UNIVERSIDAD VERACRUZANA

MAESTRIA tN I
INSTITUTO DE CIENCIAS BÁSICAS C lE N C IA ¿ /
A l im e n t a r ia s

CULTIVO Y CARACTERIZACIÓN DEL HONGO COMESTIBLE

Lentinuta horyana Y SU COMPARACIÓN CON EL
SHJITAKE JAPONÉS (Lentinula edodes)

Tesis que para obtener el grado de

MAESTRO EN CIENCIAS ALIMENTARÍAS

Presenta
Biol. Karina Valdez Villegas

Directores de Tesis IttSimiTQ BEClEKCIftS BftSICL

UNIVI ¡'SUMO VLSAÑIUJ/W
W B l.IO T K C A
Dr. Ángel Rafael Trigos Landa
Dr. Gerardo Mata Montes de Oca

Xalapa, Veracruz. Mayo, 2009

 AGRADECIMIENTOS

Agradezco a las personas e instituciones que me brindaron apoyo para la

realización de esta tesis:

Al In s titu to de C iencias B ásicas de la U niversidad V eracruzana por la

oportunidad de realizar mi formación académica.

Al L a b o ra to rio de Alta Tecnología de Xalapa, S. C. (LATEX), por el apoyo,

esmero, orientación e iniciativa en el desarrollo y finalización de este proyecto.

Al In s titu to de Ecología, A. C., por la atención, orientación, apoyo y consejos,

para la realización y finalización de este proyecto.

A la U nidad de S ervicios de A poyo en R eso lu ción A nalítica (SARA) de la

Universidad Veracruzana, por su colaboración en la realización de los análisis en
Cromatografía de Gases. Con especial atención a la M. C. Ma. Rem edios
M endoza-López.

Al C onsejo N acional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por la beca

otorgada. No. de becaria: 188108.

A mis directores de Tesis: Dr. Á ngel Rafael T rig o s Landa y Dr. G erardo Mata
M ontes de Oca, por su apoyo, orientación, confianza y paciencia.
 Al coordinador de la Maestría en Ciencias Alimentarias: Dr. Iñigo V erdalet
Guzm án, por el apoyo recibido.

A la M. C. Dulce M urrieta Hernández (INECOL), por la asesoría y apoyo

recibidos.

A mi honorable jurado, por sus valiosas aportaciones que enriquecieron este

trabajo de investigación:
Dr. M iclo th López del C astillo
Dra. Zaira Ju lie ta D om ínguez-E squivel
Dra. G loria Luz C arrión V illa rno vo
 DEDICATORIAS

A DIOS:
G radas Dios por permitirme realizar con éxito un objetivo más, en mi vida.

A MI PADRES:
A mi madre Rosa Villegas Ramírez y mi padre Tirzo Valdez G arda, por su amor,
apoyo y confianza en mi, por el optimismo que siempre muestran y hacer mis
metas; metas suyas.

A MIS HERMANOS:
Reina, Minerva, Rogelio y Verónica, por todo el cariño y apoyo recibido.

A MIS SOBRINOS:
Andrea, Emiliano y Ángel, gracias por su alegría.

A MIS AMIGOS:
A mis mejores amigos M. en C. Ángel Huerta Conde y M. en C. Jorge Ricaño
Rodríguez, gracias por el apoyo y sonrisas que me han regalado.

A MIS DIRECTORES DE TESIS:

Dr. Ángel R. Trigos Landa y Dr. Gerardo Mata Montes de Oca, por la paciencia,
consejos y enseñanzas.

A todos ustedes gracias.

 INDICE GENERAL
Pág
INDICE G E N E R A L..................................................................................................

ÍNDICE DE FIGURAS.............................................................................................. IV

ÍNDICE DE T A B L A S ................................................................................................ V

RESUM EN................................................................................................................. Vil

SUM M AR Y................................................................................................................ VIII

1. INTRODUCCIÓN..................................................................................................

2. MARCO TEÓ R IC O .............................................................................................. 3

2.1. Historia del cultivo de los hongos.................................................................. 3

2.1.1. Antecedentes del cultivo de hongos en M éxico.................................... 4

2.2. Características morfológicas y taxonómicas del género Lentinula.......... 5

2.3. Distribución geográfica del género Lentinula............................................... 7

2.4 Importancia nutrimental y medicinal de Lentinula....................................... 8

2.4.1. Propiedades medicinales del shiitake japonés..................................... 8
2.4.2. Valor nutrimental del shiitake.................................................................. 10
2.5. Situación actual de la producción comercial de los hongos
com estibles................................................................................................................ 15

3. PLANTEAM IENTO DEL PROBLEMA DE LA INVESTIGACIÓN.............. 16

4. OBJETIVOS E HIPÓTESIS................................................................................ 17
4.1. Objetivo general............................................................................................ 17

4.2 Objetivos específicos...................................................................................... 17

4.3. Hipótesis del trabajo.................................................................................... 17

5. MATERIALES Y MÉTODOS............................................................................. 18

5.1. Descripción general.......................................................................................... 18

5.2. M aterial............................................................................................................. 19

5.2.1. Material biológico..................................................................................... 19

5.3. M étodos............................................................................................................ 19
 5.3.1. Selección de cepa y medio de cultivo del hongo Lentinula
boryana...................................................................................................................... 19

5.4. Cultivo masivo de Lentinula boryana y Lentinula edodes.......................... 20

5.4.1. Resiembra de cepas................................................................................ 20
5.4.2. Elaboración del inoculo............................................................................. 20
5.4.3. Preparación del sustrato........................................................................... 21
5.4.4. Incubación.................................................................................................. 22
5.4.5. Producción.................................................................................................. 23

5.5. Determinación de la productividad de las cepas......................................... 24

5.6. Caracterización química de Lentinula boryana y Lentinula

edodes....................................................................................................................... 24

5.6.1. Determinación de compuestos volátiles............................................... 24

5.6.2. Análisis químico proximal........................... ........................................... 25

5.6.2.1. Determinación de humedad............................................................ 25

5.6.2.2. Determinación de cenizas.................................................................. 25
5.6.2.3. Determinación de fibra cruda............................................................ 26

5.6.2.4. Determinación de grasa cruda......................................................... 27

5.6.2.5. Determinación de proteínas.............................................................. 28

5.7. Diseño estadístico........................................................................................... 29

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN....................................................................... 30

6.1. Selección de cepa y medio de cultivo del hongo Lentinula boryana...... 30

6.1.1. Estimación del crecimiento micelial de L. boryana............................... 30

6.1.2. Rendimiento de L. boryana en paja de cebada.................................... 31

6.2. Cultivo masivo de Lentinula boryana y Lentinula edodes.......................... 32

6.2.1. Productividad de los hongos................................................................... OO

jZ
6.3 Caracterización de Lentinula boryana y Lentinula edodes......................... 39

6.3.1 Compuestos volátiles identificados en los hongos................................ 39

6.3.1.1 Compuestos volátiles identificados en Lentinula boryana................ 39

6.3.1.2 Compuestos volátiles identificados en Lentinula edodes.................. 42

6.3.2. Análisis químico proximal de Lentinula boryana y Lentinula

I!
edodes 45

7. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES................................................. 49
7.1 Conclusiones..................................................................................................... 49
7.2 Recomendaciones............................................................................................ 49

8. BIBLIO G R AFÍA C ITAD A.................................................................................. 51

9. APÉNDICE........................................................................................................... 57
 ÌNDICE d e f ig u r a s

Pág
Figura 1. Cuerpos fructíferos de Lentinula boryana cultivada en paja de 6
cebada ...............................................................................................
Figura 2. Cuerpos fructíferos de Lentinula edodes cultivado en bagazo
de caña de a z ú c a r........................................................................... 6
Figura 3. Diagrama de flujo de la metodología re a liza d a ............................ 18
Figura 4. Diagrama de flujo para el cultivo y producción de los hongos
Lentinula............................................................................................ 23
Figura 5. Diámetro promedio de los micelios de las 4 cepas de L.
boryana a los 8 dias de incubación en PDA y PDA E, las letras
diferentes en las barras, indican diferencias significativas con
la prueba de rango múltiple de Tukey (a<0.05)............................ 30
Figura 6. Carpóforos de Lentinula edodes cultivado en paja de cebada . 32
Figura 7. Carpóforos de Lentinula boiyana silvestre y c u ltiv a d o ...... ......... 33
Figura 8. Eficiencia biológica promedio (%) de ambas especies, las
letras diferentes (a, b) indican que hay diferencias
significativas en la prueba de comparación de medias de
Tukey (a<0.05)................................................................................... 34
Figura 9. Carpóforos de L. boryana en hojarasca de árbol de encino y
árbol de h a y a .................................................................................... 37
Figura 10. Carpóforos de Lentinula edodes en viruta de encino y
hojarasca de h a y a ........................................................................... 37
Figura11. Interacción entre las especies de los hongos y las seis
formulaciones. Las letras diferentes en las barras, indican
diferencias significativas con la prueba de rango múltiple de
Tukey (a<0.05).................................................................................. 38

IV
 INDICE DE TABLAS

Pag
Tabla 1. Clasificación taxonómica de los hongos estudiados.................. 5

Tabla 2. Moléculas bioactivas en el shiitake................................................ 9

Tabla 3. Porcentaje de agua (humedad) en los principales hongos

comestibles cultivados en México y su comparación con otros
alimentos de amplio consumo popular.......................................... 11
Tabla 4. Contenido en proteína, y perfil de aminoácidos esenciales de
los principales hongos comestibles cultivados comercialmente
en México y su comparación con otros alimentos de amplio
consumo p o p u la r.............................................. 12
Tabla 5. Composición proximal en base seca, de las principales
especies de hongos comestibles cultivados
internacionalm ente........................................................... 13
Tabla 6. Aportación del shiitake, en los requerimientos nutrimentales
diarios de acuerdo a recomendaciones oficiales nacionales e
internacionales................................................................................ 14
Tabla 7. Cepas utilizadas en este experimento.......................................... 19
Tabla 8. Formulaciones de los sustratos utilizados en el cultivo de
Lentinula boryana y Lentinula edodes.......................................... 21
Tabla 9. Rendimiento de las cepas de Lentinula boryana en paja de
cebada................................................................................................ 31
Tabla 10. Productividad de la cepa IE-17 de Lentinula boryana y la cepa
IE-124 de Lentinula e d o d e s........................................................... 33
Tabla 11. Eficiencia biológica promedio y desviación estándar de L
boryana en los sustratos estudiados, con la prueba de
comparación de medias de Tukey (a<0.05)................................. 35

