Tema 3 – Recuentos celulares: el hemograma

1. Introducción

> Hemograma → es una determinación analítica básica mediante la que se estudian los elementos formes de la
sangre desde un punto de vista cuantitativo y cualitativo.
> Está indicado en las siguientes situaciones:
 Chequeos y revisiones periódicas rutinarias.
 Sintomatología característica de enfermedades hematológicas, como fatiga, pérdida de peso, debilidad,
hematomas, hemorragias, etc.
 Sintomatología característica de enfermedades infecciosas, como fiebre, dolores, dificultad respiratoria,
diarrea, etc.
 Sospecha de enfermedades neoplásicas.
 Cirugías.
 Embarazo.
 Seguimiento de ciertos tratamientos medicamentosos, quimioterapia y radioterapia.
 Evolución de enfermedades crónicas, sobre todo renales.
> En el hemograma se incluyen:
 Los recuentos de los tres tipos celulares distintos presentes en la sangre: hematíes, leucocitos y plaquetas.
 Valor hematocrito.
 Parámetros morfológicos relativos al tamaño y forma de los hematíes (índices corpusculares) y plaquetas.
 La concentración sanguínea de hemoglobina.
 La proporción de los distintos tipos de leucocitos (fórmula leucocitaria).
 Se suele acompañar también de la determinación de la velocidad de sedimentación globular.

2. Parámetros analíticos incluidos en el hemograma

> El hemograma se realiza a partir de sangre total anticoagulada con EDTA, anticoagulante que mejor conserva la
morfología celular.
> Su realización implica el estudio cuantitativo y morfológico de las tres series celulares presentes en la sangre.

2.1. Serie roja

> Incluye:
 Recuento de hematíes.
 Determinación de la concentración de hemoglobina.
 Hematocrito.
 Índices corpusculares.
> Estos parámetros son fundamentales para el diagnóstico de las anemias, así como para evaluar su tipo, su
magnitud y sus causas.
> Valores oscilan, dependiendo de la edad del paciente, del sexo y de los métodos utilizados.
a) Recuento de hematíes (RBC)
> Número de hematíes por unidad de volumen sanguíneo
> El resultado se expresa como número de hematíes por microlitro en sangre.
> Recuentos por debajo de los valores normales → son indicio de algún tipo de anemia.
> Recuentos por encima de los valores normales → indican poliglobulia, eritrocitosis o policitemia.
b) Concentración de hemoglobina (HGB)
> Mide la cantidad de hemoglobina en un volumen determinado de sangre.
> El resultado se expresa como gramos de hemoglobina por decilitro de sangre (g/dl).
> Valores bajos de hemoglobina → pueden ser debidos a anemias, hemorragias, alteraciones,
alteraciones de la médula ósea, deficiencias nutricionales.
> Valores elevados de hemoglobina → suelen observarse en enfermedades respiratorias, en ciertas
cardiopatías y en algunas patologías medulares.
c) Hematocrito (HCT)
> Medida del volumen de la sangre que ocupan los hematíes y se define como el porcentaje del volumen
total de la sangre compuesto por hematíes.
> Su valor depende del número de hematíes y de su tamaño.
> Las causas de alteración son las mismas que alteran la concentración de hemoglobina.

Edad Eritrocitos Hemoglobina Hematocrito

♂ 4’30-5’75 13’5-17’2 39’5-50’5
18-65 años
♀ 3’90-5’20 12’0-15’6 35’5-45’5
1
 d) Índices corpusculares
> Índices corpusculares de los hematíes o índices eritrocitarios → aportan información sobre el tamaño
y la cantidad de hemoglobina que contiene los hematíes.
> Estos índices son de gran utilidad para identificar los distintos tipos de anemia y para diagnosticar su
causa.
> Cuando se usan métodos manuales, se calculan a partir de los valores medidos de hematocrito,
hemoglobina y recuento de hematíes.
> En los contadores hematológicos modernos, que efectúan medidas célula a célula, estos índices se
calculan como promedios de las mediciones individuales.

 Volumen corpuscular medio (VCM)

» Representa el tamaño promedio (volumen) de los hematíes de una muestra y se expresa en fentolitros
(fl).
» Se utiliza en la clasificación morfológica de las anemias.
» VCM por debajo del límite inferior del rango de normalidad → anemia microcítica.
» VCM dentro de los valores normales → anemia normocítica.
» VCM por encima del límite superior del rango de normalidad → anemia macrocítica.
» En metodología manual se calcula a partir del hematocrito y del recuento de hematíes, formula:
𝐻𝐶𝑇 · 10
𝑉𝐶𝑀 =
𝑅𝐵𝐶

 Hemoglobina corpuscular media (HCM)

» Es el valor promedio de la hemoglobina contenida en cada eritrocito y se expresa en picogramos (pg).
» Según el valor de HCM, las anemias se clasifican en:
 HCM por debajo del rango de normalidad → anemia hipocrómica.
 HCM con un valor normal → anemia normocrómica.
 HCM por encima del rango de normalidad → anemia hipercrómica.
» Manualmente, se calcula a partir de la concentración de hemoglobina y del recuento de eritrocitos,
formula:
𝐻𝐺𝐵 · 10
𝐻𝐶𝑀 =
𝑅𝐵𝐶

 Concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM)

» Valor promedio de la concentración de hemoglobina en los hematíes o, dicho de otra manera, la
cantidad media de hemoglobina (en gramos) que hay en un volumen determinado de hematíes (en un
decilitro).
» Relaciona la cantidad de hemoglobina presente con el tamaño de los hematíes.
» Es un valor útil en la clasificación de las anemias:
 CHCM disminuye en → anemias por déficit de hierro (ferropénicas) y talasemias homocigotas.
 CHCM aumenta en → esferocitsis, xerocitosis y enfermedad de células falciformes.
 CHCM dentro del rango de normalidad → anemias megaloblásticas.

 Amplitud de distribución eritrocitaria (ADE)

» Intervalo de distribución de eritrocitos (IDE), es un índice complementario del VCM puesto que da una
idea de la variación en el tamaño de los hematíes.
» Su elaboración requiere la medida individual del volumen eritrocitario de miles de hematíes, por lo que
solo se puede calcular en contadores hematológicos electrónicos.
» Valores de referencia para la ADE oscilan entre 11’6% y 14’5%.
» Los valores por encima del rango de referencia implican la presencia de hematíes de tamaños
diferentes, lo que se conoce como anisocitosis. Cuanto mayor es el valor de ADE mayor es la
variación en el tamaño de los hematíes.

