) 1 0.003
FY*02/*02 Fy(a− b+) 0 0
FY*02/*02N.01 Fy(a− b+) 2 0.007
FY*02N.01/*02N.01 Fy(a− b−) 297 0.990
Kidd JK*01/*01 Jk(a+ b−) 172 0.573
JK*01/*02 Jk(a+ b+) 117 0.390
JK*02/*02 Jk(a− b+) 11 0.037
MNSa GYPA*01/*01 M+ N− 54 0.180
GYPA*01/*02 M+ N+ 146 0.487
GYPA*02/*02 M− N+ 99 0.333
GYPB deletion S− s− U− 4 0.013
GYPB*03/*03b S+ s− U+ 17 0.057
GYPB*03/*04 S+ s+ U+ 42 0.140
GYPB*04/*04b S− s+ U+ 225 0.750
GYPB*04/*03N.01 S− s+ U+ 1 0.003
GYPB*04/*03N.03 S− s+ U+ 8 0.027
GYPB*03N.03/*03N.03b S− s− Uvar 2 0.007
Dombrock DO*01/*01 Do(a+ b−) 22 0.073
DO*01/*02 Do(a+ b+) 116 0.387
DO*02/*02 Do(a− b+) 162 0.540
HPA HPA-1a/1a HPA1(a+ b−) 244 0.813
HPA-1a/1b HPA1(a+ b+) 50 0.167
HPA-1b/1b HPA1(a− b+) 6 0.02
a Results for MNS are given for 299 samples since one remained unresolved.
b Presence of GYPB deletion associated with hemizygocity cannot be ruled out.
Samples expressing a low prevalence antigen are in bold and samples that lack the ability to express one high prevalence antigen are underlined.
Table 2
Allele frequencies in Mali blood donors.
System Allele Frequencies Somali [4] African African Afro Comorian South Brazil
American [10] American [24] Caribbean [25] [25] Africa [26] [27]
Kell KEL*01 0.003 0.005 0.010 0.008

KEL*02 0.997 0.995 0.990 0.993
KEL*06 0.077 0.083 0.082 0.117
KEL*07 0.923 0.917 0.918 0.883
Duffy FY*01 0.002 0.136 0.030
FY*02 0.003 0.144 0.175
FY*02N.01 0.995 0.715 0.795
FY*02M.01 0 0.005
Kidd JK*01 0.768 0.690 0.725
JK*02 0.232 0.310 0.275
MNS GYPA*01 0.423 0.519 0.570 0.495
GYPA*02 0.577 0.481 0.430 0.505
GYPB deletion 0.013 0.063
GYPB*03 0.127 0.416
GYPB*04 0.837 0.469
GYPB*03N.01 0.002 0
GYPB*03N.03 0.020 0.052
Dombrock DO*01 0.267 0.295
DO*02 0.733 0.705
HPA HPA-1a 0.897
HPA-1b 0.103
Frequencies in Somali [4], African American [24] and South Africa [26] were deduced from phenotype data.
Frequencies in bold are different from those in Malian donors.
ARTICLE IN PRESS
Table 3
Inconsistent samples.
Sequencing results RBC Results
System Genotype Median [Q1-Q3] of
MFImutated allele/MFIwt allele
MNS SNP in GYPB 143T > C 230C > T IVS5 + 5g>t

Control samples GYPB*3/*4 (n = 8) 0.9 [0.87–0.92]
heterozygous for GYPB*03N.01 (n = 8) 1.29 [1.24–1.41]
heterozygous for GYPB*03N.03 (n = 3) 1.28 [1.17–1.32]
Discordant sample Unknown 0.58 0.77 0.9
RH SNP in RHCE exon 5 667G > T 712A > G 733C > G
Control samples heterozygous for RHCE*ceMO (n = 12) 1.09 [1.02–1.14]
heterozygous for RHCE*ceAR or *ceEK (n = 6) 1.14 [0.84–1.43]
heterozygous for RHCE*ce(733G) (n = 16) 0.48 [0.45–0.48]
Discordant samples RHD*RHD(744T)/*DAU-0 RHCE*ce/*ce(733G) 0.67 0.83 0.83
RHD*RHD(744T)/*DAR RHCE*Ce/*ceAR 0.48 1.68 1.01
RHD*RHD(744T)/*DAU-5 RHCE*Ce/*ce 0.80 0.91 0.31
In bold, discordances presumably linked to amplification of two RHCE alleles wild type for the considered SNP and one RHD*RHD(744) allele; in italic,
discordances presumably linked to amplification of one RHCE wild type allele, one RHCE mutated allele and one RHD*RHD(744) allele.
One sample was genotyped FY*01/FY*02N.01 and two were (0.67%). Others were heterozygous for RHCE*ce and RHCE*cE
FY*02/FY*02N.01. (n = 35, 11.66%) or RHCE*ce and RHCE*Ce (n = 33, 11.00%). The
The Kidd genotypes frequencies were: JK*01/*01, 57.3%; two remaining samples (0.67%) had RHCE*C, RHCE*c, RHCE*E
JK*01/*02, 39.0%; and JK*02/*02, 3.7%. The allele frequen- and RHCE*e. The test also detects eight additional polymor-
cies of JK*01 and JK*02 alleles were 0.768 and 0.232 phisms in RHCE gene associated with variant alleles. Overall,
respectively. RBC kit showed that at least one RHCE polymorphism was
The allele frequencies of GYPA*01 and GYPA*02 were 0.423 observed in 51.6% of samples (Table 4).
and 0.477 respectively. Homozygous deletion of GYPB was No sample had 106G > A (encoding Cx antigen); 122A > G
observed in four samples (allele frequency 0.013). A large (encoding Cw antigen); or 697C > G (encoding Crawford
proportion of samples were homozygous for GYPB*04 antigen). Among the samples bearing polymorphisms in
(75.0%); 14% were heterozygous GYPB*03/*04; and 5.7% were RHCE, two were RHCE*C/*c with three heterozygous SNPs
homozygous for GYPB*03/*03. The remaining samples had at positions 667G > T; 712C > G; and 733C > G in exon 5. A
GYPB*03N.03 (2 homozygous) or GYPB*03N.01 allele. Testing third sample was bearing the same heterozygous SNPs in
for GYP(B-A) rearrangement encoding Dantu antigen failed exon 5 on an RHCE*c/*c background. Since such a configu-
to detect any positive sample. ration is unknown, RHCE was sequenced in the three samples
One sample was heterozygous for 143T > C in exon 4; revealing RHCE*Ce/*ceAR, RHCE*Ce/*ce and RHCE*ce/*ce(733G)
230C > T in exon 5 and +5g>t in intron 5 of GYPB. Assay signal genotypes. Inconsistency between RBC kit and RHCE se-
intensities (MFI, mean fluorescence intensity) produced in quencing led us to suspect alteration in RHD gene which
RBC kit for these SNPs (mutated/wild type allele) were com- might affect specificity of RBC test. Thus, RHD was se-
pared to those in control samples (Table 3) showing ratios quenced showing that the three samples were bearing
ranging from 60 to 70% of control values. Genomic frag- RHD(744T) allele. The MFI produced in RBC kit for each of
ment encompassing exons 4 and 5 of GYPB was PCR these SNPs in inconsistent samples was compared to those
amplified and cloned into pGMT to demonstrate co-linearity. observed in control samples heterozygous for 667G > T,
We identified clones with 143T and 230T (compatible with 712C > G, or 733C > G (Table 3). Different values were ob-
GYPB*03N.01 allele), clones with 143T and +5t (compati- served between inconsistent and control samples, and data
ble with GYPB*03N.03 allele) and clones with 143C were in agreement with amplification of three alleles,
(compatible with GYPB*04 allele), suggesting the sample had strengthening that the presence of RHD(744T) allele affects
three alleles (not shown). the specificity of RHCE exon 5 amplification in RBC kit.
Twenty-two samples (7.3%) were homozygous for DO*01
allele; 116 (38.7%) were DO*01/*02 and 162 (54.0%) were
homozygous for DO*02.
Human Platelet Antigen-1 genotypes revealed a highly
Table 4
uneven distribution of HPA-1a and HPA-1b with allele fre- Polymorphisms in RHCE.
quencies of 0.897 and 0.103 respectively. Only six samples
SNP Probable allele n Homozygous
were homozygous for HPA-1b.
667G > T RHCE*ceMO 10 0
712A > G RHCE*ceAR/*ceBI/*ceEK 3 0
3.2. RHCE genotypes 733C > G many 139 15
1006C > T RHCE*(48C,733G,1006T) 19a 1
As expected, a large proportion of samples were homo- 1025C > T RHCE*ceTI or *ceTI(D2) 11b 0
zygous for RHCE*ce allele (n = 223, 74.34%). Five samples were a
16/19 had (C)ces type 1 haplotype.
homozygous for RHCE*cE (1.66%) and two for RHCE*Ce b 3/11 had RHCE*ceTI(D2) allele in cis to RHD*DIVa.
ARTICLE IN PRESS
Samples with 1006C > T (n = 19) were tested for (C)ces Americans (0.015 and 0.004 respectively) [10]. Higher fre-
type 1 haplotype and 16 were positive. There were 3/11 quencies were described in African Brazilians (ranging from
samples with 1025C > T found to present RHCE*ceTI(D2). All 0.039 to 0.052 for GYPB*03N.03 and from 0 to 0.018 for
samples with RHCE*C allele were tested for RHCE*RHCe- GYPB*03N.01) [27,36]. No allele encoding the Dantu antigen
(D4)-Ce, showing 12 samples heterozygous for this allele. was found in our cohort. This finding is compatible with the
0.5% occurrence of the Dantu antigen (MNS25) estimated
4. Discussion in African Americans that had predicted a total of three
samples positive for this allele in our cohort of 300 indi-
Three hundred blood samples from African donors col- viduals [24]. One sample remained unresolved for MNS
lected in Bamako were investigated for nine blood group genotype. Indeed, it was found with GYPA*02/*02 geno-
systems. Allele frequencies for HPA-1a and HPA-1b were type and was apparently bearing three GYPB alleles
comparable to those observed in Benin, Congo and Cam- (GYPB*03N.03, GYPB*03N.01 and GYPB*04). More likely this
eroun [28]. Overall allele frequencies in Kell system were sample could have, additionally to GYPA and GYPB genes, a
similar to previous report (Table 2). Frequencies of JK and hybrid allele implicating GYPE and GYPB genes or GYPA and
GYPA alleles were different from previous report in Somali GYPB genes [24]. The presence of a hybrid gene could explain
(p = 0.03 and p = 0.04 respectively) [4], suggesting a region- the discrepant results of genotype analysis as recently dem-
al or ethnic difference in the frequencies as already reported onstrated for GYPA [37]. To confirm this hypothesis, further
in other blood group systems [20,29]. molecular investigations are required which have not been
As expected, frequency of FY*02N.01 allele in Mali was achievable due to the lack of blood sample compatible with
very high (0.995), leading to 99% of individuals with the Fy(a- RNA study and/or complementary immunological assays.
b-) predicted phenotype. Directional selection had occurred Altogether, analysis of GYPB alleles and Dantu highlights that
at the Duffy locus leading to fixation (that is, frequencies Africans are similar to African Americans regarding S, s, U
of 100%) in parts of West, Central and East Africa. Around and Dantu antigens.
this high frequency region, steep clines into the Sahel in the The test also detects seven polymorphisms in RHCE gene
north, and Namibia and South Africa in the south led to associated with variant alleles. Three samples were het-
median phenotypic frequencies of <10% in parts of these ex- erozygous for 667G > T, 712C > G, and 733C > G either on an
tremities [30,31]. This may explain the difference in allele RHCE*c/*c background (n = 1) or on a RHCE*C/*c back-
frequencies between Mali and South Africa (p < 0.001). Com- ground (n = 2). Further investigations showed that all three
parison with African American also showed a significant samples had an RHD*RHD(744T) allele. This allele previ-
variation (p < 0.001) which could be explained by Cauca- ously observed in sickle cell disease patient [3] is predicted
sian admixture in Afro-Americans [6]. to encode a normal RhD expression since the 744C > T poly-
The Dombrock blood group was investigated for DO*01 morphism is a synonymous one (p.Ser248Ser). Our results
and DO*02 alleles. The results were consistent with indicate that RHD*RHD(744T) allele affects RBC accuracy, ex-
genotyped data reported by Hashmi et al. [10]. However, a emplifying the limits of genotyping tests and the need of
large number of variant alleles have been described in in- precaution for interpretation.
dividuals of African ancestry [19,32–34]. In particular, According to previous report, the 733C > G polymor-
DO*02.-04 and DO*01.-05 alleles (encoding lack of Hy and phism was the most frequently observed [25]. Three samples
Jo antigens, respectively) were shown to be frequent in some had RHCE*ceTI(D2) allele leading to an allele frequency of
ethnic groups of sub-Saharan Africa [20]. As well, regional 0.01% in Malian donor population as compared to 2.4% in
differences in the frequencies of DO*02.-04 were reported Dogon ethnic group from Mali [38]. From the 19 samples
in Brazilian population [29]. Dombrock antigens have been with 1006C > T, 16 were bearing (C)ces type 1 halotype. The
implicated in both immediate and delayed transfusion re- 3 remaining may express DIIIa ces or (C)ces type 2 haplotypes
actions. Moreover, active hemolysis by anti-Hy has been [39]. Notably, one sample was homozygous for (C)ces type
reported [35]. These data suggest that it would be of inter- 1 leading to a predicted RH:-34 phenotype. Twelve samples
est to include at least detection of DO*02.-04 and DO*01.- were heterozygous for RHCE*RHCe-(D4)-Ce predicting that
05 alleles in the African populations. 4% of donors were positive for the RH:54 antigen (DAK)
S-s-U- phenotype (due to deletion of GYPB) and S-s- which was shown to be immunogenic [40]. This observa-
Uvar phenotypes encoded by GYPB*03N.01 and GYPB*03N.03 tion strengthens our previous report based on both RHD and
alleles are expressed by people from African ancestry. RHCE genotyping, which predicted a 8.1% prevalence of
However, good anti-U serums are scarce and the results of RH:54 in Africa [21]. It also highlights that since some speci-
screening donors with anti-U are unreliable. Thus, the fre- ficities relevant in Black are lacking in the test, phenotypes
quency of U-phenotype is unknown in Africans and remains reported as important in transfusion medicine were not de-
tricky in African Americans (between 0.2 and 1.4%) accord- tected. Indeed, the test does not allow detection of neither
ing to the proportion of S-s-Uvar samples that give positive DAK-positive samples (encoded by RHCE*RHCe-(D4)-Ce,
or negative results with the antibody reagent used [24]. We RHD*DOL and RHD*DIIIa), nor potential RH:-46 donors (ho-
report a 1.3% (4/300) frequency of S-s-U-predicted pheno- mozygous for RHCE*RHCe-(D4)-Ce allele), nor potential Hy-
type which is comparable to data in African Americans (4/ negative, Jo-negative donors (encoded by homozygocity for
271) [10] but less than those reported in African Brazilians DO*02.-04 and DO*01.-05 respectively) [3,21,24,38].
ranging from 5.2 to 7.8% [36]. Similarly, frequencies of Altogether, the multiplex kit allowed identification of
GYPB*03N.03 and GYPB*03N.01 were comparable between 150 donors (50%) expressing at least one low prevalence
Malian Donors (0.020 and 0.002 respectively) and African antigen, namely, K+ (n = 2), Js(a+) (n = 44), Uvar+ (n = 2) or
ARTICLE IN PRESS
RH:10/20 + (n = 138), and 35 samples (11.6%) which lack the [12] Le Goff GC, Brès JC, Rigal D, Blum LJ, Marquette CA. Robust, high-
throughput solution for blood group genotyping. Anal Chem
ability to express at least one high prevalence antigen like
2010;82(14):6185–92.
Js(b-) (n = 2), U- (n = 4), Do(b-) (n = 22), HPA1a-negative [13] Jungbauer C. Routine use of DNA testing for red cell antigens in blood
(n = 6) or RH:-34 (n = 1). This demonstrates the high risk of centres. Transfus Apher Sci 2011;45(1):61–8.
alloimmunization against high and/or low prevalence an- [14] Flôres MA, Visentainer JE, Guelsin GA, Fracasso Ade S, de Melo FC,
Hashimoto MN, et al. Rh, Kell, Duffy, Kidd and Diego blood group
tigens in patients and should be considered in Mali. system polymorphism in Brazilian Japanese descendants. Transfus
Apher Sci 2014;50(1):123–8.
[15] Latini FR, Gazito D, Arnoni CP, Muniz JG, de Medeiros Person R,
5. Conclusion Carvalho FO, et al. A new strategy to identify rare blood donors: single
polymerase chain reaction multiplex SNaPshot reaction for detection
Our results provide the first data on blood group poly- of 16 blood group alleles. Blood Transfus 2014;12(Suppl. 1):s256–63.
[16] Meyer S, Vollmert C, Trost N, Brönnimann C, Gottschalk J, Buser A,
morphisms in blood donors from Mali and confirm the et al. High-throughput Kell, Kidd, and Duffy matrix-assisted laser
effectiveness of genotyping strategy for identifying rare desorption/ionization, time-of-flight mass spectrometry-based blood
donors. Moreover, we show the interest of multiplex tools group genotyping of 4000 donors shows close to full concordance
with serotyping and detects new alleles. Transfusion 2014;54(12):
including both extended genotyping and warning sign for
3198–207.
rare phenotypes like RH:-34; RH:-18 or RH:-46. This also [17] Paris S, Rigal D, Barlet V, Verdier M, Coudurier N, Bailly P, et al. Flexible
highlights the need for genotyping strategies based on eth- automated platform for blood group genotyping on DNA microarrays.
J Mol Diagn 2014;16(3):335–42.
nicity of donors.
[18] Hopp K, Weber K, Bellissimo D, Johnson ST, Pietz B. High-throughput
red blood cell antigen genotyping using a nanofluidic real-time
Acknowledgments polymerase chain reaction platform. Transfusion 2010;50(1):40–6.
[19] Chapel-Fernandes S, Callebaut I, Halverson GR, Reid ME, Bailly P,
Chiaroni J. Dombrock genotyping in a native Congolese cohort reveals
We wish to thank Sophie Beley for her expert technical two novel alleles. Transfusion 2009;49(8):1661–71.
assistance. [20] Silvy M, Beley S, Granier T, Ba A, Chiaroni J, Bailly P. Heterogeneity
of alleles encoding high- and low-prevalence red blood cell antigens
across Africa: useful data to facilitate transfusion in African patients.
Author contribution Br J Haematol 2013;163(4):528–36.
[21] Granier T, Beley S, Chiaroni J, Bailly P, Silvy M. A comprehensive survey
of both RHD and RHCE allele frequencies in sub-Saharan Africa.
AB performed the research; SB collected samples and per- Transfusion 2013;53(11 Suppl. 2):3009–17.
formed phenotyping; JC assisted in study design; and PB and [22] Tournamille C, Meunier-Costes N, Costes B, Martret J, Barrault A,
Gauthier P, et al. Partial C antigen in sickle cell disease patients:
MS contributed to study design, analyzed the data and wrote
clinical relevance and prevention of alloimmunization. Transfusion
the article. 2010;50(1):13–9.
[23] Silvy M, Granier T, Beley S, Chiaroni J, Bailly P. Identification of novel
polymorphism restricted to the (C)ces type 1 haplotype avoids risk
References of transfusion deadlock in SCD patients. Br J Haematol
2013;160(6):863–7.
[1] Higgins JM, Sloan SR. Stochastic modeling of human RBC [24] Daniels G, editor. Human blood groups. 3rd ed. Wiley-Blackwell.;
alloimmunization: evidence for a distinct population of immunologic 2013.
responders. Blood 2008;112(6):2546–53. [25] Silvy M, Di Cristofaro J, Beley S, Papa K, Rits M, Richard P, et al.
[2] Chou ST, Jackson T, Vege S, Smith-Whitley K, Friedman DF, Westhoff Identification of RHCE and KEL alleles in large cohorts of Afro-
CM. High prevalence of red blood cell alloimmunization in sickle cell Caribbean and Comorian donors by multiplex SNaPshot and fragment
disease despite transfusion from Rh-matched minority donors. Blood assays: a transfusion support for sickle cell disease patients. Br J
2013;122(6):1062–71. Haematol 2011;154(2):260–70.
[3] Silvy M, Tournamille C, Babinet J, Pakdaman S, Cohen S, Chiaroni J, [26] Olsson ML, Hansson C, Avent ND, Akesson IE, Green CA, Daniels GL.
et al. Red blood cell immunization in sickle cell disease: evidence of A clinically applicable method for determining the three major alleles
a large responder group and a low rate of anti-Rh linked to partial at the Duffy (FY) blood group locus using polymerase chain reaction
Rh phenotype. Haematologica 2014;99(7):e115–7. with allele-specific primers. Transfusion 1998;38(2):168–73.
[4] Badjie KS, Tauscher CD, van Buskirk CM, Wong C, Jenkins SM, Smith [27] Faria MA, Martins ML, Schmidt LC, Malta MC. Molecular analysis of
CY, et al. Red blood cell phenotype matching for various ethnic groups. the GYPB gene to infer S, s, and U phenotypes in an admixed
Immunohematology 2011;27(1):12–9. population of Minas Gerais, Brazil. Rev Bras Hematol Hemoter
[5] Noizat-Pirenne F, Lee K, Pennec PY, Simon P, Kazup P, Bachir D, et al. 2012;34(3):212–6.
Rare RHCE phenotypes in black individuals of Afro-Caribbean origin: [28] Halle L, Bigot A, Mulen-Imandy G, M’Bayo K, Jaeger G, Anani L, et al.
identification and transfusion safety. Blood 2002;100(12):4223–31. HPA polymorphism in sub-Saharan African populations: Beninese,
[6] Solovieff N, Hartley SW, Baldwin CT, Klings ES, Gladwin MT, Taylor Cameroonians, Congolese, and Pygmies. Tissue Antigens
JG, et al. Ancestry of African Americans with sickle cell disease. Blood 2005;65(3):295–8.
Cells Mol Dis 2011;47(1):41–5. [29] Piassi FC, Santos SM, de Castilho LM, Baleotti Júnior W, Suzuki RB,
[7] Bakanay SM, Ozturk A, Ileri T, Ince E, Yavasoglu S, Akar N, et al. Blood da Cunha DM. Dombrock genotyping in Brazilian blood donors reveals
group genotyping in multi-transfused patients. Transfus Apher Sci different regional frequencies of the HY allele. Rev Bras Hematol
2013;48(2):257–61. Hemoter 2013;35(6):400–3.
[8] Manfroi S, Pagliaro P. Genotyping patients’ and donors’ blood groups [30] Hamblin MT, Di Rienzo A. Detection of the signature of natural
for efficient blood therapy. Blood Transfus 2014;12(Suppl. 1):s305–7. selection in humans: evidence from the Duffy blood group locus. Am
[9] Shafi H, Abumuhor I, Klapper E. How we incorporate molecular typing J Hum Genet 2000;66(5):1669–79.
of donors and patients into our hospital transfusion service. [31] Howes RE, Patil AP, Piel FB, Nyangiri OA, Kabaria CW, Gething PW,
Transfusion 2014;54(5):1212–9. et al. The global distribution of the Duffy blood group. Nat Commun
[10] Hashmi G, Shariff T, Zhang Y, Cristobal J, Chau C, Seul M, et al. 2011;2:266.
Determination of 24 minor red blood cell antigens for more than 2000 [32] Baleotti W Jr, Rios M, Reid ME, Hashmi G, Fabron A Jr, Pellegrino J
blood donors by high-throughput DNA analysis. Transfusion Jr, et al. Dombrock gene analysis in Brazilian people reveals novel
2007;47(4):736–47. alleles. Vox Sang 2006;91(1):81–7.
[11] Di Cristofaro J, Silvy M, Chiaroni J, Bailly P. Single PCR multiplex [33] Costa FP, Hue-Roye K, Sausais L, Velliquette RW, Da Costa Ferreira
SNaPshot reaction for detection of eleven blood group nucleotide E, Lomas-Francis C, et al. Absence of DOMR, a new antigen in the
polymorphisms: optimization, validation, and one year of routine Dombrock blood group system that weakens expression of Do(b),
clinical use. J Mol Diagn 2010;12(4):453–60. Gy(a), Hy, Jo(a), and DOYA antigens. Transfusion 2010;50(9):2026–31.
ARTICLE IN PRESS
[34] Mayer B, Thornton N, Yürek S, Wylie D, Hue-Roye K, Poole J, et al. [38] Ba A, Beley S, Chiaroni J, Bailly P, Silvy M. RH diversity in Mali:
New antigen in the Dombrock blood group system, DOYA, ablates characterization of a new haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2).
expression of Do(a) and weakens expression of Hy, Jo(a), and Gy(a) Transfusion 2015;15(6):1423–31.
antigens. Transfusion 2010;50(6):1295–302. [39] Pham BN, Peyrard T, Juszczak G, Dubeaux I, Gien D, Blancher A, et al.
[35] Beattie KM, Castillo S. A case report of a hemolytic transfusion Heterogeneous molecular background of the weak C, VS+, hr(B)-,
reaction caused by anti-Holley. Transfusion 1975;15(5):476–80. Hr(B)- phenotype in black persons. Transfusion 2009;49(3):
[36] Omoto R, Reid ME, Castilho L. Molecular analyses of GYPB in African 495–504.
Brazilians. Immunohematology 2008;24(4):148–53. [40] Reid ME, Storry JR, Sausais L, Tossas E, Rios M, Hue-Roye K, et al. DAK,
[37] Polin H, Danzer M, Reiter A, Brisner M, Gaszner W, Weinberger J, et al. a new low-incidence antigen in the Rh blood group system.
MN typing discrepancies based on GYPA-B-A hybrid. Vox Sang Transfusion 2003;43(10):1394–7.
2014;107(4):393–8.
Cette étude est la première évaluation par génotypage de 300 échantillons de sang
provenant de donneurs africains recueillis à Bamako. Cette cohorte de donneurs en milieu
urbain est constitué majoritairement par des hommes (290 sur 300 soit 96,6%) avec un âge
moyen de 34 ans démontrant que les plus jeunes constituent un réservoir à mobiliser. Le
caractère multiethnique est démontré avec 30,3% de Bambara, 19,6% de Soninke, 15% de
Peulh, 10,6% de Malinke et 5% de Dogon. Les professions les plus représentées sont les
commerçants (20,0%), les enseignants/étudiants (19,6%) et les chauffeurs (5,3%). Le
nombre de dons réalisés par donneur montre une fidélisation forte de ces derniers avec une
moyenne de 13 dons par donneurs et plus de 5 dons pour 90% des donneurs (Figure 14).
A partir de ces prélèvements biologiques recueillis après consentement écrit du donneur,

l ADN g o i ue a t e t ait et vingt huit allèles de groupes sanguins des systèmes RH,
KEL, MNS, FY, JK, DO et HPA ainsi que 5 polymorphismes RHCE o t t d te i s à l aide
du kit Lifecodes RBC (Gen-Probe Belgium). Ce kit est basé sur une réaction de PCR multiplexe
allèle spécifique (PCR-SSO) utilisant la technologie Luminex xMAP. Cet outil moléculaire a la
caractéristique d e plo e des pol o phis es à la ase d all les e p i s da s la
population africaine comme KEL*06, GYPB*03N.01, GYPB*03N.03, DO*01, DO*02 et des
variants du gène RHCE*ce.
Pa all le e t, des e plo atio s ol ulai es o pl e tai es o t t ises e œu re : la

recherche du gène hybride GYP(B-A) oda t l a tig e Da tu et le séquençage des exons 4
et 5 du gène GYPB oi at iels et thode de l a ti le , le s ue çage des gio s
exoniques des gènes RHD et RHCE (Granier et al., 2013) et la d te tio de l allèle hybride
RHCE*Ce(RN) (Tournamille et al., 2010b) et de l haplot pe (C)ces type 1 (Silvy et al., 2013b).
75
Figure 14 : Caractérisation de la cohorte de 300 donneurs volontaires de Bamako.
Génotypage étendu
Nos résultats de génotypage étendu (KEL, MNS, JK, DO et HPA) (Tableau 21) révèlent
que 57 donneurs (19%) expriment des antigènes de basse fréquence à savoir : 2 donneurs
génotypés KEL*01/*02 (0,7%), 44 donneurs po teu s de l all le KEL*06 dont deux
homozygotes et 11 donneurs exprimant un phénotype déduit Uvar dont 2 donneurs avec un
génotype GYPB*03N.03/*03N.03 de phénotype déduit S-s-Uvar. A l oppos , do eu s
, % e p i e t pas des a tig es de haute fréquence à savoir 2 donneurs homozygotes
pou l all le KEL*06 n e p i a t pas l a tig e Js , 4 donneurs délétés pour le gène GYPB de
phénotype déduit S-s-U-, 22 donneurs de génotype DO*01/*01 de phénotype déduit Do(a+b-)
et 6 donneurs de génotype HPA-1b/1b déficitaires pou l a tig e HPA a . Au i eau des
f ue es all li ues Ta leau de l a ti le , os sultats montrent que les fréquences des
deux allèles HPA-1a (0,897) et HPA-1b (0,103) sont comparables à celles observées au Bénin,
au Congo et au Cameroun (Halle et al., 2005). Les fréquences des allèles KEL*01 (0,003),
KEL*02 (0,997), KEL*06 (0,077) et KEL*07 (0,923) du système Kell sont similaires aux
fréquences précéde e t appo t es pou les diff e tes populatio s o igi ai es d Af i ue
investiguées. Les fréquences des allèles JK*01 (0,768), JK*02 (0,232), GYPA*01 (0,423) et
GYPA*02 (0,577) diffèrent de celles rapportées dans la population somalienne (Badjie et al.,
2011) et une cohorte de 2000 afro-américains (Hashmi et al., 2007) suggérant une différence
76
régionale ou ethnique des fréquences alléliques de groupes sanguins comme cela a déjà été
signalé (Piassi et al., 2013; Silvy et al., 2013a).
Tableau 21 : Fréquences des phénotypes déduits pour l’e p essio d’a tig es de ase
fréquence et l a se e d e p essio d a tig es de haute f ue e chez les 300 donneurs de
Bamako.
Fréquence
Système Génotype Phénotype déduit n=
phénotypique
Kell KEL*01/*02 K+ k+ 2 0.007
KEL*06/*06 Js(a+ b-) 2 0.007
KEL*06/*07 Js(a+ b+) 42 0.140
Duffy FY*02N.01/*02N.01 Fy(a- b-) 297 0.990
MNS GYPB deletion S- s- U- 4 0.013
GYPB*04/*03N.01 S- s+ U+ Uvar 1 0.003
GYPB*04/*03N.03 S- s+ U+ Uvar 8 0.027
GYPB*03N.03/*03N.03$ S- s- Uvar 2 0.007
Dombrock DO*01/*01 Do(a+ b-) 22 0.073
HPA HPA-1b/1b HPA1(a- b+) 6 0.02
Co e atte du, la f ue e de l all le FY*02N.01 (0,995) qui conduit à l a se e de

protéine FY dans les globules rouges et empêche Plasmodium Vivax de pénétrer dans les
cellules de l'hôte, est prépondérante au Mali comme dans un grand nombre de pays
d Af i ue subsaharienne aboutissant à 99% de la population malienne avec un phénotype
Fy(a-b-). En effet, une sélection «directionnelle» ou darwinienne a eu lieu au niveau du
locus Duffy conduisant à une fixation e t e p o he de % de l all le ul dans les régions
ouest, centrale et orientale de l Af i ue. A l oppos , et all le ul montre une fréquence
fortement diminuée dans le nord du Sahel, la Na i ie et la gio sud de l Af i ue du Sud et
il est pratiquement absent des populations originaires d'autres régions du monde. La
comparaison avec les populations afro-américaines (0,995 versus 0,715) montre une
variation significative (p <0,001) qui peut s e pli ue par le métissage qui caractérise les
afro-Américains (Solovieff et al., 2011).
Les fréquences des allèles DO*01 (0,267) et DO*02 (0,733) déterminées à partir de la
cohorte de donneurs maliens sont conformes aux données rapportées par Hashmi et
collaborateurs (Hashmi et al., 2007) soit , % d ho oz gote DO*01/*01, 38,7%
d h t oz gote DO*01/*02 et % d ho oz gote DO*02/*02. Néanmoins, un grand nombre
d all les a ia ts o i estigu s pa l outil ol ulai e is e œu e da s ette tude, so t
77
décrits chez les individus d as e da e af i ai e, e pa ti ulie les all les DO*02.-04 et
DO*01.-05 espe ti e e t espo sa le de l a se e d e p essio des a tig es Holle Hy)
et Joseph (Joa). Étant donné que des anticorps anti-Do sont impliqués dans des réactions
hémolytiques après transfusion, il serait judicieux d'inclure au minimum la détection des
deux polymorphismes en position 323 et 350 définissant les allèles DO*02.-04 et DO*01.-05
pour le génotypage des populations d as e da e af i ai e.
Le phénotype S-s-U- résultant de la délétion du gène GYPB et le phénotype S-s-Uvar
codé par les allèles variants GYPB*03N.01 et GYPB*03N.03 sont caractéristiques des
personnes d as e da e af i ai e. Du fait de l a se e d a ti o ps pe fo a t a ti-U, la
fréquence de phénotype U- gatif e Af i ue est pas o ue et este i p ise pou la
population afro-américaine (entre 0,2 et 1,4%). En effet, les prélèvements de phénotypes S-
s-Uvar donnent des résultats positifs ou négatifs avec les anticorps sériques actuellement
disponibles (Daniels, 2013b). Notre étude révèle une fréquence de 1,3% (4/300) de
phénotype prédit S-s-U- qui est comparable à la fréquence observée dans la population afro-
américaine (4/271) (Hashmi et al., 2007), mais inférieure aux fréquences rapportées pour les
i di idus d o igi e af i ai e du B sil , à , % (Omoto et al., 2008). De même, les
fréquences des allèles variants GYPB*03N.01 et GYPB*03N.03 à la base du phénotype S-s-
Uvar, sont comparables entre les donneurs maliens (respectivement, 0,002 et 0,02) et afro-
américains (respectivement, 0,004 et 0,015). Des fréquences supérieures ont néanmoins été
rapportées pour les individus d o igi e af i ai e du B sil pou l all le GYPB*03N.01 entre 0
et , et pou l all le GYPB*03N.03 entre 0,039 et 0, 052) (Faria et al., 2012; Omoto et al.,
2008).
Pa all le e t, la e he he de l all le h ride GYP(B-A) à la base du néo-antigène
privé Dantu (MNS25) a été réalisée pa PC‘ sa ha t u u e p ale e de , % est esti e
chez les Afro-a i ai s. Nos sultats o t ide tifi au u all le h ide pa i os
donneurs, seul un échantillon génotypé GYPA*02/*02, est apparemment identifié porteur
de trois allèles GYPB*03N.03, GYPB*03N.01 et GYPB*04. Il est fort probable que nous
sommes en présence, en plus des gènes GYPA et GYPB, d u g eh ide i pli ua t les
gènes GYPE et GYPB ou les gènes GYPB et GYPA comme cela a été précédemment rapporté
(Daniels, 2013b; Polin et al., 2014a). Des explorations complémentaires seraient nécessaires
mais actuellement impossibles en raison de l'absence de l'échantillon de sang compatible
avec l étude des ARNm et des analyses immunologiques complémentaires. Da s l e se le,
78
l'analyse des allèles GYPB et GYP(B-A) pour Dantu a permis de mettre en évidence que les
donneurs du Mali sont similaires aux Afro-américains en ce qui concerne les spécificités S, s,
U, Uvar et Dantu.
Sur le plan méthodologie, une corrélation supérieure à 99,3 % à été observée entre le
ph ot pe te du ‘hC Ee, K, S/s, Jka/ et F a/ d duit du g ot pe et l a al se
phénotypique utilisant la technique d aggluti atio e gel alis e au CNTS de Ba ako.
Exploration des polymorphismes RHCE