Tabla 12. Eficiencia biológica (%) de L. edodes en los sustratos

estudiados, con la prueba de comparación de medias de
Tukey (a<0.0 5 ) .................................................................................. 36
Tabla 13. Compuestos volátiles identificados enLentinula boryana........... 40

V
Tabla 14. Compuestos volátiles identificados en Lerttinula e d o d e s .......... 43
Tabla 15. Compuestos volátiles identificados en Lentinula edodes.......... 42
Tabla 16. Composición proximal de Lentinula boryana (IE-17) en cada
sustrato estudiado............................................................................ 45
Tabla 17. Composición proximal de Lentinula edodes (IE-124) en cada
sustrato estudiado............................................................................ 46
Tabla 18. Composición proximal de las especies de hongos más
comerciales....................................................................................... 47

VJ
 RESUMEN

Lentinula edodes (Berk.) Pegler mejor conocido como shiitake japonés es un hongo
funcional ampliamente utilizado en Oriente; asimismo, Lentinula boryana (Berk. & Mont)
Pegler o shiitake americano, es una especie nativa de América aún no explotada,
ambos presentan similitudes morfológicas entre sí, por lo que, el objetivo de este
trabajo fue cultivar y caracterizar en sustratos alternativos los cuerpos fructíferos de
estas especies comestibles (paja de cebada, bagazo de caña de azúcar, hojarasca de
árbol de encino, hojarasca de árbol de haya y viruta de árbol de encino). La
caracterización química incluyó la determinación de compuestos volátiles utilizando
cromatografía de gases (CG), y la determinación del valor químico proximal de las dos
especies de hongos en cada sustrato estudiado.
Se encontró que los mejores rendimientos de cultivo se obtuvieron en los sustratos
viruta de árbol de encino para L. edodes y hojarasca de árbol de haya para L. boryana.
Se identificó que tanto L. boryana como L edodes, contienen de manera abundante
el compuesto volátil, llamado "alcohol de los hongos" (1-octeno-3-ol). No obstante, solo
L. boryana fue capaz de producir el 3-octanol, el cual puede servir de marcador
quimiotaxonómico entre ambas especies. El análisis químico proximal mostró que, el
sustrato a base de hojarasca de árbol de encino, resultó ser el mejor para las dos
especies, debido a su mayor contenido de proteínas en los carpóforos. Asi mismo, el
sustrato de hojarasca de Haya, produce los carpóforos con mayor valor energético.
En base a los resultados, se puede concluir que los sustratos aquí evaluados, en el
cultivo de L. boryana y L. edodes, producen carpóforos con alto valor nutrimental, según
referencias nutrimentales, para ser empleados en la alimentación humana.

Palabras clave: Carpóforos, Lentinula boryana, Lentinula edodes, sustratos

alternativos, compuestos volátiles, proteínas.

VII
 SUMMARY

Lentinula edodes (Berk.) Pegler better known as shiitake Japanese is a functional

mushroom extensively utilized in East; likewise, Lentinula boryana (Berk. & Mont) Pegler
or shiitake American, is a native species from America not yet exploited, both present
morphological similarities among their self, for which, the main objective of this work was
to cultivate and to characterize in alternative substrates the fruitful bodies of these edible
species (straw of barley, sugar cane chaff, leafage of tree of encino, leafage of tree to
have and shaving of tree of encino). The chemical characterization included the
determination of volatile compounds utilizing gas chromatography (GC), and the
determination of the proximal chemical value of the two species of mushrooms on each
substrate studied.
It was found that the better performances of cultivation were obtained in the tree
shaving substrates of encino for L edodes and leafage of tree to have for L. boryana.
It was identified that such L. boryana as L. edodes contain an abundant amount of
the volatile compound call "alcohol of the mushrooms" (l-oeteno-3-ol). Nevertheless,
just L. boryana was capable to produce the 3-octanol, which can be used as a
chemytaxonomic marker among both species. The proximal chemical analysis showed
that, the substrate based on tree leafage of encino, resulted to be the best for the two
species, due to its greater content of proteins in the carpoforos. Likewise, the leafage
substrate produces the carpoforos with a greater energy value.
Based on these results, it can be concluded that the substrates here evaluated, in the
cultivation of L. boryana and L. edodes, produce carpoforos with hig nutrimental value,
according to nutrimental references, to be employed in human diet.

K eyw ords: Carpoforos, Lentinula boryana, Lentinula edodes, volatile composed,

alternative substrates, proteins.

VIII
 1. INTRODUCCIÓN

Los hongos son organismos comunes en la naturaleza que incluyen desde formas
microscópicas, como los mohos y las levaduras, hasta macroscópicas, bastante
voluminosas llamados hongos de repisa, que crecen en los troncos de los árboles.
Estos, están ampliamente distribuidos por todo el planeta y prosperan en casi todos
los climas tropicales, subtropicales, templados y fríos, en temperaturas comprendidas
entre 4o C y 60° C, donde existan los alimentos indispensables para su existencia,
como material orgánico y agua (Ramírez, 2002).

Los hongos han estado ligados al hombre desde tiempos inmemoriales;

asimismo, tienen gran significado ornamental, medicinal, ceremonial y artístico en
diversos grupos sociales (Guzmán et al., 1993). Civilizaciones como la griega,
egipcia, romana, china y azteca apreciaban a los hongos por su delicadeza, además
de conocer acerca de su valor terapéutico y frecuentemente eran usados en
ceremonias religiosas (Chang y Miles, 2004).

A través de los años, el conocimiento de estos organismos, se ha incrementado

en tal forma, que actualmente es motivo de estudio por numerosos especialistas. Así
han surgido, nuevos conocimientos que incluyen aspectos taxonómicos, ecológicos,
nutrimentales y más recientemente farmacológicos y bioquímicos (Guzmán et al.,
1993; Zamora-Martínez y Nieto, 1995). Es así, como los avances en desarrollos
biotecnológicos han sido incorporados a procesos naturales, como el caso de la
producción de hongos comestibles (Guzmán et al., 1993).

El cultivo de los hongos comestibles a nivel mundial ha evolucionado con el

tiempo y actualmente es un desarrollo respetable de importancia económica, en
especial sobre la producción de especies de Agaricus, Pleurotus y Lentinula (Trigos y
Martínez, 1998), éstos son consumidos por su sabor, aroma y textura; sin embargo,
es poco conocido su gran potencial como alimento funcional con propiedades
nutrimentales y medicinales que promueven la salud.

i
 El presente trabajo surgió por el interés de estudiar especies de reciente cultivo,
tal es el caso de la especie Lentinula boryana, conocido comúnmente como shiitake
Americano u “hongo de encino”, el cual presenta similitudes morfológicas con
Lentinula edodes conocido como shiitake japonés. Por lo que el objetivo de este
trabajo es cultivar y caracterizar en sustratos alternativos los hongos comestibles
Lentinula boryana y Lentinula edodes.
 2. MARCO TEORICO

2.1 H istoria del cultivo de los hongos

La información sobre el primer cultivo de hongos comestibles en Europa, fue el
cultivo de champiñón, el cual se originó en la región de París, Francia. Los cultivadores
de melones de esa región, en el año de 1650 observaron que crecían hongos sobre el
estiércol, que usaban para abonar los melones. Dicho estiércol o fimo, era paja con
tierra, excremento de caballo y agua (Sierra, 1997).
Sesenta años después, Tournerfor (botánico francés) describió el primer método de
cultivo del champiñón. En 1780, Chambry observó que el champiñón podía crecer con
humedad y en ausencia de luz, por lo tanto el cultivo se trasladó a cuevas (Sierra,
1997).
En 1825, se producen en Holanda los primeros cultivos del champiñón y en 1865
este cultivo llegó a E. U. A. vía Inglaterra. Para 1900, esa Industria empezaba a tomarse
en cuenta desde el punto de vista técnico y científico. En 1930, el Dr. J. W. Sinden de la
Universidad de Pennsilvania, en E. U. A., desarrolló la técnica de hacer que el micelio
del hongo creciera sobre granos de trigo estériles dando un paso definitivo en la
expansión industrial de este cultivo. Así, para 1960 en Estados Unidos tanto el gobierno
como la iniciativa privada, habían abierto laboratorios para el desarrollo de esta
industria (Sierra, 1997).
Otros hongos comestibles, como Pleurotus ostreatus comúnmente denominadas
como setas, son conocidas desde tiempo inmemorial: existen registros de que se inicio
su cultivo en el año 1900; y para 1974 ya estaba extendido en Japón, Italia, Suiza,
Francia, Hungría, Taiwán, Corea del Sur y Tailandia (Chang y Miles, 2004).
El hongo Lentinula edodes, mejor conocido con el nombre japonés shíitake es un
hongo comestible nativo del este de Asia. En China es también llamado “Xiang-gu" ó
“Shiang-gu,” (el hongo con fragancia). Es un hongo tradicional en China, Japón y Korea,
que se cultiva en China aproximadamente desde los siglos X-Xlll d. c. La forma rústica
de cultivo del shíitake, aun utilizada en China y Japón, consisten en emplear troncos de
madera de diversos árboles (Quercus, Carpinus, Castanea), principalmente de encino,
como sustrato de cultivo (Chen, 2005). El método moderno para el cultivo del shiitake
es relativamente reciente y se desarrolló de manera sólida a finales de los 80's y se
lleva a cabo con aserrín o paja suplementado con maderas duras, el cual se esteriliza
en bolsas de polipropileno (Martínez-Carrera et al., 2004).

2.1.1 Antecedentes del cultivo de hongos en México

México por sus raíces indígenas es un pueblo micófago, es decir, que come hongos,
contrario a otros pueblos, como los ingleses y nórdicos europeos que son micófobos. El
conocimiento que tienen los campesinos mexicanos sobre los hongos comestibles es
una herencia del saber que tenían los diversos grupos étnicos que poblaban el país en
la época prehispánica y que ha quedado plasmada en los códices indígenas y en las
crónicas y escritos de la época de la colonia (Guzmán et al., 1993).
México fue el primer país latinoamericano donde se inició el cultivo de hongos
comestibles y se remonta a la llegada del Sr. José Leben Zdravle en 1931, procedente
de Trieste, Italia, que inició los primeros ensayos sobre el cultivo de champiñón
(Agaricus) en Texcoco, muy cerca de la ciudad de México, utilizando el sistema de
camellones (Trigos y Martínez, 1998).
El inoculo o “semilla" utilizado procedía de la empresa Mushroom Suply Coa.,
(Pennsylvania, E. U. A.), la cual ya venía funcionando desde 1924. Después de
notables esfuerzos y ensayos constantes, entre 1939 y 1945, Leben Zdravíe logró
establecer dos plantas productoras de champiñón (Trigos y Martínez, 1998). En 1974,
por primera vez en México, se cultivó en Cuajimalpa una especie de hongo comestible
diferente al champiñón, la especie Pleurotus ostreatus, conocida comercialmente como
seta (Sierra, 1997).
El shiitake fue cultivado por primera vez en México en 1984, por la empresa “Hongos
Leben, S. de R. L. de C. V.” en Guadalupe Victoria, Estado de México. El cultivo se
llevó a cabo usando como sustrato aserrín de encino, almidón, levadura deshidratada y
sulfato de calcio, empleando una modificación de la técnica descrita por la patente de la
Compañía Kiniko (E. U. A.) (Sierra, 1997).
2.2 C aracterísticas m orfológicas y taxonóm icas del género Lentinula
De acuerdo con Pegler (1983) la clasificación taxonómica de Lentinula boryana y
Lentinula edodes es la siguiente:

Tabla 1. Clasificación taxonómica de los hongos estudiados.