 Amplitud de distribución de la hemoglobina (ADH)

» También llamada intervalo de distribución de la hemoglobina (IDHb), es una estimación del agrado de
dispersión de la concentración de hemoglobina en los hematíes.
» La ADH se define como la desviación estándar de las concentraciones de hemoglobina de los
hematíes.
» Los valores de referencia oscilan entre 2’2 y 3’2 g/dl.
» Valores de ADH por encima del rango de normalidad indican la presencia de hematíes con
concentraciones de hemoglobina muy diferentes, lo que se conoce como anisocromía.

2.2. Serie blanca

> El estudio básico de la serie blanca sanguínea incluye el recuento de leucocitos totales y el recuento
diferencial de los distintos tipos de leucocitos o fórmula leucocitaria.

2
a) Recuento de leucocitos
> Se define como el número de leucocitos por unidad de volumen sanguíneo.
> Se expresa como número de leucocitos en miles por microlitro de sangre o en mm cúbico.
> Resultados por encima de los valores normales se denominan → leucocitosis.
> Resultados por debajo de los valores normales se denominan → leucopenias.
> Recuentos por encima de 50·103/µl no debidos a procesos neoplásicos se denominan → reacciones
leucemoides.

b) Fórmula leucocitaria
> Consiste en el recuento diferencial de los distintos tipos de leucocitos presentes en la sangre: eosinófilos,
basófilos, neutrófilos, linfocitos y monocitos.
> Valores de cada uno de ellos se expresan como valores absolutos, en miles por microlitro de sangre, y
también como porcentaje respecto al total de leucocitos.
> Algunos contadores hematológicos electrónicos incluyen en la fórmula leucocitaria una sexta categoría →
las células grandes no teñidas (LUC).

 Eosinófilos
» Recuento de eosinófilos por encima de los valores normales → eosinofilia.
» Característico de procesos alérgicos e infecciones parasitarias.
» Valores bajos → eosinopenia.
 Basófilos
» Recuento de basófilos por encima de los valores de referencia → basofilia o basocitosis.
» Suele observase en casos de hipersensibilidad a algunos alimentos y medicamentos.
» Valores bajos → basopenia.
 Neutrófilos
» Recuento por encima del rango de normalidad → neutrofilia.
» Típica de procesos inflamatorios e infecciones bacterianas.
» En infecciones bacterianas → suele ir a acompañada de la presencia en sangre de formas jóvenes
de neutrófilos y mielocitos. → desviación a la izquierda.
» Presencia aislada de cayados se considera normal, siempre que su proporción no supere el 2%.
» Presencia de granulaciones prominentes en neutrófilos → granulación tóxica.
» Neutrofilia reactiva → cirugías, quemaduras, enfermedades autoinmunes, tratamiento con corticoides,
etc.
» Cuando la cifra de neutrófilos es inferior al límite bajo del rango de normalidad → neutropenia.
» Número de neutrófilos inferior a 200/µl → agranulocitosis.
 Linfocitos
» Valores elevados de linfocitos → linfocitosis.
» Causas más frecuentes → infecciones víricas y ciertos procesos neoplásicos hematológicos.
» En lactantes y niños pequeños, el número de linfocitos suele ser más elevado que el de neutrófilos →
linfocitosis fisiológica. Esta situación suele mantenerse hasta los 8-10 años, periodo en el que
disminuyen los linfocitos y aumentan los neutrófilos, hasta valores similares a los del adulto.
» La presencia de valores de linfocitos por debajo del rango de normalidad → linfopenia.
» Suele observarse en ciertas infecciones víricas (VIH) y como consecuencia del uso de ciertos
medicamentos.
 Monocitos
» Número alto de monocitos → monocitosis.
» Típica en → mononucleosis infecciosa producida por el virus de Epstein-Barr; infecciones por
microorganismos intracelulares y algunas neoplasias hematológicas.
» Número de monocitos por debajo de la normalidad → monocitopenia.
 Células grandes no teñidas (LUC)
» Se incluyen los linfocitos grandes estimulados (reactivos), los linfocitos atípicos y los blastos sin
actividad peroxidasa (linfoblastos y mieloblastos).
» Se admiten como valores normales de LUC cifras inferiores al 4%.
» Cuando los valores son superiores → está indicada la realización de extensiones sanguíneas y su
estudio microscópico.

c) Índice lo lobularidad (IL)

> Indica, de forma indirecta, la proporción entre leucocitos polimorfonucleares y mononucleares y el rango
de normalidad oscila entre 2 y 3.
> Valores superiores a 3 → predominio de células polilobuladas y posible patología asociada a granulocitos.
> Valores inferiores a 2 → predominio de células mononucleadas y posibles desviación izquierda o patología
linfoide o mieloblástica.

3
 d) Índice de actividad peroxidasa media de neutrófilos (IAPM)
> Toma valores normales entre -10 y +10.
> Valores anómalos pueden reflejar alteraciones de la serie mieloide.
> Los linfocitos no tienen actividad peroxidasa.

2.3. Plaquetas

a) Recuento de plaquetas
> Se define como el número de plaquetas por unidad de volumen sanguíneo.
> Se expresa como número de plaquetas por miles por microlitro.
> Valores elevados → trombocitosis.
> Valores disminuidos → trombopenia.
> Trombopenias → se realiza una extensión de la misma muestra analizada en el contador hematológico. Se
pueden descartar las denominadas psudotrombopenias producidas por agregación de las plaquetas
debido a una extracción dificultosa o a aglutinación espontánea en sangre anticoagulada con EDTA.

b) Plaquetocrito (PCT)
> Mide la fracción del volumen sanguíneo total ocupada por las plaquetas.
> Se expresa como porcentaje y sus valores normales oscilan entre 0’1 y 0’4%
> El PCT incrementa sus valores en todos aquellos estados fisiológicos o patológicos que cursen como
trombocitosis, aumento del volumen plaquetario medio o ambos.
> Es un dato con poco valor diagnóstico.

c) Volumen plaquetario medio (VPM)

> Valor promedio del tamaño (en volumen) de las plaquetas.
> Se expresa en fentolitros y sus valores normales oscilan entre 7 y 11 fl.
> Valores elevados → macrotrombocitopenia.

d) Índice de dispersión de plaquetas (IDP)

> Refleja el grado de variación morfológica de las plaquetas.
> Se expresa en forma de porcentaje y los valores normales oscilan en un intervalo amplio, entre 25% y
65%.
> Valores elevados → indican una gran diversidad en el tamaño de las plaquetas y suele acompañar a las
trombocitosis.