Cette analyse montre comme attendu une proportion élevée de donneurs RHCE*ce
homozygote soit 74,34% (n=223) des donneurs de la cohorte. Parallèlement, 5 donneurs
sont génotypés homozygotes RHCE*cE (1,66%) et deux autres sont homozygotes RHCE*Ce
(0,67%). Enfin, 11,66% (soit 35 donneurs) sont hétérozygotes RHCE*ce/*cE, 11% (soit 33
donneurs) sont hétérozygotes RHCE*ce/*Ce et les deux derniers donneurs (0,67%) sont
RHCE*C, RHCE*c, RHCE*E et RHCE*e.
Pa all le e t, l e plo atio des pol o phis es RHCE aux positions 106G>A,
A>G et C>G a o t o e atte du l a se e des a ia ts eu op e s oda t pou
les antigènes Cx (106G>A) et Cw (122A>G), ai si ue l a se e de l all le a e RHCE*ceCF
(Crawford, 697C>G) qui donne un signal RhD partiel avec certains anticorps anti-RhD.
L e plo atio des aut es polymorphismes RHCE en position 667(G>T), 712(A>G),
733(C>G), 1006(C>T) et 1025(C>T) associée à des explorations complémentaires (voir
at iels et thode de l a ti le , a o t ue le pol o phis e C>G est le plus
f ue t e t ai a t l e p essio des a tig es de ase f ue e ‘H: V et/ou ‘H: VS
chez 139 donneurs (Tableau 22). Il est à ote ue d e t e eux sont homozygotes 733G
i pli ua t l a se e de l a tig e de haute f ue e ‘H: h B). Dix-neuf donneurs sont
po teu s du pol o phis es T do t à l tat h t oz gote au sei d u haplot pe
(C)ces type 1 et 3 do eu s pou a t t e po teu d un haplotype DIIIa ces ou (C)ces type 2.
Le dix- eu i e d e t e eu est po teu du pol o phis e T au sei de l haplot pe
(C)ces type 1 à l tat ho oz gote d fi issa t u ph ot pe a e a a t is pa l a se e
des antigènes de haute fréquence RH31(hrB) et RH34(HrB et l e p essio des antigènes de
asse f ue e ‘H: VS et ‘H: ai si ue l e p essio pa tielle des a tig es C, et e.
79
Le polymorphisme 712C>G caractéristique des allèles RHCE*ceAR/*ceBI/
*ceEK /*ceSM est identifié à l tat h t rozygote chez 3 donneurs. Le polymorphisme 667T
a a t isti ue de l all le RHCE*ceMO est présent chez 10 donneurs dont deux donneurs de
génotype RHCE*ceMO/*cE e p i a t pas l antigène de haute fréquence RH:19(hrS). Enfin
le pol o phis e C>T à l tat h t oz gote d fi i do eu s po teu s d u all le
RHCE*ceTI et do eu s po teu s de l all le a ia t RHCE*ceTI(D2) définissant pour ce
dernier une fréquence allélique de 0,01% chez les donneurs du Mali à comparer à la
fréquence de 2,4% observée préc de e t hez l eth ie Dogo du Mali voir chapitre
sui a t . Il est à ote ue l e p essio des a tig es de haute et asse f ue e pa les
allèles variants RHCE*ce mentionnés ci-dessus, sont toujours associés à une expression
pa tielle de l a tig e ‘he oi e de l a tig e ‘h .
Des analyses complémentaires ont permis de mettre en évidence que douze
do eu s soit % so t po teu s d u all le h ide RHCE*Ce-(D4)-Ce (ou RHCE*CeRN) et par
conséquence expriment les antigènes RH:54(DAK) et RH:32. Ce résultat est en accord avec
des résultats antérieurs qui prédisent un taux de prévalence de 8,1% de RH:54 en Afrique
(Granier et al., 2013). A l oppos , au u ho oz gote RHCE*Ce-(D4)-Ce déficitaire pour
l a tig e ‘H a t o se .
Enfin, trois ADNg de donneurs ont montré des résultats discordants entre les
résultats du kit utilisé et une approche par séquençage direct des exons. Ces discordances
au positio s , et so t t s p o a le e t li es à la p se e d u
polymorphisme synonyme supplémentaire RHD(744T) connu (Silvy et al., 2011b) qui
affe te ait la sp ifi it des ouples d a o es RHCE ises e œu e da s le kit. Ce o stat
illustre les limites des tests de génotypage et la nécessité de précaution pour l'interprétation
des données. Ce travail met également en lumière que la détection de certains allèles
f ue ts da s les populatio s o igi ai es d Af i ues et pe ti e ts e de i e
t a sfusio elle, fo t d faut da s le kit is e œu e da s ette tude. Pou oi e ous
ite o s l a se e de d te tio : (i de l all le RHCE*Ce-(D4)-Ce ui à l tat ho oz gote est
associé au phénotype rare RH:-46, RH:32 et RH:54(DAK), (ii) des allèles RHCE*Ce-(D4)-Ce,
RHD*DOL et RHD*DIIIa pou l e p essio du ph ot pe DAK-positif, (iii) des allèles DO*02.-
04 et DO*01.-05 pou espe ti e e t l e p essio des ph ot pes H -négatif et Jo-négatif
(Daniels, 2013b; Granier et al., 2013; Pham et al., 2009c; Silvy et al., 2014) et (iv) des allèles
80
RHCE*ces(340) et RHCE*ce(254) pour respective e t l a se e d e p essio des a tig es
de hautes fréquence RH:57(CEST) et RH59:(CEAG) .
Da s so e se le, l outil ol ulai e a pe is l'ide tifi atio de do eu s
(59,3%) qui expriment au moins un antigène de base fréquence, à savoir, K+ (n=2), Js(a+)
(n=44), Uvar-positif (n=11), RH:10/20 positif (n = 139) ou RH:54 (DAK, n=12), et en dehors du
génotype homozygote FY*02N. p po d a t, do eu s , % ui e p i e t pas
un antigène de haute fréquence comme Js(b-) (n=2), U-négatif (n=4), Do(b-) (n=22), HPA1a-
négatif (n=6) ou RH:-19 et RH :-61 (n=2), RH:-31 (n=15) ou RH -34 (n=1).
81
Tableau 22 : Fréquences des polymorphismes RHCE*ce et leurs expression associées des antigènes de haute et basse fréquence
Status Ag de haute fréquence Ag altéré Ag de basse fréquence

SNP Allèle probable n=
homozygote absent (partiel) exprimé
RH:19(hrs), RH:31(hrB),
667G>T RHCE*ceMO 10 0 e -
RH:61
RHCE*ceAR RH:18(Hrs), RH:19(hrs) c, e RH:10(V)
RHCE*ceEK RH:18(Hrs), RH:19(hrs) e -
712A>G 3 0
RHCE*ceBI RH:18(Hrs), RH:19(hrs) e RH:49(STEM)
RHCE*ceSM RH:18(Hrs), RH:19(hrs) e RH:49(STEM)
733C>G Nombreux allèles 139 15 oui e oui
#
1006C>T RHCE*(48C,733G,1006T) 19 1 RH:31(hr ), RH:34(hrB)
B
e RH:20(VS)
1025C>T RHCE*ceTI ou *ceTI(D2) 11 0 RH:18(Hrs), RH:19(hrs) c, e -
#
16 sur 19 correspondent à un haplotype (C)ces type 1
3 sur 11 correspondent à un allèle RHCE*ceTI(D2) en cis d u all le RHD*DIVa
82
Conclusion
Nos résultats fournissent les premières données de polymorphismes érythrocytaires
chez les donneurs de sang du Mali et confirment l'efficacité de la stratégie du génotypage
multiplex pour déduire du génotype un phénotype étendu et avoir des polymorphismes
d ale tes pou ide tifie des do eurs potentiellement rares (RH:-34, RH:-18 et RH -46). Ce
travail souligne également la nécessité de développer des stratégies de génotypage basées
sur l'origine ethnique des individus.
À partir de ce constat et compte tenu que les allèles variants RHCE partiels se
et ou e t t s f ue e t au sei d haplotype RHD/CE avec une expression antigénique
‘hD pa tiel, il s est i pos d s lo s l o je tif de réaliser un recensement précis des variants
RHD et RHCE pa s ue çage e fo tio de l o igi e eth i ue. Deu g oupes ethniques les
Dogons et les Peulhs de la 5ième région (Mopti) o t t hoisis et p le s, e ui à fait l o jet
du chapitre suivant.
83
II. Diversité génétique du système RH chez les Dogons et les Peulhs
Le système RH est l'un des plus polymorphes et des plus immunogènes parmi les 36
s st es de g oupes sa gui s th o tai es d fi is pa l I te atio al So iet Blood
Transfusion (ISBT). Les anticorps anti-Rh sont impliqués dans la maladie hémolytique du
fœtus et du ou eau-né, les réactions transfusionnelles hémolytiques ou dans les anémies
hémolytiques auto-immunes.
La complexité du système RH est liée à la grande diversité des antigènes (plus de 50
antigènes) et au grand nombre de variants (Reid M, 2012). Ils résultent de différents
mécanismes moléculaires incluant le polymorphisme nucléotidiques simples (SNP), la
conversion génique, le "crossing-over", l'insertion et la délétion de nucléotides.
La plupart des variants RH s e p iment chez les personnes d'ascendance africaine.
Certains variants tels que RHD*DAU-3, RHCE*ceTI et RHCE*Ce-D(4)-Ce (ou RHCE*Ce(RN))
codent pour des polypeptides qui expriment des antigènes Rh partiels associés à la
p odu tio d allo-anticorps anti-Rh (Tournamille et al., 2010b; Wagner et al., 2002). D autres
variants sont dit faibles puisqu aucune allo-i u isatio a t appo t e. Le lo us RH
constitué de 2 gènes liés, peut conduire à des phénotypes partiels à la fois pour les
antigènes D, C, c et/ou e comme par exemple avec les haplotypes
RHD*DIIIa/RHCE*ce(1025T) (Westhoff et al., 2013a), RHD*DIVa/RHCE*ceTI (Westhoff et al.,
2013a), RHD*DOL/RHCE*CeBI (Roussel et al., 2013) et (C)ces type 1.
Pa all le e t, des ha ge e ts d a ides a i s via des pol o phis es de l ADNg
peuvent conduire à l'e p essio d antigènes de basse fréquence ou la pe te d e p essio
d'antigènes de haute fréquence. Par exemple, les polypeptides Rh codés par les allèles
RHD*DIIIa, RHCE*DOL et RHCE*Ce-D(4)-Ce e p i e t l a tig e de asse f ue e
RH:54(DAK) qui est présumé cliniquement relevant vis- is de l allo-immunisation. À l oppos ,
des phénotypes rares e p i e t pas les a tig es de haute f ue e. On peut citer (i) le
phénotype RH:-18 o se hez l i di idu ho oz gote apparent RHD*DAR présentant en cis
un allèle RHCE*ceAR ou RHCE*ceEK à l tat ho oz gote ou hétérozygote composite, (ii) le
phénotype RH:- sulta t de l ho oz gotie des haplot pes (C)ces type 1, (C)ces type 2,
ou RHD*DIIIa/RHCE*CE(733G, 1006T), et (iii) le phénotype RH:- 46 p oduit pa l ho oz gotie
de l all le RHCE*Ce-D(4)-Ce (Noizat-Pirenne et al., 2002b; Pham et al., 2009c). E as d allo-
immunisation, la production d a ti o ps anti-RH18, anti-RH34, ou anti-RH46 peut être
cliniquement relevant et nécessiter des précautions particulières en cas de grossesse ou de
84
transfusion, en particulier, via l'utilisation d u it de sang rare d pou u de l a tig e
concerné (Noizat-Pirenne et al., 2002b).
Fort de ces constats, il est évide t ue des a al ses de g a des oho tes d i di idus
appa te a t à diff e ts g oupes eth i ues d Af i ue se aie t fi ues pou d fi i la
p ale e et la pa titio des all les ai si ue les ph ot pes asso i s. A l issu de telles
démarches, des stratégies adaptées aux populations ou ethnies pourront être élaborées afin
d opti ise la s u it t a sfusio elle et e pa ti ulie e di e tio des patie ts
drépanocytaires qui nécessitent des transfusions itératives. Dans cette optique, nous avons
choisi de décrire la diversité génétique du locus RH par séquençage des régions exoniques et
introniques proximales de deux groupes ethniques du Mali, les Dogons et les Peulhs de la
5ième région (Mopti).
Les résultats de cette étude sont rapportés dans une publication publiée dans la revue
Transfusion.
Article n°2 : Ba, A., Beley, S., Chiaroni, J., Bailly, P. and Silvy, M.
RH diversity in Mali: characterization of a new haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2)
Transfusion. 2015 Jun;55(6 Pt 2):1423-31.
85
RH SYSTEM
RH diversity in Mali: characterization of a new haplotype

RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2)
Alhassane Ba,1,3 Sophie Beley,2,3 Jacques Chiaroni,2,3 Pascal Bailly,2,3 and Monique Silvy2,3
T
he RH blood group is one of the most polymor-
BACKGROUND: Knowledge of RH variants in African phic and immunogenic blood group systems.
populations is critical to improving transfusion safety in Antibodies directed against Rh antigens have
countries with populations of African ancestry and to been implicated in hemolytic disease of the fetus
providing valuable information and direction for future and newborn, hemolytic transfusion reactions, and auto-
development of transfusion in Africa. The purpose of this immune hemolytic anemia. Rh antigens are encoded by
report is to describe RH diversity in individuals from Mali. the homologous RHD and RHCE genes that share 93.8%
STUDY DESIGN AND METHODS: Blood samples homology over all introns and coding exons. These two
collected from 147 individuals self-identified as Dogon genes consist of 10 exons each and are closely linked in
and Fulani were analyzed for Rh antigens and alleles. opposite orientation on chromosome 1p36.11.1
RESULTS: The most common RHD allele variant was The complexity of the RH blood group is related to
RHD*DAU0. Five predicted partial-D phenotypes were the high diversity of Rh antigens (n 5 54) and RH variant
attributed to RHD*DAU3 or RHD*DIVa. Neither alleles.2 RH alleles originate from a variety of molecular
RHD*DAR nor RHD*DIIIa was found. Investigation of mechanisms including single-nucleotide polymorphism
RHCE revealed three predicted partial-e antigens (SNP), genetic conversion, crossing over, and insertion-
encoded by RHCE*ce(254G) in trans to RHCE*cE. deletion. Most RH allele variants have been encountered
Regarding C antigen, 28 Fulani typed as C1 and 16 of in people of African ancestry. Some variants such as
28 harbored at least one RHCE*Ce-D(4)-ce, two being RHD*DAU3, RHCE*ceTI, and RHCE*Ce-D(4)-ce (also
homozygous and predicted to show a rare RH:32,246 known as RHCE*CeRN) encode proteins considered as
phenotype. A new RHCE*ceTI with replacement of Exon partial due to their association with antibody produc-
2 by RHD (RHCE*ceTI(D2)) was identified in Dogon and tion.3-5 Other variants are referred to as weak since no
was identified by inheritance study to be in cis to immunization has been described. Interlinkage between
RHD*DIVa. These samples typed C– with anti-C RHD and RHCE can lead to phenotypes with both partial
polyclonal antibody and monoclonal antibodies (MoAbs) D and c and/or e antigens as observed for RHD*DIIIa/
MS24, P3X25513681MS24, and MS273, but positive
with anti-RhCe MoAb-BS58. The same pattern was
ABBREVIATIONS: SCD 5 sickle cell disease; SNP(s) 5
observed in sample with RHD*DIVa/RHCE*ceTI.
single-nucleotide polymorphism(s).
CONCLUSION: Our survey indicated an uneven
distribution of RH variant alleles between Dogon and From the 1Centre National de Transfusion Sanguine (CNTS),
Fulani, suggesting that study in well-documented cohorts Bamako, Mali; and the 2Etablissement Français du Sang Alpes
is warranted. A high incidence of predicted partial-C Me Aix-Marseille Universite
e and 3UMR 7268 ADES,
diterrane -
phenotype encoded by RHCE*Ce-D(4)-ce was found in EFS-CNRS, Marseille, France.
Fulani. Further study will also be needed to clarify the
This study was funded by Etablissement Français du Sang,
clinical significance of the new DIVa/ceTI(D2) haplotype France
encoding partial D and variant ce antigens. Address reprint requests to: Monique Silvy, PhD, Labora-
matologie Mole
toire d’He culaire, EFS Alpes Mediterrane
e, 207
Boulevard Sainte Marguerite, 13009, Marseille, France;
e-mail: monique.silvy@efs.sante.fr.
Received for publication September 8, 2014; revision
received March 3, 2015; and accepted March 9, 2015.
doi:10.1111/trf.13109
C 2015 AABB
V
TRANSFUSION 2015;55;1423–1431
Volume 55, June 2015 TRANSFUSION 1423

BA ET AL.
Fig. 1. Geographic localization of Mali. The eight administrative regions (I to VIII) and Bamako district are shown. Dogon and
Fulani were from Region V (Mopti).
RHCE*ce(1025T),4 RHD*DIVa/RHCE*ceTI,4 and RHD*DOL/ MATERIALS AND METHODS

RHCE*ceBI haplotype.6
Serologic study
Amino acid changes encoded by DNA polymor-
phisms can induce expression of low-prevalence antigens Ethylenediaminetetraacetate (EDTA) blood samples were
or lack of expression of high-prevalence antigens. Accord- collected from 147 individuals self-identified as Dogon
ingly, Rh proteins encoded by RHD*DIIIa, RHD*DOL, or (n 5 101) and Fulani (n 5 46) in Region V of Mali (Mopti;
RHCE*Ce-D(4)-ce express the low-prevalence RH:54 anti- Fig. 1). Participants provided written informed consent.
gen that is presumed to be of clinical significance.2 Several Study and consent protocols were approved by the Comite
rare phenotypes have been observed. RH:218 is encoun- d’Ethique Institutionnel de la Faculte de Me decine, de
tered in individuals who are apparent homozygous for Pharmacie et d’Odontostomatologie in Mali.
RHD*DAR in cis to RHCE*ceAR or *ceEK (or compounds All blood samples were phenotyped for D, C, E, c, and e
heterozygous). RH:234 has been linked to homozygosity antigens using the gel column agglutination method (Ortho
for the (C)ceS Type 1, (C)ceS Type 2, or RHD*DIIIa/RHCE*- Clinical Diagnostics, Illkirch, France) with the following
ce(733G,1006T) haplotypes. RH:46 is lacking in individuals monoclonal antibodies (MoAbs): D7B8 for anti-D, MS24 for
who are homozygous for RHCE*Ce-D(4)-ce allele.7-9 Pro- anti-C, C2 for anti-E, MS42 for anti-c, and
duction of anti-RH18, anti-RH34, or anti-RH46 can be MS16 1 MS21 1 MS63 for anti-e. Additional testing for C
clinically significant requiring special precautions for expression was performed on one sample with RHD*DIVa/
pregnancy and transfusion, for example, use of equivalent RHCE*ceTI(D2) haplotype and samples with the RHD*DIVa/
rare antigen-negative red blood cells (RBCs).7 RHCE*ceTI haplotype. Direct agglutination test (DAT) in gel
In a recent editorial in TRANSFUSION, it was sug- matrix, test tube, and microplate was performed using anti-
gested testing of large cohorts of selected ethnic groups to C MoAbs MS24 (Ortho Clinical Diagnostics), MS273 (Euro-
assess allele and phenotype prevalence is essential to bio, Courtaboeuf, France), P3X25513681MS24 (Diagast,
allow future evidence-based decisions10 to optimize trans- Loos, France), respectively. Indirect antiglobulin tests (IATs)
fusion safety, especially for sickle cell disease (SCD) were performed with anti-Ce MoAb BS58.11
patients who undergo chronic transfusions. The purpose
of this report is to describe genetic diversity observed by Sequencing of RHD and RHCE
sequencing RHD and RHCE alleles in a random survey of Genomic DNA was isolated from 200 mL of whole blood
individuals from two ethnic groups in Mali. using a blood DNA mini-kit (QIAmp, Qiagen,
1424 TRANSFUSION Volume 55, June 2015

RH DIVERSITY IN MALI
TABLE 1. Rh phenotypes in Dogon and Fulani

Dogon (n 5 101) Fulani (n 5 46) Total (n 5 147)
Rh phenotype Number Frequency (%) Number Frequency (%) Number Frequency (%) Frequency in Africa2 (%)
D1C–c1E–e1 61 60.4 16 34.8 77 52.4 45.8
D1C1c1E–e1 14* 13.9 21 45.7 35 23.8 21.0
D1C–c1E1e1 17 16.8 1 2.2 18 12.2 18.6
D–C–c1E–e1 4 4.0 2 4.3 6 4.1 6.8
D1C1c1E1e1 3* 3.0 1 2.2 4 2.7 4.0
D1C1c-E–e1 0 0 5 10.9 5 3.4 2.0
D1C–c1E1e- 0 0 0 0 0 0.7 0.2
D-C1c1E–e1 2* 2.0 0 0 2 1.4 Rare
D–C–c1E1e1 0 0 0 0 0 0 Rare
* C1 phenotype was due to (C)ceS Type 1 haplotype in two samples with D1C1c1E–e1 phenotype, one sample with D1C1c1E1e1 phe-
notype, and two samples with D–C1c1E–e1 phenotype.
Courtaboeuf, France) according to the manufacturer’s RESULTS

instructions. Polymerase chain reaction (PCR) assay
D and CE phenotypes
was performed on the 10 exons of the RHD and RHCE
genes as previously described.12 Briefly, amplification A total of 147 blood samples collected from two ethnic
was performed with 100 ng of genomic DNA in a final groups (Dogon and Fulani) in Mali were phenotyped for
volume of 50 mL containing PCR buffer, 2 mmol/L D, C, E, c, and e antigens. Analysis of phenotype frequency
MgCl2, 80 ng/mL bovine serum albumin, 0.2 mmol/L of in the overall cohort indicated a typical African profile
each dNTP, 0.05 unit of Taq DNA polymerase, and 200 with a predominance of D1C2c1E2e1 (52.4%) and
nmol/L of each primer. Touchdown PCR included a 5- D1C1c1E2e1 (23.8%; Table 1). Comparison of Dogon
minute denaturation step at 94 C followed by amplifica- and Fulani demonstrated a number of differences. The
tion cycles consisting of 30 seconds at 94 C, 30 seconds D1C1c2E2e1 phenotype was absent in Dogon and fre-
at the annealing temperature, and 1 minute at 72 C. quent in Fulani (10.9%) while the D1C2c1E1e1 pheno-
Hybridization temperature was lowered 1 C every 2 type was uncommon in Fulani (2.2%) but frequent in
cycles from 66 to 61 C and then a 30-cycle annealing Dogon (16.8%).
step was performed at 60 C. Determination of the pres-
ence or absence of each exon of RHD and RHCE genes RHD allele variants
was performed on 2% agarose gel and visualized using Eight samples, that is, six Dogon and two Fulani, were
DNA stain (Sight, Euromedex, Strasbourg, France). PCR typed as D–. This phenotype was linked to homozygous
products were sequenced using the Sanger technique RHD deletion in four Dogon and one Fulani or the pres-
(GATC Biotech, Konstanz, Germany). Sequence align- ence of RHD pseudogene (RHD*DPsi) and/or (C)ceS Type
ment to identify polymorphisms was performed using 1 haplotype. One Fulani was homo- or hemizygous for
computer software (SeqMan Pro, DNASTAR, Inc., Madi- RHD*DPsi. One Dogon had (C)ceS Type 1 in trans to RHD
son, WI). The presence of the RHCE*Ce-D(4)-ce allele deletion and another was heterozygous for RHD*DPsi and
was confirmed by allelic discrimination using probes (C)ceS Type 1.
(TaqMan, Life Technologies, Carlsbad, CA) as previously No variant RHD allele was observed in 35 Dogon
described.5 and 34 Fulani. In the remaining 78 samples, a variety of
Allele frequencies were determined by counting. variant alleles were found (Table 2). The most common
Since no RHD zygosity determination was performed, RHD allele variant was RHD*DAU0 with a frequency of
results were based on sequencing data. We assumed that 0.217 to 0.247 in Dogon and 0.076 in Fulani. The
any sample with heterozygous polymorphism (SNP or RHD*DAU0.1 allele was identified in six Dogon. Four
STR in coding or noncoding sequence) was dizygous. RHD alleles encoding D partial phenotype were found
When no information on zygosity was available (apparent with the most frequent being RHD*DIVa in Dogon (fre-
homozygous), RHD allele frequency was calculated in the quency, 0.029) and RHD*DAU3 in Fulani (frequency,
two extreme conditions (hemizygous and dizygous). Any 0.043). Four samples with RHD*DIVa or RHD*DAU3
polymorphism compared to conventional sequence was allele homo- or hemizygous (or in trans to silent allele)
considered as defining a variant allele independently of were predicted to express a partial D phenotypes, that
clinical relevance (Table 2). Partial predicted c and e phe- is, three in Dogon (2.9%) and one in Fulani (2.2%). All
notypes were deduced from published data showing anti- samples with predicted partial D phenotypes were
e alloimmunization in e1 patient or anti-c in c1 patient. typed D1 by hemagglutination.