Reino: Fungi
D ivisión: Eumycotina
S ubdivisión: Basidiomycotina
Clase: Holobasidiomycetes
Subclase: Hymenomycetidae (Himenomycetes)
Orden: Agaricales
Familia: Tricholomataceae
Género: Lentinula
Especie: Lentinula boryana (Berk. & Mont) Pegler
Lentinula edodes (Berk.) Pegler

Lentinula boryana presenta un píleo de 30-50 mm de diámetro, de color café claro a

oscuro, subcarnoso, convexo más o menos plano, liso no estriado, frecuentemente con
un círculo de escamas pequeñas y blancas hacia el margen; láminas de tipo anexadas
a adnadas, separadas o subadheridas al pie, blanquecinas manchadas de café viáceo,
delgadas (2-3 mm), muy juntas. Estípite de 0.3-8 mm de largo, de posición central a
ligeramente excéntrico con la edad, consistencia fibrosa a dura, casi leñoso, con
pequeñas escamas fibrosas en las tres cuartas partes inferiores; velo blanco y
aracnoide que deja remanentes apendiculados sobre el margen del píleo y una zona
anular en la parte superior del estípite; esporas de 5.5-6.5 X 3-3.5 pm, oblongas o
elipsoides, hialinas, lisas, de pared delgada; basidios de 15-17 X 3-4 pm, tetraspóricos
hialinos; trama himenoforal subregular, hialina, con hifas más o menos paralelas, con
fíbulas (Guzmán et al., 1997). En la figura 1 se pueden observar cuerpos fructíferos de
L. boryana cultivada en paja de cebada.
Lentinula edodes tiene el píleo de color café claro o café oscuro con el centro aún
más oscuro, y café más pálido en las orillas en especímenes jóvenes o secos, de
curvado a aplanado, abombado. Contexto blanco y carnoso; de 50 a 110 mm de
diámetro Estípite de color café rojizo claro o café blanquecino, excéntrico pero algunas

veces central (Singer y Harris, 1987). En la figura 2 se puede observar el cuerpo

fructífero de L edodes cultivado en bagazo de caña de azúcar.

Las diferencias físicas mas marcadas entre carpóforos de L boiyana y L edodes,

son tamaño de las fructificaciones, coloración de los carpóforos, L edodes presenta
tonos café-vináceo mas intensos y oscuros, y por ultimo la forma del píleo L boiyana
presenta un píleo estilo sombrilla.

Láminas o
himenio

Sombrero o píleo
Pie o estípite

Figura 2. Cuerpos fructíferos de Lentinula edodes cultivado en bagazo de caña de

azúcar.
6
2.3 D istribución geográfica del género Lentinula
Lentinula edodes crece sobre madera muerta en una amplia gama de árboles
hospederos, especialmente especies de los géneros Quercus, Lithocarpus, Castañas,
Castanopsis, Fagus, Carpinus, Platycarya, Juglans, Elaeocarpus, Magnolia, Pinus y
Picea. Se distribuye en Asia Oriental, especialmente Japón y China, pero no se
extiende hacia zonas más frías y/o tropicales, prefiriendo una temperatura óptima
alrededor de 24 °C (Pegler, 1983). Tradicionalmente es cultivado en troncos de árboles
principalmente de encino (Quercus sp.), aunque para su producción en México son
usados diversos materiales lignocelulosicos enriquecidos con virutas (Gaitán-
Hernández, 2001).
Lentinula boryana crece sobre ramas podridas, troncos y tocones de muchos
árboles. Se localiza en América tropical (el Caribe, sureste de estados Unidos y
América del Sur) (Pegler, 1983). En México crece en las Montañas entre los 1000 -
2000 m de latitud, en bosques subtropicales (mesófilo de motada) y de encino, en los
estados de Durango, Guerrero, Hidalgo, Jalisco, Morolos, Michoacán, Oaxaca,
Tamaulipas, Veracruz, Coahuila, México y Puebla (Mata y Guzmán, 1991; Ortega,
1996; Guzmán et al., 1997; Gutiérrez, 2002).
Fue citado por primera vez en México en el estado de Guerrero por Guzmán en
1972. Por las similitudes morfológicas de Lentinula boryana con Lentinula edodes,
shiitake Japonés, se le ha dado el nombre común de shiitake americano, aunque
también se le conoce como hongo de encino, hongo de palo, guaje, cuerudo, oak's
mushroom y log's mushroom; surgiendo así, la posibilidad de cultivarlo bajo un sistema
similar al de la especie asiática.
En México es muy apreciado gastronómicamente por la población rural, quienes lo
conocen popularmente como “hongo de encino"; en el estado de Veracruz se vende
comúnmente en mercados populares del centro del estado, por ejemplo en Huatusco es
un hongo muy consumido (León, 1998; Gutiérrez, 2002).
2.4 Importancia nutrimental y medicinal de Lentinula
2.4.1 Propiedades medicinales del shiitake japonés
Las propiedades medicinales de los hongos comestibles, así como sus efectos
benéficos en la salud humana, han sido reconocidas durante más de 2000 años por
diversas culturas en todos los continentes (Mizuno et al., 2001).
Recientemente los hongos, son considerados alimentos funcionales. Los hongos
también se pueden consumir en forma de nutricéuticos y nutracéuticos. Los
nutricéuticos son usualmente consumidos en forma de cápsulas o tabletas (no son
alimentos), tienen una aplicación terapéutica potencial. Los nutracéuticos o también
llamados alimentos funcionales, son consumidos como parte de la dieta normal, pero
que modifican o enriquecen la salud así como suplementos dietéticos (Smith et al.,
2000). La fibra, en particular la quitina y los (3-giucanos, son los principales
constituyentes funcionales de los hongos, los cuales, están presentes en cantidades
variables (Manzi et al., 2001).
El shiitake es considerado un excelente alimento funcional que proporciona
beneficios a la salud y ayuda a prevenir o aliviar enfermedades si se consume
regularmente dentro de la dieta. Sus propiedades medicinales se han popularizado
comercializando suplementos alimenticios para reducir la hipertensión y tratar
enfermedades cardiovasculares, la diabetes, el cáncer y la artritis, principalmente
(Hobbs, 2000).
Diversos estudios químicos, demuestran la presencia de una amplia variedad de
moléculas bioactivas en el shiitake (tabla 2).
Tabla 2. Moléculas bioactivas en el shiitake.
Compuesto Propiedades
El “lentinano" es un polisacárido que estimula la
Lentinano producción de células antitumorales naturales, tales
Es un p - ( 1 ,3 ) - g lu c a n o como las células T, células N-K (natural killer),
r a m if ic a d o (2 :5 )
macrófagos citotóxicos y anticuerpos. Presenta
propiedades antibióticos adicionales contra bacterias,
virus y parásitos (Ann-Teck y Mah-Lee, 2001).

LEM Lentinula edodes Estimula el efecto inmunológico en animales y humanos,

m y c e liu m ( p o lis a c á r id o ) estimula las células N-K (natural killer), Inhibe la
carcinogenésis del hígado en ratas mediante la
activación del sistema inmunológico en concentraciones
del g/kg, e induce la apoptosls en células tumorales
(Shinozawa y Toyomasu 2000; Hobbs, 2000).

Polisacárido KS-2 Induce la producción de ¡nterferón, de esta manera

Es un p é p t id o a -m a n a n a , c o n inhibe eficazmente el desarrollo del cáncer,
a m in o á c id o s en su cadena
particularmente del carcinoma de Ehrlich y del sarcoma
p e p t íd ic a
180 (Hobbs, 2000).

Bloquea la formación de compuestos carcinogénlcos N-

Enzima tioprolina nitrosos, se ha demostrado que esta enzima, esta
involucrada en la producción de estrògeno in situ
(Hobbs, 2000).
Acelera la excreción y descomposición metabòlica del
Lentinacina o colesterol ingerido por el organismo, así logra disminuir
eritadenina los niveles de colesterol y triglicéridos en la sangre.
C o m p u e s to Presenta una notable actividad antitrombótica, mediante
h ip o c o le s t e r o lé m ic o a is la d o
la inhibición de la aglutinación de plaquetas (Hobbs,
d e l s h iita k e
2000).
Continuación. Tabla 2.

Es un derivado del lentinano, ha demostrado tener una

Sulfato de lentinano potente actividad para suprimir la expresión e infección
del virus de inmunodeficiencia humana (VIH), inhibiendo
la actividad de la transcriptasa reversa (Chihara, 1993).

2.4.2 Valor nutrimental del shiitake Japonés

Este hongo, contiene 88.3% de agua, siendo el nivel más bajo entre los hongos
comestibles. Cómo puede apreciarse en la tabla 3, por su contenido de agua, el shiitake
se asemeja mucho a las verduras y las frutas, así como a otros alimentos de amplio
consumo como la leche y el huevo.
En peso seco el shiitake es una buena fuente de proteínas (22.7%; digestlbllldad:
80-87%) y aminoácidos; otros alimentos de amplio consumo tienen un contenido
equivalente o más bajo en proteínas, tales como la leche (25.2%), el maíz (11.2%), el
fríjol negro (24.2%) y el aguacate (7.1%), (tabla 4).
El shiitake presenta las vitaminas A, B-i, B2, B6, B i 2, C, D2, D3, niacina, pro-vitamina
D2| minerales (hierro, potasio, fósforo, cobre, selenio, calcio, magnesio, manganeso,
zinc) y fibra dietética (47.3 g/100g). Asimismo, tiene un bajo contenido de grasa (3.2%)
y carbohidratos digeribles (1-5%). No contiene colesterol (Chang y Miles, 2004).
El ergosterol presente en el hongo, es un precursor de la vitamina D en presencia de
la luz solar en el cuerpo humano, la cual es necesaria para la absorción de calcio y
fósforo para la formación de huesos e importante en la prevención de osteoporosis
(Hobbs, 1995).
En la tabla 5 se muestra el análisis proximal del shiitake y su comparación con otras
especies de hongos comestibles cultivados. Los valores en un análisis proximal de
hongos comestibles, varia debido a la diversidad genética, así como la diferencia entre
cepas, condiciones medio ambientales, y la naturaleza del sustrato de cultivo de los
hongos (Chang y Miles, 2004).
En función de lo anterior, el shiitake, constituye un alimento excelente para dietas
bajas en calorías, dietas ricas en fibra, así como para personas ovolacto-vegetarianas y
vegetarianas. En la tabla 6, se puede apreciar la aportación diaria de 250 g de shiitake
fresco en la dieta de un individuo.