3. Métodos manuales para la determinación del hemograma

3.1. Recuentos celulares

> Recuentos celulares manuales se basan en:

1. Diluir la sangre total anticoagulada con EWDTA con el diluyente adecuado en una proporción determinada.
2. Cargar la dilución en una cámara de recuento o hemocitómetro (el más utilizado la cámara de Neubauer).
3. Contar bajo el microscopio con el objetivo 40x las células presentes en un volumen concreto de dilución.
4. Efectuar los cálculos necesarios para obtener el número de células/µl de sangre.

a) Cámara de Neubauer
> Portaobjetos especial de vidrio, de un grosor muy superior al de un portaobjetos convencional. Tiene una
franja central delimitada por dos surcos laterales y dividida en dos por un surco horizontal central.
> Cada una de las dos partes tiene grabada una cuadrícula
consistente en un cuadrado de 3x3mm (9mm 2).
> Para efectuar un recuento, se coloca el cubrecámara y se deposita
una pequeña gota de la dilución sanguínea en un extremo de la
franja central junto al borde del cubrecámara. Por capilaridad, se
distribuye homogéneamente por toda la cámara de recuento.
> Una vez cargada la cámara, se coloca en la platina del
microscopio, se deja reposar unos instantes para que las células
se sedimenten y se procede a contar las células presentes a una
zona concreta de la cámara.
> El recuento debe incluir todas las células depositadas en el
inte3rior del cuadrado grande, incluyendo las que estén en
contacto con dos líneas adyacentes de las cuatro que delimitan el
cuadro. Las que estén sobre las otras dos líneas no se cuentan.
> La última fase del recuento consiste en efectuar los cálculos necesarios, teniendo en cuenta la dilución
empelada y el volumen contado para dar el resultado en células/µl.

4
b) Recuento de hematíes
> Introducción
» El recuento de hematíes consiste en la determinación del número de eritrocitos presentes en un
volumen determinado de sangre (generalmente, en 1 mm3 o µl).
> Fundamento
» Para el recuento en cámara de glóbulos rojos, se diluye la sangre problema en un líquido apropiado y
posteriormente se deposita en la cámara de recuento, donde se cuentan las células presentes en
algunos cuadrados de uno de los retículos.
> Material necesario
» Pipeta diluidora de Thoma, para recuento de glóbulos rojos.
» Tubo de goma con boquilla, adaptable a la pipeta diluidora.
» Cámara de recuento, con un retículo tipo Neubauer mejorado.
» Cubre.
» Microscopio.
> Reactivos
» Líquido de dilución → éste debe ser isotónico con el plasma, para evitar la alteración morfológica e
incluso la lisis de los hematíes. Más utilizado → Hayem.
> Muestra
» Sangre capilar obtenida por punción del pulpejo de un dedo o sangre venosa prodecente de una
punción venosa y anticoagulada con EDTA.
> Técnica
» Situar un cubre sobre el retículo de la cámara.
» Aspirar la sangre hasta la señal de 0’5 o de 1.
» Limpiar cuidadosamente con una gasa.
» Aspirar líquido diluyente hasta la señal de 101.
» Desenganchar el tubo de goma de la pipeta y homogeneizar el contenido del bulbo.
» Desechar las 3 primeras gotas emitidas por la pipeta.
» Depositar la siguiente gota entre la cámara y el cubre.
» Dejar reposar la sangre diluida.
» Enfocar el retículo con el objetivo de 40x.
» Contar los hematíes presentes en 80 cuadrados pequeños del cuadrado grande central.
> Lectura de resultados
» Como se cuentan los hematíes presentes en 5 cuadrados medianos del cuadrado grande central, y
éste tiene 25 cuadrados medianos, hay que multiplicar por 5 la cifra obtenida en el recuento, para
calcular el número de hematíes que hay en un cuadrado grande.
» Como la longitud de cada uno de los lados del cuadrado grande central es de 1 mm, y la longitud del
espacio comprendido entre éste y el cubre es de 0,1 mm, hay que multiplicar por 10 el resultado
anterior, para determinar así el número de hematíes existentes, no en 0,1 mm 3, sino en 1 mm3.
» Como la sangre, previamente al recuento propiamente dicho, se diluye, hay que multiplicar el resultado
anterior por 100, si se ha partido de la sangre entera contenida hasta el enrase de 1, o por 200, si se ha
partido de la sangre entera contenida hasta el enrase de 0,5 (para calcular las diluciones realizadas no
se tiene en cuenta el líquido contenido en el tubo capilar largo de la pipeta diluidora, pues se considera
que éste no se mezcla con el resto a nivel del bulbo).
» En definitiva, para su cálculo puede emplearse la siguiente fórmula:
𝑅𝐵𝐶 = 𝐻 𝑥 5 𝑥 10 𝑥 𝐷
RBC = recuento de hematíes (número de hematíes por mm 3 de sangre)
H = hematíes contados en 5 cuadrados medianos.
D = factor de dilución (100 ó 200)

c) Recuento de leucocitos
> Fundamento
» El recuento de leucocitos consiste en la determinación del número de leucocitos presentes en un
volumen determinado de sangre (generalmente en 1 mm3).
> Material necesario
» El mismo que en el recuento de hematíes, pero la pipeta diluidora de Thoma ha de ser para glóbulos
blancos.
> Muestra
» La misma que en el recuento de los hematíes.

5
 > Técnica
» Es la misma que en el recuento de hematíes, pero se cuentan los leucocitos presentes en los 4
cuadrados grandes de las esquinas del retículo (cada uno de ellos está dividido a su vez en 16
cuadrados medianos).
> Reactivos
» El líquido de dilución más utilizado es el de Turck.
> Lectura de resultados
» Como se cuentan los leucocitos presentes en cuatro cuadrados grandes, hay que dividir por 4 la cifra
obtenida en el recuento, para calcular el número de leucocitos que hay en un cuadrado grande.
» Como la longitud de cada uno de los lados de los cuadrados grandes es de 1 mm, y la longitud del
espacio comprendido entre éstos y el cubre es de 0,1 mm, hay que multiplicar por 10 el resultado
anterior, para determinar el número de leucocitos existentes, no en 0,1 mm 3, sino en 1 mm3.
» Como la sangre previamente al recuento propiamente dicho se diluye, hay que multiplicar el resultado
anterior por 10, si se ha partido de la sangre entera contenida hasta el enrase de 1, o por 20, si se ha
partido de la sangre entera contenida hasta el enrase de 0,5.
» En definitiva, para su cálculo puede emplearse la siguiente fórmula:
𝐿 𝑥 10 𝑥 𝐷
𝑊𝐵𝐶 =
4
WBC = recuento de leucocitos (número de leucocitos por mm 3 de sangre).
L = leucocitos contados en 4 cuadrados grandes.
D = factor de dilución (10 ó 20).