BA ET AL.
TABLE 2. Distribution of RHD and RHCE variants identified in Dogon and Fulani
Number of alleles Allele frequency Published frequency
Predicted French
Rh partial Dogon Fulani Dogon Fulani Sub-Saharan Fy(a–b–) SCD patient SCD patient
Allele and haplotype variant antigen* (n 5 202) (n 5 92) (n 5 202) (n 5 92) Africa12 donors20 (France)17 (US)16
RHD 84-102 51-78 0.416-0.0500 0.554-0.848 NT NA NA
RHD*DIVa D 6 0 0.029 0.009 0.019 0.018 0.009
RHD*DAU3 D 4-5 4-5 0.019-0.024 0.043-0.054 0.030-0.034 0.041 0.021 0.018

RHD*DAU5 D 2 0 0.009 0.016 0.019 0.015 0.020
RHD*DFR-2 D 1 0 0.004 NA
RHD*weak Type 4.0 5 0 0.024 0.018-0.020 0.038 0.022 0.049
RHD*DAU0 44-50 7 0.217-0.247 0.076 0.177-0.261 0.022 0.187 0.164
RHD*DAU0.1 6-8 0 0.029-0.039 NT NT NT NT
RHD*DIIIa-CE(4-7)-D† C 5 0 0.024 0.027 0.032 0.026 0.046
RHD*DPsi 7 1-2 0.034 0.010-0.020 0.050-0.057 0.107 0.028 0.027
RHD deletion‡ 8 2 0.199 0.147 NT NA NT NT
RHCE*cE(48C) 2 0 0.009
RHCE* ce(48C) 47 14 0.227 0.152 0.252 NA 0.186 0.192
RHCE*ce(48C,105T) 2 0 0.009 NT NT
RHCE*ce(48C,254G) e 1 0 0.004 NT NT
RHCE*ce(254G)§ e 20 11 0.099 0.119 NT NT 0.047 0.058
RHCE*ceTI(D2) 5 0 0.024 NT
RHCE*ceTI§ c, e 1 0 0.004 0.020 0.032 0.015 0.033
RHCE*ceMO§ c, e 1 0 0.004 0.030 0.028 0.012 0.015
RHCE*ce(733G)§ c, e 16 14 0.074 0.152 0.182 NA 0.224 0.197
RHCE*ce(48C,733G)§ c, e 21 5 0.108 0.054
RHCE*ce(733G,1006T)†§ c, e 1 0 0.004 NA 0.006 0.006
RHCE*ce(48C,733G,1006T)†§ c, e 4 0 0.019 0.030 0.016
RHCE*Ce-D(4)-ce§ C 0 18 0.195 0.030 0.006 0.002
* Partial predicted phenotypes were deduced from published data showing anti-e alloimmunization in e1 patient or anti-c in c1 patient.
† Part of (C)ceS Type 1 haplotype.
‡ Frequency of RHD deletion was calculated based on homozygous samples.
§ Alleles encoding protein that lacks expression of high-prevalence antigen(s).
NA 5 not available; NT 5 not tested.
TABLE 3. Relevant nucleotide polymorphisms in samples with RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) haplotype*

RHD RHCE
Sample Genotype Intron1/Exon 2 Exon 1 Intron 1/Exon 2 Intron 2/Exon 3
1 DIVa ceTI(D2) IVS1-485g/a 48C IVS1-204c/t IVS2-91a/g
(C)ceS Type 1 IVS-376g IVS1-29g/c IVS2-32c/t
186T IVS1-20a/g
150C/T
178C/A
201A/G
203A/G
307C/T
2 DIVa ceTI(D2) IVS1-376a/g 48G/C IVS1-204c/t IVS2-91a/g
Weak D Type 4.0 ce IVS-29c IVS1-20a/g IVS2-32c/t
186G/T 150C/T
178C/A
201A/G
203A/G
307C/T
3 DIVa ceTI(D2) IVS1-376a/g 48G/C IVS1-204c/t IVS2-91a/g
DAU0.1 ce(254G) 186G/T IVS1-20a/g IVS2-32c/t
150C/T
178C/A
201A/G
203A/G
254C/G
307C/T
DAU0 ce(48C) IVS1-376a/g IVS1-20a/g IVS2-32c/t
186G/T 150C/T
178C/A
201A/G
203A/G
307C/T
(C)ceS Type 1 IVS1-376a/g IVS1-20a/g IVS2-32c/t
IVS1-29c 150C/T
186T 178C/A
201A/G
203A/G
307C/T
* Heterozygous SNPs are in italics.
RHCE allele variants allele in homozygous state. Altogether, five Dogon and 15
A total of 11 RHCE*ce variant alleles and one RHCE*Ce var- Fulani exhibited a predicted partial C phenotype based on
iant allele were identified in this population study. In addi- the presence of either (C)ceS Type 1 haplotype in Dogon
tion, two samples carried a RHCE*cE allele with 48G>C or RHCE*Ce-D(4)-ce in Fulani.
transversion. The most frequent RHCE*ce variant allele Comparison of phenotype and genotype revealed
was RHCE*ce(48C) with a frequency of 0.227 in Dogon that three out of five samples with the new allele as well
and 0.152 in Fulani. Four alleles encoding partial e anti- as two samples with RHCE*Ce-D(4)-ce allele were C–. No
gen, that is, RHCE*ce(48C,254G), RHCE*ce(254G), RHCE*- other discrepancies were observed.
ceMO, and RHCE*ceTI, were identified. The most frequent
allele encoding partial e antigen was RHCE*ce(254G),
occurred in 20 Dogon and 11 Fulani. One Dogon sample New RHCE*ceTI(D2) allele
exhibited RHCE*ceTI characterized by a 48G>C and Sequencing of genomic DNA revealed a new RHCE allele
1025C>T transitions and five Dogon samples exhibited a in five Dogon. This allele displayed 48C, 150T, 178A, 201G,
new allele (see below). Altogether, three samples were pre- 203G, 307T (Table 3), and 1025T. The 48C and 1025T SNPs
dicted to be partial for e antigen. are characteristic of the RHCE*ceTI allele. The remaining
Twenty-eight of the 47 Fulani in this cohort were are common to Exon 2 of the RHD gene and RHCE*C
typed as C1 including 16 bearing at least one RHCE*Ce- allele. Since the new allele did not exhibit the 109-bp
D(4)-ce allele. Two samples were predicted to exhibit a insertion characteristic feature of the RHCE*C allele (data
rare RH:32,246 phenotype featuring a RHCE*Ce-D(4)-ce not shown), we assume that the new allele was a RHCE*ce

BA ET AL.
Fig. 2. Inheritance study of RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) haplotype in two families.
variant with Exon 2 being replaced by its RHD counter-

part. The presence of heterozygous SNPs in exons and TABLE 4. DAT characterization of DIVa/ceTI(D2) and
comparison with DIVa/ceTI
introns ascertains the amplification of two alleles for
Reactivity
RHCE Exons 1 to 3. Two samples (Table 3, Samples 1 and
5) showed 186T in Exon 2 of RHD because of RHD*DIVa RHD*DIVa/ RHD*DIVa/
Technique Anti-C clone RHCE*ceTI(D2) RHCE*ceTI
in trans to RHD*DIIIa-CE(3-7)-D. Therefore the Exon 2
Tube MS273 – –
with 150T, 178A, 201G, 203G, and 307T amplified during Plate P3X2551368 1MS24 – –
RHCE analysis is not carried by RHD locus. Altogether, Gel matrix MS24 – –
DNA sequencing showed that the new RHCE allele was a BS58* 1 1
RHCE*ce-D(2)-ce hybrid allele with 48C and 1025T, which * Reactivities using anti-Ce MoAb BS58 are shown in Fig. S1
(available as supporting information in the online version of this
is thereafter referred to as RHCE*ceTI(D2). Study of intron paper).
sequence also revealed that, like RHCE*ceTI, this allele
also bore three polymorphisms in Introns 2 and 6, that is,
IVS2-91a>g, IVS2-32C>T, and IVS6 1 52C>T.
reactivity similar to that observed in the C1c2E2e1 con-
To support the molecular basis of the new allele, an
trol sample and sample with RHD*DIVa/RHCE*ceTI haplo-
inheritance test was carried out to study transmission in
type (Fig. S1, available as supporting information in the
two families. As shown in Fig. 2, the RHCE*ceTI(D2) allele
online version of this paper). Unfortunately, because of
is in cis to the RHD*DIVa allele and the haplotype
paucity of blood sample neither RNA analysis nor further
RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) was integrally transmitted.
serologic investigations using a larger anti-C panel were
Based on the nucleotide sequence observed in coding
achieved.
regions, samples bearing RHCE*ceTI(D2) might express all
or part of C antigen. Thus, hemagglutination to detect C
expression was performed in one sample bearing
DISCUSSION
RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) and in samples with
RHD*DIVa/RHCE*ceTI. In all cases, DAT in gel matrix, Antibodies against Rh antigens have been implicated in
tube, and microplate using anti-C MoAbs MS24, MS273, transfusion reactions and hemolytic disease of the fetus
and P3X25513681MS24, respectively consistently showed and newborn. The high incidence of variant RHD or RHCE
a C– phenotype (Table 4). As previously reported,11 MoAb alleles in African black persons has been deduced from
BS58 showed no reactivity on C2c1E1e2 sample, a weak clinical experience and screening for certain variant RH
reactivity on C2c1E2e1 sample, and a strong one on alleles.12-17 However, data on large cohorts of selected eth-
C1c2E2e1 sample. IAT with anti-Ce MoAb BS58 showed nic groups are lacking. Only one study investigating RHD

variants has been performed in Mali in blood donors.13 0.247 in Dogon compared to 0.076 in Fulani. The
The purpose of this report is to describe a comprehensive RHCE*Ce-D(4)-ce allele was found exclusively in Fulani
study of RHD and RHCE variants in Dogon and Fulani in with a high frequency (0.195). Moreover, two of 46 sam-
Mali. This approach was used because Mali is a multieth- ples were homozygous for this allele leading to the pre-
nic country and some RH variants repeatedly occur in a dicted RH:246 phenotype.10 Surprisingly, two samples
single ethnic group.8 with RHCE*Ce-D(4)-ce in trans to RHCE*ce and RHCE*-
Phenotyping demonstrated a profile comparable to ce(254G), respectively, were typed C– with MS24 anti-C
those reported previously in African populations.2 How- which reacts usually 31 in Ortho column agglutination
ever, a number of frequency differences were observed technique. Unfortunately, no blood sample compatible
between the two ethnic groups. Ethnic differences have with immunohematologic tests was available to confirm
already been noted in Nigeria.18,19 the typing after molecular investigations. The finding that
Results of RH genotyping were roughly similar to 53.6% of C1 Fulani had a partial predicted C phenotype
those of previous data.12,16,17,20 The most common RHD supports systematic search for RHCE*Ce-D(4)-ce allele in
alleles were belonging to the usual three African D clus- this population especially in hosting countries. This is also
ters, that is, DAU, DIVa, and weak D Type 4.21 As expected, supported by the finding that 7.3% of C1 SCD patients
alleles from the DAU cluster were the most frequent12,22 from unknown ethnic group harbored RHCE*Ce-D(4)-ce.5
and three out of five partial predicted D phenotypes were Another approach would be to consider all C1 patients
related to the RHD*DAU3 allele. This supports the sugges- from African ancestry as potentially being partial C and
tion of Wagner and colleagues3 that DAU cluster is a major straightaway transfuse them with C– RBC units. However,
source of D variability and anti-D immunization in such an approach would require the use of already scarce
patients of African ancestry. The frequency of the resources since most donors are from Caucasian ethnicity
RHD*DAU0.1 allele was 0.029 to 0.039 in Dogon compared and only 32% are C–.
to 0.017 in blood donors from Mali.13 The frequency of This study also identified the new RHCE*ceTI(D2)
RHCE alleles was broadly similar to previous reports with allele characterized by seven SNPs in Dogon. An inheri-
a high frequency of RHCE*ce(48C).12,20,23 However, fre- tance study showed that transmission of this new allele
quencies of RHCE*ceMO and RHCE*ceTI were lower than was part of a haplotype with RHD*DIVa. Two of the poly-
that reported by Granier and coworkers12 who investigated morphisms, that is, 48G>C and 1025C>T, were in com-
220 African samples from six ethnic groups. The most mon with the RHCE*ceTI allele that encodes a partial e
likely explanation for this discrepancy is cohort size. Our phenotype.4 Since these alleles shared three intronic
data showed that the frequency of RHCE*ce(254G) was SNPs, that is, IVS2-91a>g, IVS2-32C>T, and
around 10% in both ethnic groups and that it accounted IVS6 1 52C>T, it seems reasonable to think that they have
for all the partial predicted e phenotypes (3/3); lower fre- the same origin. It is likely that the new allele arose from a
quencies (around 5%) were noted in SCD patients.16,17 rearrangement between RHCE*ceTI and RHD. Based on
Neither RHD*DIIIa allele nor RHD*DAR/RHCE*- the nucleotide sequence observed in coding regions as
ceAR/*ceEK haplotype was detected in this study. This well as on previously published data showing that the
finding was surprising since the frequency of these alleles expression of C antigen is related to the exofacial serine
and haplotypes ranged from 3% to 5% in other studies12,15 103 resulting from the 307C>T transition,25,26 it can be
and indicated that African populations may be more het- thought that samples bearing RHCE*ceTI(D2) express all
erogeneous than previously suggested.12 The frequency of or part of C-antigen. Surprisingly, five of the seven sam-
the RHD*DIVa allele (today considered to be the same ples bearing RHCE*ceTI(D2), that is, five from the Dogon
allele as RHD*DIVa.224) in Dogon was 3%. This is interest- population in this study plus the two from children
ing since this allele was absent in samples from Congo- included in the inheritance study, typed C– with MoAb
Brazzaville and Kenya whereas it showed a frequency of MS24 while the two remaining carried (C)ceS Type 1 in
approximately 10% in two West African ethnic groups trans to RHCE*ceTI(D2). In the light of findings showing
(Mandenkas and Yorubas).12 This observation supports that RHD*DIVa expresses weak, variable, and unstable
the notion that the RHD*DIVa allele is specific to or at positive RBC reactions with some anti-C,4 additional
least more frequent in West Africa. The geographic origin immunohematologic tests were carried out on samples
of investigated samples could at least partially explain the with either RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) or RHD*DIVa/
wide range of RHD*DIVa frequencies previously reported RHCE*ceTI haplotypes. Since anti-C yielded similar results
which were 0.018 and 0.019 in French blood donors from on both samples, it was not possible to demonstrate spe-
African origin and SCD from France, respectively com- cific C reactivity encoded by RHCE*ceTI(D2) allele. Use of
pared to 0.009 in both sub-Saharan Africa and SCD from a larger anti-C panel will be needed to clearly determine
the United States.12,16,17,20 the C profile associated with this allele. Since RHCE*ceTI
Several differences were observed between Dogon was shown to encode partial phenotypes for both anti-
and Fulani. The frequency of RHD*DAU0 was 0.217 to gens,4 study of partial c and e antigen expression encoded

BA ET AL.
by RHCE*ceTI(D2) would also have been useful but c and 11. Sonneborn HH, Ernst M, Tills D, et al. Comparison of the
e investigation was rendered impossible because RHCE*- reactions of the Rh-related murine monoclonal antibodies
ceTI(D2) was in trans to the RHCE*ce allele in all samples. BS58 and R6A. Vox Sang 1990;58:219-23.
Taken together, our results revealed an uneven distri- 12. Granier T, Beley S, Chiaroni J, et al. A comprehensive survey
bution of some RH variant alleles in Mali Africa, suggest- of both RHD and RHCE allele frequencies in sub-Saharan
ing the need for further study in well-documented Africa. Transfusion 2013;53(11 Suppl 2):3009-17.
cohorts. A wider study in donors of African descent will 13. Wagner FF, Moulds JM, Tounkara A, et al. RHD allele distri-
also be required to determine the frequency of the new bution in Africans of Mali. BMC Genet 2003;4:14.
haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) associating an allele 14. Grootkerk-Tax MG, van Wintershoven JD, Ligthart PC, et al.
encoding partial D, variant ce antigens, and aberrant reac- RHD(T201R, F223V) cluster analysis in five different ethnic
tivity with anti-C and to evaluate its potential impact on groups and serologic characterization of a new Ethiopian
transfusion strategy. variant DARE, the DIII type 6, and the RHD(F223V). Transfu-
sion 2006;46:606-15.
ACKNOWLEDGMENTS 15. Hemker MB, Ligthart PC, Berger L, et al. DAR, a new RhD
variant involving exons 4, 5, and 7, often in linkage with
We acknowledge the contributions of Thomas Granier for his ceAR, a new Rhce variant frequently found in African blacks.
technical assistance and Elisabeth Durieux-Roussel for her con- Blood 1999;94:4337-42.
tribution in serologic testing. We also thank Andrew Corsini for 16. Chou ST, Jackson T, Vege S, et al. High prevalence of red
proofreading the manuscript. blood cell alloimmunization in sickle cell disease despite
transfusion from Rh-matched minority donors. Blood 2013;
122:1062-71.
CONFLICT OF INTEREST
17. Silvy M, Tournamille C, Babinet J, et al. Red blood cell
The authors have disclosed no conflicts of interest. immunization in sickle cell disease: evidence of a large
responder group and a low rate of anti-Rh linked to partial
Rh phenotype. Haematologica 2014;99:e115-7.
REFERENCES 18. Jeremiah ZA, Buseri FI. Rh antigen and phenotype frequen-
1. Flegel WA. Molecular genetics and clinical applications for cies and probable genotypes for the four main ethnic groups
RH. Transfus Apher Sci 2011;44:81-91. in Port Harcourt, Nigeria. Immunohematology 2003;19:86-88.
2. Reid ME, Lomas-Francis C, Olsson ML. The blood group 19. Jeremiah ZA, Odumody C. Rh antigens and phenotype fre-
antigens FactsBook. 3rd ed. San Diego: Academic Press; quencies of the Ibibio, Efik, and Ibo ethnic nationalities in
2012. Calabar, Nigeria. Immunohematology 2005;21:21-4.
3. Wagner FF, Ladewig B, Angert KS, et al. The DAU allele clus- 20. Kappler-Gratias S, Auxerre C, Dubeaux I, et al. Systematic
ter of the RHD gene. Blood 2002;100:306-11. TH genotyping and variant identification in French donors
4. Westhoff CM, Vege S, Halter Hipsky C, et al. RHCE*ceTI enc- of African origin. Blood Transfus 2014;12 Suppl 1:s264-72.
odes partial c and partial e and is often in cis to RHD*DIVa. 21. Flegel WA, von Zabern I, Doescher A, et al. D variants at the
Transfusion 2013;53:741-6. RhD vestibule in the weak D type 4 and Eurasian D clusters.
5. Tournamille C, Meunier-Costes N, Costes B, et al. Partial C Transfusion 2009;49:1059-69.
antigen in sickle cell disease patients: clinical relevance and 22. Touinssi M, Chapel-Fernandes S, Granier T, et al. Molecular
prevention of alloimmunization. Transfusion 2010;50:13-19. analysis of inactive and active RHD alleles in native Congo-
6. Roussel M, Poupel S, Nataf J, et al. RHD*DOL1 and lese cohorts. Transfusion 2009;49:1353-60.
RHD*DOL2 encode a partial D antigen and are in cis with 23. Silvy M, Di Cristofaro J, Beley S, et al. Identification of RHCE
the rare RHCE*ceBI allele in people of African descent. and KEL alleles in large cohorts of Afro-Caribbean and
Transfusion 2013;53:363-72. Comorian donors by multiplex SNaPshot and fragment
7. Noizat-Pirenne F, Lee K, Le Pennec PY, et al. Rare RHCE phe- assays: a transfusion support for sickle cell disease patients.
notypes in black individuals of Afro-Caribbean origin: identi- Br J Haematol 2011;154:260-70.
fication and transfusion safety. Blood 2002;100:4223-31. 24. Reid ME, Ripaux M, Auxerre C, et al. DIVa and DIVa-2 are
8. Le Pennec PY, Rouger P, Klein MT, et al. A serologic study of encoded by the same RHD allele [abstract]. Transfusion
red cells and sera from 18 Rh:32,-46 (RN/RN) persons. 2012;52:34A.
Transfusion 1989;29:798-802. 25. Noizat-Pirenne F, Mouro I, Pennec L, et al. Evidence that ser-
9. Pham BN, Peyrard T, Juszczak G, et al. Heterogeneous ine at position 103 is not sufficient for complete C antigen
molecular background of the weak C, VS1, hr(B)-, Hr(B)- expression [abstract]. Transfusion 1999;39:103S.
phenotype in black persons. Transfusion 2009;49:495-504. 26. Vege S, Johnson NC, Velliquette RW, et al. A novel allele with
10. Nance ST, Lomas-Francis C. Where are we in efforts to nucleotide 307C > T (Pro103Ser) on RHCE*ceAG (254C > G)
unravel the complexity of Rh to guide transfusion decisions? encodes robust C antigen [abstract]. Transfusion 2013;53:
Transfusion 2013;53(11 Suppl 2):2840-3. 30A.

SUPPORTING INFORMATION the anti-Ce MoAb BS58. Reactivities on control samples

are shown along with results of direct antiglobulin test
Additional Supporting Information may be found in the
(DAT). RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) haplotype was in
online version of this article at the publisher’s website:
trans to RHD*DAU5/RHCE*ce and RHD*DIVa/RHCE*ceTI
Fig. S1. Immunohematological characterization of DIVa/ was in trans to RHD*D/RHCE*ce(48C,733G).
ceTI(D2) and comparison with DIVa/ceTI by IAT using

La forte incidence des allèles variants RHD ou RHCE chez les personnes originaires
d'Afrique subsaharienne est principalement déduite de l'analyse clinique des patients en
particulier drépanocytaires, et du dépistage de certains variants RH au sein de différentes
cohortes (Granier et al., 2013; Silvy et al., 2014). Cependant, des données de répartition et
de fréquence issues de grandes cohortes d i di idus sélectionnés sur la base de l ethnicité
font défaut. Seule une étude partielle des variants RHD a été réalisée à partir de 58
donneurs du Mali (Wagner et al., 2003). Au regard du caractère multiethnique de la
population du Mali et la répartition de certains variants (Le Pennec et al., 1989), notre
objectif est de réaliser un recensement exhaustif des variants RHD et RHCE par séquençage
chez les populations Dogon et Peulh de la 5ième région (Mopti) Figu e de l a ti le .
Ainsi, une cohorte de 147 individus volontaires comprenant 101 Dogons et 46 Peulhs
a été constituée. L a al se ph ot pi ue RhD, C, c, E et e utilisant la technique
d aggluti atio e gel filtration oi at iels et thode de l a ti le a montré un profil
ph ot pi ue ‘h o pa a le à eu d jà appo t s pou les populatio s d Af i ue a e u e
prépondérance des phénotypes D+C-c+E-e+ (52,4%) et D+C+c+E-e+ (23,8%) (Tableau 1 de
l a ti le . Néanmoins, des différences font jour entre les Dogons et les Peulhs. Le phénotype
D+C+c-E-e+ est a se t des Dogo s et f ue t hez les Peulhs , % . À l oppos , le
phénotype D+C-c+E+e+ est peu commun chez les Peulhs (2,2%) et plus fréquent chez les
Dogons (16,8%). De telles différences ont également été observées au Nigeria (Jeremiah and
Buseri, 2003; Jeremiah and Odumody, 2005). Parallèlement, seuls 8 individus sont de
phénotype D-négatifs.
Génotype RHD
L a al se s st ati ue des s ue es e o i ues RHD montre que parmi les 8
individus de phénotypes RhD-négatif, quatre Dogons et un Peulh sont homozygotes délétés
pour le gène RHD, un Peulh est homo ou hémizygote pour le gène silencieux RHD*DPsi, un
Dogon est génotypé (C)ces type 1 en trans de la délétion RHD et le dernier est hétérozygote
pour RHD*DPsi et (C)ces type 1. Parmi les individus de phénotype RhD-positifs, 35 Dogons
soit 34,6% et 34 Peulhs soit 73,9% ne présentent aucun variant RHD.
Comme attendu, les variants RHD observés appartiennent au trois cluster dits
af i ai s est-à-dire les clusters DAU, DIVa et D faible type 4 (Ta leau de l a ti le . L all le
RHD*DAU0 est le variant le plus fréquent avec une fréquence allélique de 0,217-0,247 chez
95
les Dogons et 0,076 chez les Peulhs (Tableau 23). Parmi les allèles RHD codant un antigène
‘hD pa tiel, le plus f ue t hez les Dogo s est l all le RHD*DIVa (0,029) et le plus fréquent
chez les Peulhs est l all le RHD*DAU3 (0,043-0,054 versus 0,019-0,024 chez les Dogons).
Ainsi, 3 Dogons (2,9%) et un Peulh , % e p i e t u ph ot pe ‘hD pa tiel sulta t d u
de es all les à l tat ho oz gote ou h iz gote ou e trans d u all le silencieux. Ces
quatre phénotypes partiels prédits ont tous été typés RhD positif par la technique
d aggluti atio e gel filt atio .
Ces résultats soutiennent que les clusters DAU et DIVa sont sources majeures de
a ia ilit et d allo-immunisation anti-RhD pou les i di idus o igi ai es de l Af i ue su -
saharienne comme cela a été déjà souligné par Wagner et collaborateurs au sujet du cluster
DAU (Wagner et al., 2002).
Parallèlement, nous constatons ue i l all le RHD*DIIIa, ni les haplotypes
RHD*DAR/RHCE*ceAR/*ceEK o t t o se s da s ot e oho te alo s ue leu s
f ue es espe ti es a ie t e t e % et % da s d aut es tudes (Granier et al., 2013;
Hemker et al., 1999). L all le RHD*DIVa montre une fréquence de 2,9% chez les Dogons.
U ef ue e d e i o % a été rapportée dans deux groupes eth i ues d Af i ue de
l'Ouest (les Mandenkas et les Yorubas), alors que cet allèle est absent dans les échantillons
provenant du Congo-Brazzaville et du Kenya (Granier et al., 2013). Ces observations
suppo te t la otio ue l all le RHD*DIVa est restreint, ou au moins plus fréquent en
Afrique de l'Ouest. Ainsi, l'origine géographique des prélèvements génotypés pourrait en
pa tie e pli ue les a iatio s de f ue es de l all le RHD*DIVa qui sont respectivement
de 0,018 et 0,019 chez les donneurs de sang français d o igi e africaine et les patients
drépanocytaires suivis en France, contre 0,009 pour les populations d Af i ue su -
saharienne et les patients drépanocytaires aux Etats-Unis (Chou et al., 2013a; Granier et al.,
2013; Kappler-Gratias et al., 2014; Silvy et al., 2014). Ce constat suppo te l id e ue les
populations africaines peuvent être plus hétérogènes que ce qui a été précédemment
suggéré (Granier et al., 2013).
Génotype RHCE
Concernant les variants RHCE (Ta leau de l a ti le , onze variants RHCE*ce (dont 6
e p i ant pas des antigènes de haute fréquence), un seul variant RHCE*Ce et un variant
RHCE*cE avec la transversion 48G>C sont identifiés. Les fréquences de ces variants sont
96
globalement similaires à celles rapportées précédemment dans différentes études (Granier
et al., 2013; Kappler-Gratias et al., 2014; Silvy et al., 2011b) avec néanmoins une fréquence
plus le e pou l all le RHCE*ce(48C) qui présente une fréquence allèlique de 0,227 chez
les Dogons et 0,152 chez les Peulhs. Les antigènes de basse fréquence RH:10(V) et/ou
RH:20(VS) résultant des allèles RHCE*ce(733G), RHCE*ce(48C, 733G), RHCE*ce(733G, 1006T)
et RHCE*ce(48C, 733G, 1006T) sont exprimés par 41,58% des Dogons et 41,4 % des Peulhs.
Cinq Dogons sont porteurs du nouvel allèle RHCE*ceTI(D2) (voir paragraphe suivant).
Quatre allèles RHCE*ce(48C, 254G), RHCE*ce(254G), RHCE*ceMO et RHCE*ceTI codant pour
un antigène Rhe partiel ont été observés. Le plus fréquent est l all le RHCE*ce(254G) avec
une fréquence allélique de 0,099 et 0,119 respectivement chez les Dogons et les Peulhs.
Ainsi, il est à la base du phénotype Rhe partiel de 3 individus Dogons (3%). À l oppos , o
relève des fréquences plus faibles pour les allèles RHCE*ceMO et RHCE*ceTI comparé à
l tude des 220 africains appartenant à 6 groupes ethniques (Granier et al., 2013) qui
peu e t s e pli ue pa la diff e e de tailles des oho tes a al s es.
Parallèlement, vingt-huit des quarante six Peulhs sont phénotypés RhC+ incluant les
i di idus po teu s d au oi s u all le h ide RHCE*Ce-(D4)-Ce. Parmi eux, deux sont
présumés RHCE*Ce-(D4)-Ce homozygote à la base du phénotype rare RH:32, -46. Au total, 4
Dogons et 14 Peulhs expriment un phénotype déduit RhC partiel résultant soit de la
p se e d u haplot pe (C)ces type 1 pour les Dogo s soit la p se e d au oi s u all le
hybride RHCE*Ce-(D4)-Ce pour les Peulhs. Seuls deux prélèvements génotypés RHCE*Ce-
(D4)-Ce ont été phénotypés RhC-négatifs.
Le nouvel haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2)

Sept polymorphismes 48C, 150T, 178A, 201G, 203G, 307T et 1025T sont identifiés à
pa ti de l ADNg de i Dogo s et de deu e fa ts de l tude g ti ue de t a s issio
fa iliale lo s de l a al se du g e RHCE. Le premier (48C) et le dernier (1025T) de ces
polymorphismes sont caractéristiques d u all le RHCE*ceTI qui code un antigène Rhe
pa tiel, alo s ue les i aut es pol o phis es so t o u sàle o du g e RHD et
de l all le RHCE*C. Pa all le e t, l i se tio de pai es de ases a a t isti ue d u
allèle RHCE*C est absente ce qui nous amène à formuler un nouvel allèle RHCE*ce sous la
fo e d u all le h ide RHCE*ce-D(2)-ce associé aux polymorphismes 48C et 1025T,
lequel est référé sous le nom RHCE*ceTI(D2). Il est à ote ue e ou el all le et l all le
97
RHCE*ceTI ont en commun trois polymorphismes introniques (IVS2-91a>g, IVS2-32c>t, et
IVS6152c>t) qui suggèrent une même origine. Ainsi, Il est fort probable que le nouvel allèle
RHCE*ceTI(D2) résulte d'un réarrangement entre un allèle RHCE*ceTI et le locus RHD. Pour
conforter sa base moléculaire, une étude génétique de transmission familiale a été réalisée
dans deux familles. Comme le montre le tableau 3 et la figure 2 de l a ti le, le ou el all le
RHCE*ceTI(D2) est toujours en cis du all le RHD*DIVa, et l haplot pe
RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) est intégralement transmis.
Au niveau phénotypique, à partir de la base moléculaire du nouvel allèle
RHCE*ceTI(D2), prenant en considération que l'expression de l'antigène RhC est lié à la
sérine 103 en position exofaciale résultant du polymorphisme 307C, ce nouvel allèle pourrait
exprimer tout ou partie de l'antigène RhC. De plus, l all le RHD*DIVa en cis est connu pour
o t e des a tio s d h aggluti atio positi es fai les, a ia les ou i sta les a e
certains anti-RhC. À partir de ces éléments, une analyse phénotypique pour détecter une
expression RhC a été réalisée par hémagglutination à partir de prélèvements sanguins
génotypés RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) et RHD*DIVa/RHCE*ceTI. Les tests directs
d aggluti atio e gel filt atio , tu e et plaque avec les différents anticorps monoclonaux
anti-RhC MS24, MS273 et P2X2551368+MS24 montrent tous un phénotype RHC-négatif
(Figure 15 A). Comme le clone BS58 de spécificité référencée RhCe révèle une réactivité
positive en "smear" similaire pour les échantillons typés RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) et
RHD*DIVa/RHCE*ceTI ainsi que pour le contrôle RhC+c-E-e+, il a pas t possi le de
démontrer si la réactivité RhC est liée au nouvel allèle RHCE*ceTI(D2) (figure 15).
La qualité des prélèvements sangui s a pas pe is d alle plus a a t pou
caractériser le p ofil ‘hC de l all le RHCE*ceTI(D2) a e u la ge pa el d a ti o ps a ti-RhC.
Co sid a t le a a t e pa tiel des a tig es ‘h et ‘he e p i s pa l all le RHCE*ceTI,
une étude des ces deux spécificités codées par le nouvel allèle RHCE*ceTI(D2) aurait
également été informative. Malheureusement, tout nos échantillons génotypés
RHCE*ceTI(D2) présentent en trans un allèle de type RhCE*ce.
98
Tableau 23 : Distribution des allèles variants RHD et RHCE chez les Dogons et les Peulhs.
No e d’all les Fréquence allèle Fréquence publiée