Tabla 3. Porcentaje de agua (humedad) en los principales hongos comestibles

cultivados en México y su comparación con otros alimentos de amplio consumo
popular.

Porcentaje
Producto
de agua
Hongos com estibles
Setas (Pleurotus spp.) 92.5
Champiñón blanco (Agaricus bisporus) 92.3
Champiñón portobello (Agaricus bisporus 92.2
var. Portobello)
Shiitake (Lentinuta edodes) 88,3
Otros alimentos
Leche 87.8
Huevo 87.6
Carne de res 55.7
Verduras
Pepino 96.4
Lechuga 95.1
Chile jalapeño 90.8
Zanahoria 89.8
Frutas
Melón 92.1

Durazno 89.1

Naranja 86.1

Manzana 84.5

Fuente: Martínez-Carrera et al., 2004.

Tabla 4. Contenido en proteína, y perfil de aminoácidos esenciales de los principales hongos comestibles cultivados

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Tabla 6. Aportación del shiltake, en los requerimientos nutrimentales diarios de acuerdo
a recomendaciones oficiales nacionales e internacionales.
C o n te n id o en el R e q u e r im ie n t o P r o p o r c ió n

s h iit a k e f r e s c o p r o m e d io d ia r io a p o rta d a al

N u t r im e n t o 100 g 250 g H o m b r e - M u je r r e q u e r im ie n to

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P r o t e in a 3 .0 4 g 7 .6 g 7 1 -8 3 g 1 0 .7 -9 .1

F ib r a d ie té t ic a 5 .5 3 g 1 3 .8 2 g 2 0 -3 5 g 6 9 .1 -3 9 .4

V ita m in a A ( r e tin o l) 0 .3 6 p g 0 .9 0 p g 1000 pg 0 .0 9

V it a m in a B 1 ( t ia m in a ) 0 .0 6 9 m g 0 .1 7 2 m g 1 .0 -1 .3 m g 1 7 .2 -1 3 .2

V it a m in a B 2 ( r ib o fla v in a ) 0 .1 5 m g 0 .3 7 5 m g 1 .2 -1 .5 m g 3 1 .2 -2 5

V it a m in a B b ( p ir id o x in a ) 0 .0 4 6 m g 0 .1 1 7 m g 2 .0 m g 5 .8

V i t a m i n a B 12 ( c o b a l a m i n a ) 0 .0 7 p g 0 .1 7 5 p g 5 -6 p g 3 .5 -2 .9

V it a m in a C 2 .1 mg 5 .2 5 m g 50 m g 1 0 .5
( á c id o a s c ò r b ic o )
V it a m in a D 2 ( e r g o c a lc if e r o l) + 3 .4 0 p g 8 .5 1 pg 5 -1 0 p g 1 7 0 .2 -8 5 .1

V it a m in a D 3 ( c o le c a lc ife r o l)

N ia c in a 2 .3 6 m g 5 .9 0 m g 1 6 .6 -2 2 .5 m g 3 5 .5 -2 6 .2

C a lc io 9 .4 4 m g 2 3 .6 0 m g 500 m g 4 .7 2

H ie r r o 0 .4 7 m g 1 .1 8 m g 1 0 -1 8 m g 1 1 .8 -6 .5

P o ta s io 3 0 4 .1 m g 7 6 0 .2 m g 2 0 0 0 -4 0 0 0 m g 3 8 -1 9

F ó s fo ro 7 0 .6 6 m g 1 7 6 .6 5 m g 600 mg 2 9 .4

C o b re 0 .4 7 m g 1 .1 9 m g 1 .2 -1 .4 m g 9 9 .1 -8 5 .0

S e le n io 6 pg 16 pg 5 0 -7 0 p g 3 2 .0 -2 2 .8

Z in c 0 .9 3 m g 2 .3 4 m g 9 -1 3 m g 2 6 -1 8

S o d io 2 .2 8 m g 5 .7 0 m g 2000 m g 0 .2 8

0 .2 2 m g 0 .5 7 m g 3 -4 m g 1 9 .0 -1 4 .2
M anganeso

1 8 .5 4 m g 4 6 .3 6 m g 3 0 0 -3 5 0 m g 1 5 .4 -1 3 .2
M a g n e s io

± 28 cal ± 70 cal 1 8 5 0 -2 5 0 0 ca l 3 .7 -2 .8
E n e r g í a ( c a lo r í a s )

Fuente: Bourges, 1982

2.4Situación actual de la producción comercial de los hongos comestibles
Las principales especies de hongos cultivados son el champiñón, las setas y el
shiitake. La producción mundial supera los 6.2 millones de toneladas de hongos frescos
por año. Su valor económico aproximado supera los 30 billones de dólares. La tasa
promedio de incremento anual es superior al 11%. Se estima que se generan
operaciones comerciales de alto valor agregado superiores a los 6 billones de dólares
en los mercados internacionales de la industria alimenticia, farmacéutica, y de
perfumería y cosméticos (Martínez- Carrera et al., 2004).
La producción se efectúa en Estados Unidos, Europa, el Sudeste de Asia y México,
este último considerado como el principal productor en América Latina. Según datos de
la Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación,
(SAGARPA), el volumen de hongos producido en México en 2003 fue de 28 mil
toneladas, siendo el 93 % de champiñón, el 6.97 % de setas y el 0.03 % de shiitake
Japonés (SAGARPA 2003, citado por Mayyet et al., 2004), México, según estadísticas
de la FAO, es el exportador de hongos enlatados número 11 a nivel mundial con cuatro
mil 608 toneladas métricas durante 2003 (Mayyet et al., 2004).
Los principales estados productores en el país, son el Distrito Federal, Estado de
México, Jalisco, Hidalgo, Morelos, Puebla, Querétaro, Tlaxcala y Veracruz. Los
mercados para comercializar este producto son la central de abasto, tiendas de
autoservicio y restaurantes, aunque también hay oportunidad en el extranjero,
principalmente en Estados Unidos, a donde se exporta el hongo enlatado, deshidratado,
congelado o en salmuera (Mayyet et al., 2004).
 3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA DE LA INVESTIGACIÓN
El aumento en la demanda de alimentos frescos de consumo humano y la dificultad
de obtener especies de hongos silvestres comestibles durante diversas épocas del año,
ha generado que hoy en día muchas especies de hongos sean cultivadas en
condiciones controladas (Hobbs, 1995).
Investigaciones recientes demuestran la importancia nutrimental y medicinal de los
hongos comestibles, siendo Lentinula edodes uno de los géneros más importantes
debido a su capacidad de mejorar el funcionamiento del sistema inmunológico, de
reducir niveles altos de colesterol y de ser útil en el tratamiento de tumores
cancerígenos; sin embargo, una especie de este mismo género, como Leniinula
boryana, no ha sido aprovechada debido al poco conocimiento que se tiene de esta.
Por ello, el presente trabajo se enfocó al análisis de la especie Lentinula boryana, la
cual presenta similitudes morfológicas con Lentinula edodes, razón por la que se realizó
una comparación de las condiciones de cultivo necesarias para ambas en sustratos no
convencionales (paja de cebada, bagazo de caña de azúcar, hojarasca de árboles y
subproductos agrícolas como la viruta de encino); así como, la determinación de
compuestos volátiles, y el análisis químico proximal de las dos especies.
 4. OBJETIVOS E HIPÓTESIS
4.1 Objetivo general
Cultivar y caracterizar en sustratos alternativos los hongos comestibles Lentinula
boryana y Lentinula edodes

4.2 Objetivos específicos

1. Seleccionar la cepa de Lentinula boryana y establecer las condiciones óptimas para
el cultivo comparativo entre Lentinula boryana y Lentinula edodes, en paja de cebada,
bagazo de caña de azúcar, hojarasca de árbol de encino, hojarasca de árbol de haya y
viruta de árbol de encino

2. Analizar la productividad de los hongos Lentinula boryana y Lentinula edodes

3. Determinar los compuestos volátiles en material fresco de los cuerpos fructíferos d©

Lentinula boryana y Lentinula edodes en los diferentes sustratos cultivados

4. Realizar el análisis químico proximal de los cuerpos fructíferos de Lentinula boryana

y Lentinula edodes en los diferentes sustratos cultivados y su comparación con los
datos bromatológicos de especies comerciales (Champiñón y Setas)

4.3 Hipótesis del trabajo

Lentinula boryana y Lentinula edodes son capaces de producir cuerpos fructíferos en
sustratos alternativos (paja de cebada, bagazo de caña de azúcar, hojarasca de árbol
de encino, hojarasca de árbol de haya y viruta de árbol de encino) y además presentan
valores bromatológicos y compuestos volátiles similares entre sí y con otras especies
de hongos comestibles.

17
 5. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1 Descripción general
En la figura 3 se muestra el esquema general de la metodología realizada para la
elaboración de este estudio, el cual se llevó a cabo, en la Planta Piloto del Instituto de
Ecología, A. C. (INECOL) y en el Laboratorio de Alta Tecnología de Xalapa (LATEX), de
la Universidad Veracruzana.

Figura 3. Diagrama de flujo de la metodología realizada.

5.2 Material
5. 2 .1 . Material biológico.
Las cepas de los hongos comestibles Lentinula boryana y Lentinula edodes
utilizadas en este estudio (tabla 7), fueron obtenidas del Coparlo de Hongos del Instituto
de Ecología, A. C., (registrado en el World Data Centre for Microorganisms no. 782).
Este cepario resguarda más de 300 cepas de hongos comestibles.

Tabla 7. Cepas utilizadas en este experimento.