3.2. Hemoglobina

> Fundamento
» Se basa en la transformación de la hemoglobina en cianmetahemoglobina mediante los siguientes
pasos:
 El ion ferroso (Fe2+) de la hemoglobina, en presencia de ferricianuro potásico, se oxida a ion férrico
(Fe3+), dando lugar a → metahemoglobina.
 A continuación, en presencia de cianuro potásico, la metahemoglobina pasa a
cianmetahemoglobina.
» La cianmetahemoglobina → es un compuesto estable, de color rojo, con un pico de absorción máximo a
540nm y cuya concentración puede ser determinada por método colorimétricos empleando un patrón de
concentración conocida.
> Material necesario
» Tubos de ensayo.
» Pipetas graduadas.
» Pipetas automáticas o pipetas Shali (diseñada para determinar la cantidad de hemoglobina. Esta
graduada).
» Espectrofotómetro o fotocolorímetro.
» Cubetas para colorimetría.
> Reactivos
» Reactivo de Drabkin.
> Muestra
» Sangre total anticoagulada con heparina o EDTA.
> Técnica
» Preparamos dos tubos rotulados como BL y PR.
» Mezclamos bien y dejamos incubar 10 minutos a Tª ambiente.
» El tubo BL → es el blanco de reactivos, porque el reactivo de Drabkin es de color amarillo y, aunque en
condiciones normales su absorción debe ser cero, nos aseguramos de no incluir errores en la técnica.
» El tubo PR → es el problema, y contiene la muestra y el reactivo de Drabkin. El color es estable durante 8
horas.
» El estándar se lee directamente, sin mezclar con reactivos, ya que está preparado como
cianmetahemoglobina equivalente a una concentración de hemoglobina de 20 g/dl.
> Lectura de resultados
» Se echa el contenido de los tubos en las cubetas para fotocolorimetría y se hace la lectura a 540nm.
» Cálculos:
𝐴𝑏𝑠𝑃𝑅 𝑥 20
= 𝑔 𝑑𝑒 ℎ𝑒𝑚𝑜𝑔𝑙𝑜𝑏𝑖𝑛𝑎/𝑑𝑙
𝐴𝑏𝑠𝐵𝐿

6
3.3. Hematocrito

a) Micrométodo
> Fundamento
» El HCT puede determinarse por métodos manuales o por métodos automáticos.
» Con los métodos manuales también se cuentan, junto con el volumen de los hematíes, el de los
leucocitos, el de las plaquetas y el del plasma que queda atrapado entre los hematíes.
» Por ello, el valor de HCT conseguido con métodos automáticos es más exacto y suele ser 102
unidades más bajo que el logrado con métodos manuales.
> Material necesario
» Tubos capilares de vidrio de 7 a 7,5 cm de longitud y 1 mm de diámetro interno. No están graduados y
son desechables.
» Si la muestra es sangre capilar, éstos han de estar heparinizado interiormente; mientras que, si la
muestra es sangre venosa y ha sido adecuadamente anticoagulada, pueden no estar heparinizados.
Los heparinizados tienen una franja roja en uno de sus extremos.
» Plastilina.
» Gasas.
» Una centrifuga de microhematocrito. Ésta consta de una especie de plato horizontal con unos surcos
para colocar los capilares, y permite aplicar una fuerza centrífuga de 12.000 a 15.000 r.p.m. durante un
tiempo controlado automáticamente.
» Una regla milimetrada o un lector de microhematocrito.
> Muestra
» Sangre capilar o venosa (debe ser recogida en tubos con EDTA).
» Si se utiliza sangre capilar, se ha de desechar la primera gota obtenida tras la punción.
» Si se emplea sangre venosa, se deberá homogeneizar perfectamente antes de su uso.
> Técnica
» La determinación ha de hacerse por duplicado.
» Llenar cada tubo capilar con la sangre. El llenado se efectúa por capilaridad y se realiza poniendo en
contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre, o introduciéndolo en el tubo de
sangre e inclinando éste, posteriormente, para facilitar el proceso.
» Limpiar el exterior de cada tubo con una gasa.
» Sellar el extremo de cada tubo por el que ha entrado la sangre con plastilina. Para ello, se hace
penetrar el tubo en la plastilina, o incluso se atraviesa ésta con aquél.
» Colocar, debidamente equilibrados, los tubos en la centrífuga. En ella los tubos se sitúan con su
extremo tapado hacia afuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos.
» Centrifugar los tubos a unas 12.000 r.p.m. durante 5 minutos.
> Lectura de resultados
» Puede realizarse de dos maneras:
 Midiendo las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y
calculando, seguidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante
una sencilla regla de tres.
𝑌 𝑥 100
𝐻𝐶𝑇 =
𝑋
X = plasma + hematíes Y = hematíes
 Mediante el lector de microhematocrito.
» Entre los valores obtenidos con los dos tubos no debe haber una diferencia superior al 2 % del mayor
de ellos. Si esta diferencia es superior al 2 %, se repite la determinación, pero alargando la
centrifugación a 10 minutos.

3.4. Fórmula leucocitaria

> Fundamento
» La fórmula leucocitaria o recuento diferencial leucocitario (RDL) consiste en la determinación del
porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.
> Material necesario
» Microscopio.
» Papel y lápiz o un registrador automático de células. (consiste en un aparato que tiene unas teclas).
» Cada tecla representa a un tipo de leucocito y hace una anotación cada vez que es presionada. Cuando el
número de anotaciones llega a 100, suena una alarma.
> Muestra
» Una extensión de sangre teñida con un colorante de uso habitual.