Antigène# Rh Donneurs Patient Patient
Allele variant et haplotype Dogon Peulh Dogon Peulh Afrique sub-
Prédit partiel français drépanocytaire drépanocytaire
(n=202) (n=92) (n=202) (n=92) Saharienne
Fy(a-,b-) (France) (Etats-Unis)
RHD 84-102 51-78 0,416-0,0500 0,554-0,848 nt nd nd
RHD*DIVa D 6 0 0,029 . 0,009 0,019 0,018 0,009
RHD*DAU3 D 4-5 4-5 0,019-0,024 0,043-0,054 0,030-0,034 0,041 0,021 0,018
RHD*DAU5 D 2 0 0,009 . 0,016 0,019 0,015 0,020
RHD*DFR-2 D 1 0 0,004 . . nd .
RHD*weak type 4.0 - 5 0 0,024 . 0,018-0,020 0,038 0,022 0,049
RHD*DAU0 - 44-50 7 0,217-0,247 0,076 0,177-0,261 0,022 0,187 0,164
RHD*DAU0.1 - 6-8 0 0,029-0,039 . nt nt nt nt
$
RHD*DIIIa-CE(4-7)-D C 5 0 0,024 . 0,027 0,032 0,026 0,046
RHD*Dpsi - 7 1-2 0,034 0,010-0,020 0,050-0,057 0,107 0,028 0,027
Délétion RHD - 8 2 0,199 0,147 nt nd nt nt
RHCE*cE(48C) - 2 0 0,009 . . .
RHCE* ce(48C) - 47 14 0,227 0,152 0,252 nd 0,186 0,192
RHCE*ce(48C,105T) - 2 0 0,009 . nt nt . .
RHCE*ce(48C,254G) e 1 0 0,004 . nt nt . .
RHCE*ce(254G) e 20 11 0,099 0,119 nt nt 0,047 0,058
RHCE*ceTI(D2) - 5 0 0,024 . . nt . .
RHCE*ceTI c, e 1 0 0,004 . 0,020 0,032 0,015 0,033
RHCE*ceMO c, e 1 0 0,004 . 0,030 0,028 0,012 0,015
RHCE*ce(733G) c, e 16 14 0,074 0,152 0,182 nd 0,224 0,197
RHCE*ce(48C,733G) c, e 21 5 0,108 0,054
$
RHCE*ce(733G,1006T) c, e 1 0 0,004 . . nd 0,006 0,006
RHCE*ce(48C,733G,1006T)$ c, e 4 0 0,019 . 0,030 0,016
RHCE*Ce-D(4)-ce C 0 18 . 0,195 . 0,030 0,006 0,002
t: o test ; d: o dispo i le; $ pa tie de l haplot pe (C)CES type 1; # Phénotypes prédits partiel ont été déduits des données publiées montrant l'allo-
immunisation anti-e chez le patient e + ou anti- hez patie t +; all les oda t pou des p ot i es ui a ue t pou e p i e l a tig e s à haute
f ue e; F ue e de la délétion RHD calculée sur la base des échantillons homozygotes.
99
Figure 15 : Ca a t isatio i u oh atologi ue de l haplot pe RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2).
Les réactivités des échantillons RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) et RHD*DIVa/RHCE*ceTI sont
similaires avec les techniques utilisées (A) ; les a ti it s utilisa t l a ti-RhCe (clone BS58)
sont présentées dans la partie (B).
100
Conclusion
En résumé, cette étude a mis en évidence plusieurs différences entre les deux
g oupes eth i ues i estigu s. P e i e e t, la diff e e de f ue e de l all le
RHD*DAU0, respectivement, 0,217-0,247 pour les Dogons versus 0,076 pour les Peulhs.
Deuxièmement, le caractère antigénique partiel toute spécificité confondue est plus
important chez les Peulhs que chez les Dogons (32,6% versus 13,8%). T oisi e e t, l all le
hybride RHCE*Ce-(D4)-Ce est absent chez les Dogo s alo s u il a u e f ue e le e chez
les Peulhs , . Pa i es de ie s, deu so t ho oz gotes pou l all le h ide
RHCE*Ce-(D4)-Ce à la ase d u ph ot pe rare RH:32, - . Le o stat u u Peulh sur deux
(14/27) phénotypés RhC-positifs a une expression RhC partielle, soutient la recherche
systématique de cet allèle hybride parmi les individus appartenant à ce groupe ethnique et
e pa ti ulie da s les pa s d a ueil. Ceci est également soutenu par la constatation que
7,3% des patients drépanocytaires phénotypés RhC-positifs et sa s i fo atio su l o igi e
ethnique, ont un allèle RHCE*Ce-(D4)-Ce (Tournamille et al., 2010b). Une alternative à la
recherche de cet allèle hybride serait de considérer tous les patients RhC-positifs
d ascendance africaine RhC-partiel et de les transfuser avec des unités de sang RhC-
négatives sachant néanmoins que seulement 32% (41% R0+r) des donneurs européens
versus 70% (R0+r) des africains sont de phénotype RhC-négatif.
L e se le de os résultats révèlent une répartition inégale de certains allèles RHD
et RHCE à travers l tude de deu g oupes eth i ues du Mali e ui sugg e la nécessité
d aut es tudes e es à pa ti de oho tes ie do u e t es au i eau de l appa te a e
ethnique des participants. Cette démarche permettrait également de préciser la fréquence
du nouvel haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2) associant un allèle RHD*DIVa codant pour
un antigène RhD partiel, des antigènes Rhce potentiellement partiels, et une réactivité
partielle avec anti-RhC, et d'évaluer son impact dans le contexte transfusionnel.
101
III. Etudes des groupes sanguins en Af i ue su saha ie e d’Est e Ouest
Les antigènes des systèmes des groupes sanguins ABO, RH, KEL, JK, MNS et FY sont
généralement considérés comme cliniquement relevant. Après une transfusion ou une
grossesse, ils peu e t t e à l o igi e de a tio s h ol ti ues t a sfusio elles od es
ou sévères (HTR) et de la aladie h ol ti ue du fœtus et du ou eau-né (MHFNN), ce qui
a généré de nombreuse études pour définir leurs fréquences dans différentes populations
(Badjie et al., 2011; Hashmi et al., 2007).
L e e ple le plus t pi ue de la a ia ilit eth i ue d u a tig e th o tai e est
donné par le s st e de g oupe sa gui Duff FY pou le uel l all le do i a t à l helle
o diale est l all le FY*01 oda t l a tig e F a, ta dis ue l all le do i a t e Af i ue est
l all le sile ieu FY*02N.01 (ou FY*Fy) (Howes et al., 2011).
Après une allo-immunisation, une compatibilité plus poussée est nécessaire en cas de
nouvelle transfusion et/ou grossesse pour déterminer la spécificité des allo-anticorps
produits. A cet effet, le sérum du patient doit être testé vis-à- is d u pa el d h aties
phénotypées associé à un contrôle autologue via ses propres hématies.
Si un allo-anticorps contre un antigène de haute prévalence est soupçonné, la
connaissance de l o igi e eth i ue du patient peut aider à sélectionner les globules rouges
négatifs les plus fréquents par exemple des globules rouges Kp(b-) ou Yt(a-) pour les
Européens et des globules rouges Js(b- pou les pe so es o igi ai es d Af i ue.
Cepe da t, l o te tio des f ue es des antigènes a été ralentie par différentes difficultés
techniques en particulier par l'absence de sérums commerciaux comme par exemple des
anticorps anti-Lub, -Dib, -Coa et -Yta. Le même constat existe pour le typage des antigènes
Dombrock. Bien que des anticorps sériques existent, ils sont souvent de faible réactivité en
la ge a e d aut es a ti o ps et dispo i les e fai le ua tit Lo as-Francis & Reid,
2010). Pour ces différentes raisons, le g ot page th o tai e à pa ti de l ADNg a pe is
de co tou e es o sta les et d o te i les do es de f ue es alléliques comme cela a
t alis a e l ide tifi atio des all les RHCE et KEL par génotypage de 1021 Afro-
Caraïbéens et 184 Comoriens (Silvy et al, 2011).
Ainsi, avec la même démarche et afi de d fi i l a se e d a tig es de haute
f ue e et/ou l e p essio d a tig es de asse f ue e, ous a o s déterminé les
fréquences des allèles codant pour es deu t pes d a tig es da s diff e ts g oupes
eth i ues d Af i ue su saha ie e.
102
Dans un premier volet, nous présenterons plus spécifiquement les résultats obtenus
à partir des deux groupes ethniques du Mali précédemment étudiés pour le système RH,
est-à-dire les Dogons et les Peulhs. Le second volet sera consacré à une analyse globale des
sultats de g oupes eth i ues epa tis e Af i ue su saha ie e d Est e Ouest e
distinguant les pygmoïdes des non-pygmoïde, avec une évaluation de la diversité
génétique.
L e se le des do es a t o pil et appo t da s u e pu li ation publiée dans la

revue British Journal of Haematology.
Article n°3 : Silvy, M., Beley, S., Granier, T., Ba, A., Chiaroni, J., and Bailly, P.
Heterogeneity of alleles encoding high- and low-prevalence red blood antigens across
Africa: useful data to facilitate transfusion in African patients
British Journal of Haematology. 2013, 163:528-536.
103
research paper
Heterogeneity of alleles encoding high- and low-prevalence

red blood cell antigens across Africa: useful data to facilitate
transfusion in African patients
Monique Silvy,1,2 Sophie Beley,1,2 Summary

Thomas Granier,1,2 Alhassane Ba,1,3
Ethnic variations in red blood cell (RBC) antigens can be a source of
Jacques Chiaroni1,2 and Pascal Bailly1,2
1
Etablissement Francßais du Sang Alpes Méditer-
alloimmunization, especially in migrant populations. To improve transfu-
ranée, 2Aix Marseille Université, EFS, ADES sion safety in continental Africa and countries with African migrants, we
UMR 7268, Marseille, France and 3Centre performed RBC genotyping to determine allele frequencies coding for high-
National de Transfusion Sanguine, Bamako, and low-prevalence antigens. A total of 481 blood samples were collected in
Mali ethnic groups from West, Central and East Africa. Molecular typing was
performed using a polymerase chain reaction – reverse sequence specific
Received 22 April 2013; accepted for
oligonucleotide method. Results demonstrated no DI*1, DI*3, YT*2, SC*2,
publication 20 July 2013
LW*7, KN*2 alleles in any sample and the CO*2 allele was rare. The
Correspondence: Pascal Bailly, PhD, EFS Alpes
Méditerranée, Laboratoire d’Hématologie
frequency of LU*1 was comparable to that of European-Caucasians (2%)
Moléculaire, CNRS UMR 7268, Aix Marseille except in Biaka pygmies (8%). The frequency of CROM* 1 was high in
Université, 207 Boulevard Sainte Marguerite, Mbuti pygmies (13%). High frequency of KN*7 and KN*6 may reflect
13009 Marseille, France. selection pressure in the countries investigated. Analysis of Dombrock allele
E-mail: pascal.bailly@efs.sante.fr patterns confirmed uneven distribution of the DO*1 and DO*2 alleles with

This study was supported by Etablissement high frequencies of DO* 4 and DO* 5 in all groups. Altogether, findings
Francßais du Sang, France (all co-authors). demonstrated extensive allele-frequency heterogeneity across Africa and
suggested that knowledge of patient ethnicity gives information about the
high-prevalence antigens that may be lacking. These data are medically use-
ful to support transfusion care of African migrants living in countries where
the majority of the population is from a different ethnical background.
Keywords: African blood group heterogeneity, genotyping, high and low
prevalence antigens, African ethnic groups.
Exposure to red blood cell (RBC) antigens as a result of MNS and FY systems are usually considered clinically rele-
transfusion or pregnancy can lead to the production of vant. Because of their involvement in HTR and HDFN, these
alloantibodies that can cause moderate to severe haemolytic antigens and/or alleles have been widely studied to determine
transfusion reactions (HTRs) or haemolytic disease of the frequencies in various populations (Hashmi et al, 2007;
fetus and newborn (HDFN). According to the stochastic Badjie et al, 2011). A typical example of high ethnic variabil-
model proposed by Higgins and Sloan (2008), approximately ity is provided by the Duffy blood group in which the most
13% of patients are responders at risk of producing alloanti- prevalent allele is FY*1 (encoding Fy(a+) antigen) globally
bodies. However, African migrants undergoing transfusion while the predominant allele across sub-Saharan Africa is the
therapy for sickle cell anaemia are at higher risk, primarily silent FY*02N.01 (FY*Fy) variant (Howes et al, 2011). After
because of exposure to multiple donors and differences in alloimmunization, more extensive matching is necessary for
RBC blood groups between Black African recipients and, subsequent transfusion. Testing the patient’s serum against a
frequently, Caucasian donors (Westhoff, 2008). As a result, panel of reagent RBCs and the patient’s autologous RBCs
supplying compatible blood for transfusion can be challeng- can detect irregular antibodies. If alloantibodies to high prev-
ing in countries with large migrant populations. alence antigens are suspected, knowledge of the patient eth-
Of the 33 blood group systems recognized by the Interna- nic origin can assist investigation by allowing selection of the
tional Society of Blood Transfusion, the ABO, RH, KEL, JK, more common negative high-prevalence RBC antigens, e.g.
First published online 29 August 2013 ª 2013 John Wiley & Sons Ltd
doi: 10.1111/bjh.12546 British Journal of Haematology, 2013, 163, 528–536
High- and Low-Prevalence Antigens across Africa
Kp(b ), Yt(a ) RBCs for Caucasians and U-negative, Js(b ) cohort included individuals from three ethnic groups, i.e. 60
RBCs for African Americans. However, conventional study to Akwa, 51 Mbochi and 50 Kuyu. The second Congolese popu-
obtain the necessary data on antigens frequencies in ethnic lation, accounting for 61 samples, comprised Tswa Pygmies
groups has hitherto been hindered by various technical (n = 61) living in equatorial forest areas located close to the
issues. One problem has been the absence of commercially Teke villages. The two Malian populations were made up of
produced antisera reagents, e.g. anti-Lub, -Dib, -Coa and - individuals from the Dogon and Fulani ethnic groups living
Yta. Similarly, RBC typing for Doa, Dob, Hy and Joa is noto- in the Mopti region and accounted for 101 and 46 samples,
riously difficult because the corresponding antibodies, albeit respectively. All samples were collected and used after
significant, are often weakly reactive only in small volume informed consent in accordance with current local ethical
and in sera containing other antibodies (Lomas-Francis & recommendations.
Reid, 2010). For these reasons, testing for DNA polymor- DNA samples were obtained from the Centre d’Etude du
phisms is more efficient for antigen typing than haemaggluti- Polymorphisme Humain–Human Genome Diversity Panel
nation, as previously demonstrated in Afro-Caribbean and (CEPH-HGDP, http://www.cephb.fr/). Ethnic groups were
Comorian donors with RH and KEL allele genotyping (Silvy from across Africa including 24 Mandenka from Senegal, 25
et al, 2011). Yoruba from Nigeria, 12 Bantu from N.E. Kenya, 36 Biaka
The aim of the present report is to provide data pertinent pygmies from the Central African Republic (CAR) and 15
for predicting the most probable high-prevalence negative Mbuti pygmies from the Democratic Republic of Congo
antigens in patients of African descent. For this purpose, we (DRC). All individuals self identified their ethnicity and each
determined the frequencies of alleles coding for high- and ethnic group was collected in single defined region.
low-prevalence antigens in blood samples collected from var- Together these blood and DNA samples provided a panel
ious ethnic groups in Africa and evaluated genetic diversity representing Sub-Saharan Africa. The Mandenka, Dogon,
between eleven ethnic groups from across Africa. Fulani and Yoruba ethnic groups are from West-Africa,
Ngala-Congolese from Central-Africa and Bantu N.E. from
East-Africa (Fig 1).
Materials and methods
Blood and DNA samples Genomic DNA extraction and whole genome
amplification
EDTA-anticoagulated peripheral blood samples were collected
from two populations in Congo and two in Mali. The Ngala For the Congo and Mali samples, genomic DNA was
Congolese (n = 161) in the north region of Congo-Brazzaville extracted from 200 ll total blood using the QIAmp Blood
was the largest population, accounting for 161 samples. This DNA Mini kit (Qiagen, Courtaboeuf, France) according to
Fig 1. Geographic localization of ethnic groups

included in this study.
ª 2013 John Wiley & Sons Ltd 529

British Journal of Haematology, 2013, 163, 528–536
M. Silvy et al
the manufacturer’s instructions. For DNA samples from the supported by previous studies using various biological sam-
CEPH collection, whole genome amplification (WGA) was ples for successful human leucocyte antigen (HLA)-typing of
performed using the repli-G mini kit (Qiagen) according to WGA products (Singh & Spector, 2007; Creary et al, 2009).
the manufacturer’s protocol. Briefly, DNA diluted in Tris-
EDTA (TE) buffer was denaturated and then, after neutral-
Allele frequencies in African populations
ization, mixed with 40 ll of reaction buffer. Incubations
were carried out at 30°C for 16 h in a thermocycler (Biome- Given that pygmies are quite distinct anthropologically,
tra, G€ottingen, Germany). Following amplification, WGA- pygmy (n = 112) and non-pygmy (369) samples were studied
DNA was purified on a QIAamp column and eluted in separately. None of the 481 samples investigated exhibited
water. DI*1, DI*3, YT*2, SC*2, LW*7 or KN*2 alleles. For other
blood groups, genotypes of the 481 samples are given in
Table I. The frequency of alleles in the different ethnic group
Blood group genotyping
is presented in Table II and allele distribution across Africa
Genotyping of nine blood group systems was performed is reported in Table III. The frequency of CO*2 and LU*1
by the polymerase chain reaction – reverse sequence spe- alleles was low in all ethnic groups. The CO*2 allele was
cific oligonucleotide (PCR-RSSO) method using the LIFE- detected in only two samples (Biaka Pygmy and Mbochi) in
CODES RBC-R kit (Gen-Probe, Nijlen, Belgium) according the heterozygous state. The LU*1/*1 genotype, encoding a Lu
to the manufacturer’s instructions. This multiplex assay (a+,b ) predictive phenotype, was observed in one Biaka
method, based on Luminex xMAP technology, was Pygmy. The LU*1/*2 genotype was found in a total of 17
designed for detection of the following alleles: CO*1/*2, individuals from various ethnic groups (see Table I). All 25
YT*1/*2, DO*1/*2/* 4/* 5, SC*1/*2, LU*1/*2, DI*1/*2/*3/ Yoruba and 61 Tswa pygmies were homozygous for the
*4, LW*5/*7, KN*1/*2/*3/*4/*6/*7 and CROM*+1/* 1. LU*2 allele. Overall, LU*1 allele frequency ranged from 0%
Briefly, the technique consisted of asymmetric PCR-amplifi- in Yoruba and Tswa pygmies to 8% in Biaka pygmies.
cation of 50–150 ng of DNA using Gen-Probe Taq poly- The Cromer, Dombrock, and Knops blood groups showed
merase in a Biometra thermocycler followed by acquisition greater frequency variations. The frequency of the CROM* 1
on a Luminex 100 and analysed using Lifecodes MATCH IT!- allele was low (<5%) in all ethnic group except Mbuti pyg-
RBC software (Gen-Probe). mies (13%). One sample was predicted to harbour the rare
Cr(a ) phenotype due to homozygosity for the CROM* 1
allele. The frequency of the DO*1 allele ranged from 0% to
Comparisons and statistical analysis
26%. The DO* 4 allele (encoding the Holley-negative anti-
Fisher’s exact test was used for comparison of the frequency gen) was not detected in Mbuti pygmies but its frequency
distribution of each antigen across Africa (http://aoki2.si.gun- reached 13% in both Biaka pygmies and Kuyu. A similar
ma-u.ac.jp/exact/exact.html). For each blood group, allele fre- discrepancy was noted for the DO* 5 allele (encoding the
quencies were compared between pygmies and non-pygmies. Joseph-negative antigen) whose frequency ranged from 0%
Frequencies of West- Central- and East-Africa were compared in Tswa pygmies to 15% in Mandenka. Only one Dogon
with frequencies in non-pygmy Africa. Allele frequencies were sample was homozygous for DO* 5 that predicts the rare
also compared between ethnic groups within West- and Jo-negative phenotype. The DO* 4/DO* 5 heterozygous
Central-Africa (no comparison was performed for East-Africa genotype was found in six individuals (Table I).
because a single ethnic group was investigated in this The frequency of the KN*6 allele was around 25% in half
location). Lastly, allele frequencies of Biaka, Tswa and Mbuti of the ethnic groups ranging from 13% in Mbuti pygmies
pygmies were compared with frequencies in pygmy-group to and Bantu up to 40% in Fulani. The KN*7 allele showed a
evaluate heterogeneity of pygmies. Differences with P value wide range of frequencies, from 96% in Tswa pygmies to
≤005 were considered as statistically significant. 53% in Biaka pygmies. Heterozygous KN*3/*6 and KN*4/*7
genotypes were found in a total of 71 samples (147%)
including 20 Dogon, 16 Fulani, 11 Akwa, 5 Mbochi, 5 Biaka
Results
pygmies, 4 Kuyu, 4 Yoruban, 2 Mbuti pygmies, 2 Tswa
pygmies, 1 Bantu, and 1 Mandenka.
Validation of WGA replicate products
Statistical analysis revealed that the Dombrock and KN*4/
To determine if the WGA products were valid replicates of KN*7 alleles frequency in pygmies differed from that of non-
the original unamplified DNA samples, blood group typing pygmies (P = 0003 and P = 0042, respectively, Table III).
by Luminex-based PCR-RSSO was performed on 20 unam- The overall homogeneity of allele distributions in non-pygmy
plified DNA samples and corresponding WGA products. In Africa was highlighted by a lack of significant difference
all samples and all loci tested, the genotypes obtained using when the frequency of each allele in West-, Central-, or
WGA products were fully concordant with those generated East-Africans was compared to the non-pygmy Africans.
from unamplified DNA. This validation step is further Conversely, the pygmy group displayed great heterogeneity
530 ª 2013 John Wiley & Sons Ltd

Table I. Genotypes and predicted phenotypes observed in 11 African ethnic groups.
Blood group Predicted Mandenka Dogon Fulani Yoruba Akwa Kuyu Mbochi Bantu N.E Biaka pygmies Tswa pygmies Mbuti pygmies
system Genotype phenotype† n = 24 n = 101 n = 46 n = 25 n = 60 n = 50 n = 51 n = 12 n = 36 n = 61 n = 15
ª 2013 John Wiley & Sons Ltd

Colton CO*1/*1 Co(a+, b ) – – – – – – – – – – –
CO*1/*2 Co(a+, b+) – – – – – – 1 – 1 – –
CO*2/*2 Co(a , b+) 24 101 46 25 60 50 50 12 35 61 15
Lutheran LU*1/*1 Lu(a+, b ) – – – – – – – – 1 – –
LU*1/*2 Lu(a+, b+) 2 1 1 – 4 1 2 1 4 – 1
LU*2/*2 Lu(a , b+) 22 100 45 25 56 49 49 11 31 61 14

Cromer CROM*+1/*+1 Cr(a+) 23 97 44 24 57 48 50 11 33 61 12
CROM*+1/* 1 Cr(a+) 1 4 2 1 3 2 1 1 3 – 2
CROM* 1/* 1 Cr(a ) – – – – – – – – – – 1
Knops KN*3/*3 McC(a+, b ) 14 52 14 15 29 31 30 9 26 20 11
KN*3/*6 McC(a+, b+) 8 38 27 8 27 13 17 3 9 35 4
KN*6/*6 McC(a , b+) 2 11 5 2 4 6 4 – 1 6 –
KN*4/*4 Sla+, Vil – 8 5 2 5 6 6 2 8 – 3
KN*4/*7 Sla+, Vil+ 4 44 22 8 25 19 20 6 18 5 4
KN*7/*7 Sla , Vil+ 20 49 19 15 30 25 25 4 10 56 8
Dombrock DO*1/*1 Do(a+, b ) 1 1 3 2 3 – 1 1 – – –
DO*1/*2 Do(a+, b+) 5 24 13 7 14 8 10 4 5 20 –
DO*1/* 4 Do(a+, b+w) 2 6 3 1 1 3 – – – 1 –
DO*1/* 5 Do(a+, b ) – 1 – 1 1 – – – – – –
DO*2/*2 Do(a , b+) 7 58 21 10 32 23 28 4 21 32 14
DO*2/* 4 Do(a , b+) 2 6 3 1 4 7 5 – 9 8 –
DO*2/* 5 Do(a+w, b+) 6 4 3 3 5 6 6 2 1 – 1
DO* 4/* 4 Do(a , b+w, Hy ) – – – – – – – – – – –
DO* 4/* 5 Do(a+w, b+w, 1 – – – – 3 1 1 – – –
Hy+w, Jo+w)
DO* 5/* 5 Do(a+w, b , Jo ) – 1 – – – – – – – – –
†w, weak.
531
532
M. Silvy et al
Table II. Allele frequencies in African ethnic groups.
Non-pygmies Pygmies
Mandenka Dogon Fulani Yoruba Akwa Kuyu Mbochi Bantu N.E. Biaka pygmies Tswa pygmies Mbuti pygmies
Ethnic group n = 24 n = 101 n = 46 n = 25 n = 60 n = 50 n = 51 n = 12 n = 36 n = 61 n = 15
Country Senegal Mali Mali Nigeria Congo-B Congo-B Congo-B Kenya

Location in Africa West West West West Central Central Central East CAR Congo-B DRC
Allele (antigen) CO*1 Co(a+) 1 1 1 1 1 1 099 1 099 1 1

CO*2 Co(b+) 0 0 0 0 0 0 001 0 001 0 0
LU*1 Lu(a+) 004 001 001 0 003 001 002 004 008 0 003
LU*2 Lu(b+) 096 099 099 1 097 099 098 096 092 1 097
CROM*+1 Cr(a+) 098 098 098 098 097 098 099 096 096 1 087
CROM* 1 Cr(a ) 002 002 002 002 003 002 001 004 004 0 013
DO*1 Do(a+) 019 016 024 026 018 011 012 025 007 017 0
DO*2 Do(b+) 056 074 066 062 073 067 075 058 079 075 097
DO* 4 Hy 010 006 007 004 004 013 006 004 013 007 0
DO* 5 Jo(a ) 015 003 003 008 005 009 007 013 001 0 003
KN*3 McC(a+) 075 070 060 076 071 075 075 088 085 061 087
KN*6 McC(b+) 025 030 040 024 029 025 025 013 015 039 013
KN*4 Sl(a+) 008 030 035 024 029 031 031 042 0·47 0·04 033
KN*7 Vil+ 092 060 065 076 071 069 069 058 0·53 0·96 067
Difference in Dombrock alleles distribution between Mbuti ethnicity and pygmy-group is shown in italics (see Table III). Differences in KN*4/KN*7 alleles distribution between Biaka ethnicity and
pygmy-group and between Tswa ethnicity and pygmy-group are underlined (see Table III).

Table III. Geographic distribution of allele frequencies in Africa and comparison with published data.

Non pygmies
Western Eastern African Black

Mean West- Central- East- Hadza Hadza American Teke Detroit
Pygmies Africa Africa Africa Africa (Tanzania) (Tanzania) (USA)† (Congo) Gambia Malawi donors
Ethnic group/origin/Location n = 112 n = 369 n = 196 n = 161 n = 12 n = 162 n = 102 n = 223 n = 41 n = 853 n = 395 n = 8858 Black
Allele CO*1 Co(a+) 0996 0999 1 098 1 1

(antigen) CO*2 Co(b+) 0004 0001 0 002 0 0
LU*1 Lu(a+) 003 002 0 003 004 004 007 003 002
LU*2 Lu(b+) 097 098 098 098 096 096 093 097 098
CROM*+1 Cr(a+) 097 098 098 098 096 098 >09
CROM* 1 Cr(a ) 003 002 002 002 004 002 <01
DO*1 Do(a+) 012 017 002 014 025 031 018 033
DO*2 Do(b+) 079 070 069 072 058 069 071 067
DO* 4 Hy 008 007 006 007 004 004 007 <01
DO* 5 Jo(a ) 001 006 005 007 013 004 004 <01
KN*3 McC(a+) 072 072 076 074 087 061 031 075
KN*6 McC(b+) 028 028 024 026 013 039 069 025
KN*4 Sl(a+) 0·22 029 028 030 042 020 011 038
KN*7 Vil+ 0·78 071 072 070 058 080 089 062
Reference This study (Tills (Tills (Hashmi (Chapel- (Zimmerman (Fitness (Daniels, (Reid
et al, 1982) et al, 1982) et al, 2007) Fernandes et al, 2003) et al, 2004) 2002) et al, 2012)
et al, 2009)
†Volunteer donors self-identifying their ethnicity. Differences in Dombrock and KN*4/KN*7 alleles distribution between pygmy- and non-pygmy Africans are shown in bold. Difference in Dombrock
alleles distribution between Mbuti ethnicity and pygmy-group is shown in italics (see Table II). Differences in KN*4/KN*7 alleles distribution between Biaka ethnicity and pygmy-group and between
Tswa ethnicity and pygmy-group are underlined (see Table II).
533
M. Silvy et al
(Table II and III) because (i) the frequency of Dombrock Investigation of the Cra antigen encoded by CROM*+1
alleles differed between Mbuti ethnicity and pygmy group allele has been hindered by the lack of specific detection
(P = 0042) and (ii) the frequency of KN*4/KN*7 alleles dif- antibodies. Perusal of clinical data shows that all reports of
fered between the Tswa and Biaka ethnicities and the pygmy anti-Cra have involved Black people except for one case that
group (P = 00001 and 0009, respectively). described detection in the serum of a Spanish-American
woman (Smith et al, 1983). In a cohort of 8858 black donors
from Detroit, two were Cr(a ) for an allele frequency of
Discussion
15% (Daniels, 2002). In our African cohort, CROM* 1
Ethnic variations in RBC antigens can lead to alloimmuni- allele frequency ranged from 0% to 4% in all ethnic groups
zation, especially in migrant populations and patients with except in Mbuti pygmies, in whom it was 13%. This unprece-
sickle cell anaemia. Most studies of blood groups in Blacks dentedly high rate suggests the possibility of a high-frequency
have been carried out in Afro-Americans who have Cauca- Cr(a ) phenotype ethnic group. The main implication of this
sian admixture (Solovieff et al, 2011). Large-scale genotyp- finding is that some African people may be at high risk for
ing data are lacking for African populations. This is the immunization to the high-prevalence Cra antigen. Impor-
first report not only to describe frequencies of alleles encod- tantly in this regard, there is no firm evidence that anti-Cra
ing some of the high- and low-prevalence antigens in has caused a HTR and, despite stimulation during pregnancy,
Sub-Saharan populations but also to assess variations in there have been no cases of anti-Cra related HDFN. Transfu-
allele frequency in cohorts clearly identified in relation to sion with antigen-negative blood need only to be considered
their location and ethnic origin. In this study, a total of in patients showing a high antibody titre (Daniels et al,
481 samples were genotyped for 24 alleles belonging to nine 2002). However, anti-Cra may mask the clinically relevant
blood group systems and included 112 samples from alloantibodies.
pygmies and 369 from non-pygmy ethnic groups living in The high KN*6 and KN*7 allele frequencies observed in
West- (n = 196), Central- (n = 161) and East-Africa this study were consistent with those previously reported in
(n = 12). West Africa (Moulds et al, 2000; Zimmerman et al, 2003).
The absence of DI*1, DI*3, SC*2, LW*7, and KN*2 in However, the KN*4 and KN*7 allele frequencies in Mali were
populations from African descent is consistent with previous significantly different (P = 00287) from those described by
reports. The DI*1 allele is known to be present only in popu- Moulds et al (2000). A possible explanation for this discrep-
lations of Mongolian descent, i.e., Chinese, Japanese, and ancy is that our population included two of the more than
American Indian (Zelinski, 1998). The SC*2 allele has been 20 Malian ethnic groups whereas Moulds et al (2001) studied
found in Caucasian and Hispanic Americans but has not yet a cohort of 99 samples of unspecified ethnic origin. Knops
been described in African populations (Hashmi et al, 2007). alleles may have evolved under selective pressure in malaria-
The LW*7 allele is considered as a “Baltic marker” occurring endemic areas of Africa. In support of this hypothesis, indi-
in Northern European populations, e.g. about 5% of Finns viduals with the KN*7/*7 genotype, which confers the Sl
(Hermand et al, 1995; Sistonen et al, 1999). The KN*2 allele (a ), Vil+ phenotype, showed decreased susceptibility to
has not been detected in either West Africans or Malians cerebral malaria (Thathy et al, 2005). Similarly, Noumsi et al
(Moulds et al, 2000). (2011) reported that individuals heterozygous for KN*3 and
None of the Africans in our cohort was positive for YT*2 KN*6 alleles were more resistant to M. tuberculosis infection.
allele. This finding was unexpected because the frequency of These survival advantages could account for the high
the YT*2 allele in donor samples from self-identified Afro- frequencies of KN*7 and, to a lesser extent, of KN*6 alleles
Americans, i.e., 22%, had predicted a total of 20 YT*1/*2 in the endemic countries investigated. Knops system antibod-
samples in our cohort of 481 individuals (Tossas et al, 2008). ies are rarely, if ever, clinically significant because no case of
Given that YT*2 frequency in Caucasians is 38% (Byrne & HTR and/or HDFN has been associated with Knops antigens.
Byrne, 2004), this discrepancy between predicted and Nevertheless, detection of high KN*6 and KN*7 frequencies
observed data could be explained by Caucasian admixture in in Africans underlines the high risk for alloimmunization in
Afro-Americans. people of African origin living in Caucasian countries.
The low frequency of CO*2 alleles was concordant with Analysis of the Dombrock system demonstrated extensive
previously published data in Afro-Americans, Caucasians and polymorphism in Africans. In agreement with a previous
Tanzanian Hadzas (Tills et al, 1982; Hashmi et al, 2007), report by Chapel-Fernandes et al (2009), we noted a highly
suggesting that the immunization risk for the Colton blood uneven distribution of DO*1 (range, 0–26%) and DO*2
group system is comparable in Black Africans, Afro-Ameri- alleles (range, 56–97%) in all subgroups. In many eth-
cans and Caucasians. The frequency of LU*1 allele, encoding nic groups, DO* 4 and DO* 5 alleles (encoding Hy and
Lua antigen, was generally comparable to that of Europeans Jo antigens, respectively) showed frequencies of 10% or
(2%), but higher levels were noted in Biaka pygmies (8%) as more, leading to a calculated frequency >1% for homozygous
previously reported in some ethnic sub-groups (Tills et al, individuals. Given that Dombrock antigens have been impli-
1982). cated in both immediate and delayed transfusion reactions,