No. de registro
en el Cepario Especie Procedencia
ÍNECOL
I E - 17 Lentinula boryana México

IE -9 3 Lentinula boryana México

IE -152 Lentinula boryana México

IE -154 Lentinula boryana México

IE - 124 Lentinula edodes Asia

5.3 Métodos
5. 3.1. Selección de cepa y medio de cultivo del hongo Lentinula boryana
La primera etapa de este trabajo fue la selección de una cepa de L. boiyana y la
selección de la formulación del medio de cultivo para siembra y resiembra de las cepas.
La selección se realizó entre cuatro cepas de L. boryana (IE-17, IE-93, IE-152, IE-154) y
se utilizaron dos diferentes medios de cultivo, agar PDA (agar papa dextrosa) y agar
PDA E (agar papa dextrosa, suplementado con polvo de encino al 10%) con cinco
repeticiones para cada medio de cultivo. El objetivo de esta evaluación fue comparar la
velocidad de crecimiento (diámetro micelial) en ocho días de incubación de las cepas y
el efecto de agregar un suplemento al medio de cultivo agar PDA, con el fin de observar
si existían diferencias en el desarrollo de las cepas de los hongos.
Los experimentos se realizaron en cajas petri de plástico de 9 cm de diámetro (0 ) y
1.5 cm de profundidad, conteniendo 20 mL de agar, se prepararon cajas petri con
ambos medios de cultivo (agar PDA y agar PDA E), se esterilizaron por 20 minutos a
121 °C en autoclave vertical (Felisa).

!9
 Una vez solidificado el agar, se inocularon colocando en el centro de las mismas un
fragmento de agar de 8 mm de diámetro (0) de micelio de cada una de las cepas de
Lentinula boryana, posteriormente las cajas petri inoculadas se incuban a 25±2 °C.,
esto se realizó por quintuplicado, para cada cepa se inocularon, cinco cajas petri con
agar PDA y cinco cajas petri con agar PDA E.
Otra etapa para seleccionar la cepa de Lentinula boryana fue realizar un ensayo de
cultivo en paja de cebada. Las cuatro cepas fueron cultivadas en paja de cebada (500 g
peso húmedo suplementada con polvo de encino al 10%), y se inocularon con micelio al
200 %, para acelerar los resultados preliminares; el objetivo fue evaluar si el micelio, de
las cuatro cepas de Lentinula boryana eran capaces de invadir y fructificar en un
sustrato lignocelulósico.

5. 4. Cultivo masivo de Lentinula boryana y Lentinula edodes

5. 4. 1. Resiembra de cepas
El primer paso fué la resiembra de Lentinula boryana (cepa IE-17) y Lentinula
edodes (cepa IE -124) en agar PDA E (agar papa dextrosa suplementado con polvo de
encino al 10%), el cuál se preparó siguiendo las indicaciones del fabricante y después
fue esterilizado por 20 minutos a 121 °C. Una vez solidificado el agar en las cajas petri,
se colocó en el centro de las mismas un fragmento de agar de 8 mm de diámetro (0 )
con micelio de los hongos, utilizando una campana de flujo laminar de seguridad
biológica con flujo continuo; posteriormente, se incuban en una estufa de cultivo
(FELISA) a 25±2 °C por 20 días.

5. 4. 2. Elaboración del inoculo

Para la elaboración del “inoculo o semilla" del hongo se utilizó; semilla de mijo
(Panicum milliaceum L.) 1000 g, la cual, se lavó e hidrató con agua corriente por 24 h a
temperatura ambiente, transcurrido este tiempo de hidratación, se lavaron nuevamente
y se les escurrió el exceso de agua. Posteriormente se le adicionó 100 g de polvo de
encino (previamente hidratado al 100% de humedad), la turba (15 g) y el yeso (15 g),
esto se mezcló totalmente y posteriormente se colocaron 100 g en bolsas de polietileno
alta densidad de 15 x 26 y se esterilizó a 15 Ib por 90 min. Una vez estériles se

o
colocaron en la campana de flujo laminar y una vez fría la mezcla se inocularon, para lo
cual se cortó el micelio del hongo previamente cultivado (en agar PDAE) a un tamaño
de 1 cm2 el cual se colocó en la semilla ya esterilizada, esto se homogenizó y se incubó
a 25±2 °C por 25 días.

5. 4. 3. Preparación del sustrato

Se utilizaron los siguientes sustratos de cultivo: paja de cebada, bagazo de caña de
azúcar (Saccharum officinarum), hojarasca de árbol de encino (Queráis spp.),
hojarasca de árbol de haya (Platanus mexicana) y Quercus spp., estos sustratos se
suplementaron con polvo de encino; obteniendo, seis formulaciones diferentes para
cultivar los hongos (tabla 8).

Tabla 8. Formulaciones de los sustratos utilizados en el cultivo de Lentinula boiyana y

Lentinula edodes.
Form ulación Sustrato base Suplem ento A breviatura

I Paja de cebada (84%) Polvo de encino (E) P. cebada +É

(16%)
II Bagazo de caña de azúcar No se le adiciona B. caña
(100%) suplemento
III Bagazo de caña de azúcar Polvo de encino (E) B. caña +E
(84%) (16%)
IV Hojarasca de árbol de Polvo de encino (E) H. encino +E
encino (84%) (16%)
V Hojarasca de árbol de haya Polvo de encino (E) H. haya +E
(84%) (16%)
VI Viruta de árbol de encino Polvo de encino (E) Viruta +E
(84%) (16%)

El bagazo de caña de azúcar, fue proporcionado por el Ingenio Mahuixtlán,

localizado en el municipio Mahuixtlán, Ver. Las hojarascas de los árboles se
recolectaron en el parque urbano Cerro de la galaxia en la ciudad de Xalapa, Ver. La
paja de cebada y la viruta de encino se obtuvieron de la planta piloto de micología
experimental del INECOL.
 La preparación de los sustratos para cultivar los carpóforos se realizó de la siguiente
manera: los sustratos como la paja de cebada y hojarasca de los árboles se picaron
primero en fragmentos de aproximadamente 5 cm utilizando una picadora eléctrica; el
bagazo de caña de azúcar, así como la viruta de encino se ocuparon en la forma en
que son obtenidos. Todos los sustratos fueron deshidratados en su totalidad.
Posteriormente los sustratos se colocaron en canastillas metálicas, se hidrataron en un
tanque de agua por espacio de 24 h, después se les escurrió el agua, se centrifugaron
por 5 s para eliminar el exceso de agua, y se suplementaron con el polvo de encino (E)
al 10%, se homogeniza el polvo en el sustrato.
Una vez realizado lo anterior, se colocó 1 kg de sustrato suplementado, (según la
formulación), en bolsas de plástico con 2 microfiltros, se cerraron herméticamente, para
después esterilizarse por 90 minutos a 121 °C y 15 Ib de presión.
Una vez frío el sustrato se inició la siembra del inóculo. La siembra consistió en
agregar 100 g de inoculo (semilla inoculada al 10 % con micelio de Lentínala boryana y
Lentinula edodes, ver el punto 5.4.2.), y homogenizarla perfectamente en todo el
sustrato con la finalidad de que sea uniforme y evitar dejar áreas sin cubrir de semilla.
Las bolsas inoculadas se etiquetaron con fecha, número de cepa y formulación.

5.4. 4. Incubación
Las bolsas ya inoculadas y debidamente cerradas se colocaron sobre estantes
metálicos, en un cuarto acondicionado para tal efecto. En esta etapa el control de la
temperatura y la luz son esenciales. La incubación se llevó a cabo en condiciones de
total oscuridad a una temperatura óptima de crecimiento micelial de 25 a 28 °C por 50
días, se evitaron cambios bruscos en la misma. Transcurridos los primeros 40 días de
incubación en total oscuridad se inició la estimulación de la aparición de primordios en
dos etapas. La primer etapa consistió en someterlos a fotoperíodos de 6 a 7 horas
diarias por espacio de 10 días; cuando se observaron primordios, se realizó la segunda
etapa de estimulación, que consistió en provocar estrés a los hongos, para esto las
bolsas se introdujeron por 36 h a 4 °C (cuarto frío). Posteriormente las bolsas se
sacaron del cuarto frío, y se introdujeron al cuarto de producción, con o sin la aparición
de primordios.
5.4. 5. P roducción
Transcurridos 50 días, después del día de la siembra las bolsas incubadas
previamente estimuladas por 24 h a 4o C, se pasaron al cuarto de producción, en esta
etapa, las condiciones adecuadas fueron: temperatura de 18 °C ± 1, humedad del 80-
100 % y con 4 disparos de aire al día, hasta su fructificación y corte de los cuerpos
fructíferos. La primera cosecha se realizó de los 3 hasta los 5 días a partir de que se
introdujeron al cuarto de producción y se obtuvieron de 3 hasta 4 cosechas. Entre una y
otra cosecha se introdujeron en agua natural para estimular su fructificación y evitar su
deshidratación. Las bolsas se revisaron periódicamente para evitar la aparición de
organismos antagonistas (Mata y Guzmán, 1993; Guzmán et al., 1993; Gaitán-
Hernández et al., 2004). En la figura 4 se presenta un resumen del proceso general de
producción del hongo Lentinula a partir de la selección de la cepa.

Esquema general del cultivo

Fase de laboratorio Fase de producción

Resiembra de cepas _ ,,
Lentinula bocana IE -1 7 Preparación de! sustrato
Lentinula edodes IE -124
T
,r Esterilización del sustrato
Realización del inoculo j
^------------------------------------ ►Siembra del inóculo en el
sustrato

y
Incubación
1
Producción

1
Cosecha de cuerpos
fructíferos
i
Evaluación de la
producción

Figura 4. Diagrama de flujo para el cultivo y producción de los hongos Lentinula

5.5. Determinación de la productividad de las cepas
Para determinar la productividad de los hongos, se evaluaron tres aspectos de
acuerdo a las siguientes fórmulas:
1) Eficiencia biológica: Relación entre el peso fresco de las fructificaciones y el peso
seco del sustrato, expresado en porcentaje (Stamets y Chillón, 1993).
2) Tasa de producción: Cociente de la eficiencia biológica entre el tiempo de incubación
y producción del hongo (Stamets y Chilton, 1993).
3) Rendimiento: Relación entre los pesos húmedos de las fructificaciones y sustrato,
expresado en porcentaje (Stamets y Chilton, 1993).