7
 > Técnica
» Preparar el microscopio para que tenga el condensador alto y el diafragma abierto.
» Enfocar la preparación con el objetivo de 10 x.
» Comprobar que la preparación es buena y elegir una zona en la que los hematíes no estén superpuestos y
los leucocitos se encuentren uniformemente distribuidos.
» Enfocar esa zona de la preparación con el objetivo de inmersión.
» Observar esa zona de la preparación mientras se describe un recorrido en forma de almenas o de greca.
» Simultáneamente a esto, se clasifican y se cuentan los leucocitos que se van encontrando a lo largo de
ese recorrido.
> Lectura de resultados
» Las células contadas pueden anotarse mediante un registrador automático de células.
» También puede hacerse mediante un lápiz y papel. Para ello se dibujan columnas que representen cada
una un tipo de leucocito, y se traza una raya en la columna correspondiente cada vez que se ve un
leucocito.
» Cuanto mayor es el número de leucocitos contados, más exacta es la determinación.
» Sin embargo, en la práctica sólo se cuentan 100 leucocitos o, como máximo, 200.
» Si se encuentra un mayor número de linfocitos que de neutrófilos (en el adulto) o más de un 10 % de
eosinófilos o más de un 12 % de monocitos, el RDL se hace contando 200 leucocitos y dividiendo,
posteriormente, el resultado obtenido entre 2.
» Si se conoce el WBC de la sangre, se puede calcular el número de cada uno de los tipos de leucocitos
que está presente en 1 mm3 de sangre. Esto se lleva a cabo con la siguiente fórmula:
𝑊𝐵𝐶 𝑥 %𝑇𝐿
𝑛º 𝑇𝐿 =
100
nº TL = número de un tipo de leucocito por mm 3 de sangre (valor absoluto)
WBC = recuento de leucocitos (número de leucocitos por mm 3 de sangre)
%TL = porcentaje que representa ese tipo de leucocito con respecto al resto (valor relativo)
> Fórmula leucocitaria
» Cayados → 0 – 2 %
» Neutrófilos → 50 – 70 %
» Eosinófilos → 0 – 8 %
» Basófilos → 0 – 1%
» Linfocitos → 20 – 40 %
» Monocitos → 4 – 6 %

4. Automatización del hemograma

> Contadores o autoanalizadores hematológicos → permite analizar un volumen grande de muestras en

tiempos reducidos (hasta 120 muestras/hora) con mayor exactitud, precisión, seguridad y sencillez que los
métodos manuales.
> Además, estos equipos proporcionan mayor información que los análisis manuales (cuantifican un mayor número
de parámetros) y para hacerlo necesitan un volumen reducido de sangre.
> Uso prácticamente universal de estos autoanalizadores para la realización rutinaria del hemograma en los
laboratorios de análisis.
> En la actualidad, la oferta comercial de contadores hematológicos es amplísima, y cubre de manera óptima las
necesidades de cualquier laboratorio de hematología.
> Se encuentran en el mercado desde contadores sencillos hasta complejos y potentes autoanalizadores.

4.1. Componentes de un contador hematológico

> Independientemente de la mayor o menor complejidad de la arquitectura interna de los contadores

hematológicos, todos ellos tienen unos componentes básicos comunes, que pueden agrupar en:
 Circuito hidráulico.
 Sistema neumático.
 Componente eléctrico y electrónico.
 Software específico.
> Los contadores cuentan también con un muestreador que aspira un volumen concreto de sangre total
desde el tubo primario para iniciar todo el proceso de medida. Los más versátiles tienen tres modos de
aspiración de muestra: manual con tubo abierto, manual con tubo cerrado y automuestreador.

a) Circuito hidráulico
> Dentro de este componente se pueden incluir:
» Depósito de reactivos → con contenedores para los distintos diluyentes, colorantes y reactivos
necesarios.

8
 » Distribuidores → dirigen las muestras y reactivos hacia los distintos canales y los tubos por los que
circulan todos los fluidos hasta los dispositivos de medida y desde estos hasta los contenedores de
desechos.
» Cámaras de mezclado y reacción → en las que la sangre se diluye con las soluciones adecuadas y
reacciona con los reactivos que permiten efectuar después las distintas mediciones.
» Cámaras de medida → por las que pasan las células una a una, inmersas en un flujo continuo, para
ser contadas y analizadas individualmente. La mayoría de los contadores, incorporan además un
hemoglobinómetro, en el que la cámara de medida cumple la función de la cubeta de un
espectrofotómetro.

b) Sistema neumático
> Suministra el juego de presiones necesario para que funcionen adecuadamente las válvulas y circulen los
fluidos por el circuito hidráulico.
> El componente principal de este sistema es un compresor-aspirador, capaz de generar presiones positivas
y negativas (vacío).

c) Componente eléctrico y electrónico

> Es fundamental para efectuar las mediciones y controlar la secuencia en la que se llevan a cabo las
distintas operaciones. Se incluyen:
» Fuentes de luz → halógena, láser, monocromática.
» Electrodos → para generar campos eléctricos.
» Transductores → como fotomultiplicadores, para transformar señales lumínicas en impulsos
eléctricos.
» Discriminadores → para diferenciar los distintos impulsos eléctricos generados por cada tipo celular.
» Amplificadores → para amplificar las señales eléctricas procedentes de los discriminadores.
» Convertidores analógico-digital.
» Sensores.
» Microprocesadores → para controlar y secuenciar los diferentes procesos.
» Terminales periféricos → par recogida, procesamiento y documentación de resultados (osciloscopios,
monitores, impresoras, etc.)

d) Software específico
> Todos los contadores hematológicos implementan un software específico con dos finalidades:
» Análisis de toda la información generada por el componente electrónico → para transformarla en
resultados y elaborar informes.
» Conexión con los sistemas informáticos generales del laboratorio y del centro para poder recibir y
trasmitir información.

4.2. Principios en los que se basan los contadores hematológicos

> El éxito de los contadores hematológicos se basa en el análisis de un número muy elevado de células, una
por una.
> Se utilizan dos principios básicos: la impedancia y la dispersión óptica.
> También existen contadores hematológicos que incorporan tecnologías de citometría de flujo con anticuerpos
monoclonales marcados con fluorocromos, sobre todo para diferenciar subpoblaciones leucocitarias.

a) Medida de la variación de impedancia

> La impedancia → se puede definir como la oposición que presenta un circuito eléctrico al paso de la
corriente.
> La aplicación del principio Coulter al recuento de células sanguíneas requiere, en primer lugar, la dilución
de la sangre total con un líquido conductor, es decir un diluyente electrolítico.
> El diluyente que se usa y la dilución que se aplica dependen del tipo celular:
» Para el recuento de hematíes → se suele diluir en una proporción 1/50.000 con un diluyente isotónico.
» Para el recuento de leucocitos → se suele diluir en proporción 1/500 con una solución electrolítica de
lisis, para liar los hematíes.
> En el recipiente que contiene la dilución sanguínea con las células en suspensión se introduce un tubo
lleno de diluyente que tiene, próximo al extremo, un pequeño orificio, cuyo diámetro dependerá del tipo
celular que se quiere contar (menor para hematíes y plaquetas y mayor para leucocitos).
> El dispositivo se completa con dos electrodos dispuestos a ambos lados de la abertura, uno externo (en el
seno de la suspensión celular) y otro interno (en el interior del tubo). Estos electrodos inducen una
corriente eléctrica de baja intensidad, que circula por el orificio.
> Para realizar el recuento, se genera una presión negativa en el tubo (vacío) por lo que se aspira un
volumen determinado de la suspensión celular, que atraviesa el orificio hacia el interior del tubo. Cada vez
que una célula atraviesa la abertura se genera un pulso, cuya intensidad es proporcional al tamaño de la
célula.