this finding highlights the necessity of screening in all African African from Caucasian populations and illustrates the
groups, regardless of geographic or ethnic origin. Some other genetic heterogeneity of African ethnic populations in terms
Dombrock alleles, for which the frequency and clinical rele- of allele frequency. A major implication of this is that ethnic
vance are unknown, have not been investigated (Baleotti origin is more pertinent than geographical origin in predict-
et al, 2006; Hashmi et al, 2007; Chapel-Fernandes et al, 2009; ing which high-prevalence antigen is likely to be absent. This
Costa et al, 2010; Mayer et al, 2010). finding is important for transfusion management in Africa as
This study provides additional proof of the need to search well as in countries hosting migrant populations. It can also
for Holley and Joseph negative antigens, encoded by DO* 4 be useful for donor screening to identify antigen-negative
and DO* 5 alleles, respectively, in Black individuals. Our blood needed for anti-Lub and -Cob patients as well as in
data on the Lutheran, Cromer and Knops blood groups indi- case of strong examples of anti-Hy, -Joa or anti-Cra.
cate that some African groups are at high risk for developing
antibodies against these antigens. Although these antibodies
Disclosure and conflicts of interest
are not currently considered as clinically significant, they
may mask relevant alloantibodies against RBCs. Altogether, All authors declare they have no conflict of interest in the
the results of blood group genotyping clearly distinguish subject matter of their article.
References Hashmi, G., Shariff, T., Zhang, Y., Cristobal, J., Miller, L.H. (2001) Molecular identification of
Chau, C., Seul, M., Vissavajjhala, P., Baldwin, Knops blood group polymorphisms found in
Badjie, K.S., Tauscher, C.D., van Buskirk, C.M., C., Hue-Roye, K., Charles-Pierre, D., Lomas- long homologous region D of complement
Wong, C., Jenkins, S.M., Smith, C.Y. & Stubbs, Francis, C. & Reid, M.E. (2007) Determination receptor 1. Blood, 97, 2879–2885.
J.R. (2011) Red blood cell phenotype matching of 24 minor red blood cell antigens for more Noumsi, G.T., Tounkara, A., Diallo, H., Billingsley,
for various ethnic groups. Immunohematology, than 2000 blood donors by high-throughput K., Moulds, J.J. & Moulds, J.M. (2011) Knops
27, 12–19. DNA analysis. Transfusion, 47, 736–747. blood group polymorphism and susceptibility to
Baleotti, W., Rios, M., Reid, M.E., Hashmi, G., Hermand, P., Gane, P., Mattei, M.G., Sistonen, P., Mycobacterium tuberculosis infection. Transfu-
Fabron, A., Pellegrino, J. & Castilho, L. (2006) Cartron, J.P. & Bailly, P. (1995) Molecular basis sion, 51, 2462–2469.
Dombrock gene analysis in Brazilian people and expression of the LWa/LWb blood group Reid, M.E., Lomas-Francis, C. & Olsson, M.L.
reveals novel alleles. Vox Sanguinis, 91, 81–87. polymorphism. Blood, 86, 1590–1594. (2012) The Blood Group Antigens. Fact Book.
Byrne, K.M. & Byrne, P.C. (2004) Other blood Higgins, J.M. & Sloan, S.R. (2008) Stochastic mod- Academic Press, Elsevier, San Diego, CA.
group system Diego, YT, Xg Scianna, Dom- eling of human RBC alloimmunization: evidence Silvy, M., Di Cristofaro, J., Beley, S., Papa, K., Rits,
brock, Colton, Landsteiner-Wiener and Indian. for a distinct population of immunologic M., Richard, P., Chiaroni, J. & Bailly, P. (2011)
Immunohematology, 20, 50–58. responders. Blood, 112, 2546–2553. Identification of RHCE and KEL alleles in large
Chapel-Fernandes, S., Callebaut, I., Halverson, Howes, R.E., Patil, A.P., Piel, F.B., Nyangiri, O.A., cohorts of Afro-Caribbean and Comorian donors
G.R., Reid, M.E., Bailly, P. & Chiaroni, J. (2009) Kabaria, C.W., Gething, P.W., Zimmerman, by multiplex SNaPshot and fragment assays: a
Dombrock genotyping in a native Congolese P.A., Barnadas, C., Beall, C.M., Gebremedhin, transfusion support for sickle cell disease patients.
cohort reveals two novel alleles. Transfusion, 49, A., Ménard, D., Williams, T.N., Weatherall, D.J. British Journal of Haematology, 154, 260–270.
1661–1671. & Hay, S.I. (2011) The global distribution of the Singh, K.K. & Spector, S.A. (2007) Fidelity of
Costa, F.P., Hue-Roye, K., Sausais, L., Velliquette, Duffy blood group. Nature Communications, 2, whole-genome amplification of blood spot DNA
R.W., Da Costa Ferreira, E., Lomas-Francis, C. 266. for HLA typing and SNP analyses. Clinical
& Reid, M.E. (2010) Absence of DOMR, a new Lomas-Francis, C. & Reid, M.E. (2010) The Dom- Genetics, 72, 156–159.
antigen in the Dombrock blood group system brock blood group system: a review. Immunohe- Sistonen, P., Virtaranta-Knowles, K., Denisova, R.,
that weakens expression of Do(b), Gy(a), Hy, matology, 26, 71–78. Kucinskas, V., Ambrasiene, D. & Beckman, L.
Jo(a), and DOYA antigens. Transfusion, 50, Mayer, B., Thornton, N., Y€ urek, S., Wylie, D., (1999) The LWb blood group as a marker of
2026–2031. Hue-Roye, K., Poole, J., Bartolm€as, T., Salama, prehistoric Baltic migrations and admixture.
Creary, L.E., Girdlestone, J., Zamora, J., Brown, J. A., Lomas-Francis, C., Velliquette, R.W., Human Heredity, 49, 154–158.
& Navarrete, C.V. (2009) Molecular typing of Yazdanbakhsh, K. & Reid, M.E. (2010) New Smith, K.J., Coonce, L.S., South, S.F. & Troup, G.M.
HLA genes using whole genome amplified DNA. antigen in the Dombrock blood group system, (1983) Anti-Cra: family study and survival of chro-
Transfusion, 49, 57–63. DOYA, ablates expression of Do(a) and weakens mium-labeled incompatible red cells in a Spanish-
Daniels, G. (ed.) (2002) Human Blood Groups. expression of Hy, Jo(a), and Gy(a) antigens. American patient. Transfusion, 23, 167–169.
Blackwell Science, Oxford. Transfusion, 50, 1295–1302. Solovieff, N., Hartley, S.W., Baldwin, C.T., Klings,
Daniels, G., Poole, J., de Silva, M., Callaghan, T., Moulds, J.M., Kassambara, L., Middleton, J.J., E.S., Gladwin, M.T., Taylor, J.G., Kato, G.J.,
MacLennan, S. & Smith, N. (2002) The clinical Baby, M., Sagara, I., Guindo, A., Coulibaly, S., Farrer, L.A., Steinberg, M.H. & Sebastiani, P.
significance of blood group antibodies. Transfu- Yalcouye, D., Diallo, D.A., Miller, L. & (2011) Ancestry of African Americans with
sion Medicine (Oxford, England), 12, 287–295. Doumbo, O. (2000) Identification of comple- sickle cell disease. Blood Cells, Molecules, &
Fitness, J., Floyd, S., Warndorff, D.K., Sichali, L., ment receptor one (CR1) polymorphisms in Diseases, 47, 41–45.
Mwaungulu, L., Crampin, A.C., Fine, P.E. & west Africa. Genes and Immunity, 1, 325–329. Thathy, V., Moulds, J.M., Guyah, B., Otieno, W. &
Hill, A.V. (2004) Large-scale candidate gene Moulds, J.M., Zimmerman, P.A., Doumbo, O.K., Stoute, J.A. (2005) Complement receptor 1
study of leprosy susceptibility in the Karo- Kassambara, L., Sagara, I., Diallo, D.A., polymorphisms associated with resistance to
nga district of northern Malawi. American Atkinson, J.P., Krych-Goldberg, M., Hauhart, severe malaria in Kenya. Malaria Journal, 4, 54.
Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 71, R.E., Hourcade, D.E., McNamara, D.T., Tills, D., Kopec, A.C., Warlow, A., Barnicot, N.A.,
330–340. Birmingham, D.J., Rowe, J.A., Moulds, J.J. & Mourant, A.E., Marin, A., Bennett, F.J. &
ª 2013 John Wiley & Sons Ltd 535

M. Silvy et al
Woodburn, J.C. (1982) Blood group, protein, Westhoff, C.M. (2008) The potential of blood Zimmerman, P.A., Fitness, J., Moulds, J.M.,
and red cell enzyme polymorphisms of the Had- group genotyping for transfusion medicine prac- McNamara, D.T., Kasehagen, L.J., Rowe, J.A.
za of Tanzania. Human Genetics, 61, 52–59. tice. Immunohematology, 24, 190–195. & Hill, A.V. (2003) CR1 Knops blood
Tossas, E., Baxter, M., Reid, M.E., Charles-Pierre, D. Zelinski, T. (1998) Erythrocyte band 3 antigens group alleles are not associated with severe
& Lomas-Francis, C. (2008) Prevalence of Yt(a-) in and the Diego Blood Group System. Transfusion malaria in the Gambia. Genes and Immunity,
Hispanic blood donors. Immunohematology, 24, 27. Medicine Reviews, 12, 36–45. 4, 368–373.

Notre cohorte de 147 individus volontaires comprenant 101 Dogons et 46 Peulhs a
été analysée après extraction de l ADN, à l aide du kit Life-Codes RBC-Rare-9 développé par
la société Gen-Probe basée à Nijlen en Belgique. Comme précédemment, ce kit est basé sur
une réaction de PCR multiplexe allèle spécifique (PCR-RSSO) utilisant la technologie Luminex
xMAP. Cet outil ol ulai e a la a a t isti ue d e plo e si ulta e t
polymorphismes à la base des allèles suivants : CO*01/*02, DO*01/*02/*-04/*-05,
SC*01/*02, LU*01/*02, DI*01/*02/*03*/*04, LW*05/*07, YT*01/*02,
KN*01/*02/*03/*04/*06/*07 et CROM*+1/*-1. L i t t de e kit est d ide tifie des all les
codant des antigènes érythrocytaires de haute et basse fréquence pour lesquels ils
e iste t pas de a tifs i u ologi ues a tuelle e t dispo i les.
Expression des antigènes de haute et basse fréquence chez les Dogons et les Peulhs
Il s agit donc de la première évaluation des allèles constituant les systèmes Colton,
Dombrock incluant les variants DO*02.-04 et DO*01.-05, Scianna, Luthéran, Diego,
Landsteiner-Wiener, Cartwright, Knops et Cromer au sein des groupes ethniques Dogons et
Peulhs.
Nos résultats de génotypage des systèmes CO, DO, SC, LU, DI, LW KN et CROM
révèlent que les allèles CO*02, SC*02, DI*01, DI*03, LW*07, YT*02 et KN*02 codant pour
des antigènes de basse fréquence pour les perso es o igi ai es d Af i ue, sont absents des
Dogons et des Peulhs. L e se le des g oupes eth i ues so t do ho oz gotes pou les
allèles CO*01, SC*01, DI*02, DI*04, LW*05 , YT*01 et KN*01 codant respectivement les
antigènes de haute fréquence Co(a+), Sc:1, Di(b+), Wr(b+), LW(a+), Yt(a+) et Kn(a+) (voir
tableaux 23 et 24).
Pou le s st e Do o k, o o se e u e fo te p opo tio d i di idus de
phénotype déduit Do(b+) avec une fréquence allélique de 0,74 chez les Dogons et 0,66 chez
les Peulhs. Ces fréquences sont en accord avec celles observées à la suite de l tude des
Tekes du Congo et des Afro-américains (Chapel-Fernandes et al., 2009; Daniels, 2013b).
Cepe da t, les f ue es de l all le DO*01 observées ici pour les Dogons (0,16) et les
Peulhs (0,24) sont nettement supérieures à la fréquence de 0,073 observée dans la
populatio des do eu s de Ba ako soulig a t l i po ta e de l o igi e eth i ue des
individus. Les allèles D0*02.-04 et DO*01.-05 codant respe ti e e t l a se e des a tig es
de haute fréquence Holley et Joseph, sont identifiés dans les deux groupes à des niveaux de
113
fréquences attendus. Un seul individu Dogon est génotypé DO*01.-05 homozygote ce qui
prédit un phénotype rare Joseph-négatif.
Pou le s st e Luth a , o e atte du, l all le LU*01 est peu fréquent, il est
seule e t ide tifi à l tat h t oz gote hez u Dogo et u Peulh.
Bien que tous les Dogons et Peulhs soie t ho oz gotes pou l all le KN*01, on
o se e l e se le des o i aiso s d e p essio des a tig es de haute f ue e
McCa/McCb et Sla/Vil. Ainsi, en parallèle des génotypes homozygotes pour chacun des allèles,
le génotype hétérozygote KN*03/*06 est identifié chez 38 des 101 Dogons et 27 des 46
Peulhs, et le génotype hétérozygote KN*04/*07 chez 44 Dogons et 22 Peulhs. Ceci illustre la
grande diversité des phénotypes du système Knops au sein des populations originaires
d Af i ue alo s ue seuls les a tig es M C a et Sla sont prépondérants dans les populations
européennes. Il est à noter que les fréquences des allèles KN*04 et KN*07 sont
significativement différentes (P= . de elles appo t es e pa l uipe de
Moulds. Cepe da t, l a se e de sp ifi it eth i ue des ha tillo s i estigu s pa
Moulds pourrait expliquer cette différence (Moulds et al., 2001). E fi , l e se le des
i di idus des deu g oupes eth i ues so t p dits positifs pou l e p essio de l a tig e de
haute f ue e C a+ sulta t tous d u g ot pe ho oz gote pou l allèle CROM*+1 à
l e eptio de Dogo s et Peulhs génotypés hétérozygote CROM*+1/*-1. A titre
comparatif, le phénotype Cr(a+) est prépondérant en Europe.
Afin de conforter nos résultats et comme la plupart des études de groupes sanguins
érythrocytaires ont été effectuées antérieurement à pa ti d Afro-Américains (Solovieff et
al., 2011), ous a o s d id d te d e le génotypage à 9 autres groupes ethniques
d Af i ue su saha ie e à savoir 6 groupes non-pygmoïdes les Mandenkas du Sénégal, les
Yoruba du Nigéria, les Akwas, les Kuyus, les Mbochis du Congo-Brazaville et les Bantus du
Kenya, et 3 groupes pygmoïdes les Tswas du Congo-Brazaville, les Mbutis de la République
Démocratique du Congo et les Biakas de la République Centre Africaine.
Cette app o he doit ous pe ett e d alue les a iatio s de fréquence entre des
cohortes clairement identifiées géographiquement et pour leur origine ethnique en Afrique
subsaharienne.
114
Tableau 23 : Génotypes et phénotypes déduits observés chez les Dogons Tableau 24 : Fréquences alléliques chez les Dogons et les Peulhs
et les Peulhs.
Système Génotype Phénotype déduit Groupe ethnique Allèle Antigène Groupe ethnique
Dogon Peulh Dogon Peulh
n=101 n=46 n=101 n=46
Colton CO*01/*01 Co(a+, b-) 101 46 CO*01 Co(a+) 1 1
DO*01/*01 Do(a+, b-) 1 3
DO*01 Do(a+) 0.16 0.24
DO*01/*02 Do(a+, b+) 24 13
DO*01/*02.-04 Do(a+, b+w) 6 3
DO*02 Do(b+) 0.74 0.66
DO*01/*01.-05 Do(a+, b-) 1 .
Dombrock
DO*02/*02 Do(a-, b+) 58 21
DO*02.-04 Hy- 0.06 0.07
DO*02/*02.-04 Do(a-, b+) 6 3
DO*02/*01.-05 Do(a+w, b+) 4 3
DO*01.-5/*01.-5 Do(a+w, b-, Jo-) 1 . DO*01.-05 Jo(a-) 0.03 0.03
Scianna SC*01/SC*01 Sc:1,-2 101 46 SC*01 Sc1 1 1
LU*01/*02 Lu(a+, b+) 1 1 LU*01 Lu(a+) 0.01 0.01
Luthéran
LU*02/*02 Lu(a-, b+) 100 45 LU*02 Lu(b+) 0.99 0.99
DI*02/*02 Di(a-, b+) 101 46 DI*02 Di(a+) 1 1
Diego
DI*04/*04 Wr(a-, b+) 101 46 DI*04 Wr(b+) 1 1
Lansteiner-Wiener LW*05/*05 LW(a+, b-) 101 46 LW*05 LW(a+) 1 1
Cartwright YT*01/*01 Yt(a+, b-) 101 46 YT*01 Yt(a+) 1 1
KN*01/*01 Kn(a+, b-) 101 46 KN*01 Kn(a+) 1 1
KN*03/*03 McC(a+, b-) 52 14
KN*03 McC(a+) 0.70 0.60
KN*03/*06 McC(a+, b+) 38 27
Knops KN*06/*06 McC(a-, b+) 11 5 KN*06 McC(b+) 0.30 0.40
KN*04/*04 Sla+, Vil- 8 5
KN*04 Sl(a+) 0.30 0.35
KN*04/*07 Sla+, Vil+ 44 22
KN*07/*07 Sla-, Vil+ 49 19 KN*07 Vil+ 0.60 0.65
CROM*+1/ *+1 Cr(a+) 97 44 CROM*+1 Cr(a+) 0.98 0.98
Cromer
CROM*+1/ *-1 Cr(a+) 4 2 CROM*-1 Cr(a-) 0.02 0.02
# w, faible En bleu les allèles de basse fréquence. Les Allèles
absents sont CO*02, SC*02, DI*01, DI*03, LW*07, YT*02 et KN*02.
115
Diversité génétique de 11 groupes ethniques d’Afri ue su saharienne
L i te p tatio des sultats de g ot page des ha tillo s, a t alis e à

travers deux paramètres, premièrement, le caractère pygmoïde (n=112) et non-pygmoïde
(n=369) de chaque groupe ethnique sachant que les pygmées sont distincts
anthropologiquement, et, deuxièmement la répartition géographique en Afrique
subsaharienne des populations vivants à l Ouest = , au Ce t e = et à l Est = .
Les génotypes et phénotypes déduits dans les différents groupes ethniques sont présents
da s le Ta leau I de l a ti le. Les f ue es des diff e ts all les et leu s dist i utio s à
t a e s l Af i ue subsaharienne so t appo t es da s les Ta leau II et III de l a ti le.
Pou l a al se des sultats, la thodologie sui a te est appli u e. Le test e a t de
Fisher est utilisé pour la comparaison de la distribution des fréquences de chaque antigène
(http: //aoki2.si.gunma-u.ac.jp/exact/exact.html). Pour chaque système, les fréquences des
différents allèles sont comparées entre le groupe pygmoïde (n=112) et le groupe non-
pygmoïde (n=369). Les fréquences alléli ues des zo es Ouest, Ce t e et Est de l Afrique
subsaharienne sont comparées aux fréquences des Africains non-pygmoïdes. Les fréquences
des allèles sont également comparées entre les groupes ethniques au sein des zones Ouest
et Ce t e à l e lusio de la zo e Est ui i lut u e seule eth ie. E fi les fréquences
alléliques des pygmoïdes Biakas, Tswas et Mbutis sont comparées aux fréquences du groupe
pygmoïde pour évaluer l'hétérogénéité des pygmées. Les différences présentant une valeur
P inférieure ou égale à 0,05 sont considérées comme statistiquement significatives.
- Des allèles absents

Comme précédemment observé chez les Dogons et les Peulhs, aucun des nouveaux
ha tillo s a al s s = est po teu des all les SC*02, DI*01, DI*03, LW*07, YT*02 et
KN*02 oi Ta leau I de l a ti le . Les absences de ces allèles sont en accord avec les
données de la littérature.
L all le SC*02 allèle est a e hez les Eu op e s et les Hispa i ues d A i ue et a
jamais été observé en Afrique (Hashmi et al., 2007). L all le DI*01 est uniquement présent
dans les populations d'origine Mongole, à savoir, les populations chinoises, japonaises et les
Indiens d'Amérique (Zelinski, 1998). L all le LW*07 est un "marqueur Baltique" présent dans
les populations d'Europe du Nord (Hermand et al., 1995; Sistonen et al., 1999). De façon
116
su p e a te, au u de os ha tillo s est positif pou l all le YT*02 alo s u il a t
rapporté des fréquences de 0,02 pour les donneurs auto-identifiés Afro-américains et 0,038
pour les Européens (Byrne and Byrne, 2004). Cette diff e te peut s i te p te via le
métissage. Enfin, l'allèle KN*02 est d it pou t e a se t de l Africain de l'Ouest et du Mali
(Moulds et al., 2000).
Basses fréquences dans tous les groupes ethniques pour les allèles CO*02 et LU*01.
- L all le CO*02 a été identifié uniquement à l tat h t oz gote chez deux individus :
un pygmoïde Biaka et un Mbochi. Cette faible fréquence CO*02 est concordante avec les
données publiées précédemment pour les Afro-Américains, les Caucasiens et les Hadzas de
Tanzanie (Hashmi et al., 2007; Tills et al., 1982), ce qui suggère que le risque d allo-
immunisation est comparable pour les Africains, les Afro-Américains et les Européens.
- Pou l all le LU*01, un seul pygmoïde Biaka présente un génotype homozygote
LU*01/*01 à la base du phénotype rare Lu(a+b-). Le genotype hétérozygote LU*01/*02 a été
identifié au total chez 17 individus appartenant à la plupart des groupes ethniques étudiés
(voir Tableau I de l a ti le). Les 25 Yorubas et les 61 pygmoïdes Tswas sont tous de génotype
LU*02/*02. Globalement, la fréquence allélique LU*01 varie de 0 chez les Yorubas et les
pygmoïdes Tswas, à 0,08 chez les pygmoïdes Biakas. Elle est du même ordre chez les
Européens (0,02). Des fréquences plus élevées ont été observées dans les populations
Hadzas de l Est et de l Ouest de la Ta za ie (Tills et al., 1982).
Grandes variations de fréquence pour les allèles des systèmes Cromer, Dombrock et Knops
- La f ue e de l all le CROM*1 est fai le < , da s l e se le des g oupes
eth i ues à l e eptio des p g oïdes M utis , do t u i di idu p se te un génotype
homozygote CROM*-1/*-1 à la base du phénotype déduit Cr(a-). Cette fréquence élevée
sous entend une plus grande fréquence du phénotype Cr(a-) pour certains Africains avec un
haut is ue d allo-immunisation vis-à- is de l a tig e de haute f équence Cr(a+). Les
données cliniques montrent que les allo-anticorps anti-Cra sont tous identifiés chez des
Af i ai s à l e eptio d u as su e u hez u e femme hispano-américaine (Smith et al.,
1983). Pa all le e t, il a pas d l e t solide pou affi e ue es allo-anticorps sont
à l o igi e de a tio h ol ti ue t a sfusio elle ou de la aladie h ol ti ue du fœtus
et du nouveau- . Cepe da t, ils peu e t pa fois as ue d aut es allo-anticorps
117
pe ti e ts. Pou le patie t p se ta t u tit e le d anti-Cra, la t a sfusio d u it s de
phénotype Cr(a-) doit être envisagée.
- L'a al se du s st e Do o k o t e u e plus g a de di e sit d all les hez les

Africains que chez les Européens. En concordance avec des données précédentes du
laboratoire (Chapel-Fernandes et al., 2009), nous observons une répartition des allèles
DO*01 et DO*02 t s i gale da s tous les g oupes eth i ues. La f ue e de l all le
DO*01 varie de zéro chez les pygmoïdes Mbutis à 0,26 chez les Yorubas et la fréquence de
l all le DO*02 varie de 0,56 à 0,97 chez les pygmoïdes Mbutis. Les allèles DO*02.-04 et
DO*01.-05 codant respectivement pour le phénotype Holley-négatif et Joseph-négatif
montrent soit des fréquences nulles (pygmoïdes Mbutis et Tswas), soit des fréquences
supérieures à 0,10 (pygmoïdes Biaka et Kuyus, non-pygmoïdes Mandenkas) conduisant à une
f ue e th o i ue sup ieu e à % d i di idus homozygotes. Da s l e se le de ot e
cohorte, un seul Dogon présente un phénotype déduit Joseph-négatif alors que cinq
génotypes hétérozygotes DO*02.-4/DO*01.-5 sont identifiés. Sachant que les antigènes
Dombrock sont impliqués dans des réactions transfusionnelles immédiates ou retardées, il
se ait essai e da s l a solu de typer l e se le des Af i ai s, i d pe da e t de leu
origine géographique ou ethnique.
Il est à noter, u il e iste d aut es all les Do o k pou les uels la f ue e et la
pe ti e e li i ue so t aujou d hui i o us et ui o t pas t e he h s da s ot e
étude (Baleotti et al., 2006; Chapel-Fernandes et al., 2009; Costa et al., 2010; Hashmi et al.,
2007; Mayer et al., 2010).
- Les fréquences élevées des allèles KN*06 et KN*07 observées dans notre étude sont
en accord avec celles précédemment rapportées e Af i ue de l Ouest à l e eptio du Mali
(Moulds et al., 2000; Zimmerman et al., 2003). La fréquence de l'allèle KN*06 est supérieure
ou égale à 0,25 dans la moitié des groupes ethniques allant de 0,13 pour les pygmées Mbuti
Bantu jusqu'à 0,40 pour les Peulhs. L all le KN*07 montre également une large gamme de
fréquences de 0,96 pour les pygmoïdes Tswas à 0,53 pour les pygmoïdes Biakas. Les
génotypes hétérozygotes associés KN*03/*06 et KN*04/*07 sont observés au total chez 71
individus (14,76%) incluant 20 Dogons, 16 Peulhs, 11 Akwas, 5 Mbochis, 4 Kuyus, 4 Yorubas,
1 Bantou, 1 Mandenka et 9 pygmoïdes soit 5 Biakas, 2 Mbutis et 2 Tswas.
118
La grande diversité des phénotypes Knops en Afrique subsaharienne pourrait résulter
d u e pression sélective via les gio s i palud es d où i e t les populatio s. À l'appui de
cette hypothèse, les individus de génotype KN*07/*07 qui confère le phénotype Sla-, Vil+,
montrent une sensibilité réduite à la forme cérébrale du paludisme (Thathy et al., 2005). De
même, les individus de génotypes hétérozygotes KN*03/*06 sont plus résistants à l'infection
par Mycobacterium tuberculosis (BK, bacille de Koch) (Noumsi et al., 2011). Ces adaptations
pou aie t e pli ue e pa tie la fo te p ale e de l all le KN*07, et dans une moindre
esu e, de l all le KN*06 dans ces régions endémiques. Parallèlement, les anticorps du
système Knops sont rares et non relevants e l a se e de as li i ue appo t . Cepe da t,
les fréquences élevées des allèles KN*06 et KN*07 hez les i di idus d Af i ue
subsaharienne soulignent le risque élevé d'allo-immunisation des Africains vivant en Europe.
Analyse statistique globale

L'analyse statistique a révélé que seules les fréquences moyennes des allèles
Dombrock et KN*04/KN*07 observées pour les pygmoïdes diffèrent de celles des non-
pygmoïdes (P=0,003 et P=0,042, respectivement, Tableau III de l a ti le). Pour les non-
pygmoïdes, une distribution homogène des allèles est mise en évidence lo s ue l o
compare les fréquences de chaque allèle en Afrique sub-saha ie e de l Est, du Ce t e et de
l Ouest au f ue es o e es des o -pygmoïdes. A l oppos , les trois groupes
pygmoïdes affichent clairement une hétérogénéité (voir Tableaux II et III de l a ti le : (i) les
fréquences des allèles Dombrock diffèrent entre les pygmoïdes Mbutis et le groupe
pygmoïde (P=0,042) et (ii) les fréquences des allèles KN*04/*07 diffèrent entre les
pygmoïdes Tswas et Biakas et le groupe pygmoïde (P=0,0001 et 0,009, respectivement).
Conclusion
Il s agit de la p e i e évaluation des allèles constituant les systèmes Colton,
Dombrock, Scianna, Luthéran, Diego, Landsteiner-Wiener, Cartwright, Knops et Cromer au
sei de populatio s de l Af i ue su saha ie e i lua t des populatio s p g oïdes et o -
pygmoïdes. Cette étude souligne une fois de plus la nécessité de rechercher les allèles
DO*02.-04 et DO*01.-05 codant respectivement pour le phénotype Holley-négatif et Joseph-
négatif chez les pe so es o igi ai e d Af i ue. Pa all le e t, les sultats o e a t les
systèmes Luthéran, Cromer et Knops indiquent que certains groupes Africains sont plus à
119
risque pour développer des allo-anticorps. Bien que ces allo-anticorps ne semblent pas
cliniquement relevant, ils peuvent néanmoins masquer d aut es allo-anticorps dangereux.
Globalement, les résultats de génotypage distinguent clairement les populations
d Af i ue de elles d Eu ope et illust ent l hétérogénéité génétique des groupes ethniques
de l Af i ue su saha ie e e termes de fréquence allélique. Une implication directe de ceci
est que l o igi e eth i ue est plus pertinente que l'origine géographique pour prédire lequel
des a tig es de haute f ue e est sus epti le d t e a se t.
Ce constat est important pour optimiser la transfusion en Afrique ainsi que dans les
pays européens accueillant des populations migrantes en particulier originaires d Af i ue
subsaharienne. Enfin, il peut être utile pour le dépistage de donneurs de phénotype négatif
essai e à l ide tification des spécificités des allo-anticorps sériques de patients comme
par exemple des anti-Lub, -Cob, -Hy, -Joa et –Cra.
120
Synthèse et perspectives
A/ Diversité génétique
1/ Chez les donneurs de Bamako, Mali
Les données de la cohorte de 300 donneurs volontaires et bénévoles de Bamako ont
été analysées. La t a he d âge de 18 à 35 ans est majoritaire (57%) et les donneurs
masculins sont les plus nombreux (96,6%). La répartition des dons révèle que 90% des
donneurs ont effectué plus de 5 dons ; cette fidélisation semble liée au profil
socioéconomique des donneurs et , % d e t e eu o t u i eau d du atio ui leu
pe et d assu e des professions telles qu enseignant incluant les étudiants, commerçant et
chauffeur.
Etant donné que près de 50% de la population malienne a moins de 15 ans avec un taux de
scolarité primaire de 88%, ela le u il e iste ie au Mali u se oi de do eu s u il
s agi a de se si ilise au do a o e et ole pou l app o isio e e t e p oduits
sanguins.
La détermination du phénotype déduit à partir du génotypage des systèmes
érythrocytaires RhCE, Kell, MNS, Kidd, Dombrock et plaquettaire HPA-1 montre que 59,3%
des donneurs, soit 178 expriment un antigène de basse fréquence dont certains sont
fortement immunogènes pour le receveur. On citera pour mémoire les antigènes K, Js(a),
HPA(b) et RH54. Parallèlement, 47 donneurs, soit 15,6% de la cohorte étudiée, e p i ent
pas u a tig e de haute f ue e. A tit e d e e ple, ous a o s ide tifi u i di idu de
g ot pe a e ho oz gote pou l haplot pe (C)ces type 1 associé à l a se e des a tig es
de haute fréquence RH31(hrB) et RH34(HrB et l e pression des antigènes de basse fréquence
‘H VS et ‘H ai si ue l e p essio pa tielle des a tig es C, et e.
Cette tude o fi e l effi a it de la st at gie du g ot page ultiple i lua t des
pol o phis es d appel pou l identification des don eu s a es, ui pe et d a de au
phénotypes déduits des prélèvements. Une corrélation de 99,3% a été observée entre le
phénotype étendu (RhCcEe, K, S/s, Jka/b et Fya/b) d duit du g ot pe et l a al se
phénotypique qui utilise la te h i ue d aggluti ation en gel, ce qui démontre une bonne
aît ise te h i ue de alisatio et d i te p tatio des sultats pa les te h i ie s du
CNTS de Bamako.
121
2/ Chez les Dogons et les Peuhls de la région de Mopti
Da s u se o d olet, l e plo atio du s st e ‘H qui est l u des plus pol o phes
et des plus immunogènes, a été réalisée à partir de deux groupes ethniques les Dogons et
les Peulhs qui sont groupés principalement dans la région de Mopti. Les Dogons, ou Hambés
occupent la région nommée "Pays Dogon" qui va de la falaise de Bandiagara au sud-ouest de
la boucle du Niger. Les Peulhs ou Foulbés so t su tout o e t s à l i t ieu de la ou le
du Niger, dans les cercles de Mopti.
Nos résultats mettent clairement en évidence que la diversité génétique à travers la
diversité allélique et les fréquences de certains allèles RH sont fo tio de l eth i it selon :
i u e fai le f ue e de l all le RHD*DAU0 chez les Peulhs (0,076) comparée à la
fréquence observée chez les Dogons (0,217- , et les aut es oho tes d i dividus
o igi ai e de l Af i ue su saha ie e déjà étudiées (0,164-0,261) (Granier et al., 2013), (ii)
l a se e de l all le h ide RHCE*Ce-(D4)-Ce chez les Dogons alors que la fréquence reste
élevée chez les Peulhs (0,195), et (iii) le caractère antigénique Rh partiel toutes spécificités
confondues (D,C,c,E,e), est plus élevé chez les Peulhs que chez les Dogons (32,6% versus
13,8%). Ceci est en relation directe avec une plus grande diversité allélique chez les Peulhs
que chez les Dogons.
3/ En Afrique subsaharie e d’Est e Ouest