5.6. Caracterización química de Lentinula boryana y Lentlnula ododes

5.6.1. Determinación de compuestos volátiles
Para el análisis de compuestos volátiles en los hongos, se utilizó 10 g de muestra
fresca de cada formulación. Se utilizó el método de espacio de cabeza (l-lead Space)
estático acoplado a cromatografía de gases/espectrometría de masas. Las condiciones
de análisis fueron las siguientes:
Se utilizó un muestreador Headspace Sampler Agilent (modelo 7694 E) con una
temperatura de equilibrio de 100 °C por un tiempo de 25 minutos. Con un volumen de
inyección de 3 mL. Posteriormente, los compuestos volátiles ingresan a un
cromatógrafo de gases Agilent Network GC System (modelo 6890 N) utilizando una
columna HP5MS (5%-fenil-metilpolisiloxano) de 30 metros x 0.25 mm de diámetro
interno x 0.25 pm de espesor de película y helio como gas acarreador con un flujo de 1
mL/min.
La rampa de temperatura fue la siguiente: una temperatura del horno inicial de 35 °C
hasta alcanzar 240 °C con una velocidad de 20 °C por minuto, con un tiempo total de
corrida de 12 minutos.
5.6.2. Análisis químico proximal
5.6.2.1. Determinación de humedad
Para determinar la humedad en las dos especies de hongos se utilizó el método de
la estufa de aire (A.O.A.C. 1998, método oficial 926.07) Este método se basa en la
pérdida de peso de la muestra por calentamiento en estufa, refiriendo su peso al peso
total de la muestra, expresada en porcentaje.

Procedimiento:
En un crisol, se pesó 1 g de muestra fresca, posteriormente los crisoles se
introdujeron en una estufa a una temperatura de 60 °C durante 6 h Después del tiempo
requerido, se pasaron los crisoles a un desecador y se esperó que alcanzaran la
temperatura ambiente, se pesaron. Después de esto, se volvieron a colocar los crisoles
en la estufa y se desecaron nuevamente por 30 minutos, finalmente se enfriaron y se
pesaron nuevamente, se alcanzó peso constante. Posteriormente se calculó el
contenido de humedad a partir de la pérdida de peso de la muestra.
Cálculos:
% Humedad = W r W 2 *100
W
En donde:
W-! = Peso del crisol más peso húmedo
W 2= Peso del crisol más muestra seca
W = Peso de la muestra humedad

5.6.2.2. Determinación de cenizas

La determinación de cenizas se realizó por el método de calcinación directa en mufla
(A.O.A.C. 1998, método oficial 940.26).
Procedimiento:
Las muestras obtenidas en la determinación de humedad, se calcinaron en mufla a
500 °C, hasta obtener cenizas gris claro (de 6 a 8 h). Posteriormente las muestras se
enfriaron en un desecador hasta alcanzar temperatura ambiente, se pesaron y se
calculó el porcentaje de cenizas.
Cálculos:
% de Cenizas = W i - W 2 *100
VV
En donde:
W i = Peso del crisol con muestra calcinada
W 2—Peso del crisol (tara)
W = Peso de la muestra

5.6.2.3. Determinación de fibra cruda

La determinación de fibra cruda se realizó por el método libre de asbesto (A.O.A.C.
1998, método oficial 930.20). Este método determina como fibra cruda la pérdida de
peso por incineración que experimenta el residuo seco remanente después de la
digestión de una muestra con soluciones de ácido sulfúrico al 1.25% e hidróxido de
sodio al 1.25%.

Procedimiento:
1. Se prepararon las soluciones de ácido sulfúrico al 1.25% (6.9 mL de ácido
concentrado se afora a 1000 mL de agua destilada) e hidróxido de sodio al 1.25%
(12.89 g de hidróxido de sodio reactivo se afora a 1000 mL de agua desionizada).
2. Se pesó 2.5 g de muestra liofilizada, posteriormente se transfirió a un matraz
erlenmeyer de 1000 mL, se agregó 200 mL de solución de ácido sulfúrico al 1.25 %, se
colocó sobre una parrilla de calentamiento y se dejó ebullir por 30 minutos.
3. Pasados los 30 minutos, se filtró a través de un embudo buchner con papel filtro seco
(de cenizas conocidas y previamente pesado), se lavó el residuo a través del buchner.
Se repitió el lavado con tres porciones de 50 mL de agua destilada caliente,
4. Se colocó la muestra nuevamente en el matraz y se le adicionó 200 mL de solución
caliente de hidróxido de sodio al 1.25 % y se dejó hervir durante 30 minutos.
Posteriormente se filtró como ya se mencionó y se lavó con 25 mL de solución caliente
de ácido sulfúrico al 1.25 % y tres veces con porciones de 50 mL de agua destilada
caliente.

■>c
5. Se transfirió ei residuo y papel a un crisol tarado, se secó por 2 h a 100 °C,
posteriormente se enfrió y se pesó.
6. Se incineró en mufla a 550 °C por 5 h, posteriormente se enfrió en un desecador y se
pesó nuevamente y se realizaron cálculos.

Cálculos:
% Fibra cruda = W i - W? * 100 -V\A
W
En donde:
W i = Peso de la muestra seca
W 2 = Peso de las cenizas
W = Peso de la muestra desengrasada
W 3=% de cenizas del papel

5.6.2.4. Determinación de grasa cruda

La determinación de la grasa cruda se realizó por el método directo de extractor
soxhlet (A.O.A.C. 1998, método oficial 963.15). Este método esta basado en la
volatilización y condensación del hexano sobre la muestra produciendo un lavado
continúo por medio del cual se extrae todo el material soluble en el hexano.

Procedimiento:
Se pesó 2.5 g de muestra liofilizada en un cartucho de extracción, se introdujeron en
una estufa para eliminar humedad por 30 minutos, posteriormente se colocaron los
cartuchos en un matraz balón y se montó el equipo Soxhlet, se mantuvieron en el
extractor Soxhlet durante 4 h, con una condensación de 5 a 6 gotas/s. Finalmente se
rotaevaporó el hexano contenido en el matraz balón, se secó en una estufa a 100 °C
durante 30 minutos, se enfrió en un desecador y se pesó, posteriormente se realizaron
cálculos.
Cálculos:
% Grasa cruda = W i - W? *100
W
En donde:
W i = Peso del matraz con grasa
W 2 = Peso del matraz solo (tara)
W = Peso de la muestra

5.6.2.5. Determinación de proteínas

La determinación de proteínas se realizó por el método Kjeldahl (A.O.A.C. 1998,
método oficial 979.09). Este método se basa en la descomposición de los compuestos
de nitrógeno orgánico por ebullición con ácido sulfúrico. El hidrógeno y carbón de la
materia orgánica se oxidan hasta agua y bióxido de carbono, el ácido sulfúrico se
transforma en dióxido de azufre, el cual reduce el material nitrogenado a amoniaco. Este
amoniaco se libera después por la adición de hidróxido de sodio al 32 % y se destila
recibiéndose en una solución al 2 % de ácido bórico. Se titula el nitrógeno amoniacal
con una solución valorada de ácido sulfúrico. En este método se usa un catalizador
(mezcla reactiva de selenio) para aumentar la temperatura de la mezcla y acelerar la
digestión. Los hongos tienen una cantidad significativa de nitrógeno no proteico
conocido como quitina. De acuerdo a esto, el método Kjeldahl, determina la proteína
cruda en hongos usando un factor de conversión de 4.38 para el contenido proteico en
vez del usual de 6.25 adoptado para otros alimentos (Crisan y Sands, 1978).

Procedimiento:
Se utilizó el equipo Kjeldahl siguiendo la técnica descrita en la A.O.A.C. (1998),
(método oficial 979.09).
Cálculos:
% proteínas = (% Nitrógeno) * (Factor)
En donde:
Factor para la determinación de proteínas en hongos = 4.38
5.7. Diseño estadístico
El diseño estadístico se utilizó en la primera etapa del experimento, primero en la
selección de la cepa del hongo Lentinula boryana, así como a los datos de la eficiencia
biológica de las dos especies de hongos para todas las formulaciones estudiadas, a los
datos obtenidos, se les práctico un análisis de varianza y la comparación de medias con
la prueba de rango múltiple de Tukey (a= 0.05).

20
 6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados obtenidos en este trabajo de investigación, son los siguientes:
6.1 Selección de cepa y medio de cultivo del hongo Lentinula boryana
6.1.1 Estimación del crecimiento micelial de L. boryana
El análisis de varianza para un diseño bifactorial realizado a los datos del diámetro
micelial promedio (crecimiento radial) de las cuatro cepas de L. boryana en agar PDA y
PDA E, demuestra que las cepas tienen un crecimiento estadísticamente diferente entre
ellas (figura 5).
El crecimiento más abundante, se observó en agar PDA E. Las cepas IE-17, IE-93 y
IE-152 presentaron un crecimiento más rápido y abundante en el agar PDA E, con
respecto al agar PDA sin suplemento. El crecimiento micelial más atípico lo presentó la
cepa IE-154, la cual, a diferencia de las otras cepas, tuvo mejor crecimiento en agar
PDA sin suplemento.

8.0

7.5
C c

Cepas de L. boryana

Figura 5. Diámetro promedio de los micelios de las 4 cepas de L. boryana a los 8 días
de incubación en PDA y PDA E. Las letras diferentes en las barras, indican diferencias
significativas con la prueba de rango múltiple de Tukey (a<0.05).
 De acuerdo al análisis de interacciones entre cepas y medio de cultivo sólido, se
puede observar, que hay diferencias significativas estadísticamente, en la adaptación y
crecimiento de las cepas entre el agar PDA y el agar PDA E, encontrándose que el
mejor desarrollo micelial se presentó en agar PDA E, en al menos tres cepas, se
observó solo un desarrollo atípico (cepa 154); esto demuestra la variabilidad que existe
entre cepas de una misma especie (Mata et al., 2001).
Así, se tiene que el medio de cultivo sólido óptimo es el agar papa dextrosa
suplementado con polvo de encino (PDA E), ya que vigoriza el micelio del hongo, por
sus componentes ricos en lignina y fenoles, lo cual permite la reducción considerable de
contaminantes (Mata y Savoie, 2005); las cepas que presentaron mayor capacidad de
adaptación, así como mayor velocidad de crecimiento micelial, en agar PDA E fueron
las cepas IE-17 y IE-93.

6.1.2 R endim iento de L. boryana en paja de cebada

En el ensayo sobre paja de cebada, suplementaria con polvo de énójno al 20 % e
inoculada con micelio al 200%, se observó que, el micelio de las cepas IE-93 y lií-4 5 4
se desarrollo en el sustrato completamente, pero no lograron desarrollar cüérpos
fructíferos. Las cepas que se desarrollaron y crecieron en el sustrato con rapidez y
produjeron cuerpos fructíferos fueron las cepas IE-152 y IE-17, esta última con mayor
vigor, únicamente se obtuvo una cosecha de cada cepa (tabla 9).