9
 > El número de pulsos generados equivale al número de células y la intensidad de cada pulso se relaciona
con el volumen celular.
> Entre las ventajas de esta tecnología están su sencillez, bajo coste, rapidez y marcada reproducibilidad.

b) Análisis de la dispersión óptica

> El dispositivo de medida consiste en un capilar, por el que circula la suspensión celular, que es atravesado
por un haz de luz.
> Para obtener buenos resultados, es necesario que las células que van a ser analizadas atraviesen el
haz de luz de forma individual. Esto se consigue con el denominado enfoque o centrado hidrodinámico.
> Consiste en inyectar la suspensión celular en el centro de una corriente laminar de diluyente, que rodea la
muestra a modo de cubierta protectora líquida. La cámara de medida tiene forma cónica, con el capilar
en posición central (a modo de embudo), de manera que cuando este flujo laminar penetra en el
capilar, estrecha la corriente central de la muestra lo suficiente para separar las células y alinearlas en una
hilera central que atraviesa el haz de luz.
> Dependiendo de la fuente de luz y de la forma de analizar las interferencias producidas por las células al
atravesar el haz de luz, se han desarrollado varios métodos, de los que los más representativos son:
 Método de campo oscuro
» El haz de luz que atraviesa el capilar incide sobre un disco opaco (disco de campo oscuro), que evita
que la luz alcance un fotodetector situado detrás.
» El haz suele provenir de una fuente halógena.
» Cuando el haz luminoso incide sobre una célula, se produce una dispersión de rayos de luz, que
inciden sobre el fotodetector. En este caso, el número de señales lumínicas detectadas es igual al
número de células presentes en el volumen de dilución medido, y la intensidad de la dispersión
lumínica de cada señal es proporcional al tamaño de cada célula.
 Método de rayo láser
» La fuente lumínica suele ser un láser de helio o neón, que produce luz monocromática de una
determinada longitud de onda.
» La suspensión celular se sitúa en un capilar; el rayo láser atraviesa el capilar e incide sobre un
detector.
» Cuando el rayo impacta sobre una célula, se producen fenómenos de absorción, difracción y
dispersión en todas las direcciones. La magnitud de estos fenómenos y los ángulos de dispersión de
la luz dependerán de las características de la célula iluminada en cuanto a tamaño, superficie celular
(lisa o rugosa), densidad nuclear, presencia de granulaciones citoplasmáticas, etc.
» Por cada célula que atraviesa el haz láser, se genera un conjunto de señales electrónicas que
aportan información cuantitativa y cualitativa.

4.3. Medidas de la serie roja y plaquetas

a) Canal de eritrocitos/plaquetas
> El recuento de eritrocitos y plaquetas se efectúa por variación de impedancia a partir de una dilución de la
sangre total con un diluyente isotónico y conductor.
> Ambos recuentos se efectúan en el mismo canal, con el mismo diámetro de abertura, discriminándose
unos de otros mediante umbrales basados en la intensidad de los pulsos generados.
> Es habitual que las cámaras de medida tengan tres orificios, de manera que el recuento se hace siempre
por triplicado.
> Para que el autoanalizador acepte el recuento, al menos dos de las tres medidas deben ser similares,
dentro de los límites marcados por el fabricante. Este recuento múltiple de cada muestra garantiza la
exactitud y reproducibilidad de los resultados y permite evitar posibles errores por obstrucción del orificio.
> A partir de los datos individuales de cada partícula, el contador genera los llamados histogramas de
distribución del tamaño, uno para los eritrocitos y otro para las plaquetas. En el eje X del histograma se
representa el tamaño de la partícula agrupado en clases y en el eje Y el número de partículas
contadas de cada tamaño.
> A partir de este canal se obtienen algunos parámetros del hemograma.

 Serie roja
» Recuento de hematíes → medición directa.
» Hematocrito → volumen total de todos los eritrocitos contados respecto del volumen total de sangre.
» Volumen corpuscular medio → valor medio de los volúmenes de cada eritrocito medidos
directamente.
» Histograma → distribución de eritrocitos.
» Amplitud de distribución eritrocitaria → el coeficiente de variación de los volúmenes eritrocitarios
individuales medidos.

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  Plaquetas
» Recuento de plaquetas → medición directa.
» Plaquetocrito.
» Volumen plaquetario medio.
» Histograma → distribución de plaquetas.
» Índice de dispersión de plaquetas → desviación estándar de los volúmenes plaquetarios
individuales medidos.

b) Canal de hemoglobina
> La mayor parte de los contadores tienen un canal independiente para medir la hemoglobina. Se
trata realmente de un hemoglobinómetro automático incorporado al equipo que mide la concentración de
hemoglobina por colorimetría mediante el método de la cianmetahemoglobina clásico o con ligeras
modificaciones.
> Este canal consta de:
 Una cámara de reacción → donde la sangre se mezcla con los reactivos adecuados para formar la
cianmetahemoglobina.
 Una cubeta de flujo → con un paso óptico determinado, una fuente de luz monocromática de la
longitud de onda adecuada (alrededor de 540 nm).
 Un detector → para medir la absorbancia o densidad óptica, que se traduce en concentración de
hemoglobina. Este valor puede presentar interferencias por lipemia e ictericia.
> Dependiendo del modelo de contador, la reacción química se puede realizar sobre una dilución de la
sangre total específica para este canal o sobre la misma dilución utilizada para el recuento de leucocitos,
en la que se utiliza un diluyente que lisa los hematíes y libera la hemoglobina.
> A partir de este canal, y en combinación con los datos obtenidos en el canal de eritrocitos/plaquetas, se
obtienen los siguientes parámetros:
 Concentración de hemoglobina → por medición directa.
 Hemoglobina corpuscular media.
 Concentración de hemoglobina corpuscular media.

c) Recuento automatizado de reticulocitos

> El recuento de reticulocitos ha sido el último en implementarse en los contadores hematológicos.
> Tinción específica cromogénica (azul de metileno) o fluorescente (auramina O) para poner de
manifiesto el ARN que contiene su citoplasma.
> En los contadores más sencillos, la tinción se realiza en tubo, fuera del aparato y se aspira directamente la
suspensión celular lista para su análisis.
> En los contadores más evolucionados, la tinción la realiza el propio aparato en una cámara de reacción y
posteriormente se pasa la suspensión celular a un canal óptico, en el que se mide la absorbancia o la
intensidad de fluorescencia (dependiendo del colorante utilizado) de cada célula.
> Los últimos modelos de contadores hematológicos suministran, además del recuento de reticulocitos, los
índices corpusculares reticulocitarios → volumen corpuscular medio reticulocitario (VCMr),
hemoglobina corpuscular reticulocitaria (CHr), concentración de hemoglobina corpuscular media
reticulocitaria (CHCMr) y anchos de distribuciones reticulocitarias (RDWr, HDWr).