Dans un troisième olet, l e plo atio des allèles codant pour les antigènes de haute
et basse fréquence des systèmes Colton, Dombrock, Scianna, Luthéran, Diégo, Landsteiner-
Wiener, Knops et Cromer, a été réalisée pour la première fois à partir de 11 groupes
ethniques (8 groupes non-pygmoïdes et 3 groupes pygmoïdes) pa tis d Est e Ouest de
l Af i ue su saha ie e.
L'analyse statistique des résultats a révélé que seules les fréquences moyennes des
allèles Dombrock et KN*04/KN*07 observées chez les pygmoïdes diffèrent significativement
de celles des non-pygmoïdes (P=0,003 et P=0,042, respectivement). Pour les 8 groupes non-
pygmoïdes, une distribution homogène des allèles est mise en évidence lo s ue l o
compare les fréquences de chaque allèle en Afrique sub-saha ie e de l Est, du Ce t e et de
l Ouest par rapport aux fréquences moyennes des non-p g oïdes. A l oppos , les 3 groupes
pygmoïdes affichent clairement une hétérogénéité : (i) les fréquences des allèles Dombrock
diffèrent entre les pygmoïdes Mbutis et le groupe pygmoïde (P=0,042) et (ii) les fréquences
122
des allèles KN*04/*07 diffèrent entre les pygmoïdes Tswas et Biakas et le groupe pygmoïde
(P=0,0001 et 0,009, respectivement).
Parallèlement, nos résultats concernant les systèmes Dombrock, Luthéran, Cromer et
Knops mettent en évidence que certains groupes Africains sont plus à risque pour
développer des allo-anticorps.
Glo ale e t, l e se le des résultats est u aut e e e ple d tude ui disti gue
clairement les populations d Af i ue su saha ie e de elles d Eu ope pa des diff e es
de f ue es des all les d fi issa t la di e sit g ti ue d u e populatio pa appo t à
une autre.
Une conséquence directe de cette recherche est ue la o aissa e de l o igi e
ethnique est plus pe ti e te ue l o igi e g og aphi ue pou opti ise la t a sfusio e
Af i ue et da s les pa s eu op e s a ueilla t des populatio s d Af i ue su saha ie e.
L e e ple le plus flag a t est l all le h ide RHCE*Ce-(D4)-Ce à la ase d u ph ot pe rare
RH:32, -46 qui prédomine chez les Peulhs alo s u il est a se t chez les Dogons.
B/ L’Af i ue su saha ie e
Selon les organisations de coopération de développement et financières (banques),
la situation économique de l Af i ue subsaharienne reste stagnante. Ceci résulte le plus
souvent de la défaillance du système financier, conduisant à u et ait de l État de ses
fonctions régaliennes. Pa all le e t, l eth i it o posa te problématique phare du
o ti e t Af i ai est aujou d hui source de crise à l helle atio ale étatique et
internationale. Beaucoup de pays africains s'efforcent à résoudre les questions relatives à
l'ide tit eth i ue et à la atio alit afi d assu e u d eloppe e t gal de toutes les
communautés. Il est cependant difficile de combler le retard économique, social,
démocratique et culturel sans dépasser la problématique de l'identité ethnique qui a été
exacerbée dans le passé par le régime colonial. Ainsi, ces dix dernières années, le nombre de
mal nourris a augmenté et on enregistre le plus fort taux de mortalité infantile dû à la
malnutrition et aux maladies. Les pe so es pau es o t pas les o e s de se so ti de
leur statut de pauvreté. Or pour améliorer leur bien- t e, il suffit d accroître leur
productivité en investissant dans leur éducation et leur état de santé. Ainsi, bon nombre de
pa s d Af i ue ont opté pour l a s à l eau pota le, l assai isse e t, les soi s p i ai es de
123
santé via des campagnes de vaccination et des initiatives pour une maternité sans risque
sa s ou lie l du atio de leur jeunesse.
Le développement africain est également confronté aux turbulences technologiques
(technique, média-image, financier) et idéologiques (idéologie, mobilités transfrontières)
mondiales qui transgressent les territoires, les frontières et les continents. Si ces turbulences
mondiales ne conduisent pas nécessairement à la disparition des distinctions ethniques qui
peuvent se maintenir au-delà des frontières et des échanges interethniques, elles peuvent
par contre concourir à aggraver les déséquilibres existants, entraver le développement et
augmenter le niveau de pauvreté. Ce qui est malheureusement le cas en Afrique
subsaharienne entrainant une marginalisation des populations.
À ces constats, il faut y associer certaines avancés indéniables dans la gestion de sa
démographie qui augmente de façon exponentielle, et des progrès quoique encore fragiles,
vers la démocratisation. Cependant, l Af i ue subsaharienne se trouve confrontée à
d o es défis internes liés aux flu tuatio s de l o o ie o diale. Ainsi, la baisse des
budgets sociaux qui étaient la o s ue e des p og a es d ajuste e t st u tu els
imposés par la Banque Mondiale, a contribué à la paupérisation du budget alloué aux
services de santé de base, par conséquent l a se e de d eloppe e t des se i es de
santé de proximité en particulier vers les populations rurales. Une question pourrait être de
savoir si les Africains parviendront à amorcer le développement sans oublier leur culture et
si les jeunes g atio s fe o t le hoi d li de este au pa s et œu e pou l i t t
général. Quel ues pa s de l Af i ue su saharienne comme le Sénégal, le Burkina Faso, la
Namibie et le Ghana sont sur une voie ascendante.
Quant au Mali, il est un pays en voie de développement avec un faible niveau de
revenu et un taux élevé de pauvreté et même parfois d e t e pau et . Les i di ateu s de
sa t este t p o upa ts au ega d d i po ta tes dispa it s e ista t e t e le ilieu
urbain et rural, les régions et les groupes socioéconomiques. La surmortalité des populations
rurales et des groupes les plus pauvres reste avant tout due à des affections évitables par
une prévention efficace de sa t ui est toujou s pas ise e pla e. U e e ple
emblématique est la transfusio sa gui e ui pei e à se d eloppe e l a se e de elle
politi ue de d eloppe e t et d u fai le e gage e t de l Etat pou e fai e u e p io it
nationale.
124
C/ La transfusion sanguine en Afrique subsaharienne et au Mali
En Afrique subsaharienne beaucoup reste à faire pour la transfusion sanguine dans
u o te te de essou es li it es ota e t pou l adoptio d u e politi ue
transfusionnelle claire et rationnelle avec un maillage territorial en équation avec les
structures hospitalières, l app o isio e e t correct en produits sanguins, l assu a e de la
s u it i fe tieuse, la o pati ilit i u oh atologi ue et l h o igila e.
La transfusion sanguine des pa s d Afrique subsaharienne fait aujou d hui fa e à des d fis
majeurs et multiples.
Le p e ie d e t e eu est le o te te pid iologi ue ui est a u pa u e plus
grande prévalence des pathologies héréditaires du globule rouge comme la drépanocytose,
la β-thalassémie et le déficit en G6PG, les malnutritions, les anémies, les maladies
infectieuses (paludisme, VIH, VHB, VHC, tuberculose, maladie de Chagas, leishmaniose,
de gue, s philis ….et et les a ide ts o st t i au . Ai si, le paludis e est u e des causes
principales de la mortalité infantile en Afrique, et représente une des infections majeures de
t a s issi ilit t a sfusio elle. Cepe da t, l app o isio e e t i suffisa t e p oduit
sa gui su le o ti e t e d p o l ati ue l ide tifi atio et l e lusio des do eu s
parasitémiques. Pour les infections VIH, VHB et VHC, si de nets progrès ont été réalisés pour
s u ise les p oduits sa gui s, la situatio e este pas oi s p o upa te a e p s
d u adulte su i fe t pa le VIH et un adulte sur 10 infecté par le VHC. Parallèlement, la
proportion de la population adulte chroniquement infectée par le VHB est comprise entre 10
et 20%. La tuberculose représente de nos jours un problème majeur de santé publique en
Afrique subsaharienne qui a été aggravé par une longue négligence des autorités sanitaires
ais aussi pa l a oisse e t de la pau et ui est e fo te p og essio da s ette pa tie
du o de. L i ide e esti e de la tu e ulose o tagieuse e Af i ue su saha ie e est
de 149 cas pour 100 ha ita ts soit , l i ide e o diale. I lu ta le e t, le o e
des infections va augmenter dans les prochaines décennies. En effet, l i u od p essio
induite par le VIH est un facteur aggravant de co-infections dans un contexte
épidémiologique multiple, une paupérisation des services de santé et une démographie
galopante et une pauvreté croissante.
Sur un autre plan, le risque de mortalité est de 1 sur 30 pour les femmes enceintes en
Afrique subsaharienne et plus d u illio d e fa ts perdent leur mère chaque année en
raison de manque de soins pendant la grossesse et à l a ou he e t. Chaque année de
125
nombreuses femmes meurent pendant leu g ossesse, de l a ou he e t ou des suites de
couches. Cette mortalité est en partie liée à la relation entre le mauvais comportement du
personnel de santé et les femmes enceintes, l i compétence du personnel, la gestion
inadéquate des ressources, la pauvreté, et très souvent, le manque de disponibilité de
produits sanguins en cas de transfusion en urgence. Parallèlement, les anémies
hémolytiques néo- atales so t d o se atio ou a te da s les se i es de ate it , de
o atologie et de p diat ie. L i o pati ilit foeto- ate elle IFM o stitue l u e des
causes majeures via deux étiologies dominantes : i l i u isatio de la e de
phénotype RhD- gatif o t e le fœtus de ph ot pe ‘hD-positif e l a se e de
prophylaxie systématique réservée aux pays développés, et (ii) les grossesses incompatibles
dans le système ABO. Il faut également souligner que la transfusion des populations de
l Af i ue su saha ie e est o ple ifi e pa u e plus g a de di e sit all li ue o pa e à
celle des pa s d Eu ope : entre autre à l a se e d e p essio d a tig es de haute
fréquence dits "antigènes publics", l e p essio d a tig es de asse f ue e dits
"a tig es p i s" et l e p essio d a tig es pa tiels e pa ti ulie pou le s st e ‘H.
Le second défi est institutionnel via l État pou u e e t age su le d eloppe e t

sanitaire et social à travers un maillage territorial de la transfusion s appu a t su le "Centre
National de la Transfusion Sanguine" (CNTS) associé à des centres périphériques de
olle tes. Si aujou d hui u e tai o e d États o t is e pla e u e st u tu e t pe CNTS
comme au Mali, p i ipale e t i pla t da s leu apitale, l i pla tatio des e t es
périphériques est quasiment inexistante tout comme les collectes mobiles. Les CNTS
existants fonctionnent en grande partie avec du personnel sous qualifié, montrant
systématiquement des carences dans la gestion administrative, la gestion des ressources
humaines et financières, la maintenance des équipements, et la formation du personnel de
la o atoi e. L a se e de p o du e ite et d h o igila e à la ase de la s u it
transfusionnelle est monnaie courante. Se rajoute la rareté de ressources avec des
affectations finales parfois inadaptées au regard de la situation sur le terrain.
Le t oisi e d fi o e e l app o isio e e t correct en produits sanguins et

l assu a e de la s u isatio i u ologi ue et i ologi ue. Aujou d hui, l a al se et la
o p he sio des pa ti ula it s du do eu de sa g de l Af i ue su saha ie e do eu
126
de o pe satio ou fa ilial so t a se tes alo s u elles so t esse tielles à u e
planificatio et u e o ga isatio opti ales de l app o isio e e t e sa g, à la gestio des
stocks de produits sanguins, aux stratégies de leur préparation et de leur qualification
biologique. Pa all le e t, les le ie s de se si ilisatio et d du atio des do eurs de sang
e so t pas a tio s e a o t au i eau de l du atio de sa jeu esse pou te d e e s
une autosuffisance en produits sanguins. Enfin, le dialogue entre le CNTS, le producteur des
produits sanguins, et les hôpitaux utilisateurs, est rarement effectif.
En résumé, le triptyque défini par le contexte du facies épidémiologique de l Af i ue
subsaharienne, les caractéristiques socio- ultu elles des do eu s pou l app o isio e e t
e p oduits sa gui s et l e gage e t politi ue et fi a ie des États lié au contexte
d og aphi ue et de pau et oissa te, i pose d ide tifie au plus ite des st at gies
fortes afin de développe apide e t la t a sfusio . C est u élément de la couverture
sanitaire qui est un levier puissant du bien-être des populatio s, du d a is e i te e d u
pays et par surcroit de son développement interne et international.
D/ Perspectives stratégiques pour la transfusion sanguine au Mali