Tabla 9. Rendimiento de las cepas de Lentinula boryana en paja de cebada.

No. de cepa Cuerpos fructíferos

(rendim iento en 500 g de sustrato)

IE -17 54 %
*
IE -93
IE-152 21%
I E - 154 *

* No hubo producción de cuerpos fructíferos.

 los resultados obtenidos en esta primera paite permitieron seleccionar la cepa IE-17
de la especie Lentinuía bcayana para realizar el cultivo masivo de la segunda etapa de
esta investigación.

6.2 Cultivo masivo de L en tin u ía bo ryana y L e n tin u ía ed o d es

6.2.1 Productividad de los hongos
El micelio de ambas especies de hongos creció vigorosamente en los sustratos,
formando una masa algodonosa blanca, invadiéndolo completamente a los 50 días
después de su inoculación. Posteriormente, el micelio cambió de color blanco a café-
pardo e inició la formación de primordios, y de acuerdo a estos cambios las bolsas se
estimularon para lograr fructificaciones. L boiyana fructificó a los 190±9 días (6.3-0.3
meses) después del día de su inoculación. Mientras L edodes fmctificó a los 60+12
días (2-0.4 meses) después del día de su inoculación.

Las fructificaciones de L. edodes

obtenidas en las seis formulaciones,
fueron robustas y de gran tamaño. Se
obtuvieron carpóforos en colores café-
pardo oscuros, algunos color vináceos,

con escamas en el píleo (sombrero),

como puede observarse en la figu ra 6.

Figura 6. Carpóforos de Lentinuía edodes cuí en paja de cebada.

L boryana presentó fructificaciones en coloraciones en café-pardo, y café claro. Los

carpóforos obtenidos en las seis formulaciones de cultivo, fueron rnás robustos que los
carpóforos recolectados por Guzrnán et al. (1997) en forma silvestre, (figura 7), lo cual

corrobora que las formulaciones aquí evaluadas fortifican el micelio del hongo,

generando el incremento en los tamaños de las fructificaciones, eri forma silvestre L.

boryana presenta un píleo de 30-50 rnrn de diámetro y los carpóforos cu Itivados en este
trabajo presentaron un píleo de 50 a 100 rnrn de diámetro.

32
Figura 7. Carpóforos de Lentinula boiyana silvestre y cultivado.

En la tabla 10, se muestra la eficiencia biológica, tasa de producción y rendimiento

final de L boiyana y L edodes respectivamente, cultivadas en las seis formulaciones

con 10 repeticiones en cada una de ellas.

Tabla 10. Productividad de la cepa IE-17 de Lentinula boiyana y la cepa IE-124 de

Lentinula edodes.

Sustratos Eficiencia Tasa de Rendimiento

Formulaciones biológica [%} producción {%}
IE-17 IE-124 IE-17 IE-124 IE-17 IE-124
1. P. cebada +E 2.36 a 12.89 a 2.62 0.22 2 11
il. B. caña 4.26 a 17.88 b 1.65 0.27 3 16
III. B. cana +E 5.77 b 13.41 a 0.027 0.18 4 12
IV. H. encino+E 6.78 b 16.51 a 0.027 0.2 4 10
V. H. haya+E 6.86 b 19.41 b 0.036 0.24 5 12
VI. Viruta + E 4.38 a 29.03 b 1.40 0.48 2 16

El análisis de varianza realizado en los datos de eficiencia biológica, de arribas

especies, señala que existen diferencias estadísticas significativas entre L. edodes y L

boryana en la capacidad de producir cuerpos fructíferos (carpóforos) (figura 8).

O
OO
 24

22 -

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20

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a

L Qdod&s (IE-124)
Cepas

Figura 8. Eficiencia biológica promedio (%) de ambas especies, las letras diferentes (a,
b) indican que hay diferencias significativas en la prueba de comparación de medías de
Tukey (a<0.05).

Estos resultados demuestran que L. edodes presenta mejor nivel de adaptación a

las condiciones medioambientales y gran velocidad de crecimiento micelial para invadir
cualquiera de los sustratos estudiados en esta investigación, dando como resultado una
eficiencia biológica superior a L. boryana la cuál, es capaz de invadir todos los sustratos
aquí evaluados, pero en un tiempo más prolongado y generando carpóforos menos
robustos que L. edodes.
L boryana logró adaptarse a las condiciones de cultivo e invadir todos los sustratos
evaluados, aunque lo hizo en un período de tiempo más prolongado que L. edodes,
pero al final si logró producir carpóforos en todas las formulaciones (tabla 11). La
producción más baja de fructificaciones se dio en paja de cebada suplementada
(formulación I.), seguida del bagazo de caña de azúcar sin suplemento (formulación II.),
en comparación con los resultados obtenidos por Soto-Velazco et al. (1995) de L.
boryana, que tuvo una eficiencia superior de 71.1 ±22 % en bagazo de caña mezclado
con bagazo de maguey tequilero. Sin embargo, estos resultados no disminuyen la
importancia de este estudio, principalmente por que por vez primera se obtuvieron
fructificaciones de L. boryana en paja de cebada, viruta de encino, hojarasca de encino
y hojarasca de haya suplementadas.
En este trabajo los mejores sustratos para cultivar carpóforos de L boryana fueron la
hojarasca de haya+E (formulación V.) y hojarasca de encino+E (formulación IV.), es
importante mencionar que la utilización para el cultivo de carpóforos en hojas de
árboles, ha sido poco estudiado, pero se han logrado hacer algunos cultivos del género
Pleurotus en trabajos previos realizados por Martínez-Carrera et al. (1986); Bernabé-
González y Arzeta-Gómez (1994) y Rodríguez et al. (1998).

Tabla 11. Eficiencia biológica promedio y desviación estándar de L boryana en los

sustratos estudiados, con la prueba de comparación de medias de Tukey (a<0.05),
Sustratos Eficiencia biológica (%)
(Form ulaciones)
I. P. cebada +E 2.36 (1.42)a*
II. B. caña 4.26 (2.23)a
III. B. caña +E 5.77 (2.52)b
IV. H. encino +E 6.78 (4.31 )b
V. H. haya +E 6.86 (3.55)b
VI. V iruta + E 4.38 (2.47)a

* Letras diferentes en la columna indican diferencias significativas en los valores obtenidos de la

eficiencia biológica con la prueba de comparación de medias de Tukey (a<0,05).

Como se mencionó anteriormente, el presente trabajo es el primero en el que se

logra cultivar L. boryana en hojarasca de árboles de encino y haya, en la figura 9 se
pueden observar los carpóforos obtenidos en estos sustratos.
Los resultados obtenidos de la eficiencia biológica muestran que L edodes tuvo
mejor adaptación a las formulaciones así como a las condiciones físicas de cultivo, de
este experimento que L. boryana (tabla 10).
L. edodes presentó mejor rendimiento en la producción de cuerpos fructíferos en la
viruta de madera de encino (formulación VI.) tal como se esperaba, este sustrato resultó
óptimo para el cultivo de hongos del género Lentinula tal como lo demostró Mata et al.
(1990) al ser el encino su hábitat natural; el segundo mejor sustrato de cultivo fue la
hojarasca de haya (formulación V.) este sustrato al igual que en L. boiyana resultó ser
uno de los más óptimos para el cultivo de esta especie; se pueden observar los
carpóforos obtenidos en estos sustratos en la figura 10. L. edodes tuvo su rendimiento
más bajo en los sustratos paja de cebada suplementada (formulación I.), bagazo de
caña de azúcar suplementado (formulación III.) y hojarasca de encino suplementada
(formulación IV.).

Tabla 12. Eficiencia biológica (%) de L. edodes en los sustratos estudiados, con la
prueba de comparación de medias de Tukey (a<0.05).

Sustratos Eficiencia biológica

(Formulaciones) (%)
I. P. cebada +E 12.89 (12.42)a*
II. B. caña 17.88 (4.63)b
III. B. caña +E 13.41 (4.93)a
IV. H. encino +E 16.51 (10.02)a
V. H. haya +E 19.41 (1.92)b
VI. Viruta +E 29.03 (10.97)b

* Letras diferentes en la columna indican diferencias significativas en los valores obtenidos de la

eficiencia biológica con la prueba de comparación de medias de Tukey (a<0.05),
 Hojarasca de encino Hojarasca de haya

Figura 9. Carpóf oros de L boryana en hojarasca de árbol de en ciño y árbol de haya.

Viruta de encino Hojarasca de haya

Figura 10. Carpóforos de Lentinula edodese n viruta de en ciño y hojarasca de haya.

Los resultados estadísticos de la interacción entre especie y sustrato, muestran

diferencias estadísticas significativas (figura 11), indican que la degradación del sustrato
por el hongo, es controlado por la composición química de los diferentes sustratos, así
como por la disposición genética del hongo (Mata y Savoie, 2005). De esta manera, los

hongos aquí estudiados tuvieron un mejor desarrollo rnicelial eri la formulación de viruta

de encino+ E, principalmente L. edodes, esto puede deberse a que el árbol de encino,

es el sustrato natural de estas especies. Seguido de la viruta de encino - E, se demostró que

las hojarascas délos árboles de haya y encino, resultaron ser de todos, los mejores sustratos

37
para L. boryana. Los sustratos alternativos con mejor rendimiento de cultivo, fueron la
viruta de árbol de encino y la hojarasca de árbol de haya.

P. cabada+E B.caña+E I-I. huya+E

B. caña H.ancltio+E viruta
Formulaciones da sustratos

Figura 11. Interacción entre las especies de los hongos y las seis formulaciones. Las
letras diferentes en las barras, indican diferencias significativas con la prueba de rango
múltiple de Tukey (a<0.05).
6.3 Caracterización de Lentinula boryana y Lentínuia edodes
6.3.1 Compuestos volátiles identificados en los hongos
Los aromas detectados en los hongos, por el método de muestreo espacio de
cabeza (Head Space) estático acoplado a cromatografía de gases/espectrometrla de
masas, fueron identificados con la base de datos NIST05.L con valores desde 38 hasta
99 grados de similitud, entre los compuestos de la base de datos y los compuestos de
los hongos.
Los espectros de masas, de los compuestos volátiles identificados en L. boryana y L
edodes, se muestran en el apéndice (capítulo 9).