4.4. Medidas de la serie blanca

> Los contadores hematológicos más sencillos tienen un único canal de impedancia específico para
leucocitos, en el que se efectúa un recuento total y un recuento diferencial de tres poblaciones, basado en
tamaños.
> Se utiliza un factor de dilución de la sangre menor que en el canal de eritrocitos/plaquetas (1/500) y una
abertura de orificio mayor (diámetro de alrededor de 100 µm).
> Los recuentos suelen realizarse también por triplicado, midiéndose alrededor de 8.000 células.
> Con los volúmenes medidos se construye un histograma de distribución de leucocitos en el que se fijan
umbrales para diferenciar cada población.
> Los contadores más evolucionados utilizan dos canales ópticos y se ayudan de tinciones citoquímicas para
obtener más información, con lo que se consiguen recuentos diferenciales de seis poblaciones.

a) Canal peroxidasa
> Peroxidasa → tinción más utilizada en contadores hematológicos.
> En la cámara de reacción se produce la lisis de los hematíes y un sustrato específico se transforma en un
precipitado oscuro por la acción catalítica de la peroxidasa presente en los leucocitos.
> Neutrófilos y eosinófilos → tienen mayor cantidad de peroxidasa → se tiñen más intensamente.
> Monocitos y basófilos → tienen menos peroxidasa → se tiñen más débilmente.
> Linfocitos y LUC → no contienen peroxidasa → no se tiñen.

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 > Una vez finalizada la reacción, la suspensión celular pasa a la cámara de medida, dotada de un sistema
óptico que mide la absorbancia de la célula, que es proporcional al contenido de peroxidasa y la dispersión
frontal de luz en ángulo bajo, que depende del tamaño de la célula.
> Con estos dos valores medidos en cada célula se construye un citograma bidimensional, representando en
el eje X la absorbancia y en el eje Y el tamaño.
> El análisis de las nubes de puntos permite diferenciar las siguientes poblaciones:
 Neutrófilos.
 Eosinófilos.
 Monocitos.
 LUC.
 Linfocitos.
> Finalmente, a partir de los datos obtenidos en este canal se calcula también el IAPM (índice de actividad
peroxidasa media de neutrófilos).

b) Canal de basófilos
> Canal específico basado en un sistema de lisis especial.
> El sistema consiste en utilizar un surfactante no iónico tamponado a pH ácido y realizar la reacción de
lisis a temperatura controlada. En estas condiciones, los hematíes y las plaquetas se lisan y la
membrana citoplasmática de todos los leucocitos, excepto los basófilos, se lisa también, quedando
los núcleos desnudos.
> En consecuencia, tras esta reacción de lisis, queda una suspensión celular compuesta por basófilos
enteros (son resistentes a este tipo de lisis) y los núcleos del resto de los leucocitos.
> La suspensión resultante se analiza en un canal óptico, donde se cuentan las células (o núcleos) y se
mide la dispersión de luz en ángulo bajo (que es proporcional al tamaño) y en ángulo alto (que es
proporcional a la complejidad nuclear).
> El recuento efectuado en este canal, denominado de leucocitos-basófilos o LB, es el que se informa como
recuento de leucocitos totales.
> Con los datos de dispersión se construye un citograma bidimensional, representándose en el eje X la
complejidad nuclear y en el eje Y el tamaño. En este citograma se observan tres zonas:
 Zona superior → se localiza la nube de puntos que corresponde a los basófilos ya que, al no haber
perdido el citoplasma, tienen un tamaño mucho mayor.
 Zona media → por debajo de los basófilos. Dos grandes nubes de puntos, correspondientes a:
» A la derecha → por su mayor complejidad o lobularidad, los núcleos desnudos de los leucocitos
polimorfonucleares.
» A la izquierda → por su menor complejidad o lobularidad, los núcleos desnudos de los leucocitos
mononucleares.
 Zona inferior → en ella se observa una pequeña nube de puntos correspondiente a los blastos.
> Tras el análisis de los datos de este canal, se obtienen los siguientes parámetros del hemograma:
 Recuento de basófilos → este valor se descontará del recuento de monocitos más basófilos obtenido
en el canal de peroxidasa para informar del recuento de monocitos.
 Índice de lobularidad → según la complejidad nuclear obtenida por la dispersión en ángulo alto.
 Alarma de desviación izquierda → cuando no hay una separación clara entre las nubes de
polimorfonucleares y mononucleares, es decir, cuando ambas nubes se solapan. Cuando hay
desviación izquierda aparecen leucocitos inmaduros en sangre periférica, como cayados,
metamielocitos y mielocitos, cuya complejidad nuclear es menor que la de los polimorfonucleares
maduros (los núcleos no están lobulados).
 Otras alarmas → basadas en la morfología nuclear diferencial, como la de blastos, linfocitos atípicos,
eritroblastos, etc.

4.5. Expresión de resultados y generación de informes

> Resultados numéricos → corresponden a la expresión cuantitativa de cada uno de los parámetros incluidos
en el hemograma.
> Resultados gráficos:
» Histogramas → proporcionan información sobre un único parámetro, relacionado el número de células
que expresan el parámetro y la intensidad con que lo expresan.
» Citogramas → proporcionan información sobre dos parámetros, situando cada célula en una posición
determinada de un espacio bidimensional en función de la intensidad con que expresan ambos
parámetros.
» Gráficos de flujo → representan el flujo de partículas por los distintos canales durante el intervalo de
medida y permiten descartar medidas alteradas por problemas mecánicos o hidrodinámicos, como
obstrucciones de los orificios o capilares.

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 > Alarmas → señalan posibles resultados anómalos que requieren comprobación, revisión o realización de
estudios posteriores. Pueden ser de dos tipos:
» Cualitativas → basadas en la detección de posibles alteraciones morfológicas, que requieren
comprobación mediante el estudio mircroscópico, manual o automatizado, de la extensión sanguínea.
Entre ellas: alarmas de blastos, desviación izquierda, linfocitos atípicos, eosinofilia, microcitosis,
macrocitosis, anisocitosis, drepanocitosis, esferocitosis, aglutinación de eritrocitos, plaquetas grandes,
aglutinación de plaquetas, etc.
» Cuantitativas → basadas en los recuentos celulares. Entre ellas, las alarmas de anemia/policitemia,
leucopenia/leucocitosis y trombopenia/trombocitosis.
> Todos estos resultados se muestran en dos informes → uno para el operador del aparato y otro para el
clínico solicitante.