La mise en place de toute st at gie de d eloppe e t d u e a ti it passe d a o d
obligatoirement par un état des lieux de la situation sur le terrain via des auditeurs
indépendants et compétents dans le domaine afin de fixer des objectifs et des options
stratégiques réalisables en fonction du contexte local et des acteurs. Dans le cadre de la
présente situation, le développement de la transfusion au Mali passera nécessairement par
des partenariats internationaux (le cas du Burkina Faso et la Belgique). Pour le cas du Mali, le
CNTS de Bamako a u g a d esoi d appuis de pa te ai es e t ieurs pour assurer sa phase
de développement ; il suffit de faire le bilan des 10 dernières années pour s e e de
compte. La satisfaction de ce besoin obligera l État alie à planifier une demande sous
fo e d u p og a e de olla o atio pa te a iale. Cette de a de pe ett a d attei d e
les objectifs prioritaires définis. Et, pou e fai e l Etat doit devenir l a teu p i ipal d u e
"dynamique transfusionnelle du dedans pour la santé de tous". Cela i pli ue aujou d hui,
une évolution forte de l Etat malien et des structures sociales vers certainement des
ha ge e ts st u tu els i te es, afi de ad e le ôle, l e gage e t et la espo sa ilit
de tous les a teu s au sei d u e s e gie o u e de résultat. E l a se e de telles
127
dispositions, toute tentative isolée ou en partenariat pourra difficilement aboutir à travers
des logiques accumulatives diverses.
Dès à présent, des orientations stratégiques tenant compte du contexte local
peuvent être identifiées.
- Mener des actions spécifiques en termes de sensibilisation et mobilisation pour
recruter et fidéliser un maximum de donneurs bénévoles, soutenues par des
politiques de ise à dispositio d u udget sp ifi ue auto o e. Les p e i es
i les pou aie t t e l a e, les u i e sit s et les g ands bassins industriels du
pays.
- Mener des actions de ise e pla e d u e se si ilisatio su le do du sa g da s
les établissements scolaires à tous les niveaux (primaires, secondaires et
universitaires) afi d i ul ue la ultu e du do de sa g au sein de la population.
Ai si, e u e ou deu g atio s, l app o isio e e t e sa g à travers des
donneurs bénévoles et volontaires devrait être fortement augmenté.
Parallèlement, développer par étape le maillage territorial de la transfusion à travers
l implantation de structures périphériques légères voire mobiles sachant qu au Mali, on note
l u des plus fai les taux de collectes mobile (13%) (Tagny et al., 2009). En première action,
on peut aussi positio e le us de p l e e t fou i pa l asso iatio de la Fraternité
Malienne en PACA au sein des universités ou des principales casernes pour sensibiliser et
solliciter leurs populations. À terme, le développement de centres polyvalents de soins et de
prélèvements serait un objectif ambitieux et très bénéfique à la fois pour les populations de
proximité mais aussi à l app o isio e e t e p oduit sa gui .
Au sei du CNTS de Ba ako, o e da s de o eu CNTS de l Af i ue
subsaharienne, un manque criant de formation du personnel fait jour à tous les niveaux
administratif, logistique et opérationnel. Pour renverser cette tendance, il est urgent de
mettre en place un projet de coopération avec un tuteur international (type Croix Rouge
Belge, Établissement Français du Sang ou transfrontalière) pour réaliser un réel plan de
formation du personnel à tous les niveaux pour améliorer le dispositif transfusionnel actuel.
Par exemple, u e a tio de oop atio t a sf o tali e a e la Côte d I oi e pou a
également être envisagée afin de bénéficier de leurs programmes de formation en
transfusion à moindre coût. Pour cet objectif de formation prioritaire, le budget de la
128
recherche pourrait être mobilisé pour son financement, sa ha t u au ega d de la situatio
actuelle, la e he he est pas u e p io it e soit da s le o te te sa itai e du pa s.
Une fois cette étape franchie, il faudra mettre en place le système d hémovigilance (HV) qui
est le levier par excellence pour améliorer les trois axes clefs de la sécurité transfusionnelle
qui sont le receveur, le donneur et les processus le long de la chaîne transfusionnelle. Une
premiè e tape se o tise a pa la ise e pla e d u e fi he post-t a sfusio elle d HV
qui a pour but non seulement d a lio e la s u it t a sfusio elle mais aussi de créer un
a al d ha ge e t e le CNTS et les u it s de soi s hôpitau , CS‘ef, li i ues…et
principaux utilisateurs des produits sanguins. Ce a al d ha ge fait cruellement défaut à ce
jour. Parallèlement, la fiche post-t a sfusio elle d HV se a a o pag e d u p og a e
de formation du personnel médical pour son utilisation couplé avec une formation en
matière de transfusion. En effet, en 2012 près de 71 % du personnel soignant toute
at go ie o fo due a ait pas eçu de fo atio e t a sfusio sa gui e. U tel dispositif
devrait permettre une meilleure gestion des ressources en unités de sang, une diminution
des risques encourus par les patients et éliminer certaines pratiques non conventionnelles
au sein des établissements hospitaliers. De surcroît, le lien entre cliniciens hospitaliers et
biologistes de la transfusion devrait pe ett e d assu e de faço o e t e u e su eilla e
sp ifi ue des g ossesses o pli u es d allo-immunisations à risque de retentissement
fœtal.
Dans le cadre des infections transmissibles par transfusion (ITT), toutes les unités de
sang du CNTS de Bamako sont testées depuis 2004, pour le VIH, les virus des hépatites B et
C, et la syphilis (Diarra et al., 2009). À e i eau, des effo ts e doi e t pas oi s t e
pou sui is su l olutio des te h i ues de d pistages se si ilité et spécificité), hors
dépistage génomique viral (DGV), tout en demeurant financièrement accessibles au budget
de la transfusion. Néanmoins, des contrôles de qualité doivent être mis en place pour
esu e l effi a it de es tests et leur bonne mise en pratique par le personnel technique.
Su u aut e olet iologi ue, l a se e de d pistage de l a ie ui est f ue te hez
l Af i ai , e pose sou e t à u is ue h od a i ue hez le do eu et à u e t a sfusio
peu efficace chez le receveur. Sur la même ligne, le trait drépanocytaire, le déficit en G6PD
et le paludisme ne sont pas détectés soit pour des raisons budgétaires comme pour les 2
premiers soit pour une prévalence très élevée qui exclurait la quasi totalité des poches.
Actuellement, la transmission du paludisme par la transfusion peut être diminuée en partie
129
par un traitement préventif du receveur avec des antipaludiques. Da s l a e i , o peut
imaginer une destruction in situ dans la poche de prélèvement via un additif actif contre le
parasite. Parallèlement, il ne faut pas négliger le volet préventif dans la lutte contre le
paludisme à sa oi l li i atio des fa teu s e io e e tau fa o a les au
développement des anophèles femelles, vectrices de la maladie et renforcer la construction
du savoir populaire pour lutter contre le paludisme.
Au CNTS de Bamako, comme dans les autres CNTS, la collecte de sang est presque
exclusivement du sang total destiné à être transfusé tel quel. Ceci montre clairement que la
production de PSL appelée à rempla e la t a sfusio de sa g total souff e e o e d u
d faut d uipe e t et de sa oi fai e te h i ue ui e oie t u e fois de plus au li ites
financières et à la formation du personnel.
Ces diff e ts poi ts e este t pas oi s des o je tifs lefs pour le futur de la
transfusion malienne dans un contexte complexe difficile avec un environnement
épidémiologique particulier, aux limites financières et aux contraintes culturelles
importante.
En collaboration a e l EFSAM et l u it des i us e gents (UMR190) à Marseille, la
poursuite des études sur la séroprévalence des arbovirus (virus en pleine expansion dans le
o de hez les do eu s de sa g de Ba ako e ou s et l pid iologie ol ulai e des
i us ajeu s pe ett o t pa la suite d alue les is ues et d e isage des esu es de
sélection des donneurs, des aspects de prévention et thérapeutique pour les virus majeurs.
Enfin, la sécurité immunologique au Mali peut être mieux améliorée à court terme
par la mise en place du phénotypage Rh-K chez les donneurs de sang, et à long terme par le
ph ot page te du pou la e he he des a tig es des aut es s st es d i t t
transfusionnel en particulier pour les patients drépanocytaires.
130
Références bibliographiques
Akane, A., H. Mizukami, and H. Shiono, 2000, Classification of standard alleles of the MN
blood group system: Vox Sang, v. 79, p. 183-7.
Al Riyami, A. Z., M. Al Salmani, S. Al Hashami, S. Al Mahrooqi, S. Al Hinai, H. Al Balushi, N. Al
Riyami, V. Gowri, T. Al Dughaishi, S. Al Hosni, M. Al-Khabori, K. Al-Farsi, M. Al Huneini,
and S. Alkindi, 2014, Successful management of severe hemolytic disease of the fetus
due to anti-Jsb using intrauterine transfusions with serial maternal blood donations:
a case report and a review of the literature: Transfusion, v. 54, p. 238-43.
Allen FH, D. L., Niedzela B., 1951, A new blood group antigen, Nature, p. 482.
Arnoni, C. P., J. G. Muniz, T. A. de Paula, R. D. Person, D. Gazito, W. Baleotti, J. A. Barreto, L.
Castilho, and F. R. Latini, 2013, An easy and efficient strategy for KEL genotyping in a
multiethnic population: Rev Bras Hematol Hemoter, v. 35, p. 99-102.
Atlas Jeune Afrique, l. M., Main ethnic groups / Groupes ethniques.
Ba, A., S. Beley, J. Chiaroni, P. Bailly, and M. Silvy, in press, RH diversity in Mali:
characterization of a new haplotype RHD*DIVa/RHCE*ceTI(D2): Transfusion.
Badjie, K. S., C. D. Tauscher, C. M. van Buskirk, C. Wong, S. M. Jenkins, C. Y. Smith, and J. R.
Stubbs, 2011, Red blood cell phenotype matching for various ethnic groups:
Immunohematology, v. 27, p. 12-9.
Bakanay, S. M., A. Ozturk, T. Ileri, E. Ince, S. Yavasoglu, N. Akar, Z. Uysal, and O. Arslan, 2013,
Blood group genotyping in multi-transfused patients: Transfus Apher Sci, v. 48, p.
257-61.
Baleotti, W., M. Rios, M. E. Reid, G. Hashmi, A. Fabron, J. Pellegrino, and L. Castilho, 2006,
Dombrock gene analysis in Brazilian people reveals novel alleles: Vox Sang, v. 91, p.
81-7.
Baleotti, W., R. B. Suzuki, M. Polotto, M. O. Ruiz, A. Fabron, and L. Castilho, 2011, A PCR-
based strategy for Dombrock screening in Brazilian blood donors reveals a novel
allele: the DO* A-WL: J Clin Lab Anal, v. 25, p. 79-82.
Bansal, I., H. R. Jeon, S. R. Hui, B. W. Calhoun, D. W. Manning, T. J. Kelly, S. Lee, and B. W.
Baron, 2008, Transfusion support for a patient with McLeod phenotype without
chronic granulomatous disease and with antibodies to Kx and Km: Vox Sang, v. 94, p.
216-20.
Beattie, K. M., and S. Castillo, 1975, A case report of a hemolytic transfusion reaction caused
by anti-Holley: Transfusion, v. 15, p. 476-80.
Blumenfeld, O. O., and A. M. Adamany, 1978, Structural polymorphism within the amino-
terminal region of MM, NN, and MN glycoproteins (glycophorins) of the human
erythrocyte membrane: Proc Natl Acad Sci U S A, v. 75, p. 2727-31.
Blumenfeld, O. O., A. J. Smith, and J. J. Moulds, 1987, Membrane glycophorins of Dantu
blood group erythrocytes: J Biol Chem, v. 262, p. 11864-70.
Buchanan, D. I., M. Sinclair, R. Sanger, J. Gavin, and P. Teesdale, 1976, An Alberta Cree Indian
with a rare Duffy antibody, anti-Fy 3: Vox Sang, v. 30, p. 114-21.
Byrne, K. M., and P. C. Byrne, 2004, Review: other blood group systems--Diego,Yt, Xg,
Scianna, Dombrock, Colton, Landsteiner-Wiener, and Indian: Immunohematology, v.
20, p. 50-8.
Byrne, P. C., and J. H. Howard, 1994, The incidence of V (Rh10) and Jsa (K6) in the
contemporary African American blood donor: Immunohematology, v. 10, p. 136-7.
131
Camara-Clayette, V., D. Thomas, C. Rahuel, R. Barbey, J. P. Cartron, and O. Bertrand, 1999,
The repressor which binds the -75 GATA motif of the GPB promoter contains Ku70 as
the DNA binding subunit: Nucleic Acids Res, v. 27, p. 1656-63.
Carritt, B., T. J. Kemp, and M. Poulter, 1997, Evolution of the human RH (rhesus) blood group
genes: a 50 year old prediction (partially) fulfilled: Hum Mol Genet, v. 6, p. 843-50.
Castilho, L., W. Baleotti, E. Tossas, K. Hue-Roye, K. R. Ribeiro, C. Lomas-Francis, D. Charles-
Pierre, and M. E. Reid, 2008, Molecular studies of DO alleles reveal that JO is more
prevalent than HY in Brazil, whereas HY is more prevalent in New York:
Castro, O., S. G. Sandler, P. Houston-Yu, and S. Rana, 2002, Predicting the effect of
transfusing only phenotype-matched RBCs to patients with sickle cell disease:
theoretical and practical implications: Transfusion, v. 42, p. 684-90.
Chapel-Fernandes, S., I. Callebaut, G. R. Halverson, M. E. Reid, P. Bailly, and J. Chiaroni, 2009,
Dombrock genotyping in a native Congolese cohort reveals two novel alleles:
Transfusion, v. 49, p. 1661-71.
Chaudhuri, A., S. Nielsen, M. L. Elkjaer, V. Zbrzezna, F. Fang, and A. O. Pogo, 1997, Detection
of Duffy antigen in the plasma membranes and caveolae of vascular endothelial and
epithelial cells of nonerythroid organs: Blood, v. 89, p. 701-12.
Chaudhuri, A., J. Polyakova, V. Zbrzezna, and A. O. Pogo, 1995, The coding sequence of Duffy
blood group gene in humans and simians: restriction fragment length polymorphism,
antibody and malarial parasite specificities, and expression in nonerythroid tissues in
Duffy-negative individuals: Blood, v. 85, p. 615-21.
Chiaroni J, F. V., Dettori I, Roubinet F., 2005, Groupes sanguins érythrocytaires. , EMC.
Chou, S. T., T. Jackson, S. Vege, K. Smith-Whitley, D. F. Friedman, and C. M. Westhoff, 2013a,
High prevalence of red blood cell alloimmunization in sickle cell disease despite
transfusion from Rh-matched minority donors: Blood, v. 122, p. 1062-71.
Chou, S. T., T. Jackson, S. Vege, K. Smith-Whitley, D. F. Friedman, and C. M. Westhoff, 2013b,
High prevalence of red blood cell alloimmunization in sickle cell disease despite
transfusion from Rh-matched minority donors: Blood.
Chown, B., M. Lewis, and H. Kaita, 1965, The Kidd blood group system in caucasians:
Clapéron, A., C. Rose, P. Gane, E. Collec, O. Bertrand, and T. Ouimet, 2005, The Kell protein
of the common K2 phenotype is a catalytically active metalloprotease, whereas the
rare Kell K1 antigen is inactive. Identification of novel substrates for the Kell protein: J
Biol Chem, v. 280, p. 21272-83.
Colin, Y., B. Chérif-Zahar, C. Le Van Kim, V. Raynal, V. Van Huffel, and J. P. Cartron, 1991,
Genetic basis of the RhD-positive and RhD-negative blood group polymorphism as
determined by Southern analysis: Blood, v. 78, p. 2747-52.
Contreras, M., C. Green, J. Humphreys, P. Tippett, G. Daniels, P. Teesdale, S. Armitage, and A.
Lubenko, 1984, Serology and genetics of an MNSs-associated antigen Dantu: Vox
Sang, v. 46, p. 377-86.
Costa, F. P., K. Hue-Roye, L. Sausais, R. W. Velliquette, E. Da Costa Ferreira, C. Lomas-Francis,
and M. E. Reid, 2010, Absence of DOMR, a new antigen in the Dombrock blood group
system that weakens expression of Do(b) , Gy(a) , Hy, Jo(a) , and DOYA antigens:
132
Costamagna, L., M. Barbarini, G. L. Viarengo, A. Pagani, D. Isernia, and L. Salvaneschi, 1997, A
case of hemolytic disease of the newborn due to anti-Kpa: Immunohematology, v. 13,
p. 61-2.
Dahr, W., K. Beyreuther, H. Steinbach, W. Gielen, and J. Krüger, 1980, Structure of the Ss
blood group antigens, II: a methionine/threonine polymorphism within the N-
terminal sequence of the Ss glycoprotein: Hoppe Seylers Z Physiol Chem, v. 361, p.
895-906.
Dahr W , M. J., Unger P , Blanchard D , Cartron JP, 1986, Serological and biochemical
investigations on the N.E. variety of the Dantu red cell phenotype . In: Brinkmann B ,
Henningsen K , eds. , p. 3-7.
Daniels, G., ed., 2013a, Human blood groups.
Daniels, G., 2013b, Human Blood Groups., Oxfor: Blackwell Science Ltd.
Daniels, G., A. Hadley, and C. A. Green, 2003, Causes of fetal anemia in hemolytic disease
due to anti-K: Transfusion, v. 43, p. 115-6.
DAY, D., H. A. PERKINS, and B. SAMS, 1965, THE MINUS-MINUS PHENOTYPE IN THE KIDD
SYSTEM: Transfusion, v. 5, p. 315-9.
de Coulgeans, C. D., M. Silvy, G. Halverson, J. Chiaroni, P. Bailly, and S. Chapel-Fernandes,
2014, Synonymous nucleotide polymorphisms influence Dombrock blood group
protein expression in K562 cells: Br J Haematol, v. 164, p. 131-41.
DEGNAN, T. J., and R. E. ROSENFIELD, 1965, HEMOLYTIC TRANSFUSION REACTION
ASSOCIATED WITH POORLY DETECTABLE ANTI-JKA: Transfusion, v. 5, p. 245-7.
Di Cristofaro, J., M. Silvy, J. Chiaroni, and P. Bailly, 2010, Single PCR multiplex SNaPshot
reaction for detection of eleven blood group nucleotide polymorphisms:
optimization, validation, and one year of routine clinical use: J Mol Diagn, v. 12, p.
453-60.
Diakité, M., S. I. Diawara, N. T. Tchogang, D. B. Fofana, S. A. Diakité, S. Doumbia, K. Traoré, D.
S. Konaté, M. Doumbouya, A. S. Keita, A. Famanta, M. Baby, S. F. Traoré, and A.
Tounkara, 2012, [Knowledge and attitudes of medical personnel in blood transfusion
in Bamako, Mali]: Transfus Clin Biol, v. 19, p. 74-7.
Diarra, A., B. Kouriba, M. Baby, E. Murphy, and J. J. Lefrere, 2009, HIV, HCV, HBV and syphilis
rate of positive donations among blood donations in Mali: lower rates among
volunteer blood donors: Transfus Clin Biol, v. 16, p. 444-7.
DNS., 2008., Politique nationale de transfusion sanguine au Mali., Bamako: ministèrede la
Santé ;.
Donovan, L. M., K. L. Tripp, J. E. Zuckerman, and A. A. Konugres, 1973, Hemolytic disease of
the newborn due to anti-Js a: Transfusion, v. 13, p. 153.
Durousseau de Coulgeans, C., J. Chiaroni, P. Bailly, and S. Chapel-Fernandes, 2015,
Sequencing of the art4 gene in sub-Saharan cohorts reveals ethnic differences and
two new DO alleles: DO*B-Ile5Thr and DO*B-Trp266Arg: Transfusion.
Ellisor, S. S., M. E. Reid, T. O'Day, J. Swanson, L. Papenfus, and D. R. Avoy, 1983,
Autoantibodies mimicking anti-Jkb plus anti-Jk3 associated with autoimmune
hemolytic anemia in a primipara who delivered an unaffected infant: Vox Sang, v. 45,
p. 53-9.
Estalote, A. C., R. Proto-Siqueira, W. A. Silva, M. A. Zago, and M. Palatnik, 2005, The mutation
G298A-->Ala100Thr on the coding sequence of the Duffy antigen/chemokine
receptor gene in non-caucasian Brazilians: Genet Mol Res, v. 4, p. 166-73.
133
Faas, B. H., E. A. Beckers, P. Wildoer, P. C. Ligthart, M. A. Overbeeke, H. A. Zondervan, A. E.
von dem Borne, and C. E. van der Schoot, 1997, Molecular background of VS and
weak C expression in blacks: Transfusion, v. 37, p. 38-44.
Faria, M. A., M. L. Martins, L. C. Schmidt, and M. C. Malta, 2012, Molecular analysis of the
GYPB gene to infer S, s, and U phenotypes in an admixed population of Minas Gerais,
Brazil: Rev Bras Hematol Hemoter, v. 34, p. 212-6.
Fichou, Y., C. Le Maréchal, L. Bryckaert, C. Guerry, C. Bénech, I. Dupont, D. Jamet, C. Férec,
and J. M. Chen, 2012, Variant screening of the RHD gene in a large cohort of subjects
with D phenotype ambiguity: report of 17 novel rare alleles: Transfusion, v. 52, p.
759-64.
Field, S. P., E. Hempelmann, B. V. Mendelow, and A. F. Fleming, 1994, Glycophorin variants
and Plasmodium falciparum: protective effect of the Dantu phenotype in vitro: Hum
Genet, v. 93, p. 148-50.
Flegel, W. A., 2006, How I manage donors and patients with a weak D phenotype: Curr Opin
Hematol, v. 13, p. 476-83.
Flegel, W. A., I. von Zabern, A. Doescher, F. F. Wagner, K. P. Strathmann, C. Geisen, M. Palfi,
M. Písacka, J. Poole, H. Polin, C. Gabriel, and N. D. Avent, 2009, D variants at the RhD
vestibule in the weak D type 4 and Eurasian D clusters: Transfusion, v. 49, p. 1059-69.
Flegel, W. A., and F. F. Wagner, 2014, Two molecular polymorphisms to detect the (C)ce(s)
type 1 haplotype: Blood Transfus, v. 12, p. 136-7.
Flickinger, C., 2006, In search of red blood cells for alloimmunized patients with sickle cell
disease: Immunohematology, v. 22, p. 136-42.
Flôres, M. A., J. E. Visentainer, G. A. Guelsin, A. e. S. Fracasso, F. C. de Melo, M. N.
Hashimoto, and A. M. Sell, 2014, Rh, Kell, Duffy, Kidd and Diego blood group system
polymorphism in Brazilian Japanese descendants: Transfus Apher Sci, v. 50, p. 123-8.
Fukuda, M., 1993, Molecular genetics of the glycophorin A gene cluster: Semin Hematol, v.
30, p. 138-51.
Furthmayr, H., 1978, Structural comparison of glycophorins and immunochemical analysis of
genetic variants: Nature, v. 271, p. 519-24.
Gammon, R. R., and N. D. Velasquez, 2002, An algorithm to locate hrB- donors for individuals
with sickle cell disease: Immunohematology, v. 18, p. 82-4.
Gassner, C., R. L. Kraus, T. Dovc, S. Kilga-Nogler, I. Utz, T. H. Mueller, F. Schunter, and D.
Schoenitzer, 2000, Fyx is associated with two missense point mutations in its gene
and can be detected by PCR-SSP: Immunohematology, v. 16, p. 61-7.
GECZY, A., and M. ESLIE, 1961, Second example of hemolytic disease of the newborn caused
by anti-Jk-b: Transfusion, v. 1, p. 125-7.
Granier, T., S. Beley, J. Chiaroni, P. Bailly, and M. Silvy, 2013, A comprehensive survey of both
RHD and RHCE allele frequencies in sub-Saharan Africa: Transfusion, v. 53, p. 3009-
17.
Grant, S. R., M. D. Kilby, L. Meer, J. B. Weaver, G. S. Gabra, and M. J. Whittle, 2000, The
outcome of pregnancy in Kell alloimmunisation: BJOG, v. 107, p. 481-5.
Greenwalt TJ, S. T., Sneath J., 1956, Haemolytic disease of the newborn caused by anti-Jka.,
Vox Sang, p. 157-60.
Grootkerk-Tax, M. G., J. D. van Wintershoven, P. C. Ligthart, D. J. van Rhenen, C. E. van der
Schoot, and P. A. Maaskant-van Wijk, 2006, RHD(T201R, F223V) cluster analysis in
five different ethnic groups and serologic characterization of a new Ethiopian variant
DARE, the DIII type 6, and the RHD(F223V): Transfusion, v. 46, p. 606-15.
134
Gubin, A. N., J. M. Njoroge, U. Wojda, S. D. Pack, M. Rios, M. E. Reid, and J. L. Miller, 2000,
Identification of the dombrock blood group glycoprotein as a polymorphic member
of the ADP-ribosyltransferase gene family: Blood, v. 96, p. 2621-7.
Guo, Z., C. Wang, K. Yan, J. Xie, W. Shen, Q. Li, J. Zhang, L. Ye, and Z. Zhu, 2013, The mutation
spectrum of the JK-null phenotype in the Chinese population: Transfusion, v. 53, p.
545-53.
Habibi, B., J. Avril, M. T. Fouillade, M. Lopez, R. Vaucelle, and C. Salmon, 1976, Jk(a-b-)
phenotype in a French family. Quantitative evidence for the inheritance of a silent
allele (Jk): Haematologia (Budap), v. 10, p. 403-10.
Habibi, B., M. T. Fouillade, I. Levanra, D. Beige, M. Federspiel, and C. Salmon, 1977, [Antigen
Fyx: quantitative study of subjects FybFyx, FyaFyx and FyxFyx from two new families]:
Rev Fr Transfus Immunohematol, v. 20, p. 427-38.
Habibi, B., P. Perrier, and C. Salmon, 1980, HD50 assay evaluation of the antigen Fy3
depression in Fyx individuals: J Immunogenet, v. 7, p. 191-3.
Hadley, T. J., and S. C. Peiper, 1997, From malaria to chemokine receptor: the emerging
physiologic role of the Duffy blood group antigen: Blood, v. 89, p. 3077-91.
Halle, L., A. Bigot, G. Mulen-Imandy, K. M'Bayo, G. Jaeger, L. Anani, C. Martageix, F. Bianchi,
E. Julien, and C. Kaplan, 2005, HPA polymorphism in sub-Saharan African populations:
Beninese, Cameroonians, Congolese, and Pygmies: Tissue Antigens, v. 65, p. 295-8.
Halverson, G., E. Shanahan, I. Santiago, R. Mabile, T. Thurrell, A. M. Strupp, C. F. Wolf, P.
Spruell, and M. K. Moulds, 1994, The first reported case of anti-Dob causing an acute
hemolytic transfusion reaction: Vox Sang, v. 66, p. 206-9.
Hamblin, M. T., and A. Di Rienzo, 2000, Detection of the signature of natural selection in
humans: evidence from the Duffy blood group locus: Am J Hum Genet, v. 66, p. 1669-
79.
Harrison, K. L., and E. I. Popper, 1981, Maternal Jka sensitization following amniocentesis
and intrauterine transfusion: Transfusion, v. 21, p. 90-1.
Hashmi, G., T. Shariff, M. Seul, P. Vissavajjhala, K. Hue-Roye, D. Charles-Pierre, C. Lomas-
Francis, A. Chaudhuri, and M. E. Reid, 2005, A flexible array format for large-scale,
rapid blood group DNA typing: Transfusion, v. 45, p. 680-8.
Hashmi, G., T. Shariff, Y. Zhang, J. Cristobal, C. Chau, M. Seul, P. Vissavajjhala, C. Baldwin, K.
Hue-Roye, D. Charles-Pierre, C. Lomas-Francis, and M. E. Reid, 2007, Determination
of 24 minor red blood cell antigens for more than 2000 blood donors by high-
throughput DNA analysis: Transfusion, v. 47, p. 736-47.
Hemker, M. B., P. C. Ligthart, L. Berger, D. J. van Rhenen, C. E. van der Schoot, and P. A. Wijk,
1999, DAR, a new RhD variant involving exons 4, 5, and 7, often in linkage with ceAR,
a new Rhce variant frequently found in African blacks: Blood, v. 94, p. 4337-42.
Hermand, P., P. Gane, M. G. Mattei, P. Sistonen, J. P. Cartron, and P. Bailly, 1995, Molecular
basis and expression of the LWa/LWb blood group polymorphism: Blood, v. 86, p.
1590-4.
Higgins, J. M., and S. R. Sloan, 2008, Stochastic modeling of human RBC alloimmunization:
evidence for a distinct population of immunologic responders: Blood, v. 112, p. 2546-
53.
Hipsky, C. H., C. Lomas-Francis, A. Fuchisawa, M. E. Reid, M. Moulds, J. Christensen, P. Nickle,
S. Vege, and C. Westhoff, 2011, RHCE*ceCF encodes partial c and partial e but not
CELO, an antigen antithetical to Crawford: Transfusion, v. 51, p. 25-31.
135
Howes, R. E., A. P. Patil, F. B. Piel, O. A. Nyangiri, C. W. Kabaria, P. W. Gething, P. A.
Zimmerman, C. Barnadas, C. M. Beall, A. Gebremedhin, D. Ménard, T. N. Williams, D.
J. Weatherall, and S. I. Hay, 2011, The global distribution of the Duffy blood group:
Nat Commun, v. 2, p. 266.
Huang, C. H., and O. O. Blumenfeld, 1988, Characterization of a genomic hybrid specifying
the human erythrocyte antigen Dantu: Dantu gene is duplicated and linked to a delta
glycophorin gene deletion: Proc Natl Acad Sci U S A, v. 85, p. 9640-4.
Huang, C. H., O. O. Blumenfeld, M. E. Reid, Y. Chen, G. L. Daniels, and E. Smart, 1997,
Alternative splicing of a novel glycophorin allele GPHe(GL) generates two protein
isoforms in the human erythrocyte membrane: Blood, v. 90, p. 391-7.
Huang, C. H., K. Johe, J. J. Moulds, P. D. Siebert, M. Fukuda, and O. O. Blumenfeld, 1987,
Delta glycophorin (glycophorin B) gene deletion in two individuals homozygous for
the S--s--U-- blood group phenotype: Blood, v. 70, p. 1830-5.
Innan, H., 2003, A two-locus gene conversion model with selection and its application to the
human RHCE and RHD genes: Proc Natl Acad Sci U S A, v. 100, p. 8793-8.
Issitt, P. D., G. Obarski, P. L. Hartnett, M. R. Wren, and P. L. Prewitt, 1990, Temporary
suppression of Kidd system antigen expression accompanied by transient production
of anti-Jk3: Transfusion, v. 30, p. 46-50.
Iwamoto, S., J. Li, T. Omi, S. Ikemoto, and E. Kajii, 1996, Identification of a novel exon and
spliced form of Duffy mRNA that is the predominant transcript in both erythroid and
postcapillary venule endothelium: Blood, v. 87, p. 378-85.
Jeremiah, Z. A., and F. I. Buseri, 2003, Rh antigen and phenotype frequencies and probable
genotypes for the four main ethnic groups in Port Harcourt, Nigeria:
Jeremiah, Z. A., and C. Odumody, 2005, Rh antigens and phenotype frequencies of the Ibibio,
Efik, and Ibo ethnic nationalities in Calabar, Nigeria: Immunohematology, v. 21, p. 21-
4.
Judd, W. J., and E. A. Steiner, 1991, Multiple hemolytic transfusion reactions caused by anti-
Doa: Transfusion, v. 31, p. 477-8.
Jungbauer, C., 2011, Routine use of DNA testing for red cell antigens in blood centres:
Transfus Apher Sci, v. 45, p. 61-8.
Kappler-Gratias, S., C. Auxerre, I. Dubeaux, M. Beolet, M. Ripaux, P. Y. Le Pennec, and B. N.
Pham, 2014, Systematic RH genotyping and variant identification in French donors of
African origin: Blood Transfus, v. 12 Suppl 1, p. s264-72.
Karamatic Crew V, P. J., Marais I, Needs M, Wiles D, Daniels G., 2011, DOLG, a novel high
incidence antigen in the Dombrock blood group system., Vox Sang, p. 263.
Karamatic Crew V, T. N., Bullock T, et al., 2013a, Serological and molecular characterisation
of DOLC, a novel high incidence antigen in the Dombrock blood group system., Vox
Sang, p. 30.
Karamatic Crew V, T. N., Mathlouthi R, Macek Kvanka M, Urbajs M, Daniels G., 2013b, A
family study and a novel molecular background of a Gy(a-) individual with anti-Gya.,
Transfus Med, p. PO89.
Kitano, T., and N. Saitou, 1999, Evolution of Rh blood group genes have experienced gene
conversions and positive selection: J Mol Evol, v. 49, p. 615-26.
Koch-Nolte, F., and F. Haag, 1997, Mono(ADP-ribosyl)transferases and related enzymes in
animal tissues. Emerging gene families: Adv Exp Med Biol, v. 419, p. 1-13.
136
Koch-Nolte, F., F. Haag, R. Braren, M. Kühl, J. Hoovers, S. Balasubramanian, F. Bazan, and H.
G. Thiele, 1997, Two novel human members of an emerging mammalian gene family
related to mono-ADP-ribosylating bacterial toxins: Genomics, v. 39, p. 370-6.
KORNSTAD, L., and K. HALVORSEN, 1958, Haemolytic disease of the newborn caused by anti-
Jk b: Vox Sang, v. 3, p. 94-9.
Koshy, R., B. Patel, and J. S. Harrison, 2009, Anti-Kpa-induced severe delayed hemolytic
transfusion reaction: Immunohematology, v. 25, p. 44-7.
Kudo, S., and M. Fukuda, 1989, Structural organization of glycophorin A and B genes:
glycophorin B gene evolved by homologous recombination at Alu repeat sequences:
Proc Natl Acad Sci U S A, v. 86, p. 4619-23.
Kudo, S., and M. Fukuda, 1990, Identification of a novel human glycophorin, glycophorin E,
by isolation of genomic clones and complementary DNA clones utilizing polymerase
chain reaction: J Biol Chem, v. 265, p. 1102-10.
Körmöczi, G. F., E. A. Scharberg, and C. Gassner, 2009, A novel KEL*1,3 allele with weak Kell
antigen expression confirming the cis-modifier effect of KEL3: Transfusion, v. 49, p.
733-9.
Körmöczi, G. F., T. Wagner, C. Jungbauer, M. Vadon, N. Ahrens, W. Moll, A. Mühlbacher, S.
Ozgül-Gülce, T. Kleinrath, S. Kilga-Nogler, D. Schönitzer, and C. Gassner, 2007,
Genetic diversity of KELnull and KELel: a nationwide Austrian survey: Transfusion, v.
47, p. 703-14.
Latini, F. R., D. Gazito, C. P. Arnoni, J. G. Muniz, R. de Medeiros Person, F. O. Carvalho, W.
Baleotti, L. Castilho, and J. A. Barreto, 2014, A new strategy to identify rare blood
donors: single polymerase chain reaction multiplex SNaPshot reaction for detection
of 16 blood group alleles: Blood Transfus, v. 12 Suppl 1, p. s256-63.
Le Goff, G. C., J. C. Brès, D. Rigal, L. J. Blum, and C. A. Marquette, 2010, Robust, high-
throughput solution for blood group genotyping: Anal Chem, v. 82, p. 6185-92.
Le Pennec, P. Y., P. Rouger, M. T. Klein, M. Kornprobst, Y. Brossard, B. Boizard, and C.
Salmon, 1989, A serologic study of red cells and sera from 18 Rh:32,-46 (RN/RN)
persons: Transfusion, v. 29, p. 798-802.
Le Pennec, P. Y., P. Rouger, M. T. Klein, N. Robert, and C. Salmon, 1987, Study of anti-Fya in
five black Fy(a-b-) patients: Vox Sang, v. 52, p. 246-9.
Lee, S., 1997, Molecular basis of Kell blood group phenotypes: Vox Sang, v. 73, p. 1-11.
Lee, S., 2007, The value of DNA analysis for antigens of the Kell and Kx blood group systems:
Transfusion, v. 47, p. 32S-9S.
Lee, S., D. C. Russo, M. E. Reid, and C. M. Redman, 2003, Mutations that diminish expression
of Kell surface protein and lead to the Kmod RBC phenotype: Transfusion, v. 43, p.
1121-5.
Lee, S., D. C. Russo, A. P. Reiner, J. H. Lee, M. Y. Sy, M. J. Telen, W. J. Judd, P. Simon, M. J.
Rodrigues, T. Chabert, J. Poole, S. Jovanovic-Srzentic, C. Levene, V. Yahalom, and C.
M. Redman, 2001, Molecular defects underlying the Kell null phenotype: J Biol Chem,
v. 276, p. 27281-9.
Lee, S., X. Wu, M. Reid, and C. Redman, 1995a, Molecular basis of the K:6,-7 [Js(a+b-)]
phenotype in the Kell blood group system: Transfusion, v. 35, p. 822-5.
Lee, S., X. Wu, M. Reid, T. Zelinski, and C. Redman, 1995b, Molecular basis of the Kell (K1)
phenotype: Blood, v. 85, p. 912-6.
137
Lee, S., X. Wu, S. Son, D. Naime, M. Reid, Y. Okubo, P. Sistonen, and C. Redman, 1996, Point
mutations characterize KEL10, the KEL3, KEL4, and KEL21 alleles, and the KEL17 and
KEL11 alleles: Transfusion, v. 36, p. 490-4.
Lee, S., E. Zambas, E. D. Green, and C. Redman, 1995c, Organization of the gene encoding
the human Kell blood group protein: Blood, v. 85, p. 1364-70.
Lee-Stroka, H., S. L. Slezak, S. Adams, J. Martin, F. M. Robbins, L. Caruccio, K. M. Byrne, and
D. F. Stroncek, 2008, Another example of a KEL1 variant red cell phenotype due to a
threonine to serine change at position 193 of Kell glycoprotein: Transfusion, v. 48, p.
925-9.
Lerut, E., B. Van Damme, F. Noizat-Pirenne, M. P. Emonds, P. Rouger, Y. Vanrenterghem, J.
Pirenne, and H. Ansart-Pirenne, 2007, Duffy and Kidd blood group antigens: minor
histocompatibility antigens involved in renal allograft rejection?: Transfusion, v. 47,
p. 28-40.
Levene, C., Y. Rudolphson, and Y. Shechter, 1980, A second case of hemolytic disease of the
newborn due to anti-Jsa: Transfusion, v. 20, p. 714-5.
Li, Q., L. Y. Ye, Z. H. Guo, Y. X. Zhang, L. L. Wang, and Z. Y. Zhu, 2008, Molecular basis of D
variants between Uigur and Han blood donors in Xinjiang: Transfus Med, v. 18, p.
199-203.
Lomas-Francis, C., D. Alcantara, C. Westhoff, J. Uehlinger, M. Valvasori, L. Castilho, and M. E.
Reid, 2009, JAL (RH48) blood group antigen: serologic observations: Transfusion, v.
49, p. 719-24.
Lomas-Francis, C., and M. E. Reid, 2010, The Dombrock blood group system: a review:
Lopez M, K. P., Morakot E, Puente F, Ochoa-Garay G and Tejedor D., 2015, Additional cases
of the FY*01W.01 allele, p. 1-379.
Lucien, N., J. L. Celton, P. Y. Le Pennec, J. P. Cartron, and P. Bailly, 2002, Short deletion within
the blood group Dombrock locus causing a Do(null) phenotype: Blood, v. 100, p.
1063-4.
Lucien, N., F. Sidoux-Walter, B. Olivès, J. Moulds, P. Y. Le Pennec, J. P. Cartron, and P. Bailly,
1998, Characterization of the gene encoding the human Kidd blood group/urea
transporter protein. Evidence for splice site mutations in Jknull individuals: J Biol
Chem, v. 273, p. 12973-80.
Lynen, R., M. Rothe, and E. Gallasch, 1983, Characterization of formaldehyde-related
antibodies encountered in hemodialysis patients at different stages of immunization:
Vox Sang, v. 44, p. 81-9.
Mali., A. J. A. L., Main ethnic groups / Groupes ethniques.
Mallinson, G., K. S. Soo, T. J. Schall, M. Pisacka, and D. J. Anstee, 1995, Mutations in the
erythrocyte chemokine receptor (Duffy) gene: the molecular basis of the Fya/Fyb
antigens and identification of a deletion in the Duffy gene of an apparently healthy
individual with the Fy(a-b-) phenotype: Br J Haematol, v. 90, p. 823-9.
Manfroi, S., and P. Pagliaro, 2014, Genotyping patients' and donors' blood groups for
efficient blood therapy: Blood Transfus, v. 12 Suppl 1, p. s305-7.
Matteocci, A., T. Mancuso, A. Moscetti, A. Collaretti, K. Castagna, C. Spaccino, T. Hutchinson,
P. Grammatico, and L. Pierelli, 2014, Three missense mutations found in the KEL gene
lead to K(mod) or K0 red blood cell phenotypes: Transfusion, v. 54, p. 3216-21.
Mayer, B., N. Thornton, S. Yürek, D. Wylie, K. Hue-Roye, J. Poole, T. Bartolmäs, A. Salama, C.
Lomas-Francis, R. W. Velliquette, K. Yazdanbakhsh, and M. E. Reid, 2010, New
138
antigen in the Dombrock blood group system, DOYA, ablates expression of Do(a) and
weakens expression of Hy, Jo(a), and Gy(a) antigens: Transfusion, v. 50, p. 1295-302.
Meny, G. M., C. Flickinger, and C. Marcucci, 2013, The American Rare Donor Program: J Crit
Care, v. 28, p. 110.e9-110.e18.
Merry, A. H., C. Hodson, E. Thomson, G. Mallinson, and D. J. Anstee, 1986, The use of
monoclonal antibodies to quantify the levels of sialoglycoproteins alpha and delta
and variant sialoglycoproteins in human erythrocyte membranes: Biochem J, v. 233,
p. 93-8.
Meyer, S., C. Vollmert, N. Trost, C. Brönnimann, J. Gottschalk, A. Buser, B. M. Frey, and C.
Gassner, 2014a, High-throughput Kell, Kidd, and Duffy matrix-assisted laser
desorption/ionization, time-of-flight mass spectrometry-based blood group
genotyping of 4000 donors shows close to full concordance with serotyping and
detects new alleles: Transfusion, v. 54, p. 3198-207.
Meyer, S., C. Vollmert, N. Trost, C. Brönnimann, J. Gottschalk, A. Buser, B. M. Frey, and C.
Gassner, 2014b, High-throughput Kell, Kidd, and Duffy matrix-assisted laser
desorption/ionization, time-of-flight mass spectrometry-based blood group
genotyping of 4000 donors shows close to full concordance with serotyping and
detects new alleles: Transfusion.
Montpetit, A., M. S. Phillips, I. Mongrain, R. Lemieux, and M. St-Louis, 2006, High-throughput
molecular profiling of blood donors for minor red blood cell and platelet antigens:
Moores, P., 1994, Rh18 and hrS blood groups and antibodies: Vox Sang, v. 66, p. 225-30.
Moores, P., and E. Smart, 1991, Serology and genetics of the red blood cell factor Rh34: Vox
Sang, v. 61, p. 122-9.
Morgan, P., C. B. Wheeler, and E. L. Bossom, 1967, Delayed transfusion reaction attributed
to anti-Jkb: Transfusion, v. 7, p. 307-8.
Moulds, J., 1995, "The kidd blood group and urea transport". in Blood cell Biochemistry, Vol6:
Molecular basis of major blood group antigens edited by Cartron JP and Rouger Ph.,
Plenum Press, New-York., p. 267-79.
Moulds, J. M., K. L. Billingsley, G. T. Noumsi, and P. Gowland, 2013, Investigation of
RHCE*ceJAL in a Southern US Black Population: Transfusion, v. 53, p. 169A-169A.
Moulds, J. M., L. Kassambara, J. J. Middleton, M. Baby, I. Sagara, A. Guindo, S. Coulibaly, D.
Yalcouye, D. A. Diallo, L. Miller, and O. Doumbo, 2000, Identification of complement
receptor one (CR1) polymorphisms in west Africa: Genes Immun, v. 1, p. 325-9.
Moulds, J. M., P. A. Zimmerman, O. K. Doumbo, L. Kassambara, I. Sagara, D. A. Diallo, J. P.
Atkinson, M. Krych-Goldberg, R. E. Hauhart, D. E. Hourcade, D. T. McNamara, D. J.
Birmingham, J. A. Rowe, J. J. Moulds, and L. H. Miller, 2001, Molecular identification
of Knops blood group polymorphisms found in long homologous region D of
complement receptor 1: Blood, v. 97, p. 2879-85.
Mourant AE, K. A., Domaniewska-Sobczak K., 1976, The distribution of the human blood
groups and other polymorphisms, 2nd ed., London: Oxford University Press.
Mouro-Chanteloup, I., J. Delaunay, P. Gane, V. Nicolas, M. Johansen, E. J. Brown, L. L. Peters,
C. L. Van Kim, J. P. Cartron, and Y. Colin, 2003, Evidence that the red cell skeleton
protein 4.2 interacts with the Rh membrane complex member CD47: Blood, v. 101, p.
338-44.
Nataf, J., 2013, The rare Dantu phenotype: Serological aspects and new screening approach
through red blood cell genotyping., Transfusion, p. 48A.
139
Neote, K., J. Y. Mak, L. F. Kolakowski, and T. J. Schall, 1994, Functional and biochemical
analysis of the cloned Duffy antigen: identity with the red blood cell chemokine
receptor: Blood, v. 84, p. 44-52.
Nicolas, V., C. Le Van Kim, P. Gane, C. Birkenmeier, J. P. Cartron, Y. Colin, and I. Mouro-
Chanteloup, 2003, Rh-RhAG/ankyrin-R, a new interaction site between the
membrane bilayer and the red cell skeleton, is impaired by Rh(null)-associated
mutation: J Biol Chem, v. 278, p. 25526-33.
Nicolas, V., I. Mouro-Chanteloup, C. Lopez, P. Gane, A. Gimm, N. Mohandas, J. P. Cartron, C.
Le Van Kim, and Y. Colin, 2006, Functional interaction between Rh proteins and the
spectrin-based skeleton in erythroid and epithelial cells: Transfus Clin Biol, v. 13, p.
23-8.
Nikolis, N. M., F. Boctor, W. A. Heaton, and J. Martone, 2011, Should we be screening for
anti-Js(a)?: Immunohematology, v. 27, p. 104-6.
Noizat-Pirenne, F., K. Lee, P. Y. Le Pennec, P. Simon, P. Kazup, D. Bachir, A. M. Rouzaud, M.
Roussel, G. Juszczak, C. Menanteau, P. Rouger, R. Kotb, J. P. Cartron, and H. Ansart-
Pirenne, 2002a, Rare RHCE phenotypes in black individuals of Afro-Caribbean origin:
identification and transfusion safety: Blood, v. 100, p. 4223-4231.
Noizat-Pirenne, F., K. Lee, P. Y. Pennec, P. Simon, P. Kazup, D. Bachir, A. M. Rouzaud, M.
Roussel, G. Juszczak, C. Ménanteau, P. Rouger, R. Kotb, J. P. Cartron, and H. Ansart-
Pirenne, 2002b, Rare RHCE phenotypes in black individuals of Afro-Caribbean origin:
identification and transfusion safety: Blood, v. 100, p. 4223-31.
Noizat-Pirenne, F., I. Mouro, P. Le Pennec, P. Boulard, M. Roussel, and P. Rouger, 1999,
Evidence that serine at position 103 is not sufficient for complete C antigen
expression: Transfusion, v. 39, p. 103S-103S.
Noumsi, G. T., A. Tounkara, H. Diallo, K. Billingsley, J. J. Moulds, and J. M. Moulds, 2011,
Knops blood group polymorphism and susceptibility to Mycobacterium tuberculosis
infection: Transfusion, v. 51, p. 2462-9.
O'Day, T., 1987, A second example of autoanti-Jk3: Transfusion, v. 27, p. 442.
Okazaki, I. J., and J. Moss, 1999, Characterization of glycosylphosphatidylinositiol-anchored,
secreted, and intracellular vertebrate mono-ADP-ribosyltransferases: Annu Rev Nutr,
v. 19, p. 485-509.
Okubo, Y., H. Yamaguchi, N. Nagao, T. Tomita, T. Seno, and M. Tanaka, 1986, Heterogeneity
of the phenotype Jk(a-b-) found in Japanese: Transfusion, v. 26, p. 237-9.
Okuda, H., H. Suganuma, T. Kamesaki, M. Kumada, N. Tsudo, T. Omi, S. Iwamoto, and E. Kajii,
2000, The analysis of nucleotide substitutions, gaps, and recombination events
between RHD and RHCE genes through complete sequencing: Biochem Biophys Res
Commun, v. 274, p. 670-83.
Olivès, B., M. Merriman, P. Bailly, S. Bain, A. Barnett, J. Todd, J. P. Cartron, and T. Merriman,
1997, The molecular basis of the Kidd blood group polymorphism and its lack of
association with type 1 diabetes susceptibility: Hum Mol Genet, v. 6, p. 1017-20.
Olsson, M. L., C. Hansson, N. D. Avent, I. E. Akesson, C. A. Green, and G. L. Daniels, 1998a, A
clinically applicable method for determining the three major alleles at the Duffy (FY)
blood group locus using polymerase chain reaction with allele-specific primers:
Olsson, M. L., J. S. Smythe, C. Hansson, J. Poole, G. Mallinson, J. Jones, N. D. Avent, and G.
Daniels, 1998b, The Fy(x) phenotype is associated with a missense mutation in the
140
Fy(b) allele predicting Arg89Cys in the Duffy glycoprotein: Br J Haematol, v. 103, p.
1184-91.
Omoto, R., M. E. Reid, and L. Castilho, 2008, Molecular analyses of GYPB in African Brazilians:
Padmore, R., P. Berardi, K. Erickson, D. Desjardins, A. Giulivi, M. Tokessy, D. Neurath, and E.
Saidenberg, 2014, Acute extravascular hemolytic transfusion reaction due to anti-Kpa
antibody missed by electronic crossmatch: Transfus Apher Sci, v. 51, p. 168-71.
Pal, M., and B. Williams, 2015, Prevalence of maternal red cell alloimmunisation: a
population study from Queensland, Australia: Pathology, v. 47, p. 151-5.
Paris, S., D. Rigal, V. Barlet, M. Verdier, N. Coudurier, P. Bailly, and J. C. Brès, 2014, Flexible
automated platform for blood group genotyping on DNA microarrays: J Mol Diagn, v.
16, p. 335-42.
Patten, E., C. E. Beck, C. Scholl, R. A. Stroope, and C. Wukasch, 1977, Autoimmune hemolytic
anemia with anti Jka specificity in a patient taking aldomet: Transfusion, v. 17, p. 517-
20.
Peiper, S. C., Z. X. Wang, K. Neote, A. W. Martin, H. J. Showell, M. J. Conklyn, K. Ogborne, T. J.
Hadley, Z. H. Lu, J. Hesselgesser, and R. Horuk, 1995, The Duffy antigen/receptor for
chemokines (DARC) is expressed in endothelial cells of Duffy negative individuals who
lack the erythrocyte receptor: J Exp Med, v. 181, p. 1311-7.
Perry, G. H., Y. Xue, R. S. Smith, W. K. Meyer, M. Calışka , O. Ya ez-Cuna, A. S. Lee, M.
Gutiérrez-Arcelus, C. Ober, E. J. Hollox, C. Tyler-Smith, and C. Lee, 2012, Evolutionary
genetics of the human Rh blood group system: Hum Genet, v. 131, p. 1205-16.
Peyrard, T., Y. Lam, C. Saison, L. Arnaud, J. Babinet, P. Rouger, P. Bierling, and D. Janvier,
2012, Anti-U-like as an alloantibody in S-s-U- and S-s-U+(var) black people:
Pham, B.-N., T. Peyrard, G. Juszczak, I. Dubeaux, D. Gien, A. Blancher, J.-P. Cartron, P.
Rouger, and P.-Y. Le Pennec, 2009a, Heterogeneous molecular background of the
weak C, VS+, hr(B)-, Hr(B)- phenotype in black persons: Transfusion, v. 49, p. 495-504.
Pham, B. N., T. Peyrard, G. Juszczak, C. Auxerre, S. Godin, P. Bonin, P. Rouger, and P. Y. Le
Pennec, 2009b, Alloanti-c (RH4) revealing that the (C)ce s haplotype encodes a partial
c antigen: Transfusion, v. 49, p. 1329-34.
Pham, B. N., T. Peyrard, G. Juszczak, I. Dubeaux, D. Gien, A. Blancher, J. P. Cartron, P. Rouger,
and P. Y. Le Pennec, 2009c, Heterogeneous molecular background of the weak C,
VS+, hr B-, Hr B- phenotype in black persons: Transfusion, v. 49, p. 495-504.
Pham, B. N., T. Peyrard, S. Tourret, M. Beolet, H. Many, G. Juszczak, M. Roussel, S. Kappler-
Gratias, P. Rouger, and P. Y. Le Pennec, 2009d, Anti-HrB and anti-hrb revisited:
Pham, B. N., M. Roussel, D. Gien, M. Ripaux, C. Carine, P. Y. Le Pennec, and C. Andre-Botte,
2013, Molecular analysis of patients with weak D and serologic analysis of those with
anti-D (excluding type 1 and type 2): Immunohematology, v. 29, p. 55-62.
Piassi, F. C., S. M. Santos, L. M. de Castilho, W. Baleotti Júnior, R. B. Suzuki, and D. M. da
Cunha, 2013, Dombrock genotyping in Brazilian blood donors reveals different
regional frequencies of the HY allele: Rev Bras Hematol Hemoter, v. 35, p. 400-3.
Picard, C., C. Frassati, A. Basire, S. Buhler, V. Galicher, V. Ferrera, D. Reviron, J. P. Zappitelli,
P. Bailly, and J. Chiaroni, 2009, Positive association of DRB1 04 and DRB1 15 alleles
with Fya immunization in a Southern European population: Transfusion, v. 49, p.
2412-7.
141
Pierce, S. R., J. T. Hardman, S. Steele, and M. L. Beck, 1980, Hemolytic disease of the
newborn associated with anti-Jk3: Transfusion, v. 20, p. 189-91.
PINKERTON, F. J., L. E. MERMOD, B. A. LILES, J. A. JACK, and J. NOADES, 1959, The phenotype
Jk(a-b-) in the Kidd blood group system: Vox Sang, v. 4, p. 155-60.
PLAUT, G., E. W. IKIN, A. E. MOURANT, R. SANGER, and R. R. RACE, 1953, A new blood-group
antibody, anti Jkb: Nature, v. 171, p. 431.
POLESKY, H. F., and J. R. BOVE, 1964, A FATAL HEMOLYTIC TRANSFUSION REACTION WITH
ACUTE AUTOHEMOLYSIS: Transfusion, v. 4, p. 285-92.
Polin, H., M. Danzer, A. Reiter, M. Brisner, W. Gaszner, J. Weinberger, and C. Gabriel, 2014a,
MN typing discrepancies based on GYPA-B-A hybrid: Vox Sang, v. 107, p. 393-8.
Polin, H., W. Gaszner, S. Suessner, M. Danzer, and C. Gabriel, 2014b, Identification of a novel
Kmod -1 allele encoded by 977C>T (Pro326Leu): Transfusion, v. 54, p. 2130-1.
Race RR, S. R., 1975, Blood Groups in Man, p. 178-260.
Rafnar, T., S. H. Vermeulen, P. Sulem, G. Thorleifsson, K. K. Aben, J. A. Witjes, A. J.
Grotenhuis, G. W. Verhaegh, C. A. Hulsbergen-van de Kaa, S. Besenbacher, D.
Gudbjartsson, S. N. Stacey, J. Gudmundsson, H. Johannsdottir, H. Bjarnason, C.
Zanon, H. Helgadottir, J. G. Jonasson, L. Tryggvadottir, E. Jonsson, G. Geirsson, S.
Nikulasson, V. Petursdottir, D. T. Bishop, S. Chung-Sak, A. Choudhury, F. Elliott, J. H.
Barrett, M. A. Knowles, P. J. de Verdier, C. Ryk, A. Lindblom, P. Rudnai, E. Gurzau, K.
Koppova, P. Vineis, S. Polidoro, S. Guarrera, C. Sacerdote, A. Panadero, J. I. Sanz-
Velez, M. Sanchez, G. Valdivia, M. D. Garcia-Prats, J. G. Hengstler, S. Selinski, H.
Gerullis, D. Ovsiannikov, A. Khezri, A. Aminsharifi, M. Malekzadeh, L. H. van den Berg,
R. A. Ophoff, J. H. Veldink, M. P. Zeegers, E. Kellen, J. Fostinelli, D. Andreoli, C. Arici, S.
Porru, F. Buntinx, A. Ghaderi, K. Golka, J. I. Mayordomo, G. Matullo, R. Kumar, G.
Steineck, A. E. Kiltie, A. Kong, U. Thorsteinsdottir, K. Stefansson, and L. A. Kiemeney,
2011, European genome-wide association study identifies SLC14A1 as a new urinary
bladder cancer susceptibility gene: Hum Mol Genet, v. 20, p. 4268-81.
Rahuel, C., J. London, A. Vignal, S. K. Ballas, and J. P. Cartron, 1991, Erythrocyte glycophorin B
deficiency may occur by two distinct gene alterations: Am J Hematol, v. 37, p. 57-8.
Reid M, L.-F. C., Olsson M., 2012, The Blood Group Antigen, Elsevier.
Reid, M. E., C. Lomas-Francis, G. L. Daniels, V. Chen, J. Shen, Y. C. Ho, V. Hare, R. Batts, M.
Yacob, and E. Smart, 1995, Expression of the erythrocyte antigen Henshaw (He;
MNS6): serological and immunochemical studies: Vox Sang, v. 68, p. 183-6.
Reid, M. E., J. R. Storry, H. Ralph, O. O. Blumenfeld, and C. H. Huang, 1996, Expression and
quantitative variation of the low-incidence blood group antigen He on some S-s-red
cells: Transfusion, v. 36, p. 719-24.
Reid, M. E., J. R. Storry, L. Sausais, E. Tossas, M. Rios, K. Hue-Roye, E. S. Gloster, S. T. Miller,
C. Wolf, and C. Lomas-Francis, 2003, DAK, a new low-incidence antigen in the Rh
blood group system: Transfusion, v. 43, p. 1394-7.
Renoud, K. J., K. Barracchini, K. M. Byrne, S. Adams, A. Pickett, L. Caruccio, and D. F.
Stroncek, 2006, KEL6 and KEL7 genotyping with sequence-specific primers:
Ringressi, A., S. Biagioni, G. Mello, G. Graziani, and F. Mecacci, 2012, Anti-U alloimmunisation
in a pregnant woman from Niger: Blood Transfus, v. 10, p. 221-4.
Rios, M., A. Chaudhuri, G. Mallinson, L. Sausais, A. E. Gomensoro-Garcia, J. Hannon, S.
Rosenberger, J. Poole, G. Burgess, O. Pogo, and M. Reid, 2000, New genotypes in
142
Fy(a-b-) individuals: nonsense mutations (Trp to stop) in the coding sequence of
either FY A or FY B: Br J Haematol, v. 108, p. 448-54.
Rios, M., K. Hue-Roye, A. H. Lee, J. T. Chiofolo, J. L. Miller, and M. E. Reid, 2001a, DNA
analysis for the Dombrock polymorphism: Transfusion, v. 41, p. 1143-6.
Rios, M., K. Hue-Roye, J. R. Storry, T. Lee, J. L. Miller, and M. E. Reid, 2001b, Molecular basis
of the Dombrock null phenotype: Transfusion, v. 41, p. 1405-7.
Rios, M., K. Hue-Roye, R. Øyen, J. Miller, and M. E. Reid, 2002a, Insights into the Holley- and
Joseph- phenotypes: Transfusion, v. 42, p. 52-8.
Rios, M., J. R. Storry, K. Hue-Roye, A. Chung, and M. E. Reid, 2002b, Two new molecular
bases for the Dombrock null phenotype: Br J Haematol, v. 117, p. 765-7.
Rodrigues, A., M. Rios, J. Pellegrino, F. F. Costa, and L. Castilho, 2002, Presence of the RHD
pseudogene and the hybrid RHD-CE-D(s) gene in Brazilians with the D-negative
phenotype: Braz J Med Biol Res, v. 35, p. 767-73.
Rosse, W. F., D. Gallagher, T. R. Kinney, O. Castro, H. Dosik, J. Moohr, W. Wang, and P. S.
Levy, 1990, Transfusion and alloimmunization in sickle cell disease. The Cooperative
Study of Sickle Cell Disease: Blood, v. 76, p. 1431-7.
Rouillac, C., P. Gane, J. Cartron, P. Y. Le Pennec, J. P. Cartron, and Y. Colin, 1996, Molecular
basis of the altered antigenic expression of RhD in weak D(Du) and RhC/e in RN
phenotypes: Blood, v. 87, p. 4853-61.
Rourk, A., and J. E. Squires, 2012, Implications of the Kidd blood group system in renal
transplantation: Immunohematology, v. 28, p. 90-4.
Roussel, M., S. Poupel, J. Nataf, G. Juszczak, G. Woimant, A. Mailloux, C. Menanteau, B. N.
Pham, P. Rouger, P. Y. Le Pennec, and T. Peyrard, 2013, RHD*DOL1 and RHD*DOL2
encode a partial D antigen and are in cis with the rare RHCE*ceBI allele in people of
African descent: Transfusion, v. 53, p. 363-72.
Roxby, D. J., J. M. Paris, D. A. Stern, and S. G. Young, 1994, Pure anti-Doa stimulated by
pregnancy: Vox Sang, v. 66, p. 49-50.
Roy-Choudhury AK, N. M., 1988, Human polymorphic genes world distribution., Oxford
University Press : London.
Rumsey, D. H., S. J. Nance, M. Rubino, and S. G. Sandler, 1999, Naturally-occurring anti-Jka in
infant twins: Immunohematology, v. 15, p. 159-62.
Russo, D., C. Redman, and S. Lee, 1998, Association of XK and Kell blood group proteins: J
Biol Chem, v. 273, p. 13950-6.
Saison, C., S. Waldvogel, D. Gien, T. Peyrard, and L. Arnaud, 2014, Family study of a Swiss
patient uncovered a novel genetic basis for the S-s-U+(var) phenotype: Transfusion,
v. 54, p. 2941-5.
Sander, R. P., N. M. Hardy, and S. A. Van Meter, 1987, Anti-Jka autoimmune hemolytic
anemia in an infant: Transfusion, v. 27, p. 58-60.
Schmid, P., K. R. Ravenell, S. L. Sheldon, and W. A. Flegel, 2012, DARC alleles and Duffy
phenotypes in African Americans: Transfusion, v. 52, p. 1260-7.
Schonewille, H., I. I. Doxiadis, W. H. Levering, D. L. Roelen, F. H. Claas, and A. Brand, 2014,
HLA-DRB1 associations in individuals with single and multiple clinically relevant red
blood cell antibodies: Transfusion, v. 54, p. 1971-80.
Schonewille, H., L. M. van de Watering, D. S. Loomans, and A. Brand, 2006, Red blood cell
alloantibodies after transfusion: factors influencing incidence and specificity:
143
Shafi, H., I. Abumuhor, and E. Klapper, 2014, How we incorporate molecular typing of donors
and patients into our hospital transfusion service: Transfusion, v. 54, p. 1212-9.
Sidoux-Walter, F., N. Lucien, R. Nissinen, P. Sistonen, S. Henry, J. Moulds, J. P. Cartron, and P.
Bailly, 2000, Molecular heterogeneity of the Jk(null) phenotype: expression analysis
of the Jk(S291P) mutation found in Finns: Blood, v. 96, p. 1566-73.
Silvy, M., S. Beley, T. Granier, A. Ba, J. Chiaroni, and P. Bailly, 2013a, Heterogeneity of alleles
encoding high- and low-prevalence red blood cell antigens across Africa: useful data
to facilitate transfusion in African patients: Br J Haematol, v. 163, p. 528-36.
Silvy, M., J. Di Cristofaro, S. Beley, K. Papa, M. Rits, P. Richard, J. Chiaroni, and P. Bailly,
2011a, Identification of RHCE and KEL alleles in large cohorts of Afro-Caribbean and
Comorian donors by multiplex SNaPshot and fragment assays: a transfusion support
for sickle cell disease patients: British Journal of Haematology, v. 154, p. 260-270.
Silvy, M., J. Di Cristofaro, S. Beley, K. Papa, M. Rits, P. Richard, J. Chiaroni, and P. Bailly,
2011b, Identification of RHCE and KEL alleles in large cohorts of Afro-Caribbean and
Comorian donors by multiplex SNaPshot and fragment assays: a transfusion support
for sickle cell disease patients: Br J Haematol, v. 154, p. 260-70.
Silvy, M., T. Granier, S. Beley, J. Chiaroni, and P. Bailly, 2013b, Identification of novel
polymorphism restricted to the (C)ces type 1 haplotype avoids risk of transfusion
deadlock in SCD patients: Br J Haematol, v. 160, p. 863-7.
Silvy, M., C. Tournamille, J. Babinet, S. Pakdaman, S. Cohen, J. Chiaroni, F. Galactéros, P.
Bierling, P. Bailly, and F. Noizat-Pirenne, 2014, Red blood cell immunization in sickle
cell disease: evidence of a large responder group and a low rate of anti-Rh linked to
partial Rh phenotype: Haematologica, v. 99, p. e115-7.
Singleton, B. K., C. A. Green, N. D. Avent, P. G. Martin, E. Smart, A. Daka, E. G. Narter-Olaga,
L. M. Hawthorne, and G. Daniels, 2000, The presence of an RHD pseudogene
containing a 37 base pair duplication and a nonsense mutation in africans with the Rh
D-negative blood group phenotype: Blood, v. 95, p. 12-8.
Sippert, E., C. R. Fujita, D. Machado, G. Guelsin, A. C. Gaspardi, J. Pellegrino, S. Gilli, S. S.
Saad, and L. Castilho, 2015, Variant RH alleles and Rh immunisation in patients with
sickle cell disease: Blood Transfus, v. 13, p. 72-7.
Sistonen, P., K. Virtaranta-Knowles, R. Denisova, V. Kucinskas, D. Ambrasiene, and L.
Beckman, 1999, The LWb blood group as a marker of prehistoric Baltic migrations
and admixture: Hum Hered, v. 49, p. 154-8.
Smith, G., P. Knott, J. Rissik, J. de la Fuente, and N. Win, 1998, Anti-U and haemolytic disease
of the fetus and newborn: Br J Obstet Gynaecol, v. 105, p. 1318-21.
Smith, K. J., L. S. Coonce, S. F. South, and G. M. Troup, 1983, Anti-Cra: family study and
survival of chromium-labeled incompatible red cells in a Spanish-American patient:
Smythe, J. S., N. D. Avent, P. A. Judson, S. F. Parsons, P. G. Martin, and D. J. Anstee, 1996,
Expression of RHD and RHCE gene products using retroviral transduction of K562 cells
establishes the molecular basis of Rh blood group antigens: Blood, v. 87, p. 2968-73.
Solovieff, N., S. W. Hartley, C. T. Baldwin, E. S. Klings, M. T. Gladwin, J. G. Taylor, G. J. Kato, L.
A. Farrer, M. H. Steinberg, and P. Sebastiani, 2011, Ancestry of African Americans
with sickle cell disease: Blood Cells Mol Dis, v. 47, p. 41-5.
Spring, F. A., and M. E. Reid, 1991, Evidence that the human blood group antigens Gya and
Hy are carried on a novel glycosylphosphatidylinositol-linked erythrocyte membrane
glycoprotein: Vox Sang, v. 60, p. 53-9.
144
Spring, F. A., M. E. Reid, and G. Nicholson, 1994, Evidence for expression of the Joa blood
group antigen on the Gya/Hy-active glycoprotein: Vox Sang, v. 66, p. 72-7.
Storry JR, K. J., Hallqvist C, Nordahl M, Olsson ML., 2009, Specific blocking of JK antigens in
an apparently healthy potential blood donor who phenotyped as Jk(a-b-) reveals an
autoanti-Jk3., Vox Sang, p. abstract : P-266.
Storry, J. R., M. E. Reid, S. Fetics, and C. H. Huang, 2003, Mutations in GYPB exon 5 drive the
S-s-U+(var) phenotype in persons of African descent: implications for transfusion:
Strupp, A., K. Cash, and J. Uehlinger, 1998, Difficulties in identifying antibodies in the
Dombrock blood group system in multiply alloimmunized patients: Transfusion, v. 38,
p. 1022-5.
Taddie, S. J., C. Barrasso, and P. M. Ness, 1982, A delayed transfusion reaction caused by
anti-K6: Transfusion, v. 22, p. 68-9.
Tagny, C. T., A. Diarra, R. Yahaya, M. Hakizimana, A. Nguessan, G. Mbensa, Y. Nébié, H.
Dahourou, J. B. Tapko, C. Shiboski, E. Murphy, and J. J. Lefrère, 2009, [The transfusion
center, the blood donor and the given blood in francophone African countries]:
Transfus Clin Biol, v. 16, p. 431-8.
Tax, M. G., C. E. van der Schoot, R. van Doorn, L. Douglas-Berger, D. J. van Rhenen, and P. A.
Maaskant-vanWijk, 2002, RHC and RHc genotyping in different ethnic groups:
Telen, M. J., W. F. Rosse, C. J. Parker, M. K. Moulds, and J. J. Moulds, 1990, Evidence that
several high-frequency human blood group antigens reside on phosphatidylinositol-
linked erythrocyte membrane proteins: Blood, v. 75, p. 1404-7.
Thathy, V., J. M. Moulds, B. Guyah, W. Otieno, and J. A. Stoute, 2005, Complement receptor
1 polymorphisms associated with resistance to severe malaria in Kenya: Malar J, v. 4,
p. 54.
Tills, D., A. C. Kopeć, A. Wa lo , N. A. Ba i ot, A. E. Mou a t, A. Ma i , F. J. Be ett, a d J.
C. Woodburn, 1982, Blood group, protein, and red cell enzyme polymorphisms of the
Hadza of Tanzania: Hum Genet, v. 61, p. 52-9.
Tippett, P., 1986, A speculative model for the Rh blood groups: Ann Hum Genet, v. 50, p.
241-7.
Touinssi, M., S. Chapel-Fernandes, T. Granier, A. Bokilo, P. Bailly, and J. Chiaroni, 2009,
Molecular analysis of inactive and active RHD alleles in native Congolese cohorts:
Tournamille, C., 2000, [Molecular basis and structure-activity relationships of the Duffy
blood group antigens: chemokine and Plasmodium vivax receptors]: Transfus Clin
Biol, v. 7, p. 497-509.
Tournamille, C., Y. Colin, J. P. Cartron, and C. Le Van Kim, 1995a, Disruption of a GATA motif
in the Duffy gene promoter abolishes erythroid gene expression in Duffy-negative
individuals: Nat Genet, v. 10, p. 224-8.
Tournamille, C., C. Le Van Kim, P. Gane, J. P. Cartron, and Y. Colin, 1995b, Molecular basis
and PCR-DNA typing of the Fya/fyb blood group polymorphism: Hum Genet, v. 95, p.
407-10.
Tournamille, C., C. Le Van Kim, P. Gane, P. Y. Le Pennec, F. Roubinet, J. Babinet, J. P. Cartron,
and Y. Colin, 1998, Arg89Cys substitution results in very low membrane expression of
the Duffy antigen/receptor for chemokines in Fy(x) individuals: Blood, v. 92, p. 2147-
56.
145
Tournamille, C., N. Meunier-Costes, B. Costes, J. Martret, A. Barrault, P. Gauthier, F.
Galacteros, R. Nzouekou, P. Bierling, and F. Noizat-Pirenne, 2010a, Partial C antigen
in sickle cell disease patients: clinical relevance and prevention of alloimmunization:
Tournamille, C., N. Meunier-Costes, B. Costes, J. Martret, A. Barrault, P. Gauthier, F.
Galactéros, R. Nzouékou, P. Bierling, and F. Noizat-Pirenne, 2010b, Partial C antigen
in sickle cell disease patients: clinical relevance and prevention of alloimmunization:
Traore, M., A. Dumont, A. B. Kaya, S. O. Traore, O. M. Traore, and A. Dolo, 2011, [Blood
supply and demand at the Fifth District Health Centre in Bamako (Mali)]: Sante, v. 21,
p. 33-40.
Tsuneyama H, 2000, A deletion in the Duffy gene of an apparenthly healthy individual with
the Fy(a-b-) phenotype., in S. K. Uchikawa M, et al., ed., Transfusion, p. 116S.
Uchikawa, M., T. Onodera, K. Ogasawara, H. Tsuneyama, C. Toyoda, R. Yabe, T. Enomoto, M.
Satake, and K. Nakajima, 2006, Molecular basis for a novel low-frequency antigen in
the Kell blood groupp system, KYO: Vox Sanguinis, v. 91, p. 136-136.
Unger, P., J. L. Procter, J. J. Moulds, M. Moulds, D. Blanchard, M. L. Guizzo, L. A. McCall, J. P.
Cartron, and W. Dahr, 1987, The Dantu erythrocyte phenotype of the NE variety. II.
Serology, immunochemistry, genetics, and frequency: Blut, v. 55, p. 33-43.
Vege, S., N. C. Johnson, R. W. Velliquette, C. Lomas-Francis, and C. M. Westhoff, 2013, A
Novel Allele with Nucleotide 307C > T (Pro103Ser) On RHCE*ceAG (254C > G)
Encodes Robust C Antigen: Transfusion, v. 53, p. 30A-30A.
Vege, S., P. A. Nickle, R. Shirey, and C. M. Westhoff, 2009, A Novel 254 G > C (Ala85 Gly)
Change Associated with Partial Rhe and Alloanti-e: Transfusion, v. 49, p. 15A-15A.
Vignal, A., J. London, C. Rahuel, and J. P. Cartron, 1990, Promoter sequence and
chromosomal organization of the genes encoding glycophorins A, B and E: Gene, v.
95, p. 289-93.
Vignal, A., C. Rahuel, B. el Maliki, J. London, C. le van Kim, D. Blanchard, C. Andre, L. d'Auriol,
F. Galibert, and M. A. Blajchman, 1989, Molecular analysis of glycophorin A and B
gene structure and expression in homozygous Miltenberger class V (Mi. V) human
erythrocytes: Eur J Biochem, v. 184, p. 337-44.
Wagner, F. F., and W. A. Flegel, 2000, RHD gene deletion occurred in the Rhesus box: Blood,
v. 95, p. 3662-8.
Wagner, F. F., A. Frohmajer, B. Ladewig, N. I. Eicher, C. B. Lonicer, T. H. Müller, M. H. Siegel,
and W. A. Flegel, 2000, Weak D alleles express distinct phenotypes: Blood, v. 95, p.
2699-708.
Wagner, F. F., B. Ladewig, K. S. Angert, G. A. Heymann, N. I. Eicher, and W. A. Flegel, 2002,
The DAU allele cluster of the RHD gene: Blood, v. 100, p. 306-11.
Wagner, F. F., J. M. Moulds, A. Tounkara, B. Kouriba, and W. A. Flegel, 2003, RHD allele
distribution in Africans of Mali: BMC Genet, v. 4, p. 14.
Wendel, S., R. Fontão-Wendel, J. E. Levi, M. G. Aravechia, R. F. Bordokan, D. Russo, and M. S.
Haddad, 2004, A McLeod phenotype detected by random screening for K:-4 [Kp(b-)]
blood donors in Brazil: Transfusion, v. 44, p. 1579-87.
Wester, E. S., R. Steffensen, P. C. Ligthart, J. Vad, M. de Haas, J. R. Storry, and M. L. Olsson,
2010, KEL*02 alleles with alterations in and around exon 8 in individuals with
apparent KEL:1,-2 phenotypes: Vox Sang, v. 99, p. 150-7.
146
Westhoff, C., S. Vege, K. Yazdanbakhsh, D. Wylie, M. Razib, K. Hue-Roye, G. Halverson, S.
Read, E. Whiteoak, P. Nickle, J. Maurer, D. Kavitsky, S. Nance, and M. E. Reid, 2007, A
DOB allele encoding an amino acid substitution (Phe62Ser) resulting in a Dombrock
null phenotype: Transfusion, v. 47, p. 1356-62.
Westhoff, C. M., S. Vege, C. Halter Hipsky, K. Hue-Roye, T. Copeland, R. W. Velliquette, T.
Horn, C. Lomas-Francis, and M. E. Reid, 2013a, RHCE*ceTI encodes partial c and
partial e and is often in cis to RHD*DIVa: Transfusion, v. 53, p. 741-6.
Westhoff, C. M., S. Vege, C. Halter-Hipsky, T. Whorley, K. Hue-Roye, C. Lomas-Francis, and M.
E. Reid, 2010, DIIIa and DIII Type 5 are encoded by the same allele and are associated
with altered RHCE*ce alleles: clinical implications: Transfusion, v. 50, p. 1303-11.
Westhoff, C. M., S. Vege, T. Horn, K. Hue-Roye, C. Halter Hipsky, C. Lomas-Francis, and M. E.
Reid, 2013b, RHCE*ceMO is frequently in cis to RHD*DAU0 and encodes a hr(S) -,
hr(B) -, RH:-61 phenotype in black persons: clinical significance: Transfusion, v. 53, p.
2983-9.
Wu, G. G., S. Z. Jin, Z. H. Deng, and T. M. Zhao, 2001, Polymerase chain reaction with
sequence-specific primers-based genotyping of the human Dombrock blood group
DO1 and DO2 alleles and the DO gene frequencies in Chinese blood donors: Vox
Sang, v. 81, p. 49-51.
Xu, Y., B. Olives, P. Bailly, E. Fischer, P. Ripoche, P. Ronco, J. P. Cartron, and E. Rondeau,
1997, Endothelial cells of the kidney vasa recta express the urea transporter HUT11:
Kidney Int, v. 51, p. 138-46.
Yan, L., Q. Fu, L. Jin, and L. Li, 2001, Duffy blood group phenotypes and genotypes in Chinese:
Transfusion, v. 41, p. 970.
Yang, B., L. Bankir, A. Gillespie, C. J. Epstein, and A. S. Verkman, 2002, Urea-selective
concentrating defect in transgenic mice lacking urea transporter UT-B: J Biol Chem, v.
277, p. 10633-7.
Yazdanbakhsh, K., S. Lee, Q. Yu, and M. E. Reid, 1999, Identification of a defect in the
intracellular trafficking of a Kell blood group variant: Blood, v. 94, p. 310-8.
Yazdanbakhsh, K., M. Rios, J. R. Storry, N. Kosower, N. Parasol, A. Chaudhuri, and M. E. Reid,
2000, Molecular mechanisms that lead to reduced expression of duffy antigens:
Yu, L. C., Y. C. Twu, C. Y. Chang, and M. Lin, 2001, Molecular basis of the Kell-null phenotype:
a mutation at the splice site of human KEL gene abolishes the expression of Kell
blood group antigens: J Biol Chem, v. 276, p. 10247-52.
Yuan, S., N. P. Ewing, D. Bailey, M. Salvador, and S. Wang, 2007, Transfusion of multiple units
of Js(b+) red blood cells in the presence of anti-Jsb in a patient with sickle beta-
thalassemia disease and a review of the literature: Immunohematology, v. 23, p. 75-
80.
Zelinski, T., 1998, Erythrocyte band 3 antigens and the Diego Blood Group System: Transfus
Med Rev, v. 12, p. 36-45.
Zimmerman, P. A., J. Fitness, J. M. Moulds, D. T. McNamara, L. J. Kasehagen, J. A. Rowe, and
A. V. Hill, 2003, CR1 Knops blood group alleles are not associated with severe malaria
in the Gambia: Genes Immun, v. 4, p. 368-73.
147