6.3.1.1 Compuestos volátiles identificados en Lentinula boryana

Se identificaron 7 compuestos volátiles en L. boryana (tabla 14), los aromas más
abundantes fueron la cetona 3-octanona, y los alcoholes 3-octanol y 1-octen-3-ol, este
último conocido como el “alcohol de los hongos" y reconocido como uno de los
compuestos que más contribuye al aroma típico de los hongos, junto con otros no
volátiles tales como carbohidratos, aminoácidos y compuestos azufrados. Así, de
acuerdo a lo anterior, se puede concluir que el hongo L. boryana presenta un sabor
agradable, ya que presenta de manera abundante compuestos volátiles de ocho
carbonos, los cuales son conocidos como los principales contribuidores a la calidad del
sabor en hongos (Combet et al., 2004). Además se ha reportado que la cetona 3-
octanona, y los alcoholes 3-octanol y 1-octen-3-ol, presentan una fuerte actividad
antibacteriana (García etal., 1997).
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Tabla 13. Compuestos volátiles identificados en Lentinula boryana.
A bundancia

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(%)

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6.3.1.2 Compuestos volátiles identificados en Lentinula edodes
En L. edodes se identificaron 8 compuestos volátiles (tabla 15), los aromas más
abundantes fueron la cetona 3-octanona, el alcohol 1-octen-3-ol, limoneno y por último
1,2,4 trithiolano, el cuál ha sido reportado por Hiraide et al. (2004) que es muy
importante en la calidad sensorial, y que junto con 1,2,4,6-tetratiofeno y lentionina,
generan los compuestos característicos del sabor “azufrado o sulfuroso" del hongo
shiitake.
Como se puede apreciar, ambas especies presentaron, como componente principal
a la cetona 3-octanona; no obstante, sólo la especie L boryana fue capaz de producir el
alcohol 3-octanol en casi todos los sustratos, esto tal vez, pueda servir en un futuro,
como marcador quimiotaxonómico entre ambas especies. Además, se ha reportado que
esta sustancia esta relacionada con la actividad antifúngica, mostrando una clara
inhibición en concentraciones de 86 ppm a 577 ppm contra hongos fitopatógenos
(Pérez, 2006), y como hormona de crecimiento del nematodo de la madera de pino
(Matzumori et al., 1989). Por otro lado, el limoneno ha sido reportado como un
compuesto con actividad insecticida, lo cual le confiere a este hongo una barrera contra
el ataque de plagas (Hammond et al., 2000).

42
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6.3.2 Análisis químico proximal de Lentinula boryana y Lentinuia edodes
En las tablas 16 y 17 se muestran los resultados del análisis químico proximal de los
hongos. Se encontró diferencias en los valores proximales entre ambas especies.
Cabe resaltar de manera primordial, el contenido de proteína, donde el porcentaje más
alto se presentó en un 16.43% para L. boryana y 20.91% para L edodes, ambos
valores presentes en los carpóforos cultivados en el sustrato hojarasca de árbol de
encino suplementado con polvo de encino (formulación IV.), superando a los carpóforos
obtenidos de viruta de árbol de encino suplementado (formulación VI.) con porcentajes
de 9.72% para L. boryana y de 11.54% para L edodes, el cual es el sustrato tradicional
de cultivo del hongo shiitake.
Respecto a la grasa cruda en los carpóforos, las cantidades son poco significativas,
en ambas especies de hongos. Se puede apreciar que tanto L, boiyana como L
edodes, presentan valores similares al hongo Agarícus bisporus (champiñón) en ei
contenido de grasa, siendo estos valores más bajos a los reportados por Chang y Miles,
(2004), para el hongo shiitake (tabla 16). Se apreció que los Carpóforos de L boryana
en los sustratos aquí estudiados presentan el valor energético más bajo, respecto a las
especies más cultivadas reportado por Chang y Miles, (2004), contrariamente los
carpóforos de L edodes cultivados en el sustrato hojarasca de haya suplementado
(formulación V.) superó los valores reportados para el hongo shiitake.
L. boryana y L edodes en este experimento presentan un contenido de proteina
aceptable respecto a las especies comerciales Agarícus bisporus (champiñón),
Pleurotus ostreatus (setas) y Lentinula edodes (shiitake)) reportados por Chang y Miles
(2004), como puede observarse en la tabla 16.
Con base en los resultados se puede mencionar que los sustratos aquí evaluados,
son óptimos para cultivar L. boryana y L. edodes, en cuanto a su calidad nutrimental, ya
que permiten obtener hongos con suficientes nutrimentos para ser empleados en la
alimentación humana.
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 7. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
7.1 Conclusiones
• Por primera vez, se logró el desarrollo de cuerpos fructíferos de Lentinula
boryana en paja de cebada, bagazo de caña de azúcar, hojarasca de árbol de
encino, hojarasca de árbol de haya, suplementados con polvo de madera de
encino.
• La adición de polvo de encino en el medio de cultivo, como suplemento,
favorece el desarrollo micelial.
• Uno de los aspectos más importantes para lograr una mayor producción de
carpóforos de Lentinula boryana es la selección y utilización de una cepa
vigorosa que logre una rápida adaptación y crecimiento en el sustrato.
• Lentinula boryana es un hongo comestible que dada su similitud con el
shiitake japonés podría llegar a tener gran potencial de cultivo en nuestro
país.
• Lentinula boryana y Lentinula edodes, contienen de manera abundante el
aroma llamado “alcohol de los hongos" 1-octen-3-ol.
• No obstante solo L. boryana fue capaz de producir 3-octanol, el cual puede
servir de marcador quimiotaxonómico entre ambas especies.
• Los resultados demuestran que el valor nutrimental de L boryana es
favorable en comparación con los hongos A. bisporus, Pleurotos y L edodes.
• La hojarasca de árbol de encino supiementada con polvo de encino, resultó
ser el mejor sustrato para ambas especies ai producir carpóforos con el más
alto contenido de proteínas.

7.2 Recomendaciones
• La cepa IE 17 de L. boryana podría utilizarse en estudios de mejoramiento y
selección genética, encaminados a la adaptación de esta especie al cultivo
comercial en sustratos alternativos. Se podría iniciar un programa de
entrecruzamíentos a partir del aislamiento de micelios monospórícos, con el
fin de obtener cepas mejoradas que presenten niveles más altos de
producción en tiempos más cortos.

49
Sería importante realizar muéstreos intensivos en el campo para aislar un
mayor número de cepas de L boryana, lo que permitiría contar con un banco
de germoplasma para enriquecer las opciones de cultivo de esta especie.
Con base en los resultados se puede mencionar que los sustratos aquí
evaluados, son óptimos para cultivar L. boryana y L edodes, en cuanto a su
calidad nutrimental, ya que permiten obtener carpóforos con suficientes
nutrimentos para ser empleados en la alimentación humana.
 8. BIBLIOGRAFÍA CITADA

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and Managenment 72:13-20.
 De 9. APENDICE

9.1 Espectros de masas de los com puestos volátiles identificados en Lentinula

boryana y Lentinula edodes.

3-octanona
Aburxiance

Sean 783 (4.562 rrin): BSSHIITAKEHED.D\ dala.ms

57
40000

3S00Q

36000

34000

32000

30000

28000
72
26000
99
24000

22000

20000

18000

16000

14000

12000

10000

8000

6000 PM
85
4000 128

2000
207 253 281
0 r-^y-rr-
100 120 140 160 180 200 220 240 260 280

rrV2->

3-octanol

?eak 3 ac Retención Time 33 . 2. 9

A - j :i d ¿i :c o 5 c ct n 599 ( 13. 293 i:i m ; : IC17BC.P
39
■> r, r. ", n

57
1-octen-3-ol
Abundance

S c a n 8 7 6 (S.OS4 rrin); S o S H I I T A K B i E D . D\ data.m s

5000 57

4500

4000

3500

3000

2500

2000

1500

1000
500

O
nYz->

D isulfuro de metilo

p,=ak
Abundance
1 a t R e t e n t i o n Time 1 0 . 29
Scan 239 (10.285 m m ) : I. E l 7PCnb . Ü {-)
28
30 0 0 0

PM
2000(
94

: oooo
45
14 133 1 () 9

AG 80 100 120 140 160 180 20u

G0 40

58
Benzaldehído
A b u n d a n c e

Scan 163 (4.514 rr-in): QSSWItTAKEVIR i .OX

500

4 50 PM H\ ^ °
400

350

300

250

200

150

i oo
so
O'
50 3 0 TOO 120 1-10 160 ISO 2ÔÛ 220 2-10

Bencenacetaldehido
Al5unciaiiCQ

1SOO
1460
1-too
^ 3SO
1300 H
12SO
7200
I7SO
71OO
-
1OSO
7o o o
oso
ooo
oso
ooo
750
roo
eso
eoo

I
500
450
- to o
3SO
PM
300
250i
200;

7SO-
TOO-
SO;

OO 70 £30 OO 70 0 7 10 120 130 1*70 IS O 1«SO 1 '/O TOO 1 OO 200 2 70

59
2-pentyífuran
Abundance

-4 0 0 0
3800

3000

3400'

3200

3000

2800

2000

2400

2200

2000

Ta o o
Te o o
T- t o o
T200
PM
TOOO
33
800

eoo
-too
I
200

o —
<30 70 80 ÔO TOO TTO 20 130 l^iû T£30 -mo ITO i tsû Tüû ¡200 í? i O
21
rvV — :

2-penten-1-ol
Abundance

S c a n 2 4 5 (4 9 0 3 m n ). Û 6SW Î)T A K I.;B C 1 D íc t e la »

6000

5800

5600

5400

5200

5000

4800

4600

4400
OH
4200

4000

3800
3600

3400

3200

3000

2800

2600

2400

2200

2000

1800

1600

14 00

1200

1000

aoo
600

400

200

50 60 70 BO ©O 10O 110 120 130 140 150 160 170 1ßÖ lOO 200 2lO

60
Lim oneno
Abundanco

Scan 2-30 (4.080 nin) ö6SHIITAKEBCCe.O\ctMt».r

400

300

3ÓO

3-30

320

300

200

200

2-tO

PM

SO SS 80 ßS 70 7S ÛO «6 OO OS 1 ß 1 2 0 1 ? iil3 0 l.1 6 5 4 0

1, 2, 4-trithiolano

Scan 3-30 {ö 670 r n) Ü6S»-3llTAl<eöCCir.D\clat« rr.»

11000 12-3

10500
PM

lOOOO

0500

OOOO

a500

OOOO

7500

7000

6300

6000

SSOOj

soool
I
-ts o o j

4000j
i
3300j
i
3000‘

2500 !

2000i

isool
iOOO¡

500
207

320 330 340 350 360 370 3ÖO 150 200 230