4.6. Causas de error

a) Errores debidos a las limitaciones del equipo

> Suelen ser debidos a limitaciones en la metodología empleada en la realización de las medidas o a mal
funcionamiento o averías en cualquiera de los componentes del contador.
> Errores de coincidencia → se producen cuando dos o más células pasan por la zona detectora
simultáneamente o pegadas la una a la otra.
> Incapacidad del instrumento para discriminar → células de otras partículas o fragmentos celulares del
mismo tamaño. Fragmentos celulares, plaquetas agregadas, etc., pueden alterar los recuentos celulares.
> Variabilidad en la intensidad de las señales → generadas en las cámaras de medida en función de la
posición, axial (central) o periférica, de las células cuando atraviesan los orificios o capilares.
> Contaminación de los diluyentes → con partículas de polvo, lo que hace aumentar el resultado en los
recuentos celulares.
> Obstrucción de orificios o capilares → en las cámaras de medida, lo que hace disminuir el resultado en
los recuentos celulares.
> Contaminación entre muestras consecutivas → cuando a una con un recuento elevado al sigue otra
con un recuento normal o bajo.
> Presencia de microburbujas → que el equipo cuenta como células.
> Averías → en los sistemas eléctricos y electrónicos.

b) Errores debidos a la naturaleza de la muestra

> Coagulación parcial de la muestra → normalmente se debe a que la mezcla de la sangre con el
anticoagulante en los tubos no se ha efectuado inmediatamente tras la extracción.
> Falta de homogeneidad en la muestra → en el momento de la aspiración hacia el contador. La causa
suele ser una agitación deficiente, lo que se traduce en recuentos incorrectos. Este error es fácilmente
evitable, agitando suave y constantemente los tubos con la sangre.
> Presencia de grandes concentraciones de crioaglutininas1 → que produce macrocitosis (VCM
elevado), recuentos de hematíes disminuidos y elevación de CHCM.
> Hemólisis in vivo, lipemia e hiperbilirrubinemia (ictericia) → que provocan un aumento de los valores de
hemoglobina medida por el método de la cianmetahemoglobina.
1
Crioaglutininas → son anticuerpos, se les llama también aglutininas frías y son elaboradas en respuesta a
una infección y hace que los glóbulos rojos se aglutinen a bajas temperaturas. Niveles altos pueden causar
que la sangre aglutine en vasos sanguíneos.

4.7. Calibración y mantenimiento de los contadores hematológicos

a) Calibración
> Conjunto de operaciones, realizadas en unas condiciones específicas y controladas, con las que se
establece la correspondencia entre los valores indicados por el aparato y los representados por un
material de referencia.
> Este proceso implica, por una parte, la determinación de la desviación entre los valores instrumentales y
los de referencia y, por otra, los ajustes necesarios para corregir electrónicamente este sesgo analítico.
> De forma general, los autoanalizadores deben calibrarse:
 En el momento de su instalación.
 Cada vez que se cambia algún componente crítico del sistema.
 Después de reparaciones que impliquen alineación de las ópticas.
 De una manera sistemática, en los intervalos recomendados por los fabricantes.

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 b) Mantenimiento
> Engloba todas aquellas operaciones destinadas a mantener en condiciones funcionales ideales todos los
componentes del equipo.
> La mayor parte de los contadores multicanales tienen rutinas de mantenimiento periódico preestablecidas
y programadas.
> Antes de comenzar la aspiración de muestras, se realizan rutinas de arranque o circuitos de comprobación
de funcionamiento, que incluyen comprobación de niveles de reactivos, válvulas, compresores, bombas de
vacío y componentes electrónicos, recuentos basales de diluyentes, ajustes de hemoglobinómetro con
blanco de reactivos, etc.
> Una vez finalizada esta rutina de inicio, se introducen uno o varios controles, normalmente suministrados
por el fabricante, para comprobar el buen funcionamiento del equipo.
> Al terminar la jornada, se realiza una rutina de apagado, que básicamente consta de varios ciclos de
limpieza.

5. Morfología celular digital

> A pesar de la gran fiabilidad y reproducibilidad de los contadores hematológicos actuales, aproximadamente el
20% de las muestras, en el mejor de los casos, requieren comprobación mediante la observación microscópica
de la correspondiente extensión sanguínea. Los casos que se deben revisar suelen ser identificados por los
propios contadores mediante alarmas.
> La revisión se puede realizar de forma manual o automatizada. En este caso se utilizan extensores-teñidores
automáticos y sistemas de morfología celular digital.
> En la actualidad, los equipos modernos de hematología acoplan extensores-teñidores a los contadores e
implementan un software inteligente que decide, con base en las alarmas disparadas, qué extensiones hay que
realizar.

6. Velocidad de sedimentación globular

> Velocidad de sedimentación globular (VSG) o velocidad de sedimentación eritrocitaria o eritrosedimentación

→ mide la precipitación o sedimentación de los hematíes en un tiempo determinado.
> Se medía a una hora y a dos horas, e incluso se calculaba un índice que relacionaba ambas medidas: el índice
de Katz. Sin embargo, en la actualidad se considera que solo tiene importancia clínica la VSG a una hora.
> La VSG es un marcador temprano, similar a los reactantes de fase aguda, pero muy inespecífico, puesto que su
elevación no se relaciona con ninguna patología concreta.
> Los valores normales son inferiores a 15 mm/h en hombres y 20 mm/h en mujeres. Su determinación se
puede realizar por métodos manuales y automáticos.
> Índice de Katz → se mide en ml/h. Formula:
𝑉𝑆𝐺2ℎ
𝑉𝑆𝐺1ℎ +
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝐾𝑎𝑡𝑧 = 2
2

6.1. Método manual de Westergren

> Se realiza con sangre anticoagulada con citrato sódico al 3’8%, en una proporción de 4:1 (Tubo negro).
> Procedimiento:
1. Llenar con sangre anticoagulada una pipeta graduada.
2. Colocar la pipeta en un soporte que la mantenga en posición vertical, y de manera que quede sellada
en ambos extremos.
3. Poner en marcha un cronómetro.
4. Tras una hora, medir en la escala de la pipeta la distancia que han sedimentado los hematíes. El
resultado se expresa en mm/h.

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