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AIX-MARSEILLE UNIVERSITE

FACULTE DE MEDECINE DE MARSEILLE

ECOLE DOCTORALE : SCIENCES DE LA VIE ET SANTE

LA FACULTE DE MEDECINE DE MARSEILLE

Par Monsieur Alhassane BA

Hétérogénéité génétique des groupes sanguins au Mali :

Pour obtenir le grade de DOCTORAT d’AIX-MARSEILLE UNIVERSITE

Mention : Biologie, Spécialité : Génétique

Monsieur BOËTSCH Gilles, Directeur de recherche CNRS – UMI3189 Dakar – Rapporteur

Monsieur PEYRARD Thierry, Docteur CNRGS - INTS – UMI_S1134 Paris – Rapporteur

Monsieur DOUMBO Ogobara K, Professeur – Université de Bamako – Examinateur

Monsieur SANOGO Moussa, Docteur - CHU du point « G » Bamako – Examinateur

Madame SILVY Monique, Chargée de recherche - UMR7268 - EFS Marseille – Examinateur

Monsieur CHIARONI Jacques, Professeur – Aix-Marseille Université – Directeur de thèse

La oratoire d’Hématologie Molé ulaire, Etablissement Français du Sang Alpes Méditerranée

UMR7268 ADES, AMU – EFS – CNRS, Marseille, France

« Que ton âme repose en paix, Amen ».

Je remercie le Professeur Ogobara K DOUMBO de l’Université des Sciences Techniques, et Technologiques de

Je remercie le personnel du CNTS de Bamako pour leur soutien et apport technique.

Je remercie le personnel du MRTC de la faculté de médecine de Bamako pour leur collaboration.

Je remercie la Fondation Méditerranée Infection et Campus France (Service de Coopération et d’Actions

Organisation de la transfusion sanguine au Mali………………………………………..….…………………… 4

Les difficultés de la transfusion sanguine au Mali……………………………………..…….……………………5

A. P i ipau s st es de g oupes sa gui s d’i t t t a sfusio el.……….. 8

I. Système Kell (ISBT n°006)………………………………………………………………………………….………………. 8

1. Les antigènes antithétiques KEL1/KEL2, KEL3/KEL4/KEL21……………………..………………..…………. 9

1.1. KEL1 (K) et KEL2 (k)………………………………………….…………………………………….…..….………. 9

1.2. KEL3 (Kpa), KEL4 (Kpb) et KEL21 (Kpc)………………………………………………….…….…………….. 11

2. Les phénotypes McLeod, Kellmod et Kellnull……………………………………………………….………..………….. 11

2.1. Phénotypes McLeod et Kellmod………………………………………….…………….……………..….……. 11

2.2. Phénotype Kellnull…………………………………………………………………….……….…………………….. 13

2.3. Anticorps liés aux phénotypes KELnull et KELmod…………………..…………...…….……………….. 15

3. Particularités africaines : l’antig ne KEL (Jsa)…………………………………………….……….………………. 15

II. Système Kidd (ISBT n°009)………………………………………………………………….……………………………..17

1. Les antigènes Jka et Jkb (JK1 et JK2) et les anticorps…………………………………….…….…………………. 17

2. Le phénotype rare Jk(a-b-) ou Jknull……………………………………………………………….…….……….……….. 20

3. Fonction de transporteur d’urée………………………………………………………………….…………….………… 23

III. Système Dombrock (ISBT n°014)………………………………………………………..….………………………..24

1. Antigènes antithétiques Doa et Dob, et le phénotype Grégory (a-)………….………………..….….……24

1. Les antigènes FY1 (Fya) et FY2 (Fyb)…………………………………………………………...……….………………… 32

3. Les phénotypes faible et null……………………………………………………….……….………………….…………… 33

4. Le phénotype FY :-1,-2 dans les populations afro-antillaises………………….…………..…….………….. 36

V. Système RH (ISBT n°004)...................................................................................................... 37

1. Les protéines Rh et le locus RH………………………………………………………..….………………….…………….. 37

1.1. Protéines Rh………………………………………………………………………….…….………..……………….. 37

2. Bases moléculaires des antigènes communs………………………………………………….……….……………. 38

2.1. Polymorphisme associé aux phénotypes RhD positif et RhD négatif..……………..…….... 38

2.2. Polymorphismes des antigènes RhC/c, RhE/e…………………………………………………………..39

2.3. Distribution des phénotypes et haplotypes RH………………………………………………………… 40

3.1. Pseudogène RHD*RHDpsi………………………………………………………………………..……………… 42

3.2. Haplotype (C)ces type 1……………………………………………………………………………..…………… 43

4. Allèles RH variants dans les populations Afro-antillaises……………………………………………………… 45

4.1. Allèles RHD variant…………………………………………………………………………………...……………. 45

VI. Système MNS (ISBT n°002)…………………………………………………………………………..…………………. 56

1. Le locus glycophorine et les glycoprotéines GPA, GPB et GPE associées..…………………………….. 57

2. Les antigènes antithétiques MNS1/MNS2 et MNS3/MNS4……………………………………………………58

2.1. MNS1 et MNS2…………………………………………………………………………………..…..….............. 59

2.2. MNS3 et MNS4………………………………………………………………………….…………….……………… 60

3. Les particularités africaines………………………………………………………………………………….….…………… 60